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Universidade Federal do Rio de Janeiro
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Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
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Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
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Dissertação de Mestrado apresentada
ao Programa de Pós-graduação em
Ciências Biológicas (Zoologia), Museu
Nacional, da Universidade Federal do
Rio de Janeiro, como parte dos
requisitos necessários à obtenção do
título de Mestre em Ciências
Biológicas (Zoologia).
Rio de Janeiro
Novembro/2006
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Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
Orientadora: Dra. Michelle Klautau
Dissertação de Mestrado submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências Biológicas
(Zoologia), Museu Nacional, da Universidade Federal do Rio de Janeiro, como parte dos
requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências Biológicas (Zoologia).
Aprovada por:
_____________________________________________
Presidente, Profa. Dra. Michelle Klautau
______________________________________________
Prof. Dr. Paulo da Cunha Lana
______________________________________________
Prof. Dr. Carlos Renato Rezende Ventura
______________________________________________
Prof Dr. Ana Claudia dos Santos Brasil
_____________________________________________
Prof. Dr. Andrea Ribeiro Junqueira
Rio de Janeiro
Novembro/2006
ii
Trabalho realizado no Laboratório de Biologia de Porifera
Departamento de Zoologia, Instituto de Biologia
Universidade Federal do Rio de Janeiro
Orientadora:
Profa. Dra. Michelle Klautau
Departamento de Zoologia, Instituto de Biologia
Universidade Federal do Rio de Janeiro
iii
Paiva, Elisa Maria Costa e Silva de
Estudo taxonômico de Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:
Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira / Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
Rio de Janeiro, UFRJ/MN, 2006.
xi, 161 f.; 29,7 cm.
Orientadora: Michelle Regina Lemos Klautau
Dissertação (mestrado) - UFRJ/MN/Programa de Pós-graduação em Ciências Biológicas
(Zoologia), 2006.
Referências bibliográficas: f. 142-159.
1. Polychaeta. 2. Taxonomia. 3. Branchiomma. 4. Brasil.
I. Klautau, Michelle. II. Universidade Federal do Rio de Janeiro, Museu Nacional. III.
Estudo taxonômico de Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:
Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira
iv
“Yes, mighty warrior... what you hear now are the
suffering voices of all the heroes that crossed these lands
before you. They ended their quest tragically but their
thirst for victory is still alive and breathes through these
ancient rocks corroded by the fury of the wind. Their
pride now rides with you...”
Rhapsody – Symphony of Enchanted Lands
v
Ao meu marido Paulo, pelo apoio incondicional.
vi
Agradecimentos
Agradeço à minha querida orientadora, Michelle, por ter percorrido comigo esta
jornada. Agradeço primeiramente por ter aceitado o desafio de me orientar com meus
poliquetas (sei que não são os seus favoritos). Agradeço também pela sabedoria,
paciência, carinho e amizade com que me conduziu durante estes dois anos. Obrigada
por acreditar que eu seria capaz.
Agradeço aos meus amigos do Laboratório de “Porifychaeta” (agora virou
oficial!): Alejandro, André, Andrezinho, Bruna, Cintia, Diego, Emiliano, Emílio,
Fernanda, Fernandinha, Leandro, Lilian, Mariana, Raquel, Rômulo e Thayane. Muito
obrigada pela amizade de vocês! Quero deixar aqui registrado meus agradecimentos
especiais ao Emílio, à Fernanda e à Fernandinha por terem sido meus melhores amigos
durante esses anos. Eu amo vocês!
Agradeço ao Ricardo por tudo, dos momentos de descontração (que não foram
poucos!) aos meus painéis e “stubs” de varredura! Obrigada por acreditar em mim.
Agradeço ao Prof. Antônio Solé pela permissão do uso do Laboratório de
Biodiversidade Molecular sem restrições. Ao Prof. Jorge Nessimian por ter me doado
uma interminável garrafa de creosoto. E ao Prof. Paulo Paiva pelo uso interminável da
lupa.
Agradeço ao Maurício Luz, Javier Jara, Gianfranco Gallerani e Emílio Lanna
pelas coletas de Branchiomma. E ao André Souza pela minha infrutífera coleta em João
Pessoa.
Agradeço ao Laboratório de Ultraestrutura Celular Hertha Meyer, Instituto de
Biofísica Carlos Chagas Filho (UFRJ) pelo uso do Microscópio Eletrônico de Varredura
e, em especial, à Noêmia por me ajudar com tanto carinho e dedicação. Agradeço ao
vii
Pedro Paulo pelo uso do Microscópio Laser Confocal, Departamento de Patologia do
Instituto Oswaldo Cruz (FIOCRUZ).
Agradeço aos professores que fizeram parte da banca dos meus seminários pelos
conselhos e críticas: Renato Ventura, Ana Brasil, Fábio Pitombo, Alexandre Pimenta e
Eduardo Hajdu.
À CAPES pelo financiamento sob a forma de bolsa.
Agradeço à Livia, a melhor amiga que alguém poderia querer, por toda sua
amizade sem limites. Obrigada, minha anjinha!
Agradeço ao meu pai por todos os anos de leva-e-trás e por acreditar em mim,
mesmo quando nem eu mais acreditava. E aos meus irmão por fazerem minha vida de
irmã primogênita mais feliz. Amo vocês.
Um agradecimento especial à minha mãe e minha vó. São as mulheres da minha
vida e me ensinaram a ser íntegra, perseverante e disciplinada. Quero ser igual a vocês
quando eu crescer!!! Espero que vocês se orgulhem de mim!
E, agradeço ao amor da minha vida, meu poliquetólogo preferido, meu marido
Paulo. Que me ensinou muito mais que poliquetologia... me ensinou o que é o amor
verdadeiro e me deu uma família maravilhosa com a qual eu sempre sonhei. Obrigada
por ser o melhor marido do mundo, por compartilhar meus sonhos comigo, por me
incentivar e por acreditar que eu sempre estava no caminho certo. Obrigada pela
paciência, compreensão e todo o carinho durante esta jornada tão importante da minha
vida. E, como não poderia deixar de ser, agradeço ao meu filhinho Antônio Paulo, que
mesmo ainda dentro da minha barriga participou de grande parte desta dissertação, me
dando um “prazo” e sempre me incentivando para que eu desse o melhor de mim.
viii
Sumário
Resumo ......................................................................................................................... 01
Abstract ......................................................................................................................... 04
I. Introdução .................................................................................................................. 07
1. Família Sabellidae Latreille, 1825 ..................................................................... 07
2. Subfamília Sabellinae Rioja, 1923 .................................................................... 11
3. Gênero Branchiomma Kölliker, 1858 ................................................................ 12
4. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) ................................................... 13
5. Cosmopolitismo ................................................................................................. 20
6. Ferramentas ........................................................................................................ 22
II. Objetivos .................................................................................................................. 27
1. Objetivos gerais ................................................................................................. 27
2. Objetivos específicos ......................................................................................... 27
III. Material & Métodos ................................................................................................ 28
1. Populações ......................................................................................................... 28
2. Morfologia ......................................................................................................... 31
2.1. Morfologia externa .................................................................................. 31
2.2. Morfologia interna ................................................................................... 33
2.2.1. Microscopia óptica de luz .............................................................. 33
2.2.2. Microscopia laser confocal ............................................................ 34
3. Morfometria ....................................................................................................... 36
3.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma ................................................... 36
3.2. Discriminação entre as populações .......................................................... 41
ix
4. Sistemática Molecular ....................................................................................... 44
IV. Resultados ............................................................................................................... 47
1. Morfologia ......................................................................................................... 47
1.1. Morfologia externa .................................................................................. 47
1.2. Morfologia interna ................................................................................... 54
2. Morfometria ....................................................................................................... 68
2.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma ................................................... 68
2.2. Discriminação entre as populações .......................................................... 73
2.2.1. Variáveis morfométricas ................................................................ 73
2.2.1.1. Análise por população ......................................................... 73
2.2.1.2. Análise por morfotipo .......................................................... 78
2.2.2. Variáveis merísticas ....................................................................... 83
2.2.2.1. Análise por população ......................................................... 83
2.2.2.2. Análise por morfotipo .......................................................... 87
3. Sistemática Molecular ....................................................................................... 91
4. Descrição das espécies ....................................................................................... 93
4.1. Branchiomma nigromaculatum ............................................................... 93
4.2. Branchiomma luctuosum ......................................................................... 99
4.3. Branchiomma patriota ............................................................................. 106
4.4. Branchiomma sp. nov. 1 .......................................................................... 112
4.5. Branchiomma sp. nov. 2 .......................................................................... 119
V. Discussão ................................................................................................................. 125
1. Morfologia ......................................................................................................... 125
x
1.1. Morfologia externa .................................................................................. 125
1.2. Morfologia interna ................................................................................... 127
2. Morfometria ....................................................................................................... 128
2.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma ................................................... 128
2.2. Discriminação entre os morfotipos .......................................................... 133
3. Sistemática molecular ........................................................................................ 135
4. O complexo de espécies ..................................................................................... 136
VI. Conclusões .............................................................................................................. 140
VII. Referências bibliográficas ..................................................................................... 142
VIII. Glossário............................................................................................................... 160
IX. Anexos ....................................................................................................................
xi
Resumo
Resumo
Estudo taxonômico de Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:
Polychaeta: Sabellidae) na costa brasileira
Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
Orientadora: Dra. Michelle Klautau
Resumo da Dissertação submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências
Biológicas (Zoologia) do Museu Nacional, Universidade Federal do Rio de Janeiro –
UFRJ, como parte dos requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências
Biológicas.
O sabelídeo Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) foi originalmente
descrito para a Ilha Saint Vincent, no Caribe e, posteriormente, para o Atlântico
(tropical e subtropical), Pacífico, Índico (tropical) e Mar Vermelho. No Brasil, a espécie
é conhecida desde Sergipe até São Paulo, entretanto, apesar dessa ampla distribuição é
notória a existência de variações morfológicas entre espécimes de diferentes
localidades. Os principais objetivos do trabalho foram verificar a existência de um
possível complexo B. nigromaculatum na costa brasileira e avaliar a coespecificidade
das populações brasileiras identificadas como tal, a partir de análises morfológicas,
histológicas, morfométricas e moleculares. Para as análises morfológicas foram
examinados espécimes de 10 diferentes localidades, sendo elas: (a) Panamá: Isla
Porvenir, Comarca de San Blás (PAN); (b) Brasil: Bahia – Salvador (ITA) e
Arquipélago Marinho de Abrolhos (ABR); Espírito Santo – Guarapari (GUA); Rio de
Janeiro – Rio de Janeiro (URA), Mangaratiba (IBI), Arraial do Cabo (ARR); São Paulo
1
Resumo
– Ubatuba (UBA), São Sebastião (SSE), Santos (SAN). As análises morfométricas
foram aplicadas apenas às populações que possuem um número amostral compatível
com tal análise, portanto, apenas as populações de PAN, ABR, URA, UBA, SSE e SAN
foram medidas. Vinte e um caracteres morfométricos e 15 caracteres merísticos foram
medidos, mas foram tratados separadamente por estatística multivariada. Os caracteres
que se mostraram susceptíveis a variações devido aos diferentes métodos de anestesia e
fixação foram excluídos da análise. Para as análises histológicas, espécimes de PAN,
ABR, URA, UBA e SSE foram analisados; tais populações foram escolhidas devido aos
resultados morfológicos. Foram utilizadas técnicas padrão tanto para a observação de
lâminas em microscopia óptica quanto para a microscopia laser confocal, a partir de
coloração topográfica. Para as análises moleculares, espécimes do Brasil (URA) e do
Panamá (PAN) foram comparados a partir das suas seqüências do gene mitocondrial
citocromo oxidase I (COI). Este gene foi escolhido em função de sua herança
matrilinear e de sua alta taxa de substituição, o que será importante para se verificar a
relação entre populações ou espécies próximas. Como resultados morfológicos, houve a
discriminação de cinco morfotipos: morfotipo 1, formado pelas populações de PAN e
ITA; morfotipo 2, com as populações de ABR e GUA; morfotipo 3, com URA, IBI,
ARR e SAN; morfotipo 4, com UBA; e morfotipo 5, com SSE. Estes morfotipos se
caracterizam por uma combinação específica de caracteres e não por um único caráter
diagnóstico comum. Tais resultados morfológicos também foram corroborados tanto
pelos resultados morfométricos quanto pelos histológicos. Para as variáveis
morfométricas e merísticas, 12 de cada foram significativas na discriminação entre
morfotipos como, por exemplo, comprimento do setígero 1, de pínulas e de estilódios de
determinados radíolos e número de radíolos com olhos e com estilódios e número de
uncini nos setígeros 9, 20 e 50. Quanto às diferenças histológicas pôde-se observar
2
Resumo
diferentes tipos de inclusões em células do epitélio radiolar e diferenças quanto ao
epitélio das pínulas, que também corroboram a separação morfológica dos morfotipos.
Foram analisadas três seqüências de 629pb, duas de URA e uma de PAN as quais
mostram uma divergência no mesmo local (URA) de 0,6 % e de 17,2% entre locais
(URA x PAN). Este nível de divergência é compatível com espécies diferentes e não
com populações de uma mesma espécie. A variabilidade observada a partir de novos
caracteres indica que os espécimes de Branchiomma aqui estudados constituem um
complexo de pelo menos cinco espécies: B. nigromaculatum (PAN e ITA),
Branchiomma sp. nov. 1 (ABR e GUA), B. luctuosum (ARR, URA, IBI e SAN), B.
patriota (UBA) e Branchiomma sp. nov. 2 (SSE). Além disso, as análises realizadas
indicam que a espécie B. nigromaculatum está restrita, no Brasil, apenas à região
nordeste.
Palavras-chave: Polychaeta, taxonomia, Branchiomma, Brasil.
Rio de janeiro
Novembro/2006
3
Abstract
Abstract
Taxonomic study of Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) (Annelida:
Polychaeta: Sabellidae) from the Brazilian coast
Elisa Maria Costa e Silva de Paiva
Orientadora: Dra. Michelle Klautau
Abstract da Dissertação submetida ao Programa de Pós-graduação em Ciências
Biológicas (Zoologia) do Museu Nacional, Universidade Federal do Rio de Janeiro –
UFRJ, como parte dos requisitos necessários à obtenção do título de Mestre em Ciências
Biológicas.
The sabellid polychaete Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865) was
originally described from Saint Vincent Island, in the Caribbean Sea, and subsequently
to the tropical and subtropical Atlantic Ocean, Pacific Ocean, tropical Indian Ocean, and
Red Sea. For the Brazilian coast, this species is known from Sergipe to São Paulo.
Nevertheless, morphological differences among specimens from different localities are
frequently observed. The main goals of this study were to verify the existence of a
species complex of B. nigromaculatum alongside the Brazilian coast by morphological,
histological, morphometric, and molecular analysis. For the morphological analysis
specimens were examined from 10 different localities: (a) Panama: Porvenir Island,
Comarca de San Blás (PAN); (b) Brazil: Bahia State – Salvador (ITA) and Abrolhos
Archipelago (ABR); Espírito Santo State – Guarapari (GUA); Rio de Janeiro State –
Rio de Janeiro (URA), Mangaratiba (IBI), and Arraial do Cabo (ARR); São Paulo State
– Ubatuba (UBA), São Sebastião (SSE), and Santos (SAN). The morphometric analysis
4
Abstract
were performed only for PAN, ABR, URA, UBA, SSE, and SAN, because they were
the populations with the largest number of specimens. Twenty-one morphometric
variables and 15 meristic variables were measured, however they were separately
analyzed by multivariate statistics. Characters susceptible to variation due to the
different methods of anesthetization and fixation were removed from the analysis. For
histological analysis, specimens from PAN, ABR, URA, UBA, and SSE were analyzed;
those populations were chosen according to the morphological previous results.
Standard techniques of topographic dye were performed for optical and confocal laser
microscopies. For the molecular analysis, mitochondrial gene cytochrome oxidase I
(COI) of specimens from Brazil (URA) and Panama (PAN) were compared. This gene
was chosen because of its matrilineal inheritance and its high substitution rate, which is
important to verify the relationships among populations or close species. Concerning the
morphological results, five morphotypes were identified: morphotype 1 (PAN and ITA
populations); morphotype 2 (ABR and GUA populations); morphotype 3 (URA, IBI,
ARR, and SAN populations); morphotype 4 (UBA population); and morphotype 5 (SSE
population). These morphotypes are characterized by a specific combination of
characters and not by a single diagnostic character. These morphological results were
corroborated by morphometric and histological analysis. For morphometric and
meristic variables, 12 of each set were significative in the morphotypes discrimination
as, for example, length of setiger 1, pinnules and stylodes of some setigers; number of
radioles with eyes and with stylodes; and number of uncini from setigers 9, 20, and 50.
Concerning to the histological results, differences related to inclusions in radiolar
epithelium cells and to pinnular epithelium cells corroborate the morphological
discrimination into morphotypes. Three sequences of 629pb were analyzed, two from
URA and one from PAN, and presented an intra-population (URA) divergence of 0,6%
5
Abstract
and a inter-population (URA x PAN) of 17,2%. This level of inter-population
divergence is compatible with different species and not with different populations of a
single species. The variability observed in these studied characteres indicates that
Branchiomma nigromaculatum constitutes a species complex formed by at least five
species: B. nigromaculatum (PAN and ITA), Branchiomma sp. nov. 1 (ABR and GUA),
B. luctuosum (ARR, URA, IBI, and SAN), B. patriota (UBA), and Branchiomma sp.
nov. 2 (SSE). Furthermore, the analysis performed here indicates that B.
nigromaculatum is restricted to the northeastern coast of Brazil.
Key-words: Polychaeta, taxonomy, Branchiomma, Brazil.
Rio de janeiro
Novembro/2006
6
I. Introdução
Introdução
1. Família Sabellidae Latreille, 1825
A família Sabellidae foi erigida por Latreille em 1825 para englobar vermes
poliquetas sésseis que possuíam uma coroa tentacular e que construíam tubos mucosos
ou de partículas de sedimento. A monofilia desta família atualmente é suportada por três
sinapomorfias morfológicas: (1) neuropódio torácico constituído por uncini que
apresentam um dente principal recoberto por dentículos secundários menores; (2)
manúbrio na região proximal dos uncini; (3) neuropódio abdominal composto por
cerdas em forma de espinho (Fitzhugh, 1989) (Figura 1).
A
B
Figura 1: Desenhos esquemáticos de: A) uncinus avicular do neuropódio torácico
apresentando um dente principal recoberto por dentículos secundários menores;
B) cerda em forma de espinho que compõe o neuropódio abdominal.
7
Introdução
Os sabelídeos possuem uma distribuição bastante ampla, sendo encontrados
associados a ambientes dulcícolas e marinhos, sendo estes últimos em substratos
consolidados ou inconsolidados de todas as latitudes, desde regiões entre-marés até o
mar profundo (Fauchald, 1977, Fitzhugh & Rouse, 1999; Rouse, 2000; Rouse & Pleijel,
2001). Algumas espécies, como por exemplo as do gênero Pseudopotamilla, são
capazes de perfurar substratos de carbonato de cálcio, podendo viver, então, em recifes
de coral; já algumas espécies do gênero Caobangia são simbiontes de moluscos
gastrópodes e bivalves dulcícolas, perfurando suas conchas (Martin & Britayev, 1998).
Praticamente todas as espécies dessa família são suspensívoras, apresentando uma
grande eficiência na seleção de partículas (Nicol, 1930; Dales, 1957; Fitzsimons, 1965;
Lewis, 1968; Bonar, 1972; Fauchald & Jumars, 1979; Merz, 1984).
A cabeça dos sabelídeos é composta por um prostômio e um peristômio, como
todos os demais poliquetas, entretanto, o prostômio é extremamente modificado. Nesses
animais, existe apenas um indício de prostômio na forma de uma coroa radiolar, que é
composta por duas metades, onde cada metade compreende um número determinado de
radíolos. O número de radíolos varia enormemente entre espécies e gêneros, podendo
variar de dois pares, em Monroika, até algumas centenas de pares, como em Sabella.
Estudos ontogenéticos em poliquetas demonstraram que a coroa radiolar dos sabelídeos
é uma estrutura homóloga aos palpos sulcados encontrados em outras famílias de
poliquetas e que ela inicia seu desenvolvimento ainda na fase de prototroca (Orrhage,
1980; Rouse & Fitzhugh, 1994). O restante do prostômio está limitado à área tecidual
posterior à boca (Orrhage, 1980). O peristômio dos sabelídeos forma um anel completo
na porção anterior do corpo, normalmente associado a um colar (Figura 2).
8
Introdução
Figura 2: Região anterior do corpo de um espécime de Branchiomma proveniente da
Praia da Urca, Rio de Janeiro, Brasil mostrando o colar e a inversão da posição
entre cerdas e uncini no tórax e no abdômen.
O corpo desses animais possui uma conspícua distinção entre tórax e abdômen,
que pode ser notada devido à inversão do padrão setal observado entre notopódio e
neuropódio e também pela presença da goteira fecal, que possui uma posição dorsal no
tórax e assume uma posição ventral no abdômen (Knight-Jones, 1983; Rouse, 2000;
Rouse & Pleijel, 2001) (Figura 2). Normalmente, são encontrados oito setígeros
torácicos, mas esse número pode variar de quatro, como encontrado nas espécies de
Pseudobranchiomma, até 12, como em algumas espécies de Amphiglena. O número de
setígeros abdominais varia de dois a quatro, como nas espécies de Fabriciola e em
outros fabricíneos, até mais de 100, em grandes sabelíneos como Branchiomma e
Sabella, por exemplo. Por serem animais tubícolas, a remoção das fezes do tubo está
diretamente relacionada ao funcionamento de uma goteira fecal, um sulco composto por
9
Introdução
epitélio ciliado que liga o ânus do animal até o peristômio (Rouse & Pleijel, 2001).
Todos os setígeros do corpo possuem cerdas e uncini, exceto o primeiro setígero do
tórax, que possui apenas cerdas. Entretanto, a localização das cerdas e uncini é
diferenciada no tórax e no abdômen. No tórax, o notopódio é composto por cerdas e o
neuropódio é composto por uma fileira de uncini, enquanto no abdômen é o contrário. O
corpo termina em uma estrutura denominada pigídio, normalmente similar a um lobo
que pode possuir pares de olhos.
Na maioria dos sabelídeos, o tubo é construído usando os próprios apêndices da
coroa radiolar, os quais selecionam ativamente as partículas disponíveis no sedimento e
as combinam com uma mistura de compostos orgânicos referida como muco (Nicol,
1930; Lewis, 1968; Banse, 1972; Knight-Jones, 1983). Algumas espécies ocupam seu
tubo permanentemente (Nicol, 1930), enquanto outras espécies, de pequeno porte,
podem abandonar seus tubos em virtude de condições desfavoráveis, construindo um
novo tubo (Lewis 1968; Bonar 1972).
As principais características utilizadas na taxonomia do grupo incluem:
(i) presença de cerda acompanhante nos uncini torácicos;
(ii) forma dos uncini torácicos, que podem ser aciculares ou aviculares;
(iii) tipos de cerdas;
(iv) estrutura dos radíolos.
A primeira subdivisão significativa da família Sabellidae foi feita por Rioja (1923),
quando a família foi então subdividida em três subfamílias: Myxicolinae, Fabriciinae e
Sabellinae. Posteriormente, Fitzhugh (1989) elaborou um detalhado estudo filogenético
da família Sabellidae, chegando à conclusão de que apenas duas daquelas subfamílias
constituíam grupos monofiléticos: Fabriciinae e Sabellinae.
10
Introdução
2. Subfamília Sabellinae Rioja, 1923
Os representantes da subfamília Sabellinae se originaram a partir de ancestrais
semelhantes aos representantes da subfamília Fabriciinae que adquiriram a habilidade
de incorporar material coletado durante a alimentação à matriz do tubo em construção
(Nicol, 1930; Fitzsimons, 1965; Smith, 1991). A construção ativa do tubo permitiu às
espécies de Sabellinae elevar o corpo acima da linha do sedimento para uma utilização
mais eficiente dos recursos planctônicos disponíveis. Esta novidade evolutiva também
permitiu a colonização de substratos consolidados, como rochas e recifes de coral
(Smith, 1991). Além disso, como muitas espécies de Sabellinae são capazes de fechar a
abertura do tubo, possuem uma proteção adicional contra predadores (Knight-Jones,
1981).
As espécies de Sabellinae possuem os lobos branquiais fusionados dorsalmente
(Fitzhugh, 1989, 1991). A coroa radiolar é inervada por um único par de nervos (Day,
1967) e é composta por uma base fusionada suportada por um esqueleto cartilaginoso
(Perkins, 1984). A natureza do esqueleto radiolar, com pelo menos duas fileiras de
células, é a única sinapomorfia dessa subfamília (Fitzhugh, 1989). Os radíolos podem
ser completamente separados uns dos outros ou unidos em parte por uma membrana
palmar (Perkins, 1984). Algumas espécies podem apresentar olhos compostos ao longo
dos radíolos (Nilsson, 1994; Rouse & Pleijel, 2001).
O notopódio torácico pode ser identificado por dois grupos de cerdas, um grupo
superior e um inferior (Knight-Jones, 1981; Fitzhugh, 1989). Os uncini torácicos podem
variar entre formas aciculares e formas aviculares (Day, 1967; Fauchald, 1977; Knight-
Jones, 1981; Perkins, 1984; Uebelacker, 1984; Fitzhugh, 1989, 1991). Os uncini
aviculares, conhecidos por sua forma de “z”, possuem um dente principal e uma série de
11
Introdução
dentículos secundários menores sobre ele (Perkins, 1984). Segundo Perkins (1984),
diferenças intra-específicas moderadas em uncini aviculares estão relacionadas ao
tamanho do animal e apenas diferenças pronunciadas são importantes na taxonomia do
grupo. Alguns gêneros podem possuir cerdas acompanhantes que ocorrem em uma
posição neuropodial, ou seja, localizam-se em uma fileira paralela e anterior aos uncini
aviculares (Knight-Jones, 1981, 1983; Perkins, 1984; Fitzhugh, 1989).
3. Gênero Branchiomma Kölliker, 1858
O gênero Branchiomma possui como espécie tipo Branchiomma bombyx
(Dalyell, 1853). As espécies deste gênero são normalmente de porte médio a grande,
sendo a coroa radiolar provida de muitos pares de radíolos unidos em sua base por uma
membrana palmar curta. Os radíolos também apresentam olhos compostos pareados ao
longo de sua extensão e estilódios bem desenvolvidos (Day, 1967, 1973; Fauchald,
1977; Fitzhugh, 1989). Os lábios dorsais sempre apresentam apêndices radiolares, os
apêndices pinulares dorsais podem estar presentes ou não. O corpo sempre apresenta
olhos interramais, ou seja, olhos presentes entre o notopódio e o neuropódio (Fitzhugh,
1989). No tórax, as notocerdas são distribuídas em duas fileiras, uma superior e uma
inferior, sendo a fileira inferior sempre composta por cerdas em forma de espinho
(Fitzhugh, 1989). Os neuropódios torácicos e os notopódios abdominais são compostos
por uma fileira única de uncini aviculares que apresentam fileiras de dentículos
secundários sobre o dente principal; cerdas acompanhantes dos uncini são sempre
ausentes (Day, 1967, 1973; Berril, 1977; Fauchald, 1977; Fitzhugh, 1989).
12
Introdução
O gênero Branchiomma, por ser um gênero bastante antigo, possui muitas
descrições específicas relativamente curtas e contendo poucos caracteres diagnósticos, o
que dificulta a taxonomia das espécies do gênero.
As espécies de Branchiomma encontradas em águas tropicais do continente
americano habitam preferencialmente costões rochosos, grama marinha e,
principalmente, pilares de píeres e portos (Tóvar-Hernández & Knight-Jones, 2006).
Algumas dessas espécies modificam a estrutura da superfície onde se aderem, causando
corrosão devido à formação de seus tubos. Outras espécies são consideradas invasoras,
sendo transportadas por água de lastro e se estabelecendo em novos territórios,
causando muitas vezes sérios danos à fauna nativa (Tóvar-Hernández & Knight-Jones,
2006).
4. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865)
Esta espécie foi descrita em 1865 por Baird como Sabella nigro-maculata, sendo
posteriormente transferida para o gênero Branchiomma. Sendo Sabella um nome de
gênero feminino e Branchiomma um gênero neutro, foi necessária uma modificação da
terminação do epíteto, passando de B. nigromaculata, como foi citada durante anos,
para B. nigromaculatum (Knight-Jones, 1994, 1997).
Branchiomma nigromaculatum foi originalmente descrita para a Ilha Saint
Vincent, no Caribe (Baird, 1865) e, posteriormente, referida para a Ilha Saint Thomas,
próxima à Ilha Saint Vincent (McIntosh, 1885). Em 1901, a espécie foi referida como
Dasychone ponce por Treadwell para Playa do Ponce, em Porto Rico; D. ponce se
tornou posteriormente um sinônimo júnior de B. nigromaculatum. Além deste registro
para Porto Rico, outro foi feito também por Treadwell (1924) para Caño de Martin
Peña, em San Juan, como Dasychonopsis arenosa, também um posterior sinônimo
13
Introdução
14
júnior. Em 1927, mais dois pesquisadores referiram esta espécie para o Caribe, Augener
para Curaçao, como Dasychone nigromaculatum (posterior sinônimo júnior), e
Johansson para Curaçao e Bermudas e também para Ilhas do Cabo Verde, na África,
como Branchiomma nigromaculata. Em diversos trabalhos, Day (1955, 1967 e 1973)
refere esta espécie para diversas localidades na África, tais como: estuário Knysna,
Mossel Bay, Still Bay, Cabo Infanta, Arniston, Cabo Agulhas, Ilha St. James, Natal,
Moçambique e Madagascar. Além da África, Day (1967 e 1973) também faz referência
desta espécie para o Mar Vermelho, Oceano Índico tropical, Caribe, Ilhas Gambier
(Polinésia Francesa) e Japão. Hutchings & Murray (1984) e Hartmann-Schröder (1991)
citam a espécie para a Austrália, respectivamente para a área oeste da Austrália e New
South Wales e para a Ilha Heron, um recife de corais em Queensland. San Martín et al.
(1994) fazem referência da espécie para Cuba e citam a distribuição para todo o Caribe
e Golfo do México. Recentemente, uma revisão sobre a espécie definiu que esta se
encontra amplamente distribuída pela região do Caribe, como, por exemplo, Caribe
Mexicano, Golfo do México, Panamá, Ilhas Virgens Britânicas, Flórida, Antilhas e
Curaçao (Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006). A Figura 3 mostra a distribuição
referida para esta espécie até o momento.
O primeiro registro de B. nigromaculatum para a costa brasileira foi feito por
Rullier & Amoureux (1979) para a região de Ubatuba, no Estado de São Paulo, costa
sudeste do Brasil. Para a região de Ubatuba, esta espécie também foi referida por
Amaral (1980) e Duarte & Nalesso (1996). Para a região de São Sebastião, também no
Estado de São Paulo, existem registros de Duarte & Nalesso (1996), Reis et al. (2000),
Rizzo & Amaral (2000, 2001) e Amaral et al. (2003). Para a região nordeste da costa
brasileira, existe um registro para o Estado de Sergipe feito por Santos et al. (1994).
Introdução
15
Figura 3: Distribuição referida para Branchiomma nigromaculatum até o momento. Em amarelo, a localidade tipo
(http:/www.lib.utexas.edu/maps).
Introdução
Anterior à descoberta de Baird em 1865, Krøyer (1856) encontrou uma espécie
nas Antilhas a qual denominou Sabella crispa. Anos mais tarde, Knight-Jones et al.
(1991) e Knight-Jones (1994) consideraram que B. nigromaculatum deveria ser, na
realidade, um sinônimo júnior de S. crispa, já que esta última possuía prioridade de
nome por ter sido descrita antes da outra. Entretanto, S. crispa foi citada apenas na sua
descrição original e por Hartman (1959), enquanto B. nigromaculatum foi citada com
freqüência desde sua origem, além de ser o nome utilizado como válido pela maioria
dos curadores de museus. Sendo assim, como o Código de Nomenclatura Zoológica
sugere, ocorreu uma reversão de precedência, tornando-se válido o nome B.
nigromaculatum (Art. 23, Sect. 9, ICZN, 1999).
Apesar dessa ampla distribuição atribuída à espécie, é notória a existência de
variações morfológicas entre espécimes provenientes de diferentes localidades. Em
Cuba e no México (Isla Mujeres), por exemplo, foram encontrados espécimes com um
menor número de setígeros torácicos (San Martín et al., 1994; Tovar-Hernández &
Knight-Jones, 2006). Neste caso, tal diferença não parece ser relevante a ponto de ser
eleito como um caráter diagnóstico, entretanto, diferenças relacionadas ao tamanho e
forma dos estilódios e número de fileiras de dentículos secundários sobre o dente
principal dos uncini torácicos parecem ser diagnósticas para a diferenciação de espécies
(Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006). Atualmente, tais caracteres são utilizados
para a diagnose de espécies de Branchiomma e a partir de tais variações, Tovar-
Hernández & Knight-Jones (2006) puderam delimitar cinco espécies de Branchiomma
para a região do Caribe e costa pacífica do Panamá: B. nigromaculatum, B. bairdi, B.
iliffei, B. mexicanus e B. coheni. Anteriormente, supunha-se que apenas uma espécie, B.
nigromaculatum, existisse naquela região.
17
Introdução
Um dos fatores que pode ter sido responsável pelo agrupamento de diferentes
espécies em B. nigromaculatum é a limitação da descrição original dessa espécie (Baird,
1865). A descrição original de B. nigromaculatum é extremamente curta e superficial,
abrangendo poucos caracteres e apresentando apenas duas ilustrações, uma do animal
completo e outra de um radíolo (Figuras 4 e 5). Como tal descrição era a única existente
até a recente redescrição feita por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006) pode ter
resultado em identificações equivocadas por mais de um século, gerando,
conseqüentemente, alguns complexos específicos, como demonstrado por aqueles
autores para o Caribe mexicano. Outro fator que contradiz o cosmopolitismo de B.
nigromaculatum é o fato dessa espécie possuir larva lecitotrófica de curta duração. Com
cerca de sete dias, a larva já se transformou em um juvenil assentado (Berril, 1977;
Rouse & Fitzhugh, 1994).
