( PDF ) Estudo da estabilidade a campo dos pesticidas carbofurano e quincloraque em água de lavoura de arroz irrigado empregando SPE-HPLC-DAD

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UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA

CENTRO DE CIÊNCIAS NATURAIS E EXATAS

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA

ESTUDO DA ESTABILIDADE A CAMPO DOS

PESTICIDAS CARBOFURANO E QUINCLORAQUE EM

ÁGUA DE LAVOURA DE ARROZ IRRIGADO

EMPREGANDO SPE E HPLC-DAD

DISSERTAÇÃO DE MESTRADO

Sandra Cadore Peixoto

Santa Maria - RS, Brasil

2007

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ESTUDO DA ESTABILIDADE A CAMPO DOS

PESTICIDAS CARBOFURANO E QUINCLORAQUE EM

ÁGUA DE LAVOURA DE ARROZ IRRIGADO

EMPREGANDO SPE E HPLC-DAD

por

Sandra Cadore Peixoto

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em

Química, Área de Concentração em Química Analítica, da

Universidade Federal de Santa Maria (UFSM, RS), como requisito

parcial para obtenção do grau de

MESTRE EM QUÍMICA

Orientador: Prof. Dr. Renato Zanella

Santa Maria – RS, Brasil

2007

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iii

Universidade Federal de Santa Maria

Centro de Ciências Naturais e Exatas

Programa de Pós-Graduação em Química

A Comissão Examinadora, abaixo assinada,

aprova a Dissertação de Mestrado

ESTUDO DA ESTABILIDADE A CAMPO DOS PESTICIDAS

CARBOFURANO E QUINCLORAQUE EM ÁGUA DE LAVOURA

DE ARROZ IRRIGADO EMPREGANDO SPE E HPLC-DAD

elaborada por

Sandra Cadore Peixoto

como requisito parcial para a obtenção do grau de Mestre em Química

Comissão Examinadora

______________________

Prof. Dr. Renato Zanella

(Orientador – Presidente)

______________________________

Prof. Dr. Ednei Gilberto Primel (FURG)

______________________________

Prof. Dr. Sérgio Machado (UFSM)

Santa Maria, 24 de julho de 2007

Aos meus pais, pelo apoio, pelo amor,

pela compreensão, por acreditar em

mim, suportando a saudade do dia-a-

dia e, principalmente, pela vida. Pai,

mãe, obrigado por vocês serem meus

pais. Amo vocês.

À Marcelo, pelo amor, pela

paciência e por incentivar sempre em

tudo que faço. Obrigado do fundo do

coração. Te amo.

Eu pedi força...

e Deus me deu dificuldades para me fazer forte.

Eu pedi sabedoria...

e Deus me deu problemas para resolver.

Eu pedi favores...

e Deus me deu oportunidade

Eu não recebi nada do que pedi...

mas eu recebi tudo de que precisava.

Obrigado Deus por todas as bênçãos que me concendeu.

Autor desconhecido.

AGRADECIMENTOS

Ao Prof. Dr. Renato Zanella, pela oportunidade, pela orientação, pela amizade,

e por acreditar na minha capacidade. Que Deus ilumine sempre teus caminhos.

Obrigado.

À Profª Drª. Martha Adaime pela sua dedicação em tudo que faz e por

incentivar sempre os trabalhos dos seus alunos.

Ao Prof. Dr. Ednei Primel pela participação na defesa da dissertação.

Ao Prof. Dr. Sérgio Luís de Oliveira Machado por proporcionar os estudos no

campus da UFSM. Obrigado pela sua disponibilidade.

Á UFSM pelo ensino de qualidade.

Aos professores da UFSM, que souberam ensinar e educar durante minha vida

acadêmica.

À coordenação de Pós-Graduação em Química pelo seu trabalho.

À secretária do LARP, Márcia Botega, pela sua disponibilidade em resolver

todos os probleminhas.

A todos os colegas do LARP pela convivência.

Às colegas Juliana e a Michele V. pela disposição sempre em me ajudar e pela

preocupação com os trabalhos realizados no LARP.

vii

À toda minha família que acreditou no meu trabalho e na minha capacidade.

À minha família Retore que me ensinou o valor de uma verdadeira amizade.

Aos meus irmãos, Diego e Jerry, que sempre me apoiaram e me ajudaram,

sabendo os momentos certos de dizer: calma mana.

À minha amiga Jana, pela amizade, pelo incentivo e por ter sido sempre

incansável em me ajudar. Obrigado.

À FATEC pelo apoio financeiro.

Agradeço à Deus por me dar a vida.

viii

Obrigado

Aos que me dão lugar no bonde

e que conheço não sei de onde,

aos que me dizem terno adeus

sem que lhes saiba os nomes seus,

aos que me chamam de deputado

quando nem mesmo sou jurado,

aos que, de bons, se babam: mestre!

inda se escrevo o que não preste,

aos que me julgam primo-irmão

do rei da fava ou do Hindustão,

aos que me pensam milionário

se pego aumento de salário

— e aos que me negam cumprimento

sem o mais mínimo argumento,

aos que não sabem que eu existo,

até mesmo quando os assisto.

aos que me trancam sua cara

de carinho alérgica e avara,

aos que me tacham de ultrabeócia

a pretensão de vir da Escócia,

aos que vomitam (sic) meus poemas

nos mais simples vendo problemas,

aos que, sabendo-me mais pobre,

me negariam pano ou cobre

— eu agradeço humildemente

gesto assim vário e divergente,

graças ao qual, em dois minutos,

tal como o fumo dos charutos,

já subo aos céus, já volvo ao chão,

pois tudo e nada são.

Extraído da antologia "Carlos Drummond de Andrade - Poesia completa",

Editora Nova Aguilar - Rio de Janeiro, 2002, pág. 313

RESUMO

Dissertação de Mestrado

Programa de Pós-Graduação em Química

Universidade Federal de Santa Maria

ESTUDO DA ESTABILIDADE A CAMPO DOS PESTICIDAS

CARBOFURANO E QUINCLORAQUE EM ÁGUA DE LAVOURA DE ARROZ

IRRIGADO EMPREGANDO SPE E HPLC-DAD

AUTORA: SANDRA CADORE PEIXOTO

ORIENTADOR: PROF. DR. RENATO ZANELLA

Data e Local da defesa: Santa Maria, 24 de julho de 2007

O uso de pesticidas no controle de pragas,doenças e ervas daninhas

que prejudicam culturas de interesse agronômico visa o aumento da produção.

A degradação dos compostos aplicados ou sua conversão em outros produtos,

não significa necessariamente perda da atividade biológica, e muitas vezes,

essa conversão pode resultar em produtos ainda mais tóxicos e ativos. O

estudo da persistência dos pesticidas nas lavouras é de grande importância

para avaliar os riscos de contaminação ambiental.

Neste trabalho desenvolveu-se e validou-se um método analítico,

utilizando SPE e HPLC-DAD, para a determinação residual do inseticida

carbofurano e do herbicida quincloraque em água de lavoura de arroz irrigado.

O método consiste na pré-concentração das amostras de água em cartuchos

de SPE contendo 500 mg de C18 seguida da eluição com metanol. Os extratos

foram analisados por HPLC-DAD com coluna Gemini C18 e detecção em 220

nm para o carbofurano e 270 nm para o quincloraque.

Na validação do método avaliou-se LOD, LOQ, linearidade, precisão

(repetitividade e precisão intermediária) e exatidão, avaliada pela recuperação.

Os valores de LOQ para o método foram 2 µg L

-1

para o carbofurano e 0,6 µg

-1

para o quincloraque. As curvas analíticas apresentaram linearidade entre

0,5 e 10,0 mg L

-1

para o carbofurano e 0,05 e 10,0 mg L

-1

para o quincloraque,

com valores de coeficiente de determinação maiores que 0,995.

O método apresentou boa precisão, com valores de RSD inferiores a

17,1%, e boa exatidão, com recuperações entre 82 e 112%. A detecção por

arranjo de diodos permitiu a confirmação e a quantificação de forma adequada

dos pesticidas em estudo.

Após validado, o método foi aplicado para analisar amostras de água de

lavoura de arroz irrigado de um experimento realizado no Campus da UFSM,

onde foram aplicados separadamente os pesticidas carbofurano e

quincloraque, nas safras 2006/2007.

O herbicida quincloraque apresentou maior persistência, com tempo de

meia-vida de aproximadamente 12 dias, e foram encontrados resíduos até o

42º dia após aplicação. O inseticida carbofurano foi bem menos persistente,

observando-se resíduos apenas até 5 dias após aplicação. Para carbofurano

não foi possível determinar o tempo de meia-vida e o seu metabólito, 3-

hidroxicarbofurano, não foi encontrado nas amostras analisadas.

Palavras-chave: pesticidas; água; HPLC-DAD

ABSTRACT

Master Dissertation

Programa da Pós-Graduação em Química

Universidade Federal de Santa Maria

STUDY OF FIELD PESTICIDE STABILITY OF CARBOFURAN AND

QUINCLORAC IN THE WATER OF IRRIGATED RICE CROPS

USING SPE AND HPLC-DAD

AUTHOR: SANDRA CADORE PEIXOTO

ADVISOR: PROF. DR. RENATO ZANELLA

Date and Place of the defense: July 24

, 2007, Santa Maria

The use of pesticides to control pests, diseases and weeds in crops of

agricultural interest aims at the increase of production. The degradation of

applied compounds or their conversion into other products, does not necessarily

mean the loss of biological activity, and many times, this conversion can result

in even more toxic and active products. The study of the pesticides’ persistence

in crops is of great importance in order to evaluate the risks of environmental

contamination.

In this study, an analytical method for the residual determination of the

insecticide carbofuran and the herbicide quinclorac in the water of irrigated rice

farming, using SPE and HPLC-DAD, was developed and validated. The method

consists of the pre-concentration of the water samples in SPE cartridges with

500 mg of C18 followed by elution with methanol. The extracts were analyzed

by HPLC-DAD with a Gemini C18 column and detection at 220 nm for

carbofuran and 270 nm for quinclorac.

In the method validation, LOD, LOQ, linearity, precision (repeatability and

intermediate precision) and accuracy (from the recovery) were evaluated. The

LOQ values for the method were 2 µg L

-1

for carbofuran and 0.6 µg L

-1

for

quinclorac. The analytical curves presented linearity between 0.5 and 10.0 mg

-1

for carbofuran and 0.05 and 10.0 mg L

-1

for quinclorac, with coefficient of

determination values higher than 0.995.

The method presented good precision, with RSD values lower than

17.1%, and good accuracy, with recoveries between 82 and 112%. The

detection by diode array allowed an adequate confirmation and quantification of

the pesticides in study.

After validation, the method was applied to analyze samples of water

from irrigated rice crops from an experiment carried out at the Campus of the

UFSM, where the pesticides, carbofuran and quinclorac, were applied,

separately, in the 2006/2007 harvests.

The herbicide quinclorac presented greater persistence, with a half life

time of approximately 12 days, and residues were found up to 42 days after the

application. The insecticide carbofuran was well less persistent, observing

residues only up to 5 days after application. For carbofuran, it was not possible

to determine the half life time and its metabolite, 3-hydroxycarbofuran, was not

found in the samples analyzed.

Keywords: pesticides; water; HPLC-DAD

LISTA DE FIGURAS

FIGURA 1.

FIGURA 2.

FIGURA 3.

FIGURA 4.

FIGURA 5.

FIGURA 6.

FIGURA 7.

FIGURA 8.

FIGURA 9.

FIGURA 10.

FIGURA 11.

FIGURA 12.

FIGURA 13.

Lavoura de arroz irrigado ..........................................................

Diagrama esquemático das vias de poluição ambiental por

pesticidas (BEYRUTH, 2003) ..................................................

Fórmula estrutural do carbofurano ............................................

Degradação e metabolismo do carbofurano (adaptado de

BARBOSA, 2004) ....................................................................

Fórmula estrutural do quincloraque ..........................................

Modelo do cartucho SPE ..........................................................

Etapas envolvidas na SPE (1: condicionamento, 2: percolação

da amostra, 3: lavagem e 4: eluição) .......................................

Foto do sistema SPE utilizado na pré-

concentração das

amostras de água ....................................................................

Diagrama demonstrando como foram estabelecidos o

valores de LOD e LOQ neste estudo

(R: ruído; S: sinal)

Cromatograma obtido por HPLC-DAD a 270 nm a pa

rtir da

solução analítica 5,0 mg L

-1

de carbofurano (t

: 7,9 min) e

quincloraque (t

: 9,5 min) ........................................................

Espectro de absorção molecular do carbofurano (10,0 mg L

-1

)

de 200 a 400 nm obtido por HPLC-

DAD a partir do seu sinal

cromatográfico (t

= 7,9 min) ...................................................

Espectro de absorção molecular do quincloraque (10,0 mg

-1

) de 200 a 400 nm obtido por HPLC-

DAD a partir do seu

sinal cromatográfico (t

= 9,5 min) ...........................................

Espectro de absorção molecular do 3-

hidroxicarbofurano

obtido por HPLC-

DAD a partir de uma solução analítica 10,0

mg L

-1

.......................................................................................

xii

FIGURA 14.

FIGURA 15.

FIGURA 16.

FIGURA 17.

FIGURA 18.

FIGURA 19.

FIGURA 20.

Curva analítica do herbicida quincloraque (HPLC-

DAD, 220

nm) obtida pelo programa Statgraphics

Plus 5.1 ...................

Curva analítica do inseticida carbofurano (HPLC-

DAD, 270

nm) obtida pelo programa Statgraphics

Plus 5.1 ...................

Cromatograma da solução analítica de carbofurano 5,0 mg L

-1

e quincloraque 1,5 mg L

-1

(em azul) e de uma amostra

fortificada no nível 3: carbofurano 20,0 µg L

-1

e quincloraque

6,0 µg L

-1

(em vermelho) .........................................................

Perfil de dissipação do pesticida carbofurano, nos canteiros

C1, C2 e C3, em amostras de água na safra de 2006

/2007

(■C1, ■C2, ●C3 e ▲média dos canteiros) ..............................

Cromatograma da amostra coletada no 2º dia após a

aplicação do pesticida carbofurano (t

= 7,18 min) em

lavoura de arroz irrigado ..........................................................

Perfil de dissipação do pesticida quincloraque, nos canteiros

C4, C5 e C6, em amostras de água na safra de 2006/2007

(■C4, ■C5, ●C6 e ▲média dos canteiros) ..............................

Cromatograma da amostra coletada no 2º dia após a

aplicação do pesticida quincloraque (t

= 9,5 min) em lavoura

de arroz irrigado

........................................................................

xiii

LISTA DE TABELAS

TABELA 1.

TABELA 2.

TABELA 3.

TABELA 4.

TABELA 5.

TABELA 6.

TABELA 7.

TABELA 8.

TABELA 9.

TABELA 10.

TABELA 11.

TABELA 12.

TABELA 13.

TABELA 14.

TABELA 15.

TABELA 16.

Herbicidas recomendados para a cult

ura do arroz irrigado no

Brasil ........................................................................................

Inseticidas recomendados para o controle das prin

cipais

pragas do arroz irrigado ...........................................................

Classificação dos agrotóxicos ...................................................

Pesticidas selecionados para este estudo ................................

Informações dos padrões sólidos .............................................

Condições cromatográficas otimizadas ....................................

Linearidade do método com detecção em 220 nm ...................

Linearidade do método com detecção em 270 nm ...................

alores estatísticos obtidos pela análise da regressão linear

para o quincloraque conforme o programa Statgraphics

Plus

5.1 ............................................................................................

Valo

res estatísticos obtidos pela análise da regressão linear

do carbofurano conforme o programa Statgraphics

Plus

5.1.............................................................................................

Resultados de LOD e LOQ

, do instrumento e do método, para

os pesticidas estudados ..........................................................

Resultados do RSD do instrumento .........................................

Resultados das recuperações dos analitos ..............................

Concentrações (em µg L

-1

) de carbofurano em amostras de

água de arroz irrigado ..............................................................

Concentrações (em µg L

-1

) de quincloraque em amo

stras de

água de arroz irrigado ..............................................................

Tempos de meia-vida do quincloraque .....................................

xiv

LISTA DE ABREVIATURAS E SÍMBOLOS

2,4-D - ácido 2,4-diclorofenoxiacético

a.C. - antes de Cristo

ACN - acetonitrila

ANVISA – Agência Nacional de Vigilância Sanitária

C – canteiro parcial da lavoura de arroz

C18 - Sílica modificada com hidrocarboneto linear C18

C8 - Sílica modificada com hidrocarboneto linear C8

CAS - Chemical Abstracts Service

C-H - Carbono-Hidrogênio

CONAMA – Conselho Nacional do Meio Ambiente

d.i. - diâmetro interno

DAD - Detecção por Arranjo de Diodos, do inglês Diode Array Detection

DDT - Inseticida de nome químico -2,2 bis (p-clorofenil)-1,1,1-tricloroetano

- dose letal para 50% das espécies testadas

ECD - Detecção por Captura de Elétrons, do inglês Electron-Capture Detection

EMBRAPA - Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária

EPA - Agência de Proteção Ambiental, do inglês Environmental Protection

Agency

FE - fase estacionária

FM - fase móvel

GC - Cromatografia Gasosa, do inglês Gas Chromatography

GC-MS - Cromatografia Gasosa acoplada à Espectrometria de Massas

ha – hectare

GUS – Índice de Vulnerabilidade de Águas Subterrâneas, do inglês

Groundwater Ubiquity Score

HPLC - Cromatografia Líquida de Alta Eficiência, do inglês High Performance

Liquid Chromatography

IDA - Índice Diário Aceitável

INMETRO – Instituto Nacional de Metrologia, Normalização e Qualidade

Industrial

IRGA - Instituto Riograndense do Arroz

IS - Índice de segurança

IUPAC - União Internacional de Química Pura e Aplicada, do inglês

International Union of Pure and Applied Chemistry

K - constante de velocidade

Koc - Coeficiente de adsorção à matéria orgânica do solo

Kow - Coeficiente de partição octanol-água

LARP - Laboratório de Análise de Resíduos de Pesticidas

LLE - Extração Líquido-líquido, do inglês Liquid-Liquid Extraction

LMR - Limite Máximo de Resíduos

LOD - Limite de Detecção, do inglês Limit of Detection

LOQ - Limite de Quantificação, do inglês Limit of Quantification

MAPA - Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento

MeOH - metanol

MMA - Ministério do Meio Ambiente

MS - Espectrometria de Massas, do inglês Mass Spectrometry

MSPD - Dispersão da Matriz em Fase Sólida, do inglês Matrix Solid Phase

Dispersion

n.d. - Não detectado

OCPs – Pesticida organoclorados

ODS - Octadecilsilano

pc - peso corporal

pH - Potencial hidrogenoiônico

pka - Constante de ionização ácida

r - Coeficiente de correlação

R - Recuperação

- Coeficiente de determinação

RP - Fase reversa, do inglês Reversed Phase

RSD - Desvio Padrão Relativo, do inglês Relative Standard Deviation

SBSE - Extração Sorptiva em Barras de Agitação, do inglês Stir Bar Sorptive

Extraction

SE - Extração com solvente, do inglês Solvent Extraction

xvi

FE - Extração com Fluído Supercrítico, do inglês Supercritical Fluid Extraction

SINDAG - Sindicato Nacional da Indústria de Defensivos Agrícolas

SPE - Extração em Fase Sólida, do inglês Solid-Phase Extraction

SPME - Microextração em Fase Sólida, do inglês Solid-Phase Microextraction

t½ - tempo de meia-vida

TLC - Cromatografia em Camada Delgada, do inglês Thin Layer

Chromatography

TOC – análise de Carbono Orgânico Total

- tempo de retenção

UP - Ultra puro

UV - ultravioleta

UV-vis - Ultravioleta e visível

v/v - Volume por volume

λ - comprimento de onda

xvii

LISTA DE APÊNDICES

APÊNDICE A.

