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i
UFSM
Dissertação de Mestrado
AVALIAÇÃO DOS MARCADORES DO ESTRESSE
OXIDATIVO EM INDIVÍDUOS SUPLEMENTADOS COM
FERRO E ÁCIDO ASCÓRBICO
________________________________________
Elisângela Colpo
PPGBT
Santa Maria, RS, Brasil
2007
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ii
AVALIAÇÃO DOS MARCADORES DO ESTRESSE OXIDATIVO EM
INDIVÍDUOS SUPLEMENTADOS COM FERRO E ÁCIDO
ASCÓRBICO
_________________________________
por
Elisângela Colpo
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-Graduação em
Bioquímica Toxicológica da Universidade Federal de Santa Maria (UFSM, RS),
como requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Bioquímica Toxicológica.
Santa Maria, RS, Brasil
2007
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iii
Universidade Federal de Santa Maria
Centro de Ciências Naturais e Exatas
Programa de Pós-Graduação em Bioquímica Toxicológica
A comissão Examinadora, abaixo assinada,
Aprova a Dissertação de Mestrado
AVALIAÇÃO DOS MARCADORES DO ESTRESSE OXIDATIVO EM
INDIVÍDUOS SUPLEMENTADOS COM FERRO E ÁCIDO
ASCÓRBICO
elaborada por
Elisângela Colpo
como requisito parcial para obtenção de grau de
Mestre em Bioquímica Toxicológica.
COMISSÃO EXAMINADORA
------------------------------------------------
Maria Beatriz Moretto
(Presidente/Orientador)
(UFSM)
---------------------------------------------------
Marcelo Farina
(UFSC)
-------------------------------------------------
Francielli Weber Santos
(UNIPAMPA)
Santa Maria, fevereiro de 2007
iv
AGRADECIMENTOS
A DEUS, por sempre disponibilizar a luz para iluminar os meus caminhos.
À minha família, Artur, Eliane, Elis Élen e Andriele, agradeço pelo apoio,
compreensão, incentivo, companheirismo e amor em todos os momentos, minha gratidão
eterna.
Ao Matheus, pela compreensão, apoio, incentivo e amor ao longo destes anos,
contribuindo para esta conquista.
Ao prof. João Batista Teixeira da Rocha, pelos seus conhecimentos, dedicação e
habilidade em orientar este trabalho.
A prof. Cristina Wayne Nogueira pelos seu ensinamentos e apoio na execução deste
trabalho.
A prof. Maria Beatriz Moretto pelo apoio e dedicação na realização deste trabalho.
A querida amiga Andreza, pelos ensinamentos, compreensão, dedicação e paciência na
elaboração deste trabalho.
Aos meus colegas que ajudaram na elaboração deste trabalho: Iria, Simone, Sally,
Andreza, Rosane, Iara, Fabiane, Dievan, Jardel, Rafael, Cleci.
Aos colegas Rafael I., Rafael P., Dievan, Juliano, Robson, Daniel, Gustavo, Matheus,
Ricardo, Félix, Jardel, Diego que contribuíram no desenvolvimento deste trabalho.
Aos demais colegas de laboratório pelos ensinamentos, amizade e companheirismo.
Aos demais professores do PPGBT que de alguma maneira contribuíram para a minha
formação.
Aos funcionários do PPGBT pela competência na realização dos seus trabalhos.
À Universidade Federal de Santa Maria e ao Programa de Pós-Graduação em
Bioquímica Toxicológica pela oportunidade de realização deste curso.
À CAPES pela bolsa de estudos e pelos recursos financeiros concedidos.
Agradeço a todos que de alguma forma contribuíram para a realização deste trabalho.
v
RESUMO
Dissertação de Mestrado
Programa de Pós-Graduação em Bioquímica Toxicológica
Universidade Federal de Santa Maria, RS, Brasil
AVALIAÇÃO DOS MARCADORES DO ESTRESSE OXIDATIVO EM INDIVÍDUOS
SUPLEMENTADOS COM FERRO E ÁCIDO ASCÓRBICO
AUTOR: Elisângela Colpo
ORIENTADORA: Maria Beatriz Moretto
CO-ORIENTADOR: João Batista Teixeira da Rocha
LOCAL E DATA DA DEFESA: Santa Maria, Fevereiro de 2007.
O ferro é um nutriente essencial para atividades das células incluindo transporte de oxigênio,
transferência de elétrons e regulação genética. Entretanto, esse mineral é potencialmente
tóxico por participar de reações de óxido-redução, que favorecem a formação de espécies
reativas ao oxigênio (ERO). O dano oxidativo nas biomoléculas pode ser modulado por
antioxidantes como o ácido ascórbico (AA). Entretanto, sabe-se que na presença de ferro, o
ácido ascórbico pode atuar como um pró-oxidante in vitro e contribuir para formação de
radicais hidroxila. Baseado na possibilidade pró-oxidante da interação entre o ferro e o ácido
ascórbico, for avaliados as manifestações da suplementação do ferro associado com o ácido
ascórbico. O estudo foi delineado por 9 voluntários saudáveis, não tabagistas, entre 20 e 31
anos. Os voluntários foram suplementados com uma dose única contendo 2g de ácido
ascórbico (primeiro grupo), 150mg de ferro (segundo grupo) e 2g de ácido ascórbico mais
150mg de ferro (terceiro grupo). Os 9 indivíduos foram submetidos a todos os tratamentos, os
quais foram alternados a cada 15 dias. Os voluntários foram submetidos a coletas sanguíneas
antes da suplementação e 2, 5 e 24 horas após a suplementação. Foram avaliados os níveis de
ferro e ferritina, a atividade das enzimas antioxidantes catalase (CAT), glutationa peroxidase
(GPx), superóxido dismutase (SOD), os níveis dos antioxidantes não-enzimáticos: ácido
ascórbico, tiois não proteicos (NPSH), bem como os marcadores do estresse oxidativo:
espécies reativas ao ácido tiobarbitúrico (TBARS), oxidação da diclorifluoresceína e a
atividade da delta aminolevulinato desidratase (ALA-D) . Os resultados encontrados
mostraram que os níveis plasmáticos de ácido ascórbico aumentaram significativamente em 2,
5 e 24 horas após a ingestão de ácido ascórbico mais ferro ou somente ácido ascórbico. Os
níveis plasmáticos de ferro aumentaram significativamente 2 horas após a ingestão de ferro e
2 e 5 horas no grupo ferro mais ácido ascórbico. Os níveis de TBARS eritrocitário
diminuíram significativamente em 5 e 24 horas após a ingestão de ferro, bem como, em 5
horas após a ingestão de ferro mais ácido ascórbico. A atividade da CAT eritrocitária
aumentou significativamente em 5 horas após a ingestão de ácido ascórbico mais ferro. Os
demais parâmetros avaliados não mostraram diferenças significativas. Com isso, o presente
estudo não confirma a hipótese que a combinação de altas doses de ácido ascórbico e ferro, ou
apenas ferro causam dano oxidativo in vivo. Entretanto, mais estudos são necessários para
determinar se a interação entre o ferro e o ácido ascórbico pode causar efeito pró-oxidante in
vivo.
Palavras-chave: estresse oxidativo; efeito pró-oxidante; ferro; ácido ascórbico; in vivo.
vi
ABSTRACT
Dissertation of Master’s Degree
Post-Graduate Course in Toxicological Biochemistry
Federal University of Santa Maria, RS, Brazil
EVALUATION OF OXIDATIVE STRESS MARKERS IN VOLLUNTERS
SUPPLEMENTED WITH IRON IS ASCORBIC ACID
AUTHOR: Elisângela Colpo
ADVISOR: Maria beatriz Moretto
CO-ADVISOR: João Batista Teixeira da Rocha
DATE AND PLACE OF THE DEFENSE: Santa Maria, February 2007
Iron is an essential nutrient for cellular activities including oxygen transport, electron transfer,
and gene regulation. However, iron is potentially toxic via its redox reactions which generate
reactive oxygen species (ROS). Oxidative damage to biomolecules can be modulated by
antioxidants such as ascorbic acid (AA). However, it is well known that in the presence of
redox-active iron, AA can act as a pro-oxidant in vitro and contribute to the formation of
hydroxyl radicals. Based on the possible pro-oxidant interaction of iron and AA, we
evaluated the manifestations of supplementation of iron associated with the ascorbic acid. The
study was delineated by nine non-smoking male healthy volunteers, aged between 20 and 31
years. The volunteers were supplemented with a single dose containing 2g of AA (first
group), 150mg of iron (second group) and 2g of AA plus 150mg of iron (third group). The 9
volunteers were submitted the all the treatments, which were alternate every 15 days. The
volunteers were submitted to blood collections before the supplementation and 2, 5 and 24
hours after the supplementation. They were evaluated the levels of iron and ferritin, the
activity of the antioxidants enzymes catalase (CAT), gluthatione peroxidase (GPx),
superoxide dismutase (SOD), the level non-enzymatic antioxidants: AA, non-protein-SH, as
well as markers of the oxidative stress Thiobarbituric acid reactive substances (TBARS),
diclorofluorescein oxidation and delta-amino levulinate dehydratase (ALA-D) activity. The
results showed that plasma AA levels were increased at 2, 5 and 24 hours after AA or AA
plus iron ingestion. Plasmatic iron level was increased at 2 hours after iron ingestion and 2, 5
hours in the group AA plus iron. The erythrocytes TBARS levels decreased at 5 hours after
AA and 5, 24 hours after AA plus iron ingestion. The erythrocytes CAT levels caused a
significant increase 5 hours after supplementation with AA plus iron. The other results
showed no significant different in the determinations. Thus, the present study does not
support the hypothesis that the combination of high plasma concentrations of AA and iron, or
iron alone, causes oxidative damage in vivo. However, further studies are required to
determine if iron and AA interactions could have a pro-oxidant effect in vivo.