Figura 4: Descrição original de Branchiomma nigromaculatum, feita por Baird (1865).
18
Introdução
Figura 5: Ilustrações de Branchiomma nigromaculatum contidas na descrição original
de Baird (1865).
Na costa brasileira, B. nigromaculatum também apresenta variações
morfológicas, algumas delas em caracteres agora considerados como importantes para a
diagnose de espécies. Observando estes caracteres morfológicos variáveis, um recente
estudo sobre Branchiomma na costa do Estado de São Paulo, realizado por Nogueira et
al. (no prelo), observou a existência de duas espécies de Branchiomma: B. luctuosum,
uma espécie originalmente descrita para o Mar Vermelho e B. patriota, uma nova
espécie descrita. Essas espécies foram encontradas, respectivamente, em São Vicente e
Santos e Ubatuba, São Vicente e Santos.
19
Introdução
5. Cosmopolitismo
A taxonomia tradicional, tanto para poliquetas quanto para praticamente todos os
táxons do Reino Animal é baseada em diferenças fenotípicas. Entretanto, este tipo de
abordagem, para a definição de unidades evolutivas independentes, tem resultado em
um grande número de táxons marinhos amplamente distribuídos (Knowlton, 1993).
Atualmente, a implementação de diversas análises combinadas, como por exemplo,
estudos de morfologia externa e interna, morfometria e abordagens moleculares têm
contribuído com a redução do número de espécies referidas anteriormente como
cosmopolitas ou de ampla distribuição (Solé-Cava et al., 1991; Knowlton, 1993;
Klautau et al., 1994; Klautau et al., 1999).
O cosmopolitismo, ou seja, a presença de uma espécie em pelo menos dois
oceanos ou ao longo da costa de dois continentes (Westheide & Schmidt, 2003) tem
sido questionado para uma série de invertebrados marinhos, tais como cnidários
(Monteiro et al., 1997), esponjas (Klautau et al., 1999; Lazoski et al., 2001) e poliquetas
(Martin et al., 2003; Westheide & Schmidt, 2003).
Com relação aos poliquetas, várias espécies têm sido consideradas cosmopolitas
ou amplamente distribuídas, tais como Eurythoe complanata, Harmothoe lunulata,
Haplosyllis spongicola e a própria Branchiomma nigromaculatum (Day, 1967;
Pettibone, 1993; Salazar-Vallejo, 1997; Martin et al., 2003). Em algumas espécies, na
realidade complexos de espécies, o problema já foi solucionado totalmente ou
parcialmente com a implementação de outras abordagens metodológicas. Um estudo
sobre a espécie Eurythoe complanata, por exemplo, utilizando eletroforese de
aloenzimas provou que esta espécie é de fato um complexo de espécies (Barroso, 2005).
20
Introdução
Em outro estudo foi confirmada a ocorrência de um complexo de espécies em
Haplosyllis spongicola a partir de análises morfométricas (Martin et al., 2003).
Fatores que parecem contribuir para o falso cosmopolitismo de determinadas
espécies é o fato da maioria dessas espécies apresentar morfologia simples, já que
organismos com morfologia externa mais complexa poderiam ser mais facilmente
diferenciados (Thorpe & Solé-Cava, 1994; Klautau et al.¸1999), além da limitação da
descrição original de muitas espécies, que muitas vezes foram descritas há mais de um
século. Em ambos os casos, B. nigromaculatum se encaixa perfeitamente. Ou seja, além
de possuir uma descrição antiga e superficial possui também uma ampla distribuição no
Atlântico ocidental.
Ekman (1953) e Briggs (1974) defendem a existência de uma única província
zoogeográfica no Atlântico oeste, a Província Caribenha, que reuniria as faunas
tropicais do Caribe e do Brasil. Alguns estudos de fato corroboram tal afirmação, como
por exemplo, um estudo realizado com a esponja Chondrosia reniformis que parece se
distribuir desde o Caribe até o Brasil (Lazoski et al., 2001). Entretanto, esta hipótese
não é corroborada por outros trabalhos, por exemplo, um estudo que verificou que
populações da esponja Chondrilla aff. nucula não eram coespecíficas (Klautau et al.
1999). Desta forma, um maior número de espécies necessita ser estudado para que se
possa ter uma resposta definitiva sobre a existência ou não de uma única província
zoogeográfica no Caribe e no Brasil.
A própria costa brasileira pode ser considerada uma área de interesse com
relação aos estudos de complexos de espécies. Isso se deve ao fato da grande extensão
da costa brasileira englobar uma fauna marinha que varia de tipicamente tropical à
subtropical. Esta variação está relacionada diretamente à complexidade de massas
d’água e correntes. No litoral brasileiro existe uma predominância de águas mais
21
Introdução
quentes ao longo das costas norte, nordeste e leste e uma predominância de águas mais
frias na costa sul, com uma região de transição entre os Estados do Rio de Janeiro e
Santa Catarina (Castro-Filho et al., 1987). Além dessa diferença, também existe uma
diferenciação com relação ao tipo de substrato encontrado, ocorrendo sedimentos mais
finos na costa sul e uma grande abundância de sedimentos biogênicos de algas e corais
ao longo das costas leste e nordeste (Lana et al., 1996). Embora as costas norte,
nordeste e leste sejam consideradas como parte de uma mesma província biogeográfica
(Palácio, 1982), existe uma série de variações, em menor escala, das condições
geomorfológicas e oceanográficas ao longo dessa região. Algumas dessas variações
como, por exemplo, correntes e a presença da foz de alguns rios (i.e. Rio Amazonas,
Rio São Francisco) podem funcionar como barreiras para a dispersão dos organismos
adultos ou larvas (Rocha et al., 2002; Rocha, 2003).
A diferenciação de ambientes ao longo da costa brasileira poderia refletir-se em
uma composição faunística diferenciada. Entretanto, não é o que se observa, por
exemplo, na distribuição de Branchiomma nigromaculatum, que está referida para toda
a costa brasileira (Amaral & Nallin, 2004). Essa ampla distribuição na costa brasileira
pode ser questionada, principalmente, porque alguns estudos recentes baseados em
métodos moleculares têm demonstrado que a ampla distribuição geográfica de um
grande número de espécies marinhas parece não refletir a realidade (Knowlton, 1993,
2000; Solé-Cava et al., 1994).
6. Ferramentas
A análise da morfologia externa é, por muitas vezes, a única análise utilizada na
taxonomia de vários grupos de organismos, incluindo os anelídeos poliquetas (e.g.
22
Introdução
Knight-Jones & Perkins, 1998; Capa & López, 2004; Tovar-Hernández & Knight-Jones,
2006). O fato desse tipo de análise gerar resultados de uma única natureza e,
considerados muitas vezes plásticos, também pode estar contribuindo para a ocorrência
de espécies com ampla distribuição e para a formação de complexos de espécies, já que
espécies sutilmente diferentes ou diferentes em outros aspectos que não a morfologia
externa (i.e. espécies crípticas) podem não estar sendo diferenciadas.
Com a progressiva disponibilização de novos métodos de análises na taxonomia
de grupos animais, atualmente observa-se uma tendência a usar novas metodologias ou,
inclusive, usar uma combinação de metodologias para a obtenção de um resultado mais
apurado. Em uma combinação de metodologias, estas funcionam como ferramentas que
trabalham em colaboração para revelar padrões que influenciem na taxonomia do grupo
estudado, elucidando questões que provavelmente não seriam possíveis baseadas em
uma ferramenta apenas.
A partir desta linha de pensamento, algumas ferramentas têm destacado-se nos
últimos anos para a taxonomia de poliquetas como, por exemplo, métodos histológicos,
morfometria e técnicas moleculares.
A análise da morfologia interna e ultraestrutura dos sabelídeos é uma ferramenta
utilizada há apenas algumas décadas com função exploratória. Dragesco-Kernéis
(1980), por exemplo, fez um estudo sobre os olhos segmentares de Dasychone; Licciano
et al. (2002) efetuaram um estudo histológico da gametogênese em Branchiomma
luctuosum e Mastrodonato et al. (2005) apresentaram um estudo histoquímico e
ultraestrutural das células glandulares da epiderme também de B. luctuosum. Apenas
mais recentemente, as análises histológicas tornaram-se uma ferramenta que, aliada às
análises de morfologia externa, passaram a ser utilizadas também para estudos
taxonômicos (Tovar-Hernández & Sosa-Rodríguez, 2006).
23
Introdução
A forma do corpo tem sido utilizada com diferentes objetivos, como estudos de
taxonomia, ecologia, evolução, crescimento e anormalidades morfológicas em vários
organismos (Bookstein, 1982; Rohlf & Marcus, 1993; Lestrel, 2000; Becerra &
Valdecasas, 2004; Zelditch et al., 2004). Em estudos taxonômicos, a morfometria tem
sido utilizada com sucesso para analisar diferenças existentes entre espécies e, inclusive,
entre populações (e.g. Debuse et al., 2001; Jordaens et al., 2002; O’Reilly & Horn,
2004). Apesar de ser uma poderosa ferramenta, até o momento poucos trabalhos de
morfometria em poliquetas foram publicados (e.g. Mackie, 1984; Fauchald, 1991;
Sigvaldadóttir & Mackie, 1993; Martin et al., 2003).
Um problema encontrado para se trabalhar com morfometria em poliquetas é o
fato destes animais terem corpo mole, já que a forma do corpo depende do grau de
relaxamento do mesmo (Gustus, 1972). Desse modo, medidas de forma obtidas após a
fixação dos espécimes podem não refletir necessariamente a forma real do organismo e
gerar artefatos provenientes dos próprios métodos de fixação. Conseqüentemente, as
diferenças morfométricas observadas entre grupos de espécimes que foram submetidos
a diferentes métodos de anestesia e/ou de fixação podem ser apenas artefatos
provocados pelos diferentes métodos (Howe, 2002). Tais efeitos provocados pelos
fixadores são praticamente impossíveis de serem previstos, já que a deformação
resultante do espécime está relacionada a diversos fatores como, por exemplo, o tipo e
concentração do fixador utilizado, o estágio em que o espécime se encontrava, o hábito
de vida do espécime, entre outros (Woodin, 1987; Sagnes, 1997). Estudos experimentais
sobre potenciais modificações morfológicas relacionadas aos métodos de anestesia e
fixação são pouco comuns na literatura (Fowler & Smith, 1983; Kruse & Dalley, 1990;
Quiñonez-Velázquez & Chaumillon, 1996; Sagnes, 1997). Até o momento, não existem
trabalhos publicados sobre tal assunto para anelídeos poliquetas.
24
Introdução
Uma ferramenta que tem sido bastante utilizada em sistemática é a biologia
molecular, por exemplo, na definição do status taxonômico de um gênero de quiróptero
(Mapatuna et al., 2002), na elucidação da posição filogenética de alguns gêneros de
lepidópteros (Wahlberg & Nylin, 2003), na tentativa de compreender a evolução de
Metazoa (Nielsen, 2003), no estudo de variações entre populações de Donax serra, um
bivalve (Laudien et al., 2003) e na definição do status taxonômico de duas populações
de Encarsia sophia, um himenóptero (Giorgini & Baldanza, 2004). Em poliquetas,
Dahlgren et al. (2000) utilizaram análises morfológicas e moleculares para elaborar um
estudo sobre filogenia de Nereidiformia.
Estudos recentes em poliquetas têm utilizado muitas informações provenientes
do DNA mitocondrial. O DNA mitocondrial (mtDNA) tem sido extensivamente
utilizado nos últimos 30 anos como ferramenta para inferir taxas evolutivas e
demográficas de populações e espécies (Ballard & Whitlock, 2004). O genoma
mitocondrial de poliqueta consiste em uma molécula dupla-hélice com 37 genes, sendo
24 destes para regular a própria maquinaria do mtDNA e os demais 13 genes
relacionados às subunidades de transporte de elétrons (Boore, 2001). O mtDNA não
apresenta recombinação (na maioria dos casos) e possui um padrão de herança
matrilinear (Ballard & Whitlock, 2004), o que o torna interessante e útil para estudos de
sistemática (Avise, 2004). Em poliquetas existem três espécies em que o mtDNA está
completamente seqüenciado; a primeira a ser seqüenciada foi Platynereis dumerilii,
seguida por Clymenella torquata e Orbinia latreillii (Boore, 2001; Jennings &
Halanych, 2005; Bleidorn et al., 2006).
O genoma mitocondrial tem um grande potencial para resolver problemas
evolutivos e também para servir como modelo de evolução genômica. Muitos padrões
evolutivos, tanto de organismos quanto de genomas, poderão ser melhor compreendidos
25
Introdução
através da comparação de genomas mitocondriais (Boore, 1999; Will & Rubinoff,
2004), como, por exemplo, em estudos de heterocronia em poliquetas Eunicida (Struck
et al., 2002), de estrutura de populações de Pectinaria koreni, um poliqueta pectinarídeo
(Jolly et al, 2005) e na filogenia de Palola, um gênero de poliquetas eunicídeos
(Schulze, 2006). Dentro do genoma mitocondrial, não existe uma razão específica para
a escolha a priori de um determinado gene para o estudo, entretanto, o gene
mitocondrial citocromo oxidase I (COI) possui duas importantes vantagens: primeiro,
primers universais para esse gene são bastante robustos, sendo eficientes para a grande
maioria dos filos animais (Folmer et al., 1994) e, segundo, porque o gene COI
aparentemente possui uma taxa rápida de evolução, sendo assim bastante útil em
estudos com espécies (Avise, 2004).
Para o caso da definição do status de Branchiomma nigromaculatum na costa
brasileira, faz-se necessária uma reavaliação dos caracteres morfológicos que vêm
sendo utilizados, além de um levantamento de novos caracteres não só de morfologia
externa, mas também de diferentes naturezas, a partir de ferramentas ainda pouco
utilizadas na taxonomia do grupo, tais como análises de morfologia interna (i.e.
histologia) e análises morfométricas e moleculares.
26
II. Objetivos
Objetivos
1. Objetivos gerais
Esta dissertação teve como objetivo geral verificar a existência de um possível
complexo de espécies Branchiomma nigromaculatum na costa brasileira. Para tal
estudo, foram feitas análises morfológicas, histológicas, morfométricas e moleculares.
A hipótese nula a ser testada era que a espécie B. nigromaculatum estenderia-se
pelo menos do Caribe até o Estado de São Paulo, Brasil.
2. Objetivos específicos
Como objetivos específicos desta dissertação, destacaram-se:
(a) o levantamento de novos caracteres, tanto da morfologia externa e interna
quanto morfométricos, passíveis de serem utilizados na diagnose de B.
nigromaculatum e na taxonomia da família Sabellidae como um todo;
(b) a avaliação do efeito de diferentes técnicas de anestesia e fixação no estado
de alguns caracteres morfológicos para posterior uso em análises
morfométricas;
(c) a verificação da similaridade molecular entre as populações do Caribe
(localidade tipo) e do Brasil;
(d) a descrição de novas espécies encontradas ao longo do trabalho.
27
III. Material & Métodos
Material & Métodos
1. Populações
Foram analisadas nove populações de Branchiomma cf. nigromaculatum da
costa brasileira e uma população de B. nigromaculatum proveniente do Caribe
(Panamá), próximo à localidade tipo (Figura 6). Estamos considerando como
populações, grupos de espécimes em uma determinada localidade (sensu Hedrick,
2000). Tais populações foram coletadas diretamente na zona entre-marés, por mergulho
livre ou autônomo. Todos os indivíduos coletados foram depositados na Coleção de
Polychaeta Prof. Edmundo Ferraz Nonato (IBUFRJ), do Departamento de Zoologia,
Instituto de Biologia, Universidade Federal do Rio de Janeiro.
Figura 6: Mapa indicando as localidades analisadas neste estudo. PAN: Ilha Porvenir,
Província de San Blás, Panamá; ITA: Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil;
ABR: Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil; GUA: Canal de
28
Material & Métodos
29
Guarapari, Guarapari, ES, Brasil; ARR: Praia do Forno, Arraial do Cabo, RJ,
Brasil; URA: Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil; IBI: Barra do Sahy,
Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil; SAN: Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil;
UBA: Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil; SSE: Praia do Araçá, São Sebastião,
SP, Brasil.
A localidade de cada população, o número amostral, a data das coletas, a forma
de fixação, o número de tombo e quais análises foram aplicadas para cada população
estão apresentadas na Tabela I. Algumas análises não puderam ser aplicadas para todas
as populações estudadas, principalmente pela restrição do número de espécimes ou pelo
método de fixação adotado.
Além das populações mencionadas acima, também foram examinados
morfologicamente espécimes adicionais:
i. Branchiomma cf. bairdi – 01 espécime completo; Ilha Granito de Oro,
Parque Nacional de Coiba, Panamá, Oceano Pacífico (7
o
35’ 30’’ N 81
o
42’ 30’’
W). Associado a corais mortos, a dois metros de profundidade. Junho/1996;
ii. Branchiomma sp. – 02 espécimes incompletos, Praia do Francês,
Marechal Deodoro, AL, Brasil. 23/janeiro/1983. Col: P.S. Young & M.L.
Christoffersen;
iii. Branchiomma sp. – 01 espécime completo, Praia do Cabo Branco, João
Pessoa, PB, Brasil. 09/abril/2005. Substrato consolidado. Anestesiado com cloreto
de magnésio e fixado em etanol;
iv. Branchiomma sp. – 03 espécimes completos, Praia do Frade, Coqueiral,
Aracruz, ES, Brasil. 06/agosto/2001. Col: P.C. Paiva;
Material & Métodos
30
Tabela I: Informações relevantes das populações utilizadas e número de espécimes utilizados para cada tipo de análise.
População
Localidade Habitat Data da coleta Forma de fixação Número de
tombo
Morfologia
externa
Morfologia
interna
Morfometria Sistemática
molecular
PAN
Ilha Porvenir, Província de
San Blás, Panamá
associado a
corais
10/fev/2004
etanol 100%
IBUFRJ-0516
11
03
11
01
ITA
Praia de Itapuã, Salvador,
BA, Brasil
sob pedras 30/mar/2002 etanol 100% IBUFRJ-0522 09 09
ABR
Arquipélago Marinho dos
Abrolhos, BA, Brasil
substrato
artificial
25/nov/2002 formaldeído 4% IBUFRJ-0518 25 03 25
GUA
Canal de Guarapari,
Guarapari, ES, Brasil
? 10/jul/1984 ? IBUFRJ-0521 03
ARR
Praia do Forno, Arraial do
Cabo, RJ, Brasil
2-3 m 29/ago/2005 etanol 100% IBUFRJ-0520 05
URA
Praia da Urca, Rio de
Janeiro, RJ, Brasil
associado a
ascídias e algas
07/jan/2004 anestesia prévia
(refrigeração) e
etanol 93%
IBUFRJ-0519 30 03 30 02
IBI
Barra do Sahy, Ibicuí,
Mangaratiba, RJ, Brasil
? 16/jul/2004 ? IBUFRJ-0523 04
SAN
Emissário de Santos,
Santos, SP, Brasil
entre-marés 30/dez/2005 etanol 92,8% IBURFJ-0532 21 03 21
UBA
Saco da Ribeira, Ubatuba,
SP, Brasil
? 15/jan/1979 ? IBUFRJ-0524 07 03 07
SSE
Praia do Araçá, São
Sebastião, SP, Brasil
? jul/1966 ? IBUFRJ-0527 10 03 10
Material & Métodos
v. Branchiomma sp. – 01 espécime completo, Camburi, ES, Brasil.
26/junho/1986;
vi. Branchiomma sp. – 02 espécimes incompletos, Santa Cruz, ES, Brasil.
Julho/1971;
vii. Branchiomma patriota – 02 espécimes completos, Ilha Porchat, São
Vicente, SP, Brasil (23
o
59’ S 46
o
22’ W). 19/dezembro/2003. Col: J. M. M.
Nogueira, M. C. S. Rossi & M. V. Fukuda;
viii. Branchiomma luctuosum – 02 espécimes de Ilha Porchat, São Vicente,
SP, Brasil (23
o o
59’ S 46 22’ W). 19/dezembro/2003. Col: J. M. M. Nogueira, M.
C. S. Rossi & M. V. Fukuda;
ix. Branchiomma bombyx – 02 espécimes completos, Gullmarsfjoeden,
Suécia (58
o o
13.154’ N 011 24.416’ L). Coletado com draga, 33-36 metros de
profundidade. 30/março/2003. Col: F. Pleijel.
2. Morfologia
2.1. Morfologia Externa
O estudo taxonômico baseou-se em caracteres presentes na coroa radiolar,
cerdas e unicini de acordo com a bibliografia especializada (Perkins, 1984; Fitzhugh,
1989; Rouse & Pleijel, 2001; Tóvaz-Hernandez & Knigth-Jones, 2006). Além dos
caracteres tradicionais citados acima, também foram analisados outros caracteres, tais
como a forma do sulco fecal, dos palpos e padrão de colorido dos radíolos e dos palpos.
31
Material & Métodos
Tais caracteres não são usualmente utilizados na taxonomia do grupo, mas foram
analisados com o objetivo de levantar novos caracteres da morfologia externa.
Apenas espécimes adultos, completos e sem sinais de regeneração foram
analisados. Cada espécime foi analisado inteiro em microscópio estereoscópico ZEISS
Stemi SV11. A análise de estruturas, tais como, radíolos, cerdas e uncini foi feita de
duas maneiras:
i. por microscopia óptica, a partir da montagem das estruturas em lâminas
usando Entellan (Merck) como meio de montagem e posterior observação ao
microscópio óptico de luz ZEISS Axioskop. As lâminas permanentes foram
tombadas juntamente com seus respectivos espécimes na Coleção de Polychaeta
Prof. Edmundo Ferraz Nonato (IBUFRJ);
ii. por microscopia eletrônica de varredura, a partir da submissão das
estruturas a ponto crítico no equipamento BALZERS, metalização a ouro no
equipamento BALZERS e posterior análise em microscópio eletrônico de
varredura JEOL JSN 5310. Esses procedimentos, desde o ponto crítico até a
observação e obtenção das imagens foram realizados no Laboratório de
Ultraestrutura Celular Hertha Meyer, Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho,
UFRJ.
Os valores de medidas contidos nas descrições das espécies representam o
mínimo e máximo de cada espécie e os valores entre parênteses são referentes às
medidas do holótipo, no caso das novas espécies.
32
Material & Métodos
2.2. Morfologia Interna
Para os estudos de morfologia interna foram utilizados apenas três espécimes de
cada uma das seguintes populações do Panamá (Ilha Porvenir) e do Brasil (Aquipélago
de Abrolhos, BA; Praia da Urca, RJ; Santos, SP e Ubatuba, SP). Tais populações foram
escolhidas por representarem os diferentes morfotipos encontrados segundo os
resultados prévios obtidos pela análise da morfologia externa.
2.2.1. Microscopia óptica de luz
As técnicas aqui descritas de inclusão em parafina, cortes seriados em
micrótomo e coloração por Hematoxilina-Eosina foram adaptadas, principalmente, de
Bancroft & Stevens (1996), Gitirana (2004) e Tovar-Hernández & Sosa-Rodríguez
(2006).
Os espécimes eram divididos em três partes, coroa branquial, tórax e abdôme,
que eram posteriormente cortadas em peças de, no máximo, 3,0 mm de espessura em
planos frontais, sagitais e transversais. As peças eram lavadas em água destilada e
colocadas em cassetes histológicos. Foram feitas três séries de desidratação com etanol
100%, as duas primeiras de 60 minutos cada e a última de apenas 15 minutos. Após a
total desidratação das peças, estas foram submetidas ao processo de clarificação em
duas baterias de xilol, a primeira por 90 minutos e a segunda por cerca de 10 horas e
logo depois foram submetidas a dois banhos de parafina líquida a 60
o
C, ambos por 60
minutos cada. Ao serem retiradas do segundo banho de parafina, as peças foram
imediatamente emblocadas em parafina. Cortes seriados de 5,0 μm foram feitos em
micrótomo Ancap 297 e organizados em lâminas.
33
Material & Métodos
Os cortes foram submetidos a três séries de xilol, de um minuto cada, para
desparafinização, e a três séries de etanol 100% por dois minutos cada. Para a coloração
dos cortes, as lâminas primeiramente foram passadas por água corrente para retirada de
qualquer resquício de etanol, em seguida foram coradas em uma solução de
Hematoxilina por cinco minutos e, então, novamente submetidas à água corrente
também por cinco minutos. Para retirar o excesso de corante, as lâminas foram
mergulhadas rapidamente em uma solução de álcool ácido (99 partes de etanol 70%: 1
parte de ácido clorídrico) e novamente deixadas em água corrente por três minutos. As
lâminas foram então submetidas a uma solução de Eosina por cerca de 10 minutos,
lavadas com água corrente e, posteriormente, submetidas a três baterias de etanol 100%,
as duas primeiras por 20 minutos e a última por apenas um minuto. Após as baterias de
etanol, as lâminas foram submetidas a três baterias de xilol, de cinco minutos cada e, em
seguida, as lâminas foram montadas com lamínulas, usando como meio de montagem
Entellan (Merck). As lâminas histológicas permanentes foram posteriormente
observadas em microscópio óptico de luz ZEISS Axioskop. A captura das imagens foi
feita simultaneamente à observação e as imagens geradas foram armazenadas em mídia
digital para posterior análise.
2.2.2. Microscopia laser confocal
Alguns caracteres de morfologia interna, tais como o esqueleto radiolar
cartilaginoso e as camadas musculares também foram analisados por microscopia laser
confocal. Os espécimes foram cortados em peças de, no máximo, 1,0 mm de espessura e
colocados em cassetes histológicos.
34
Material & Métodos
Os cassetes contendo as peças foram mergulhados por 40 minutos em uma
solução composta por 95 partes de etanol 70%, três partes de formalina 10% e duas
partes de ácido acético glacial para a preparação do material antes da coloração. Para a
etapa de coloração, o corante utilizado foi uma solução de carmim, preparada a partir de
100 mL de etanol 70%, 2 mL de água destilada, 2 mL de ácido clorídrico e 2 g do
corante carmim em pó. Após o preparo da solução, esta foi deixada em repouso por 48
horas em temperatura ambiente para sua total homogeneização, sendo filtrada em
seguida. Os cassetes foram submetidos à solução de carmim por três minutos. Tal
corante foi escolhido por produzir uma coloração topográfica das estruturas.
Após a etapa de coloração, os cassetes foram submetidos a uma solução de
álcool ácido 5% (200 partes de etanol 70% e 1 parte de ácido clorídrico) por 30 minutos
para que ocorresse a diferenciação. Em seguida, foi feita a desidratação das peças a
partir de uma série alcoólica, onde os cassetes eram mergulhados em etanol 70% por 30
minutos, etanol 80% por 30 minutos e duas etapas de etanol 92.8% de 30 minutos cada.
Ao término da desidratação, os cassetes contendo as peças e os radíolos foram
mergulhados em solução de Creosoto por 48 horas com o objetivo de proteger o
material contra fungos, principalmente.
Ao final de toda a preparação, as partes do corpo e os radíolos foram retirados
dos cassetes e montados em lâminas permanentes, cobertas com lamínulas, sendo usado
o Entellan (Merck) como meio de montagem. Este protocolo de preparação e de
coloração foi modificado de Bancroft & Stevens (1996).
As análises das estruturas em microscopia laser confocal foram feitas em um
microscópio ZEISS LSM 510 META localizado no Departamento de Patologia do
Instituto Oswaldo Cruz (FIOCRUZ). As estruturas foram excitadas com laser He/Ne
543 nm e, posteriormente, lidas com filtro LP (Long Pass) 560 a partir de cortes ópticos
35
Material & Métodos
de 1 μm ao longo de toda a estrutura observada. As imagens geradas foram salvas em
mídia digital para posterior análise mais detalhada.
3. Morfometria
3.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma
Como os caracteres morfológicos podem ser afetados pelos diferentes métodos
de anestesia e fixação, podendo gerar deformações que levariam a interpretações
equivocadas dos resultados, foi realizado um experimento onde cerca de 150 espécimes
de Branchiomma foram coletados na Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil. Apenas
uma coleta foi realizada, em 09 de julho de 2003, para que efeitos relativos à variação
espacial e temporal fossem evitados. Os espécimes foram coletados por mergulho livre
a cerca de três metros de profundidade e, posteriormente, acondicionados em um isopor
contendo água do mar e transportados ao laboratório.
No laboratório, os espécimes foram retirados de seus tubos e selecionados para o
experimento propriamente dito. Espécimes jovens ou que estavam sofrendo regeneração
foram excluídos do experimento. Os espécimes restantes foram conservados vivos em
um isopor com água do mar e temperatura controlada (18-20
o
C), na tentativa de evitar
alterações provocadas por estresse térmico.
Os 104 espécimes foram analisados ao longo do experimento, sendo estes
divididos em oito grupos de 13 espécimes cada. Cada grupo de espécimes foi submetido
a diferentes tipos de anestesia e fixação de acordo com a literatura especializada, tanto
36
Material & Métodos
para poliquetas como para invertebrados marinhos em geral (Fauchald, 1977; Lincoln &
Sheals, 1979; Amaral & Nonato, 1987; Blake, 1997; Rouse & Pleijel, 2001). Os grupos
foram submetidos aos seguintes tratamentos (Tabela II):
(1) Anestesia prévia – os espécimes eram medidos vivos, porém
completamente anestesiados:
(a) Cloreto de magnésio (MC) – os espécimes eram deixados por 30
minutos em uma solução isotônica de cloreto de magnésio;
(b) Refrigeração (RE) – os espécimes eram acondicionados em
recipientes individuais colocados em um isopor com gelo, onde a temperatura
variava de 1
o
C a 4
o
C. Os espécimes eram submetidos a este tratamento por
oito horas;
(c) Cristais de mentol (ME) – o mentol foi obtido de balas Halls
®
extra forte previamente trituradas e dissolvidas em água do mar;
(d) Água doce (FW) – os espécimes eram colocados em um
recipiente contendo um litro de água doce a temperatura ambiente (20
o
C) e
deixados por 20 minutos.
(2) Fixados diretamente sem anestesia prévia – os espécimes eram
medidos fixados depois de 10 dias:
(a) Formaldeído 4% (FO) – a solução estoque de folmaldeído 40%
foi diluída na água do mar trazida para a realização do experimento;
(b) Etanol 100% (AE);
(c) Etanol 70% (ET).
Um grupo controle (CO) de espécimes medidos vivos também foi utilizado no
experimento. Estes espécimes foram mantidos vivos ao longo de todo o experimento em
um isopor com água do mar e temperatura controlada (18-20
o
C).
37
Material & Métodos
Tabela II: Síntese dos tratamentos testados no experimento.
Tratamentos Anestésico Fixador Tempo
(min)
Temperatura
(
o
C)
Controle (CO) - - - 18-20
Cloreto de magnésio (CM) Solução isotônica
de cloreto de
magnésio
- 30 18-20
Refrigeração (RE) Isopor com gelo - 480 1-4
Cristais de mentol (ME) Cristais de mentol
dissolvidos em
água do mar
- variável 18-20
Formaldeído 4% (FO) - Formaldeído
40% diluído
em água do
mar
- -
Etanol 100% (AE) - Etanol 100% - -
Etanol 70% (ET) - Etanol 70% - -
Vinte e três variáveis morfométricas foram medidas de cada espécime em cada
tratamento e também no grupo controle (Figura 7 e Tabela III). As medidas foram
tomadas utilizando um microscópio estereoscópico com ocular graduada ZEISS Stemi
SV11. As variáveis merísticas não foram consideradas neste experimento, já que as
mesmas não sofrem alteração devido aos diferentes métodos de anestesia e fixação.
38
Material & Métodos
39
As medidas foram convertidas em milímetros e organizadas em uma matriz de
dados em EXCEL que foi posteriormente linearizada por uma transformação
logarítmica dos dados (y = log
Figura 7. Espécime vivo de Branchiomma cf. nigromaculatum proveniente da Praia da
Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil, mostrando as principais estruturas mensuradas.
2
x) (Sokal & Rohlf, 1995). Esta nova matriz contendo os
dados logaritmizados foi importada ao SYSTAT 10.0 onde foram realizadas as análises
multivariadas. A primeira etapa foi a realização de uma Análise de Componentes
Principais (ACP), onde o efeito do tamanho dos espécimes pôde ser removido através
de uma regressão de cada varíável com o primeiro eixo do componente principal (CP1)
(Humphries et al., 1981). O CP1 é interpretado como o eixo de maior variação, sendo
neste tipo de análise, interpretado como um estimador multivariado do tamanho,
comumente sendo denominado “componente de tamanho” (Marcus, 1990). Os resíduos
Material & Métodos
40
Tabela III: Variáveis morfométricas medidas no experimento com seus respectivos códigos.
Códigos Variáveis morfométricas Observações
CTT Comprimento total do corpo sem coroa radiolar medida tomada desde o colar até o final do pigídio
CCR Comprimento da coroa radiolar medida tomada da base do lobo branquial até o radíolo mais longo
CTO Comprimento do tórax medida tomada desde o colar até o último setígero torácico
CS1 Comprimento do setígero 1
ES1 Espessura do setígero 1 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS1 Largura do setígero 1
CS4 Comprimento do setígero 4 setígero foi escolhido por representar a porção mediana do tórax
ES4 Espessura do setígero 4 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS4 Largura do setígero 4
CS8 Comprimento do setígero 8 setígero escolhido por ser o último setígero torácico
ES8 Espessura do setígero 8 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS8 Largura do setígero 8
CS9 Comprimento do setígero 9 setígero escolhido por ser o primeiro setígero abdominal
ES9 Espessura do setígero 9 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS9 Largura do setígero 9
CS20 Comprimento do setígero 20
ES20 Espessura do setígero 20 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS20 Largura do setígero 20
CS50 Comprimento do setígero 50
ES50 Espessura do setígero 50 medida tomada com o espécime em posição lateral
LS50 Largura do setígero 50
CPI Comprimento do pigídio
LPI Largura do pigídio
Material & Métodos
obtidos pela regressão das variáveis com o CP1 representam a variação da forma dos
espécimes para cada variável (Marcus, 1990) e com estes valores foi gerada uma nova
matriz.