APÊNDICE B.

APÊNDICE C.

Comparação dos valores estatísticos obtidos por modelos

distintos de curvas ana

líticas, conforme o programa

Statgraphics

Plus 5.1 .........................................................

Foto da lavoura de arroz no Campus da UFSM ...................

Determinação dos tempos de meia-

vida do quincloraque e

do carbofurano .....................................................................

100

102

103

xviii

LISTA DE ANEXOS

ANEXO A.

ANEXO B.

ANEXO C.

Dados referentes às datas de coleta das amostras de água d

lavoura de arroz irrigado do Campus da UFSM .........................

Limites máximos de resíduos: ANVISA........................................

Limites máximos de resíduos: CONAMA – Águas doces............

105

107

108

xix

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO ............................................................................................

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA ......................................................................

2.1 O arroz irrigado ...................................................................................

2.1.1 Principais espécies que prejudicam a produção do arroz irrigado.

2.1.2 Controle das pragas no arroz irrigado ...........................................

2.1.3 Pesticidas permitidos para o uso em arroz irrigado ......................

2.2 Os pesticidas ......................................................................................

2.2.1 História e legislação dos pesticidas ...............................................

2.2.2 Efeitos e perigos dos pesticidas ....................................................

2.2.3 Tipos de pesticidas ........................................................................

2.2.4 Toxicidade e classificação dos pesticidas .....................................

2.3 Determinação de pesticidas empregando métodos

cromatográficos .................................................................................

2.4 Pesticidas selecionados para este estudo .......................................

2.4.1 Carbofurano ...................................................................................

2.4.2 Quincloraque .................................................................................

2.5 Preparo de amostras para a determinação de resíduos de

pesticidas em água empregando Extração em Fase Sólida

(SPE) ..................................................................................................

2.5.1 Extração em Fase Sólida (SPE) ....................................................

2.5.2 Modos de operação na Extração em Fase Sólida (SPE) ..............

2.5.3 Etapas envolvidas na Extração em Fase Sólida (SPE) .................

2.6 Métodos

cromatográficos de determinação dos pesticidas

selecionados para este estudo .........................................................

2.7 Validação de métodos cromatográficos de análises ......................

2.7.1 Curva analítica e linearidade..........................................................

2.7.2 Exatidão..........................................................................................

2.7.3 Precisão.........................................................................................

2.7.3.1 Repetitividade .......................................................................

2.7.3.2 Reprodutibilidade ..................................................................

2.7.4 Limite de Detecção e Limite de Quantificação ..............................

2.7.5 Sensibilidade .................................................................................

2.7.6 Seletividade ...................................................................................

2.7.7 Recuperação .................................................................................

2.7.8 Robustez .......................................................................................

3 MATERIAIS E MÉTODOS ..........................................................................

3.1 Instrumentação ...................................................................................

3.2 Reagentes, solventes e materiais utilizados ....................................

3.3 Preparo dos padrões analíticos utilizados .......................................

3.4 Otimização do sistema HPLC-DAD ...................................................

3.4.1 Preparo e escolha da fase móvel ..................................................

3.4.2 Escolha da vazão da fase móvel ...................................................

3.4.3 Escolha do comprimento de onda de máxima absorção ...............

3.5 Otimização do sistema SPE ...............................................................

3.5.1 Escolha do formato do cartucho ....................................................

3.5.2 Escolha do adsorvente ..................................................................

3.5.3 Escolha do solvente de condicionamento do cartucho .................

3.5.4 Escolha do solvente de eluição dos analitos de interesse ............

3.6 Validação do método para amostras aquosas ................................

3.6.1 Curva analítica e linearidade .........................................................

3.6.2 Limite de detecção e limite de quantificação .................................

3.6.3 Precisão .........................................................................................

3.6.4 Recuperação .................................................................................

3.7 Aplicação do método desenvolvido em água de lavoura de arroz

irrigado ................................................................................................

3.7.1 Determinação dos pesticidas por SPE e HPLC-DAD.....................

3.7.2

Estudo da estabilidade dos pesticidas em lavouras de arroz

irrigado .................................................................................................

3.7.3 Determinação do tempo de meia-vida ...........................................

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ..................................................................

xxi

4.1 Condições cromatográficas otimizadas para a determinação dos

pesticidas em estudo por HPLC-DAD ..............................................

4.2 Validação do método analítico ..........................................................

4.2.1 Espectros de absorção molecular .................................................

4.2.2 Curva analítica e linearidade do método analítico .........................

4.2.3 Limite de detecção e limite de quantificação .................................

4.2.4 Precisão .........................................................................................

4.2.5 Recuperação .................................................................................

4.3 Aplicação do método .........................................................................

4.3.1 Coleta das amostras ......................................................................

4.3.2 Recebimento das amostras ...........................................................

4.4 Estabilidade dos pesticidas em amostras de água de lavoura de

arroz irrigado ......................................................................................

4.4.1 Determinação dos tempos de meia-vida dos pesticidas

selecionados neste estudo .....................................................................

5 CONSIDERAÇÕES FINAIS.........................................................................

TRATAMENTO DOS RESÍDUOS GERADOS ...............................................

SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS ............................................

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ..............................................................

APÊNDICES....................................................................................................

ANEXOS.........................................................................................................

100

105

1 INTRODUÇÃO

A cultura do arroz irrigado destaca-se nos estados do Rio Grande do

Sul e Santa Catarina pelo seu valor econômico e social, pois estima-se que

1,1 milhões de hectares são cultivados anualmente nesses estados.

Para a grande maioria da população da América Latina, o arroz

irrigado constitui-se no principal alimento, sendo responsável por 18% das

calorias e 12% das proteínas da dieta básica da população brasileira. Esta

cultura caracteriza-se também pelo uso intenso de agrotóxicos,

especialmente herbicidas e inseticidas, que associados ao manejo

inadequado da água de irrigação, pode resultar em carreamento destes

produtos para fora das lavouras, contaminando águas dos riachos, rios ou

lagoas.

A água é fundamental para o planeta. Nela, surgiram as primeiras

formas de vida, e a partir dessas, originaram-se as formas terrestres, as

quais somente conseguiram sobreviver na medida em que puderam

desenvolver mecanismos fisiológicos que lhes permitiram retirar água do

meio e retê-la em seus próprios organismos. A evolução dos seres vivos

sempre foi dependente da água.

Existe uma falsa idéia de que os recursos hídricos são infinitos.

Realmente há muita água no planeta, mas menos de 3% da água do mundo

é doce, da qual mais de 99% apresenta-se congelada nas regiões polares

ou em rios e lagos subterrâneos, o que dificulta sua utilização pelo homem.

A água é o constituinte mais característico da terra, ingrediente

essencial da vida. É talvez o recurso mais importante que a terra fornece à

humanidade. Embora se observe pelos países do mundo inteiro tanta

negligência e tanta falta de visão em relação a este recurso, é de se esperar

que os seres humanos tenham pela água grande respeito, que procurem

manter seus reservatórios naturais e conservar sua pureza. De fato, o futuro

da espécie humana e de outras espécies pode ficar comprometido a menos

que haja uma melhora significativa na administração dos recursos hídricos

terrestres.

A qualidade da água potável e a não-contaminação dos alimentos só

pode ser assegurada através de programas de monitoramento ambiental,

que minimizam o risco de poluição.

Com a crescente redução na disponibilidade de água potável para as

atividades humanas, o monitoramento de agrotóxicos no solo e na água

constitui um indicador importante para garantir que eles estejam sendo

utilizados de forma adequada e que não interfiram na qualidade das fontes

naturais de águas.

O uso de pesticidas, que são substâncias ou misturas que tem como

objetivo impedir, destruir, repelir ou mitigar qualquer praga na agricultura,

está muito difundido, pois são considerados essenciais para conseguir

melhores condições de cultivo e melhor produtividade.

Em arroz, os inseticidas e os herbicidas são normalmente aplicados,

pelo menos, em uma fase do desenvolvimento das plantas. O inseticida

carbofurano é muito utilizado na cultura de arroz irrigado para controlar as

pragas e o herbicida quincloraque para controlar as plantas daninhas que

prejudicam a produção do arroz.

A preocupação com a contaminação de ambientes aquáticos

aumenta, principalmente, quando a água é utilizada para o consumo

humano. A Comunidade Européia estabeleceu em 0,1 µg L

-1

a concentração

máxima admissível de qualquer pesticida em águas destinadas ao consumo

humano e em 0,5 µg L

-1

para o total de resíduos, sem deixar claro se deve-

se, ou não, considerar também produtos de transformação (CERDEIRA et

al., 2002).

O monitoramento dos pesticidas em água necessita de métodos para

a determinação e quantificação dos pesticidas na amostra. A Cromatografia

Gasosa (GC, do inglês Gas Chromatography) ou a Cromatografia Líquida

(LC, do inglês Liquid Chromatography), são métodos de separação dos

constituintes de uma matriz, cuja aplicação permite a análise qualitativa e

quantitativa de uma amostra.

Considerando a importância da água no mundo, bem como a sua

escassez, e a alta produtividade do arroz irrigado, este trabalho teve como

objetivos: (i) desenvolver e validar um método para a determinação de

carbofurano e quincloraque em amostras de água de lavoura de arroz,

utilizando SPE e HPLC-DAD; (ii) monitorar a estabilidade do inseticida

carbofurano e do herbicida quincloraque em água de lavoura de arroz

irrigado de um experimento a campo, realizado na área experimental do

Campus da Universidade Federal de Santa Maria, na safra de 2006/2007 (iii)

avaliar o tempo de persistência na água dos pesticidas selecionados neste

estudo.

2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA

2.1 O arroz irrigado

O arroz é uma planta da família das gramíneas que alimenta mais da

metade da população humana do mundo (EMBRAPA, 2007). É uma

gramínea anual classificada no grupo de plantas C-3 adaptada a ambiente

aquático. Esta adaptação é devida à presença de aerênquima no colmo e

nas raízes da planta, que possibilita a passagem de oxigênio do ar para a

camada da rizosfera (IRGA, 2007).

Para a expansão de seu potencial produtivo, a cultura requer

temperatura ao redor de 24 a 30 °C e radiação solar elevada, uma vez que a

disponibilidade hídrica não é um fator limitante, devido ao fato da cultura ser

produzida em condições de solo inundado.

O Brasil está entre os dez principais produtores mundiais de arroz,

com cerca de 11 milhões de toneladas para um consumo de 11,7 milhões de

toneladas base casca. Essa produção é oriunda de dois sistemas de cultivo:

irrigado e de sequeiro (EMBRAPA, 2005).

A produção deste cereal no Brasil é originária, principalmente, das

lavouras irrigadas do Rio Grande do Sul (RS) e Santa Catarina (SC) que, em

conjunto, respondem por quase 60% da produção nacional, sendo que

somente o RS contribui com cerca de 50%. A orizicultura gaúcha contribui

com 2,3% do produto interno bruto do Estado e 40% da produção de grãos

(IRGA, 2007).

Para poder ser cultivado com sucesso, o arroz necessita de água em

abundância e desenvolve-se bem mesmo em terrenos muito inclinados. É a

terceira maior cultura cerealífera do mundo, apenas ultrapassado pelo milho

e trigo.

Cerca de 150 milhões de hectares de arroz são cultivados anualmente

no mundo, produzindo 590 milhões de toneladas, sendo que mais de 75%

desta produção é oriunda do sistema de cultivo irrigado (EMBRAPA, 2005).

O arroz é um dos mais importantes grãos em termos de valor

econômico. É alimento básico para cerca de 2,4 bilhões de pessoas e,

segundo estimativas, até 2050, haverá uma demanda para atender ao dobro

desta população (BARBOSA, 2004).

O arroz está presente à mesa de dois terços da população mundial,

constituindo-se no alimento mais cultivado e consumido em vários países. O

seu cultivo é tão antigo quanto à própria civilização.

O arroz é um dos componentes básicos na alimentação da maioria da

população brasileira e é um dos alimentos com melhor balanceamento

nutricional, fornecendo 20% da energia e 15% da proteína per capita

necessária ao homem e, sendo uma cultura extremamente versátil que se

adapta a diferentes condições de solo e clima, é considerado a espécie que

apresenta maior potencial para o combate à fome no mundo (EMBRAPA,

2005).

A América Latina ocupa o segundo lugar em produção e o terceiro em

consumo. Assim como na Ásia, o arroz é um produto importante na

economia de muitos dos países latino-americanos pelo fato de ser item

básico na dieta da população, como nos casos do Brasil, Colômbia e Peru,

ou por ser um produto importante no comércio internacional, como no de

Uruguai, Argentina e Guiana, como exportadores, e de Brasil, México e

Cuba, entre outros, como importadores.

As várzeas subtropicais estão presentes nos estados do Rio Grande

do Sul (RS), Santa Catarina (SC) e Paraná (PR). No RS são encontrados

cerca de 5,4 milhões de hectares de várzeas e em SC aproximadamente

684 mil hectares. No PR, estima-se que existe cerca de 400 mil hectares, o

que totaliza uma área de cerca de 6,5 milhões de hectares de várzeas na

Região Sul do Brasil. Nessas várzeas, anualmente, são cultivados com arroz

irrigado cerca de 1,1 milhões de hectares, cuja produção supre mais de 50%

da demanda nacional (EMBRAPA, 2005).

O cultivo do arroz irrigado, por submersão do solo, necessita em torno

de 2000 L (2 m

) de água para produzir 1 kg de grãos com casca, estando

entre as culturas mais exigentes em termos de recursos hídricos (IRGA,

2007). Apesar desta alta exigência, a manutenção de uma lâmina de água

(Figura 1) sobre a superfície do solo traz uma série de vantagens para as

plantas do arroz.

Figura 1. Foto parcial da lavoura de arroz irrigado, mostrando a

submersão do solo em lâmina de água

A água necessária para a cultura do arroz irrigado deve ser captada

das fontes (rios, lagoas, barragens) de suprimento e conduzida até as fontes

consumidoras (lavouras). Estes procedimentos assumem um papel

importante, tanto para a garantia da produtividade, por meio de um correto

manejo da água, quanto para a composição dos custos de produção (IRGA,

2007).

A diferença de nível entre as duas fontes, em algumas condições

especiais, permite a distribuição da água por gravidade. Todavia, a situação

mais comum caracteriza-se por ser o nível da água inferior à cota da

localização da lavoura. Neste caso, a água a ser distribuída deve antes ser

elevada por meio mecânico (bombeamento).

2.1.1 Principais espécies que prejudicam a produção do arroz irrigado

Para alcançar os melhores rendimentos de grãos de arroz, as

lavouras devem crescer livres de pragas ou plantas daninhas. Esta

interferência é um dos principais fatores que limitam a produtividade e a

rentabilidade da cultura do arroz. As plantas daninhas são um dos principais

fatores limitantes da produtividade do arroz. Além dos efeitos diretos, através

da competição por nutrientes, água e luz, elas prejudicam a qualidade do

produto e servem como hospedeiras de pragas e doenças.

Dentre as espécies daninhas, o arroz vermelho merece um destaque

especial, por estar disseminado em quase toda a área cultivada com arroz

irrigado no Rio Grande do Sul. As plantas daninhas além de reduzir

significativamente o rendimento da lavoura de arroz irrigado e aumentar o

custo de produção diretamente, são responsáveis pelo aumento da umidade

dos grãos na colheita e pela redução no rendimento classificatório dos

grãos, bem como são hospedeiras de doenças e pragas (EMBRAPA, 2006).

No momento do estabelecimento da lavoura é onde há maior

competição com a cultura por parte das plantas daninhas, que se aproveitam

do fertilizante e da luz assim como do CO

; por isto é necessário um bom

controle de ervas daninhas para se ter sucesso no empreendimento.

Entre as pragas que reduzem a economicidade da cultura do arroz

irrigado na região subtropical do Brasil destacam-se espécies de insetos,

moluscos e pássaros, que causam perdas de produtividade de 10 a 35%.

Associados à ocorrência de pragas ainda existem os riscos de

impacto ambiental, decorrentes do crescente uso irracional de inseticidas

químicos aplicados para controle. O sistema de implantação da cultura é um

dos fatores que mais influenciam nos níveis de danos. As principais

diferenças são detectadas entre lavouras implantadas em solo seco com

posterior inundação (plantio direto e convencional) e lavouras de arroz pré-

germinado, havendo tendência dessas últimas serem as mais prejudicadas.

As espécies de insetos mais prejudiciais ao arroz irrigado são: Spodoptera

frugiperda (lagarta-da-folha), Oryzophagus oryzae (gorgulho-aquático),

Tibraca limbativentris (percevejo-do-colmo) e Oebalus poecilus (percevejo-

do-grão). Pomacea canaliculata e Argelaius ruficapilus são, respectivamente,

as espécies de molusco e pássaro mais daninhos à cultura.

2.1.2 Controle das pragas no arroz irrigado

Para alcançar altos rendimentos, é fundamental que o produtor

maneje as formas de evitar as pragas do arroz irrigado. As recomendações

técnicas para o controle de pragas na cultura do arroz irrigado no Rio

Grande do Sul, visam o emprego de medidas integradas capazes de reduzir

os danos à cultura.

Os principais métodos de controle das pragas do arroz irrigado são

(EMBRAPA, 2005):

a) Método cultural de controle de pragas:

O uso de métodos alternativos de controle necessita ser intensificado,

visando especialmente à redução do custo de produção e a preservação

ambiental. Os métodos culturais recomendados para o controle de algumas

pragas estão descritos a seguir:

● Uso de sementes certificadas, selecionadas para uma adequada

produção;

● Rotação de culturas, intercalando o tipo de produção em diferentes

períodos;

● Sucessão e integração com pecuária;

● Sistema de plantio, como por exemplo, a semeadura direta e

convencional.

b) Método de controle manual:

No caso de baixa infestação, podem-se retirar manualmente as

plantas daninhas, prejudiciais à produção de arroz.

c) Método de controle químico:

Devido as suas características próprias, a cultura do arroz irrigado

forma um agroecossistema peculiar, sensível à interferência de fatores

negativos como o uso indiscriminado de inseticidas.

O uso de herbicidas na cultura de arroz irrigado no Brasil teve seu

início na década de 1940 com o descobrimento dos herbicidas organo-

sintéticos do grupo do 2,4-D vindo após, os inibidores de fotossíntese. O uso

de herbicidas deve ter sempre o acompanhamento de um técnico (IRGA,

2005).

No Rio Grande do Sul, o plantio de arroz irrigado inicia no período em

que as temperaturas se elevam, ou seja, no mês de outubro, a fim de facilitar

a germinação do grão. A aplicação de pesticidas na cultura do arroz procede

da seguinte maneira:

- Pré-emergente: Aplicado logo após a semeadura do arroz até o início da

emergência das plântulas. É fundamental ter umidade de solo no momento

ou após a aplicação do pesticida, com o início da irrigação ou ocorrência de

chuva.

- Pós-emergente: Aplicado após o surgimento das plantas daninhas. Pode-

se classificar como pós-emergência inicial, quando as plantas apresentarem

de 2 a 4 folhas e, pós-emergência tardia, quando as mesmas estiverem com

4 a 8 folhas, no geral com o surgimento de perfilhos, necessitando doses de

herbicidas maiores.