Keywords: oxidative stress; pro-oxidant effect; iron; ascorbic acid; in vivo.
vii
LISTA DE FIGURAS E TABELAS
FIGURA 1: Via de formação de espécies pró-oxidantes e vias de detoxificação pelo sistema
de defesa antioxidante.............................................................................................................. 09
FIGURA 2: Efeito pró-oxidante da vitamina C (Rietjens et al., 2002).................................. 11
TABLE 1: Characteristics of the subjects …..……………………………………………… 32
FIGURE 3. Plasma ascorbic acid after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg)
or ascorbic acid plus iron……………………………………….………………………….... 33
FIGURE 4. Plasma iron (A) and ferritin levels (B) after supplementation with ascorbic acid
(2g), iron (150mg) or ascorbic acid plus iron ………………………………………………. 34
FIGURE 5. Erythrocytes NPSH after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg)
or ascorbic acid plus iron. ………………………………………………………………….. 35
FIGURE 6. Erythrocytes TBARS levels after supplementation with ascorbic acid (2g), iron
(150mg) or ascorbic acid plus iron………………………………………………….............. 36
FIGURE 7. Oxidation of DCFH after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg)
or ascorbic acid plus iron………………………………………..…………………………... 37
FIGURE 8. δ-ALA-D activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron, determined in the absence (A) or in the presence of DTT
(B)……………………………………………………………………………..…………….. 38
FIGURE 9. Activity of GPX plasmatic after supplementation with ascorbic acid (2g), iron
(150mg) or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M………………… 39
FIGURE 10. CAT activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron……………………………………………………………………….. 40
FIGURE 11. SOD activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron………………………………………….............................................. 41
viii
LISTA DE ABREVIATURAS
-ALA-D - delta aminolevulinato desidratase
AA – ácido ascórbico
O
2
°-
- ânion superóxido
CAT – catalase
DCFH-DA – diacetato de diclorifluoresceína
ERO – espécies reativas ao oxigênio
Fe
+2
– ferro na forma ferrosa
Fe
+3
– ferro na forma férrica
GPx – glutationa peroxidase
GR – glutationa redutase
GSH – glutationa reduzida
GSSG - glutationa oxidada
H
2
O
2
– peróxido de hidrogênio
LPO – lipoperoxidação
MDA - malondialdeído
OH
•
- radical hidroxila
OH
-
- ânion hidróxilo
RO
•
- radical alcoxil
ROO
•
- radical peroxil
ROOH – hidroperóxido orgânico
SOD – superóxido dismutase
TBARS - espécies reativas ao ácido tiobarbitúrico
ix
SUMÁRIO
AGRADECIMENTOS................................................................................................ iv
RESUMO..................................................................................................................... v
ABSTRACT................................................................................................................. vi
LISTA DE FIGURAS E TABELA ........................................................................... vii
LISTA DE ABREVIATURAS .................................................................................. viii
APRESENTAÇÃO...................................................................................................... x
1. INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 1
1.1. Ferro ..................................................................................................................... 1
1.2. Estresse Oxidativo ............................................................................................... 3
1.2.1. Reação de Fenton .................................................................................. 3
1.2.2. Reação de Haber-Weiss ....................................................................... 4
1.3. Marcadores do estresse oxidativo ...................................................................... 4
1.3.1. Peroxidação Lipídica ............................................................................ 4
1.3.2. Delta Aminolevulinato Desidratase (-ALA-D) ................................. 5
1.4. Defesas Antioxidantes ......................................................................................... 6
1.4.1 Defesas antioxidantes enzimáticas ....................................................... 7
1.4.2. Defesas antioxidantes não enzimáticas ............................................... 9
2. OBJETIVOS............................................................................................................ 12
3. ARTIGO CIENTÍFICO ........................................................................................ 13
4. DISCUSSÃO ........................................................................................................... 42
5. CONCLUSÕES ...................................................................................................... 45
6. PERSPECTIVAS ................................................................................................... 46
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................. 47
x
APRESENTAÇÃO
No item INTRODUÇÃO, está descrita uma sucinta revisão bibliográfica sobre os
temas trabalhados nesta dissertação.
Os resultados que fazem parte desta dissertação estão apresentados sob a forma de
artigo, os qual encontram-se no item ARTIGO CIENTÍFICO. As seções Materiais e
Métodos, Resultados, Discussão dos Resultados e Referências Bibliográficas, encontra-se no
próprio artigo e representa a íntegra deste estudo.
Os itens, DISCUSSÃO E CONCLUSÃO encontradas no final desta dissertação,
apresentam interpretações e comentários gerais sobre o artigo científico contido neste
trabalho.
No item PERSPECTIVAS estão expostos os possíveis estudos para continuação do
estudo do autor, referente a esse assunto.
As REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS referem-se somente às citações que
aparecem nos itens INTRODUÇÃO e DISCUSSÃO desta dissertação.
1
1. INTRODUÇÃO
1.1. Ferro
O ferro é um elemento essencial para a vida de todos os organismos. Está presente em
algumas enzimas que catalisam mecanismos de oxidação celular e é de grande importância
nos sistemas biológicos, onde participa de uma grande variedade de reações de transporte de
elétrons, geralmente no estado de oxidação 2+ e 3+ (Minotti e Aust, 1987; Lim et al. , 2000;
Gurzau et al., 2003; Grundy et al., 2004).
O ferro se distribui amplamente, totalizando cerca de 3,5 a 4,5g em um indivíduo
adulto, onde 70 a 80% são considerados ferro funcional. A maior parte do ferro corpóreo está
em seu estado divalente na hemoglobina e na mioglobina, estando o restante distribuído entre
os sítios de estoque, predominantemente no fígado, baço e medula óssea, ligado à ferritina ou
à transferrina para transporte (Queiroz, 2000; Emerit et al., 2001; Martini, 2002; Gurzau et al.,
2003).
A absorção de ferro pelo organismo é controlada, a fim de evitar o seu excesso, pois
tanto um aporte deficiente de ferro, quanto um acúmulo excessivo no organismo conduzem a
morbidade. Em condições normais, um bom padrão alimentar contém 10 a 20mg de ferro por
dia, dos quais o organismo absorve cerca de 5 a 10%. Essa absorção compensa perdas de ferro
através da descamação de células da pele, vias digestivas, urinárias e respiratórias. Sabe-se
que a disponibilidade de ferro muda de acordo com o estado fisiológico (Martini, 2002;
Gurzau et al., 2003; Boccio e Monteiro, 2004).
Uma série de desordens humanas e complexas pode desequilibrar a homeostase do
ferro. Distúrbios no metabolismo do ferro podem ser encontrados na hemocromatose
hereditária (HH), alguns tipos de anemia como -talassemia maior, anemia sideroblástica,
hemolítica crônica, além disso, em hepatopatia crônica, hemodiálise prolongada, hepatite C,
porfiria cutânea tarda, síndrome da sobrecarga de ferro dismetabólica, hipotransferrinemia
congênita entre outros (Freitas e Meneghini, 2001).
O excesso de ferro pode aumentar a síntese de proteínas que armazenam ferro como a
ferritina e a hemossiderina nas células do parênquima hepático atuando como protetoras por
manterem baixo o nível intracelular do ferro livre. A capacidade do fígado em sintetizar
ferritina supera o papel dos lisossomas em processar ferro para excreção. Os lisossomas
convertem a proteína a partir da ferritina e esta em hemossiderina. A formação da
2
hemossiderina a partir da ferritina não é bem conhecida, mas parece envolver desnaturação da
molécula de apoferritina (Gurzau et al., 2003).
O ferro tem a capacidade de receber e doar elétrons, interconvertendo-se entre o estado
férrico (Fe
3+
) e ferroso (Fe
2+
). Esta capacidade é fisiologicamente essencial para o
funcionamento dos citocromos e ferro-proteínas. Porém, esses íons podem estimular a
produção de espécies reativas ao oxigênio (ERO) por diferentes mecanismos (Emerit et al.,
2001; Gurzau et al., 2003).
Um exemplo destes mecanismos é quando o Fe
2+
reage com o H
2
O
2
conduzindo à
formação de radicais hidroxil (OH
•
) através da reação de Fenton. Embora na presença de
redutores fisiológicos, o ferro pode ficar entre os dois estados de oxido-redução, gerando ERO
altamente reativas (Halliwell e Gutteridge, 1999). As ERO que incluem o radical ânion
superóxido, peróxido de hidrogênio, radical hidroxila e oxigênio singlet, estão entre os
compostos mais reativos produzidos durante as reações de estresse oxidativo com metais
pesados (Miller et al., 1990; Halliwell e Gutteridge, 1993).