A matriz composta pelos resíduos foi submetida a uma Análise das Funções
Discriminantes (AFD), que é uma análise que fornece uma descrição das diferenças
entre grupos especificados a priori em um conjunto de dados multivariados (Monteiro
& Reis, 1999). A importância relativa de cada variável na discriminação entre
tratamentos foi determinada por correlações lineares de Pearson entre os escores
individuais em cada variável canônica (CV) e o resíduo individual em cada variável
morfométrica (Strauss, 1985). Os níveis de significância (p < 0,05) para cada correlação
foram calculados pelo Método Bonferroni (Sokal & Rohlf, 1995).
3.2. Discriminação entre as populações
Para verificar a similaridade da forma entre as populações do Panamá e da costa
brasileira, verificar quais caracteres são mais adequados e levantar novos caracteres para
a taxonomia do gênero, análises morfométricas multivariadas foram realizadas para as
seguintes populações:
i. Ilha Porvenir, Província de Sán Blás, Panamá (PAN);
ii. Praia de Itapuã, BA, Brasil (ITA);
iii. Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil (ABR);
iv. Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA);
v. Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil (SAN);
vi. Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil (UBA);
vii. Praia do Araçá, São Sebastião, SP, Brasil (SSE).
41
Material & Métodos
Foram utilizados dois conjuntos de variáveis: 21 variáveis morfométricas e 15
variáveis merísticas (Tabelas IV e V, respectivamente). Os conjuntos de variáveis
foram analisados separadamente (Lestrel, 2000). Ambas as variáveis foram obtidas
através da mensuração dos espécimes, utilizando um microscópio estereoscópico com
ocular graduada ZEISS Stemi SV11.
Tabela IV: Variáveis morfométricas utilizadas na discriminação das populações.
Siglas Variáveis morfométricas
CR1D Comprimento do radíolo mais dorsal
CR5D Comprimento do quinto radíolo mais dorsal
CRM Comprimento do radíolo mediano
CR5V Comprimento do quinto radíolo mais ventral
CR1V Comprimento do radíolo mais ventral
CP1D Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mais dorsal
CP5D Comprimento das pínulas da região mediana do quinto radíolo mais dorsal
CPM Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mediano
CP5V Comprimento das pínulas da região mediana do quinto radíolo mais ventral
CP1V Comprimento das pínulas da região mediana do radíolo mais ventral
CE1B Comprimento dos estilódios da região basal do radíolo mais dorsal
CE1M Comprimento dos estilódios da região mediana do radíolo mais dorsal
CE1A Comprimento dos estilódios da região apical do radíolo mais dorsal
CE5B Comprimento dos estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal
CE5M Comprimento dos estilódios da região mediana do quinto radíolo mais dorsal
CE5A Comprimento dos estilódios da região apical do quinto radíolo mais dorsal
CEMB Comprimento dos estilódios da região basal do radíolo mediano
CEMM Comprimento dos estilódios da região mediana do radíolo mediano
CEMA Comprimento dos estilódios da região apical do radíolo mediano
CS1 Comprimento do setígero 1
CP Comprimento do pigídio
42
Material & Métodos
Tabela V: Variáveis merísticas utilizadas na discriminação das populações.
Siglas Variáveis Merísticas
NR Número de radíolos presentes em cada semi-círculo que compõe a coroa branquial
NE1 Número de pares de estilódios presentes no radíolo mais dorsal
NE5 Número de pares de estilódios presentes no quinto radíolo mais dorsal
NEM Número de pares de estilódios presentes no radíolo mediano
NRE Número de radíolos que possuem estilódios
NO1 Número de pares de olhos compostos presentes no radíolo mais dorsal
NO5 Número de pares de olhos compostos presentes no quinto radíolo mais dorsal
NOM Número de pares de olhos compostos presentes no radíolo mediano
NRO Número de radíolos que possuem olhos compostos
NU2 Número de uncini presentes no setígero 2
NU4 Número de uncini presentes no setígero 4
NU8 Número de uncini presentes no setígero 8
NU9 Número de uncini presentes no setígero 9
NU20 Número de uncini presentes no setígero 20
NU50 Número de uncini presentes no setígero 50
As variáveis morfométricas foram convertidas em milímetros e organizadas em
uma matriz de dados em EXCEL. Esta matriz foi, posteriormente, linearizada por uma
transformação logarítmica (y = log
2
x) (Sokal & Rohlf, 1995). As variáveis merísticas
foram organizadas também em uma matriz em EXCEL e logaritmizadas (y = log
2
x). As
novas matrizes contendo as variáveis logaritmizadas foram importadas ao SYSTAT
10.0, onde foram realizadas as análises multivariadas separadamente para cada conjunto
de variáveis.
Primeiramente, foi realizada uma Análise de Componentes Principais (ACP),
onde o efeito do tamanho dos espécimes em cada conjunto de variáveis foi removido
por uma regressão de cada varíável com o primeiro eixo do componente principal (CP1)
(Humphries et al., 1981). As matrizes agora compostas pelos resíduos foram submetidas
a uma Análise das Funções Discriminantes (AFD). A importância relativa de cada
43
Material & Métodos
variável na discriminação entre populações foi determinada por correlações lineares de
Pearson entre os escores individuais em cada variável canônica (CV) e o resíduo
individual em cada variável morfométrica (Strauss, 1985). Os níveis de significância (p
< 0,05) para cada correlação foram calculados pelo Método Bonferroni (Sokal & Rohlf,
1995).
Para ambos os conjuntos de variáveis, essas análises foram feitas duas vezes,
primeiramente usando as populações como entidades independentes entre si e depois
usando como entidades os morfotipos obtidos como resultado preliminar da análise da
morfologia externa.
4. Sistemática Molecular
Com o objetivo de verificar a similaridade molecular entre as populações do
Panamá e do Brasil, foram feitas análises do gene mitocondrial da citocromo oxidase I
(COI) das seguintes populações fixadas e conservadas em etanol 100%:
i. Ilha Porvenir, Província de San Blás, Panamá (PAN);
ii. Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA);
Para o isolamento do DNA foi utilizado um protocolo de extração com
guanidina e fenol-clorofórmio modificado de Hilis et al. (1996). O protocolo consistiu
em colocar pequenos fragmentos dos espécimes em microtubos contendo 1000 μL de
tampão Guanidina 4 M e macerar com pistilo até homogeneizar. Os fragmentos dos
espécimes foram retirados especialmente da região do colar e da musculatura torácica.
À solução homogeneizada foram adicionados 10 μL de Proteinase K (20 mg/mL) e 10
μL de β-mercaptoetanol. Essa solução contendo a amostra foi então deixada em banho-
maria a 55
o
C durante toda a noite. Após a incubação, a amostra foi submetida à
44
Material & Métodos
centrifugação por dez minutos a 3500 rpm e, posteriormente, 600 μL do sobrenadante
foram cuidadosamente retirados e transferidos para outro microtubo, ao qual foram
acrescentados 600 μL de uma solução de fenol: clorofórmio: álcool isoamílico na
proporção de 24:24:1. O microtubo foi invertido manualmente por cerca de cinco
minutos e centrifugado por cinco minutos a 3500 rpm. Novamente, o sobrenadante, com
cerca de 500 μL, foi cuidadosamente transferido para um novo microtubo e a ele foram
adicionados 500 μL de uma solução de clorofórmio: álcool isoamílico na proporção de
24:1. A amostra foi novamente invertida manualmente por cinco minutos e centrifugada
por mais cinco minutos a 3500 rpm. Após a centrifugação, 400 μL do sobrenadante
foram transferidos para um novo microtubo onde foram adicionados 1000 μL de etanol
P.A. 100% gelado para que o DNA precipitasse. O microtubo foi então deixado em
repouso a –20
o
C durante toda uma noite.
Para dar continuidade à precipitação do DNA, o microtubo foi retirado do
freezer e centrifugado por dez minutos a 14.000 rpm. Após essa etapa era possível ver o
sedimentado de DNA formado no fundo do microtubo. O etanol era descartado e o
sedimentado era lavado duas vezes com 1000 μL de etanol P.A. 70% e centrifugado por
cinco minutos a 14.000 rpm. O etanol era descartado após as lavagens e o sedimentado
era centrifugado por 20 minutos em uma centrífuga do tipo SPEEDVAC. O DNA seco
era ressuspendido em 20 μL de água MQ com 0,5 μL de RNAse (20 mg/mL) e
conservado em freezer até a realização das etapas posteriores.
O coquetel utilizado para a amplificação do gene COI está apresentado na
Tabela VI. Os primers utilizados foram primers universais para invertebrados: HCO
2198 (5’ GGTCAACAAATCATAAAGATATTG 3’) e LCO 1490 (5’
TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA 3’) (Folmer et al., 1994). Para cada 15 μL
de reação de amplificação eram adicionados 2,0 μL de DNA. Para a Reação em Cadeia
45
Material & Métodos
da Polimerase (PCR), o programa ideal estabelecido foi um ciclo a 94
o
C por quatro
minutos; um ciclo a 48
o
C por um minuto; um ciclo a 72
o
C por um minuto; 35 ciclos a
92
o
C por um minuto, 48
o
C por um minuto e 72
o
C por um minuto; um ciclo finalizador
a 72
o
C por seis minutos.
Tabela VI: Protocolo utilizado para o coquetel de amplificação do gene COI
para um volume de 15 μL de reação.
Reagente Volume
Água MQ 8,05 μL
Tampão 10X sem MgCl 1,5 μL
2
BSA (10 mg/mL) 1,5 μL
DNTP Mix (4 x 2 mM) 1,5 μL
Primer Forward (10 pmol/μL) 0,75 μL
Primer Reverse (10 pmol/μL) 0,75 μL
MgCl
2
50mM 0,75 μL
Taq Polimerase 0,2 μL
As amostras amplificadas com sucesso foram seqüenciadas em seqüenciador
automático ABI377. As seqüências foram alinhadas no programa Clustal W
incorporado como rotina do programa MEGA 3.0 (Kumar et al., 2004) e ajustadas
manualmente. A verificação de que se tratavam de seqüências corretas foi baseada
primeiro no alinhamento das seqüências através do programa BLAST utilizando como
guia uma seqüência completa do DNA mitocondrial do poliqueta Platynereis dumerilli
do GenBank (número de acesso NC 000931) e posteriormente através da tradução em
aminoácidos utilizando-se o código genético para DNA mitocondrial de invertebrados.
A partir das seqüências alinhadas foram construídas árvores para se verificar as
relações evolutivas entre as populações. As divergências moleculares entre as
seqüências foram mensuradas através da distância p (porcentagem de divergência) e
Kimura 2- parâmetros (K2P) (Nei & Kumar, 2000).
46
IV. Resultados
Resultados
1. Morfologia
1.1. Morfologia externa
O estudo da morfologia externa mostrou-se extremamente útil na separação das
populações em morfotipos. Os caracteres morfológicos que se mostraram mais
importantes na taxonomia das populações estudadas foram: número de radíolos, forma
dos estilódios, forma e tamanho relativo dos macroestilódios e número de fileiras de
dentículos sobre o dente principal dos uncini. A combinação de todos os caracteres
morfológicos possibilitou a separação das dez populações estudadas em cinco
morfotipos, distribuídos conforme a Figura 8 e a Tabela VII. Os caracteres se
apresentaram como um mosaico, não havendo, portanto, um caráter único que fosse
diagnóstico para diferenciar os cinco morfotipos.
Figura 8: Distribuição das populações em morfotipos. Morfotipo 1: PAN (Ilha
Porvenir, Província de San Blás, Panamá) e ITA (Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil);
47
Resultados
48
morfotipo 2: ABR (Arquipélago Marinho dos Abrolhos, BA, Brasil) e GUA (Canal de
Guarapari, Guarapari, ES, Brasil); morfotipo 3: ARR (Praia do Forno, Arraial do Cabo,
RJ. Brasil), URA (Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil), IBI (Barra do Sahy, Ibicuí,
Mangaratiba, RJ, Brasil) e SAN (Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil); morfotipo 4:
UBA (Saco da Ribeira, Ubatuba, SP, Brasil); morfotipo 5: SSE (Praia do Araçá, São
Sebastião, SP, Brasil).
Alguns dos caracteres utilizados para a diagnose dos morfotipos são novos para
a taxonomia do grupo, como, por exemplo, o padrão de colorido dos radíolos e a
disposição da goteira fecal no tórax.
Cada morfotipo pode ser descrito morfologicamente da seguinte maneira:
Morfotipo 1
Compreende 11 espécimes completos provenientes da Ilha Porvenir, Província
de San Blás, Panamá (PAN) e nove espécimes completos provenientes da Praia de
Itapuã, Salvador, BA, Brasil (ITA).
Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,3 e 6,8 cm de comprimento, com coroa
radiolar medindo entre 1,2 e 2,3 cm de comprimento. Coroa radiolar com 37 a 63 pares
de radíolos dispostos em dois semicírculos apresentando, após fixação, faixas em 3
cores alternadas: castanha clara, castanha escura e branca. Radíolos com estilódios e
macroestilódios digitiformes, sendo os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos
que os estilódios. Radíolos com pares de olhos compostos presentes ao longo dos
radíolos, sendo ausentes no 1/3 - 1/5 mais apical. Goteira fecal profunda apenas no
setígero 1, depois sendo reconhecida apenas por uma faixa mais clara no tegumento.
Resultados
Tabela VII – Lista dos caracteres taxonômicos e o estado no qual eles se apresentam em cada morfotipo (Morfotipo 1: PAN e ITA; morfotipo
2: ABR e GUA; morfotipo 3: ARR, URA, IBI e SAN; morfotipo 4: UBA; morfotipo 5: SSE) (x representa a média e S
2
representa o
desvio padrão).
Caracteres Morfotipo 1 Morfotipo 2 Morfotipo 3 Morfotipo 4 Morfotipo 5
Comprimento do corpo
(mín e max em mm)
média em mm
desvio em mm
3.3 – 6.8
x = 5.0
S
2
= 0.9
1.3 – 3.2
x = 1.9
S
2
= 0.7
3.4 – 6.9
x = 4.8
S
2
= 1.0
1.6 – 3.2
x = 2.4
S
2
= 0.5
1.5 – 2.9
x = 2.1
S
2
= 0.4
Número de radíolos 37 – 63
x = 49.7
S
2
= 6.6
25 – 41
x = 30.7
S
2
= 5.0
39 – 62
x = 47.0
S
2
= 5.7
19 – 28
x = 22
S
2
= 3.6
18 – 27
x = 22.6
S
2
= 3.3
Padrão de colorido dos
radíolos
faixas em 3 cores
(ocre/roxo/branco)
faixas em 2 cores
(rosa/branco)
todo ocre com laterais
roxas
vestígio de faixas em 3
cores
não observado
Estilódios digitiformes
digitiformes achatados digitiformes achatados
49
Resultados
50
Tabela VII: continuação da tabela
Caracteres Morfotipo 1 Morfotipo 2 Morfotipo 3 Morfotipo 4 Morfotipo 5
Macroestilódios
(x mais longo que
estilódios)
digitiformes
(2 x)
achatados
(2 x)
ausentes achatados
(3 - 4 x)
achatados
(2 – 2.5 x)
Distribuição dos olhos
radiolares compostos
ausentes no 1/3 - 1/5
apical
ausentes no 1/3 apical e
no 1/3 basal
todo o radíolo todo o radíolo todo o radíolo
Goteira fecal no tórax
faixa mais clara imperceptível faixa mais clara sulco até o setígero 3,
depois faixa mais clara
sulco até o setígero 3,
depois faixa mais clara
Cerdas do tórax
(proporção do
comprimento das cerdas
mais curtas com relação
às mais longas)
½
1/3
1/3
1/2 – 1/3
1/3 - 2/3
Uncinus
(número de fileiras de
dentículos sobre o dente
principal)
1 2
3 2 2
Resultados
51
Resultados
Notopódio dos setígeros do tórax com duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior
de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em
forma de espinho, estas apresentando aproximadamente metade do comprimento das
notocerdas alongadas com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios
abdominais compostos por uncini em fileiras únicas, apresentando apenas uma camada
de dentículos secundários.
Morfotipo 2
Compreende 25 espécimes completos provenientes do Arquipélago Marinho dos
Abrolhos, BA, Brasil (ABR) e três espécimes completos provenientes do Canal de
Guarapari, Guarapari, ES, Brasil (GUA).
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,3 e 3,2 cm de comprimento, com
coroa radiolar medindo entre 0,8 e 2,2 cm de comprimento e com 25 a 41 pares de
radíolos dispostos em dois semicírculos. Radíolos, depois de fixados, apresentando
faixas em 2 cores alternadas: rosa clara e branca e com estilódios digitiformes e
macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos
que os estilódios. Pares de olhos compostos presentes, porém ausentes no 1/3 mais
apical e no 1/3 mais basal dos radíolos. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,
depois tornando-se imperceptível. Notopódios do tórax compostos por duas fileiras de
cerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira
inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando aproximadamente 1/3
do comprimento das notocerdas anteriores. Neuropódios torácicos e notopódios
abdominais compostos por fileiras únicas de uncini aviculares de peito inflado; a
maioria dos uncini apresenta duas camadas de dentículos secundários sobre o dente
principal.
53
Resultados
Morfotipo 3
Compreende cinco espécimes completos provenientes da Praia do Forno, Arraial
do Cabo, RJ, Brasil (ARR), 30 espécimes completos provenientes da Praia da Urca, Rio
de Janeiro, RJ, Brasil (URA), quatro espécimes completos provenientes da Barra do
Sahy, Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil (IBI) e 21 espécimes completos provenientes do
Emissário de Santos, Santos, SP, Brasil (SAN).
Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,4 e 6,9 cm de comprimento com coroa
radiolar medindo entre 0,6 e 2,7 cm de comprimento. Enquanto vivo, o corpo possui
uma coloração verde brilhante, salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas
aleatoriamente ao longo do corpo. Coroa radiolar com 39 a 62 pares de radíolos
dispostos em dois semicírculos. Radíolos, após fixação, com coloração ocre a laranja na
face externa e roxa na face interna, também podendo apresentar, in vivo, 1-4 faixas
brancas na face interna, com estilódios brancos na face externa; pínulas sempre brancas.
Presença de estilódios achatados nos radíolos, sendo os macroestilódios ausentes; olhos
presentes ao longo de todo o radíolo. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,
depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento. Notopódios torácicos
compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas
com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas
apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com
limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios abdominais compostos por uncini
em fileiras únicas, maioria dos uncini apresentando três camadas de dentículos
secundários sobre o dente principal.
54
Resultados
Morfotipo 4
Compreende 07 espécimes completos provenientes do Saco da Ribeira, Ubatuba,
SP, Brasil.
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,6 e 3,2 cm de comprimento com coroa
radiolar medindo entre 0,5 e 1,1 cm de comprimento e com 19 a 28 pares de radíolos
dispostos em dois semicírculos. Radíolos com extremidades filiformes e presença de
estilódios digitiformes e macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de
três a quatro vezes mais longos que os estilódios. Pares de olhos compostos presentes
por toda a extensão do radíolo. Goteira fecal profunda do setígero 1 ao setígero 3,
depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento. Notopódios torácicos
compostos por duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com
limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas
apresentando aproximadamente 1/2 - 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas
com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios abdominais compostos por
fileiras únicas de uncini aviculares que apresentam duas camadas de dentículos
secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da extensão do
dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente metade dos
dentículos da fileira inferior.
Morfotipo 5
Compreende 10 espécimes completos provenientes da Praia do Araçá, São
Sebastião, SP, Brasil.
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,5 e 2,9 cm de comprimento com coroa
radiolar medindo entre 0,8 e 0,9 cm de comprimento. Coroa radiolar com 18 a 27 pares
de radíolos dispostos em dois semicírculos e unidos basalmente por uma membrana
55
Resultados
palmar curta apresentando uma pequena projeção digitiforme entre cada par de radíolos
adjacentes. Radíolos apresentando estilódios e macroestilódios achatados, sendo os
macroestilódios cerca de 2 a 2,5 vezes mais longos que os estilódios; pares de olhos
compostos distribuídos por toda a extensão do radíolo. Goteira fecal profunda do
setígero 1 ao setígero 2-3, tornando-se depois uma faixa mais clara no tegumento.
Notopódios do tórax compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de
notocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma
de espinho, estas apresentando aproximadamente 1/3 - 2/3 do comprimento das
notocerdas alongadas com limbo estreito. Neuropódios torácicos e notopódios
abdominais compostos por fileiras únicas de uncini aviculares apresentando duas
camadas de dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior
cobre 1/3 da extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre
aproximadamente 1/2 dos dentículos da fileira inferior.
1.2. Morfologia interna
A morfologia interna, apesar de não ser freqüentemente utilizada na taxonomia
de Sabellida e até mesmo de Polychaeta como um todo, mostrou-se uma ferramenta
extremamente útil na separação dos morfotipos. Os resultados obtidos da análise na
morfologia interna corroboraram a discriminação das populações em morfotipos, como
observado nas análises de morfologia externa.
Caracteres relacionados ao corpo e ao esqueleto radiolar não apresentaram
diferenças significativas entre as populações estudadas, porém forneceram um
importante conhecimento acerca da morfologia interna desse grupo de animais.
56
Resultados
O tegumento dos espécimes analisados possui uma fina camada de cutícula, o
que já era esperado por se tratarem de animais sésseis. O epitélio é composto por uma
camada simples de células que variam de cúbicas a colunares com diversos tipos de
inclusões; as inclusões variam de concentração de acordo com a área encontrada (Figura
9). As manchas escuras (pretas ou roxas) encontradas espalhadas ao longo do corpo são,
na realidade, um tipo de inclusão (Figura 10). Os uncini ficam embebidos no tegumento,
emergindo pela cutícula e rodeados por inclusões (Figura 11). Ao contrário do que se
pensava, os olhos interramais, ou seja, os olhos encontrados entre o notopódio e o
neuropódio não são ocelos, mas sim olhos em taça (Figura 12). A goteira fecal, que é
uma invaginação da parede do corpo, é formada por epitélio com uma camada simples
de células colunares ciliadas sem inclusões pigmentares (Figura 13). Este epitélio
encontra-se associado a fibras musculares que provavelmente auxiliam na
movimentação das fezes ao longo da goteira (Figura 14).
Observou-se que os espécimes de Branchiomma, assim como os demais
sabelídeos, possuem duas camadas musculares: uma camada muscular circular e uma
camada muscular longitudinal (Figura 15), além de fibras musculares associadas a
algumas estruturas específicas, como a goteira fecal. A organização das camadas
musculares e sua espessura relativa também não apresenta variação entre morfotipos,
sendo a musculatura longitudinal sempre mais espessa que a musculatura circular nos
espécimes observados. A parede do tubo digestivo é composta por um epitélio pseudo-
estratificado com algumas células glandulares presentes (Figura 16).
Em alguns espécimes da população de San Blás, no Panamá, e em todos os
espécimes analisados da população de Arraial do Cabo, no Brasil, foram encontrados
gametas femininos rodeados por células foliculares, que são células que se encontram
57
Resultados
freqüentemente associadas a ovócitos em desenvolvimento mas que se diferenciam das
células nutridoras (“nurse cells”) por terem uma origem somática (Figura 17).
Os radíolos e as pínulas que compõem a coroa radiolar são formados por uma
camada de epitélio, uma matriz extracelular e um esqueleto radiolar cartilaginoso
(Figura 18). Os estilódios e macroestilódios não possuem esqueleto radiolar, ou seja,
são projeções dos radíolos compostos apenas por epitélio formado por uma camada
simples de células cúbicas e uma matriz extracelular (Figura 19). Os olhos compostos
presentes nos radíolos são formados por dezenas de unidades fotorreceptoras que não
variavam nos diferentes morfotipos (Figura 20).
Os caracteres histológicos que se mostraram úteis do ponto de vista taxonômico,
ou seja, aqueles que apresentaram variação entre os morfotipos foram os caracteres
relacionados ao epitélio das pínulas e dos radíolos. Esses caracteres histológicos nunca
haviam sido utilizados para a taxonomia do gênero. O epitélio dos radíolos apresentou
diferenças quanto ao tipo de inclusão que as células apresentaram, por exemplo, o
morfotipo 1 (PAN + ITA) apresentou células epiteliais com dois tipos diferentes de
inclusão, além de células sem inclusões; o morfotipo 2 (ABR + GUA), o morfotipo 4
(UBA) e o morfotipo 5 (SSE) apresentaram células com apenas um tipo de inclusão,
encontrado no morfotipo 1, e também apresentou grupos de células sem inclusões; e o
morfotipo 3 (ARR + URA + IBI + SAN) apresentou apenas células com inclusões, ou
seja, apresentou um epitélio homogêneo porém com menor concentração de inclusões
(Figura 21).
Além desse caráter, a forma das células epiteliais nas pínulas também se mostrou
um caráter variável, já que o morfotipo 1 (PAN + ITA) apresentou epitélio composto
por uma única camada de células pavimentosas, enquanto os demais morfotipos
apresentaram epitélio composto por uma camada única de células cúbicas (Figura 22).
58
Resultados
A B
C D
E F
Figura 9: A - F) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma
das populações de URA (morfotipo 3) e PAN (morfotipo 1). Epitélio composto
por uma camada simples de células epiteliais cúbicas ou colunares com
inclusões; as inclusões variam de concentração de acordo com a região do corpo.
59
Resultados
Figura 10: A - B) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma
da população de PAN (morfotipo 1) mostrando as inclusões no epitélio que
formam as manchas escuras (pretas ou roxas) encontradas espalhadas ao longo
do corpo desses animais.
A B
A B
Figura 11: A - B) Micrografias de microscopia óptica do tegumento de Branchiomma
da população de PAN (morfotipo 1) mostrando os uncini (seta) embebidos em
tecido epitelial.
60
Resultados
A B
Figura 12: A - B) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população
de URA (morfotipo 3) mostrando os olhos interramais em taça (seta).
A B
D
C
Figura 13: A - D) Micrografias de miscroscopia óptica da goteira fecal de
Branchiomma das populações de URA (morfotipo 3) e PAN (morfotipo 1)
mostrando a invaginação da parede do corpo composta por epitélio com uma
camada simples de células colunares ciliadas sem inclusões pigmentares.
61
Resultados
A B
Figura 14: A - B) Micrografias de microscopia óptica da goteira fecal de Branchiomma
da populações de URA (morfotipo 3) mostrando as fibras musculares (seta)
associadas a goteira fecal.
A B
C D
100 μm
Figura 15: A - B) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população
de PAN (morfotipo 1) mostrando as camadas musculares circular e longitudinal;
C) Micrografia de microscopia óptica de Branchiomma da população de UBA
62
Resultados
(morfotipo 4) mostrando apenas a musculatura circular; D) Micrografia de
microscopia laser confocal de Branchiomma da população de ABR (morfotipo
2) mostrando as camadas musculares circular e longitudinal.
100 μm
A B
C D
Figura 16: A) Micrografia de microscopia laser confocal de Branchiomma da
população de ABR (morfotipo 2) mostrando o tubo digestivo ao longo do corpo;
B – D) Micrografias de microscopia óptica de Branchiomma da população de
URA (morfotipo 3) mostrando o tubo digestivo (seta) e seu epitélio composto
por uma camada pseudo-estratificada de células.
63
Resultados
A B
C
100 μm
Figura 17: A - B) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma
da população de PAN (morfotipo 1) mostrando os ovócitos e as células
foliculares; C) micrografia de microscopia laser confocal de um espécime de
Branchiomma da população de ARR (morfotipo 3) mostrando também os
ovócitos e as células foliculares.
64
Resultados
A B
100 μm 100 μm
C D
Figura 18: A - B) Micrografias de microscopia laser confocal de espécimes de
Branchiomma da população de ABR (morfotipo 2) mostrando o esqueleto
radiolar; C) Micrografia de microscopia óptica mostrando a estrutura interna de
um radíolo, com esqueleto radiolar cartilaginoso (seta); D) Micrografia de
microscopia óptica mostrando a estrutura interna das pínulas, com epitélio e
esqueleto radiolar cartilaginoso (seta).
65
Resultados
A B
C D
Figura 19: A – D) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma
das populações de PAN (morfotipo 1) e URA (morfotipo 3) mostrando os
estilódios com uma camada simples de células cúbicas (seta) e matriz
extracelular.
66
Resultados
A B
C
Figura 20: A – C) Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma
da população URA (morfotipo 3) mostrando os olhos compostos radiolares e
suas unidades fotorreceptoras (seta).
67
Resultados
A B
C D
E F
Figura 21: Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma
mostrando o epitélio dos radíolos e suas particularidades. A - B) Células
epiteliais com inclusões (seta) distintas do morfotipo 1; C) Células epiteliais sem
inclusões do morfotipo 1; D) Células epiteliais com inclusões (seta) dos
68
Resultados
morfotipos 2, 4 e 5; E) Células epiteliais sem inclusões dos morfotipos 2, 4 e 5;
F) Células epiteliais com inclusões (seta) do morfotipo 3.
A B
C D
Figura 22: Micrografias de microscopia óptica de espécimes de Branchiomma
mostrando o epitélio das pínulas. A) Morfotipo 1: células epiteliais pinulares
pavimentosas com inclusões (seta); B) Morfotipo 1: células epiteliais pinulares
sem inclusões; C - D) Morfotipos 2, 3, 4 e 5: células epiteliais pinulares cúbicas
sem inclusões.
69
Resultados
2. Morfometria
2.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma
Para o experimento sobre diferentes métodos de anestesia e fixação em
espécimes de Branchiomma provenientes do Rio de Janeiro, verificou-se uma notável
discriminação entre os tratamentos empregados segundo a Análise das Funções
Discriminantes (AFD). A análise dos resíduos a partir da Análise das Funções
Discriminantes, após a remoção do efeito do tamanho pela Análise de Componentes
Principais (ACP), mostrou que a primeira Variável Canônica (VC1) foi responsável por
50% da variação observada entre os grupos analisados; a segunda Variável Canônica
(VC2) foi responsável por 17% da variação; a terceira Variável Canônica (VC3) foi
responsável por 13% e as demais Variáveis Canônicas (VC4-VC7) foram responsáveis
pelos 20% restantes da variação. A representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2
evidencia a notável discriminação entre os tratamentos para ambas as Variáveis
Canônicas (Figura 23).
Ao longo do eixo da primeira Variável Canônica (VC1), os tratamentos foram
discriminados em três grupos (Figura 23): (a) um grupo formado pelo tratamento de
anestesia por refrigeração (RE), que apresentou os escores mais baixos; (b) um grupo
formado pelos tratamentos de anestesia por cloreto de magnésio (MC) e cristais de
mentol (ME), que apresentaram os escores mais altos; e (c) um grupo, que apresentou
escores intermediários, formado pelo grupo controle (CO), pelo tratamento de anestesia
por água doce (FW) e pelos grupos diretamente fixados por etanol 100% (AE), etanol
70% (ET) e formaldeído 4% (FO), sendo que esse último apresentou escores levemente
mais baixos.
70
Resultados
Em VC2, os tratamentos foram separados formando três grupos (Figura 23): (a)
um grupo composto pelo tratamento de anestesia por refrigeração (RE), que apresentou
os escores mais baixos; (b) um grupo formado pelo controle (CO), pelo tratamento de
anestesia por água doce (FW) e pelos tratamentos de fixação direta em etanol 100%
(AE), etanol 70% (ET) e formaldeído 4% (FO), que apresentaram escores mais altos; e
(c) um grupo formado pelos tratamentos de anestesia por cloreto de magnésio (MC) e
cristais de mentol (ME), que apresentaram escores intermediários.
-10 -5 0 5 10
-5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
5
RE
ME
MC
FW
FO
CO
ET
AE
TREA
T
Tratamentos
VC2
VC1
Figura 23: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2. As elipses que
envolvem os grupos representam o desvio padrão. AE: etanol 100%, ET: etanol 70%,
CO: controle, FO: formaldeído 4%, FW: água doce, MC: cloreto de magnésio, ME:
cristais de mentol e RE: refrigeração.
71
Resultados
Ao longo de VC3 foi observado um gradiente onde os tratamentos se
sobrepuseram levemente uns aos outros, mesmo assim pôde-se observar três
agrupamentos principais, como mostrado na Figura 24: (a) um grupo com escores mais
baixos formado pelo controle (CO), pelo tratamento de fixação direta em etanol 70%
(ET) e pelos tratamentos de anestesia por água doce (FW), refrigeração (RE) e cloreto
de magnésio (MC); (b) um grupo representado pelo tratamento de fixação direta por
formaldeído 4% (FO), com os escores mais altos; e (c) um grupo, com escores
intermediários, formado pelo tratamento de anestesia por cristais de mentol (ME) e pelo
tratamento de fixação direta por etanol 100% (AE).
-10 -5 0 5 10
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
RE
ME
MC
FW
FO
CO
ET
AE
TREA
T
Tratamentos
VC3
VC1
Figura 24: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC3. As elipses que
envolvem os grupos representam o desvio padrão. AE: etanol 100%, ET: etanol 70%,
CO: controle, FO: formaldeído 4%, FW: água doce, MC: cloreto de magnésio, ME:
cristais de mentol e RE: refrigeração.
72
Resultados
Das 23 variáveis morfométricas mensuradas, 19 foram significativamente
correlacionadas (p < 0,05) com VC1, quatro com VC2 e três com VC3 (Tabela VIII).
Essas variáveis morfométricas foram as principais responsáveis pela diferenciação entre
os tratamentos no experimento.
Tabela VIII: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os
valores do resíduo para cada variável morfométrica. Correlações significativas
(p < 0,05) estão em negrito.