2.1.3 Pesticidas permitidos para o uso em arroz irrigado

Apesar de existir no mercado um grande número de compostos para

controle de plantas daninhas, insetos, fungos e outros organismos que

prejudicam a produção de lavouras de arroz, existe uma demanda crescente

de novos produtos para controlar esses organismos, que cada vez são mais

resistentes.

Na Região Sul do Brasil, a cultura do arroz irrigado é atacada por

várias pragas, cujo dano pode prejudicar a produtividade e a qualidade dos

grãos colhidos.

O uso de pesticidas é ainda a principal maneira utilizada no campo

para a prevenção e o controle de pragas. Estes compostos, porém, são

potencialmente tóxicos ao homem, e a presença de seus resíduos nos

alimentos pode significar risco para a saúde do consumidor.

Na Tabela 1, estão relacionados os herbicidas recomendados para a

cultura do arroz irrigado, levando-se em consideração os produtos

disponíveis no mercado e a suscetibilidade das diferentes espécies daninhas

aos diversos ingredientes ativos.

Os inseticidas para o controle dos principais insetos prejudiciais ao

arroz irrigado, registrados no Ministério da Agricultura, Pecuária e

Abastecimento (MAPA), estão listados na Tabela 2.

2.2 Os pesticidas

Literalmente, o termo praguicida tem o significado de produto com a

capacidade de destruir pragas. A denominação pesticida, muito difundida

entre os povos de língua portuguesa e usual naqueles de língua inglesa, tem

o significado literal de algo com poder de destruir pestes. O termo defensivo

tem o significado de algo que serve para defender ou resistir ao ataque de

um inimigo qualquer. Um outro termo também em uso é agrotóxico, que tem

o sentido geral de incluir todos os compostos químicos usados na agricultura

(FAO, 2005).

A Agência Nacional de Proteção Ambiental (EPA) dos Estados Unidos

possui aproximadamente 900 produtos registrados como pesticidas. Desses,

em torno de 200 são produzidos em larga escala. Os 900 ingredientes ativos

incluem cerca de 250 herbicidas, 220 inseticidas, 175 fungicidas e

nematicidas e 45 rodenticidas (composto utilizado para matar roedores como

ratos), sendo os 210 restantes utilizados como desinfetantes ou para fins

diversos. Apesar de esses números variarem um pouco, uma vez que novos

produtos são sempre registrados e outros retirados do mercado, observa-se

nitidamente que os herbicidas, inseticidas, fungicidas e nematicidas

constituem a grande maioria dos compostos (EPA, 2007).

Os pesticidas ou praguicidas, são todas as substâncias ou misturas

que tem como objetivos impedir, destruir, repelir ou mitigar qualquer praga.

Tabela 1. Herbicidas recomendados para a cultura do arroz irrigado no Brasil

Nome Comum Nº CAS Grupo Químico IDA (mg kg

-1

pc)

Classe

Toxicológica*

2,4-D 94-75-7 ácido ariloxialcanóico 1 I

Azinsulfurom 120162-55-2

sulfoniluréia 0,1 III

Bentazona 25057-89-0 benzotiadiazinona 0,1 III

Bispiribaque-sódico 125401-92-5

ácido pirimidiniloxibenzóico 0,01 III

Carfentrazona-etílica 128639-02-1

triazolona 0,03 IV

Cialofope-butílico 122008-85-9

ácido ariloxifenoxipropiônico 0,003 III

Ciclossulfamurom 136849-15-5

sulfoniluréia 0,03 III

Clomazona 81777-89-1 isoxazolidinona 0,04 III

Dibrometo de diquate 85-00-7 bipiridílio 0,002 II

Dicloreto de paraquate 1910-42-5 bipiridílio 0,004 I

Etoxissulfurom 126801-58-9

sulfoniluréia 0,04 III

Glifosato 1071-83-6 glicina substituída 0,042 IV

Imazapique 104098-48-8

imidazolinona 0,5 II

Imazetapir 81335-77-5 imidazolinona 0,25 III

Metsulfurom-metílico 74223-64-6 sulfoniluréia 0,01 III

Molinato 2212-67-1 tiocarbamato 0,02 II

Oxadiazona 19666-30-9 oxadiazolona 0,005 III

Oxifluorfem 42874-03-3 éter difenílico 0,003 III

Pendimetalina 40487-42-1 dinitroanilina 0,1 III

Penoxsulam 219714-96-2

sulfonanilida triazolopirimidina 0,05 III

Picloram 1918-02-1 ácido piridinocarboxílico 0,07 III

Pirazossulfurom-etílico 93697-74-6 sulfoniluréia 0,006 III

Propanil 709-98-8 anilida 0,005 III

Quincloraque 84087-01-4 ácido quinolinocarboxílico 0,38 III

Sulfosato 81591-81-3 glicina substituída 0,03 III

Tiobencarbe 28249-77-6 tiocarbamato 0,01 III

Triclopir-butotílico

64700-56-7 ácido piridiniloxialcanóico 0,05 III

Trifluralina 1582-09-8 dinitroanilina 0,02 III

Fonte: AGROFIT, 2007

IDA = Ingestão Diária Aceitável

pc = peso corporal

* Classe toxicológica de acordo com a Tabela 3

Tabela 2. Inseticidas recomendados para o controle das principais pragas do arroz irrigado

Nome Comum Nº CAS Grupo Químico IDA (mg kg

-1

pc)

Classe

Toxicológica

Benfuracarbe 82560-54-1 metilcarbamato de benzofuranila 0,007 II

Beta-ciflutrina 68359-37-5 piretróide 0,02 II

Beta-cipermetrina 65731-84-2 piretróide 0,01 III

Bifentrina 82657-04-3 piretróide 0,02 II

Carbofurano 1563-66-2 metilcarbamato de benzofuranila 0,002 I

Carbosulfano 55285-14-8 metilcarbamato de benzofuranila 0,01 II

Ciflutrina 68359-37-5 piretróide 0,02 II

Cipermetrina 52315-07-8 piretróide 0,05 II

Deltametrina 52918-63-5 piretróide 0,01 III

Diflubenzurom 35367-38-5 benzoiluréia 0,02 IV

Esfenvalerato 66230-04-4 piretróide 0,02 II

Etiprole 181587-01-9 fenilpirazol 0,005 III

Fipronil 120068-37-3 pirazol 0,0002 II

Fosfeto de alumínio 20859-73-8 inorgânico precursor de fosfina 0,01 I

Fosfeto de Magnésio 12057-74-8 inorgânico precursor de fosfina 0,04 I

Fosfina 7803-51-2 inorgânico 0,01 I

Furatiocarbe 65907-30-4 metilcarbamato de benzofuranila 0,1 II

Imidacloprido 138261-41-3 neonicotinóide 0,05 III

Lambda-cialotrina 91465-08-6 piretróide 0,05 III

Malationa 121-75-5 organofosforado 0,3 III

Parationa-metílica 298-00-0 organofosforado 0,003 I

Permetrina 52645-53-1 piretróide 0,05 III

Pirimifós-metílico 29232-93-7 organofosforado 0,03 III

Terra diatomácea 14808-60-7 inorgânico 0,003 III

Tiametoxam 153719-23-4 neonicotinóide 0,02 III

Tiodicarbe 59669-26-0 metilcarbamato de oxima 0,03 II

Triclorfom 52-68-6 organofosforado 0,01 II

Zeta-cipermetrina 52315-07-8 piretróide 0,005 II

Fonte: AGROFIT, 2007

IDA = Ingestão Diária Aceitável

pc = peso corporal

* Classe toxicológica de acordo com a Tabela 3

Um pesticida pode ser uma substância química ou um agente

biológico que é lançado de encontro com as pragas que estiverem

destruindo uma plantação, disseminando doenças, incomodando pessoas,

etc. É utilizado no combate de diversas formas de seres vivos, tais como:

insetos, ervas daninhas, moluscos, pássaros, mamíferos, peixes,

nematelmintos e micróbios.

Não são necessariamente venenos, porém quase sempre são tóxicos.

Segundo SANCHES (2003), os pesticidas podem ser classificados

conforme a praga que eles combatem:

Acaricidas: para o controle de ácaros.

Bactericidas: para o controle de bactérias.

Fungicidas: para o controle de fungos.

Herbicidas: para o controle de plantas daninhas.

Inseticidas: para o controle de insetos.

Nematicidas: para o controle de nematóides.

Rodenticidas: para o controle de ratos e outros tipos de roedores.

Vermífugos: para o controle de vermes.

E também podem ser classificados em:

Orgânicos sintéticos: Carbamatos (nitrogenados), clorados, fosforados e

clorofosforados.

Inorgânicos: À base de arsênio, tálio, bário, nitrogênio, fósforo, cádmio,

ferro, selênio, chumbo, cobre, mercúrio e zinco.

Botânicos: À base de nicotina, piretrina, sabadina e rotenona.

2.2.1 História e legislação dos pesticidas

Os seres humanos têm usado pesticidas para impedir danos às suas

colheitas desde aproximadamente 500 a.C.. O primeiro pesticida conhecido

foi o enxofre. Por volta do século XV, começaram a ser utilizados elementos

químicos tóxicos como o arsênio e o mercúrio no combate a pragas em

colheitas. No século XVII, o sulfato de nicotina foi extraído das folhas de

tabaco para ser usado como pesticida. Já no século XIX, viu-se a introdução

de dois novos pesticidas: um derivado do Chrysanthemum Cinerariaefolium

da família asteraceae, e o rotenone que é derivado de raízes de legumes

tropicais (EMBRAPA, 2005).

Em 1939, Paul Müller descobriu que o DDT era um inseticida muito

eficaz. Transformou-se rapidamente no pesticida mais usado no mundo.

Entretanto, na década de 60, descobriu-se que o DDT provocava danos à

saúde de diversas espécies de aves, prejudicando sua reprodução e

oferecendo grandes riscos para biodiversidade. Rachel Carson escreveu o

livro best-seller Silent spring que criticava e alertava para o uso deste

pesticida.

Atualmente, o DDT é proibido em pelo menos 86 países (KAUSHIK,

2007). No entanto, ele continua sendo usado em algumas nações no

combate à malária e outras doenças tropicais, matando mosquitos e outros

insetos transmissores.

O uso de pesticidas dobrou desde a década de 1950, e cerca de 2,5

milhões de toneladas de pesticidas industriais são usados agora todos os

anos.

Na maior parte dos países, a venda ou uso de um pesticida deve ser

aprovada por uma agência do governo. Diversos estudos devem ser feitos

para indicar se o material é eficaz no combate as pragas.

Alguns pesticidas são considerados demasiadamente perigosos para

serem vendidos ao público geral. Somente pessoas ou organizações que

passaram por avaliações prévias podem comprar e supervisionar a

aplicação destes tipos de pesticida (TOMLIN, 2004).

A preocupação com a contaminação de ambientes aquáticos

aumenta, principalmente, quando a água é usada para o consumo humano.

A Comunidade Européia estabeleceu em 0,1 µg L

-1

a concentração máxima

admissível de qualquer pesticida em águas destinadas para o consumo

humano e em 0,5 µg L

-1

para o total de resíduos, sem deixar claro se deve-

se, ou não, considerar também os produtos de transformação.

A Agência de Proteção Ambiental dos Estados Unidos (EPA) e a

Organização Mundial da Saúde estabelecem níveis máximos para pesticidas

individuais em água destinada ao consumo humano, baseados em estudos

toxicológicos e epidemológicos.

No Brasil, a Resolução nº 357 / CONAMA, de 17/03/2005, estabelece

limites máximos de contaminantes em água dependendo do seu destino;

sendo que, dentre estes, estão alguns pesticidas organoclorados,

organofosforados e carbamatos. A Portaria nº 518 / ANVISA, de 25/03/2004,

do Ministério da Saúde (Padrão de Potabilidade da Água Destinada ao

Abastecimento da População Humana), estabelece limites de pesticidas em

águas destinadas ao consumo humano.

2.2.2 Efeitos e perigos dos pesticidas

O uso de agrotóxicos para minimizar com as pragas da agricultura

deve ser moderado e feito com alguns cuidados, senão, pode causar a

contaminação e desertificação do solo. O uso intenso de agrotóxicos pode

levar à degradação dos recursos naturais, em alguns casos de forma

irreversível, levando a desequilíbrios biológicos e ecológicos, entre eles a

contaminação dos lençóis freáticos e do próprio solo (EMBRAPA, 2007).

Os pesticidas podem apresentar perigo para os consumidores. Eles

oferecem ameaças também durante a manufatura, o transporte, durante

e/ou depois de seu uso.

O uso de pesticidas na agricultura, para o controle de pragas, também

pode oferecer riscos para as pessoas. Através do processo de seleção

natural, as pragas podem se tornar muito resistentes à ação do pesticida.

Os sistemas de produção intensivos elevam a necessidade de uso de

agroquímicos, os quais aumentam as concentrações residuais dos

agrotóxicos, ou de seus metabólitos que, por sua vez, podem comprometer a

qualidade de águas superficiais e subterrâneas. A deriva de agrotóxicos

ocorrida durante o processo de aplicação dos produtos, diminui a eficiência

da aplicação, além de comprometer a qualidade da flora e da fauna nativas,

assim como da água local e de outras regiões, sem falar da própria saúde do

trabalhador rural e de comunidades vizinhas. Se um produto fica mais tempo

no solo (alta adsorção) é maior sua possibilidade de degradar-se sem se

espalhar para outros ambientes através da lixiviação ou percolação das

substâncias, reduzindo o risco de contaminação (ALDER et al., 2006).

Além da degradação biológica, os pesticidas podem ser parcialmente

degradados através de processos químicos ou fotoquímicos, sendo

chamados de processos abióticos de degradação como oxidação, redução,

hidrólise e fotólise.

A Figura 2 mostra as várias formas de entrada dos agrotóxicos nos

compartimentos solo, água, bem como as vias de degradação e

deslocamento destes entre os diferentes ambientes.

Figura 2. Diagrama esquemático das vias de poluição ambiental por

pesticidas (BEYRUTH, 2003)

Assim, a água que chega aos nossos rios é produto do ciclo

hidrológico. A energia solar aquece a água, faz com que esta evapore, seja

Deriva

Escoamento

superficial

Volatilização

Sedimento

Agrotóxico

Chuva

Organismos

aquáticos

Água subterrânea

transportada pelo vento, condensada e precipitada. No solo, a ação da

gravidade leva esta água para os pontos mais baixos do terreno, até chegar

aos rios e oceanos, sendo que, parte dessa água atinge os lençóis

subterrâneos por infiltração. No ciclo hidrológico, o processo de evaporação

e precipitação age como um gigantesco destilador. A partir da condensação

inicia-se o processo de contaminação com a dissolução de gases nas gotas

da chuva, e no solo a água dissolve uma série de substâncias presente

(GÁNDARA et al., 2003).

Desse modo, os pesticidas com maior ou menor rapidez podem ser

transportados dentro do próprio solo ou para fora deste ecossistema.

FERRACINI et al. (2001) apontam a facilidade de uso dos modelos

matemáticos apresentados como índices ou como intervalos matemáticos,

tais como o índice de GUS, os critérios da EPA e o Método de GOSS. Os

parâmetros de entrada desses modelos são: Koc (em mL g

-1

), t ½ solo (em

dias), solubilidade em água (em mg L

-1

) e Constante de Henry (em Pa m³

mol

-1

(a) Critérios da EPA

Em resumo, os critérios de “screening” sugeridos pela EPA na análise

preliminar de riscos de contaminação de águas subterrâneas por pesticidas

são os seguintes:

- Solubilidade em água > 30 mg L

-1

. A solubilidade em água afeta o equilíbrio

da partição pelo controle das concentrações no meio difuso ar/água, como

também afeta as velocidades de processos de transferências como a

evaporação do agrotóxico que está presente no solo ou na água para o ar,

ou a adsorção do produto que está presente na água. Assim, ela é um

indicativo da facilidade do princípio ativo em lixiviar.

- Constante de adsorção à matéria orgânica do solo < 300-500. O Koc é

fator preditivo da biodisponibilidade do agrotóxico, uma vez que os produtos

hidrofóbicos (insolúveis em água) podem ligar-se reversivelmente ao

conjunto de carbono orgânico. O valor de Koc mede a tendência que um

composto químico tem de sofrer partição entre a fase sólida e a solução do

solo no sistema solo-água. Assim, como Koc mede a quantidade de carbono

orgânico adsorvido ao solo, é útil para estimar: a extensão em que um soluto

orgânico sofrerá partição no solo quando a água movimentar-se através do

perfil do solo; o grau em que os compostos químicos adsorverão na

superfície do solo; a partição durante o escoamento superficial do solo; a

partição em sedimentos aquosos.

- Constante da Lei de Henry < 10

-2

Pa m

mol

-1

- Meia-vida no solo > 2 - 3 semanas

- Meia-vida na água > 25 semanas. O t½ é útil para a comparação da

persistência relativa de diferentes agrotóxicos no meio ambiente. Assim, são

importantes para o entendimento do potencial de impacto no solo ou na

água.

(b) “Ground water ubiquity score” – GUS

O índice de GUS (índice de vulnerabilidade de águas subterrâneas) é

calculado através dos valores de meia-vida do composto no solo e do

coeficiente de adsorção à matéria orgânica do solo, não levando em

consideração outras propriedades como solubilidade em água. As faixas de

classificação dos compostos de acordo com sua tendência à lixiviação são:

GUS < 1,8: não sofre lixiviação

1,8 < GUS < 2,8: faixa de transição

GUS > 2,8: provável lixiviação

Os critérios propostos para a avaliação do potencial de contaminação

de águas superficiais são:

- Alto potencial de transporte associado ao sedimento: meia-vida no solo ≥

40 dias e Koc = 1000 ou meia-vida no solo ≥ 40 dias e Koc ≥ 500 e

solubilidade em água ≤ 0,5 mg L

-1

- Baixo potencial de transporte associado ao sedimento: meia-vida no solo <

1 dia ou meia-vida no solo ≤ 40 dias, Koc ≤ 500 e solubilidade em água ≥ 0,5

mg L

-1

ou meia-vida no solo ≤ 2 dias e Koc < 500 ou meia-vida no solo ≤ 4

dias e Koc ≤ 900 e solubilidade em água ≥ 0,5 mg L

-1

ou meia-vida no solo ≤

40 dias e Koc

≤ 900 e solubilidade em água ≥ 2 mg L

-1

- Alto potencial de transporte dissolvido em água: meia-vida no solo: meia-

vida no solo > 35 dias, Koc < 1.000.000 e solubilidade em água ≥ 1 mg L

-1

ou Koc ≤ 700 e solubilidade em água entre 10 e 100 mg L

-1

- Baixo potencial de transporte dissolvido em água: Koc ≥ 1.000.000 ou

meia-vida no solo ≤ 1 dia e Koc ≤ 100 ou meia-vida no solo < 35 dias e

solubilidade em água < 0,5 mg L

-1

As substâncias que não se enquadram e nenhum dos critérios acima

são consideradas como tendo potencial médio para poluírem águas

superficiais.

A volatilidade, que é a facilidade com que se evapora, também

interfere no comportamento do pesticida no ambiente. Quanto mais volátil o

produto mais rapidamente ele atinge o compartimento atmosférico e

dependendo de sua persistência o produto pode se mover a longas

distâncias.