Muitos estudos têm mostrado que o ferro está envolvido na formação de alguns tipos
de lesões no DNA em células de mamíferos (Mello-Filho et al., 1984; Mello-Filho e
Meneghini, 1991; Bertoncini e Meneghini, 1995; Meneghini, 1997). Além disso, o ferro tem
sido demonstrado induzir a troca de cromátides-irmãs e intervir na mutagênese induzida por
peróxido de hidrogênio e também na transformação celular (Larramendy et al., 1987).
Sabe-se que altos níveis de ERO podem promover mutação, carcinogêneses e
processos de envelhecimento pelo dano ao DNA (Wiseman e Halliwell, 1996; Beckman e
Ames, 1998). Embora seja pouco conhecido que uma alteração no metabolismo do ferro pode
promover processos carcinogênicos, trabalhos têm evidenciado que o estresse oxidativo leva a
um aumento na homeostase do ferro (Martins et al, 1995; Pantopoulos et al., 1995; De Freitas
et al., 2000). O estresse oxidativo pode produzir eventos genotóxicos por causa da indução do
aumento das células contendo ferro. De fato, vários estudos têm relatado o aumento do risco
de câncer em condições de sobrecarga de ferro, como na hemocromatose (Toyokuni, 1996).
Além disso, o acúmulo de ferro no cérebro tem sido associado com doenças
neurológicas como doença de Parkinson, doença de Alzheimer e esclerose múltipla.
Entretanto, os mecanismos do ferro não são entendidos nessas doenças (Rolfs e Hediger,
1999; Sayre et al., 1999).
3
1.2. Estresse Oxidativo
Halliwell e Gutteridge (1999) definiram o estresse oxidativo como o desequilíbrio no
balanço entre agentes pró-oxidantes e agentes antioxidantes com a potencialidade de exercer
efeitos deletérios. O ânion superóxido (O
2
°-
), o peróxido de hidrogênio (H
2
O
2
) e o radical
hidroxila (OH
•
) são algumas das ERO e sua presença nos organismos pode trazer efeitos
deletérios (Premkumar e Bowlus, 2003). Estes efeitos causados pelas ERO podem ser: danos
nas membranas ou em outras estruturas lipídicas celulares, preferencialmente quando a
peroxidação lipídica atua em ácidos graxos insaturados das membranas biológicas;
modificação nas proteínas, alterando a estrutura terciária e provocando a perda de função,
fragmentação e ligações cruzadas; e no DNA induzem modificações, que podem ser reparadas
pelos mecanismos de reparo ou podem induzir mutações (Halliwell e Gutteridge, 1999).
O radical hidroxila é um dos mais potentes oxidantes, tendo a capacidade de atravessar
membranas e reagir com moléculas tais como lipídios insaturados e DNA. Ele pode ser
formado através de reações como a de Fenton e de Haber-Weiss, mediadas por íons metálicos.
1.2.1. Reação de Fenton
O radical hidroxila pode ser formado quando íons ferro reagem com H
2
O
2
, com a
participação do ácido ascórbico na redução do Fe
+3
para Fe
+2
, como foi observado por Fenton
em 1984. A reatividade é devido à formação radical hidroxila (Halliwell e Gutteridge, 1989).
Complexo intermediário
2H
2
O
2
+ Fe
+2
————> Fe
+3
+ OH
-
+ OH
•
O Fe
3+
pode ficar disponível
para reagir de novo com o H
2
O
2
, porém esta reação fica
lenta em pH fisiológico:
Complexo intermediário
4
Fe
3+
+ H
2
O
2
————>
Fe
2+
+ O
2
-
+ 2H
+
O envolvimento do ferro com o peróxido de hidrogênio, pode formar no sistema
biológico, uma série de reações oxidativas, causando o um aumento de EROs (Halliwell e
Gutteridge, 1989).
1.2.2. Reação de Haber-Weiss
Essa reação pode ocorrer na presença de sais de ferro ou de cobre:
Fe
+3
+ O
2
-•
<———> Fe
+2
+ O
2
Fe
+2
+ H
2
O
2
————> Fe
+3
+ OH
-
+ OH
•
O
2
-•
+ H
2
O
2
= O
2
+ OH
-
+ OH
•
Os metais de transição podem catalisar a reação entre o H
2
O
2
e O
2
-•
, conduzindo a
produção de radical hidroxila. Assim, a soma das duas reações fornece o equivalente da
reação de Haber-Weiss (Dunford, 2002). O aumento da geração de O
2
-•
e H
2
O
2
pode designar
condições que levam à formação do OH
•
(Halliwell e Gutteridge, 1985). Na catálise da reação
acima, o ferro necessário pode ser oriundo da ferritina, hemoglobina ou mioglobina (Werns e
Luchesi, 1990).
1.3. Marcadores do estresse oxidativo
1.3.1. Peroxidação Lipídica
A peroxidação lipídica ou lipoperoxidação (LPO) é o processo através do qual as
ERO agridem os ácidos graxos polinsaturados dos fosfolipídeos das membranas das células,
desintegrando-as e permitindo, desta feita, a entrada dessas espécies nas estruturas
intracelulares (Halliwell e Gutteridge, 1989).
5
Um produto da LPO bem conhecido é o malondialdeído (MDA) (Alexandrova e
Bochev, 2005; Cherubini et al., 2005), o qual é o produto final da degradação não enzimática
de ácidos graxos poliinsaturados. Com isso, altos níveis de MDA indicam um aumento da
lipoperoxidação (Kashyap et al., 2005).
Todos os componentes celulares são suscetíveis à ação de ERO, porém a membrana
plasmática é um dos mais atingidos em decorrência da peroxidação lipídica, o que provoca
alterações na estrutura e na permeabilidade das membranas celulares. Com isso, há perda da
seletividade na troca iônica e na liberação do conteúdo de organelas, como as enzimas
hidrolíticas dos lisossomas, e a formação de produtos citotóxicos, culminando com a morte
celular. O OH
•
é freqüentemente reconhecido como a espécie iniciadora e a mais importante
da lipoperoxidação. Entretanto, estudos indicam que o ferro também desempenha papel
determinante na iniciação deste processo, sendo necessária uma relação equimolar Fe
3+
: Fe
2+
no meio (Ferreira e Matsubara 1997).
O ferro livre, bem como seus complexos, é capaz de estimular a LPO nas células
(Gogvadze et al., 2003). A LPO pode ser iniciada por qualquer radical livre primário que
tenha reatividade suficiente para extrair um átomo de hidrogênio de um grupo metileno
reativo de um ácido graxo insaturado. Na primeira fase do processo de LPO, as cadeias
altamente vulneráveis dos ácidos graxos poliinsaturados são atacadas por radicais livres
formando hidroperóxidos lipídicos. Estes hidroperóxidos lipídicos são moléculas
razoavelmente estáveis sob condições fisiológicas, mas sua decomposição é catalisada por
metais de transição formando radicais alcoxil (RO
•
) e peroxil (ROO
•
). Os radicais RO
•
são
análogos altamente reativos do radical OH
•
e podem propagar as reações da LPO (Minotti e
Aust, 1987; Miller e Aust, 1989; Janero, 1990).
Sabe-se que o ferro desempenha um papel crucial na iniciação da lipoperoxidação e os
radicais ROO
•
lipídicos formados durante a modificação lipídica podem reagir com proteínas
deteriorando funções de enzimas e receptores, podem amplificar a lipoperoxidação e oxidar o
colesterol (Halliwell e Gutteridge, 1999).
1.3.2. Delta Aminolevulinato Desidratase (-ALA-D)
A -ALA-D, uma enzima que participa da rota biossintética do heme, é essencial para
organismos aeróbicos (Gabriel et al., 2005). Metais endógenos são componentes essenciais
para sistemas de enzimas como a -ALA-D, que é uma metaloenzima e requer íons zinco para
6
sua atividade (Jaffe et al., 1995). A -ALA-D catalisa a condensação assimétrica de duas
moléculas de ácido aminolevulínico (-ALA) para formar porfibilinogênio monopirrólico
(PBG) e iniciar a biossíntese do heme (Gibson et al., 1955). O PBG reuni-se dentro de
moléculas tetrapirrólicas, que constitui o grupo prostético de proteínas fisiologicamente
significantes como a hemoglobina, citocromos e algumas enzimas como a catalase (Gabriel et
al., 2005).
A -ALA-D é uma enzima sulfidrílica (Gibson et al., 1955; Barnard et al., 1977) e
muitos metais como o mercúrio (Rocha et al., 1993, 1995), chumbo (Sassa et al., 1982;
Rodrigues et al., 1989, 1996; Goering, 1993) e outros compostos podem oxidar os
grupamentos sulfídrilicos modificando sua atividade (Emanuelli et al., 1996; Barbosa et al.,
1998; Flora et al., 1998; Jacques-Silva et al., 2001; Flora et al., 2002). Além disso, a -ALA-
D pode ser inibida por substâncias que competem com o zinco ou ainda que oxidem os grupos
–SH (Farina et al., 2002; Nogueira et al., 2003a,b; Santos et al., 2004). Esta situação pode
estar associada com o estresse oxidativo (Pande et al., 2001; Folmer et al., 2002; Pande e
Flora, 2002; Tandon et al., 2002; Soares et al., 2003), pois além da insuficiente produção de
heme, a inibição da -ALA-D pode resultar no acúmulo do substrato ácido aminolevulínico
(ALA) no sangue, que está relacionado com a superprodução de ERO (Monteiro et al., 1989;
Bechara et al., 1993).