Variáveis morfométricas VC1 VC2 VC3
Comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT)
0.788 0.440
0.107
Comprimento da coroa radiolar (CCR) 0.261 0.247
0.381
Comprimento do tórax (CTO)
0.704
-0.036 0.128
Comprimento do setígero 1 (CS1) 0.315 -0.366 0.044
Espessura do setígero 1 (ES1)
-0.521
0.121 0.144
Largura do setígero 1 (LS1)
-0.580 0.388
-0.123
Comprimento do setígero 4 (CS4)
0.619
-0.278 0.133
Espessura do setígero 4 (ES4)
-0.747
0.176 -0.142
Largura do setígero 4 (LS4)
-0.683
0.146 0.205
Comprimento do setígero 8 (CS8)
0.721
0.071 -0.069
Espessura do setígero 8 (ES8)
-0.758
-0.139 -0.239
Largura do setígero 8 (LS8)
-0.732
0.085 0.059
Comprimento do setígero 9 (CS9)
0.645
0.072 -0.014
Espessura do setígero 9 (ES9)
-0.815
-0.247 -0.164
Largura do setígero 9 (LS9)
-0.658
0.002 -0.074
Comprimento do setígero 20 (CS20)
0.470
0.040
0.378
Espessura do setígero 20 (ES20)
-0.839
0.136 -0.134
Largura do setígero 20 (LS20)
-0.620
-0.129
-0.370
Comprimento do setígero 50 (CS50)
0.420
0.068 -0.062
Espessura do setígero 50 (ES50)
-0.686 0.357
-0.009
Largura do setígero 50 (LS50)
-0.530
-0.122 0.110
Comprimento do pigídio (CPI) -0.176 -0.234 -0.123
Largura do pigídio (LPI) 0.052
-0.458
-0.307
73
Resultados
O comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT), o comprimento do
tórax (CTO) e o comprimento dos setígeros (CS) 4, 8, 9, 20 e 50 foram positivamente
correlacionados com VC1, enquanto que a espessura (ES) e a largura (LS) de todos os
setígeros mensurados foram negativamente correlacionadas com VC1. Os espécimes
submetidos ao tratamento de anestesia por refrigeração (RE) e ao tratamento de fixação
direta por formaldeído 4% (FO) apresentaram valores mais baixos de CTT, CTO e CS
(setígeros 4, 8, 9, 20 e 50), ou seja, esses espécimes, após os tratamentos, tornavam-se
mais curtos, mais largos e mais espessos do que os espécimes vivos (CO). Por outro
lado, os espécimes que foram submetidos aos tratamentos de anestesia por cloreto de
magnésio (MC) e por cristais de mentol (ME) apresentaram valores mais altos de CTT,
CTO e CS (setígeros 4, 8, 9, 20 e 50), pois adquiriam uma forma mais alongada, porém
mais estreita e achatada do que quando comparados aos espécimes do grupo controle
(CO).
Com relação a VC2, a largura do pigídio (LPI) apresentou uma correlação negativa,
enquanto o comprimento total do corpo sem coroa radiolar (CTT), a largura do setígero
1 (LS1) e a espessura do setígero 50 (ES50) apresentaram uma correlação positiva.
CTT, LS1 e ES50 também apresentaram uma correlação positiva com VC1. Os
espécimes submetidos aos tratamentos de anestesia por refrigeração (RE), cloreto de
magnésio (MC) e cristais de mentol (ME) apresentaram valores mais altos de LPI,
possuindo, assim, pigídios mais largos do que os encontrados no grupo controle (CO).
Aparentemente, os demais tratamentos não afetaram os valores de LPI quando
comparados aos valores obtidos no grupo controle (CO).
O comprimento da coroa radiolar (CCR) e o comprimento do setígero 20 (CS20)
foram positivamente correlacionados com VC3, enquanto a largura do setígero 20
(LS20) foi negativamente correlacionada. Aparentemente, os espécimes submetidos ao
74
Resultados
tratamento de fixação direta por etanol 70% (ET) e aos tratamentos de anestesia por
refrigeração (RE), cloreto de magnésio (MC) e água doce (FW) apresentaram os
mesmos valores para CCR, já que esses espécimes mantiveram o ápice dos radíolos
recurvados, como nos espécimes vivos (Figura 7). Entretanto, os espécimes submetidos
ao tratamento de anestesia por cristais de mentol (ME) e aos tratamentos de fixação
direta por formaldeído 4% (FO) e etanol 100% (AE) apresentaram valores mais altos de
CCR do que os obtidos para o grupo controle (CO). Isso porque estes espécimes
esticaram seus radíolos durante os respectivos processos de anestesia e fixação.
1.1. Discriminação entre as populações
1.1.1. Variáveis morfométricas
A partir do resultado obtido no experimento sobre diferentes métodos de
anestesia e fixação em Branchiomma, foram escolhidas 21 variáveis morfométricas para
se avaliar a similaridade entre as populações do Panamá (PAN) e as demais populações
da costa brasileira.
1.1.1.1. Análise por população
Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) das variáveis
morfométricas em relação às populações estudadas, a primeira Variável Canônica
(VC1) foi responsável por 36,5% da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2)
por 27,5% e as demais Variáveis (VC3-VC6) por 36,0% da variação. Como as duas
73
Resultados
primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por mais da metade da
variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.
Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), as
populações foram discriminadas em três grupos (Figura 25): (a) um grupo formado
apenas pela população UBA com escores mais altos; (b) um grupo com escores
intermediários formado pelas populações de PAN, ITA e SSE; e (c) um grupo formado
pelas populações de ABR, URA e SAN com escores mais baixos.
-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
URA
UBA
SSE
SAN
PAN
ITA
ABR
POP
POPULAÇÕES
VC2
VC1
Figura 25: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2 para a análise das
variáveis morfométricas entre as populações estudadas. As elipses que envolvem
os grupos representam o desvio padrão. ABR: Arquipélago de Abrolhos, BA,
Brasil; ITA: Salvador, BA, Brasil; PAN: San Blás, Panamá; SAN: Santos, SP,
74
Resultados
Brasil; SSE: São Sebastião, SP, Brasil; UBA: Ubatuba, SP, Brasil; URA: Rio de
Janeiro, RJ, Brasil.
Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em quatro grupos
(Figura 25): (a) um grupo formado pelas populações de PAN, ABR e SAN, que
apresentaram escores mais altos; (b) um grupo formado pela população de ITA, com
escores intermediários; (c) um grupo composto pelas populações de URA e SSE, com
escores mais baixos; e (d) um grupo com escores que variam por todo o eixo, formado
pela população de UBA.
Das 21 variáveis analisadas, nove foram significativamente correlacionadas (p <
0,05) com VC1 e seis com VC2 (Tabela IX). Essas variáveis morfométricas foram as
principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.
As variáveis relacionadas ao comprimento do primeiro radíolo mais ventral
(CR1V), comprimento dos estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal (CE5A) e
dos estilódios da região mediana do radíolo mediano (CEMM) foram positivamente
correlacionadas com VC1. Já as variáveis do comprimento do quinto radíolo mais
ventral (CR5V) e do comprimento das pínulas de todos os radíolos medidos (CP1D,
CP5D, CPM, CP5V e CP1V) foram negativamente correlacionadas com VC1. Os
espécimes da população de UBA apresentaram valores mais altos de CR1V, CE5A e
CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o primeiro radíolo mais ventral mais
longo, estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal mais longos e estilódios da região
mediana do radíolo mediano também mais longos. Entretanto, esses mesmos espécimes
apresentaram valores de CR5V, CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais baixos do que
as demais populações, demonstrando que tais espécimes possuem o quinto radíolo mais
ventral mais curto e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais curtas.
75
Resultados
Tabela IX: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os
valores do resíduo para cada variável morfométrica. Correlações significativas
(p < 0,05) estão em negrito.
Variáveis VC1 VC2
CR1D -0.002 0.078
CR5D -0.026 -0.048
CRM -0.251 0.214
CR5V
-0.759
-0.052
CR1V
0.463
-0.062
CP1D
-0.385 0.406
CP5D
-0.351 0.522
CPM
-0.354 0.544
CP5V
-0.602
0.267
CP1V
-0.360 -0.567
CE1B 0.138 0.140
CE1M 0.171 0.159
CE1A 0.159 0.127
CE5B 0.246
0.336
CE5M 0.217 0.069
CE5A
0.372
0.200
CEMB 0.311 0.231
CEMM
0.360
-0.052
CEMA 0.222 0.145
CS1 -0.282
-0.525
CP -0.241 -0.094
Os espécimes das populações de ABR, SAN e URA apresentaram valores mais
baixos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o primeiro
radíolo mais ventral mais curto, estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal mais
curtos e estilódios da região mediana do radíolo mediano também mais curtos.
Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de CR5V, CP1D, CP5D,
CPM, CP5V e CP1V mais altos do que os espécimes das demais populações,
demonstrando que tais espécimes possuem o quinto radíolo mais ventral mais longo e as
76
Resultados
pínulas de todos os radíolos medidos também mais longas quando comparadas aos
demais espécimes.
Os espécimes das populações de PAN, ITA e SSE, que formavam um grupo com
escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas
as variáveis correlacionadas com VC1.
Com relação a VC2, das seis variáveis correlacionadas, o comprimento dos
estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal (CE5B), comprimento das
pínulas do primeiro e quinto radíolos mais dorsais (CP1D e CP5D) e do radíolo
mediano (CPM) foram positivamente correlacionados, enquanto que o comprimento das
pínulas do primeiro radíolo mais ventral (CP1V) e o comprimento do setígero 1 (CS1)
foram negativamente correlacionados a VC2.
Os espécimes das populações PAN, ABR e SAN apresentaram valores mais
altos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM, ou seja, esses espécimes apresentaram os
estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal mais longos, as pínulas do
primeiro e quinto radíolos mais dorsais e do radíolo mediano mais longas quando
comparados aos espécimes das demais populações. Por outro lado, esses espécimes
apresentaram valores mais baixos de CP1V e CS1 indicando que possuem as pínulas do
primeiro radíolo mais ventral e o setígero 1 mais curtos do que os demais espécimes.
Os espécimes de URA e SSE, por apresentarem escores mais baixos em VC2,
possuíram valores mais baixos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM e valores mais altos de
CP1V e CS1. Dessa forma, esses espécimes possuem os estilódios da região basal do
quinto radíolo mais dorsal mais curtos, as pínulas do primeiro e quinto radíolos mais
dorsais e do radíolo mediano também mais curtas, enquanto que possuem as pínulas do
primeiro radíolo mais ventral e o setígero 1 mais longos do que as demais populações.
77
Resultados
Os espécimes da população de ITA, por apresentarem escores intermediários em
VC2, apresentam também valores intermediários de CE5B, CP1D, CP5D, CPM, CP1V
e CS1. Já os espécimes da população de UBA apresentaram valores tanto baixos como
altos para todas essas variáveis, pois a população se encontrou dispersa ao longo de todo
o eixo de VC2.
O eixo de VC1 possibilitou a diferenciação das populações corroborando os
resultados obtidos pelas análises de morfologia externa e interna, ou seja, a separação
em morfotipos.
1.1.1.2. Análise por morfotipo
Com o objetivo de levantar os melhores caracteres morfométricos para a
taxonomia deste grupo de populações estudadas de Branchiomma, refez-se a análise
com os morfotipos pré-estabelecidos. Como resultado da Análise das Funções
Discriminantes (AFD), a primeira Variável Canônica (VC1) foi responsável por 55,4%
da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2) por 31,9% e as demais Variáveis
(VC3 e VC4) por 12,7% da variação. Como as duas primeiras Variáveis Canônicas
(VC1 e VC2) foram responsáveis por mais de 80% da variação total obtida, apenas
essas duas são explicadas abaixo.
Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), os
morfotipos foram discriminados em quatro grupos (Figura 26): (a) um grupo formado
apenas pelo morfotipo 4 com escores mais altos; (b) um grupo com escores
intermediários formado pelo morfotipo 5; (c) um grupo formado pelos morfotipos 2 e 3
78
Resultados
com escores mais baixos; e (d) um grupo formado pelo morfotipo 1 que apresentou uma
grande variação de escores.
Com relação a VC2, os morfotipos também foram discriminados em quatro
grupos (Figura 26): (a) um grupo formado pelos morfotipos 1 e 2 que apresentaram
escores mais altos; (b) um grupo formado pelo morfotipo 3 com escores intermediários;
(c) um grupo composto pelo morfotipo 5 com escores mais baixos; e (d) um grupo com
escores que variam por todo o eixo formado pelo morfotipo 4.
-3 -2 -1 0 1 2 3 4 5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
Morfotipo 5
Morfotipo 4
Morfotipo 3
Morfotipo 2
Morfotipo 1
MORFOTIPOS
VC2
VC1
Figura 26: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2 para a análise das
variáveis morfométricas por morfotipos. As elipses que envolvem os grupos
representam o desvio padrão. Morfotipo 1: PAN e ITA; Morfotipo 2: ABR;
Morfotipo 3: SAN e URA; Morfotipo 4: UBA; Morfotipo 5: SSE.
79
Resultados
Das 21 variáveis analisadas, dez foram significativamente correlacionadas (p <
0,05) com VC1 e sete com VC2 (Tabela X). Essas variáveis morfométricas foram as
principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.
Tabela X: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os
valores do resíduo para cada variável morfométrica. Correlações significativas
(p < 0,05) estão em negrito.
Variáveis VC1 VC2
CR1D 0.056 0.194
CR5D 0.051 -0.017
CRM -0.176 0.194
CR5V
-0.729
0.113
CR1V
0.484
-0.146
CP1D
-0.419 0.522
CP5D
-0.391 0.596
CPM
-0.402 0.631
CP5V
-0.594
0.286
CP1V
-0.360 -0.536
CE1B 0.099 0.215
CE1M 0.152 0.038
CE1A 0.123 0.158
CE5B 0.209
0.446
CE5M 0.180 -0.117
CE5A
0.334
0.248
CEMB 0.297 0.258
CEMM
0.367
0.023
CEMA 0.227 0.130
CS1
-0.335 -0.391
CP -0.232
-0.337
As variáveis relacionadas ao comprimento do primeiro radíolo mais ventral
(CR1V), comprimento dos estilódios apicais do quinto radíolo mais dorsal (CE5A) e
dos estilódios da região mediana do radíolo mediano (CEMM) foram positivamente
80
Resultados
correlacionadas com VC1. Enquanto isso, as variáveis do comprimento do setígero 1
(CS1), comprimento do quinto radíolo mais ventral (CR5V) e comprimento das pínulas
de todos os radíolos medidos (CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V) foram
negativamente correlacionadas com VC1. Os espécimes do morfotipo 4 (UBA)
apresentaram valores mais altos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes
apresentaram o primeiro radíolo mais ventral mais longo, estilódios apicais do quinto
radíolo mais dorsal mais longos e estilódios da região mediana do radíolo mediano
também mais longos. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de
CS1, CR5V, CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais baixos do que as demais
populações, demonstrando que tais espécimes possuem o setígero 1 menor, o quinto
radíolo mais ventral mais curto e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais
curtas.
Os espécimes dos morfotipos 2 (ABR) e 3 (URA e SAN) apresentaram valores
mais baixos de CR1V, CE5A e CEMM, ou seja, esses espécimes apresentaram o
primeiro radíolo mais ventral mais curto, estilódios apicais do quinto radíolo mais
dorsal mais curtos e estilódios da região mediana do radíolo mediano também mais
curtos. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de CS1, CR5V,
CP1D, CP5D, CPM, CP5V e CP1V mais altos do que os demais morfotipos,
demonstrando que tais espécimes possuem o setígero 1 mais longo, o quinto radíolo
mais ventral mais longo e as pínulas de todos os radíolos medidos também mais longas
quando comparadas aos espécimes dos demais morfotipos.
Os espécimes do morfotipo 5 (SSE), que formavam um agrupamento com
escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas
as variáveis correlacionadas com VC1. Já os valores do morfotipo 1 (PAN e ITA),
81
Resultados
encontram-se dispersos ao longo do eixo de VC1, pois há espécimes tanto com valores
altos como baixos para as variáveis correlacionadas com VC1.
Com relação a VC2, das sete variáveis correlacionadas, cinco já haviam sido
correlacionadas também com VC1. Dessas sete, o comprimento dos estilódios da região
basal do quinto radíolo mais dorsal (CE5B), o comprimento das pínulas do primeiro e
quinto radíolos mais dorsais (CP1D e CP5D) e do radíolo mediano (CPM) foram
positivamente correlacionadas, enquanto que o comprimento das pínulas do primeiro
radíolo mais ventral (CP1V), o comprimento do setígero 1 (CS1) e o comprimento do
pigídio (CP) foram negativamente correlacionadas a VC2.
Os espécimes dos morfotipos 1 (PAN e ITA) e 2 (ABR) apresentaram valores
mais altos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM, ou seja, esses espécimes apresentaram os
estilódios da região basal do quinto radíolo mais dorsal mais longos, as pínulas do
primeiro e quinto radíolos mais dorsais e do radíolo mediano mais longas quando
comparadas aos espécimes dos demais morfotipos. Por outro lado, esses espécimes
apresentaram valores mais baixos de CP1V, CS1 e CP indicando que possuem as
pínulas do primeiro radíolo mais ventral, o setígero 1 e o pigídio mais curtos do que os
demais espécimes.
Os espécimes do morfotipo 5 (SSE), por apresentarem escores mais baixos em
VC2, possuíram valores mais baixos de CE5B, CP1D, CP5D e CPM e valores mais
altos de CP1V, CS1, CP. Dessa forma, esses espécimes possuem os estilódios da região
basal do quinto radíolo mais dorsal mais curtos, as pínulas do primeiro e quinto radíolos
mais dorsais e do radíolo mediano também mais curtas, enquanto que possuem as
pínulas do primeiro radíolo mais ventral, o setígero 1 e o pigídio mais longos do que os
demais morfotipos.
82
Resultados
Os espécimes do morfotipo 3 (URA e SAN), por apresentarem escores
intermediários em VC2, apresentam também valores intermediários de CE5B, CP1D,
CP5D, CPM, CP1V, CS1 e CP. Já os espécimes do morfotipo 4 (UBA) apresentaram
valores tanto baixos como altos para todas essas variáveis, pois os espécimes se
encontraram dispersos ao longo de todo o eixo de VC2.
A partir dessa análise das variáveis morfométricas por morfotipos, foram
estabelecidos 12 caracteres morfométricos que poderão ser usados como novos
caracteres para a taxonomia do grupo.
1.1.2. Variáveis merísticas
Além das variáveis morfométricas, 15 variáveis merísticas também foram
analisadas com o objetivo de verificar a similaridade da forma entre a população do
Panamá e as populações da costa brasileira.
1.1.2.1. Análise por população
Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) para a análise
das variáveis merísticas em relação às populações estudadas, a primeira Variável
Canônica (VC1) foi responsável por 55,0% da variação total, a segunda Variável
Canônica (VC2) por 18,7% e as demais Variáveis (VC3-VC6) por 26,3% da variação.
Como as duas primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por
mais da metade da variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.
Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), as
populações foram discriminadas em três grupos (Figura 27): (a) um grupo formado
83
Resultados
apenas pela população ITA com escores mais altos; (b) um grupo com escores
intermediários formado pelas populações de ABR, PAN, SAN e URA; e (c) um grupo
formado pelas populações de UBA e SSE com escores mais baixos.
-5 0 5 10
-5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
UR
A
UBA
SSE
SAN
PAN
ITA
ABR
POP
POPULAÇÕES
VC2
VC1
Figura 27: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2 para a análise das
variáveis merísticas entre as populações estudadas. As elipses que envolvem os
grupos representam o desvio padrão. ABR: Arquipélago de Abrolhos, BA,
Brasil; ITA: Salvador, BA, Brasil; PAN: San Blás, Panamá; SAN: Santos, SP,
Brasil; SSE: São Sebastião, SP, Brasil; UBA: Ubatuba, SP, Brasil; URA: Rio de
Janeiro, RJ, Brasil.
84
Resultados
Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em três grupos (Figura
27): (a) um grupo formado pelas populações de ABR, PAN, SAN e URA, que
apresentaram escores mais altos; (b) um grupo formado pela população de SSE, com
escores intermediários; e (c) um grupo composto pelas populações de UBA e ITA, com
escores mais baixos.
Das 15 variáveis analisadas, sete foram significativamente correlacionadas (p <
0,05) com VC1 e apenas uma com VC2 (Tabela XI). Essas variáveis merísticas foram
as principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.
Tabela XI: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os
valores do resíduo para cada variável merística. Correlações significativas (p <
0,05) estão em negrito.
Variáveis VC1 VC2
NR
0.837
0.295
NE1 0.277 -0.213
NE5 0.275 -0.192
NEM 0.040 0.081
NRE
0.685
-0.142
NO1
-0.617
-0.051
NO5
-0.645
0.164
NOM
-0.590
0.298
NRO
0.618
0.140
NU2
0.418
-0.317
NU4 0.293 -0.263
NU8 0.004
-0.484
NU9 -0.030 0.076
NU20 -0.018 0.154
NU50 0.157 0.245
85
Resultados
As variáveis relacionadas ao número de radíolos (NR), número de radíolos com
estilódios (NRE), número de radíolos com olhos (NRO) e número de uncini no setígero
2 (NU2) foram positivamente correlacionadas com VC1. As variáveis relativas ao
número de pares de olhos compostos no primeiro e quinto radíolos mais dorsais e no
radíolo mediano (NO1, NO5, NOM) foram negativamente correlacionadas com VC1.
Os espécimes da população de ITA apresentaram valores mais altos de NR,
NRE, NRO e NU2, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de radíolos
na coroa radiolar, mais radíolos com estilódios e com olhos e mais uncini no notopódio
do setígero 2. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores de NO1, NO5
e NOM mais baixos do que as demais populações, demonstrando que tais espécimes,
apesar de apresentarem mais radíolos com olhos, apresentaram um menor número de
olhos por radíolo.
Os espécimes das populações de UBA e SSE apresentaram valores mais baixos
de NR, NRE, NRO e NU2, ou seja, esses espécimes apresentaram um menor número de
radíolos na coroa radiolar, menos radíolos com estilódios e com olhos e menos uncini
no neuropódio do setígero 2 quando comparado às outras populações analisadas.
Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores mais altos de NO1, NO5 e
NOM, demonstrando que tais espécimes, apesar de apresentarem um menor número de
radíolos com olhos, apresentaram um maior número de olhos por radíolo.
Os espécimes das populações de ABR, PAN, SAN e URA, que formavam um
grupo com escores intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários
para todas as variáveis correlacionadas com VC1.
86
Resultados
Com relação a VC2, apenas uma variável foi significativamente correlacionada
(p < 0,05), sendo o número de uncini no setígero 8 (NU8) negativamente correlacionado
com VC2.
Os espécimes das populações UBA e ITA apresentaram valores mais altos de
NU8, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de uncini no neuropódio
do último setígero do tórax. Por outro lado, os espécimes de ABR, PAN, SAN e URA,
por apresentarem escores mais altos em VC2, possuíram valores mais baixos de NU8.
Esses espécimes possuem um menor número de uncini no neuropódio do setígero 8.
Como os espécimes da população de SSE apresentaram escores intermediários em VC2,
apresentaram também valores intermediários de NU8.
1.1.2.2. Análise por morfotipo
Como resultado da Análise das Funções Discriminantes (AFD) para as variáveis
merísticas em relação aos morfotipos estudados, a primeira Variável Canônica (VC1)
foi responsável por 63,0% da variação total, a segunda Variável Canônica (VC2) por
23,4% e as demais Variáveis (VC3 e VC4) por 13,6% da variação. Como as duas
primeiras Variáveis Canônicas (VC1 e VC2) foram responsáveis por mais de 80% da
variação total obtida, apenas essas duas são explicadas abaixo.
Ao longo do eixo representado pela primeira Variável Canônica (VC1), as
populações foram discriminadas em três grupos (Figura 28): (a) um grupo formado
apenas pelos morfotipos 1 e 2, com escores mais altos; (b) um grupo com escores
intermediários, formado pelo morfotipo 3; e (c) um grupo formado pelos morfotipos 4 e
5, com escores mais baixos.
87
Resultados
Com relação a VC2, as populações foram discriminadas em dois grupos (Figura
28): (a) um grupo formado pelos morfotipos 2, 3 e 5, que apresentaram escores mais
altos; e (b) um grupo formado pelos morfotipos 1 e 4, com escores relativamente mais
baixos.
-10 -5 0 5
-4
-3
-2
-1
0
1
2
3
4
Morfotipo 5
Morfotipo 4
Morfotipo 3
Morfotipo 2
Morfotipo 1
MORFOTIPOS
VC2
VC1
Figura 28: Representação gráfica da plotagem entre VC1 e VC2 para a análise das
variáveis merísticas por morfotipos. As elipses que envolvem os grupos
representam o desvio padrão. Morfotipo 1: PAN e ITA; Morfotipo 2: ABR;
Morfotipo 3: SAN e URA; Morfotipo 4: UBA; Morfotipo 5: SSE.
Das 15 variáveis analisadas, sete foram significativamente correlacionadas (p <
0,05) com VC1 e cinco com VC2 (Tabela XII). Das cinco variáveis correlacionadas
com VC2, a referente ao número de estilódios no primeiro radíolo mais dorsal (NE1) já
88
Resultados
havia sido também correlacionada com VC1. Essas variáveis merísticas foram as
principais responsáveis pela diferenciação entre as populações analisadas.
As variáveis relacionadas ao número de radíolos (NR), número de radíolos com
estilódios (NRE), número de radíolos com olhos (NRO) e número de estilódios no
quinto radíolo mais dorsal (NE5) foram positivamente correlacionadas com VC1. As
variáveis relativas ao número de pares de olhos compostos no primeiro e quinto radíolos
mais dorsais e no radíolo mediano (NO1, NO5, NOM) foram negativamente
correlacionadas com VC1.
Os espécimes dos morfotipos 1 e 2 apresentaram valores mais altos de NR,
NRE, NRO e NE5, ou seja, esses espécimes apresentaram um maior número de radíolos
na coroa radiolar, mais radíolos com estilódios e com olhos e mais estilódios presentes
no quinto radiolo mais dorsal. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram
valores de NO1, NO5 e NOM mais baixos do que as demais populações, demonstrando
que tais espécimes, apesar de apresentarem mais radíolos com olhos, apresentaram um
menor número de olhos por radíolo.
Tabela XII: Correlações lineares de Pearson entre as Variáveis Canônicas (VC) e os
valores do resíduo para cada variável merística. Correlações significativas (p <
0,05) estão em negrito.
Variáveis VC1 VC2
NR
0.818
0.246
NE1 0.311
-0.556
NE5
0.339 -0.596
NEM 0.162 -0.240
NRE
0.561
-0.158
NO1
-0.539
-0.093
NO5
-0.488
0.068
NOM
-0.356
0.040
NRO
0.591
0.050
NU2 0.215 -0.080
NU4 0.091 0.043
89
Resultados
NU8 -0.197 -0.255
NU9 -0.090
0.329
NU20 -0.059
0.391
NU50 0.173
0.322
Os espécimes dos morfotipos 4 e 5 apresentaram valores mais baixos de NR,
NRE, NRO e NE5, ou seja, esses espécimes apresentaram um menor número de
radíolos na coroa radiolar, menos radíolos com estilódios e com olhos e menos
estilódios no quinto radíolo mais dorsal da coroa radiolar quando comparados às outras
populações analisadas. Entretanto, esses mesmos espécimes apresentaram valores mais
altos de NO1, NO5 e NOM, demonstrando que tais espécimes, apesar de apresentarem
um menor número de radíolos com olhos, apresentaram um maior número de olhos por
radíolo.
Os espécimes do morfotipo 3, que formavam um grupo com escores
intermediários em VC1, apresentam também valores intermediários para todas as
variáveis correlacionadas com VC1.
Com relação a VC2, cinco variáveis foram significativamente correlacionadas (p
< 0,05), sendo que o número de estilódios no primeiro radíolo mais dorsal (NE1) já
havia sido também correlacionado com VC1. Das demais quatro variáveis, o número de
uncini nos setígeros abdominais mensurados (NU9, NU20 e NU50) foram
positivamente correlacionados, enquanto que o número de estilódios presentes no
primeiro radíolo mais dorsal foi negativamente correlacionado com VC2.
Os espécimes dos morfotipos 2 (ABR), 3 (SAN e URA) e 5 (SSE) apresentaram
valores mais altos de NU9, NU20 e NU50, ou seja, esses espécimes apresentaram um
maior número de uncini no notopódio de todos os setígeros abdominais mensurados do
90
Resultados
que quando comparados aos espécimes dos demais morfotipos. Por outro lado, esses
espécimes apresentaram valores mais baixos de NE1, indicando que possuem um menor
número de estilódios presentes no primeiro radíolo mais dorsal.
Os espécimes dos morfotipos 1 (ITA e PAN) e 4 (UBA), por apresentarem
escores mais baixos em VC2, têm valores mais baixos de NU9, NU20 e NU50 e valores
mais altos de NE1. Dessa forma, esses espécimes possuem um menor número de uncini
no notopódio de todos os setígeros abdominais mensurados, enquanto possuem um
maior número de estilódios presentes no primeiro radíolo mais dorsal.
A partir dessa análise das variáveis merísticas por morfotipos, pôde-se
estabelecer 11 caracteres merísticos que podem ser usados como caracteres de forma,
dentre esses, 10 são caracteres que não são utilizados na taxonomia do grupo.
2. Sistemática Molecular
Em virtude das dificuldades encontradas para a amplificação do DNA
mitocondrial de Branchiomma, as análises se restringiram a apenas três seqüências
provenientes de duas localidades: Rio de Janeiro, Brasil (BR 11 e 12) e San Blás,
Panamá (BR 53). Os fragmentos do gene da citocromo oxidase I (COI) do DNA
mitocondrial amplificados corresponderam a 629 nucleotídeos. O alinhamento das três
seqüências, representando também três haplótipos (Tabela XIII), não apresentou
qualquer inserção ou deleção e todas as substituições foram silenciosas, isto é, as
diferentes seqüências resultaram na mesma seqüência de aminoácidos. A janela de
leitura é de um gene funcional sem qualquer códon terminal. As duas seqüências do
Brasil, BR 11 e BR 12 apresentaram entre si uma divergência de 0,6% [distância p e
Kimura dois parâmetros K2P)], representando 4 nucleotídeos que diferiram entre as
91
Resultados
seqüências. A divergência entre a seqüência BR 11 do Brasil e BR 53, do Panamá foi de
15,6% e 17,6% (distância p e K2P, respectivamente), correspondendo a 98 nucleotídeos
diferentes. De forma similar, a divergência entre as seqüências BR 12 do Brasil e BR
53, do Panamá foi de 15,3% e 17,2% (distância p e K2P, respectivamente),
correspondendo a 96 nucleotídeos diferentes entre as seqüências.
Tabela XIII: As três seqüências obtidas, alinhadas. As seqüências BR 11 e BR 12
representam espécimes do Rio de Janeiro, Brasil e a seqüência BR 53 representa
um espécime de San Blás, Panamá.
BR12 GGT ACC TCT ATA AGA GTA ATT ATC CGT GCG GAG TTG GGG CAA GCG GGG [ 48]
BR11 ... ... ... ... ..T ... ... ... ... ..? ... ... ... ... ..T ... [ 48]
BR53 ..G ..A ..G ... ..T ... ... ..T ... ..C ..A ... ... ... ..T ... [ 48]
BR12 AGA TTG TTA GGT AGT GAT CAG CTT TAT AAT AGG GTA GTA ACA GCT CAT [ 96]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [ 96]
BR53 ..G ... ... ..A ... ..C ... ... ... ..C ..T ..G ..G ... ..C ... [ 96]
BR12 GCT TTT TTA ATA ATT TTT TTC TTG GTA ATG CCG GTG ATT ATT GGG GGG [144]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... T.. ... ... ... [144]
BR53 ... ... ... ... ... ... ..T ..A ... ..A ..T ..T T.. ... ... ... [144]
BR12 TTT GGG AAT TGA CTT TTA CCT TTA ATG CTT GGG GCT CCA GAT ATA AGG [192]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [192]
BR53 ... ..T ... ..G T.G ..G ..A ... ..A T.G ..T ... ..T ... ... ... [192]
BR12 TTT CCT CGA TTA AAT AAC TTA AGG TTT TGG CTT CTT CCA AGT GCA CTT [240]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [240]
BR53 ... ... ..G ... ... ..T ..G ... ... ... ... ... ..T ..G ... T.G [240]
BR12 CTT TTA CTT TTG GGG TCT ACT TTT ATT GAG TCT GGT GCT GGG ACA GGA [288]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [288]
BR53 ... ... T.G C.. ..T ... ... ... ... ..A CAG ... ..A ... ... ..G [288]
BR12 TGA ACT GTT TAT CCT CCC TTA ?CA AGT AAT TTA GGG CAT TCT GGG AGG [336]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... T.. ... ... ... ... ... ... ... ... [336]
BR53 ..G ... ... ... ... ..T C.T T.. ..G ... ..G ..T ... ..A ..T ... [336]
BR12 TGT GTA GAT TTA GTA ATT TTT TCT TTA CAT TTG GCG GGG GCA TCT TCC [384]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [384]
BR53 ... ..G ... ..G ... ... ... ... ... ... ... ..T ..T ..T ... ..T [384]
BR12 ATT ATG GGG GCT ATT AAT TTT ATT ACG ACT ATT ATG AAT TTG CGG GGT [432]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [432]
BR53 ... ... ..T ..C ... ..C ... ... ..A ... ... ..C ... ... ..T ..G [432]
BR12 AAA GTT ATG AAG GCG GAA CGA ATT CCT TTG TTT GTT TGG GCT GTT GCA [480]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [480]
BR53 ... ... ... ... ..A ..G ..T ... ... ... ... ..G ..A ... ... ..T [480]
BR12 ATT ACT GTA GTG TTA TTA TTA TTG TCC CTG CCT GTA TTA GCT GCT GCA [528]
BR11 ... ... .A. ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [528]
BR53 ... ... ..T ..A ..G ... ..G C.T ..T T.. ... ..T ... ... ... ..G [528]
92
Resultados
BR12 ATT ACT ATG CTT TTA ACT GAT CGA AAT ATT AAT ACA AGG TTT TTT GAT [576]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [576]
BR53 ... ... ... ... ... ..A ... ..T ... GC. ... ... ... ... ... ... [576]
BR12 CCA GCA GGG GGA GGT GAC CCT ATT TTA TTT CAG CAT TTA TTT TGA TTT [624]
BR11 ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... ... [624]
BR53 ... ... ..A ..T ..G ..T ..A ... ... ..C ... ... ..G ... ... ... [624]
BR12 TTT GG [629]
BR11 ... .. [629]
BR53 ... .. [629]
3. Descrição das espécies
A combinação de todas as análises realizadas possibilitou a separação das
populações estudadas em cinco diferentes espécies descritas abaixo, correspondentes
aos cinco morfotipos originalmente definidos.