Considerando que a quantidade de tempo que um pesticida fica no

ambiente é o tempo de meia-vida do produto (t½), o tempo no qual

determinado princípio ativo atinge 50% de sua concentração original é útil

para a comparação da persistência relativa de diferentes agrotóxicos no

ambiente. Assim, é importante para o entendimento do potencial de impacto

no solo e na água.

Os agrotóxicos possuem diferentes estruturas e atividades biológicas,

que os tornam bastante diferenciados quanto a seus efeitos de ordem

fitossanitária. Estes, aliás, são os principais motivos pelos quais são

amplamente utilizados na agricultura. Devido ao fato de serem

potencialmente tóxicos aos organismos, o destino destes produtos no

ambiente deve ser investigado (QUEIROZ et al., 2005).

Programas de monitoramento ambiental, realizados por meio de

estudos de campo bem planejados, são considerados por diversos autores

como o melhor método de avaliação e de minimização da poluição da água

subterrânea (COHEN et al., 1995; ALBANIS et al., 1998; AZEVEDO et al.,

2000; FILIZOLA et al., 2002). Esses estudos podem ser realizados

analisando-se diretamente a água e/ou o solo, uma vez que o potencial de

contaminação da água subterrânea por pesticidas depende da sua

mobilidade no solo. Devido ao grande número de princípios ativos utilizados

na agricultura, as análises exigem métodos multirresíduos eficientes e

capazes de detectar limites máximos de resíduos (LMR) estabelecidos pela

legislação e concentrações consideradas de alerta para a saúde humana

(SABIK, JEANNOT & RONDEAU, 2000). Além disso, quando se trabalha

com água subterrânea ocorrem outras limitações na interpretação dos

resultados de monitoramento como fator de diluição e repetibilidade na

coleta das amostras no mesmo ponto.

2.2.3 Tipos de pesticidas

Os pesticidas podem ser classificados como (ANVISA, 2005):

Fungicida (de acordo com a etimologia: fungi, fungos, e cida matar): é um

pesticida que destrói ou inibe a ação dos fungos que geralmente atacam as

plantas. A utilização de fungicidas sintéticos é muito comum na agricultura

convencional, todavia, representa um sério risco ao homem e ao meio-

ambiente, por se tratar de um produto muito tóxico e perigoso. No caso da

agricultura alternativa, mais conhecida como agricultura orgânica, o controle

dos fungos é realizado com produtos naturais e com técnicas alternativas de

manejo.

Herbicida (de acordo com a etimologia: herbi, erva, e cida matar): é um

produto químico utilizado na agricultura para o controle de ervas

classificadas como daninhas. Os herbicidas constituem um tipo de pesticida.

As vantagens da utilização deste produto é a rapidez de ação, custo

reduzido, mínimo efeito residual e não revolvimento do solo. Os problemas

decorrentes da utilização de herbicidas são a contaminação ambiental e o

surgimento de ervas resistentes.

Todos os herbicidas são tóxicos para os seres humanos em alguma

medida. Existem também herbicidas naturais.

Inseticida (de acordo com a etimologia: inseti, insetos, e cida matar): é um

tipo de pesticida usado para exterminar insetos, destruindo ovos e larvas

principalmente. Os inseticidas têm usos: domésticos, na agricultura e na

indústria.

2.2.4 Toxicidade e classificação dos pesticidas

Em grau variável, todo o composto com atividade de praguicida é

potencialmente tóxico ao homem e aos organismos vivos relacionados com

o seu ecossistema (SANCHES et al., 2003).

É recomendado utilizar herbicidas devidamente registrados no

Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) e cadastrados

na Secretaria de Agricultura dos estados que adotem o procedimento de uso

para a espécie de planta daninha que se deseja controlar. O número do

registro consta no rótulo do produto.

Uma medida freqüentemente utilizada para avaliar a toxicidade aguda

de pesticidas e outras substâncias químicas é a Dose Letal 50% (DL

). A

representa a quantidade (dose única) da substância necessária para

matar 50% dos animais testados nas condições experimentais utilizadas.

Nestes testes, emprega-se grande número de animais, uma vez que

mesmos indivíduos de uma mesma espécie podem exibir diferentes

respostas a determinado composto. Assim, alguns indivíduos podem ser

altamente resistentes ao composto testado, enquanto outros podem morrer

mesmo quando em contato com quantidades mínimas do produto

(SANCHES et al., 2003).

A toxicidade aguda dos pesticidas, medida pela DL

, varia muito

conforme o tipo de composto. Os inseticidas organofosforados e os

carbamatos são, em geral, muito tóxicos.

Conforme a legislação, os pesticidas estão agrupados em quatro

classes toxicológicas, em razão do perigo que eles podem apresentar para

os seres humanos, levando em consideração os valores de doses letais dos

produtos. De acordo com a Tabela 3, a identificação dos rótulos desses

produtos é feita por meio de faixas coloridas.

Tabela 3. Classificação dos agrotóxicos

Classe

Classificação

Cor da faixa no rótulo da

embalagem

I 0-50 Extremamente tóxico Vermelho vivo

II 50-500 Altamente tóxico Amarelo intenso

III 500-5000

Mediamente tóxico Azul intenso

IV >5000 Pouco tóxico Verde intenso

Fonte: ANVISA, 2005

Segundo a Portaria n° 007 de 13 de janeiro de 1981, do Ministério da

Agricultura, os produtos fitossanitários têm venda livre nas formulações

classificadas nas classes toxicológicas III, pouco tóxicos, e IV, praticamente

não tóxicos, e obrigatoriedade de venda controlada as formulações das

classes I, altamente tóxicos, e II, medianamente tóxicos, e aquelas com

características altamente poluentes que não tenham sido classificadas nas

classes I e II.

É obrigatório devolver as embalagens vazias (após a tríplice lavagem

das embalagens de produtos líquidos), no prazo de um ano após a compra

do produto, ao posto de recebimento indicado na nota fiscal de compra,

conforme legislação do MAPA (Lei 9.974 de 06/06/2000 e Decreto 4.074, de

04/01/2002).

2.3 Determinação de pesticidas empregando métodos cromatográficos

A utilização dos pesticidas em escala mundial possibilita sua detecção

em vários compartimentos ambientais. Como conseqüência, muitos deles

podem ser encontrados em baixas concentrações necessitando que

métodos analíticos, com alta sensibilidade e confiabilidade, sejam

desenvolvidas para aplicação nas mais diversas matrizes.

A cromatografia é preliminarmente uma ferramenta analítica para a

separação de misturas, combinada com análises qualitativas e quantitativas

das substâncias separadas. É uma poderosa e muito usada técnica de

separação dos componentes de uma amostra. Os componentes das

amostras são distribuídos entre duas fases, uma das quais permanece

estacionária, enquanto a outra elui entre os interstícios ou sobre a superfície

da fase estacionária. O movimento da fase móvel resulta numa migração

diferencial dos componentes da amostra. O mecanismo envolvido nesta

migração diferencial vai depender do tipo da fase móvel e estacionária

utilizado.

A fase móvel utilizada em HPLC deve possuir alto grau de pureza ou

ser de fácil purificação, dissolver a amostra sem decompor seus

componentes, não decompor ou dissolver a fase estacionária, ter baixa

viscosidade e ponto de ebulição, ser compatível com o detector utilizado, ter

miscibilidade completa em misturas e estar livre de oxigênio ou outros gases

dissolvidos, sendo filtradas e desgaseificadas antes do uso (COLLINS,

2006).

A cromatografia quando utiliza fases estacionárias apolares tem

inúmeras aplicações, tendo resolvido vários problemas, cujas soluções até

então eram consideradas muito difíceis. Algumas classes de compostos

facilmente separadas pela técnica de fase reversa são alcalóides, álcoois,

antibióticos, compostos aromáticos, barbitúricos, pesticidas e vitaminas.

Compostos fracamente iônicos (ácidos e bases) também podem ser

separados usando-se esta técnica, se a dissociação for suprimida pelo uso

de ácido, base ou solução-tampão, adicionado na fase móvel na escala de

pH 2-8 (COLLINS, 2006).

Para prevenir problemas de contaminação da água por agrotóxicos,

os países da Comunidade Européia adotam como concentração máxima

admissível 0,1 µg L

-1

por composto na água potável, sem no entanto,

ultrapassar 0,5

µg L

-1

ao considerar a soma de todos os compostos,

incluindo produtos de transformação tóxicos (EEC DRINKING WATER

DIRECTIVE, 1980; CERDEIRA et al., 2002). Para águas de superfície, o

limite máximo permitido é da ordem de 1 a 3 µg L

-1

(SLOBODNÍK et al.,

1997).

CAPELÓ et al. (2007) apresentaram uma revisão dos métodos

cromatográficos básicos para a determinação de pesticidas, assim como a

estabilidade dos pesticidas, o tratamento das amostras por SE, SFE, SPE,

MSPD, SPME e SBSE e as separações cromatográficas. Destacou que o

pH, os solventes de extração e as curvas de calibração são muito

importantes para a identificação e quantificação dos pesticidas.

MOREIRA et al. (2004) estudaram o monitoramento dos resíduos do

inseticida carbofurano e seu metabólito 3-hidroxicarbofurano em amostras

de água de tabuleiros de arroz irrigado, nas várzeas sistematizadas da

cultura, na desembocadura e no Rio Paraíba do Sul. O inseticida e seu

metabólito foram extraídos em cartuchos de octadecilsilano e analisados por

Cromatografia Líquida de Alta Eficiência com detecção por fluorescência. O

nível máximo de resíduos de carbofurano encontrado foi de 20,0 µg L

-1

. Até

49 dias após a aplicação do inseticida foram observados resíduos na faixa

de 1,0 µg L

-1

. O 3-hidroxicarbofurano não foi detectado em nenhuma das

amostras analisadas. A persistência do carbofurano foi curta na água de

tabuleiros.

LI et al. (2004) elaboraram uma revisão da persistência do

carbofurano em água e areia do mar. As amostras foram coletadas em

Laysan Island onde uma pequena área foi contaminada pelo inseticida

carbofurano. A. persistência do carbofurano foi investigada em um forno a 30

°C e em água destilada, e as amostras foram expostas a uma fonte de luz

artificial com 300 nm e à luz do sol direta. Os estudos em laboratório

mostraram que o tempo de meia-vida do carbofurano é de aproximadamente

40 dias.

BEKLOVÁ et al. (2003) avaliaram a toxicidade do carbofurano em

organismos aquáticos e terrestres, considerando que o carbofurano é um

pesticida do grupo carbamato e comumente usado como um inseticida na

agricultura. Este estudo foi avaliado pelo efeito do produto comercial

Furadan 350 F contendo carbofurano na concentração de 360 g L

-1

organismos de diferentes ambientes aquáticos e terrestres.

GÁNDARA et al. (2002) estudaram a comparação da SPE e da SPME

para o composto carbofurano em amostras de água analisados por

Cromatografia Líquida de Alta Eficiência com Detecção por Arranjo de

Diodos (HPLC-DAD). Ambos os métodos de extração podem ser aplicados

em amostras reais e fornecem resultados adequados.

VIDAL et al. (1997) elaboraram uma revisão comparando a resolução

dos cromatogramas e dos espectros de absorção obtidos pelo HPLC-DAD.

Através do uso do HPLC–DAD a quantidade de dados das misturas de

analitos é maior, pois os dados avaliados não são somente tempo de

retenção e absorbância, mas também o comprimento de onda em cada

região. Em geral os cromatogramas mostram o comprimento de onda de

máxima absorção para maximizar a sensibilidade, porém os extratos podem

ter maiores informações quando se aplica os espectrogramas de cada

analito obtidos por HPLC–DAD.

NAVALÓN et al. (2001) desenvolveram um método de determinação

de quantidades do inseticida fipronil utilizando SPME e Cromatografia

Gasosa acoplada à Espectrometria de Massas (GC-MS). O método foi

aplicado para checar a existência eventual de fipronil em amostras limites de

água e solo em Granada, na Espanha, bem como em amostras de urina

humana.

MURUGESAN et al. (2007) investigaram a degradação fotocatalítica

do carbofurano em solução aquosa usando Degussa P-25 TiO

e ZnO como

fotocatálise. O processo de degradação foi monitorado usando análise TOC

(análise de carbono orgânico total), HPLC, GC-MS e Espectrofotômetro

Ultravioleta e visível (UV-vis).

JIMÉNEZ et al. (2007) compararam estudos de procedimentos de

preparo de amostras para determinar fipronil em polem por GC-MS GC-

ECD. O Detector por Captura de Elétrons é suficientemente sensível para

determinar fipronil em concentrações a nível traço, mas recomenda-se o

detector Espectrômetro de Massa para a identificação da presença de

fipronil em amostras de polem.

QUEIROZ et al. (2005) desenvolveram métodos de determinação dos

herbicidas hexanione e tebutiuron em amostras de água. A extração foi

realizada com diclorometano e a análise por Cromatografia Líquida de Alta

Eficiência acoplada à Detecção no Ultravioleta (HPLC-UV). Este método foi

eficiente para a determinação dos herbicidas em amostras de água.

TOPUZ et al. (2005) avaliaram o método de determinação simultâneo

de quatro (04) pesticidas (folpet, clorotalonil, quinometionate, tetradifone) e

um (01) herbicida (trifluralina) em sucos de frutas. O método envolve a pré-

concentração de 25 g de amostras de suco de frutas em cartuchos de

extração em fase sólida C18. Os pesticidas foram separados e quantificados

por HPLC com fase reversa e Detector de Arranjo de Diodos (DAD) a 220

nm e 260 nm. Os limites de detecção dos pesticidas investigados estavam

entre 0,5 e 1,0 µg kg

-1

e as curvas de calibração mostraram uma linearidade

maior que 0,9988. Este estudo validou o método para pastas de frutas de

maçãs e pêssegos.

HUSSAIN et al. (2006), avaliaram a influência da temperatura,

umidade e atividade microbiológica na degradação e persistência dos

pesticidas carbosulfan, carbofurano, cialotrin, endosulfan e monocrotofós,

com a ajuda da incubação em laboratório e estudos em solo arenoso.

RODRIGUES-CUESTA et al. (2005), desenvolveram e validaram um

método de determinação de pesticidas em águas superficiais através de

curvas de resolução multivariadas e utilizando as informações geradas pelo

HPLC-DAD. Quatro dos pesticidas (vinclozolin, clorfenvinfós, tebuconazole

e paration-etílico) das amostras analisadas mostraram sobreposição dos

espectros, sendo difícil de quantificar. Os parâmetros das figuras de mérito

(seletividade, precisão e limite de detecção) foram utilizados para a

validação.

2.4 Pesticidas selecionados para este estudo

Dentre os principais pesticidas empregados na agricultura brasileira,

foram escolhidos os pesticidas carbofurano e quincloraque, devido ao seu

grande emprego na cultura do arroz irrigado da região central do Rio Grande

do Sul, segundo pesquisas realizadas nas casas agrícolas da região.

Os pesticidas selecionados para este estudo e recomendados para

uso em arroz irrigado estão listados na Tabela 4.

Tabela 4. Pesticidas selecionados para este estudo

IDA pc LMR IS

Ingrediente

ativo

Grupo químico

(mg kg

-1

) (mg kg

-1

) (dia)

Carbofurano

metilcarbamato de

benzofuranila

0,002 0,2 30

Quincloraque

ácido

quinolinocarboxílico

0,38 0,05 90

Fonte: TOMLIN, 2000; GARP, 1999; USEPA, 2005

pc = peso corporal; IDA = Ingestão diária aceitável; LMR = Limite máximo de resíduos;

IS = Intervalo de segurança

2.4.1 Carbofurano

Figura 3. Fórmula estrutural do carbofurano

Nome comum: carbofurano

Grupo químico: carbamato

Nome químico (IUPAC): 2,3-dihidro-2,2-dimetilbenzofuran-7-metilcarbamato

Classe: inseticida, nematicida

Fórmula molecular: C

Número no CAS: 1563-66

Massa molar: 221,3 g mol

-1

Classe toxicológica: I

log P = 1,52 (20 ºC)

Pressão de vapor: 0,072 mPa (20 °C)

: 4,557 x 10

-5

Pa m

mol

-1

Solubilidade em água: 320 mg L

-1

(20 ºC), 351 mg L

-1

(25 ºC)

Intervalo de segurança: 30 dias

Nomes comerciais: Candor (Pesticides India), Curater (Bayer CropScience),

Diafuran (Hokko), Furan (Agrochem), Reider (Agricultura nacional), Yaltox

(Bayer CropScience).

O carbofurano é um sólido cristalino branco (ponto de fusão entre 153

e 154 °C), pouco solúvel em água. É um inseticida e nematicida, do grupo

dos carbamatos, que apresenta curta persistência no ambiente e pequeno

deslocamento para regiões adjacentes, sendo efetivo por contato, ingestão e

por ação sistêmica. As formulações de carbofurano são aplicadas no mundo

inteiro na agricultura e em 1995, mais que 20 (vinte) milhões de reais de

carbofurano foram aplicados nos Estados Unidos. O uso do carbofurano tem

sido assunto intensivo, não somente por ter duas possibilidades de uso, mas

também por ter uma toxidade oral muito alta.

O DL

para o carbofurano é de 11 mg kg

-1

de peso corporal em ratos.

O paration, que é um pesticida organofosforado extremamente tóxico, tem

um DL

de 8 mg kg

-1

(KATSUMATA et al., 2005).

O carbofurano é um composto relativamente solúvel em água e é de

fácil degradação no meio ambiente através da hidroxilação do anel

benzofuranil, com formação do 3-hidroxicarbofurano (MOREIRA, 2004).

O limite máximo de resíduos (LMR) do carbofurano em arroz é 0,20

mg kg

-1

e o intervalo de segurança (IS) para o carbofurano é de 30 dias

(AGROFIT, 2007).

O comportamento ambiental de um pesticida pode ser estimado pelas

suas características físico-químicas e pelos seus metabólitos ou produtos de

degradação formados. O principal metabólito do carbofurano é um produto

da oxidação, o 3-hidroxicarbofurano que também pode sofrer outras

transformações e ser eliminado por exsudação ou sofrer conjugações Este,

por sua vez, se oxida a 3-cetocarbofurano o qual por hidrólise produz o 3-

ceto-7-fenol. Os metabólitos 3-hidroxicarbofurano e o 3-cetocarbofurano têm

curta persistência no solo, são formados lentamente e apresentam baixa

toxicidade aguda para insetos (Figura 4).

No ambiente, a biodegradação do carbofurano é dependente da

temperatura, da umidade, do pH do solo, da biomassa disponível, assim

como da atividade degradativa da mesma. Aplicações periódicas de

cabofurano, no mesmo solo, aumentam a atividade degradativa do

composto, o que é devido ao maior crescimento de microorganismos

capazes de utilizá-los como fonte de carbono e nitrogênio (ALMEIDA et al.,

2001).