Em estudos feitos com eqüinos e roedores, o excesso de ALA induziu a liberação do
íon ferro da ferritina in vitro, iniciando um processo de peroxidação lipídica no baço e no
fígado destes animais (Oteiza et al., 1994). Assim, o aumento na concentração de ALA,
devido à inibição da enzima -ALA-D, pode acarretar em conseqüências patológicas
inespecíficas, uma vez que a produção exagerada de ERO pode atuar nos mais diferentes
órgãos e compartimentos celulares dos organismos nos quais são gerados (Meredith et al.,
1979).
Além dos marcadores acima citados, a avaliação das defesas antioxidantes como a
atividade das enzimas GPx, CAT, SOD, e os níveis de ácido ascórbico e glutationa são alguns
exemplos de importantes marcadores do estresse oxidativo.
1.4. Defesas Antioxidantes
Halliwell e Gutteridge (1990) definem como antioxidante qualquer substância que,
quando presente em baixas concentrações, comparadas a de um substrato oxidável, retarda ou
7
inibe significativamente a oxidação deste substrato. Entre as principais enzimas responsáveis
pela defesa antioxidante do organismo destacam-se a superóxido dismutase (SOD), a catalase
(CAT), a glutationa peroxidase (GPx), as quais constituem a primeira defesa endógena de
neutralização das ERO. As defesas não-enzimáticas são compostas principalmente por
antioxidantes hidrossolúveis, por exemplo, a glutationa (GSH) e o ácido ascórbico (AA).
1.4.1 Defesas antioxidantes enzimáticas
- Superóxido dismutase (SOD)
A SOD tem papel fundamental na defesa do organismo contra as ERO, pois atua na
remoção do radical superóxido. Antes da sua descoberta, a SOD já havia sido descrita por
alguns autores como uma proteína que contém cobre, mas nenhuma atividade catalítica lhe
havia sido atribuída (Halliwell e Gutteridge, 1985).
Após o trabalho de Mc Cord e Fridovich (1969), entretanto, com a determinação de
sua função na dismutação do radical superóxido (O
2
-•
), seu papel foi estabelecido, e até hoje,
apesar de inúmeras pesquisas realizadas com esta enzima, nenhum outro substrato foi
descrito, mostrando a sua especificidade para o superóxido (Halliwell e Gutteridge, 1985).
Existem diferentes tipos de SOD, dependendo do metal que atua como co-fator em seu
sítio catalítico, mas todas elas agem basicamente de acordo com a mesma reação descrita por
Mc Cord e Fridovich em 1969:
O
2
-•
+ O
2
-•
+ 2H
+
————> O
2
+ H
2
O
2
As SOD que contêm cobre e zinco (CuZnSOD) são estáveis e estão presentes em
quase todas as células eucarióticas (plantas ou animais) (Halliwell e Gutteridge, 1985). Já as
SOD dependente de manganês (MnSOD), em relação a CuZnSOD depende do tecido e das
espécies onde atuam. A remoção do Mn dos sítios ativos causa perda da atividade catalítica,
não podendo ser reposto por nenhum íon de transição, pois perde a sua atividade funcional.
As seqüências de aminoácidos de todas as MnSOD, em todas as espécies, são parecidas e não
estão relacionadas com a CuZnSOD (Halliwell e Gutteridge, 1989).
8
- Catalase (CAT)
Enzima presente na maioria das células aeróbicas, que se encontra principalmente nos
peroxissomas, nos eritrócitos e em menor quantidade no plasma. A CAT das células animais é
formada por quatro subunidades, onde cada uma possui um grupo heme contendo ferro em
seu sítio ativo. Esses grupos heme estão orientados em direção a sítios não polares e
conectados na superfície da enzima por canais. Cada subunidade está unida a uma molécula
de NADH (Jourd’Heul et al., 1998; Lledías et al., 1998; McKenzie et al., 1998; Halliwell,
1999).
A CAT é uma hemoenzima que catalisa a dismutação do H
2
O
2
para formar H
2
O e O
2
:
2 H
2
O
2
————> 2 H
2
O + O
2
Se não neutralizado, o H
2
O
2
interage com cátions de ferro (ou cobre), originando o íon
hidroxila e o radical livre hidroxila. Além de seu papel como espécie reativa de oxigênio, e,
portanto, causador de estresse oxidativo, o H
2
O
2
em excesso causa oxidação da hemoglobina
e, conseqüentemente, diminuição das concentrações de oxigênio na célula, que pode estar
envolvido no desenvolvimento de diversas patologias (Wieacker et al., 1980).
- Glutationa Peroxidase (GPx)
O substrato para a GPx é o tripeptídeo glutationa, encontrado na maioria dos animais,
plantas, e em algumas bactérias. A enzima catalisa a oxidação de glutationa reduzida
(GSH) a glutationa oxidada (GSSG), usando o peróxido de hidrogênio:
H
2
O
2
+ 2GSH ————> GSSG + H
2
O
GSSG + NADPH + H ————> 2GSH + NADP+
A família das GPx removem H
2
O
2
acoplando sua redução à água com a oxidação da
glutationa reduzida (GSH). A enzima GPx pode reagir com uma grande variedade de
peróxidos e hidroperóxidos, além do H
2
O
2
e os hidroperóxidos derivados dos ácidos graxos. A
metabolização dos hidroperóxidos é muito importante porque estes podem ser uma fonte
potencial de radicais (Gaetani, 1989).
GPx
CATALASE
GR
9
A figura 1 ilustra as principais enzimas antioxidantes, capazes de neutralizar as ERO:
Figura 1: Via de formação de espécies pró-oxidantes e vias de detoxificação pelo sistema de
defesa antioxidante (Cravo, 2006).
1.4.2. Defesas antioxidantes não enzimáticas
- Glutationa (GSH)
A GSH é um tripeptídeo de baixo peso molecular contendo tiol (SH) e é substrato para
GPx. É um antioxidante não enzimático e está envolvida em muitos processos metabólicos,
incluindo o metabolismo do ácido ascórbico e comunicação entre células. Além disso, a GSH
pode prevenir a oxidação de grupos –SH de proteínas evitando pontes intercadeias podendo
diminuir a habilidade para gerarem radicais livres (Halliwell e Gutteridge, 1990). Seu déficit
acarreta diminuição da resistência às drogas e radiações, da capacidade de reversão de
tumores e da síntese do ascorbato em animais (Halliwell e Gutteridge, 1985).
10
- Ácido ascórbico (AA)
A vitamina C ou Ácido Ascórbico (AA) é uma vitamina hidrossolúvel e termolábil,
essencial para o organismo humano, pois participa de diversos processos metabólicos e
fisiológicos, dentre eles a regeneração do -tocoferol, a formação do colágeno, síntese de
epinefrina, corticosteróides e ácidos biliares. Além de co-fator enzimático, participa dos
processos de óxido-redução, reduzindo o Fe
3+
em ferroso Fe
2+
no trato gastrintestinal para
facilitar a absorção e também está envolvido na transferência de ferro da transferrina
plasmática para ferritina hepática (Aranha et al. 2000; Ren et al., 2001; Themelis et al., 2001;
Escott-Stump e Mahan, 2002; Manela-Azulay et al., 2003; Martínez et al., 2003).
O AA é um dos antioxidantes mais importantes em tecidos de mamíferos (Banhegyi et
al., 1997), com a capacidade de neutralizar radicais como o O
2
•-
e o
OH
•
(Namiki, 1990). AA
é comumente encontrado no organismo na forma de ascorbato. Vários estudos têm
investigado o efeito do consume de vitamina C através de frutas e vegetais com o
desenvolvimento do câncer (Rietjens et al., 2002). Estudos observacionais epidemiológicos
sugerem que vitaminas antioxidantes, como a vitamina C, podem inibir doenças
cardiovasculares e câncer (Flagg et al., 1995). Alguns estudos têm mostrado uma significante
redução no risco de câncer de pulmão com um aumento na dieta de vitamina C (Bandera et
al., 1997; Ocké et al., 1997; Yong et al., 1997). Entretanto, níveis de vitamina C plasmática
têm sido demonstrado apresentar apenas um modesto aumento ou insignificante efeito
benéfico, que pode ter maior relevância nos cânceres do trato digestivo, particularmente
câncer de esôfago e estômago (Stähelin et al., 1991; Comstock et al., 1997). Outro estudo
concluiu que a vitamina C não demonstrou eficácia na quimioprevenção do câncer (Lippman
et al., 1998).