3.1. Branchiomma nigromaculatum (Baird, 1865)
Sinonímias:
Sabella crispa Krøyer, 1856
Sabella nigro-maculata Baird, 1865
Dasychone nigromaculatum McIntosh, 1885
Dasychone ponce Treadwell, 1901
Dasychonopsis arenosa Treadwell, 1924
Branchiomma nigromaculata Johansson, 1927
Branchiomma nigromaculatum San Martín et al., 1994
Branchiomma nigromaculatum Knight-Jones, 1994
Material: 11 espécimes completos provenientes da Ilha Porvenir, Província de
San Blás, Panamá (PAN), tombados como IBUFRJ-0516 e nove espécimes completos
provenientes da Praia de Itapuã, Salvador, BA, Brasil (ITA), IBUFRJ-0522.
93
Resultados
Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,3 e 6,8 cm de comprimento, com coroa
radiolar medindo entre 1,2 e 2,3 cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros em todos
os espécimes e abdômen apresentando entre 60 e 107 setígeros, todos os segmentos
apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma coloração
castanha clara salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas aleatoriamente ao
longo do corpo (Figura 29 A). Coroa radiolar com 37 a 63 pares de radíolos dispostos
em dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por
uma membrana palmar curta que se estende por 2 a 3 mm, independente do tamanho
dos espécimes. Radíolos, após fixação, apresentando faixas em 3 cores alternadas:
castanha clara, castanha escura e branca (Figura 29 B). Radíolos com extremidades
filiformes e presença de estilódios e macroestilódios digitiformes, sendo os
macroestilódios cerca de duas vezes mais longos que os estilódios (Figura 29 C) e
sempre presentes em faixas brancas; 13-22 radíolos mais ventrais sem estilódios ou
macroestilódios. Estilódios e macroestilódios sempre em pares (16-39 no radíolo mais
dorsal, 16-42 no quinto radíolo mais dorsal e 8-37 no radíolo mediano) e intercalados
com pares de olhos compostos (4-30 no radíolo mais dorsal, 4-29 no quinto radíolo mais
dorsal e 5-27 no radíolo mediano) (Figura 29 D); olhos ausentes no 1/3 - 1/5 mais
apical dos radíolos e também nos 9-18 radíolos mais ventrais. Lábios dorsais
falciformes com um sulco longitudinal em uma face (Figura 30 A) e coloração roxa na
outra face. Colar com margens bem separadas dorsalmente que se fundem ao tegumento
do setígero 1 (Figura 30 B); margens laterais do colar recobrindo a junção entre o corpo
e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidade arredondada e manchas
roxas conspícuas, mesmo após a fixação. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1,
depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 30 C). Cerdas
do setígero 1 alongadas com limbo estreito, todas com o mesmo comprimento. Demais
94
Resultados
setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8,
compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas
com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas
apresentando aproximadamente metade do comprimento das notocerdas alongadas com
limbo estreito (Figura 30 D). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras
únicas nas laterais do setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro;
uncini aviculares (Figura 31 A) organizados em fileiras e progressivamente em menor
número em direção ao abdômen: 87-206 uncini no setígero 2, 57-160 uncini no setígero
4 e 44-88 uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando apenas uma camada de
dentículos secundários, cobrindo 1/4 da extensão do dente principal (Figura 31 B),
sendo também encontrado. Raros uncini com 2 ou 3 fileiras de dentículos secundários
(Figura 31 C). No abdômen, a goteira fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9
até o pigídio. Neuropódio abdominal composto também por duas fileiras de cerdas
como encontrado no notopódio torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas
com limbo estreito e uma fileira inferior de neurocerdas em forma de espinho, também
apresentando aproximadamente metade do comprimento das neurocerdas alongadas
com o limbo estreito (Figura 31 D); o número de cerdas por neuropódio abdominal
diminui ao longo dos setígeros mais posteriores. Notopódio abdominal composto por
uma fileira única de uncini por setígero, 24-75 uncini no setígero 9, 22-78 uncini no
setígero 20 e 28-85 uncini no setígero 50; como no tórax, a maioria dos uncini apresenta
apenas uma camada de dentículos secundários cobrindo 1/4 da extensão do dente
principal, sendo também encontrados raros uncini com 2 ou 3 fileiras de dentículos
secundários. Pigídio bilobado. Tubo formado por areia fina aderida a muco.
Considerações: Os espécimes analisados são perfeitamente compatíveis com a
redescrição da espécie feita por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006).
95
Resultados
Distribuição: Região do Caribe e costa nordeste do Brasil.
A B
C D
Figura 29: Branchiomma nigromaculatum: A) Foto de um espécime após a fixação; B)
Detalhe da coroa radiolar após fixação, mostrando as faixas em três cores
alternadas: castanha clara, castanha escura e branca; C) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do radíolo, mostrando um estilódio, um olho
96
Resultados
composto e um macroestilódio; D) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do radíolo, mostrando um estilódio e um olho composto.
A B
C D
Figura 30: Branchiomma nigromaculatum: A) Foto do lábio dorsal falciforme (seta),
mostrando o sulco longitudinal; B) Foto do colar mostrando as margens laterais
e o par de lamelas ventrais (seta); C) Foto do tórax mostrando a goteira fecal
profunda apenas no setígero 1, depois sendo reconhecida por uma faixa mais
clara no tegumento (seta); D) Micrografia de microscopia eletrônica de
97
Resultados
varredura do notopódio mostrando as duas fileiras de cerdas, cerdas alongadas
com limbo estreito (seta branca) e cerdas em forma de espinho (seta amarela).
A B
C D
Figura 31: Branchiomma nigromaculatum: A) Micrografia de microscopia óptica
mostrando a fileira neuropodial de uncini aviculares; B) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura mostrando os uncini com uma fileira de
dentículos secundários sobre o dente principal (seta); C) Micrografia de
98
Resultados
microscopia eletrônica de varredura de um uncinus com duas fileiras de
dentículos secundários sobre o dente principal (seta); D) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do neuropódio, mostrando as duas fileiras
de cerdas, alongadas com limbo estreito (seta branca) e em forma de espinho
(seta amarela).
4.2. Branchiomma luctuosum (Grube, 1870)
Sinonímia:
Sabella (Dasychone) luctusoum Grube, 1970
Branchiomma luctusoum Knight-Jones et al., 1991
Material: Cinco espécimes completos provenientes da Praia do Forno, Arraial do
Cabo, RJ, Brasil (ARR), tombados como IBUFRJ-0519; 30 espécimes completos
provenientes da Praia da Urca, Rio de Janeiro, RJ, Brasil (URA), IBUFRJ-0512; quatro
espécimes completos provenientes da Barra do Sahy, Ibicuí, Mangaratiba, RJ, Brasil
(IBI), IBUFRJ-0523 e 21 espécimes completos provenientes do Emissário de Santos,
Santos, SP, Brasil (SAN), IBUFRJ-0532.
Descrição: Corpo longo, medindo entre 3,4 e 6,9 cm de comprimento com coroa
radiolar medindo entre 0,6 e 2,7 cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros em todos
os espécimes e abdômen apresentando entre 73 e 140 setígeros, todos os segmentos
apresentando olhos interramais. Enquanto vivo, o corpo possui uma coloração verde
brilhante, salpicada por manchas pretas e roxas distribuídas aleatoriamente ao longo do
corpo (Figura 32 A). Depois de fixados, a coloração verde se torna verde clara ou
castanha clara (Figura 32 B). Coroa radiolar com 39 a 62 pares de radíolos dispostos em
99
Resultados
dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por uma
membrana palmar curta que se estende por 2 a 3 mm, independente do tamanho dos
espécimes, base da coroa roxa em material fixado. Radíolos, in vivo e após fixação, com
coloração ocre a laranja na face externa e roxa na face interna (Figura 32 C e D),
também podendo apresentar, in vivo, 1-4 faixas brancas na face interna, com estilódios
brancos na face externa; pínulas sempre brancas (Figura 33 A). Radíolos com
extremidades filiformes (Figura 33 B) e presença de estilódios achatados, sendo os
macroestilódios ausentes (Figura 33 C); 13-23 radíolos mais ventrais sem estilódios.
Estilódios sempre em pares (8-35 no radíolo mais dorsal, 14-35 no quinto radíolo mais
dorsal e 9-26 no radíolo mediano) e intercalados com pares de olhos compostos (8-24
no radíolo mais dorsal, 13-25 no quinto radíolo mais dorsal e 9-21 no radíolo mediano)
(Figura 33 D); olhos presentes ao longo de todo o radíolo; olhos ausentes nos 7-20
radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com um sulco longitudinal (Figura 34
A) e com a outra face de coloração castanha. Colar com margens bem separadas
dorsalmente que se fundem ao tegumento do setígero 1; margens laterais do colar
recobrindo a junção entre o corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais distalmente
arredondadas e lateralmente sobrepostas; superfície interna com manchas roxas
conspícuas, mesmo após a fixação. Goteira fecal profunda apenas no setígero 1 e depois
sendo reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 34 B). Cerdas do
colar alongadas, com limbo estreito, dispostas em arco e cerdas em forma de espinho.
Demais setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero
8, compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas
alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho,
apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com
limbo estreito (Figura 34 C). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras
100
Resultados
únicas nas laterais do setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro;
uncini aviculares (Figura 34 D) organizados em fileiras progressivamente em menor
número em direção ao abdômen: 66-215 uncini no setígero 2, 57-178 uncini no setígero
4 e 39-105 uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando três camadas de
dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/4 da
extensão do dente principal (Figura 35 A). Também se encontram facilmente uncini
com 2 fileiras de dentículos secundários (Figura 35 B). No abdômen, a goteira fecal
101
Resultados
forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio
abdominal composto também por duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio
torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira
inferior de neurocerdas em forma de espinho, apresentando aproximadamente 2/3 do
comprimento das neurocerdas alongadas com limbo estreito (Figura 35 C). Notopódio
abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero (Figura 35 D), 35-88
uncini no setígero 9, 36-81 uncini no setígero 20 e 39-81 uncini no setígero 50; como no
tórax, a maioria dos uncini apresenta três camadas de dentículos secundários sobre o
dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/4 da extensão do dente principal.
Também são encontrados facilmente uncini com 2 fileiras de dentículos secundários.
Pigídio bilobado. Tubo formado por areia fina aderida a muco.
Considerações: Os espécimes analisados são compatíveis com a descrição feita
por Nogueira et al. (no prelo) para espécimes da costa sudeste do Brasil.
Distribuição: Mar Vermelho, Mar Mediterrâneo e costa sudeste do Brasil.
101
Resultados
A B
C D
Figura 32: Branchiomma luctuosum: A) Foto de um espécime completo in vivo; B)
Foto de um espécime após fixação; C) Coroa radiolar in vivo (Foto E. Lanna);
D) Detalhe da coroa radiolar após fixação.
102
Resultados
A B
D
C
Figura 33: Branchiomma luctuosum: A) Foto dos radíolos depois de fixados mostrando
as pínulas brancas (seta); B) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura
de um radíolo mostrando sua extremidade filiforme (seta); C) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura de um radíolo mostrando os estilódios
achatados (seta); D) Micrografia de microscopia óptica de um radíolo mostrando
os estilódios (seta azul) e os olhos compostos (seta preta).
103
Resultados
A B
C D
Figura 34: Branchiomma luctuosum: A) Foto da coroa radiolar mostrando o lábio
dorsal falciforme (seta); B) Foto do tórax mostrando a goteira fecal profunda
apenas no setígero 1, depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no
tegumento (seta); C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do
notopódio torácico composto por duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de
notocerdas alongadas com limbo estreito (seta amarela) e uma fileira inferior de
notocerdas em forma de espinho (seta branca); D) Micrografia de microscopia
óptica dos uncini aviculares do tórax.
104
Resultados
A B
D
C
Figura 35: Branchiomma luctuosum: A) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do neuropódio mostrando os uncini com três fileiras de dentículos
secundários sobre o dente principal (seta); B) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura do neuropódio mostrando os uncini com duas fileiras de
dentículos secundários sobre o dente principal (seta); C) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do neuropódio abdominal composto por
duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo
estreito (seta amarela) e uma fileira inferior de neurocerdas em forma de espinho
(seta branca); D) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura mostrando
a fileira de uncini abdominais.
105
Resultados
4.3. Branchiomma patriota Nogueira, Rossi & López, no prelo
Material: Sete espécimes completos provenientes do Saco da Ribeira, Ubatuba,
SP, Brasil, tombados como IBUFRJ-0524.
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,6 e 3,2 cm de comprimento com coroa
radiolar medindo entre 0,5 e 1,1 cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros em todos
os espécimes e abdômen apresentando entre 64 e 99 setígeros, todos os segmentos
apresentando olhos interramais. Depois de fixado, o corpo adquire uma coloração
creme, salpicada por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao longo do corpo
(Figura 36 A). Coroa radiolar com 19 a 28 pares de radíolos dispostos em dois
semicírculos e unidos basalmente por uma membrana palmar curta que se estende por
0,6 a 1 mm, independente do tamanho dos espécimes. Radíolos, após fixação,
apresentando vestígios de pigmentação em faixas de três cores alternadas (Figura 36 B).
Radíolos com extremidades filiformes e presença de estilódios digitiformes e
macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de três a quatro vezes mais
longos que os estilódios (Figura 36 C); 4-8 radíolos mais ventrais sem estilódios ou
macroestilódios. Fileira basal de estilódios apresentando apenas um estilódio por
radíolo, demais estilódios e macroestilódios sempre em pares (13-24 no radíolo mais
dorsal, 13-20 no quinto radíolo mais dorsal e 8-18 no radíolo mediano) e intercalados
com pares de olhos compostos (10-18 no radíolo mais dorsal, 9-17 no quinto radíolo
mais dorsal e 4-17 no radíolo mediano) (Figura 36 D); olhos distribuídos por toda a
extensão do radíolo e podem estar presentes em todos os radíolos ou ausentes nos 2-4
radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com apêndices radiolares estendendo-
se por 1/3 - 1/4 do comprimento dos radíolos e unidos por uma membrana ao par de
radíolos mais dorsal. Colar com margens bem separadas dorsalmente (Figura 37 A);
106
Resultados
margens laterais do colar recobrindo a junção entre o corpo e a coroa radiolar; par de
lamelas ventrais com extremidades arredondadas e sobrepostas lateralmente, com
superfície interna apresentando uma conspícua mancha castanha. Goteira fecal profunda
do setígero 1 ao setígero 3, depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no
tegumento (Figura 37 A). Cerdas do setígero 1 de dois tipos: cerdas alongadas com
limbo estreito e cerdas em forma de espinho (Figura 37 B). Demais setígeros do tórax
com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8, compostos por duas
fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e
uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando
aproximadamente 1/2 - 1/3 do comprimento das notocerdas alongadas com limbo
estreito (Figura 37 C). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas
nas laterais dos setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao centro; uncini
aviculares (Figura 37 D) organizados em fileiras e progressivamente em menor número
em direção ao abdômen: 45-104 uncini no setígero 2, 40-90 uncini no setígero 4 e 42-52
uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando duas camada de dentículos
secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da extensão do
dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente 1/2 dos
dentículos da fileira inferior (Figura 38 A). Também se encontram raros uncini com 3
fileiras de dentículos secundários. No abdômen, a goteira fecal forma um sulco
profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio abdominal composto também por
duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio torácico, uma fileira superior de
neurocerdas modificadas, alongadas, com limbo estreito e uma fileira inferior de
neurocerdas em forma de espinho, também apresentando aproximadamente 1/3 - 1/4 do
comprimento das neurocerdas modificadas, alongadas com limbo estreito (Figura 38 B);
o número de cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais
107
Resultados
posteriores. Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero
(Figura 38 C), 16-40 uncini no setígero 9, 21-46 uncini no setígero 20 e 20-36 uncini no
setígero 50; como no tórax, maioria dos uncini apresenta duas camada de dentículos
secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira de dentículos cobre 1/3 da
extensão do dente principal. Também são encontrados raros uncini com 1 ou 3 fileiras
de dentículos secundários. Pigídio bilobado.
Considerações: Os espécimes analisados são compatíveis com a descrição
original feita por Nogueira et al. (no prelo) para espécimes da costa sudeste do Brasil.
Distribuição: Costa sudeste do Brasil.
108
Resultados
A B
C D
Figura 36: Branchiomma patriota: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe
da coroa radiolar de um espécime após fixação; C) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura de um radíolo com estilódios digitiformes e
macroestilódios achatados; D) Micrografia de microscopia óptica mostrando os
estilódios, os macroestilódios e os olhos compostos.
109
Resultados
A B
C D
Figura 37: Branchiomma patriota: A) Foto de um espécime mostrando a face dorsal do
colar e a goteira fecal (seta); B) Micrografia de microscopia óptica do notopódio
do setígero 1 mostrando as cerdas alongadas com limbo estreito (seta preta) e as
cerdas em forma de espinho (seta azul); C) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura do notopódio torácico mostrando as duas fileiras de
cerdas: uma fileira de cerdas alongadas com limbo estreito (seta branca) e uma
fileira de cerdas em forma de espinho (seta amarela); D) Micrografia de
microscopia óptica mostrando os uncini aviculares do neuropódio torácico.
110
Resultados
A B
C
Figura 38: Branchiomma patriota: A) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do neuropódio torácico mostrando os uncini com duas fileiras de
dentículos secundários sobre o dente principal (seta); B) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do neuropódio abdominal mostrando as
duas fileiras de cerdas: uma fileira superior de neurocerdas modificadas,
alongadas, com limbo estreito (seta branca) e uma fileira inferior de neurocerdas
em forma de espinho (seta amarela); C) Micrografia de microscopia eletrônica
de varredura do notopódio abdominal composto por um fileira única de uncini.
111
Resultados
4.4. Branchiomma sp. nov. 1
Compreende 25 espécimes completos provenientes do Arquipélago Marinho dos
Abrolhos, BA, Brasil (ABR), holótipo IBUFRJ-0554, nove parátipos IBUFRJ-0555 a
0563 e demais espécimes IBUFRJ-0518; e três espécimes completos provenientes do
Canal de Guarapari, Guarapari, ES, Brasil (GUA), IBUFRJ-0521.
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,3 e 3,2 (1,7) cm de comprimento, com
coroa radiolar medindo entre 0,8 e 2,2 (1,1) cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros
em todos os espécimes e abdômen apresentando entre 65 e 85 (81) setígeros, todos os
segmentos apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma
coloração creme, salpicado por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao longo do
corpo (Figura 39 A). Coroa radiolar com 25 a 41 (32) pares de radíolos dispostos em
dois semicírculos, reduzidos na região mediano-ventral e unidos basalmente por uma
membrana palmar curta que se estende por 1 a 2 mm, independente do tamanho dos
espécimes. Radíolos, depois de fixados, apresentando faixas em 2 cores alternadas: rosa
clara e branca (Figura 39 B). Radíolos com extremidades filiformes e presença de
estilódios digitiformes (Figura 39 C) e macroestilódios achatados (Figura 39 D), sendo
os macroestilódios cerca de duas vezes mais longos que os estilódios e sempre presentes
em faixas brancas; 6-17 (12) radíolos mais ventrais sem estilódios ou macroestilódios.
Estilódios e macroestilódios sempre em pares [6-19 (17) no radíolo mais dorsal, 12-19
(14) no quinto radíolo mais dorsal e 8-16 (15) no radíolo mediano] e intercalados com
pares de olhos compostos [2-10 (7) no radíolo mais dorsal, 4-13 (8) no quinto radíolo
mais dorsal e 6-11 (10) no radíolo mediano] (Figura 40 A); olhos ausentes no 1/3 mais
apical e no 1/3 mais basal dos radíolos e também nos 4-12 (7) radíolos mais ventrais.
Lábios dorsais falciformes com um sulco longitudinal e com a outra face de coloração
112
Resultados
roxa. Colar com margens bem separadas dorsalmente que se fundem ao tegumento do
setígero 1 (Figura 40 B); margens laterais do colar curtas, recobrindo a junção entre o
corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidade arredondada. Goteira
fecal profunda apenas no setígero 1 e depois sendo imperceptível (Figura 40 C). Cerdas
do setígero 1 de dois tipos: cerdas alongadas com limbo estreito e cerdas em forma de
espinho, estas com cerca de 1/3 do comprimento das primeiras (Figura 40 D). Demais
setígeros do tórax com notopódios progressivamente mais laterais até o setígero 8,
compostos por duas fileiras de notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas
com limbo estreito e uma fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas
apresentando aproximadamente 1/3 do comprimento das notocerdas anteriores (Figura
41 A). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas nas laterais dos
setígeros, formando escudos ventrais ao centro; uncini aviculares de peito inflado
(Figura 41 B) organizados em fileiras (Figura 41 C) com uncini progressivamente em
menor número em direção ao abdômen: 32-84 (73) uncini no setígero 2, 34-66 (52)
uncini no setígero 4 e 22-45 (41) uncini no setígero 8; maioria dos uncini apresentando
duas camadas de dentículos secundários sobre o dente principal. A fileira inferior cobre
1/3 da extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre
aproximadamente metade dos dentículos da fileira inferior (Figura 41 D). Há também
raros uncini com 3 fileiras de dentículos secundários (Figura 42 A). No abdômen, a
goteira fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio
abdominal composto também por duas fileiras de cerdas como encontrado no notopódio
torácico, uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira
inferior de neurocerdas em forma de espinho, com aproximadamente 2/3 do
comprimento das neurocerdas alongadas com limbo estreito (Figura 42 B); o número de
cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais posteriores.
113
Resultados
Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero, 14-27 (20)
uncini no setígero 9, 19-44 (36) uncini no setígero 20 e 12-38 (29) uncini no setígero
50; como no tórax, maioria dos uncini apresenta duas camadas de dentículos
secundários sobre o dente principal, mantendo as mesmas proporções encontradas para
os uncini torácicos. Pigídio bilobado.
Considerações: Os espécimes analisados foram identificados como uma nova
espécie pois apresentam várias diferenças de natureza morfológica, morfométrica e
histológica. Essa nova espécie é mais semelhante a Branchiomma patriota, encontrada
na costa sudeste do Brasil, do que com as demais espécies do gênero, mas diferencia-se
morfologicamente dela por possuir macroestilódios achatados duas vezes mais longos
do que os estilódios digitiformes e por apresentar olhos compostos apenas no terço
intermediário dos radíolos.
Distribuição: Região do Arquipélago Marinho dos Abrolhos, no Estado da Bahia
e em Guarapari, no Estado do Espírito Santo, Brasil.
114
Resultados
A B
C D
Figura 39: Branchiomma sp. nov. 1: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe
da coroa radiolar, mostrando a coloração em faixas de duas cores alternadas:
rosa clara e branca; C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do
radíolo mostrando o estilódio digitiforme (seta); D) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura do radíolo mostrando o macroestilódio achatado (seta).
115
Resultados
A B
C D
Figura 40: Branchiomma sp. nov. 1: A) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do radíolo, mostrando os estilódios (seta branca) intercalados aos
olhos compostos (seta amarela); B) Foto do colar mostrando as margens laterais
e o par de lamelas ventrais (seta); C) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura mostrando a face dorsal do colar com a goteira fecal profunda apenas
no setígero 1 (seta) e depois sendo imperceptível; D) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura do notopódio do setígero 1 mostrando as cerdas
alongadas com limbo estreito (seta branca) e as cerdas em forma de espinho
(seta amarela).
116
Resultados
A B
C D
Figura 41: Branchiomma sp. nov. 1: A) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do notopódio mostrando as duas fileiras de cerdas, cerdas alongadas
com limbo estreito (seta branca) e cerdas em forma de espinho (seta amarela); B)
Micrografia de microscopia óptica dos uncini torácicos mostrando sua forma
avicular; C) Micrografia de microscopia eletrônica de varredura do neuropódio
torácico composto por uma fileira única de uncini; D) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do uncinus, mostrando as duas camadas de
dentículos secundários sobre o dente principal (seta).
117
Resultados
A B
Figura 42: Branchiomma sp. nov. 1: A) Micrografia de microscopia eletrônica de
varredura do uncinus, mostrando as três camadas de dentículos secundários
sobre o dente principal; B) Micrografia de microscopia óptica do neuropódio
abdominal, mostrando as duas fileiras de cerdas, uma fileira superior de
neurocerdas alongadas, com limbo estreito (seta amarela) e uma fileira inferior
de neurocerdas em forma de espinho (seta branca).
118
Resultados
4.5. Branchiomma sp. nov. 2
Compreende 10 espécimes completos provenientes da Praia do Araçá, São
Sebastião, SP, Brasil, holótipo IBUFRJ-0564 e nove parátipos IBUFRJ-0565 a 0573.
Descrição: Corpo médio, medindo entre 1,5 e 2,9 (1,9) cm de comprimento com
coroa radiolar medindo entre 0,8 e 0,9 (0,8) cm de comprimento. Tórax com 8 setígeros
em todos os espécimes e abdômen apresentando entre 59 e 70 (60) setígeros, todos os
segmentos apresentando olhos interramais. Após a fixação, o corpo adquire uma
coloração castanha clara salpicada por manchas pretas distribuídas aleatoriamente ao
longo do corpo (Figura 43 A). Coroa radiolar com 18 a 27 (22) pares de radíolos
dispostos em dois semicírculos e unidos basalmente por uma membrana palmar curta
que se estende por 0,5 a 1,1 mm, independente do tamanho dos espécimes; membrana
palmar apresentando uma pequena projeção digitiforme entre cada par de radíolos
adjacentes. Radíolos, depois de fixados, apresentam vestígios de pigmentação rosa na
base dos radíolos; radíolos creme (Figura 43 B). Radíolos com extremidades filiformes
e presença de estilódios e macroestilódios achatados, sendo os macroestilódios cerca de
2 a 2,5 vezes mais longos do que os estilódios (Figura 43 C); 7-11 (10) radíolos mais
ventrais sem estilódios ou macroestilódios. Estilódios e macroestilódios sempre em
pares [11-16 (13) no radíolo mais dorsal, 12-19 (15) no quinto radíolo mais dorsal e 11-
18 (16) no radíolo mediano] e intercalados com pares de olhos compostos [4-14 (7) no
radíolo mais dorsal, 7-16 (7) no quinto radíolo mais dorsal e 9-16 (10) no radíolo
mediano] (Figura 43 D); olhos distribuídos por toda a extensão do radíolo e ausentes
nos 3-7 radíolos mais ventrais. Lábios dorsais falciformes com apêndices radiolares
(Figura 44 A), unidos por uma membrana ao radíolo mais dorsal. Colar com margens
bem separadas dorsalmente (Figura 44 B); margens laterais do colar recobrindo a junção
119
Resultados
entre o corpo e a coroa radiolar; par de lamelas ventrais com extremidades
arredondadas. Goteira fecal profunda do setígero 1 ao setígero 2-3, depois sendo
reconhecida por uma faixa mais clara no tegumento (Figura 44 B). Cerdas do setígero 1
alongadas com limbo estreito (Figuta 44 C). Demais setígeros do tórax com notopódios
progressivamente mais laterais até o setígero 8, compostos por duas fileiras de
notocerdas: uma fileira superior de notocerdas alongadas com limbo estreito e uma
fileira inferior de notocerdas em forma de espinho, estas apresentando
aproximadamente 1/3 - 2/3 do comprimento das notocerdas alongadas com limbo
estreito (Figura 44 D). Neuropódios torácicos compostos por uncini em fileiras únicas
(Figura 45 A) nas laterais dos setígeros, formando escudos ventrais trapezoidais ao
centro; uncini aviculares organizados em fileiras e progressivamente em menor número
em direção ao abdômen: 64-87 (74) uncini no setígero 2, 60-77 (60) uncini no setígero 4
e 30-65 (40) uncini no setígero 8; a maioria dos uncini apresentando duas camadas de
dentículos secundários sobre o dente principal, sendo que a fileira inferior cobre 1/3 da
extensão do dente principal e a fileira superior de dentículos recobre aproximadamente
1/2 dos dentículos da fileira inferior (Figura 45 B). Também se encontram facilmente
uncini com 3 fileiras de dentículos secundários (Figura 45 B). No abdômen, a goteira
fecal forma um sulco profundo desde o setígero 9 até o pigídio. Neuropódio abdominal
composto também por duas fileiras de cerdas, como encontrado no notopódio torácico,
uma fileira superior de neurocerdas alongadas com limbo estreito e uma fileira inferior
de neurocerdas em forma de espinho, também apresentando aproximadamente 1/3 - 2/3
do comprimento das neurocerdas modificadas, alongadas com limbo estreito; o número
de cerdas por neuropódio abdominal diminui ao longo dos setígeros mais posteriores.
Notopódio abdominal composto por uma fileira única de uncini por setígero, 20-42 (25)
uncini no setígero 9, 18-44 (24) uncini no setígero 20 e 14-38 (30) uncini no setígero
120
Resultados
50; como no tórax, maioria dos uncini apresentando duas camada de dentículos
secundários sobre o dente principal, mantendo a mesma proporção entre os dentículos
secundários encontrada no tórax. Pigídio bilobado.
Considerações: Os espécimes analisados foram identificados como uma nova
espécie, pois apresentam várias diferenças de natureza morfológica e morfométrica.
Esta nova espécie é mais semelhante a Branchiomma patriota e Branchiomma sp. nov.
1, ambas encontradas na costa sudeste do Brasil. Entretanto, apresenta diferenças com
relação à forma dos estilódios, que são achatados na nova espécie e digitiformes em B.
patriota e em Branchiomma sp. nov. 1. Difere também com relação às cerdas do
setígero 1 que, nessa nova espécie, são alongadas com limbo estreito e em B. patriota e
em Branchiomma sp. nov. 1 são de dois tipos, alongadas com limbo estreito e em forma
de espinho.
Distribuição: Praia do Araçá, São Sebastião, Estado de São Paulo, Brasil.
121
Resultados
A B
C D
Figura 43: Branchiomma sp. nov. 2: A) Foto de um espécime após fixação; B) Detalhe
da coroa radiolar de um espécime após fixação; C) Micrografia de microscopia
eletrônica de varredura de um radíolo, mostrando os estilódios e macroestilódios
achatados; D) Micrografia de microscopia óptica mostrando os estilódios, os
macroestilódios e os olhos compostos (seta).
122
Resultados
A B
C D
Figura 44: Branchiomma sp. nov. 2: A) Foto do lábio dorsal falciforme com a face
ventral sulcada; B) Foto de um espécime após fixação mostrando o colar com
margens bem separadas dorsalmente e a goteira fecal profunda do setígero 1 ao
setígero 3 (seta), depois sendo reconhecida por uma faixa mais clara no
tegumento; C) Micrografia de microscopia óptica do notopódio do setígero 1
mostrando as cerdas alongadas com limbo estreito; D) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura mostrando o notopódio torácico com duas
fileiras de cerdas: uma fileira superior de cerdas alongadas com limbo estreito
(seta branca) e uma fileira inferior de cerdas em forma de espinho (seta amarela).
123
Resultados
A B
Figura 45: Branchiomma sp. nov. 2: A) Micrografia de microscopia óptica do
neuropódio torácico, mostrando a fileira de uncini; B) Micrografia de
microscopia eletrônica de varredura do neuropódio, mostrando os uncini com
duas e três fileiras de dentículos secundários sobre o dente principal (setas).
124
V. Discussão
Discussão
1. Morfologia
1.1. Morfologia externa
Um dos maiores problemas da taxonomia tradicional é definir quais caracteres
são úteis na delimitação de espécies e quais são produtos de variações fenotípicas. No
caso de organismos marinhos, não é raro encontrarmos essa plasticidade fenotípica
(Gaino et al., 1995; Johnson & Black, 1999; Klautau et al., 1999; Laudien et al., 2003).
Laudien et al. (2003), por exemplo, encontraram grande variação morfológica aliada à
baixa variação gênica em populações de moluscos bivalves da espécie Donax serra de
praias arenosas do sul da África. Os autores atribuíram esse fato à plasticidade
fenotípica provocada por fatores ambientais. O uso, portanto, de caracteres plásticos
para diagnósticos específicos requer uma cuidadosa interpretação e a observação de um
considerável número de espécimes adultos e de tamanho semelhante (Lu & Fauchald,
1998). Todavia, a análise de um grande número de espécimes nem sempre é possível, o
que torna muito importante a determinação de caracteres que não sejam afetados pelo
ambiente.
Para o gênero Branchiomma, Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006)
apontaram alguns caracteres morfológicos externos como os mais importantes para a
taxonomia, como, por exemplo, o tamanho e a forma dos estilódios e o número de
fileiras de dentículos secundários sobre o dente principal dos uncini torácicos. Essas
autoras sugeriram diversos tipos de estilódios, tais como: digitiformes, em forma de
faixa, de língua, de folha ou de remo. Nenhuma dessas categorias de forma, entretanto,
foi utilizada neste estudo, pois parecem tratar-se de estados extremamente subjetivos de
um contínuo de forma de um caráter plástico, já que em um mesmo radíolo pôde-se
125
Discussão
observar variações na forma dos estilódios e dos macroestilódios achatados, quando
presentes. Por isso, a divisão adotada para a forma dos estilódios neste estudo foi apenas
a de estilódios digitiformes ou achatados, divisão válida também para os
macroestilódios.
Outro caráter também apontado por Tovar-Hernández & Knight-Jones (2006)
como extremamente importante para a diagnose das espécies foi o número de fileiras de
dentículos secundários sobre o dente principal dos uncini torácicos. Entretanto,
observou-se que o número de fileiras de dentículos varia entre os uncini de um mesmo
setígero. Desta forma é mais apropriado considerar o número de fileiras de dentículos
secundários sobre o dente principal na maior parte dos uncini. Analisar de três a quatro
setígeros parece ser suficiente para determinar esse caráter.
Além da confirmação da validade dos caracteres citados acima como úteis na
taxonomia do grupo, alguns novos caracteres foram utilizados na diagnose dos
morfotipos no presente estudo. Tais caracteres são o padrão de colorido dos radíolos e a
disposição da goteira fecal no tórax. Muitas vezes, a observação do padrão de colorido
dos radíolos pode ser impossibilitada pelo tempo de preservação dos espécimes, já que
as cores tendem a desaparecer ao longo do tempo. Entretanto, quando há preservação
das cores, estas tornam-se um importante caráter diagnóstico. A disposição da goteira
fecal no tórax é um caráter que não depende do tempo de preservação do espécime e
pode variar em um contínuo, podendo ser imperceptível, apenas uma faixa mais clara no
tegumento ou até um sulco visível, que varia em sua extensão.