Figura 4. Degradação e metabolismo do carbofurano (adaptado de

BARBOSA, 2004)

Oxidação

Oxid

ação

Oxidação

Carbofurano

7-fenol

3-hidroxicarbofurano

3-hidroxi-7-fenol

Hidrólise

3-cetocarbofurano

Hidrólise

3-ceto-7-fenol

Conjugados e

resíduos ligados

Conjugados e

resíduos ligados

Conjugados e

resíduos ligados

2.4.2 Quincloraque

Figura 5. Fórmula estrutural do quincloraque

Nome comum: quincloraque

Grupo químico: quinolinas

Nome químico (IUPAC): 3,7-dicloroquinoline-8-ácido carbóxiquinoline

Classe: herbicida

Fórmula molecular: C

Número no CAS: 84087-01-4

Massa molar: 242,1 g mol

-1

Classe toxicológica: classe III

Kow: 0,07 a pH = 7

oral - ratos: > 2610 mg kg

-1

Solubilidade em água: 0,062 mg L

-1

(pH = 7, 20 ºC)

Densidade: 0,5 g cm

pKa: 4,34 a 20 °C

Koc: 36 cm g

-1

log Kow: -1,15 (pH = 7,0)

Pressão de vapor: < 0,01 mPa (20 °C)

: < 3,72 x 10

-2

Pa m

mol

-1

Intervalo de segurança: 90 dias

Nomes comerciais: Drive (BASF), Accord (BASF), Faz-Nox (Crystal),

Propacet (+propanil) (Crystal), Facet (BASF)

O quincloraque é compatível com outros herbicidas usados na cultura

do arroz, como propanil, thiobencarbe e bentazona. É registrado, no Brasil,

para a cultura do arroz, para o controle de plantas daninhas em pós-

emergência.

2.5 Preparo de amostras para a determinação de resíduos de pesticidas

em água empregando Extração em Fase Sólida (SPE)

Uma questão fundamental para assegurar a qualidade das águas que

consumimos é o controle da sua qualidade, no que diz respeito aos resíduos

de agrotóxicos. Como se trata de quantidades muito pequenas de

contaminantes são necessárias técnicas muito sensíveis para detectar e

quantificar tais produtos (EMBRAPA, 2005).

Com a intensificação do uso da Cromatografia Líquida de Alta

Eficiência, aumentou a necessidade de melhorias nas técnicas de pré-

concentração e extração dos pesticidas de interesse, visando alcançar os

limites de detecção exigidos pela legislação.

Durante a implementação de métodos cromatográficos, estão

associados diversas etapas prévias para preparação das amostras. Estas

etapas contemplam fundamentalmente a extração e/ou enriquecimento dos

analitos da matriz, mas também limpeza e/ou fracionamento, e em certos

casos derivatização.

Em meados da década de 1970, foi introduzida uma técnica muito

eficiente para concentração de analitos em amostras aquosas, a qual foi

denominada Extração em Fase Sólida (SPE). A SPE é uma técnica de

extração e pré-concentração mais freqüentemente usada para a extração e

enriquecimento de pesticidas presentes em amostras aquosas (LANÇAS,

2004).

2.5.1 Extração em Fase Sólida (SPE)

A preparação da amostra é a essência de todo método analítico.

Grande parte do tempo de uma análise é gasto no preparo da amostra. A

necessidade de técnicas de preparo de amostras que sejam mais simples,

mais rápidas e mais confiáveis, continua crescendo com o aumento da

procura por limites de detecção cada vez mais baixos em matrizes

complexas.

Na análise de contaminantes orgânicos tanto em amostras ambientais

como em alimentos, há presença de substâncias que podem interferir na

determinação de algumas classes de contaminantes. Outro fator importante

é que o analito designado poderia estar presente em concentrações ao nível

de traços, fazendo com que a determinação quantitativa, assim como a

confirmação da identificação, se tornaria mais difícil. Também é comum que

o analito de interesse não esteja presente na matriz em uma forma química

apropriada para a sua determinação utilizando a técnica analítica desejada,

requerendo a conversão a uma forma química possível de ser detectada.

Para superar esses problemas, deve ser aplicado um método de

extração eficiente para isolar o analito de interesse da matriz, concentrar e

modificar para uma forma química ideal para a análise adicional

(HYOTYLAINEN, 2007).

A Extração em Fase Sólida é uma ferramenta muito empregada para

a extração e/ou pré-concentração de matrizes complexas.

Emprega adsorventes recheados em cartuchos de polipropileno

contendo cerca de 50 a 500 mg de adsorvente, com 46-60 µm de tamanho

de partículas, fixado no tubo através de dois filtros (Figura 6). Na SPE a

solução contendo o analito de interesse é colocada no topo de um cartucho

e aspirada com pequeno vácuo, percolando no cartucho. Depois de drenada

toda a fase líquida, o analito retido no cartucho é eluído com um pequeno

volume de solvente, que é injetado no cromatógrafo (LANÇAS, 2004).

Figura 6. Modelo do cartucho SPE

Reservatório

Disco de polietileno (20 µm)

Adsorvente

Polipropileno

A SPE apresenta aceitação como uma ferramenta poderosa na

extração e enriquecimento de traços de pesticidas em soluções muito

diluídas como a de água de superfície, para obter concentração suficiente do

analito para detecção (CAPELÓ et al., 2007).

2.5.2 Modos de operação na Extração em Fase Sólida (SPE)

Dentre os principais modos de operação em SPE, destacam-se:

- Concentração dos analitos de interesse: os compostos de

interesse estão em concentrações muito baixas para permitir uma

concentração exata e precisa. A concentração em SPE permite o

enriquecimento de analitos sem a concentração de interferências. Um

grande volume de amostra é passado pelo cartucho a fim de concentrar os

analitos de interesse na fase estacionária contida no cartucho.

- Isolamento do analito de interesse (clean up): um grande volume

de amostra é percolado pelo cartucho e os analitos de interesse são isolados

dos interferentes da matriz.

2.5.3 Etapas envolvidas na Extração em Fase Sólida (SPE)

As principais etapas envolvidas na Extração em Fase Sólida podem

sofrer algumas variações, dependendo do modo de operação (LANÇAS,

2004).

- Condicionamento do cartucho: esta etapa destina-se a ativar o

material que está dentro do cartucho. A escolha do solvente depende da

fase estacionária do cartucho.

- Percolação da amostra: a adição da amostra no cartucho

geralmente é feita por meio de vácuo, de maneira lenta, com vazão inferior a

2,0 mL min

-1

. A substância a ser analisada concentra-se no adsorvente e os

componentes interferentes escoarão através do cartucho de extração para o

resíduo.

- Remoção dos interferentes: é uma etapa de lavagem com

solvente, a fim de eliminar os interferentes com um solvente que não possua

força suficiente para eliminar os analitos de interesse retidos no cartucho.

- Eluição dos analitos de interesse: A eluição dos analitos de

interesse é realizada por meio de uma pequena quantidade de solvente

(HYOTYLAINEN, 2007). Este solvente deve eluir os analitos e fazer com que

as impurezas retidas na fase estacionária permaneçam no cartucho.

A Figura 7 ilustra as etapas envolvidas na SPE.

Figura 7. Etapas envolvidas na SPE (1: condicionamento, 2: percolação

da amostra, 3: lavagem e 4: eluição)

A SPE tem crescente popularidade devido ao uso de uma variedade

de adsorventes sólidos como resinas poliméricas, polímeros como C8 e C18

e grupos amino ou ciano ligados ao suporte de sílica ou do carbono

grafitizado ou alumina (ANDREU et al., 2004).

O adsorvente mais comumente utilizado para determinação de

resíduos de pesticidas na extração em fase sólida, é do grupo octadecil,

denominado C18, ligado à sílica. A pré-concentração dos analitos se dá pelo

mecanismo de retenção denominado partição, devido às interações apolares

entre as ligações C-H do grupo C18 e C-H do analito.

1 2 3 4

● Contaminantes

Compostos de interesse

Na extração em fase sólida empregando fase reversa, a fase móvel

apresentará maior polaridade do que a fase sólida e reterá os analitos

menos polares presentes em solventes polares. Posteriormente, esses

analitos retidos na fase sólida serão eluídos com um solvente pouco polar.

Uma vez que o aumento do tamanho da cadeia carbônica aumenta o caráter

apolar da fase, em muitos casos o uso de fases do tipo octadecil poderá

acarretar retenção dos analitos apolares maior que a desejada (LANÇAS,

2004).

2.6 Métodos cromatográficos de determinação dos pesticidas

selecionados para este estudo

Para executar o monitoramento e avaliação de resíduos de pesticidas

em amostras ambientais, como, por exemplo, água, é necessário definir

métodos de preparo e análise das amostras, adequadas para os baixos

níveis de resíduos impostos pela legislação.

Os limites para alto padrão de pureza da água potável, exigidos pelas

agências regulamentadoras, requerem o desenvolvimento de métodos

analíticos de sensibilidade, exatidão e precisão elevados, que permitam uma

determinação quantitativa de pesticidas compatíveis com os níveis de

exigência (RIBANI et al., 2004).

A Cromatografia Líquida de Alta Eficiência (HPLC) é uma técnica

aplicada na análise de rotina em muitas áreas, como por exemplo:

farmacêutica, biológica, ambiental e análise de alimentos. Na maioria dos

casos é muito eficiente para a determinação dos compostos de interesse. A

aplicação de diferentes tipos de detectores, como o Arranjo de Diodos (DAD)

ou Espectrômetro de Massa (MS) auxilia na identificação e quantificação dos

compostos (POPPI et al., 2007).

PRIMEL (2003) desenvolveu e validou uma metodologia analítica para

a determinação dos herbicidas quincloraque, clomazone, bentazone, 2,4-D e

propanil em águas de superfície empregando SPE e HPLC-UV. O método foi

aplicado para análises de água de irrigação da lavoura de arroz, que

continha resíduos dos pesticidas, em região central do estado do Rio Grande

do Sul. Os limites de detecção e de quantificação obtidos permitiram analisar

amostras de água com concentrações de até 0,5 µg L

-1

de quincloraque e

bentazone e de até 0,1 µg L

-1

de 2,4-D, clomazone e propanil.

HIDALGO et al. (1997) utilizaram HPLC-UV e com coluna C18, para

determinar pesticidas em amostras de água de superfície. Os limites de

detecção (LOD) entre 0,02 e 0,05 µg L

-1

foram obtidos após pré-

concentração SPE.

BARCELÓ et al. (1998) desenvolveram um método baseado em

SPE–HPLC-DAD para determinar pesticidas em amostras aquosas contendo

várias amostras de substâncias húmicas, onde foi avaliada a influência

dessas substâncias na recuperação dos pesticidas tanto em meio ácido

como em meio neutro. O método foi aplicado às amostras de água de rios, e

o limite de detecção obtido para a amostra contendo 10,0 mg L

-1

de ácido

húmico foi entre 0,05 e 0,3 µg L

-1

ZANELLA et al. (2003) desenvolveram e validaram um método

analítico baseado em SPE e HPLC-UV para determinar herbicidas em

diferentes matrizes aquosas.

2.7 Validação de métodos cromatográficos de análises

Após definidas as condições cromatográficas da análise, torna-se

necessário validar o método analítico, que envolve o processo de avaliação

estimando sua eficiência no laboratório. Este processo é denominado de

validação.

RIBANI et al. (2004) apresentou uma revisão sobre validação de um

método analítico contendo as características principais de um bom

desempenho do processo de validação, como por exemplo: especificidade,

exatidão, precisão, limite de detecção, limite de quantificação, linearidade e

robustez. Considerou que a validação é um processo dinâmico e constante

que começa nas fases de seleção, desenvolvimento e otimização do método

e na qualificação dos instrumentos, materiais e pessoal, e continua na fase

de experimentos e transferência do método. Um processo de validação bem

definido e documentado fornece evidência objetiva de que o sistema e o

método são adequados ao uso pretendido.

Validação é o ato ou efeito de validar, dar validade, tornar válido,

legítimo ou legal. Visa diminuir ou controlar os fatores que levam à

imprecisão ou inexatidão de um dado gerado. Os instrumentos e métodos

analíticos devem ser validados antes do uso de rotina, após manutenção e

em intervalos de tempos regulares (LANÇAS, 2004).

A validação de um método analítico define a eficiência, credibilidade,

precisão e exatidão do método analítico, e é parte exigida em um método

analítico, pois demonstra que o método é adequado ao uso pretendido. A

validação também é parte integrante de qualquer documentação submetida

às agências governamentais de regulamentação da Comunidade Européia,

Japão, EUA e outros países, quando se pretende obter o registro de

métodos usados para a quantificação de produtos.

É essencial para definir se os métodos desenvolvidos estão

completamente adequados aos objetivos a que se destinam, a fim de se

obter resultados confiáveis que possam ser satisfatoriamente interpretados.

Dessa forma, possibilita o conhecimento das limitações e da confiabilidade

nas medidas realizadas na análise.

2.7.1 Curva analítica e linearidade

A curva analítica pode ser construída preparando-se as soluções

analíticas padrões dos pesticidas, em solvente ou extrato da matriz. A curva

preparada com solvente relaciona o sinal do instrumento com a quantidade

do analito, sem considerar as interferências da matriz.

Para a maioria das técnicas analíticas cromatográficas, uma relação

linear (de primeira ordem) é observada entre a resposta do detector (y) e as

várias concentrações (x) preparadas do padrão analítico do composto de

interesse no estudo.

A curva analítica deve apresentar os dados estatísticos de

intersecção, da equação de regressão linear, o coeficiente de correlação (r)

ou de determinação (r²). É necessário o uso de um número suficiente de

soluções analíticas para definir adequadamente a relação entre a

concentração e a resposta. A equação da reta pode ser descrita pela

regressão linear conforme a Equação (2):

y = ax + b (2)

em que:

y = variável dependente

x = variável independente

a = é a inclinação do gráfico em relação aos eixos, coeficiente

angular

b = é a intersecção com o eixo y, coeficiente linear.

A linearidade refere-se à capacidade do método de gerar resultados

linearmente proporcionais à concentração do analito, enquadrados na faixa

analítica especifica. Este parâmetro pode ser demonstrado pelo coeficiente

de determinação (r

) do gráfico analítico.

2.7.2 Exatidão

A exatidão expressa a concordância entre o valor encontrado e o

valor aceito como verdadeiro ou aceito como referência (LANÇAS, 2004).

Geralmente a exatidão é determinada pelo uso de uma amostra

certificada, cuja concentração do analito de interesse é conhecida,

constituindo um ponto muito importante na validação.

Conforme a ANVISA, na Portaria n° 724 de maio de 2003, a exatidão

do método deve ser determinada após o estabelecimento da linearidade,

limite de detecção e da especificidade do mesmo, sendo verificada através

de, no mínimo, 9 (nove) determinações contemplando o limite de detecção

do método, ou seja, 3 (três) concentrações com 3 (três) réplicas cada. Os

ensaios devem ser realizados num mesmo dia e em dias diferentes.

A exatidão pode ser calculada pela Equação (1):

100

real valor

obtido valor - real valor

(%) Exatidão ×= (1)

2.7.3 Precisão

A precisão é a expressão da concordância entre vários resultados

analíticos obtidos para uma mesma amostra (LANÇAS, 2004).

A precisão pode ser determinada através da repetitividade, precisão

intermediária e reprodutibilidade, e avalia a proximidade entre várias

medidas efetuadas na mesma amostra. A precisão do método analítico

fornece informações da semelhança dos resultados obtidos, ou seja, mede a

capacidade de repetir, reproduzir, o método analítico.

Em cromatografia a precisão pode ser determinada por meio da

injeção de padrões analíticos certificados.

2.7.3.1 Repetitividade

A repetitividade expressa a fidelidade obtida nas mesmas condições

operacionais (mesmo analista, mesmo equipamento, etc) aplicadas em um

curto intervalo de tempo (LANÇAS, 2004).

Os fatores mais importantes para identificar a repetitividade de um

método analítico são: tempo de retenção e a área ou altura do pico do

composto. O tempo de retenção de cada composto confirma a identidade do

composto e a área ou altura são parâmetros necessários pra a quantificação

do analito de interesse.

No Brasil, a Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), no

uso de sua atribuição que lhe confere a Portaria n° 724 de maio de 2003,

sugere que a repetitividade seja verificada através de um mínimo de 9 (nove)

determinações cobrindo o limite especificado do método (ex: três níveis, nas

concentrações baixa, média e alta e três repetições cada um dos níveis), ou

a partir de um mínimo de seis determinações a uma concentração similar ao

valor esperado (RIBANI

et al.,

2004).

2.7.3.2 Reprodutibilidade

A reprodutibilidade designa a fidelidade entre laboratórios, geralmente

obtida em análises colaborativas (LANÇAS, 2004).

A reprodutibilidade tem como principal função identificar se o método

pode ser transferido para outro laboratório.

2.7.4 Limite de Detecção e Limite de Quantificação

O limite de detecção (LOD) corresponde à menor concentração de um

analito que pode ser detectada sob condições experimentais estabelecidas,

porém, não é necessariamente quantificada como um valor exato (LANÇAS,

2004). O limite de detecção, na prática, é determinado pela menor

concentração de analito que pode ser detectada, diferenciando do ruído do

sistema e pode ser determinado pela concentração do analito que gera um

sinal 3 vezes maior que o sinal do ruído.

O limite de quantificação (LOQ) é definido como a menor

concentração de um analito que pode ser quantificada na amostra, com

exatidão e com precisão aceitáveis (BRITO, 2003). O limite de quantificação

pode ser também definido em relação ao ruído, sendo 10 vezes maior o sinal

ruído.

De acordo com os métodos estatísticos utilizados para análise de

resíduos de pesticidas, o LOQ corresponde ao menor nível de fortificação

estudado. A recuperação pode variar entre 70 e 120%, com coeficiente de

variação de até 20% (RIBANI

et al

., 2004).

2.7.5 Sensibilidade

A sensibilidade de um método analítico indica sua capacidade de

discriminar, com uma fidelidade estabelecida, concentrações próximas de

um analito (LANÇAS, 2004).

A sensibilidade pode ser determinada pela inclinação da curva de

calibração. No caso de uma reta, quanto maior for o ângulo de inclinação da

reta, mais sensível será o método. Em métodos sensíveis, uma pequena

diferença de concentração do analito causa grande variação no valor do

sinal analítico medido.

2.7.6 Seletividade

A seletividade corresponde à capacidade de um método em

determinar o analito de maneira inequívoca na presença de outras

substâncias susceptíveis de interferirem na determinação analítica

(LANÇAS, 2004).

A seletividade é um parâmetro de grande importância na análise de

amostras complexas. No caso de multirresíduos, devem-se analisar várias

alíquotas diferentes da mesma matriz de forma a determinar os

componentes da matriz.

2.7.7 Recuperação

O ensaio de recuperação constitui o método mais utilizado para a

validação de métodos cromatográficos.

Recuperação é a medida da eficiência do processo de isolamento do

analito de interesse da matriz na qual se encontra presente (LANÇAS,

2004).

A recuperação está relacionada com a exatidão, pois é dependente

da concentração, refletindo a quantidade de determinado analito recuperado

no processo, por isso deve ser avaliada na faixa de concentração esperada

para a amostra.

O estudo da recuperação consiste na fortificação da amostra, ou seja,

adição de uma solução analítica com diferentes concentrações do analito de

interesse, seguida pela determinação da concentração do analito

adicionado.

A recuperação (R) é determinada pela relação expressa na Equação

(3):

100

real massa

obtida massa

(%) R ×= (3)

O processo de fortificação tenta simular condições reais, não

interferindo significativamente nas interações que ocorrem na própria

amostra (RIBANI

et al

., 2004).

2.7.8 Robustez

A robustez é uma medida da capacidade de um método de não sofrer

alterações em decorrência de pequenas variações, deliberadamente

introduzidas nos parâmetros do método (LANÇAS, 2004).

Para um procedimento completo de validação, a robustez deve ser

incluída durante a fase de desenvolvimento e depende do tipo de processo

em estudo, porque mede a confiabilidade do método analítico, assim como a

capacidade de permanecer inalterado sob pequenas variações nos

parâmetros do método.