Além de suas propriedades antioxidantes, o ascorbato pode participar de reações
opostas, as oxidações, sendo um potente indutor de radicais livres, agindo como um pró-
oxidante (Halliwell, 1990). A indução de peroxidação lipídica in vitro pelo sistema de
ascorbato-ferro é um teste padrão por induzir estresse oxidativo e testar a atividade
antioxidante. Neste sistema modelo, a quelação de Fe
2+
pelo ascorbato produz uma atividade
catalítica pela produção de EROs. Quando o Fe
+3
está presente, a vitamina C pode converter o
Fe
+3
em Fe
2+
, que reage subsequentemente com oxigênio ou peróxido de hidrogênio
resultando na formação de ânions superóxido ou radicais hidroxila (Figura 2) (Samuni et al.,
1983; Halliwell et al., 1987; Higson et al., 1988). Por outro lado, não está bem claro se o
ascorbato possui propriedades oxidantes in vivo em condições fisiológicas (Emerit et al.,
11
2001; McArdle et al., 2002; Premkumar e Bowlus, 2003; Osgová et al., 2003; García-Casal et
al., 2004; Mühlhöfer et al., 2004; Renz, 2004).
A concentração e a localização intracelular da vitamina C pode ser um fator decisivo
na atividade desta vitamina como oxidante ou antioxidante. Quando o AA é oxidado a DHA
(ácido dehidroascórbico) através de reações reversíveis, há formação de um intermediário, o
radical ascorbil (ASC
°
). Isso explica o efeito pró-oxidante da vitamina C in vitro (Figura 2)
(Basu e Donaldson, 2003; Mühlhöfer, et al., 2004).
Além da importante ralação da ação anticarcinogênica e pró-oxidante da vitamina C,
esta tem sido demonstrada induzir a morte celular, fragmentação nuclear e clivar o DNA
internucleossomal em humanos com leucemia mielóide, todos com a habilidade de aumentar
as concentrações de vitamina C e induzir a apoptose em vários tumores de células (Sakagami
e Satoh, 1997; Sakagami et al., 2000). A apoptose induzida pela atividade da vitamina C tem
sido atribuída a sua ação pró-oxidante e está inibida pela catalase, N-acetilcisteína e GSH,
depleção de íons Ca
2+
e Fe
3+
, mas estimulado pelo H
2
O
2
, Cu
2+
e queladores de ferro
(Sakagami and Satoh, 1997; Sakagami et al., 2000).
O fato da vitamina C não ter apresentado efeito antioxidante na quimioprevenção do
câncer tem sido demonstrado que a vitamina C intercede na formação de genotoxinas de
lipoperóxidos, mesmo na ausência de metais de transição, podendo apresentar atividade pró-
oxidante (Lee et al., 2001).
Figura 2: Efeito pró-oxidante da vitamina C (Rietjens et al., 2002).
12
2. OBJETIVOS
Tendo em vista os aspectos relacionados ao efeito pró-oxidante do AA com o Fe, in
vitro, favorecendo a formação do estresse oxidativo, este trabalho teve por objetivo avaliar os
marcadores do estresse oxidativo em indivíduos suplementados com Fe e AA, através da
determinação:
Dos parâmetros hematimétricos como hemoglobina e hematócrito, como também ferro
sérico e ferritina.
Da atividade das enzimas marcadoras de estresse oxidativo, tais como: CAT, -ALA-
D, SOD e GPx no sangue dos voluntários.
Dos níveis sanguíneos de antioxidantes não enzimáticos como o –SH não protéico e a
vitamina C.
Do estresse oxidativo através da determinação dos níveis de espécies reativas ao ácido
tiobarbitúrico (TBARS) e da oxidação da diacetato de diclorifluoresceína (DCFH-
DA).
13
3. ARTIGO CIENTÍFICO
Os resultados que fazem parte desta dissertação estão apresentados sob a forma de
artigo científico, o qual encontra-se aqui organizado. Os itens Materiais e Métodos,
Resultados, Discussão dos Resultados e Referências Bibliográficas encontram-se no próprio
artigo. O artigo está disposto da mesma forma que foi submetido para publicação na Revista
Journal of Nutritional Biochemistry.
14
3.1. A SINGLE HIGH DOSE OF ASCORBIC ACID AND IRON IS NOT
CORRELATED WITH OXIDATIVE STRESS IN HEALTHY VOLUNTEERS
Elisângela Colpo, João Batista Teixeira Rocha, Iria Luiza Gomes Farias, Simone Pieniz, Sally
Danuta Schettert, Andreza Fabro de Bem, Rosane Maria Souza dos Santos, Iara Bertoncello,
Cleci Menezes Moreira, Maria Beatriz Moretto
Artigo submetido para publicação na Revista Journal of Nutritional Biochemistry
15
A SINGLE HIGH DOSE OF ASCORBIC ACID AND IRON IS NOT
CORRELATED WITH OXIDATIVE STRESS IN HEALTHY VOLUNTEERS
Elisângela Colpo
1
, João Batista Teixeira Rocha
1*
, Iria Luiza Gomes Farias
2
, Simone Pieniz
1
,
Sally Danuta Schettert
1
, Andreza Fabro de Bem
2
, Rosane Maria Souza dos Santos
2
, Iara
Bertoncello
2
, Cleci Menezes Moreira
2
, Maria Beatriz Moretto
2
1- Departamento de Química, Centro de Ciências Naturais e Exatas –
Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria – RS – 97105900
2- Departamento de Análises Clínicas e Toxicológicas, Centro de Ciências da Saúde
* Corresponding Author:
Prof. João Batista Teixeira Rocha
Departamento de Química,
Centro de Ciências Naturais e Exatas,
Universidade Federal de Santa Maria,
Santa Maria – RS – 97105900
E-mail: [email protected]
16
ABSTRACT
Free iron can become a potent pro-oxidant in vivo and can induce cellular oxidative stress.
Ascorbic acid (AA) is a powerful antioxidant, which can exhibit pro-oxidant effects in the
presence of iron in vitro. However, the in vivo pro-oxidant effects of these two nutrients are
controversial. We evaluated the potential toxic effect of supplementation of iron associated
with AA. Nine non-smoking male healthy volunteers, aged between 20 and 31 years
participated in the cross-over study design after a washout period. The volunteers were
supplemented with a single dose containing 2g of AA, 150mg of iron and 2g of AA plus 150
mg of iron. The volunteers were submitted to all treatments, which were alternate each 15
days. AA, iron, ferritin, Thiobarbituric acid reactive substances (TBARS), catalase, delta-
amino levulinate dehydratase and SH were measured in blood of the volunteers. The results
showed that plasma AA levels were increased at 2, 5 and 24 hours after AA or AA plus iron
ingestion. Plasmatic iron level was increased at 2 hours after iron ingestion and 2, 5 hours in
the group AA plus iron. The erythrocytes TBARS levels decreased at 5 hours after AA and 5,
24 hours after AA plus iron ingestion. The erythrocytes catalase levels caused a significant
increase 5 hours after supplementation with AA plus iron. There was no significant difference
between groups in the other evaluated biochemical parameters. Thus, the present study does
not support the hypothesis that the combination of high plasma concentrations of AA and
iron, or iron alone, causes oxidative damage in vivo, in a single dose of the supplementation.
Key words: Fenton reaction; pro-oxidant; in vivo; reactive oxygen species; ascorbic acid,
iron.
17
INTRODUCTION
Iron is an essential nutrient for normal cellular functions and has the capacity to accept
and donate electrons readily, interconverting between ferric (Fe
+3
) and ferrous (Fe
+2
) [1, 2, 3,
4]. This capacity makes it a useful component of cytochromes, oxygen binding molecules and
some enzymes [1].
Excess of iron is thought to generate oxidative stress via an increase of reactive
oxygen species (ROS). Overproduction of ROS can damage different kinds of biomolecules,
which can contribute to development of several chronic diseases as diabetes [5], cancer [6]
and cardiovascular disease [7]. Of particular importance, iron overload in humans and in
experimental animals has been associated with oxidative stress [8, 9].
Oxidative stress is defined as an imbalance in pro-oxidant versus antioxidant species
in favor of the former, results in oxidative damage to biological macromolecules. Increased
oxidative stress has been implicated in iron overload conditions, such as homozygous
hemochromatosis and treatment of -thalassemia [10, 11] and is thought to be due iron-
catalized generation of hydroxyl and alkoxyl radicals through Fenton chemistry [12].
Oxidative damage of biomolecules can be counteracted by antioxidants. Ascorbic acid
(AA) is a powerful water-soluble antioxidant which can prevent peroxidation in plasma
exposed to various types of oxidative stress [13, 14]. Ascorbic acid deficiency is always
associated with an increase in oxidative stress and tissue injury [15]. However, in vitro
ascorbic acid can enhance iron redox cycling (Fe
3+
- Fe
2+
transition), which can lead to the
production of hydroxyl radicals and lipid alkoxyl radicals [2, 16]. In fact, free iron can
damage tissues via the Fenton reaction catalyzing the conversion of superoxide and hydrogen
peroxide to free radical species that attack cellular membranes, proteins and DNA [1, 3, 13].
Although, this Fenton chemistry occurs readily in vitro, its occurrence under physiological
conditions is unlikely, given the negligible availability of ‘free’ catalytic iron [17].
Of particular nutritional importance, ascorbic acid enhances the bioavailability of
nonheme iron and can increase iron body burden [1, 12, 18]. In line with this, dietary
association of iron and AA is recommended to increase intestinal iron absorption [1, 18].