As cerdas, tanto no tórax como no abdômen, não apresentaram grandes
variações de forma, porém, apresentaram diferenças com relação ao tamanho das
fileiras de cerdas. O conhecimento dos processos envolvidos na variação das cerdas em
anelídeos poliquetas ainda é bastante restrito, todavia, um dos fundamentos da
126
Discussão
sistemática do grupo é a suposta uniformidade intraespecífica das cerdas (Gaffney,
1973).
1.2. Morfologia interna
Até poucos anos atrás, a morfologia externa era praticamente a única ferramenta
utilizada para a taxonomia de poliquetas. Apenas recentemente, a morfologia interna
passou a ser considerada uma importante ferramenta taxonômica (Tovar-Hernández &
Sosa-Rodríguez, 2006).
Além da importância taxonômica, os estudos de morfologia interna permitem
avaliar várias características da biologia dos poliquetas, como por exemplo, a
metamorfose pela qual o juvenil passa para se tornar um indivíduo adulto (Smith &
Chia, 1985) e os aspectos reprodutivos (Licciano et al., 2002). Apesar da importância
desses estudos, a maior parte dos trabalhos de histologia ou ultraestrutura em sabelídeos
consiste ainda de trabalhos exploratórios (e. g. Nicol, 1930; Dragesco-Kernéis, 1980;
Koechlin, 1986; Mastrodonato et al., 2005). Recentemente, a histologia começou a ser
utilizada como uma ferramenta com propósitos taxonômicos em sabelídeos. Tovar-
Hernández & Sosa-Rodríguez (2006) aliaram as análises de morfologia externa às
análises histológicas dos apêndices da coroa radiolar, dos palpos e da faixa glandular
para a redescrição de Chone infundibuliformis.
Os resultados obtidos nesta dissertação demonstram que, além de uma
ferramenta exploratória, as análises histológicas consistem em uma poderosa ferramenta
para a taxonomia de Branchiomma. A partir dessas análises, dois novos caracteres
foram levantados para identificar os morfotipos e, provavelmente, podem ser utilizados
também na taxonomia de Branchiomma como um todo. Um dos caracteres levantados
127
Discussão
está relacionado aos tipos de inclusão presentes nas células epiteliais do radíolo. Esse
caráter foi diagnóstico na separação de alguns dos morfotipos estudados. Em um mesmo
radíolo é possível observar faixas sem nenhum tipo de inclusão e faixas com inclusões
de natureza distinta. A combinação destas faixas forma um padrão diagnóstico
característico para alguns dos morfotipos analisados.
Além deste, um outro caráter passível de utilização em taxonomia é a forma das
células epiteliais nas pínulas, caráter que se apresenta em dois estados distintos: epitélio
composto por células pavimentosas ou epitélio composto por células cúbicas. A partir
da forma dessas células foi possível diferenciar B. nigromaculatum das demais espécies
estudadas.
2. Morfometria
2.1. Efeitos de anestesia e fixação na forma
Ao se trabalhar com medidas de forma de organismos que apresentam corpo
mole, é necessário que se saiba previamente como a forma do animal reage a cada tipo
de anestésico e/ou fixador (Howe, 2002). Os resultados aqui obtidos geraram
informações sobre quais anestésicos e fixadores afetaram a forma em Branchiomma e
como os caracteres foram afetados pelos tratamentos utilizados, indicando, assim, o tipo
de deformação ocorrido nas variáveis morfométricas para cada tratamento utilizado.
Dependendo da espécie e dos objetivos do estudo, a anestesia prévia não só é
uma etapa recomendada como também necessária. Por exemplo, quando o objeto de
estudo é uma espécie com probóscide eversível como as espécies de nereidídeos ou
glicerídeos, o procedimento de anestesia prévia dos espécimes facilita a reversão da
128
Discussão
probóscide, que é extremamente importante para alguns trabalhos de taxonomia. Nesses
casos, uma solução isotônica de cloreto de magnésio parece ser o anestésico mais
eficiente (Fauchald, 1977; Amaral & Nonato, 1987; Rouse & Pleijel, 2001). Entretanto,
alguns problemas podem surgir quando se está trabalhando com caracteres de forma,
especialmente quando a variação encontrada entre espécimes ou entre espécies é
definida baseada em espécimes que foram submetidos a mais de um tipo de
procedimento para anestesia ou fixação, o que pode levar a resultados equivocados. Este
grave problema já havia sido observado por alguns pesquisadores, como Howe (2002),
por exemplo.
Procedimentos de anestesia prévia por solução de cloreto de magnésio (MC) ou
por cristais de mentol (ME) são indicados para poliquetas, hidrozoários, briozoários e
moluscos aquáticos (Lincoln & Sheals, 1979; Rouse & Pleijel, 2001). Para
Branchiomma, os procedimentos de MC e ME produziram espécimes mais alongados,
mais estreitos e mais achatados. Também apresentaram pigídios mais largos do que
quando comparados aos espécimes vivos. Por outro lado, os espécimes submetidos à
anestesia por refrigeração (RE) apresentaram corpos mais curtos, mais largos e mais
espessos e também apresentaram pigídios mais largos, como observado nos espécimes
submetidos a MC e ME. Algumas modificações na forma dos organismos causadas por
métodos de refrigeração já haviam sido descritas para larvas de peixes (Fowler & Smith,
1983). Com relação à coroa radiolar, apenas os espécimes submetidos à anestesia por
cristais de mentol (ME) foram afetados, apresentando radíolos mais esticados. Além
disso, ocorreu a perda do tegumento em espécimes submetidos aos procedimentos de
ME e RE; juntamente com o tegumento, também foram perdidas cerdas e uncini,
caracteres fundamentais para a taxonomia do grupo (Fitzhugh, 1989). A maioria dos
espécimes submetidos ao procedimento de MC também perdeu seus uncini abdominais.
129
Discussão
A água doce (FW) é amplamente utilizada como anestésico para equinodermas,
principalmente holotúrias (Lincoln & Sheals, 1979), entretanto, não existe nenhum
registro desse tipo de anestesia para poliquetas. Os resultados obtidos para
Branchiomma foram bastante interessantes, já que os espécimes submetidos a esse tipo
de anestesia não apresentaram diferenças significativas nos caracteres mensurados, ou
seja, esses espécimes preservaram sua forma. Sendo assim, o procedimento de anestesia
por água doce (FW) pode ser utilizado com sucesso para sabelídeos quando o objetivo
do estudo é apenas a forma do corpo. Porém, o tegumento dos espécimes foi perdido
durante esse tratamento, incluindo cerdas e uncini, e a conexão entre a coroa radiolar e o
tórax se tornou extremamente frágil, destacando-se com facilidade.
O tegumento dos poliquetas é formado por uma simples e delicada estrutura,
composta por uma camada simples ou pseudo-estratificada de células que se apoiam em
uma matriz extracelular (Richards, 1978; Hausen, 2005). Os poliquetas também podem
possuir uma cutícula sobre a epiderme, que promove enrijecimento e resistência ao
corpo do animal, no entanto, alguns poliquetas de hábito tubícola podem ter perdido
secundariamente a cutícula (Gardiner, 1992). A ausência de uma espessa cutícula em
Branchiomma, como observado nas análises histológicas, pode explicar a perda do
tegumento quando os espécimes foram submetidos aos procedimentos de anestesia por
cristais de mentol (ME) e por refrigeração (RE). Além disso, a perda das cerdas e dos
uncini impossibilita futuros trabalhos taxonômicos baseados nesses espécimes, já que
estes caracteres são essenciais para uma identificação específica em sabelídeos
(Fitzhugh, 1989).
O procedimento de fixação de organismos em formaldeído 4% (FO) é
amplamente utilizado, não só para poliquetas mas também para muitos outros grupos de
invertebrados, tais como cnidários, sipúnculas, crustáceos e quetognatos (Lincoln &
130
Discussão
Sheals, 1979; Gershwin, 2002). Para os espécimes de Branchiomma submetidos a esse
procedimento, o padrão de colorido do corpo e da coroa radiolar foi mantido, porém
resultou em espécimes mais curtos, mais largos e mais espessos do que quando
comparados aos espécimes vivos. A coroa radiolar também ficou mais longa devido ao
esticamento dos radíolos. Artefatos similares causados na forma por métodos de
fixação em formaldeído 4% (FO) já foram referidos anteriormente para peixes (e.g.
Dabrowski & Bardega, 1982; Takizawa et al., 1994; Sagnes, 1997). Além de provocar
deformações na forma dos organismos, existem outras desvantagens em usar
formaldeído como um fixador (Hopwood, 1996). O fato de se tratar de uma substância
altamente tóxica, carcinogênica e volátil requer a adoção de vários procedimentos de
segurança (Sims, 1991; Roskams & Rodgers, 2002; Coggon et al., 2003).
Métodos de fixação por etanol (AE e ET) são recomendados não só como
fixadores mas também como preservantes para a maioria dos grupos de invertebrados
(Lincoln & Sheals, 1979). Em praticamente todas as variáveis analisadas, os
procedimentos de fixação por etanol 100% (AE) e por etanol 70% (ET) mantiveram
estáveis as variáveis estudadas, com exceção da coroa radiolar, que apresentou valores
maiores nos espécimes submetidos ao procedimento AE. Semelhante ao ocorrido nos
espécimes submetidos ao procedimento de fixação por formaldeído 4% (FO), este
aparente aumento do tamanho dos radíolos ocorre devido ao esticamento dos mesmos.
O mesmo efeito de esticamento dos radíolos não foi observado nos espécimes
submetidos à fixação direta por etanol 70% (ET), provavelmente devido à concentração
mais baixa do fixador. Além de preservar a forma dos espécimes e não ser uma
substância tóxica, o uso de etanol como fixador também permite que os espécimes
possam ser utilizados tanto para estudos morfológicos como moleculares. Atualmente, a
biologia molecular é considerada como uma eficiente ferramenta para resolver questões
131
Discussão
relacionadas à sistemática e o etanol é considerado um eficiente fixador para tal
finalidade (Smith et al., 1987; Dessauer et al., 1996).
Os resultados morfométricos obtidos para Branchiomma corroboram a idéia
inicial de que animais de corpo mole são afetados por diferentes métodos de anestesia e
fixação. Resultados morfométricos obtidos através de comparações entre populações ou
espécies devem ser utilizados com cautela a fim de prevenir conclusões equivocadas.
Por exemplo, um pesquisador desatento pode concluir que as populações estudadas por
ele apresentam uma variação geográfica que, na realidade, podem ser diferenças
causadas por deformações resultantes de diferentes metodologias de anestesia e fixação.
Para Branchiomma, as melhores metodologias a serem utilizadas com o
objetivo de preservar a forma dos espécimes são a anestesia prévia por água doce (FW)
e os procedimentos de fixação direta por etanol (AE e ET). Entretanto, a escolha do
procedimento a ser utilizado deve levar em conta os objetivos de cada estudo (Kruse &
Dalley, 1990). Com relação aos caracteres, o comprimento do setígero 1 e do pigídio
parecem ser os melhores caracteres morfométricos para a discriminação das populações,
já que não apresentaram nenhum tipo de deformação quando submetidos a diferentes
procedimentos de anestesia e fixação. Mesmo que o comprimento da coroa radiolar
tenha apresentado variações ao longo das diferentes metodologias, este caráter pode ser
bastante útil para estudos taxonômicos. Os radíolos que compõem a coroa radiolar são
geralmente compostos por células epiteliais e por células cartilaginosas esqueléticas
(Perkins, 1984). As deformações da forma do corpo são causadas principalmente por
ação muscular e a redução da musculatura nos radíolos faz com que a coroa radiolar
seja uma interessante fonte de variáveis morfométricas, já que a variação encontrada
não foi produto de uma deformação irreversível, mas apenas de um esticamento dos
radíolos, que pode ser reproduzido igualmente em todos os espécimes. Desta forma, a
132
Discussão
variação dos valores relativos à coroa radiolar observada neste estudo pode ser
facilmente corrigida caso os radíolos sejam sempre esticados no momento da tomada
das medidas.
As espécies da família Sabellidae e até da ordem Sabellida possuem uma
morfologia e hábitos de vida semelhantes (Orrhage, 1980; Smith, 1991; Rouse &
Pleijel, 2001), por exemplo, todas as espécies são sedentárias e vivem em tubos
construídos por elas próprias. Sendo assim, é provável que essas conclusões acerca dos
melhores métodos de anestesia e fixação e também dos caracteres mais estáveis para
análises morfométricas possam ser aplicadas não só para as espécies de Branchiomma,
como também para as demais espécies da família e inclusive para outras famílias
pertencentes à ordem Sabellida.
2.2. Discriminação entre os morfotipos
A taxonomia dos sabelídeos e dos poliquetas em geral é baseada principalmente
em caracteres merísticos, medidas relativas e expressões qualitativas da forma do corpo
(Rouse & Pleijel, 2001). Muitas vezes, a forma depende da interpretação do
pesquisador, apesar de poder ser formalmente descrita através de funções matemáticas
(Stevens, 1991). Tais funções, obtidas por análises quantitativas de caracteres
morfométricos e merísticos, permitiram discriminar as populações de Branchiomma
estudadas.
Fatores genéticos, ambientais e casuais podem influenciar no desenvolvimento
de um organismo (Scheiner, 1993). Sendo assim, é esperado, para espécies de
organismos sésseis, que os espécimes provenientes de uma mesma localidade sejam
mais parecidos entre si do que com espécimes de outras localidades. Além de serem
133
Discussão
mais semelhantes geneticamente, já que possuem um maior grau de parentesco devido
ao endocruzamento, também estão sujeitos às mesmas condições ambientais, fazendo
com que os caracteres plásticos recebam os mesmos estímulos. Desta forma, pode-se
explicar as semelhanças morfométricas observadas entre as populações de PAN e ITA e
entre URA e SAN.
Como os resultados obtidos das análises dos caracteres morfométricos e
merísticos corroboram a divisão prévia em morfotipos, os caracteres significativos serão
discutidos apenas em relação à separação entre morfotipos, pois esses são os caracteres
que efetivamente poderão ser utilizados nas diagnoses das espécies de Branchiomma.
Dos caracteres morfométricos analisados, 12 foram significativos para a
discriminação entre os cinco morfotipos, gerando, então, novos caracteres para serem
utilizados na taxonomia do grupo. Esses caracteres podem ser divididos em quatro
grupos: um grupo formado por medidas de comprimento dos radíolos, significativo para
os radíolos mais ventrais; um grupo formado por medidas de comprimento das pínulas,
de todos os radíolos; um grupo formado pelas medidas de comprimento dos estilódios,
apenas dos estilódios mais apicais do quinto radíolo mais dorsal e dos estilódios
medianos do radíolo mediano; e um grupo formado pela medida do comprimento do
setígero 1.
Dos caracteres merísticos analisados, 11 foram significativos para a separação
entre os morfotipos. Entretanto, não foram tão eficientes para a discriminação entre os
morfotipos quanto os caracteres merísticos. Ainda assim, são caracteres extremamente
úteis para serem utilizados na taxonomia do grupo. Desses caracteres, o número de
radíolos já era anteriormente utilizado como caráter diagnóstico (Knight-Jones, 1983,
1994; Tovar-Hernández & Knight-Jones, 2006) e foi confirmado pelo presente estudo.
Os demais 10 caracteres são novos para a sistemática do grupo, sendo eles: o número
134
Discussão
de estilódios presentes no primeiro e no quinto radíolo mais dorsal, o número de
radíolos com estilódios, o número de olhos presentes nos radíolos (primeiro e quinto
radíolos mais dorsais e radíolo mediano), o número de radíolos com olhos e o número
de uncini nos setígeros abdominais (setígeros 9, 20 e 50).
Esses caracteres são interessantes, pois além de serem novos caracteres
diagnósticos, também são provenientes de diferentes partes do animal. Por exemplo, o
comprimento das pínulas e dos estilódios está relacionado à coroa radiolar, enquanto o
número de uncini dos setígeros abdominais está relacionado à parte posterior do animal.
Isso é particularmente importante para o estudo em poliquetas já que, muitas vezes, é
difícil obter espécimes completos para análise morfológica (Giangrande, 1989). Dessa
forma, mesmo que uma parte do animal seja perdida, ainda seria possível fazer uma
diagnose precisa.
As análises morfométricas se mostraram eficientes tanto para a definição dos
morfotipos quanto para a escolha de novos caracteres para a taxonomia do gênero
Branchiomma, sendo uma ferramenta bastante útil para ser utilizada em futuros estudos
taxonômicos de sabelídeos e provavelmente outros poliquetas.
3. Sistemática molecular
A grande divergência encontrada entre as populações do Panamá (PAN) e do
Rio de Janeiro, costa sudeste do Brasil (URA) (15,6% de distância p), não pode ser
atribuída apenas à distância geográfica entre populações de uma única espécie.
Divergências moleculares de COI dessa magnitude são comuns em espécies diferentes
de um mesmo gênero em anelídeos poliquetas (Jolly et al., 2005), justificando a
135
Discussão
separação de ambas as populações em duas espécies distintas, já que tal divergência
seria incompatível com populações de uma mesma espécie.
Essa grande divergência molecular se reflete nos resultados obtidos nas análises
morfológica e morfométrica que apontaram essas duas populações como os morfotipos
mais distintos entre os estudados. Desta forma, a sistemática molecular corroborou os
padrões observados, mostrando-se útil na delimitação de espécies (Avise, 2004). Além
disso, permitiu evidenciar que a divergência morfológica dos caracteres observados não
era fruto de plasticidade fenotípica e que, portanto, B. nigromaculatum não é a única
espécie encontrada na costa brasileira.
4. O complexo de espécies
A partir dos resultados obtidos pôde-se comprovar que, para a costa brasileira,
existem, pelo menos, cinco espécies de Branchiomma, ou seja, Branchiomma
nigromaculatum forma um complexo de espécies na costa brasileira, assim como Tovar-
Hernández & Knight-Jones (2006) haviam observado para a região do Caribe. Esse
complexo de espécies foi dividido em cinco espécies: B. nigromaculatum, que é
encontrada tanto no Panamá (Caribe) como em Salvador, costa nordeste do Brasil; B.
luctuosum, que foi encontrada nos municípios de Arraial do Cabo, Mangaratiba e Rio de
Janeiro, no Estado do Rio de Janeiro e também no município de Santos, no Estado de
São Paulo, ambos Estados na costa sudeste do Brasil; B. patriota, que foi encontrada
apenas na região de Ubatuba, Estado de São Paulo, e duas espécies novas para a ciência,
Branchiomma sp. nov. 1 e Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no
Arquipélago de Abrolhos, no Estado da Bahia e em Guarapari, Estado do Espírito
Santo, e a segunda ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo. Sendo
136
Discussão
assim, é possível que B. nigromaculatum também constitua um complexo de espécies
em várias outras localidades onde tal espécie já foi referida, como o Pacífico e o Índico,
por exemplo.
A semelhança morfológica e morfométrica encontrada entre as populações do
Panamá e de Salvador, no Estado da Bahia, costa nordeste do Brasil (ITA), confirma a
presença de B. nigromaculatum na costa brasileira, corroborando a hipótese
biogeográfica de que exista uma única província zoogeográfica no Atlântico oeste, a
Província Caribenha (Ekman, 1953; Briggs, 1974). Outros estudos corroboram tal
resultado a partir de dados moleculares, como por exemplo Lazoski et al. (2001) em um
estudo com uma espécie de esponja. Entretanto, alguns estudos não confirmam essa
província, como por exemplo, estudos com peixes recifais (Gilbert, 1972), lagostas
(Sarver et al., 1998) e ouriços (Lessios et al., 2003).
Essa descontinuidade observada em alguns trabalhos tem sido explicada pela
presença do Rio Amazonas, que estaria agindo como uma barreira biogeográfica
(Lessios et al., 2003; Rocha, 2003). Esse corpo de água descarrega uma grande
quantidade de sedimento e de água doce. A influência da água doce pode ser notada por
até 30 metros de profundidade por mais de 500 Km no Oceano Atlântico (Lentz, 1995),
com a água salgada sendo mantida abaixo dela (Curtin & Legeckis, 1986).
A presença do Rio Amazonas parece, no entanto, não constituir uma barreira
biogeográfica para essa espécie, corroborando a hipótese da existência de uma província
Caribenha no Atlântico ocidental. Não obstante, estudos genéticos entre as populações
do Caribe e do Brasil seriam extremamente interessantes para se poder quantificar o
fluxo gênico e o número de migrantes entre tais populações e se chegar a conclusões
mais definitivas.
137
Discussão
Outra espécie que apresenta uma ampla distribuição é B. luctuosum. Esta espécie
foi primeiramente referida para o Mar Vermelho por Grube (1870) e posteriormente
referida para o Mar Mediterrâneo (Knight-Jones et al., 1991; Licciano et al., 2002).
Apesar de possuir um período larval de apenas três dias (Licciano et al., 2002), essa
espécie é conhecida por sua habilidade de invadir novas áreas e competir com espécies
nativas. Muito provavelmente, os espécimes são transportados por navios. Essa espécie
coloniza ambientes instáveis onde o tamanho populacional varia drasticamente ao longo
do tempo e o curto período larval permite que se forme uma nova população
rapidamente (Licciano et al., 2002). Dessa forma, essa espécie é considerada uma
colonizadora primária que pode atingir altas densidades.
A hipótese mais provável para a observação de B. luctuosum na costa brasileira é
de que esta seja uma espécie invasora, que está atualmente colonizando áreas onde antes
não era encontrada como, por exemplo, Angra dos Reis, no Estado do Rio de Janeiro
(
1
Junqueira, comunicação pessoal) e áreas portuárias na Argentina (
2
Diez, comunicação
pessoal). É importante ressaltar que tanto as áreas em que essa espécie foi encontrada
neste estudo, como as outras áreas citadas acima, estão localizadas em regiões de
intensa atividade portuária (costa sudeste do Brasil), o que sugere que essa espécie
possa estar sendo transportada em cascos de embarcações de grande porte (navios), já
que são espécies sésseis, componentes de bioincrustação.
A grande divergência molecular observada entre os morfotipos do Panamá e do
Rio de Janeiro é então corroborada por se tratarem de duas espécies distintas, no caso,
B. nigromaculatum e B. luctuosum.
1
Andréa Junqueira – Depto de Biologia Marinha – Instituto de Biologia – UFRJ
2
María Emilia Diez – Universidad Nacional de la Patagonia San Juan Bosco – Puerto Madryn -
Argentina
138
Discussão
A grande diversidade de morfotipos encontrada na costa brasileira reflete a
grande variedade ambiental da mesma, tanto quanto à geomorfologia de fundo, como
quanto às condições hidrodinâmicas, predominando massas de água mais quentes na
costa leste e nordeste, influenciadas pela Corrente do Brasil (Evans et al., 1985) e uma
oscilação e mistura de massas de água quentes e frias na costa sul (Castro-Filho et al.,
1987; Lana et al., 1996). Essa variabilidade da costa sul, devido à interação entre três
massas de água: Água Central do Atlântico Sul, Água Costeira e Água Tropical (Castro-
Filho et al., 1987) pode levar à maior complexidade ambiental dessa região, onde foram
encontradas três das cinco espécies referidas neste estudo.
139
VI. Conclusões
Conclusões
1. A espécie Branchiomma nigromaculatum, que era referida como a única espécie de
Branchiomma da costa brasileira, representa, na realidade um complexo de espécies,
sendo a hipótese nula deste trabalho refutada. Existem, pelo menos, cinco espécies
desse complexo na costa brasileira: B. nigromaculatum, que é encontrada tanto no
Panamá (Caribe) como em Salvador, no Estado da Bahia; B. luctuosum, que é
encontrada nos municípios de Arraial do Cabo, Mangaratiba e Rio de Janeiro, no
Estado do Rio de Janeiro e também no município de Santos, no Estado de São
Paulo; B. patriota, que foi encontrada apenas na região de Ubatuba, Estado de São
Paulo; e duas espécies novas para a ciência, Branchiomma sp. nov. 1 e
Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no Arquipélago de Abrolhos, no
Estado da Bahia e em Guarapari, no Estado do Espírito Santo, e a segunda
ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo.
2. Foi levantado um total de 26 novos caracteres para serem utilizados na taxonomia
do grupo: dois caracteres de morfologia externa, dois de morfologia interna e 22
caracteres de forma, sendo 12 morfométricos e 10 merísticos.
3. Para Branchiomma, as melhores metodologias a serem utilizadas com o objetivo de
preservar a forma dos espécimes são a anestesia prévia por água doce (FW) e os
procedimentos de fixação direta por etanol (AE e ET). Entretanto, a água doce
impossibilita futuros estudos taxonômicos dos espécimes. Os caracteres que não
sofrem deformação quando submetidos a diferentes procedimentos de anestesia e
fixação são o comprimento do setígero 1 e do pigídio.
140
Conclusões
4. As populações do Panamá (PAN) e do Rio de Janeiro, Estado do Rio de Janeiro
(URA) apresentam uma divergência molecular encontrada em diferentes espécies e
não em populações de uma mesma espécie. Sendo a espécie de PAN B.
nigromaculatum, enquanto a espécie de URA é B. luctuosum.
5. Duas novas espécies de Branchiomma foram encontradas e descritas: Branchiomma
sp. nov. 1 e Branchiomma sp. nov. 2, a primeira ocorrendo no Arquipélago de
Abrolhos, no Estado da Bahia, e em Guarapari, Estado do Espírito Santo, e a
segunda ocorrendo apenas em São Sebastião, Estado de São Paulo.
141
VII. Referências
bibliográficas
Referências bibliográficas
Amaral, A. C. Z. 1980. Anelídeos poliquetos do infralitoral em duas enseadas da região
de Ubatuba. II. Aspectos ecológicos. Boletim do Instituto Oceanográfico, 29 (1):
69-87.
Amaral, A. C. Z.; Denadai, M. R.; Turra, A. & Rizzo, A. E. 2003. Intertidal macrofauna
in Brazilian subtropical tide-dominate sandy beaches. Journal of Coastal
Research, 35: 446-455.
Amaral, A.
C. Z. & Nallin, S. A. H. 2004. Catálogo das espécies dos Annelida
Polychaeta da Costa Brasileira, 20 pp. Available from:
http://www.ib.unicamp.br/pesquisa/projetos/biota/bentos_marinho/prod_cien/tex
to_poli.pdf (último acesso em 3 de agosto de 2006).
Amaral, A. C. Z. & Nonato, E. F. 1987. Manual de técnicas para a preparação de
coleções zoológicas. 15. Annelida (Polychaeta). Curitiba: Sociedade Brasileira
de Zoologia. 23 pp.
Augener, H. 1927. Polychaeten von Curaçao. Bijdragen tot de Dierkunde, 25: 39-82.
Avise, J. C. 2004. Molecular markers, natural history and evolution. 2
nd
Ed.
Massachusetts: Sinaeur Associates. 684pp.
Baird, W. 1865. On new tubiculous annelids, in the collection of the British Museum.
Part 2. Journal of the Linnean Society of London, 8: 157-160.
Ballard, J. W. O. & Withlock, M. C. 2004. The incomplete natural history of
mitochondria. Molecular Ecology, 13: 729-744.
Bancroft, J. D. & Stevens, A. 1996. Theory and practice of histological techniques. 4
th
Ed. New York: Churchill Livingstone. 766pp.
Banse, K. 1972. Redescription of some species of Chone Kröyer and Euchone
Malmgren, and three new species (Sabellidae, Polychaeta). Fishery Bulletin, 70
(2): 459-495.
142
Referências bibliográficas
Barroso, R. 2005. Avaliação do cosmopolitismo do verme-de-fogo Eurythoe complanata
(Pallas, 1766) (Annelida: Polychaeta: Amphinomidae) através de abordagens
morfológicas e moleculares. Dissertação de Mestrado. Museu Nacional –
Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro. viii + 54 pp.
Becerra, J. M. & Valdecasas, A. G. 2004. Landmark superimposition for taxonomic
identification. Biological Journal of the Linnean Society, 81: 267-274.
Berrill, N. J. 1977. Functional morphology and development of segmental inversion in
sabellid polychaetes. Biological Bulletin, 153 (3): 453-467.
Blake, J.A. 1997. Introduction to the Polychaeta. In Taxonomic atlas of the benthic
fauna of the Santa Maria Basin and western Santa Barbara Channel. The
Annelida Part 2 – Oligochaeta and Polychaeta: Phyllodocida (Phyllodocidae to
Paralacydoniidae) (ed. J.A. Blake, B. Hilbig and P.H. Scott). Santa Barbara:
Santa Barbara Museum of Natural History. Pp. 37-108.
Bleidorn, C.; Podsiadlowski, L. & Bartolomaeus, T. 2006. The complete mitochondrial
genome of the orbiniid polychaete Orbinia latreillii (Annelida, Orbiniidae) – A
novel gene order for Annelida and implications for annelid phylogeny. Gene,
370: 96-103.
Bonar, D. B. 1972. Feeding and tube construction in Chone mollis Bush (Polychaeta,
Sabellidae). Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 9: 1-18.
Bookstein, F. L. 1982. Foundations of Morphometrics. Annual Review of Ecology and
Systematics, 13: 451-470.
Boore, J. L. 1999. Animal mitochondrial genomes. Nucleid Acids Research, 27 (8):
1767-1780.
Boore, J. L. 2001. Complete mitochondrial genome sequence of the polychaete annelid
Platynereis dumerilii. Molecular Biology and Evolution, 18 (7): 1413-1416.
143
Referências bibliográficas
Briggs, J. C. 1974. Marine zoogeography. London: McGraw-Hill. 475 pp.
Capa, M. & López, E. 2004. Sabellidae (Annelida: Polychaeta) living in blocks of dead
coral in the Coiba National Park, Panamá. Journal of the Biological Association
of the United Kingdom, 84: 63-72.
Castro-Filho, B. M.; Miranda, L. B. & Miyao, S. Y. 1987. Condições hidrográficas na
plataforma continental ao largo de Ubatuba: variações sazonais e em média
escala. Boletim do Instituto Oceanográfico, 35 (2): 135-151.
Coggon, D.; Harris, E. C.; Poole, J. & Palmer, K. T. 2003. Extended follow-up of a
cohort of British workers exposed to formaldehyde. Journal of the National
Cancer Institute, 95: 1608-1615.
Curtin, T. B. & Legeckis, R. V. 1986. Physical observations in the plume region of the
Amazon river during peak discharge – II. Water masses. Continental Shelf
Research, 6: 31-51.
Dabrowski, K. & Bardega, R. 1982. The changes of a fish larvae dimension due to
fixation in different preservatives. Zoologische Jahrbücher. Abteilung für
Anatomie und Ontogenie der Tiere, 108: 509-516.
Dahlgren, T. G.; Lundberg, J.; Pleijel, F. & Sundberg, P. 2000. Morphological and
molecular evidence of the phylogeny of Nereidiform polychaetes (Annelida).
Journal of Zoological Systematics & Evolutionary Research, 38: 249-253.
Dales, R. P. 1957. The feeding mechanism and structure of the gut of Owenia fusiformis
delle Chiaje. Journal of the Marine Biological Association of the United
Kingdom, 36: 81-89.
Day, J. H. 1955. The Polychaeta of South Africa, 3. Sedentary species from Cape shores
and estuaries. Journal of the Linnean Society of London, 42: 407-452.
144
Referências bibliográficas
Day, J. H. 1967. A monograph on the Polychaeta of Southern Africa. Part 2. Sedentaria.
Trustes of the British Museum of Natural History, 656: 459- 878.
Day, J. H. 1973. New Polychaeta from Beaufort, with a key to all species recorded from
North Carolina. In: National Oceanographic and Atmospheric Administration
Technical Report NMFS CIRC 375. 140 pp.
Debuse, V. J.; Addison, J. T. & Reynolds, J. D. 2001. Morphometric variability in UK
populations of the European lobster. Journal of the Marine Biological
Association of the United Kingdom, 81: 469-474.
Dessauer, H. C.; Cole, C. J. & Hafner, M. S. 1996. Collection and storage of tissues. In:
Molecular Systematics (Ed. D.M. Hillis, C. Moritz & B.K. Mable), 2
nd
Edn.
Sunderland: Sinauer Associates. Pp. 29-47.
Dragesco-Kernéis, A. 1980. Taches oculaires segmentaires chez Dasychone (Annélides
Polychètes) étude ultrastructurale. Cahiers de Biologie Marine, 21: 287-302.
Duarte, L. F. L. & Nalesso, R. C. 1996. The sponge Zygomycale parishii (Bowerbank)
and its endobiotic fauna. Estuarine, Coastal and Shelf Science, 42: 139-151.
Ekman, S. 1953. Zoogeography of the sea. London: Sidwick & Jackson. 717pp.
Evans, D. L.; Signorini, L. & Miranda, B. 1985. A note on the transport off the
Brazilian current. Journal of Physical Oceanography, 13: 1732-1738.
Fauchald, K. 1977. The Polychaete worms. Definitions and keys to the orders, families
and genera. Natural History Museum of Los Angeles County. Science Series, 28:
1-188.
Fauchald, K. 1991. A morphometric study of eunicid polychaetes from Belize, Western
Caribbean Sea. Ophelia, 5: 47-53.
Fauchald, K. & Jumars, P. A. 1979. The diet of worms: a study of polychaetes feeding
guilds. Oceanography and Marine Biology: An annual review, 17: 193-284.
145
Referências bibliográficas
Fitzhugh, K. 1989. A systematic revision of the Sabellidae-Caobangiidae-Sabellongidae
complex (Annelida: Polychaeta). Bulletin of the American Museum of Natural
History, 192: 1-104.
Fitzhugh, K. 1991. Further revisions of the Sabellidae subfamilies and cladistic
relationships among the Fabriciinae (Annelida: Polychaeta). Zoological Journal
of the Linnean Society, 102: 305-332.
Fitzhugh, K. & Rouse, G. W. 1999. A remarkable new genus and species of fan worm
(Polychaeta: Sabellidae: Sabellinae) associated with marine gastropods.