3 MATERIAIS E MÉTODOS

3.1 Instrumentação

Cromatógrafo a Líquido Varian (Palo Alto, CA, USA), composto por

bomba modelo 9010 com sistema de eluição gradiente, Detector por Arranjo

de Diodos (DAD) Pro Star 335, sistema de aquisição de dados Star

Workstation 6.0, coluna analítica Gemini 5 µ C18 (250

4,6 mm de d.i.; 4

m) e pré-coluna do mesmo material (4

3 mm), ambas contendo sílica

modificada com octadecilsilano, (Phenomenex, Torrance, CA, USA);

Bomba à vácuo Tecnal TE-058 (Piracicaba, SP, Brasil);

Sistema de manifold SPE Varian (Palo Alto, CA, USA) para a pré-

concentração simultânea de 20 amostras;

pHmetro modelo pH 500 Series Cole Parmer equipado com eletrodo

de vidro combinado (Vernon Hills, IIIinois, EUA);

Ultra-som Bandelin Sonorex RK 510 (Morfelden-Walldorf, Alemanha);

Balança analítica de precisão modelo AG 245 (Metteler Toledo,

Greifensee, Suíça);

Micropipetadores automáticos com capacidade variável (Brand,

Alemanha e Eppendorf, Canadá);

Sistema de purificação de água Milli-Q Direct UV3 (Millipore, Bedford,

MA, USA).

3.2 Reagentes, solventes e materiais utilizados

Água purificada em sistema Milli-Q (resistividade de 18,2 M

Ω

cm);

Metanol grau HPLC (Mallinckrodt, NJ, USA);

Acetona grau HPLC (Mallinckrodt, NJ, USA);

Acetonitrila grau HPLC (Mallinckrodt, NJ, USA);

Hexano grau HPLC (Mallinckrodt, NJ, USA);

Ácido fosfórico p.a. 85% (Merck, Brasil);

Água destilada e água deionizada;

Extran neutro e Extran alcalino (Merck, Brasil);

Cartuchos para SPE Strata C18 500 mg / 3,0 mL;

Álcool etílico hidratado 92,8 °GL

3.3 Preparo dos padrões analíticos utilizados

Preparou-se, individualmente, 10,0 mL da solução estoque 1000,0 mg

-1

de cada pesticida, em metanol grau HPLC (quincloraque, carbofurano e

3-hidroxicarbofurano) partindo da dissolução do padrão sólido de referência,

armazenado em frasco âmbar e estocado à -18 ºC. Efetuou-se a correção

das pesagens, considerando a pureza dos padrões, conforme recomendado

na literatura (GARP, 1999).

As informações dos padrões analíticos utilizados estão listadas na

Tabela 5.

Tabela 5. Informações dos padrões sólidos

Princípio ativo Pureza (%) Fornecedor Lote Validade

Carbofurano 99,5 Dr. Ehrenstorfer 20312

03/2008

Quincloraque 97,6 Dr. Ehrenstorfer 30321

03/2009

3-hidroxicarbofurano 97,5 Dr. Ehrenstorfer 1030 12/2006

A partir das soluções estoques prepararam-se soluções analíticas de

concentrações 100,0 mg L

-1

, em metanol, de cada princípio ativo.

Posteriormente prepararam-se as soluções analíticas utilizadas para as

análises cromatográficas.

A partir da solução analítica de 100,0 e de 10,0 mg L

-1

, prepararam-se

as diluições de cada composto nas concentrações de 1,0; 2,5; 5,0; 7,5, 10,0

mg L

-1

e 0,05; 0,1; 0,25; 0,5 mg L

-1

, respectivamente. Estas soluções foram

empregadas para a obtenção da curva analítica. Todas as soluções

analíticas foram preparadas em metanol grau HPLC.

3.4 Otimização do sistema HPLC-DAD

A solubilidade do carbofurano e do quincloraque em sistemas polares

de fase orgânica-aquosa definiu a utilização do método cromatográfico de

fase reversa, desenvolvido por HPLC, no qual analitos de característica

pouco polares são analisados.

Para a otimização das condições cromatográficas foram injetadas,

individualmente, as soluções analíticas dos pesticidas selecionados para

este estudo, observando-se o tempo de retenção e o espectro de absorção

molecular de cada composto fornecido pelo detector DAD. Algumas

variáveis experimentais foram avaliadas, como por exemplo: composição e

vazão da fase móvel e comprimento de onda de máxima adsorção de cada

pesticida.

3.4.1 Preparo e escolha da fase móvel

Devido às características polares da maioria dos pesticidas, é

necessária a acidificação da fase móvel e da amostra, a fim de garantir uma

maior interação dos pesticidas com a fase estacionária. Em HPLC de fase

reversa, quanto mais hidrofóbico o analito, mais ele é retido. Quando o

analito se torna ionizado, fica menos hidrofóbico, e sua retenção diminui

(KURZ, 2007).

A fase móvel foi preparada medindo-se quantidades de volumes de

metanol grau HPLC e de água Milli-Q, acidificada com solução aquosa de

ácido fosfórico (1:1, v/v) e desaerada em banho de ultra-som durante 15

minutos, à temperatura ambiente.

Para a análise por HPLC-DAD dos pesticidas carbofurano e

quincloraque testou-se a fase móvel metanol / água (65:35; v/v), acidificada

a pH 3,0. Para a análise da mistura dos pesticidas, testou-se também a fase

móvel metanol / água (50:50; v/v) e a fase móvel acetonitrila / água (40:60;

v/v), ambas acidificadas a pH 3,0.

Dessa forma o pH da fase móvel foi ajustada a pH 3,0 com solução

aquosa de ácido fosfórico (1:1, v/v) para garantir uma adsorção reprodutível

dos analitos na fase sólida e uma menor retenção dos compostos

interferentes na mesma, permitindo assim que os sítios ativos da C18

retessem com maior seletividade os analitos.

3.4.2 Escolha da vazão da fase móvel

A bomba deve proporcionar ao sistema vazão contínua com alta

reprodutibilidade, possibilitando a eluição de fase móvel a uma vazão

adequada. A escolha da vazão da fase móvel foi baseada na separação

cromatográfica das soluções padrões, testando-se as vazões de 0,5 e 0,8

mL min

-1

3.4.3 Escolha do comprimento de onda de máxima absorção

Para a escolha do comprimento de onda de máxima absorção de

cada pesticida, injetou-se no HPLC-DAD a solução padrão individual

contendo 10,0 mg L

-1

de cada pesticida e a partir do espectro de absorção

molecular entre 200 e 400 nm determinou-se o comprimento de onda de

máxima absorção dos pesticidas.

3.5 Otimização do sistema SPE

No sistema comercial utiliza-se um dispositivo manifold, que é um

sistema formado por uma caixa de vácuo (Figura 8), com espaço simultâneo

para 20 cartuchos SPE. Este sistema é muito conveniente para análise de

rotina, já que várias amostras são extraídas ao mesmo tempo. As amostras,

colocadas em balões volumétricos, são transferidas para os cartuchos SPE

através de tubulações de politetrafluoretileno (PTFE). A transferência ocorre

por sucção em função do vácuo, controlado para cada cartucho através das

torneiras e válvulas, que é aplicado no sistema. Adotou-se uma vazão da

ordem de 5,0 mL min

-1

para a pré-concentração das amostras.

Para a etapa de otimização do sistema SPE utilizou-se amostras de

água Milli-Q.

Figura 8. Foto do sistema SPE utilizado na pré-concentração das

amostras de água

3.5.1 Escolha do formato do cartucho

A instrumentação básica empregada em extração em fase sólida é

extremamente simples, podendo ser sofisticada dependendo do problema a

ser resolvido e do grau de automação desejado.

A forma manual emprega cartuchos a serem eluídos individualmente

sob vácuo. A escolha do cartucho está baseada no tamanho e formato de

cada tipo de cartucho, que influencia na vazão durante a etapa de pré-

concentração. O formato mais popular em SPE é o cartucho com o corpo de

polipropileno, no qual o material de empacotamento fica retido entre dois

discos de polietileno (LANÇAS, 2004).

3.5.2 Escolha do adsorvente

Para a escolha do adsorvente que recheia o cartucho, necessitamos

considerar as informações do analito de interesse e a natureza da matriz,

bem como as suas capacidades de interação.

Nos cartuchos SPE, o material adsorvente utilizado foi Strata C18

contendo 500 mg do adsorvente (tamanho médio das partículas de 55 µm e

tamanho médio dos poros 70 Å) em tubos de 3 mL, adquiridos pela firma

Phenomenex.

3.5.3 Escolha do solvente de condicionamento do cartucho

O condicionamento dos cartuchos tem a função de ativar o material

adsorvente existente dentro do cartucho. O solvente a ser utilizado

dependerá do material contido no cartucho. Um dos fatores mais importantes

nesta etapa, para obter boa reprodutibilidade na extração, é não deixar que

todo o solvente seja eliminado. Dependendo do material utilizado como fase

móvel, a secagem do cartucho pode criar vários problemas, dentre os quais

a formação de caminhos preferenciais, comprometendo a separação.

3.5.4 Escolha do solvente de eluição dos analitos de interesse

O solvente de eluição deve eluir de forma eficiente os analitos de

interesse e permitir que os interferentes contidos na amostra permaneçam

retidos no cartucho. O ideal é eluir os analitos de interesse em um pequeno

volume de eluente, de forma que os analitos estejam em uma concentração

adequada para ser injetada no cromatógrafo.

A escolha do solvente de eluição depende da polaridade relativa do

solvente e da sua capacidade em remover os analitos da fase sólida

adsorvente. Para adsorventes menos polares como o C18 e C8, o solvente

de eluição precisa ter características bem polares, como por exemplo, o

metanol, a acetonitrila e o acetato de etila.

3.6 Validação do método para amostras aquosas

Definidas as melhores condições de separação para os pesticidas

estudados, a composição da fase móvel e o comprimento de onda, o passo

seguinte foi a validação do método analítico.

O processo de validação tem o objetivo de explicitar a repetitividade e

a precisão intermediária de um método, pela interpretação dos parâmetros

que definem a exatidão e a precisão do mesmo quando executado sob

condições controladas (RIBANI

et al

., 2004).

Para a etapa de validação do método, utilizou-se amostras de água

potável, coletadas em uma torneira de uma região supostamente livre da

contaminação por pesticidas, no Campus da UFSM. Foram realizadas

extrações utilizando-se essas amostras para avaliar a presença de

interferentes, analisando-se por HPLC-DAD.

Os parâmetros utilizados para a validação serão descritos a seguir.

3.6.1 Curva analítica e linearidade

A linearidade corresponde à capacidade do método em fornecer

resultados diretamente proporcionais à concentração da substância dentro

de uma determinada variação. Está normalmente relacionada com a

variação da inclinação da linha de regressão e é determinada através da

curva analítica do princípio ativo (VIEIRA & LIGHITIG, 2004).

A região de linearidade é uma faixa de concentração dentro da qual a

resposta do sistema de quantificação é uma função linear da concentração.

Como forma geral, não se devem quantificar amostras cuja concentração do

analito esteja abaixo dos limites de detecção e quantificação que foram

determinados experimentalmente durante o estudo do método.

Recomenda-se utilizar, no mínimo, 5 (cinco) concentrações diferentes

para a construção da curva analítica. Quando houver linearidade, os

resultados devem ser analisados por métodos estatísticos apropriados,

como por exemplo, o cálculo da regressão linear pelo método dos mínimos

quadrados. (ANVISA, Portaria n° 724 de março de 2002).

As curvas analíticas foram obtidas colocando-se os valores das

concentrações das soluções no eixo das abscissas (x) e os valores das

áreas no eixo das ordenadas (y), com o auxílio do programa Statgraphics

Plus 5.1, o qual forneceu o coeficiente de determinação (r²), o coeficiente

angular (a) e o coeficiente linear (b) da curva analítica.

O Statgraphics

Plus 5.1 é um programa designado a ajudar na

interpretação dos resultados de procedimentos estatísticos. Indica qual dos

resultados obtidos poderá prejudicar os dados do método. Utiliza todos os

valores de área e concentração obtidos para a construção da curva analítica,

diminuindo assim a probabilidade de erros comparado com o software

Microsoft

Excel 98, o qual utiliza as médias de todos os valores de áreas

obtidos.

Dessa forma, a linearidade do método foi avaliada pela análise de

soluções analíticas na faixa de 0,5 a 10,0 mg L

-1

para o carbofurano e 0,05 a

10,0 mg L

-1

para o quincloraque.

3.6.2 Limite de detecção e limite de quantificação

O limite de detecção é definido como a concentração do analito, que

resulta um sinal três vezes maior que o ruído da linha base, nas

proximidades do sinal do analito (LOD = 3S/R).

O limite de quantificação é a concentração do analito que resulta um

sinal dez vezes maior que o ruído da linha base (LOQ = 10S/R). A Figura 9

representa a forma de estabelecimento dos valores de LOD e LOQ para este

estudo. Para a medida do sinal foi utilizada a altura do pico, contabilizada a

partir da média da oscilação do ruído.

Figura 9. Diagrama demonstrando como foram estabelecidos os

valores de LOD e LOQ neste estudo (R: ruído; S: sinal)

3.6.3 Precisão

A precisão do instrumento (repetitividade ou desvio padrão relativo) foi

estudada efetuando-se 6 (seis) injeções de cada concentração das soluções

analíticas do carbofurano (0,5; 1,0; 2,5; 5,0; 7,5 e 10,0 mg L

-1

) e do

quincloraque (0,05; 0,1; 0,25; 0,5; 1,0; 2,5; 5,0; 7,5 e 10,0 mg L

-1

), no

sistema HPLC-DAD. A precisão do método analítico foi avaliada através da

extração e análise no HPLC-DAD das amostras fortificadas conforme item

3.6.4. Cada um dos 3 (três) níveis de fortificação foi extraído 6 (seis) vezes e

cada um dos extratos foi injetado 3 (três) vezes.

Tempo (min)

Resposta

Ruído

LOD

3 S/R

LOQ

10 S/R

A precisão intermediária indica o grau de concordância dos resultados

de testes obtidos para avaliar a precisão sobre uma mesma amostra ou

padrões, utilizando o mesmo método, o mesmo laboratório ou laboratórios

diferentes, no mesmo dia ou em dias diferentes, analistas iguais ou

diferentes.

Na escolha de uma destas condições a variar, para avaliar a precisão

intermediária, utilizaram-se dias diferentes para injeção dos padrões de

carbofurano e quincloraque, assim como injeção das amostras fortificadas.

A precisão normalmente é expressa através do desvio padrão relativo

(RSD) em um número significativo de amostras (RIBANI

et al.,

2004).

O valor numérico usado para avaliar a precisão, RSD, pode ser

calculado através da Equação (4) (GARP, 1999).

100

(%) RSD

×=

(4)

onde:

s = estimativa de desvio padrão absoluto

s ={

∑

– x

)² / N – 1}

1/2

= valores individuais

= média das medidas em replicatas

N = número de medidas

3.6.4 Recuperação

Em teste de recuperação faz-se a adição do componente de interesse

à matriz, seguida da execução do método que está sendo avaliado.

A exatidão do método foi avaliada através da fortificação de 6 (seis)

amostras branco em 3 (três) níveis diferentes, totalizando 18 análises de

recuperação para os princípios ativos. A recuperação dos pesticidas foi

avaliada nos níveis de 1, 2 e 10 vezes o LOQ do método.

Nos ensaios de recuperação, fortificaram-se amostras de água

potável, coletada em uma torneira, livre da contaminação de pesticidas, com

uma quantidade conhecida da mistura da solução analítica dos pesticidas

em estudo. A adição da solução padrão em cada nível de fortificação, foi

realizada em um volume de 1,5 L e retirou-se alíquotas de 250 mL para pré-

concentrar por SPE.

Os valores de massa obtidos após a SPE e análise por HPLC-DAD

foram denominados de “massa obtida”, e a “massa real” foi aquele valor

adicionado na fortificação, conforme descrito no item 2.7.7.

3.7 Aplicação do método desenvolvido em água de lavoura de arroz

irrigado

Os métodos desenvolvidos neste estudo foram aplicados na avaliação

da estabilidade dos pesticidas carbofurano e quincloraque, em água de

lavoura de arroz irrigado de um experimento de campo localizado no

Campus da Universidade Federal de Santa Maria. O estudo foi realizado nos

anos agrícolas 2006/2007.

Foram estabelecidas unidades experimentais de 73,7 m² (9,7 x 7,6

m), com 3 (três) repetições para cada pesticida, nas quais se aplicaram, com

um pulverizador Costal propelido com CO

e vazão de 150 L ha

-1

, os

princípios ativos no estágio de início do perfilhamento do arroz sob lâmina de

água de 10 cm de altura. Utilizou-se o sistema convencional de plantio, com

semeadura no dia 24/10/2006. A umidade do solo é fundamental neste

sistema de preparo, já que quando em excesso, as operações realizadas

poderão causar danos à estrutura do solo e, em condições de solo muito

seco, o número de operações aumentará. A tempetura ambiente no dia da

semeadura estava 23 °C e a umidade do ar 79%.

Seguindo as Boas Práticas Agrícolas (RODRIGUES & ALMEIDA,

1998), que são práticas para reduzir o risco do agrotóxico ser transportado

pela água e atingir o lençol freático, foram aplicadas as doses

recomendadas de pesticidas para a cultura de arroz irrigado. Empregaram-

se os seguintes produtos comerciais com as respectivas dosagens dos

princípios ativos: Diafuran

0,4 kg de carbofurano ha

-1

, Facet

PM 0,375 kg

de quincloraque ha

-1

, conforme descrito no item 3.7.1.

A aplicação dos pesticidas foi efetuada no dia 28/11/2006.

As coletas das amostras de água foram realizadas na superfície da

camada de água para evitar a amostragem excessiva do material sólido

presente no fundo da lâmina de água.

3.7.1 Determinação dos pesticidas por SPE e HPLC-DAD

As amostras coletadas foram pré-concentradas por SPE. Inicialmente

o sistema é condicionado passando-se 3 mL de metanol; 3 mL de água de

Milli-Q e 3 mL de água de Milli-Q pH 3,0. A solução (250 mL de água com

pH ajustado em 3,0 utilizando uma solução aquosa de ácido fosfórico (1:1,

v/v), previamente filtrada em sistema de filtração com membranas de nylon

de 47 mm de diâmetro e porosidade de 0,45 µm) contendo os analitos de

interesse é percolada através do adsorvente à uma vazão de 5,0 mL min

-1

sob vácuo de 20 mmHg. Após pré-concentração passou-se 3,0 mL de água

de Milli-Q (vácuo por 2 min) para minimizar substâncias interferentes

solúveis na mesma. Esta etapa melhora a extração mais homogênea e

diminuindo as interferências no sistema HPLC-DAD. Fez-se vácuo por mais

10 min. Na seqüência, fez-se a eluição do analito retido no adsorvente C18

utilizando-se 1,0 mL de metanol puro e, após isto, aplicou-se vácuo por 10

min. Recolheu-se a solução eluída para analisar por HPLC-DAD nas

condições cromatográficas otimizadas, conforme descrito na Tabela 6.

3.7.2 Estudo da estabilidade dos pesticidas em lavouras de arroz

irrigado

O método validado foi aplicado à análise de amostras de água de

lavoura de arroz, coletadas do experimento conduzido na várzea

experimental localizado no Campus da Universidade Federal de Santa

Maria.

A área experimental estudada foi dividida em 6 (seis) canteiros (C).