However, the possible pro-oxidant effect of AA supplementation, particularly when
associated with iron supplementation in vivo continues to be highly debatable [16].
According to DRIs (Dietary Reference Intakes), the daily ingestion of iron can reach
27mg/day, depending on the age group and up to 120mg/day of ascorbic acid. UL (Limits
tolerable superior of ingestion) it is of 45mg/day for iron and 2000mg/day for of ascorbic acid
18
[19]. However, in people under risk of iron overload in which the elevated levels of iron could
lead to higher ‘free iron’ concentrations, an excess of ascorbic acid could have deleterious
effects [17].
Mechanisms for protecting cells from the toxic activity of ROS include the SOD-
mediated conversion of O
2
-•
to H
2
O
2
, the enzymes catalase (CAT) and glutathione peroxidase
(GSH-Px) that rapidly degrade H
2
O
2
to H
2
O, and various endogenous radical scavengers and
reductants such as ascorbic acid [20, 21, 22].
However, to the best of our knowledge, data about the effect of acute high dose of
vitamin C and iron on the antioxidant enzymes activity and on markers of oxidative stress in
human blood are scarce. Therefore, the purpose of this study was to determine the effect pro-
oxidant of the iron with the ascorbic acid in healthy individuals through an only dose.
19
MATERIALS AND METHODS
2.1 Chemicals
Iron carbonyl tablets were A GIFT from Herbarium Botanical Laboratory Ltd. and
ascorbic acid tablets were obtained from Roche (São Paulo, SP, Brazil). The kit Hitachi 917
iron and kit Integra 400 ferritin determination were donated by Roche Diagnoses. 5-
aminolevulinic acid (ALA), DL-dithiothreitol (DTT) and malondialdehyde (MDA) were
obtained from Sigma (St. Louis, MO). Mono- and dibasic potassium phosphate,
trichloroacetic acid and sodium chloride were obtained from Merck (Rio de Janeiro, RJ,
Brazil).
2.2 Subjects
The study protocol was approved by the Human Ethics Committee of the Health
Science Center from the Federal University of Santa Maria, and informed consent was
obtained from all the patients (N° 117/05). Nine healthy subjects males non-smoking, aged
between 20 and 31 years were recruited. Exclusion criteria were smoking, iron deficiency or
anemia, high alcohol intake, consumption of vitamin and mineral supplements or drugs.
Subjects were considered healthy on the basis of physical examination and routine
biochemical and hematological laboratory determinations (Table 1). Each subject was tested
three times in a randomized cross-over with regard to the administration of 2g of ascorbic
acid and 150mg of iron. Two Latin squares of 3 x 3 for the three treatments were used to
randomize participants into three orders of ascorbic acid plus iron ingestion. Prior to each
intervention volunteers followed a 15 days washout period. The subjects were supplemented
with a single dose containing 2g of ascorbic acid in the first group, 150mg of iron carbonyl in
the second group and 2g of ascorbic acid plus 150mg of iron carbonyl in the third group.
Fasting venous blood samples were collected prior to the start of supplementation and again
after 2h, 5h and 24h. Blood was collected between 8 a.m. and 1 p.m. and all the subjects were
fasted for at least 1h p.m. before collect. After 24h of the first collect, the subjects collected
blood in fast by 8h. A nutritionist instructed them on excluding several foods, rich in ascorbic
acid and iron, from their diet (vegetable, legumes, fruit, juice, coffee, tea, egg, all the types of
meat, foods contend phytates, tannins and calcium, among others). Samples were obtained in
January 2006.
20
2.3 Sample collection
The blood of the subjects was collected by venous arm puncture and aliquotted into
either anticoagulant free tubes (for serum) or heparinized tubes. Total blood was used to
determination of ALA-D activity and for DCFA oxidation. The plasma and cells were
separated by centrifugation at 1500×g for 10 min. and erythrocytes were used for NPSH,
TBARS and CAT determinations. The plasma samples were used for TBARS, NPSH, iron
and ascorbic acid determinations. The serum samples were used to measure ferritin and iron.
2.4. Ascorbic acid determination
Ascorbic acid determination was performed as described by Jacques-Silva et al. [23].
Plasma was precipitated with 1 volume of a cold 10% trichloroacetic acid solution and
centrifuged at 1.000xg. An aliquot of 300l of the supernatants were mixed with 2, 4-
dinitrophenylhydrazine (4.5mg/ml), CuSO
4
(0.075mg/mL and trichloroacetic acid 13.3%
(final volume 1ml) and incubated for 3 h at 37ºC. Then 1mL of H
2
SO
4
65 % (v/v) was added
to the medium. The content of ascorbic acid was calculated using a standard curve (1.5 –
4.5mol/l ascorbic acid freshly prepared in sulfuric acid) and expressed as mol ascorbic
acid/ml of plasma).
2.5. Measurement of serum Iron and Ferritin concentration
Iron and ferritn were determined using a commercial kit Hitachi 917 iron and kit
Integra 400 ferritin donated from Roche Diagnostics, São Paulo, Brazil. The activity of iron
was expressed as g/dl plasma and ferritin was expressed ng/ml plasma.
2.7. Non-protein thiol groups (NPSH) determination
Erythrocyte nonprotein thiol groups (NPSH) were determined as described by Ellman
[24]. Red blood cells pellet (300l), obtained after centrifugation of heparinized whole blood,
was hemolizated with 100l triton 10% solution for 10min Then, the protein fraction was
precipitated with 200l of 10% trichloroacetic acid followed by centrifugation. The
colorimetric assay was carried out in phosphate buffer 1M, pH 7.4. A standard curve using
glutathione was constructed in order to calculate the non-protein thiol groups in the tissue
samples. The activity of NPSH was expressed as nmol GSH/ml erythrocytes.
21
2.8. Determination of TBARS levels
TBARS were determined in erythrocytes by the method of Ohkawa et al. [25], in
which malondialdehide (MDA), an end-product of fatty acid peroxidation, reacts with
thiobarbituric acid (TBA) to form a colored complex. In brief, samples were incubated at
100ºC for 60 min in acid medium containing 0.45% sodium dodecyl sulfate (SDS) and 0.6%
TBA. After centrifugation the reaction product was determined at 532nm using 1, 1, 3, and 3-
tetramethoxypropane as standard and the results were expressed as nmol MDA/ml plasma.
2.9. Determination of DFCH Oxidation
2’,7’-Dichlorodihydrofluorescein diacetate (DCF-DA) was used to detect intracellular
ROS levels in blood samples by the method of Cao and Li [26]. DCF-DA is cell membrane
permeable. Once inside the cells, DCF-DA is hydrolyzed by cellular esterases to form DCF,
which is trapped intracellularly due to its membrane impermeability. DCF then reacts to
intracellular ROS to form the fluorescent product, 2’,7’-dichlorofluroscein. The fluorescence
was measured using a Perkin-Elmer luminescence spectrometer (LS50B) at an excitation
wavelength of 488nm and an emission wavelength of 520nm.
2.10. -Aminolevulinic dehydratase ( -ALA-D) activity
Blood -ALA-D activity was assayed according to the method of Berlin and Schaller
[27]. The enzyme activity was measured by determining the amount of porphobilinogen
formed at 37ºC, in the presence and absence of the reducing agent dithiothreitol (DTT). The
enzyme reaction was initiated after 10 min of pre-incubation. The reaction was started by
adding substrate ( -ALA) and incubated for 90 min at 37ºC. The reaction product
(porphobilinogen) was determined using modified Ehrlich’s reagents and measured at 555nm.
2.11. Gluthatione peroxidase (GSHPx) assay
GSHPx (EC 1.11.1.9) activity determination was assayed by the method of Pagalia
and Valentine [28]. In this method, GSHPx catalyses the oxidation of glutathione in the
presence of hydrogen hydroperoxide. Oxidized glutathione is converted to the reduced form
in the presence of glutathione reductase and NADPH, while NADPH is oxidized to NADP
+
.
In brief, plasma (10l) was added to the assay mixture (total volume = 500l) and the reaction
started by the addition of H
2
O
2
to give a final concentration of 0.4mM. Conversion of
NADPH to NADP
+
was monitored continuously at 340nm for 2 min. GSHPx activity was
22
expressed as mol of NADPH oxidized per minute per ml of plasma, using an extinction
coefficient 6.22 × 10
6
for NADPH.
2.12. Catalase (CAT) assay
Catalase activity was measured by the method of Aebi [29]. Packed erythrocytes were
hemolyzed by adding one hundred volumes of distilled water, then, 20l of this hemolyzed
sample was added to a cuvette and the reaction was started by the addition of 100l of freshly
prepared 300mM H
2
O
2
in phosphate buffer (50mM, pH 7.0; total volume of incubation: 1ml).
The rate of H
2
O
2
decomposition was measured spectrophotometrically at 240nm during 120s.
The activity of catalase was expressed as mol H
2
O
2
/ml eryth./min.
2.13. Superoxide Dismutase (SOD) assay
SOD (E.C.1.15.1.1) activity in tests was assayed spectrophotometrically as described by
Boveris and Cadenas [30]. This method is based on the capacity of SOD to inhibit
autoxidation of adrenaline to adrenochrome. The color reaction was measured at 480nm. One
unit of enzyme was defined as the amount of enzyme required to inhibit the rate of
epinephrine autoxidation by 50% at 26°C.
2.14. Statistical analysis
Data are expressed as mean ± S.E.M. Statistical analysis was performed using a analysis of
variance (ANOVA), followed by Post-hoc by Duncan’s multiple range test. When appropriate
it was used repeated measures ANOVA, followed by Post-hoc by Duncan’s multiple range
test. Values of p<0.05 were considered significant.
23
RESULTS
3.1. Ascorbic Acid levels
Supplementation with ascorbic acid alone or in the presence of iron caused a
significant increase in plasma ascorbic acid from 2 to 24 hours compared difference between
groups with repeated measures ANOVA (P<0.00001; Figure 1). In line with this, one-way
ANOVA yielded a significant effect of vitamin C intake as compared before treatment, 2 and
5 hours (P<0.00001) and 24 hours (Figure 3; P<0.01).
3.2. Iron and ferritin levels
Plasma levels of iron were increased only in the group supplemented with iron +
ascorbic acid at 2 and 5 hours after tablets ingestion compared before treatment group (Figure
4A; P< 0.05). In contrast plasma ferritin levels did not present any significant variation
(Figure 4B).
3.3. Non-protein thiol content – NPSH
The Erythrocyte NPSH levels at different times before and after ingestion ascorbic
acid and iron did not vary (Figure 5).
3.4. TBARS levels
Supplementation with ascorbic acid alone or in the presence of iron caused a
significant decrease in erythrocytes TBARS levels at 5 hours after ascorbic acid and ascorbic
acid plus iron ingestion (Figure 6; P < 0.05). In fact, repeated measures ANOVA of
erythrocytes TBARS revealed a decreased at 24 hours for the group supplemented with
ascorbic acid (Figure 6; P < 0.05).
3.5. DFCH oxidation
Diclorofluorescein oxidation in volunteers’ blood of all the groups was not modified
by ascorbic acid, iron or ascorbic acid plus iron ingestion (Figure 7).
3.6. -Aminolevulinic dehydratase ( -ALA-D) activity
Blood -Aminolevulinic dehydratase (measured in the absence or in the presence of
DTT) was not modified by dietary supplementation with ascorbic acid, iron or both (Figure 8
– A and B).
24
3.7. GPx and Catalase activities
Supplementation with ascorbic acid plus iron ingestion was not associated with
significant changes in GPx activity (Figure 9). In contrast, one way ANOVA of Catalase
activity indicated a significant increase enzyme activity after ascorbic acid + iron ingestion at
5 hours (Figure 10; p < 0.05).
3.8. Superoxide Dismutase Activity (SOD)
Ingestion ascorbic acid and/or iron did not modify SOD activity (Figure 11).
25
DISCUSSION
This study demonstrates that ascorbic acid exhibits antioxidant activity, rather than
pro-oxidant activity, in vivo, in the blood of volunteers in the presence of iron overload.
Literature data about the potential pro-oxidant effect of ascorbic acid in the presence of iron is
controversial. In fact, in vivo studies no support a pro-oxidant role for ascorbic acid in the
presence of free iron [18, 31]. However, in vitro studies support a pro-oxidant role for
ascorbic acid in the presence of free iron [32]. This is a consequence of ascorbic acid
involvement in the chemical reduction of Fe
+3
to Fe
+2
, which participates in Fenton reaction
and produces hydroxyl radical (OH
•
). In contrast to in vitro, in vivo studies supporting a pro-
oxidant effect of ascorbic acid are scanty. Sustaining a pro-oxidant effect of the iron-ascorbic
acid interaction in vivo, a report showed that a daily combined supplementation of iron
(100mg as fumarate) and ascorbic acid (500mg as ascorbic acid) during the third trimester of
pregnancy caused a 20% increase in plasma lipid oxidation [17]. Oxidative damage may
depend on iron binding sites presents on proteins or DNA but not lipids [33]. A study [34]
investigating the effects of ascorbic acid and iron co-supplementation on 13 different
oxidative DNA damage products in human leukocytes found that, although some oxidative
products increased and others decreased, total base damage increased after 6 weeks of
supplementation and returned to baseline after 12 weeks. AA supplementation could also
have pro-oxidant effects on normal human volunteers [33] as determined by an increase in 8-
oxoadenine levels in leukocytes. Similarly, an increase in some oxidized DNA bases have
been observed in mice fed AA-supplemented low-iron diet [4, 35].
In contrast, there are also few studies suggesting that co-supplementation for long
periods with ascorbic acid and iron can decrease the oxidative stress in human blood [2].
Furthermore, ascorbic acid did not increase lipid peroxidation in 3T3 fibroblasts incubated
with iron [17]. In agreement with this, the present results support a limited antioxidant effect
of ascorbic acid after simultaneous ingestion of high doses of ascorbic acid and iron in male
human healthy volunteers. This was observed 5 hours after ingestion of both supplements,
where a small decrease in blood TBARS levels and small increase in catalase were found.
More important, in other studies, investigators have reported that there is no evidence
of increased free radical damage due to the combined ingestion of iron and ascorbic acid [2, 4,
36, 37]. Taken together, we can speculate that high-dose ascorbic acid therapy can be
antioxidative and can be considered a safe therapy [2, 38, 39].
In summary, the results of the present in vivo study, demonstrate that the activity of
the enzymes ALA-D, SOD and GPx, levels of the NPSH were not altered significantly after
26
an overload of ascorbic acid and iron in healthy volunteers. These findings support the
concept that, even at high intakes of ascorbic acid, iron uptake is tightly regulated in healthy
people and, therefore, ascorbic acid would not lead to exacerbation of free radical damage in
vivo by enhancing catalytic iron levels, as otherwise suggested [40, 41]. In agreement with
this, the present results support a limited anti-oxidant effect of ascorbic acid after ingestion of
simultaneous a single high dose of ascorbic acid and iron in male human healthy volunteers.
The data also did not indicate a pro-oxidant effect of single high of ascorbic acid
supplementation, alone or in the presence of iron, on lipid peroxidation.
ACKNOWLEDGEMENTS
The authors wish to thank the Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Tecnológico (CNPq), Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
(CAPES) and Fundação de Amparo a Pesquisa do Rio Grande do Sul (FAPERGS).
27
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30
Legends for figures:
Figure 3. Plasma ascorbic acid after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg)
or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M. * p< 0.00001 as compared
between groups (Repeated measures/ ANOVA). # Denoted p < 0.00001 as compared before
treatment group with 2 and 5 hours and p<0.01 as compared before treatment group with 24
hours (one-way ANOVA/Duncan).
Figure 4. Plasma iron (A) and ferritin levels (B) after supplementation with ascorbic acid
(2g), iron (150mg) or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M. (#)
Denoted p < 0.05 as compared before treatment time point group (one-way
ANOVA/Duncan).
Figure 5.
Erythrocytes NPSH after supplementation with ascorbic acid (2g), iron
(150mg) or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M.
Figure 6. Erythrocytes TBARS levels after supplementation with ascorbic acid (2g), iron
(150mg) or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M. (#) Denoted p <
0.05 as compared before treatment time point group (Repeated measures/ ANOVA).
Figure 7. Oxidation of DCFH after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M.
Figure 8. δ-ALA-D activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron, determined in the absence (A) or in the presence of DTT (B). Data are
expressed as means ± S.E.M.
31
Figure 9. Activity of GPX plasmatic after supplementation with ascorbic acid (2g), iron
(150mg) or ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M.
Figure 10. CAT activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M. # p < 0.05 as compared to
before treatment group (Repeated measures/ ANOVA).
Figure11. SOD activity after supplementation with ascorbic acid (2g), iron (150mg) or
ascorbic acid plus iron. Data are expressed as means ± S.E.M.
Table 1: Characteristics of the subjects.
32
Table 1:
Mean
Age (years) 24.3±3.9 (20.0-30.0)
WBC (Thsd/ cu mm) 6.1±1.3 (4.0 – 8.1)
RBC (Mill/ cu mm) 5.0±0.2 (4.63 – 5.22)
HGB (Grams/dl) 14.3±0.5 (13.5 – 14.9)
HCT (%) 45.7±1.6 (42.3 – 46.5)
MCV (Femtoliters) 91.8±2.5 (86.4 – 92.6)
MCH ( Pico Grams) 28.9±1.0 (27.0 – 30.9)
MCHC (Grams/dL) 31.5±0.6 (31.2 – 34.6)
PLT (Thsd/ cu mm) 232.8± 42.2(132 – 319)
Results are expressed as mean ± S.E.M. WBC: white blood Cell; RBC: red blood cells;
HGB: hemoglobin; HCT: hematocrit; MCV: mean corpuscular volume; MCH: mean
corpuscular hemoglobin; MCHC: mean corpuscular hemoglobin concentration; PTL:
platelets.