Nos canteiros C1, C2 e C3 aplicou-se o inseticida carbofurano na

concentração 400 µg L

-1

(3 réplicas) e nos canteiros C4, C5 e C6 aplicou-se

o herbicida quincloraque na concentração 375 µg

-1

(3 réplicas). As

amostragens foram feitas no 1º, 2º, 3º, 5º, 7º 10º, 14º, 21º, 28º, 35º, 42º, 49º,

56º, 63º, 70º dias após a aplicação dos pesticidas. As datas de coletas foram

escolhidas com base em estudos anteriores de degradação realizados com

outros compostos, sendo que nos primeiros dias foram mais freqüentes e,

após, a cada 7 (sete) dias.

3.7.3 Determinação do tempo de meia-vida

A longetividade de um pesticida no ambiente é geralmente expressa

em termos de meia-vida (t½)

do composto, que é o tempo necessário para

que a metade da concentração do pesticida desapareça independente de

sua concentração inicial. Quanto maior o valor de t½ maior será o potencial

de contaminação de água subterrânea, afinal, maior será o tempo

necessário para degradação do pesticida no solo. Então, se fizermos um

gráfico de ln C em função de t (tempo) obteremos uma reta cujo coeficiente

angular (constante de velocidade) é –k, que é determinado pela natureza

dos reagentes e pela temperatura, e é um valor numérico característico de

cada reação (BARCELÓ & HENNION, 1997).

O conhecimento da meia-vida dos pesticidas é importante para prever

seu impacto potencial no ambiente. Se um produto é muito tóxico, mas tem

curta meia-vida ele tem baixo potencial de causar impacto no ambiente

porque sua degradação será rápida.

Para calcular o tempo de meia-vida na água de lavoura de arroz

irrigado de cada composto em estudo, utilizou-se a Equação (5); onde k é a

inclinação da reta (BARCELÓ & HENNION, 1997) e a cinética da reação é

de 1ª ordem.

t½ = (ln 2) / k (5)

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1 Condições cromatográficas otimizadas para a determinação dos

pesticidas em estudo por HPLC-DAD

Para a otimização das condições cromatográficas utilizadas na

separação dos pesticidas selecionados neste estudo, foram preparadas

soluções analíticas contendo os princípios ativos dos pesticidas em estudo,

a fim de injetar no HPLC-DAD e observar o tempo de retenção e o espectro

de absorção molecular de cada composto. A Tabela 6 mostra as condições

cromatográficas otimizadas utilizadas na quantificação dos pesticidas

carbofurano e quincloraque.

Tabela 6. Condições cromatográficas otimizadas

Coluna analítica Gemini 5 µ C18

(250 x 4 mm, 5 µm, Phenomenex)

Fase móvel Metanol / água (65:35, v/v) ajustado a

pH 3,0 com H

(1:1, v/v)

Vazão da fase móvel 0,8 mL min

-1

Alça de injeção 20 µL

Detector DAD

Comprimento de onda 220 e 270 nm

Para separação dos analitos de interesse nesse estudo, optou-se pela

fase móvel metanol / água (65:35, v/v), acidificada até pH 3,0 com solução

aquosa de ácido fosfórico (1:1, v/v), na vazão 0,8 mL min

-1

, pois forneceu

melhor separação dos analitos e menos interferência na vazão escolhida.

Conforme revisão bibliográfica, o metanol é um solvente com

características polares, muito utilizado na extração e separação dos

pesticidas e, o ácido fosfórico utilizado para o ajuste do pH, não interfere na

detecção analítica.

Considerando os espectros de absorção molecular, pode-se

determinar o máximo de absorção para cada composto com menor

interferência da matriz. O máximo de absorção molecular do carbofurano

ocorre no comprimento de onda 270 nm e do quincloraque, 220 nm.

Nestas condições, o perfil de um cromatograma de separação dos

compostos em estudo pode ser observado na Figura 10, obtido com a

injeção de 20 µL de uma solução contendo 5,0 mg L

-1

de carbofurano e

quincloraque.

Figura 10. Cromatograma obtido por HPLC-DAD, nas condições

cromatográficas otimizadas a 270 nm, a partir da solução

analítica 5,0 mg L

-1

de carbofurano (t

: 7,9 min) e

quincloraque (t

: 9,5 min)

Àre

Carbofurano

Quincloraque

Tempo (min)

Área

Os picos e os respectivos princípios ativos foram identificados de

duas maneiras: primeiro injetando, separadamente, cada princípio ativo no

sistema HPLC-DAD sob mesmas condições cromatográficas e observando o

tempo de retenção e o espectro de absorção molecular de cada composto, e

segundo, fazendo uma adição de padrão em uma mistura dos dois

compostos e observando o aumento de sinal do respectivo pesticida.

4.2 Validação do método analítico

Para que as informações contidas nos dados analíticos possam ser

bem interpretadas é necessário garantir que as mesmas sejam exatas,

específicas, reprodutíveis e de qualidade, comprovando a confiabilidade. Um

processo experimental não confiável gera problemas tanto econômicos

como de credibilidade.

Dessa forma, depois de definidas as melhores condições de

separação para os pesticidas estudados, a composição da fase móvel e o

comprimento de onda, o passo seguinte foi a validação do método para

análise dos pesticidas, segundo os parâmetros que serão descritos a seguir.

4.2.1 Espectros de absorção molecular

Nas condições cromatográficas otimizadas, o perfil dos espectros de

absorção molecular dos pesticidas carbofurano e quincloraque, injetados

individualmente no sistema HPLC-DAD na concentração 10,0 mg L

-1

, pode

ser observado nas Figuras 11 e 12.

Figura 11. Espectro de absorção molecular do carbofurano (10,0 mg L

-1

)

de 200 a 400 nm obtido por HPLC-DAD a partir do seu sinal

cromatográfico (t

= 7,9 min)

Figura 12. Espectro de absorção molecular do quincloraque (10,0 mg

-1

) de 200 a 400 nm obtido por HPLC-DAD a partir do seu

sinal cromatográfico (t

= 9,5 min)

Comprimento de onda (nm)

Resposta (mAU)

276 nm

220 nm

Resposta (mAU)

Comprimento de onda (nm)

Resposta

Conforme os cromatogramas e os espectros de absorção molecular

de cada pesticida, optou-se pela quantificação nos comprimentos de onda

270 e 220 nm, para o carbofurano e quincloraque, respectivamente.

O perfil do espectro de absorção molecular do metabólito do inseticida

carbofurano, o 3-hidroxicarbofurano, pode ser observado na Figura 13.

Figura 13. Espectro de absorção do 3-hidroxicarbofurano obtido por

HPLC-DAD a partir de uma solução analítica 10,0 mg L

-1

4.2.2 Curva analítica e linearidade do método analítico

Para a análise da mistura das soluções padrões dos pesticidas,

utilizando a fase móvel metanol / água (65:35, v/v), acidificada a pH 3,0, em

uma vazão 0,8 mL min

-1

, os compostos carbofurano e quincloraque se

separam.

A linearidade do método está demonstrada nas Tabelas 7 e 8, nos

comprimentos de onda de 220 e 270 nm, respectivamente, para os

compostos selecionados neste estudo.

Resposta (mAU)

Comprimento de onda (nm)

260 nm

Tabela 7. Linearidade do método com detecção em 220 nm

Pesticida Faixa linear (mg L

-1

) Equação da reta r²

Carbofurano 0,5 - 10,0 y = 44,396x - 31,608 0,9319

Quincloraque 0,15 - 10,0 y = 200,45x + 52,56 0,9928

Tabela 8. Linearidade do método com detecção em 270 nm

Pesticida Faixa linear (mg L

-1

) Equação da reta r²

Carbofurano 0,5 - 10,0 y = 17,196x + 5,09925 0,9975

Quincloraque 0,15 - 10,0 y = 3,5148x - 1,8488 0,9001

Conforme Tabelas 7 e 8 observa-se que o carbofurano no

comprimento de onda 270 nm e o quincloraque em 220 nm possuem r² >

0,99.

Definiu-se as condições cromatográficas otimizadas para determinar

os pesticidas selecionados neste estudo. Após, para a construção da curva

analítica injetou-se cada uma das soluções analíticas em ordem crescente

de concentração (0,05; 0,1; 0,25; 0,5; 1,0; 2,5; 5,0; 7,5 e 10,0 mg L

-1

Através dos dados obtidos para a construção da curva analítica,

apresentados nas Figuras 14 e 15, analisou-se as equações das retas para

as curvas analíticas. Pode-se concluir que o modelo de regressão linear é

bastante adequado para as determinações analíticas em estudo, já que os

coeficientes de determinação (r²) foram maiores que 0,99. Este modelo

explica 99% da variação total em torno da média.

A Figura 14 ilustra um modelo de gráfico da curva analítica do

herbicida quincloraque obtido através do programa Statgraphics

Plus 5.1,

utilizando todos os valores de áreas referentes às concentrações das

soluções analíticas injetadas no HPLC-DAD. A linha central do gráfico

delimita a linha de tendência. A partir da análise das linhas externas,

determina-se a faixa linear de trabalho.

Figura 14. Curva analítica do herbicida quincloraque (HPLC-DAD, 220

nm) obtida pelo programa Statgraphics

Plus 5.1

Concentração (mg L

)

Área (mAU)

A Tabela 9 mostra os valores estatísticos obtidos através do programa

Statgraphics

Plus 5.1 pelo modelo de regressão linear, para o composto

quincloraque.

Tabela 9. Valores estatísticos obtidos pela análise da regressão linear

para o quincloraque (a 220 nm) conforme o programa Statgraphics

Plus 5.1

Análise da regressão linear, modelo linear y = ax + b

Variável dependente: área

Variável independente: concentração

Coeficiente de correlação: 0,9964

Coeficiente de determinação: 0,9928

Equação da reta: área = 52,56 + 200,45 x concentração

Nível de confiança: 99%

Erro padrão: 60,8396

O coeficiente de correlação mede o grau da correlação entre as

variáveis dependentes e independentes. Este coeficiente assume valores

entre -1 e 1 (correlação perfeita). É uma medida da proporção da

variabilidade em uma variável que é explicativa pela variabilidade da outra.

O valor de r² precisa estar o mais próximo de 1 para ter-se uma relação

linear das variáveis.

Para o quincloraque existe uma relação estatística significativa entre

área e concentração para um nível de confiança de 99%. O coeficiente de

determinação (r²) indica que o modelo de regressão linear explica 99,283%

da variabilidade da área. O coeficiente de correlação (r) é igual a 0,9964,

indicando uma relação relativamente forte entre as variáveis. O erro padrão

mostra o desvio típico dos valores que é de 60,8396.

A Figura 15 ilustra o modelo de gráfico do inseticida carbofurano

obtido através do programa Statgraphics

Plus 5.1, utilizando todos os

valores de áreas referentes às concentrações das soluções analíticas

injetadas no HPLC-DAD.

Figura 15. Curva analítica do inseticida carbofurano (HPLC-DAD, 270

nm) obtida pelo programa Statgraphics

Plus 5.1

Concentração (mg L

)

Área (mAU)

A Tabela 10 mostra os valores estatísticos obtidos através do

programa Statgraphics

Plus 5.1 utilizando o modelo de regressão linear,

para o composto carbofurano.

Tabela 10. Valores estatísticos obtidos pela análise da regressão linear

do carbofurano (a 270 nm) conforme o programa Statgraphics

Plus 5.1

Análise da regressão linear, modelo linear y = ax + b

Variável dependente: área

Variável independente: concentração

Coeficiente de correlação: 0,987742

Coeficiente de determinação: 0,9975

Equação da reta: área = 5,09925 + 17,196 x concentração

Nível de confiança: 99%

Erro padrão: 7,64559

A equação da reta mostra os resultados do ajuste ao modelo linear

para descrever a relação entre área e concentração. Existe uma relação

estatística significativa entre área e concentração para um nível de confiança

de 99%.

O valor do coeficiente de determinação (r²) indica que o modelo

explica 97,56% da variabilidade em área. O valor do coeficiente de

correlação (r) é igual a 0,9877 indicando uma relação relativamente forte

entre as variáveis. O erro padrão mostra o desvio típico dos resíduos que é

de 7,64559.

Conforme a comparação dos modelos típicos de curva analítica do

inseticida carbofurano e do herbicida quincloraque, utilizando o programa

Statgraphics

Plus 5.1, a melhor linearidade obtida foi com o modelo de

regressão linear. A regressão linear é uma função para estimar um valor

esperado de uma variável y, dados os valores de algumas variáveis x.

Os resultados obtidos pelo programa Statgraphics

Plus 5.1 foram

confirmados pelo software Microsoft

Excel 98.

4.2.3 Limite de detecção e limite de quantificação

Na Tabela 11 estão listados os valores de limite de detecção e limite

de quantificação do instrumento e do método para os pesticidas

selecionados neste estudo. Para o pesticida carbofurano o LOQ do método

foi de 2,0

g L

-1

e para o pesticida quincloraque foi de 0,6

g L

-1

Tabela 11. Resultados de LOD e LOQ, do instrumento e do método,

para os pesticidas estudados

Instrumento

Método

Pesticida LOD LOQ

LOD LOQ

mg L

-1

mg L

-1

µg L

-1

µg L

-1

Carbofurano 0,3 0,5

1,2 2

Quincloraque 0,05 0,15

0,2 0,6

4.2.4 Precisão

RIBANI

et al

. (2004), recomenda RSD

≤

20% para ser aceitável na

precisão de métodos cromatográficos.

A precisão do método proposto foi verificada em termos de

repetitividade, considerando os resultados dos ensaios de fortificações que

estão listados na Tabela 13.

Os resultados para a precisão do instrumento obtidos através das

soluções padrões estão demonstrados na Tabela 12.

Tabela 12. Resultados do RSD do instrumento

Repetitividade (RSD%)

Precisão intermediária

(RSD%)

Pesticida Faixa de variação média

Faixa de variação média

Carbofurano 5,4 - 10,8 7,7

4,3 - 10,8 7,2

Quincloraque 0,0 - 27,5 10,5

2,4 - 47,5 14,5

Para o teste de precisão intermediária do instrumento empregou-se

dias diferentes na análise.

Conforme dados apresentados na Tabela 12, a repetitividade e a

precisão intermediária do instrumento estão dentro dos limites de valores

aceitáveis, considerando os valores de desvio padrão (RSD) que conforme

literatura consultada para o desenvolvimento deste estudo, precisa ter

valores

≤

20% (RIBANI

et al

., 2004).

4.2.5 Recuperação

De acordo com a literatura para a validação de métodos

cromatográficos, as recuperações precisam estar entre 70 e 120% (BRITO

et al

., 2003). Todos os valores obtidos nos ensaios de fortificação

apresentaram valores dentro deste intervalo (Tabela 13), comprovando a

confiabilidade do método.

A Figura 16 ilustra cromatogramas obtido por HPLC-DAD, em 270 nm,

no nível 3 (três) de fortificação da amostra de água.

Figura 16. Cromatograma da solução analítica de carbofurano 5,0 mg

-1

e quincloraque 1,5 mg L

-1

(em azul) e de uma amostra

fortificada no nível 3: carbofurano 20,0 µg L

-1

e quincloraque

6,0 µg L

-1

(em vermelho)

Tempo (min)

mAU

A Tabela 13 apresenta os valores de recuperação e RSD obtidos para

as fortificações das amostras branco, nos níveis 1, 2 e 3, para os pesticidas

estudados.

Tabela 13. Resultados das recuperações dos analitos

Nível de Repetitividade

Precisão

Intermediária

fortificação

Recuperação

RSD

Recuperação

RSD

Pesticida µg L

-1

% %

2,0 111,2 13,3

104,1 12,1

Carbofurano 4,0 102,5 2,8

97,2 14,2

20 119,3 4,2

104,8 15,3

0,6 99,3 10,2

109,9 14,8

Quincloraque 1,2 104,2 6,6

111 11,3

6,0 82,6 17,1

87,9 16,5

n = 6

4.3 Aplicação do método

O método desenvolvido foi aplicado à análise de água de lavoura de

arroz irrigado do experimento conduzido na várzea experimental do Campus

da Universidade Federal de Santa Maria.

A principal dificuldade de análise de amostras de água é a presença

de substâncias orgânicas, principalmente, substâncias húmicas e fúlvicas

(PRIMEL, 2003), Nos cromatogramas de amostras de água analisadas,

contendo carbofurano, foi observado um sinal de grande intensidade e com

tempo de retenção pequeno, mas este sinal não interfere na análise

qualitativa e quantitativa do inseticida estudado, pois não interfere na

integração do sinal do analito.

4.3.1 Coleta das amostras

As amostras de água de lavoura de arroz foram coletadas em frascos

de vidro âmbar, com capacidade de 1 (um) litro, nos 1º; 2º; 3º; 5º; 7º; 10º;

14º; 21º; 28º, 35º, 42º, 49º, 56º, 77º e 84º dias após a aplicação dos

pesticidas. Para que não houvesse contaminação, os frascos foram lavados

previamente com solução aquosa de Extran

alcalino 5% (v/v), enxaguando

com água corrente, água deionizada e álcool etílico comum, antes de serem

usados na coleta das amostras.

4.3.2 Recebimento das amostras

As amostras coletadas na área experimental do Campus da UFSM

foram entregues no Laboratório de Análise de Resíduos de Pesticidas

(LARP) da UFSM, logo após a coleta.

4.4 Estabilidade dos pesticidas em amostras de água de lavoura de

arroz irrigado

MOREIRA

et al

. 2004, avaliaram a distribuição de carbofurano em

água de irrigação, provenientes de áreas de cultivo de arroz até a sua

descarga no Rio Paraíba do Sul, assim como a qualidade da água fornecida

para abastecimento em Taubaté. As amostras foram analisadas por

cromatografia líquida de alta eficiência acoplada a um detector por

fluorescência. Na área de estudo monitorada seria esperada uma

concentração de carbofurano na água do tabuleiro de no máximo 100

g L

-1

já que a lâmina de água usada nos tabuleiros foi de aproximadamente 15 cm

e a área do tabuleiro foi de 700 m

. Esta concentração seria encontrada na

condição de distribuição homogênea do produto comercial no tabuleiro e

sem considerar as perdas por processos de transporte, adsorção ao solo,

adsorção pela planta, volatilização e degradação.

No 5º dia após a aplicação do inseticida foram detectados níveis de

resíduos da ordem de 10 a 20 mg L

-1

de carbofurano na água em todos os

pontos amostrados. Na coleta realizada 49 dias após a aplicação do

inseticida não foi detectado resíduo de carbofurano ou de seu metabólito na

amostra, indicando que a dissipação do carbofurano nas águas ocorre entre

49 e 71 dias após a aplicação do inseticida (MOREIRA

et al

., 2004).

Na área experimental monitorada neste estudo a concentração

esperada de carbofurano seria de 400 µg L

-1

do inseticida por canteiro. No 1º

dia após a aplicação do inseticida não foram detectados resíduos do

inseticida carbofurano e nem do seu principal metabólito, o 3-

hidroxicarbofurano. No 2º dia após a aplicação do inseticida foram

encontrados resíduos na ordem de 20 a 50 µg L

-1

por canteiro, e a partir do

7º dia após a aplicação do carbofurano, não se encontra resíduos do

carbofurano e nem do seu principal metabólito.

Os resultados das concentrações de carbofurano no canteiro 1 (C1),

canteiro 2 (C2), canteiro 3 (C3), e do quincloraque no canteiro 4 (C4),

canteiro 5 (C5) e canteiro 6 (C6) nas amostras coletadas estão apresentados

nas Tabelas 14 e 15, respectivamente.