33
Figure 3:
34
Figure 4:
A
B
35
Figure 5:
36
Figure 6:
37
Figure 7:
38
Figure 8:
A
B
39
Figure 9:
40
Figure 10:
41
Figure 11:
42
4. DISCUSSÃO
Este estudo demonstra que o ácido ascórbico exibe atividade antioxidante, ao invés de
pro-oxidante, in vivo, no sangue dos voluntários, na presença de sobrecarga de ferro. De fato,
estudos in vivo demonstram que o ácido ascórbico melhora a absorção do ferro, aumentando
seus níveis no organismo (Cook e Reddy, 2001, Hoppe et al., 2006). Isso demonstra que
mesmo na presença de altas doses de vitamina C, o equilíbrio do ferro está rigorosamente
regulado nas pessoas. No entanto, baixos níveis de vitamina C na dieta podem ser vantajosos
nos casos de sobrecarga de ferro, como no tratamento de hemocromatose e alguns tipos de
anemia como a -talassemia, devido ao potencial do ferro de induzir dano aos tecidos (Young
et al., 1994; Livrea et al., 1996). Além disso, indivíduos com sobrecarga de ferro geralmente
possuem baixos níveis de vitamina C plasmática, devido à possibilidade de interação com
altos níveis de ferro catalítico nesses indivíduos, e, além disso, a administração de vitamina C
tem sido evidenciada ser prejudicial nessas pessoas (Frei et al., 1990; Herbert, 1994). A
sobrecarga de ferro tem sido sugerida na aterosclerose, porém os dados ainda são conflitantes
e inconsistentes, além do mais, indivíduos com sobrecarga de ferro não sofrem de
aterosclerose prematura (Kiechl et al., 1997; Franco et al., 1998). Do mesmo modo, vários
estudos com suplementação de ferro e vitamina C, ambos em modelos animais e humanos,
indicam que a vitamina C possui uma redução maior que um aumento do dano oxidativo
quando associado com o ferro (Winterbourn, 1981; Minetti et al., 1992; Collis et al., 1996;
Berger et al., 1997; Collis et al., 1997; Rehman et al., 1998).
Contudo, dados na literatura sobre o potencial pró-oxidante do ácido ascórbico na
presença de ferro são controversos. Estudos in vitro sustentam o papel pró-oxidante do ácido
ascórbico na presença de ferro (Buettner e Jurkiewicz, 1996; Cai et al., 2001). Isto ocorre
como conseqüência da participação do ácido ascórbico na redução do Fe
+3
para Fe
+2
, através
da reação de Fenton, produzindo radicais hidroxila (OH
•
). Ao contrário de experimentos in
vitro, estudos in vivo que apóiam o efeito pro-oxidante do ácido ascórbico são escassos.
Baseado no efeito pro-oxidante da interação entre o ferro e ácido ascórbico in vivo, um
estudo demonstrou que a suplementação diária de 100mg de fumarato juntamente com 500mg
de ácido ascórbico durante o terceiro trimestre de gestação causou um aumento de 20% na
peroxidação lipídica plasmática (Lachilli et al., 2001). No estudo de Rehman e colaboradores
(1998), indivíduos saudáveis não-fumantes foram suplementados com 14mg/dia de sulfato
ferroso e 60 ou 260mg/dia de vitamina C. Os níveis de diferentes tipos de bases oxidadas
foram mensurados nos glóbulos brancos do sangue. Um grupo de voluntários teve uma média
43
basal de vitamina C plasmática de 76±14mol/l, que não sofreu alteração significativa após a
suplementação. Apesar de alguns produtos das bases de DNA sofrerem uma elevação
passageira após 6 semanas, os níveis destes produtos retornaram aos níveis basais após 12
semanas de suplementação. Os outros produtos de oxidação do DNA diminuíram
significantemente como, por exemplo, a 8-oxoguanina, a 8-oxoadenina, a glicol timina e a 5-
hidroxi-citosina aumentaram após 12 semanas de suplementação. No estudo de Podmore e
colaboradores (1998) foi suplementado em 30 voluntários saudáveis 500mg de vitamina C
diariamente por 6 semanas. A concentração plasmática de vitamina C foi elevada 60% após a
suplementação. Os níveis basais das bases de DNA oxidadas (8-oxoguanina e 8-oxoadenina)
foram medidos no sangue periférico em linfócitos e mostraram que a 8-oxoguanina e a 8-
oxoadenina apresentaram 30 e 8 lesões por 10
5
bases não oxidadas, respectivamente. Após a
suplementação com vitamina C, os níveis de 8-oxoguanina foram reduzidos significantemente
em relação aos níveis basais, enquanto os níveis de 8-oxoadenina foram significantemente
elevados. A 8-oxoguanina reduzida e 8-oxoadenina elevada retornaram aos níveis basais
depois de um período sem vitamina C por 7 semanas. Além disso, em outro estudo foi
observado uma tendência no aumento de algumas bases de DNA, incluindo diidrotimina, 5-
OH metiluracil e fapiadenina, em camundongos alimentados com uma dieta contendo baixos
níveis de ferro e ácido ascórbico (Fraga e Oteiza, 2002).
Por outro lado, vários estudos têm mostrado que a vitamina C endógena ou no plasma
protege contra hidroperóxidos e a formação de F
2
-isoprostano que pode ser induzido por
peroxinitrito (Thomas et al., 1998), tabaco (Cross et al., 1993; Frei et al., 1991) ou ainda
atividade dos neutrófilos (Frei et al., 1988). Além disso, a vitamina C protegeu o LDL-
colesterol contra a oxidação por metais de transição como o ferro (Frei et al., 1997). O que
talvez seja surpreendente é o efeito da vitamina C sobre a peroxidação lipídica na presença de
metais de transição com atividade de oxido-redução. Em um estudo a vitamina C endógena e
exógena demonstrou inibir a formação de hidroperóxidos lipídicos em humanos com
sobrecarga de ferro (Berger et al., 1997), ao invés de aumentar a oxidação, como poderia ser
esperado pela reação de Fenton. Igualmente em outro estudo voluntários saudáveis foram
suplementados com 14mg/dia de ferro e 60 ou 260mg/dia de AA por 12 semanas demonstrou
uma pequena redução em lipoproteínas de baixa densidade oxidadas e efeitos benéficos sobre
as plaquetas funcionais em ex-vivo, não observando evidências do efeito pró-oxidante da co-
suplementação de ferro e AA (Yang et al., 1999). Do mesmo modo, um estudo mostrou que
suplementando indivíduos com 12.5mg/dia de ferro por seis semanas não apresentou dano
oxidativo ao DNA, mesmo na presença de altas concentrações de ácido ascórbico no plasma.
44
Todavia, a dose usada pode ter sido muito baixa ou o tempo de suplementação muito curto
para produzir mudanças significantes no ferro sérico e consequentemente danos a base de
DNA (Proteggente et al., 2001).
Do mesmo modo, em diversos estudos, tanto em modelos animal quanto em humanos,
autores têm relatado que não existem evidências do aumento de ERO devido à suplementação
de ferro e ácido ascórbico (Rehman et al., 1998; Carr e Frei, 1999; Chen et al., 2000;
Proteggente et al., 2000; Proteggente et al., 2001; Fraga e Oteiza, 2002; Mühlhöfer et al.,
2004). De acordo com isso, os resultados apresentados apóiam o efeito limitado antioxidante
do ácido ascórbico após a ingestão simultânea de uma única dose elevada de ferro e AA em
voluntários humanos saudáveis do sexo masculino. Isto foi observado neste estudo 5 horas
após a ingestão de ambos os suplementos, onde uma pequena redução sanguínea dos níveis de
TBARS e um pequeno aumento na atividade da catalase foram constatados. Além disso, a
atividade das enzimas ALA-D, SOD e GPx, bem como os níveis de NPSH não foram
alterados significantemente.
Os resultados apresentados no presente estudo demonstram que, o consumo de uma
dose elevada de AA e ferro em pessoas saudáveis, não desencadeou o aumento de ERO in
vivo, mesmo aumentando os níveis plasmáticos de ferro e vitamina C. De acordo com isso, o
presente estudo sugere um efeito limitado antioxidante do ácido ascórbico após a ingestão
simultânea de uma dose elevada de ferro e ácido ascórbico em humanos saudáveis do sexo
masculino. Esses dados também não evidenciam o efeito pró-oxidante da suplementação com
AA apenas, ou na presença de ferro, sobre a peroxidação lipídica.
45
5. CONCLUSÕES
Os resultados presentes neste estudo demonstraram que:
- A suplementação de ferro e ácido ascórbico não está relacionada a peroxidação lipídica;
- A interação do ferro com ácido ascórbico não induziu estresse oxidativo;
- O ferro associado ao ácido ascórbico não apresentou efeito pró-oxidante in vivo.
46
6. PERSPECTIVAS
Com base nos resultados apresentados neste trabalho, faz-se necessário:
- Verificar o comportamento do ferro associado ao ácido ascórbico em um tempo prolongado,
in vivo, verificando se existe um possível aumento do estresse oxidativo com doses elevadas
crônicas de ferro e ácido ascórbico;
- Determinar in vitro, o efeito da suplementação de altas doses de ferro associado ao ácido
ascórbico.
- Investigar o efeito da vitamina C em outros metais, como o cobre, na participação da
Reação de Fenton, observando seu papel pró-oxidante ou antioxidante;
47
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