Tabela 14. Concentrações (em µg L

-1

) de carbofurano em amostras de

água de arroz irrigado

C1 C2 C3 C média

Concentração (µg L

-1

)

Dias após aplicação

400 * 400 * 400 * 400 *

1 nd nd nd nd

2 49,27 18,84 15,68 27,93

3 52,06 48,39 34,52 44,99

5 2,98 0,79 1,03 1,6

7 nd nd nd nd

10 nd nd nd nd

14 nd nd nd nd

* Valor teórico inicial (em µg L

-1

) considerando uma lâmina de água de 10 cm de altura

C1 = canteiro 1; C2 = canteiro 2; C3 = canteiro 3

nd = não detectado

Sabe-se que a concentração de pesticidas na água e no solo muda

rapidamente durante as primeiras 24 horas após a aplicação do produto,

devido à solubilização dos grânulos no sistema aquosos (MOREIRA

et al.,

2004).

Com isso, considerando as interações do carbofurano com a matéria

orgânica contida no sedimento e na água, no primeiro dia após a aplicação

do pesticida, o composto não é detectado. A partir do segundo dia após a

aplicação, pode-se monitorar a estabilidade do carbofurano na água de

superfície (Figura 17).

Dissipação do carbofurano

-10,00

0,00

10,00

20,00

30,00

40,00

50,00

60,00

1 5 9 13 17

Tem po (dias)

Concentração(µg L

-1

)

Figura 17. Perfil de dissipação do pesticida carbofurano, nos canteiros

C1, C2 e C3, em amostras de água na safra de 2006/2007

(■C1,

■

C2, ●C3 e

▲

média dos canteiros)

Na área experimental monitorada não foi observada a presença do

metabólito 3-hidroxicarbofurano, do inseticida carbofurano, nos pontos

amostrados da lavoura de arroz irrigado.

Conforme a Figura 17, no 2º dia de aplicação do inseticida, tem-se a

detecção do carbofurano, e a partir do 7º dia, não se encontra resíduo de

carbofurano.

A Figura 18 ilustra um cromatograma da amostra coletada no 2º dia

após a aplicação do pesticida carbofurano na área experimental do

experimento monitorado.

Figura 18. Cromatograma da amostra coletada no 2º dia após a

aplicação do pesticida carbofurano (t

= 7,18 min) em lavoura

de arroz irrigado

Na área experimental monitorada seria esperada uma concentração

de 375

g L

-1

do herbicida quincloraque por canteiro. No 1º dia após a

aplicação do herbicida foram encontrados resíduos na ordem de 200 a 330

g L

-1

e no 42º dia após a aplicação do quincloraque na ordem de 30 a 50

-1

. Após o 42º dia, não se encontra resíduos do herbicida quincloraque na

água da área monitorada.

Tempo (min)

Resposta

As concentrações do herbicida quincloraque em água da lavoura de

arroz irrigado coletadas em diferentes dias após a aplicação estão

demonstradas na Tabela 15.

Tabela 15. Concentrações (em µg L

-1

) de quincloraque em amostras de

água de arroz irrigado

C4 C5 C6 C média

Concentração (µg L

-1

)

Dias após aplicação

375 * 375 * 375 * 375 *

1 332,35 236,59 188,11 252,35

2 457,99 396,51 508 454,16

3 426,46 410,1 434,14 423,57

5 344,6 252,77 259,88 285,75

7 173,88 103,89 136,57 138,12

10 116,91 66,74 104,6 96,08

14 55,16 63,58 27,14 48,63

44,28 37,54 nd 40,91

75,34 46,12 49,32 56,93

62,98 31,81 31,5 42,1

28,74 53,16 42,75 41,55

Valor teórico inicial (em µg L

-1

)

considerando uma lâmina de água de 10 cm de altura

C4 = canteiro 4; C5 = canteiro 5; C6 = canteiro 6

nd = não detectado

O perfil da dissipação do herbicida quincloraque na safra 2006/2007,

em amostra de água de lavoura de arroz irrigado do experimento estudado,

está ilustrado na Figura 19.

Dissipação do quincloraque

0,0

100,0

200,0

300,0

400,0

500,0

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70 75 80 85

Tempo (dias)

Concentração (µg L

-1

)

Figura 19. Perfil de dissipação do pesticida quincloraque, nos canteiros

C4, C5 e C6, em amostras de água na safra de 2006/2007

(■C4,

■

C5, ●C6 e

▲

média dos canteiros)

As coletas das amostras de água foram realizadas em períodos pré-

estabelecidos e a suplementação da água foi feita após as coletas,

justificando o aumento da concentração das amostras coletadas no dia

seguinte à coleta.

A Figura 20 ilustra um cromatograma da amostra coletada no 2º dia

após a aplicação do pesticida quincloraque na área experimental do

experimento monitorado.

Figura 20. Cromatograma da amostra coletada no 2º dia após a

aplicação do pesticida quincloraque (t

= 9,5 min) em lavoura

de arroz irrigado

Resposta

Tempo (min)

4.4.1 Determinação dos tempos de meia-vida dos pesticidas

selecionados neste estudo

O tempo de meia-vida do carbofurano em água a 22 °C é altamente

dependente do pH podendo ser de 1 ano a pH 4,0 até 31 horas a pH 9,0. Em

pH 7,0 a meia-vida é em torno de 121 dias (TOMLIN, 2000). O pH é,

portanto, um parâmetro importante a ser considerado quando se avalia a

permanência de resíduos de carbofurano em águas superficiais (MOREIRA

et al

., 2004).

A Tabela 16 apresenta os resultados obtidos para o tempo de meia-

vida (t½) do herbicida quincloraque neste estudo.

Tabela 16. Tempos de meia-vida do quincloraque

t½ (dia)

Pesticida

C4 C5 C6 Média

Quincloraque 11,43 12,81 12,48 12,24

Conforme Tabela 16, o tempo de meia-vida do quincloraque foi de

aproximadamente 12 dias.

A alta radiação solar favorece a degradação dos pesticidas por

fotólise, o que pode reduzir a meia-vida dos princípios ativos no solo em

relação aos dados encontrados na literatura. Portanto, em um experimento a

campo, o carbofurano se dissipa muito rápido. Com isso, para determinar

com segurança o tempo de meia-vida deste inseticida, precisa-se coletar

maior número de amostras por dia, principalmente nos primeiros dias após a

aplicação (MOREIRA

et al.,

2004).

O principal metabólito do carbofurano, o 3-hidroxicarbofurano, não

estava presente nas amostras analisadas.

5 CONSIDERAÇÕES FINAIS

A necessidade de fornecer alimentos à população torna indispensável

o controle de doenças, pragas e plantas invasoras. O uso de pesticidas, que

se destaca como a principal forma de controle dos invasores que prejudicam

a produção, aumenta os níveis de resíduos dos mesmos ou de seus

metabólitos, podendo comprometer a qualidade das águas de superfície e

subterrâneas.

Muitos contaminantes orgânicos estão presentes na água em baixas

concentrações, com isso, tem crescido o interesse em desenvolver técnicas

de preparo de amostra que possibilitem pré-concentrar os analitos presentes

na matriz para adequação ao sistema de detecção.

A necessidade de se extrair analitos mais polares tornou a extração

em fase sólida (SPE) um dos principais métodos para análise de compostos

orgânicos em água, com boas recuperações, extração rápida, baixo

consumo de reagentes e boa seletividade. Neste estudo, a SPE com

cartucho contendo 500 mg do adsorvente C18 e a eluição dos analitos com

metanol mostrou-se adequado.

As condições cromatográficas otimizadas, com fase móvel

metanol:água (65:35, v/v) acidificada a pH 3,0 com solução aquosa de ácido

fosfórico (1:1, v/v), a uma vazão de 0,8 mL min

-1

, coluna Gemini 5

C18

(250 x 4,6 mm) e pré-coluna com o mesmo recheio da coluna, comprimento

de onda 270 e 220 nm (carbofurano e quincloraque, respectivamente),

permitiram a separação, identificação e quantificação satisfatória dos

compostos em estudo.

O detector por arranjo de diodos (DAD) permitiu monitorar

simultaneamente diferentes comprimentos de onda, fornecendo o espectro

de absorção molecular de cada pesticida, tornando mais adequada a

identificação dos picos detectados.

A validação do método desenvolvido apresentou bons resultados de

linearidade, com coeficientes de determinação maiores que 0,995 para

ambos os compostos estudados.

Os estudos de recuperação realizados no presente trabalho foram

feitos a fim de se avaliar a confiabilidade do método. De acordo com a

literatura para a validação de métodos cromatográficos, as recuperações

precisam estar entre 70 e 120%. Todos os valores obtidos nos ensaios de

fortificação apresentaram valores entre 82 e 112%, comprovando a

confiabilidade do método desenvolvido.

Os valores de precisão obtidos ficaram entre 7,2 e 14,5%,

encontrando-se dentro dos limites aceitáveis (RSD < 20%).

Os valores de limite de quantificação de 2

g L

-1

e 0,6

g L

-1

respectivamente, para o carbofurano e quincloraque, permitem que sejam

determinados resíduos de pesticidas em águas de superfície, as quais

apresentam elevado conteúdo de compostos.

Depois de validado, o método foi aplicado em amostras de água de

lavoura de arroz irrigado originárias de experimentos com aplicação

controlada de pesticidas conduzido no Campus da Universidade Federal de

Santa Maria, monstrando-se bastante eficiente.

Analisando os resultados obtidos para as amostras de água de

lavoura de arroz irrigado, na safra em estudo, o carbofurano degrada-se

facilmente, porém não foi detectado na forma do seu principal metabólito, o

3-hidroxicarbofurano. No 1º dia de coleta, ou seja, dentro das primeiras 24 h

após a aplicação do inseticida, o carbofurano apresentou baixa

disponibilidade, não sendo detectado nas amostras. No 2º, 3º e 5º dia após a

aplicação do inseticida, o carbofurano foi detectado nas amostras

analisadas, e a partir do 5º dia após a aplicação não se encontrou mais

resíduos do carbofurano, indicando que sua estabilidade em água é muito

baixa.

Como o experimento em estudo foi conduzido a campo, os fatores

naturais, como por exemplo, luminosidade, calor, vento, além dos compostos

orgânicos presentes na água e no solo, aumentam a possibilidade de

dissipação dos pesticidas. A dissipação do carbofurano foi muito rápida e

não foi possível calcular com segurança o tempo de meia-vida deste

pesticida na água. Para esta avaliação seria necessário coletar maior

número de amostras por dia, principalmente nos primeiros dias após a

aplicação.

O herbicida quincloraque foi encontrado até 42 dias após a aplicação.

Após 42 dias da aplicação do quincloraque, não se encontra mais resíduo

deste pesticida nas amostras de água analisadas. Considerando estes

resultados obtidos pode-se determinar o tempo de meia-vida do

quincloraque na água de lavoura de arroz irrigado em 12 dias.

Através dos estudos de dissipação do carbofurano e do quincloraque,

pode-se determinar o período, após a aplicação destes pesticidas, quer é

necessário a retenção da água de irrigação na lavoura antes de liberar para

o meio ambiente.

TRATAMENTO DE RESÍDUOS GERADOS

Os solventes utilizados no desenvolvimento deste estudo foram

recolhidos, colocados em recipientes, rotulados e encaminhados para o

almoxarifado responsável pelo tratamento final dos resíduos gerados no

Departamento de Química da UFSM.

O adsorvente contido nos cartuchos SPE foi descartado como resíduo

sólido, rotulado e encaminhado para o almoxarifado. Os cartuchos e seus

respectivos filtros foram guardados para serem utilizados em estudos

posteriores do grupo.

SUGESTÕES PARA TRABALHOS FUTUROS

- Determinação dos metabólitos do carbofurano em amostras de água de

lavoura de arroz irrigado;

- Estudo a campo e no laboratório da estabilidade do inseticida carbofurano

e do herbicida quincloraque em amostras de água de lavoura de arroz

irrigado.

- Estudo da dissipação do carbofurano em água de arroz, com coletas das

amostras em três períodos por dia.

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100

APÊNDICES

APÊNDICE A – Comparação dos valores estatísticos obtidos por

modelos distintos de curvas analíticas, conforme o programa

Statgraphics

Plus 5.1

Tabela 1. Comparação entre os valores estatísticos obtidos por

diferentes modelos de curvas analíticas para o herbicida

quincloraque

Comparação de Modelos Típicos

Modelo r r²

Linear 0,9964 .. 0,9928

Raiz quadrada-Y 0,9866 0,9734

Multiplicativo 0,9776 0,9556

Raiz quadrada-X 0,9684 0,9378

Exponencial 0,9377 0,8793

Inverso duplo 0,8729 0,7620

Logarítmo-X 0,8565 0,7336

Curva-S -0,7096 0,5035

Inverso-X -0,5157 0,2659

101

Tabela 2. Comparação entre os valores estatísticos obtidos por

diferentes modelos de curvas analíticas para o inseticida

carbofurano

Comparação de Modelos Alternativos

Modelo r r²

Linear 0,9877 0,9756

Raiz quadrada-Y 0,9754 0,9499

Multiplicativo 0,9692 0,9394

Raiz quadrada-X 0,9746 0,9514

Exponencial 0,9316 0,8678

Inverso duplo 0,9136 0,8347

Logarítmo-X 0,9337 0,8717

Curva-S -0,9047 0,8186

Inverso-X -0,7902 0,6245

102

APÊNDICE B – Foto da lavoura de arroz no Campus da UFSM

Figura 1. Lavoura de arroz irrigado no Campus da Universidade Federal

de Santa Maria onde foram realizados os experimentos de campo

103

APÊNDICE C – Determinação dos tempos de meia-vida do quincloraque

e do carbofurano

Tabela 1. Determinação dos tempos de meia-vida do carbofurano

C1 C2 C3

média

C3 Média

µg L

-1

µg L

-1

µg L

-1

µg L

-1

Teórico (µg L

-1

) 400 400 400 400

Dias

1 dia nd nd nd

após a

2 dias 49,27

18,84 15,68

27,93 3,9 2,94

2,75

4,793

aplicação

3 dias 52,06

48,386

34,52

44,99 3,95

3,88

3,54

5,687

5 dias 2,98 0,79 1,03 1,60 1,09

0,23

0,03

0,443

7 dias nd nd nd

10 dias nd nd nd

14 dias nd nd nd

Tabela 2. Equações obtidas a partir dos dados de degradação no

campo, safra 2006/2007 para o carbofurano, para calcular o

tempo de meia-vida (em dias), a partir da equação t½

= ln2 / k

Canteiro Equação r² ln2 t½

C1 y = -1,0059x + 6,3335 0,8822 0,693 0,68

C2 y = -1,1988x + 6,1905 0,723 0,693 0,57

C3 y = -1,0303x + 5,5408 0,7277 0,693 0,67

Média y = -1,6175x + 9,0324 0,7757 0,693 0,64

104

Tabela 3. Determinação dos tempos de meia-vida do quincloraque

C4 C5 C6

média

Média

µg L

-1

µg L

-1

µg L

-1

µg L

-1

Teórico (µg L

-1

) 375 375 375 375

1 dia 332,35

236,59

188,11

252,35

5,81

5,47

5,24

5,50

2 dias 457,99

396,51

408,00

420,83

6,13

5,98

6,01

6,04

Dias

3 dias 426,46

410,10

434,14

423,57

6,06

6,02

6,07

6,05

após a

5 dias 344,60

252,77

259,88

285,75

5,84

5,53

5,56

5,65

aplicação

7 dias 173,88

103,89

136,57

138,12

5,16

4,64

4,92

4,91

10 dias 116,91

66,74 104,60

96,08 4,76

4,20

4,65

4,54

14 dias 55,16 63,58 27,14 48,63 4,01

4,15

3,30

3,82

21 dias 44,28 37,54 40,91 3,79

3,63

3,71

28 dias 75,34 46,12 49,32 56,93 4,32

3,83

3,90

4,02

35 dias 62,98 31,81 31,50 42,10 4,14

3,46

3,45

3,68

42 dias 28,74 53,16 42,75 41,55 3,36

3,97

3,76

3,70

49 dias

nd nd nd nd

56 dias

nd nd nd nd

77 dias

nd nd nd nd

84 dias

nd nd nd nd

Tabela 4. Equações obtidas a partir dos dados de degradação no

campo, safra 2006/2007 para o quincloraque, para calcular o

tempo de meia-vida (em dias), a partir da equação t½= ln2 / k

Canteiro Equação r² ln2 t½

C4 y = -0,0606x + 5,7782 0,7532 0,693 11,43

C5 y = -0,0541x + 5,4523 0,6521 0,693 12,81

C6 y = -0,0555x + 5,5006 0,6306 0,693 12,48

Média y = -0,0573x + 5,567 0,7041 0,693 12,24

105

ANEXOS

ANEXO A – Dados referentes às datas de coleta das amostras de água

de lavoura de arroz irrigado do Campus da UFSM

Tabela 1. Datas das coletas de água dos experimentos com aplicação

do herbicida quincloraque

Coleta da água nas parcelas com herbicida

Dia Dias após o início

da irrigação

29/11/2006 1º

30/11/2006 2º

1/12/2006 3º

3/12/2006 5º

5/12/2006 7º

8/12/2006 10º

12/12/2006 14º

19/12/2006 21º

26/12/2006 28º

2/1/2007 35º

9/1/2007 42º

16/1/2007 49º

23/1/2007 56º

30/1/2007 63º

6/2/2007 70º

Aplicação do herbicida: 28/11/2006 (7h00min)

106

Tabela 2. Datas das coletas de água dos experimentos com aplicação

do inseticida carbofurano

Coleta da água nas parcelas com inseticida

Dia Dias após o início

da irrigação

29/11/2006 1º

30/11/2006 2º

1/12/2006 3º

3/12/2006 5º

5/12/2006 7º

8/12/2006 10º

12/12/2006 14º

19/12/2006 21º

26/12/2006 28º

2/1/2007 35º

9/1/2007 42º

16/1/2007 49º

23/1/2007 56º

30/1/2007 63º

6/2/2007 70º

Aplicação do inseticida: 28/11/2006 (8h00min)

107

ANEXO B – Limites máximos de resíduos: ANVISA

Pesticida LMR (µg L

)

Alacloro 20

Aldrin e Dieldrin 0,03

Atrazina 2

Bentazona 300

2,4 -D 30

DDT 2

Endossulfan 20

Endrin 0,6

Glifosato 500

Hexaclorobenzeno 1

Lindano 2

Metacloro 10

Molinato 6

Pentaclorofenol 9

Permetrina 20

Propanil 20

Simazina 2

Trifluralina 20

108

ANEXO C – Limites máximos de resíduos: CONAMA – Águas doces

Classe 1* e 2**

Classe 3***

Pesticidas LMR (µg L

-1

) LMR (µg L

-1

)

Alacloro 20

Aldrin e Dieldrin 0,005 0,03

Atrazina 2 2

Carbaril 0,02 70

2,4 -D 4 30

DDT 0,002 1

Endossulfan 0,056 0,22

Endrin 0,004 0,2

Glifosato 65 280

Hexaclorobenzeno 0,0065

Lindano 0,02 2

Malation 0,1 100

Metacloro 10

Paration 0,04 35

Pentaclorofenol 0,009 0,009

Simazina 2

Trifluralina 0,2

* = águas que podem ser destinadas ao abastecimento humano, após tratamento simplificado;

** = águas que podem ser destinadas ao abastecimento humano após tratamento convencional;

*** = águas que podem ser destinadas à irrigação de culturas arbóveras, cerealíferas e forrageiras

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