Invertebrate Biology, 118 (4): 357-390.
Fitzsimons, G. 1965. Feeding and tube building in Sabellastarte magnifica (Shaw)
(Sabellidae: Polychaeta). Bulletin of Marine Science, 15: 642-671.
Folmer, O.; Black, M.; Hoeh, W.; Lutz, R. & Vrijenhoek, R. 1994. DNA primers for
amplifications of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse
metazoan invertebrates. Molecular Marine Biology and Biothechnology, 3 (5):
294-299.
Fowler, G. M. & Smith, S. J. 1983. Length changes in silver hake (Merluccius
bilinearis) larvae: effects of formalin, ethanol, and freezing. Canadian Journal
of Fisheries and Aquatic Sciences, 40: 866-870.
Gaffney, P. M. 1973. Setal variation in Halosydna brevisetosa, a polynoid polychaete.
Systematic Zoology, 22: 171-175.
Gaino, E.; Manconi, R. & Pronzato, R. 1995. Organizational plasticity as a successful
conservative tactics in sponges. Animal Biology, 4: 204-210.
Gardiner, S. L. 1992. Polychaeta: general organization, integument, musculature,
coelom, and vascular system. In: Microscopic anatomy of invertebrates (Ed.
F.W. Harrison). New York: Wiley-Liss Inc. Pp. 19-52.
146
Referências bibliográficas
Gershwin, L. 2002. Curating Medusae. Eletronic internet document available at
http://www.medusozoa.com/curating.html. (último acesso em 12 de maio de
2005).
Giangrande A. 1989. Observations on recruitment and growth of Eunice harassii
Audouin e Milne Edwards (Polychaeta, Eunicidae) in the Mediterranean Sea.
Vie et Milieu, 39: 135-141.
Gilbert, C. R. 1972. Characteristics of the Western Atlantic apogonid fish Apogon
americanus, with remarks on other Brazilian species. Copeia, 1977: 25-32.
Giorgini, M. & Baldanza, F. 2004. Species status of two populations of Eucarsia sophia
(Girault & Dodd) (Hymenoptera: Aphelinidae) native to different geographic
areas. Biological control, 30: 25-35.
Gitirana, L. B. 2004. Histologia. Conceitos básicos dos Tecidos. São Paulo: Editora
Atheneu. 172 pp.
Grube, E. 1870. Beschreibungen neuer oder weniger bekannter von Hrn. Ehrenberg
gesalmmelter Anneliden des rothen Meeres. Monatsberichte der Akademie
Wissenschaften zu Berlin, 1869: 484-521.
Gustus, R.M. 1972. A species of the genus Eunice (Polychaeta) from the Pacific
Northwest coast. Northwest Science, 46: 256-269.
Hartman, O. 1959. Catalogue of the polychaetous annelids of the world. Allan Hancock
Foundation Publications, Occasional Paper, 23: 1-628.
Hartmann-Schröder, G. 1991. Teil 16. Die Polychaeten der subtropisch-tropischen bis
tropischen Ostküste Australiens zwischen Maclean (New South Wales) und
Gladstone (Queensland) sowie von Heron Island (Groβes Barriere-Riff). In:
Hartmann-Schröder, G. & Hartmann, G. Zur Kenntnis des Eulitorals der
australischen Küsten unter besondererBerücksichtigung der Polychaeten und
147
Referências bibliográficas
Ostracoden. Mitteilungen aus dem Hamburgischen Zoologischen uns Institut,
88: 17-71.
Hausen, H. 2005. Comparative structure if the epidermis in polychaetes (Annelida).
Hydrobiologia, 535/536: 25-35.
Hedrick, P.W. 2000. Genetics of populations. 2
nd
Ed. Sudbury: Jones and Bartlett. 760
pp.
Hillis, D.M., Moritz, C. & Mable, B.K. 1996. Molecular systematics. 2
nd
Ed.
Massachusetts: Sinaeur Associates. 655 pp.
Hopwood, D. 1996. Fixation and fixatives. In Theory and practice of histological
techniques (Ed. J.D. Bancroft & A. Stevens). New York: Churchill Livingstone.
Pp. 23-46.
Howe, J.C. 2002. Standard length: not quite so standard. Fisheries Research, 56: 1-7.
Humphries, J. M.; Bookstein, F. L.; Chernoff, B.; Smith, G. R.; Elder, R. L. & Poss, S.
G. 1981. Multivariate discrimination by shape in relation to size. Systematic
Zoology, 30: 291-308.
Hutchings, P. & Murray, A. 1984. Taxonomy of polychaetes from the Hawkesbury
River and the Southern estuaries of New South Wales, Australia. Records of the
Australian Museum, 3: 1-118.
Internacional Comission on Zoological Nomenclature, 1999. International Code of
Zoological Nomenclature. London: The international Trust for Zoological
Nomenclature. 306 pp.
Jennings, R. M. & Halanych, K. M. 2005. Mitochondrial genomes of Clymenella
torquata (Maldanidae) and Riftia pachyptila (Siboglinidae): Evidence for
conserved gene order in Annelida. Molecular Biology and Evolution, 22 (2):
210-222.
148
Referências bibliográficas
Johansson, K. E. 1927. Beiträge zur Kenntnis der Polychaeten Familien Hermellidae,
Sabellidae und Serpulidae. Zoologiska Bidrag från Upsala, 11: 1-184.
Johnson, M. S. & Black, R. 1999. Nodilitorina nodosa (Gray, 1839) is a plastic
morphotype of Nodilitorina australis (Gray, 1826). Journal of Molluscan
studies, 65: 111-119.
Jolly, M. T.; Jollivet, D.; Gentil, F.; Thiébaut, E. & Viard, F. 2005. Sharp genetic break
between Atlantic and English Channel populations of the polychaete Pectinaria
koreni, along the North coast of France. Heredity, 94: 23-32.
Jordaens, K.; Van Dongen, S.; Van Riel, P.; Geenen, S.; Verhagen, R. & Backelijau, T.
2002. Multivariate morphometrics of soft body parts in terrestrial slugs:
comparison between two datasets, error assessment and taxonomic implications.
Biological Journal of the Linnean Society 75: 533-542.
Klautau, M.; Solé-Cava, A. & Borojevic, R. 1994. Biochemical systematics of sibling
sympatric species of Clathrina (Porifera, Calcarea). Biochemical Systematics
and Ecology, 22: 367-375.
Klautau, M.; Russo, C. A. M.; Lazoski, C.; Boury-Esnault, N.; Thorpe, J. P. & Solé-
Cava, A. M. 1999. Does cosmopolitanism result from overconservative
systematics? A case study using the marine sponge Chondrilla nucula.
Evolution, 53 (5): 1414-1422.
Knight-Jones, P. 1981. Behaviour, setal inversion and phylogeny of Sabellida
(Polychaeta). Zoologica Scripta, 10: 183-202.
Knight-Jones, P. 1983. Contributions to the taxonomy of Sabellidae (Polychaeta).
Zoological Journal of the Linnean Society, 79: 245-295.
Knight-Jones, P. 1994. Two new species of Branchiomma (Sabellidae) with
redescriptions of closely related species and comments on Pseudobranchiomma
149
Referências bibliográficas
and Sabellastarte. In: Actes de la 4éme Conference Internationale des
Polychétes. Dauvin, C, Laubier, L & Reish, DJ (Eds.). Mémoires du Muséum
Nationale d’Histoire Naturelle, 162: 191-198.
Knight-Jones, P. 1997. Two new species of Megalomma (Sabellidae) from Sinai and
New Zealand with redescriptions of some types and a new genus. Bulletin of
Marine Science, 60: 313-323.
Knight-Jones, P.; Knight-Jones, E. W. & Ergen, Z. 1991. Sabelliform polychaetes
mostly from Turkey’s Aegean coast. Journal of Natural History, 25: 837-858.
Knight-Jones, P. & Perkins, T. H. 1998. A revision of Sabella, Bispira and Stylloma
(Polychaeta: Sabellidae). Zoological Journal of the Linnean Society, 123: 385-
467.
Knowlton, N. 1993. Sibling species in the sea. Annual Review of Ecology and
Systematics, 24: 189-216.
Knowlton, N. 2000. Molecular genetic analyses of species boundaries in the sea.
Hydrobiologia, 420: 73-90.
Koechlin, N. 1986. Sodium-dependence of amino acid transport by the nephridia of
Sabella pavonina (Annelida: Polychaeta). Comparative Biochemistry &
Physiology. Part A – Comparative Physiology, 83: 297-300.
Kölliker, H. 1858. Über Kopfkiemer mit Augen na den Kiemen (Branchiomma
dalyelli). Zeitschrift der wissenschaftliche Zoologie, 9: 356-541.
Krøyer, H. 1856. Bidrag til Kundsab om Sabellerne, isaer de nordiske. Kongelige
danske Videnskabernes Selskabs Forhandlinger: 1-36.
Kruse, G. H. & Dalley, E. L. 1990. Length changes in capelin, Mallotus villosus
(Müller), larvae due to preservation in formalin and anhydrous alcohol. Journal
of Fish Biology, 36: 619-621.
150
Referências bibliográficas
Kumar, S.; Tamura, K. & Nei, M. 2004. MEGA3: Integrated software for Molecular
Evolutionary Genetics Analysis and sequence alignment. Briefings in
Bioinformatics, 5: 150-163.
Lana, P. C.; Camargo, M. G.; Brogim, R. A. & Isaac, V. J. 1996. O bentos da costa
brasileira: avaliação crítica e levantamento bibliográfico (1858-1996). Rio de
Janeiro: Avaliação do Potencial Sustentável de Recursos Vivos na Zona
Econômica Exclusiva – REVIZEE. 432 pp.
Latreille, P. A. 1825. Familles naturelles du règne animal exposées succinctement et
dans um ordre analytique avec l’indication de leurs genres. Paris: J. B. Baillière.
570 pp.
Laudien, J.; Flint, N. S.; van der Bank, F. H. & Brey, T. 2003. Genetic and
morphological variation in four populations of the surf clam Donax serra
(Röding) from southern African sandy beaches. Biochemical Systematics and
Ecology, 31: 751-772.
Lazoski, C.; Solé-Cava, A. M.; Boury-Esnault, N.; Klautau, M. & Russo, C. A. M.
2001. Cryptic speciation in a high gene flow scenario in the oviparous marine
sponge Chondrosia reniformis. Marine Biology, 139: 421-429.
Lentz, S. J. 1995. The Amazon river plume during AMASS-EDS: subtidal current
variability and the importance of wind forcing. Journal of Goephysical
Research, 100: 2377-2390.
Lessios, H. A.; Kane, J. & Robertson, D. R. 2003. Phylogeography of the pantropical
sea urchin Tripneustes: contrasting patterns of population structure between
oceans. Evolution, 57 (9): 2026-2036.
Lestrel, P. E. 2000. Morphometrics for the life sciences. Singapore: World Scientific
Publishing Co. 261 pp.
151
Referências bibliográficas
Lewis, D. B. 1968. Feeding and tube-building in the Fabriciinae (Annelida, Polychaeta).
Proceedings of the Linnean Society of London, 179: 37-49.
Licciano, M.; Giangrande, A. & Gambi, M. C. 2002. Reproduction and simultaneous
hermaphroditism in Branchiomma luctuosum (Polychaeta, Sabellidae) from the
Mediterranean Sea. Invertebrate Biology, 121 (1): 55-65.
Lincoln, R.J. & Sheals, J.G. 1979. Invertebrate animals. Collection and preservation.
Cambridge: Cambridge University Press. 150 pp.
Lu, H. & Fauchald, K. 1998. Description of Eunice weintraubi and E. wui, two new
species of eunicid polychaetes from northern Gulf of Mexico. Proceedings of the
Biological Society of Washington, 111: 230-240.
Mackie, A. S. Y. 1984. On the identity and zoogeography of Prionospio cirrifera
Wiren, 1083 and Prionospio multibranchiata Berkely, 1927 (Polychaeta:
Spionidae). In: Proceeding of the First International Polychaete Conference,
Sydney, 1983. (Ed. P. A. Hutchings. Linnean Society of South Wales. Pp. 35-47.
Mapatuna, Y.; Gunasekera, M. B.; Ratnasooriya, W. D.; Goonesekere, N. C. W. &
Bates, P. J. J. 2002. Unravelling the taxonomic status of the genus Cynopterus
(Chiroptera: Pteropodidae) in Sri Lanka by multivariate morphometrics and
mitochondrial DNA sequence analysis. Mammalian Biology, 67: 321-337.
Marcus, L.F. 1990. Traditional morphometrics. In Proceedings of the Michigan
Morphometrics Workshop, the University of Michigan Museum of Zoology. (eds.
F.J. Rohlf & F.L. Bookstein). Pp. 77-122.
Martin, D. & Britayev, T. A. 1998. Symbiotic polychaetes: review of known species.
Oceanography and Marine Biology: an Annual Review, 36: 217-430.
152
Referências bibliográficas
Martin, D.; Britayev, T. A.; San Martín, G. & Gil, J. 2003. Inter-population variability
and character description in the sponge-associated Haplosyllis spongicola
complex (Polychaeta: Syllidae). Hydrobiologia, 496: 145-162.
Mastrodonato, M.; Lepore, E.; Gherardi, M.; Zizza, S.; Sciscioli, M. & Ferri, D. 2005.
Histochemical and ultrastructural analysis of the epidermal gland cells of
Branchiomma luctuosum (Polychaeta, Sabellidae). Invertebrate Biology, 124
(4): 303-309.
McIntosh, W. C. 1885. Report on the Annelida Polychaeta collected by H. M. S.
Challenger during the years 1873-76. In: Murray, John. Report of the scientific
results of the voyage of the H. M. S. Challenger London Zoology, 12: 1-554.
Merz, R. A. 1984. Self-generated versus environmentally produced feeding current: a
comparison for the sabellid Eudystilia vancouveri. Biological Bulletin, Marine
Biological Laboratory Woods Hole, 167: 200-209.
Monteiro, F. A.; Solé-Cava, A. M. & Thorpe, J. P. 1997. Extensive genetic divergence
between populations of the common intertidal sea anemone Actinia equina from
Britain, the Mediterranean and the Cape Verde Islands. Marine Biology, 129:
425-433.
Monteiro, L. R. & Reis, S. F. 1999. Princípios de morfometria geométrica. Ribeirão
Preto: Holos Editora. 188 pp.
Nei, M. & Kumar S. 2000. Molecular evolution and phylogenetics. Oxford: Oxford
University Press. 333 pp.
Nicol, E. A. T. 1930. The feedind mechanism, formation of the tube and phisiology of
digestion in Sabella pavonina. Transactions of the Royal Society of Edinburgh,
56: 537-598.
153
Referências bibliográficas
Nielsen, C. 2003. Defining phyla: morphological and molecular clues to metazoan
evolution. Evolution & Development, 5 (4): 386-393.
Nilsson, D. E. 1994. Eyes as optical alarm in fan worms and arm clams. Philosophical
Transactions of the Royal Society of London, Series B, 346: 195-212.
Nogueira, J. M. M.; Rossi, M. C. S. & López, E. Intertidal species of Branchiomma
Kölliker and Pseudobranchiomma Jonas (Polychaeta: Sabellidae: Sabellinae)
occuring on rocky shores along the State of São Paulo, Southeastern Brazil.
Zoological Studies, no prelo.
O’Reilly, K. M. & Horn, M. H. 2004. Phenotypic variation among populations of
Athetinops affinis (Atherinopsidae) with insights from a geometric
morphometric analysis. Journal of Fish Biology, 64: 1117-1135.
Orrhage, L. 1980. On the structure and homologues of the anterior end of the polychaete
families Sabellidae and Serpulidae. Zoomorphologie, 96: 113-168.
Palacio, F. J. 1982. Revisión zoogeográfica marina del sur del Brasil. Boletim do
Instituto Oceanográfico, 31 (1): 69-92.
Perkins, T. H. 1984. Revision of Demonax Kinberg, Hypsicomus Grube, and Notaulax
Tauber, with a review of Megalomma Johansson from Florida (Polychaeta:
Sabellidae). Proceedings of the Biological Society of Washington, 97 (2): 285-
368.
Pettibone, M. H. 1993. Scaled polychaetes (Polynoidae) associated with ophiuroids and
other invertebrates and review of species referred to Malmgrenia McIntosh and
replaced by Malmgeniella hartman, with descriptions of new taxa. Smithsonian
Contributions to Zoology, 538: 1-92.
154
Referências bibliográficas
Quiñonez-Velázquez, C. & Chaumillon, G. 1996. Shrinkage of haddock larvae
Melanogrammus aeglefinus Linnaeus (1758) preserved in ethanol. Ciencias
Marinas, 22: 1-8.
Reis, M. O.; Morgado, E. H.; Denadai, M. R. & Amaral, A. C. Z. 2000. Polychaete
zonation on sandy beaches of São Sebastião Island, São Paulo State, Brazil.
Revista Brasileira de Oceanografia, 48 (2): 107-117.
Richards, K. S. 1978. Epidermis and cuticule. In Physiology of Annelids (Ed. P.J. Mill).
New York: Academic Press. pp. 33-61.
Rioja, E. 1923. Estudio sistemático de las especies Ibéricas del suborden Sabelliformia.
Trabajos del Museo Nacional de Ciencias Naturales Serie Zoológica, 48: 1-144.
Rizzo, A. E. & Amaral, A. C. Z. 2000. Temporal variation of annelids in the intertidal
zone of beaches of the São Sebastião Channel, Southern Brazil. Journal of the
Marine Biological Association of the United Kingdom, 80: 1007-1017.
Rizzo, A. E. & Amaral, A. C. Z. 2001. Environmental variables and intertidal beach
annelids of São Sebastião Channel (State of São Paulo, Brazil). Revista de
Biología Tropical, 49 (3-4): 849-857.
Rocha, L. A. 2003. Patterns of distribution and processes of speciation in Brazilian reef
fishes. Journal of Biogeography, 30: 1161-1171.
Rocha, L. A.; Bass, A. L.; Robertson, R. & Bowen, B. W. 2002. Adult habitat
preferences, larval dispersal, and the comparative phylogeography of three
Atlantic surgeonfishes (Teleostei: Acanthuridae). Molecular Ecology, 11: 243-
252.
Rohlf, F. J. & Marcus, L. F. 1993. A revolution in morphometrics. Trends in Ecology
and Evolution, 8: 129-132.
155
Referências bibliográficas
Roskams, J. & Rodgers, L. 2002. Lab ref: a handbook of recipes, reagents, and other
reference tools for use at the bench. New York: Cold Spring Harbor Laboratory
Press. 272 pp.
Rouse, G. W. 2000. Family Sabellidae. In Beesley, PL, Ross, GJB & Glasby, CJ (Eds).
Polychaetes & Allies: The Southern Synthesis. Fauna of Australia. Vol. 4A
Polychaeta, Myzostomida, Pogonophora, Echiura, Sipuncula. Melbourne:
CSIRO Publishing. Pp. 180-184.
Rouse, G. W. & Fitzhugh, K. 1994. Broadcasting fables: is external fertilization really
primitive? Sex, size, and larvae in sabellid polychaetes. Zoologica Scripta, 23
(4): 271-312.
Rouse, G.W. & Pleijel, F. 2001. Polychaetes. New York: Oxford University Press Inc.
354 pp.
Rullier, F. & Amoureux, L. 1979. Annélides polychaètes. Annales de l’Institut
Oceanographique, 55: 145-206.
Sagnes, P. 1997. Potential artefacts in morphometric analyses of fish: effects of
formalin preservation on 0+ grayling. Journal of Fish Biology, 50: 910-914.
Salazar-Vallejo, S. I. 1997. Anfinómidos y eufrosínidos (Polychaeta) del Caribe
mexicano com claves para las especies reconocidas del Gran Caribe. Revista de
Biología Tropical, 44 (3): 379-390.
San Martín, G.; López, R. & Jiménez, M. 1994. Sabellidae (Polychaeta) de la I
Expedición Cubano Española a la Isla de la Juventud y Archipiélago de los
Canares (Cuba). Revista de Biología Tropical, 42 (3): 555-565.
Santos, M. A.; Santos, C. S. G. & Oliveira, C. M. M. 1994. Polychaeta in the estuary of
the Piauí River, Sergipe, Brazil. Mémoires du Museum National d’Histoire
Naturelle: 541-547.
156
Referências bibliográficas
Sarver, S. K.; Silbermen, J. D. & Walsh, P. J. 1998. Mitochondrial DNA sequence
evidence supporting the recognition of two subspecies of the Florida spiny
lobster Palinurus argus. Journal of Crustacean Biology, 18: 177-186.
Scheiner, S. M. 1993. Genetics and evolution of phenetopic plasticity. Annual Review of
Ecology and Systematics, 24: 35-68.
Schulze, A. 2006. Phylogeny and genetic diversity of palolo worms (Palola, Eunicidae)
from the tropical North Pacific and the Caribbean. The Biological Bulletin, 210:
25-37.
Sigvaldadóttir, E. & Mackie, A. S. Y. 1993. Prionospio teenstrupi, P. fallax and P.
dubia (Polychaeta: Spionidae): re-evaluation of identity and status. Sarsia, 78:
203-219.
Sims, B. 1991. Laboratory waste: our ‘duty of care’. Institute of Medical Laboratory
Sciences Gazette, 8: 416-420.
Smith, L. J.; Braylan, R. C.; Nutkis, J. E.; Edmundson, K. B.; Downing, J. R. &
Wakeland, E. K. 1987. Extraction of cellular DNA from human cells and tissues
fixed in ethanol. Analytical Biochemistry, 160: 135-138.
Smith, P. R. & Chia, F. 1985. Metamorphosis of the sabellariid polychaete Sabellaria
cementarium Moore: a histological analysis. Canadian Journal of Zoology, 63:
2852-2866.
Smith, R. S. 1991. Relationships within the Order Sabellida (Polychaeta). Ophelia, 5:
249-260.
Sokal, R. R. & Rohlf, F. J. 1995. Biometry: the principles and practice of statistics in
biological research, 3
rd
Ed. New York: W. H. Freeman and Company. 887 pp.
Solé-Cava, A. M.; Klautau, M.; Boury-Esnault, N.; Borojevic, R. & Thorpe, J.P. 1991.
Genetic evidence for cryptic speciation in allopatric populations of two
157
Referências bibliográficas
cosmopolitan species of the calcareous sponge genus Clathrina. Marine Biology
111: 381-386.
Solé-Cava, A. M.; Russo, C. A. M.; Araujo, M. E. & Thorpe, J. P. 1994. Cladistic and
phenetic analysis of allozym data of nine species of sea anemones of the family
Actiniidae (Cnidaria: Anthozoa). Biological Journal of the Linnean Society, 52:
225-239.
Stevens, P. F. 1991. Character states, morphological variation, and phylogenetic
analysis: a review. Systematic Botany, 16: 553-583.
Strauss, R. E. 1985. Static allometry and variation in body form in the South American
catfish genus Corydoras (Callichthyidae). Systematic Zoology, 34: 381-396.
Struck, T. H.; Westheide, W. & Purschke, G. 2002. Progenesis in Eunicida
(“Polychaeta”, Annelida) – separate evolutionary events? Evidence from
molecular data. Molecular Phylogenetics and Evolution, 25: 190-199.
Takizawa, K.; Fujita, Y.; Ogushi, Y. & Matsuno, S. 1994. Relative change in body
length and weight in several fish larvae due to formalin fixation and
preservation. Fisheries Science, 60: 355-359.
Thorpe, J. P. & Solé-Cava, A. M. 1994. The use of allozyme electrophoresis in
invertebrate systematics. Zoologica Scripta, 23: 3-18.
Tovar-Hernández, M. A. & Knight-Jones, P. 2006. Species of Branchiomma
(Polychaeta: Sabellidae) from the Caribbean sea and Pacific coast of Panama.
Zootaxa, 1189: 1-37.
Tovar-Hernández, M. A. & Sosa-Rodríguez, T. 2006. Redescription of Chone
infundibuliformis Krøyer, 1856 (Polychaeta: Sabellidae) and histology of the
branchial crown appendages, collar and glandular ridge. Zootaxa, 1115: 31-59.
158
Referências bibliográficas
Treadwell, A. L. 1901. The polychaetous annelids of Porto Rico. U. S. Fisheries Com.
Washington Bulletin, 20: 181-210.
Treadwell, A. L. 1924. Dasychonopsis arenosa, a new species of polychaetous annelids
from Porto Rico. American Museum Novitates, 107: 1-2.
Uebelacker, J. M. 1984. Family Sabellidae Latreille, 1825. In: Uebelacker, J.M. &
Johnson, P.G. (Eds.) Taxonomic guide to the polychaetes of the northern Gulf of
Mexico. Vol. 7. Alabama: Barry A. Vittor & Associates, Inc. Mobile. Pp. 54-1 –
54-43.
Wahlberg, N. & Nylin, S. 2003. Morphology versus molecules: resolution of the
positions of Nymphalis, Polygonia, and related genera (Lepidoptera:
Nymphalidae). Cladistics, 19: 213-223.
Westheide, W. & Schmidt, H. 2003. Cosmopolitan versus meiofaunal polychaete
species: an approach to a molecular taxonomy. Helgoland Marine Research, 57:
1-6.
Will, K. W. & Rubinoff, D. 2004. Myth of the molecule: DNA barcodes for species
cannot replace morphology for identification and classification. Cladistics, 20:
47-55.
Woodin, A. S. 1987. External morphology of the polychaeta: design constraints by life
habit? Bulletin of the Biological Society of Washington, 7: 295-309.
Zelditch, M. L.; Swiderski, D. L.; Sheets, H. D. & Fink, W. L. 2004. Geometric
morphometrics for biologists: a primer. San Diego, Elsevier Academic Press.
443 pp.
159
VIII. Glossário
Glossário
Cerda alongada, com limbo estreito (“elongated, narrowly hooded setae”) – Cerda
semelhante à cerda com limbo estreito, porém com uma haste mais longa e
limbo ligeiramente mais estreito.
Cerda com limbo estreito (“narrowly hooded setae”) – Cerda com limbo estreito
começando na parte basal que se estende até o ápice da cerda, sendo mais largo
na região basal e afilando gradualmente em direção ao ápice. Haste ligeiramente
recurvada.
Cerda em forma de espinho (“spinelike setae”) – Semelhante à cerda alongada, com
limbo estreito, entretanto, apresentando limbo mais estreito, como uma faca.
Cerda modificada, alongada com limbo estreito (“modified, elongated, narrowly
hooded setae”) – Cerda bastante afilada, com limbo muito alongado e estreito,
que se origina a partir do ponto em que a mesma emerge do tegumento,
ligeiramente mais largo na região basal e afilando gradualmente em direção ao
ápice.
Estilódios – Projeções que se originam na face externa dos radíolos.
Goteira fecal – Um sulco no tegumento composto por epitélio ciliado que liga o ânus
ao peristômio; possui uma posição dorsal no tórax e uma posição ventral no
abdôme. Está relacionada à remoção das fezes do tubo.
Membrana palmar – Extensão lateral de radíolos adjacentes que os une na base da
coroa radiolar, por extensão variável. A membrana é recoberta por um epitélio
colunar, com uma camada interna de tecido de sustentação do esqueleto radiolar.
Pínulas – Projeções ciliadas que se originam do eixo central do radíolo.
Radíolos – Projeções filiformes do prostômio, sulcadas longitudinalmente na face
interna, apresentando uma dupla fileira de pínulas, presentes na face interna do
radíolo. Podem apresentar esqueleto cartilaginoso interno. Também podem
160
Glossário
apresentar olhos compostos e estilódios na face externa.
Uncinus acicular – Uncinus que possui um manúbrio muito alongado e voltado para
baixo, levemente recurvado; com peito pouco desenvolvido. Possui uma crista
formada por fileiras de dentes secundários sobre o dente principal.
Uncinus avicular – Uncinus que possui manúbrio dobrado abaixo do dente principal,
adquirindo um formato de Z característico; o manúbrio pode ser longo ou
reduzido. Possui fileiras de dentes secundários, como uma crista, sobre o dente
principal.
161
IX. Anexos
Anexos
Anexo I: Medidas em mm das variáveis morfométricas utilizadas para o experimento de
anestesia e fixação em Branchiomma.
Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9
CO1 71,00 23,00 8,25 0,66 4,95 6,49 0,66 5,28 6,71 1,10 6,05 6,27 0,55 6,27 6,82
CO2 33,00 15,00 4,18 0,55 3,63 4,73 0,55 4,51 4,62 0,66 4,40 5,28 0,55 3,85 4,07
CO3 65,00 30,00 8,80 0,99 6,49 7,70 0,66 7,04 7,70 0,77 7,59 7,37 0,77 7,59 7,26
CO4 45,00 19,00 6,60 0,66 5,50 6,38 0,44 5,94 6,82 0,88 6,27 6,71 0,88 6,60 7,04
CO5 34,00 22,00 5,94 0,44 4,29 5,17 0,55 6,49 4,73 0,77 5,39 4,95 0,77 5,83 5,17
CO6 35,00 23,00 5,06 0,33 4,95 5,50 0,66 5,17 4,95 0,99 4,07 4,84 1,10 4,29 4,84
CO7 59,00 25,00 6,60 0,55 4,95 6,05 0,66 5,94 6,93 0,77 6,82 7,70 0,88 6,93 7,92
CO8 48,00 22,00 4,40 0,55 4,95 5,50 0,55 6,05 6,71 0,66 6,05 6,60 0,77 5,94 6,93
CO9 60,00 33,00 7,70 0,77 5,50 5,50 0,99 7,04 7,48 1,10 6,82 9,24 0,99 7,04 8,80
CO10 50,00 23,00 5,61 0,55 4,51 4,84 0,55 5,06 6,05 0,66 5,28 5,83 0,55 4,73 5,50
CO11 31,00 15,00 4,62 0,33 3,52 3,74 0,55 4,07 4,84 0,55 4,84 5,39 0,66 4,40 5,50
CO12 35,00 28,00 5,72 0,66 4,95 5,50 0,55 6,60 7,15 0,55 7,15 7,04 0,66 6,05 7,59
CO13 47,00 25,00 6,05 0,66 5,28 6,60 0,55 6,27 7,70 0,66 6,16 7,81 0,66 6,16 7,15
MC1 57,00 27,00 8,47 0,66 4,29 4,40 0,77 4,62 6,05 0,99 5,83 6,60 0,88 5,72 6,82
MC2 48,00 20,00 7,26 0,77 4,40 3,85 0,55 4,62 5,39 0,55 5,06 5,39 0,66 4,73 5,50
MC3 41,00 20,00 4,95 0,33 3,85 3,52 0,55 3,85 4,84 0,66 4,62 5,06 0,77 4,62 4,95
MC4 66,00 22,00 10,12 0,77 4,40 4,73 0,99 4,84 5,72 1,10 5,50 6,05 0,99 5,06 6,05
MC5 50,00 22,00 6,60 0,55 4,95 4,40 0,55 4,84 6,05 0,77 5,28 6,05 0,66 5,17 5,83
MC6 53,00 25,00 7,26 0,55 4,40 4,73 0,77 5,28 6,49 0,77 6,05 6,38 0,77 5,94 6,49
MC7 51,00 21,00 6,93 0,55 3,85 3,85 0,77 4,62 5,39 0,88 5,50 5,72 0,66 5,61 5,83
MC8 43,00 15,00 5,50 0,55 3,85 3,85 0,77 4,40 4,95 0,88 5,17 5,28 0,77 4,95 5,28
MC9 50,00 28,00 7,37 0,55 5,61 5,72 0,66 5,72 6,38 0,77 6,27 6,82 0,77 6,27 6,71
MC10 42,00 19,00 5,72 0,55 3,30 3,85 0,55 3,63 4,07 0,66 4,07 4,07 0,66 4,29 4,40
MC11 65,00 27,00 7,15 0,55 4,95 5,06 0,88 5,72 6,49 0,88 6,05 6,38 0,77 6,05 6,38
MC12 76,00 25,00 10,12 0,88 4,51 5,94 0,99 5,06 6,71 1,10 5,94 6,60 1,10 6,05 6,60
MC13 40,00 20,00 5,72 0,44 3,08 4,18 0,66 4,29 5,17 0,77 4,40 5,50 0,66 4,18 5,72
RE1 24,00 12,00 4,29 0,66 4,40 5,06 0,55 5,50 5,50 0,44 6,05 6,82 0,44 6,49 6,60
RE2 26,00 19,00 4,40 0,44 4,84 5,61 0,44 5,39 6,60 0,44 6,27 6,82 0,33 6,38 7,04
RE3 28,00 20,00 5,28 0,44 4,51 5,17 0,55 5,17 5,94 0,66 5,50 6,38 0,55 6,05 6,49
RE4 26,00 15,00 4,51 0,55 4,18 4,95 0,44 4,62 5,61 0,44 5,28 5,94 0,44 5,39 5,94
RE5 25,00 15,00 4,51 0,44 4,51 4,84 0,44 4,95 6,05 0,66 5,50 6,38 0,44 5,72 6,16
RE6 30,00 19,00 4,84 0,44 4,29 4,95 0,55 5,17 6,27 0,55 5,83 6,60 0,55 6,05 6,60
RE7 39,00 22,00 6,27 0,55 5,83 5,94 0,66 6,38 6,93 0,66 7,26 7,92 0,55 7,48 8,03
RE8 33,00 18,00 4,51 0,44 4,07 4,73 0,55 4,73 6,05 0,44 5,50 5,83 0,44 6,38 5,61
RE9 25,00 9,00 4,95 0,55 4,73 5,28 0,55 5,39 6,27 0,55 5,61 6,27 0,66 5,61 6,60
Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9
RE10 26,00 14,00 4,40 0,33 3,74 4,40 0,55 4,84 5,39 0,55 5,17 5,61 0,44 5,17 5,72
RE11 38,00 22,00 5,72 0,77 5,06 5,50 0,66 5,72 6,27 0,44 6,27 6,27 0,66 6,05 6,49
RE12 28,00 16,00 5,17 0,44 4,29 4,40 0,55 4,95 5,94 0,55 5,72 5,94 0,66 5,83 5,94
RE13 31,00 14,00 5,17 0,44 4,95 4,84 0,66 4,73 5,50 0,55 5,17 5,50 0,55 5,28 5,61
ME1 62,00 30,00 8,25 0,66 4,84 5,28 0,88 4,84 6,38 0,99 5,50 6,38 0,88 5,61 6,05
ME2 61,00 25,00 8,47 0,77 4,95 5,17 0,88 4,95 6,38 0,99 5,50 6,05 0,99 5,17 5,83
ME3 46,00 19,00 7,26 0,77 3,63 3,96 0,77 3,96 4,40 0,99 3,85 3,96 0,88 3,96 3,96
ME4 50,00 19,00 7,04 0,66 4,62 4,84 0,88 4,62 5,39 0,88 4,84 4,95 0,88 4,73 4,84
ME5 68,00 21,00 8,58 0,77 4,95 5,94 0,99 5,17 6,60 1,21 6,05 6,05 1,10 5,72 6,27
ME6 58,00 22,00 8,25 0,66 3,74 4,40 0,88 3,85 5,06 1,10 4,40 4,84 0,88 4,40 5,06
ME7 56,00 20,00 7,15 0,66 4,18 4,95 0,77 4,18 5,50 0,99 4,51 5,61 0,88 4,84 6,16
ME8 36,00 16,00 6,60 0,55 3,85 3,85 0,55 3,96 4,84 0,66 4,18 4,84 0,55 3,74 4,95
ME9 45,00 17,00 4,95 0,55 3,30 4,07 0,55 3,52 4,51 0,66 3,30 4,95 0,55 3,41 4,95
ME10 47,00 20,00 5,94 0,55 4,07 4,51 0,77 3,96 4,95 0,55 4,18 4,73 0,55 3,96 4,40
ME11 29,00 14,00 4,62 0,44 3,19 3,30 0,66 3,30 3,85 0,88 3,30 3,96 0,66 3,63 3,96
ME12 37,00 15,00 4,07 0,44 3,85 4,18 0,55 4,07 4,40 0,66 3,85 4,18 0,55 3,52 4,40
ME13 47,00 19,00 7,70 0,55 4,40 3,85 0,77 3,96 5,06 1,10 4,40 4,95 0,88 4,07 4,40
FW1 48,00 22,00 4,84 0,55 5,17 4,95 0,77 5,50 5,61 0,77 5,50 5,17 0,55 5,50 5,06
FW2 48,00 20,00 5,50 0,55 6,05 6,27 0,55 6,16 6,60 0,66 6,05 6,60 0,55 5,72 5,94
FW3 51,00 24,00 6,16 0,66 4,73 5,72 0,66 5,39 6,60 0,77 6,27 6,60 0,55 6,16 6,60
FW4 64,00 20,00 6,71 0,66 6,60 6,60 0,66 6,27 6,27 0,77 6,38 6,82 0,66 6,38 6,27
FW5 45,00 17,00 5,28 0,44 4,95 5,28 0,55 5,39 5,72 0,66 5,72 5,50 0,55 6,05 5,28
FW6 48,00 18,00 5,61 0,55 6,16 5,50 0,55 5,72 6,05 0,77 6,16 6,60 0,55 6,38 6,93
FW7 42,00 16,00 6,05 0,44 3,96 5,17 0,55 4,18 5,17 0,66 4,95 5,17 0,55 4,95 5,06
FW8 45,00 17,00 5,39 0,55 4,40 5,50 0,55 4,95 5,72 0,77 5,17 6,05 0,66 5,17 6,05
FW9 46,00 20,00 5,61 0,33 4,73 5,72 0,55 5,17 6,16 0,55 5,50 5,94 0,55 5,61 6,16
FW10 58,00 29,00 7,92 0,55 6,49 7,26 0,77 6,27 7,37 0,77 6,60 7,26 0,66 6,60 7,81
FW11 52,00 23,00 5,94 0,33 4,95 5,94 0,66 5,94 6,93 0,77 6,27 7,26 0,88 6,38 7,59
FW12 42,00 19,00 5,83 0,44 4,62 5,06 0,66 5,17 6,38 0,66 5,72 6,71 0,66 5,72 6,93
FW13 51,00 23,00 5,83 0,55 5,06 5,50 0,55 5,72 6,71 0,77 6,16 6,93 0,55 6,05 7,04
FO1 48,00 22,00 6,16 0,33 5,61 5,06 0,55 5,39 6,49 0,55 5,17 6,82 0,55 5,28 6,93
FO2 49,00 20,00 6,60 0,55 4,07 4,40 0,55 4,51 5,39 0,55 4,73 5,28 0,66 4,40 4,73
FO3 30,00 16,00 3,96 0,33 4,51 4,73 0,44 4,62 5,50 0,44 4,62 5,28 0,44 4,62 5,17
FO4 45,00 25,00 6,05 0,55 7,15 6,60 0,66 6,60 8,14 0,66 6,38 7,92 0,55 6,49 7,59
FO5 39,00 21,00 5,06 0,33 4,51 5,06 0,44 5,17 6,05 0,55 5,06 6,05 0,55 4,95 5,94
Espécimes CTT CCB CTO CS1 ES1 LS1 CS4 ES4 LS4 CS8 ES8 LS8 CS9 ES9 LS9
FO6 41,00 22,00 5,72 0,44 4,95 4,62 0,55 4,84 6,16 0,55 5,28 6,05 0,66 5,39 5,94
FO7 45,00 23,00 5,83 0,44 5,28 5,72 0,55 6,27 7,04 0,77 6,38 7,37 0,66 6,60 7,26
FO8 52,00 32,00 7,81 0,66 6,16 6,49 0,77 6,16 7,48 0,77 6,38 7,70 0,77 6,49 7,04
FO9 44,00 24,00 6,27 0,33 4,62 5,50 0,55 5,83 6,93 0,55 6,16 7,59 0,55 6,27 7,26
FO10 40,00 23,00 5,61 0,44 5,39 5,06 0,55 5,50 6,49 0,66 5,83 6,49 0,66 6,27 6,49
FO11 36,00 22,00 4,73 0,33 4,95 5,61 0,55 5,39 6,71 0,55 5,94 6,82 0,44 6,05 6,38
FO12 37,00 25,00 5,72 0,66 4,95 5,06 0,55 4,95 5,94 0,55 5,39 6,05 0,44 5,39 5,72
FO13 47,00 23,00 4,95 0,99 5,39 6,38 0,77 6,93 8,25 0,55 7,37 7,92 0,55 7,15 7,81
AE1 48,00 17,00 4,51 0,55 4,07 5,5 0,55 4,95 5,72 0,66 5,17 6,27 0,77 5,28 6,49
AE2 41,00 18,00 4,62 0,33 3,74 4,51 0,33 3,63 4,84 0,55 3,85 4,84 0,55 3,85 4,84
AE3 46,00 18,00 6,38 0,55 4,95 5,5 0,55 4,95 5,72 0,88 5,28 5,94 0,88 5,28 5,83
AE4 37,00 18,00 4,95 0,55 3,85 4,51 0,55 4,4 4,95 0,55 4,51 4,95 0,44 4,51 5,06
AE5 37,00 18,00 5,61 0,33 3,74 4,51 0,66 4,29 5,39 0,44 4,51 5,5 0,55 4,51 5,28
AE6 33,00 14,00 6,05 0,66 3,74 4,73 0,77 3,85 5,17 0,88 4,29 5,39 0,66 4,29 5,17
AE7 33,00 13,00 4,4 0,22 2,75 3,52 0,33 3,3 4,4 0,66 3,41 4,51 0,55 3,41 4,4
AE8 43,00 17,00 6,38 0,22 3,85 4,95 0,66 3,74 5,39 0,77 4,18 5,17 0,66 4,18 5,06
AE9 41,00 18,00 5,61 0,22 4,07 5,17 0,55 4,51 6,05 0,55 4,73 5,83 0,55 4,73 5,94
AE10 40,00 15,00 4,95 0,33 3,85 5,28 0,55 4,4 5,94 0,55 4,51 5,5 0,44 4,4 5,39
AE11 32,00 10,00 4,4 0,22 3,19 3,96 0,55 3,52 4,62 0,55 3,85 4,95 0,55 3,74 4,84
AE12 33,00 11,00 4,95 0,55 3,63 4,4 0,66 3,85 4,95 0,66 4,07 5,06 0,66 4,07 5,17
AE13 43,00 16,00 5,61 0,44 3,96 4,51 0,55 3,96 5,17 0,77 4,07 5,28 0,55 3,96 5,17
ET1 49,00 23,00 7,04 0,55 5,39 6,16 0,66 6,05 7,26 0,55 6,38 7,37 0,44 6,16 7,26
ET2 48,00 17,00 6,05 0,55 4,51 5,72 0,55 4,84 6,16 0,66 4,95 6,38 0,66 4,84 6,05
ET3 27,00 11,00 4,18 0,22 2,42 2,97 0,33 2,64 3,52 0,33 2,64 3,63 0,33 2,42 3,85
ET4 41,00 15,00 5,28 0,22 3,96 5,06 0,55 4,62 6,05 0,77 4,95 6,16 0,66 4,95 6,05
ET5 54,00 20,00 6,16 0,33 5,50 6,60 0,77 5,61 6,82 0,99 6,60 6,93 0,77 6,38 7,15
ET6 42,00 14,00 6,05 0,33 3,52 4,40 0,55 4,07 5,39 0,88 4,51 5,61 0,77 4,40 5,72
ET7 36,00 13,00 4,95 0,33 3,63 3,96 0,55 4,40 4,95 0,55 4,40 5,28 0,55 4,40 5,17
ET8 40,00 15,00 5,72 0,33 3,96 4,73 0,44 4,40 5,39 0,55 4,62 5,50 0,55 4,18 5,72
ET9 41,00 16,00 6,60 0,33 4,18 5,06 0,55 4,40 5,50 0,66 4,95 5,39 0,66 4,95 5,61
ET10 39,00 15,00 5,28 0,33 3,52 4,18 0,55 3,85 4,51 0,66 4,18 4,73 0,66 4,07 4,62
ET11 30,00 11,00 5,17 0,22 3,63 4,29 0,55 3,74 4,73 0,55 3,85 4,73 0,55 3,74 4,62
ET12 32,00 15,00 4,95 0,33 2,97 4,18 0,44 3,63 4,73 0,55 3,85 4,51 0,55 3,74 4,62
ET13 37,00 15,00 4,95 0,55 3,30 3,85 0,55 3,63 4,40 0,66 4,07 4,40 0,66 4,07 4,51
Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPI
CO1 0,77 5,94 6,16 0,33 5,06 6,05 0,55 0,77
CO2 0,33 4,73 5,06 0,22 3,96 3,96 0,33 0,33
CO3 0,77 7,81 9,13 0,66 10,01 9,46 0,55 0,99
CO4 0,55 5,06 6,05 0,55 6,05 5,72 0,33 0,44
CO5 0,44 6,05 7,92 0,33 4,95 5,61 0,33 0,44
CO6 0,44 6,05 6,05 0,22 6,60 5,94 0,33 0,66
CO7 0,55 7,15 8,03 0,33 6,60 8,69 0,22 0,88
CO8 0,55 7,15 7,37 0,33 6,49 7,15 0,44 0,88
CO9 0,33 8,47 9,90 0,44 8,14 9,24 0,33 0,88
CO10 0,44 5,50 5,83 0,33 6,27 6,60 0,44 0,88
CO11 0,22 4,73 5,61 0,22 4,95 5,83 0,33 0,77
CO12 0,44 6,60 7,70 0,33 6,16 7,70 0,44 0,88
CO13 0,33 6,60 7,92 0,33 6,49 8,03 0,33 0,77
MC1 0,44 6,05 7,26 0,44 4,51 7,04 0,33 0,55
MC2 0,55 3,52 4,95 0,44 4,29 4,51 0,44 0,77
MC3 0,55 4,62 5,17 0,33 3,41 5,17 0,33 0,66
MC4 0,77 4,29 5,06 0,55 3,52 5,06 0,33 1,10
MC5 0,55 4,51 5,28 0,44 3,74 5,17 0,33 0,88
MC6 0,66 6,05 6,82 0,33 5,17 6,49 0,33 1,10
MC7 0,55 5,06 5,61 0,33 4,29 5,17 0,33 0,55
MC8 0,66 4,62 5,39 0,33 3,96 4,84 0,44 0,66
MC9 0,66 5,83 7,37 0,44 5,17 6,93 0,33 0,88
MC10 0,55 4,07 4,73 0,33 3,85 4,84 0,33 0,55
MC11 0,55 5,50 7,04 0,33 5,61 6,05 0,44 0,77
MC12 0,66 4,95 6,93 0,55 5,72 7,15 0,33 0,88
MC13 0,44 4,40 5,94 0,22 3,63 5,61 0,33 0,88
RE1 0,33 5,50 7,04 0,22 4,62 6,93 0,44 1,54
RE2 0,33 5,72 7,37 0,22 5,61 7,48 0,33 0,77
RE3 0,55 6,16 7,15 0,44 5,83 6,60 0,44 0,66
RE4 0,33 5,94 6,93 0,22 4,62 6,16 0,33 0,55
RE5 0,33 4,84 6,71 0,22 4,18 5,72 0,33 0,66
RE6 0,55 5,94 6,82 0,33 3,74 6,82 0,44 1,10
RE7 0,44 7,37 9,35 0,33 7,04 9,90 0,55 1,32
RE8 0,44 5,83 6,82 0,33 5,28 6,93 0,33 0,88
RE9 0,33 5,72 6,71 0,22 4,95 6,82 0,33 0,66
Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPI
RE10 0,44 5,06 6,60 0,22 3,74 6,05 0,44 0,55
RE11 0,55 6,71 7,70 0,22 6,38 7,59 0,66 0,99
RE12 0,33 5,61 7,48 0,22 4,62 6,49 0,44 0,66
RE13 0,44 4,95 6,60 0,33 5,06 6,27 0,33 0,44
ME1 0,77 5,06 6,16 0,44 4,29 5,61 0,44 0,77
ME2 0,77 4,84 5,83 0,33 5,06 5,50 0,33 0,66
ME3 0,66 3,74 4,18 0,33 2,64 4,51 0,33 0,55
ME4 0,66 3,74 5,28 0,33 3,41 5,50 0,33 0,55
ME5 0,77 4,62 6,82 0,55 4,84 6,16 0,33 0,88
ME6 0,77 4,40 5,06 0,44 4,62 5,61 0,33 0,44
ME7 0,55 4,40 6,05 0,44 4,62 7,48 0,33 0,88
ME8 0,44 3,85 6,05 0,22 3,96 6,60 0,33 0,66
ME9 0,55 3,74 5,72 0,44 3,63 5,39 0,44 0,77
ME10 0,55 3,41 4,29 0,44 3,08 4,51 0,33 0,44
ME11 0,44 3,52 5,06 0,33 2,86 4,84 0,44 0,77
ME12 0,44 3,74 5,17 0,22 3,30 5,17 0,33 0,66
ME13 0,55 3,41 4,40 0,33 3,41 5,39 0,33 0,66
FW1 0,44 5,72 6,05 0,33 5,06 5,50 0,33 0,66
FW2 0,44 5,72 6,82 0,33 4,95 5,50 0,44 0,66
FW3 0,44 6,49 6,93 0,33 5,28 6,05 0,33 0,66
FW4 0,55 6,27 6,49 0,66 6,16 5,28 0,33 0,66
FW5 0,55 5,50 5,83 0,44 4,40 4,40 0,33 0,55
FW6 0,55 6,49 6,16 0,44 5,06 4,40 0,33 0,66
FW7 0,55 4,95 5,17 0,33 4,51 5,83 0,44 1,10
FW8 0,44 5,50 6,49 0,33 4,40 6,60 0,33 0,66
FW9 0,55 5,72 6,60 0,33 4,62 6,60 0,33 0,55
FW10 0,55 6,60 8,03 0,44 5,50 7,15 0,44 0,66
FW11 0,66 6,05 7,26 0,44 4,95 5,72 0,33 0,55
FW12 0,44 6,05 7,15 0,33 5,39 7,15 0,44 0,88
FW13 0,55 6,05 6,93 0,44 5,28 7,37 0,44 0,55
FO1 0,55 5,72 6,16 0,33 5,61 6,38 0,33 0,33
FO2 0,66 4,29 4,62 0,44 4,07 4,62 0,33 0,44
FO3 0,44 4,95 5,06 0,22 4,73 5,61 0,44 0,44
FO4 0,55 6,71 7,26 0,44 6,49 7,70 0,33 0,44
FO5 0,66 5,28 5,39 0,22 5,39 6,38 0,33 0,66
Espécimes CS20 ES20 LS20 CS50 ES50 LS50 CPI LPI
FO6 0,44 5,83 6,16 0,33 5,72 7,26 0,33 0,44
FO7 0,66 6,60 7,04 0,33 6,93 7,70 0,33 0,55
FO8 0,66 7,15 7,26 0,44 7,37 7,70 0,44 1,10
FO9 0,44 6,71 7,15 0,44 6,82 8,03 0,33 0,55
FO10 0,55 5,72 6,71 0,22 5,72 6,82 0,33 0,44
FO11 0,33 6,38 6,93 0,22 4,40 6,49 0,33 0,66
FO12 0,55 5,72 5,83 0,33 5,17 5,83 0,33 0,66
FO13 0,55 6,93 7,26 0,44 6,60 7,81 0,33 0,66
AE1 0,44 5,17 6,16 0,33 4,29 6,71 0,33 0,44
AE2 0,44 3,74 4,51 0,33 3,85 4,84 0,33 0,55
AE3 0,55 5,39 6,27 0,44 5,5 6,82 0,33 0,44
AE4 0,44 4,95 5,61 0,22 4,07 5,5 0,33 0,55
AE5 0,55 4,51 5,39 0,33 3,85 5,39 0,44 0,44
AE6 0,66 4,51 5,28 0,22 4,07 5,61 0,33 0,66
AE7 0,44 3,52 4,84 0,22 2,86 4,73 0,44 0,44
AE8 0,55 4,18 5,17 0,22 4,73 5,72 0,33 0,55
AE9 0,55 4,84 6,16 0,22 4,62 6,05 0,33 0,66
AE10 0,55 4,29 6,38 0,22 4,62 6,27 0,33 0,55
AE11 0,55 3,85 4,95 0,22 3,19 4,29 0,44 0,55
AE12 0,44 4,07 5,5 0,11 3,96 4,84 0,33 0,44
AE13 0,66 3,63 5,06 0,33 3,41 4,95 0,33 0,44
ET1 0,44 5,83 7,26 0,44 6,60 7,59 0,33 0,66
ET2 0,44 4,62 6,49 0,44 4,84 6,38 0,44 0,44
ET3 0,33 2,53 4,29 0,22 1,87 3,63 0,33 0,44
ET4 0,44 4,73 6,71 0,22 4,40 5,83 0,22 0,99
ET5 0,77 6,49 7,81 0,55 6,93 7,92 0,33 0,66
ET6 0,44 4,07 6,05 0,33 4,95 5,06 0,44 0,77
ET7 0,44 4,40 5,72 0,33 4,07 5,50 0,33 0,55
ET8 0,66 4,07 6,16 0,33 4,73 5,94 0,33 0,44
ET9 0,55 4,62 6,49 0,44 4,73 5,94 0,33 0,44
ET10 0,44 3,74 5,50 0,33 3,74 5,50 0,33 0,44
ET11 0,33 2,97 5,28 0,22 3,08 4,84 0,33 0,44
ET12 0,55 3,85 4,62 0,22 3,63 5,17 0,33 0,44
ET13 0,55 4,07 5,17 0,22 4,18 5,17 0,22 0,55
Anexos
Anexo II: Medidas em mm das variáveis morfométricas utilizadas para a discriminação
entre as populações e os morfotipos de Branchiomma
CR1D CR5D CRM CR5V CR1V CP1D CP5D COM
URA 17,00 23,00 16,00 10,00 1,47 0,81 1,09 1,00
URA 19,00 17,00 19,00 3,00 0,69 1,13 1,22 1,16
URA 17,00 17,00 18,00 7,00 1,00 1,09 1,16 1,13
URA 20,00 18,00 14,00 12,00 1,66 1,25 1,16 0,75
URA 21,00 14,00 20,00 6,00 0,94 0,84 1,00 0,91
URA 17,00 15,00 16,00 8,00 0,94 0,88 1,03 0,94
URA 17,00 14,00 17,00 11,00 0,81 0,88 0,91 0,88
URA 19,00 20,00 15,00 16,00 1,72 1,03 0,97 0,69
URA 12,00 19,00 15,00 4,00 0,63 0,75 0,94 0,78
URA 13,00 12,00 11,00 11,00 0,94 1,06 1,16 0,94
URA 18,50 19,00 17,00 16,00 0,63 0,81 1,09 1,13
URA 16,00 15,00 15,00 11,00 0,53 0,94 0,94 1,00
URA 15,00 15,00 15,00 6,00 0,53 1,03 1,09 1,09
URA 19,00 18,00 19,00 8,00 1,00 1,00 0,78 0,94
URA 14,00 15,00 12,00 11,00 0,63 0,94 0,78 0,81
URA 12,00 14,00 12,00 8,00 0,63 0,84 0,94 0,91
URA 16,00 16,00 13,00 6,00 0,69 0,94 1,00 1,00
URA 15,00 14,00 14,00 8,50 1,00 1,06 0,84 0,94
URA 21,00 20,00 19,00 14,00 0,66 1,00 0,91 1,00
URA 11,00 16,00 11,00 12,00 0,81 1,31 0,94 0,97
URA 17,00 19,00 16,00 3,00 0,78 1,22 1,06 1,06
URA 12,00 11,00 11,00 10,00 0,84 0,91 0,81 0,72
URA 8,00 13,00 11,00 5,00 0,34 0,94 1,19 1,25
URA 12,00 11,00 11,00 4,00 0,75 0,75 0,97 0,56
URA 11,00 12,00 9,00 6,00 0,50 0,78 0,75 0,63
URA 14,00 14,00 13,00 7,00 0,78 0,78 0,69 0,72
URA 13,00 12,00 10,00 6,00 0,88 0,78 0,94 0,69
URA 16,00 15,00 12,00 10,00 0,63 1,13 1,06 1,06
URA 16,00 15,00 15,00 14,00 1,41 1,03 0,94 0,94
PAN 29,00 28,00 32,00 3,00 1,66 0,97 1,81 1,25
PAN 24,00 24,00 23,00 4,00 1,72 1,28 1,47 1,34
PAN 22,00 24,00 23,00 7,00 1,00 1,22 1,63 1,25
PAN 14,00 15,00 13,00 2,00 0,91 1,00 1,16 1,09
PAN 33,00 33,00 35,00 3,00 1,25 1,72 1,19 1,25
PAN 26,00 27,00 26,00 8,00 0,78 1,56 1,50 1,19
PAN 22,00 24,00 23,00 5,00 1,09 1,56 1,59 1,44
PAN 26,00 29,00 27,00 7,00 0,78 1,25 1,09 1,56
PAN 28,00 24,00 24,00 2,00 1,09 1,31 1,25 1,03
PAN 24,00 24,00 25,00 2,00 1,41 1,09 1,31 1,09
PAN 26,00 30,00 28,00 2,00 1,47 1,72 1,72 1,75
ABR 10,00 12,00 11,00 7,00 0,78 0,94 0,88 0,84
ABR 11,00 11,00 10,00 7,00 0,63 0,84 0,97 0,78
ABR 12,00 10,00 13,00 10,50 1,00 1,13 0,94 1,09
ABR 12,00 11,00 11,00 9,00 0,34 0,78 0,84 0,78
ABR 12,00 10,00 10,00 8,00 0,69 0,63 1,16 1,00
ABR 10,00 9,00 10,00 7,00 0,63 0,91 0,94 0,88
ABR 9,00 11,00 7,00 6,00 0,78 0,97 1,22 1,00
ABR 13,00 13,00 13,00 6,00 0,47 0,91 0,94 0,94
ABR 13,00 14,00 10,00 6,00 0,47 0,69 0,94 0,78
ABR 10,00 10,00 11,00 9,00 0,78 0,78 0,63 0,69
ABR 13,00 13,00 14,00 8,00 0,28 0,97 0,94 0,78
ABR 10,00 10,00 10,00 6,00 0,63 0,69 0,63 0,66
ABR 12,00 12,00 12,00 8,00 0,22 0,91 0,84 0,94
ABR 11,00 11,00 13,00 3,00 0,19 0,63 0,63 0,94
ABR 5,00 8,00 9,00 6,00 0,97 0,53 0,59 0,59
CR1D CR5D CRM CR5V CR1V CP1D CP5D COM
ABR 8,00 8,00 8,00 5,00 0,31 0,66 0,69 0,88
ABR 12,00 11,00 11,00 6,00 0,31 0,94 0,78 0,78
ABR 12,00 10,00 11,00 6,00 0,31 0,66 0,69 0,69
ABR 11,00 10,00 10,00 6,00 0,47 0,91 1,09 1,00
ABR 10,00 10,00 9,00 7,00 0,25 1,09 1,00 0,84
ABR 8,00 8,00 7,00 6,00 0,31 0,63 0,56 0,69
ABR 10,00 10,00 11,00 8,00 0,72 0,50 0,63 0,78
ABR 8,00 10,00 10,00 7,00 0,47 0,63 0,63 0,75
ABR 9,00 9,00 8,00 8,00 0,69 0,75 0,66 0,78
ABR 10,00 8,50 9,50 8,00 0,47 0,69 0,78 0,94
ITA 14,00 13,00 11,00 6,00 0,72 1,00 0,88 0,81
ITA 19,00 17,00 18,00 3,00 0,78 1,31 1,47 1,34
ITA 18,50 19,00 16,00 4,00 1,41 1,31 1,47 1,31
ITA 13,00 16,00 13,00 4,00 0,78 1,03 1,19 1,41
ITA 20,00 20,00 17,00 1,00 1,06 1,09 1,25 1,09
ITA 15,00 15,00 16,00 7,00 0,63 1,13 1,00 1,09
ITA 20,00 19,00 16,00 2,00 0,75 1,25 1,31 1,25
ITA 15,00 17,00 14,00 3,00 1,00 1,16 1,50 1,44
ITA 23,00 21,00 19,00 2,00 1,09 1,44 1,41 1,38
UBA 7,00 7,00 5,00 4,00 0,31 0,53 0,56 0,38
UBA 13,00 14,00 10,00 10,00 2,81 0,56 0,63 0,53
UBA 12,00 12,00 13,00 10,00 2,59 0,75 0,56 0,72
UBA 9,00 7,00 7,50 7,00 0,94 0,63 0,63 0,69
UBA 10,00 11,00 9,00 7,00 0,78 0,63 0,56 0,53
UBA 12,00 12,00 9,00 9,00 2,34 0,66 0,75 0,66
UBA 8,00 7,00 5,50 4,00 0,63 0,50 0,69 0,66
SSE 8,00 10,00 8,00 6,00 0,94 0,47 0,56 0,47
SSE 8,00 9,00 10,00 7,00 0,53 0,41 0,50 0,44
SSE 10,00 11,00 8,00 4,00 0,66 0,50 0,53 0,63
SSE 9,00 8,50 7,00 4,00 1,16 0,44 0,47 0,63
SSE 10,00 11,00 8,00 4,00 0,69 0,72 0,72 0,59
SSE 10,00 9,00 9,00 7,00 1,44 0,69 0,59 0,66
SSE 7,00 8,00 6,00 6,00 0,53 0,47 0,44 0,38
SSE 8,00 9,00 10,00 8,00 1,00 0,44 0,34 0,44
SSE 10,00 10,00 10,00 7,00 0,94 0,59 0,63 0,66
SSE 8,00 8,00 7,00 6,00 0,47 0,47 0,47 0,44
SAN 11,00 11,00 10,00 7,00 0,94 0,78 0,97 0,88
SAN 10,00 10,00 9,00 9,00 1,25 0,78 1,06 0,88
SAN 12,00 13,00 11,00 10,00 2,66 0,78 0,84 0,81
SAN 11,00 11,00 12,00 7,00 0,94 0,72 0,78 0,78
SAN 15,00 15,00 14,00 13,00 1,31 0,69 0,94 0,81
SAN 9,00 9,00 8,00 9,00 0,72 0,78 0,69 0,72
SAN 10,00 12,00 10,00 8,00 0,47 0,78 1,06 0,88
SAN 16,00 14,00 15,00 13,00 1,31 0,78 1,03 0,78
SAN 11,00 10,00 12,00 9,00 2,34 0,78 0,78 0,78
SAN 10,00 9,00 7,00 5,00 0,34 0,84 0,69 0,66
SAN 11,00 12,00 11,00 9,00 1,16 0,78 0,94 0,84
SAN 19,00 17,00 16,00 8,00 0,78 0,91 0,94 1,25
SAN 10,00 10,00 9,00 5,00 0,63 1,00 0,81 0,78
SAN 13,00 14,00 12,00 9,50 0,78 1,13 1,09 1,09
SAN 11,50 10,00 11,00 9,00 0,84 0,72 0,69 0,72
SAN 10,00 14,00 12,00 8,00 0,63 0,94 0,69 0,72
SAN 14,00 15,00 13,50 9,00 2,78 1,06 0,97 0,91
SAN 14,00 14,00 12,00 9,00 0,88 0,88 0,97 0,84
SAN 10,00 11,00 9,50 6,50 0,66 1,09 0,94 0,78
CP5V CP1V CE1B CE1M CE1A CE5B CE5M CE5A
URA 0,66 0,34 0,13 0,22 0,16 0,16 0,22 0,13
URA 0,28 0,22 0,16 0,31 0,13 0,16 0,31 0,16
URA 0,47 0,19 0,19 0,34 0,16 0,19 0,34 0,13
URA 0,25 0,19 0,16 0,19 0,13 0,16 0,25 0,16
URA 0,38 0,13 0,19 0,28 0,16 0,16 0,22 0,19
URA 0,59 0,31 0,19 0,22 0,13 0,16 0,22 0,16
URA 0,56 0,22 0,19 0,31 0,22 0,19 0,34 0,13
URA 0,63 0,28 0,19 0,28 0,13 0,16 0,25 0,13
URA 0,41 0,31 0,16 0,16 0,13 0,19 0,28 0,13
URA 0,66 0,31 0,19 0,25 0,16 0,19 0,28 0,16
URA 0,78 0,41 0,19 0,22 0,19 0,19 0,25 0,13
URA 0,56 0,19 0,19 0,25 0,16 0,19 0,28 0,16
URA 0,47 0,19 0,19 0,34 0,13 0,22 0,34 0,13
URA 0,31 0,22 0,25 0,34 0,19 0,19 0,28 0,16
URA 0,47 0,25 0,16 0,22 0,16 0,19 0,25 0,13
URA 0,63 0,22 0,28 0,34 0,16 0,22 0,31 0,16
URA 0,44 0,22 0,22 0,28 0,13 0,22 0,28 0,16
URA 0,72 0,28 0,19 0,34 0,16 0,22 0,31 0,16
URA 0,59 0,19 0,38 0,44 0,22 0,34 0,38 0,16
URA 0,59 0,25 0,19 0,28 0,16 0,25 0,38 0,19
URA 0,31 0,25 0,16 0,28 0,13 0,25 0,34 0,16
URA 0,53 0,31 0,19 0,22 0,16 0,19 0,31 0,16
URA 0,31 0,09 0,16 0,22 0,16 0,16 0,22 0,19
URA 0,41 0,22 0,22 0,28 0,16 0,22 0,28 0,16
URA 0,50 0,09 0,16 0,16 0,16 0,16 0,22 0,16
URA 0,41 0,16 0,22 0,31 0,28 0,19 0,28 0,19
URA 0,53 0,09 0,28 0,31 0,13 0,22 0,28 0,13
URA 0,66 0,22 0,25 0,38 0,19 0,22 0,31 0,16
URA 0,66 0,31 0,25 0,44 0,16 0,22 0,31 0,16
PAN 0,28 0,16 0,13 0,31 0,13 0,16 0,31 0,19
PAN 0,31 0,22 0,22 0,47 0,16 0,16 0,47 0,16
PAN 0,63 0,19 0,16 0,28 0,16 0,16 0,22 0,13
PAN 0,19 0,16 0,22 0,34 0,13 0,19 0,25 0,09
PAN 0,38 0,16 0,16 0,28 0,16 0,16 0,25 0,19
PAN 0,66 0,19 0,22 0,25 0,19 0,22 0,25 0,16
PAN 0,50 0,16 0,22 0,31 0,16 0,19 0,28 0,16
PAN 0,63 0,16 0,16 0,25 0,16 0,22 0,25 0,16
PAN 0,19 0,16 0,19 0,25 0,16 0,19 0,25 0,16
PAN 0,38 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,22 0,09
PAN 0,25 0,31 0,19 0,25 0,16 0,16 0,28 0,16
ABR 0,31 0,13 0,19 0,28 0,16 0,16 0,31 0,16
ABR 0,44 0,16 0,19 0,28 0,16 0,16 0,31 0,16
ABR 0,81 0,16 0,16 0,22 0,16 0,19 0,25 0,19
ABR 1,09 0,06 0,16 0,19 0,16 0,19 0,19 0,13
ABR 0,94 0,16 0,19 0,22 0,13 0,19 0,22 0,16
ABR 0,78 0,19 0,19 0,22 0,13 0,16 0,25 0,16
ABR 0,59 0,16 0,19 0,22 0,13 0,13 0,19 0,13
ABR 0,47 0,13 0,19 0,19 0,19 0,19 0,19 0,16
ABR 0,38 0,13 0,19 0,19 0,16 0,22 0,22 0,16
ABR 0,69 0,13 0,19 0,16 0,13 0,16 0,19 0,16
ABR 0,63 0,09 0,19 0,19 0,16 0,16 0,16 0,16
ABR 0,56 0,13 0,19 0,19 0,16 0,22 0,22 0,19
ABR 0,38 0,09 0,19 0,16 0,19 0,19 0,19 0,16
ABR 0,28 0,09 0,16 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16
ABR 0,34 0,16 0,19 0,19 0,16 0,16 0,16 0,13
CP5V CP1V CE1B CE1M CE1A CE5B CE5M CE5A
ABR 0,38 0,13 0,13 0,19 0,13 0,16 0,16 0,16
ABR 0,38 0,13 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,13
ABR 0,38 0,09 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16
ABR 0,63 0,13 0,19 0,16 0,16 0,19 0,19 0,16
ABR 0,31 0,09 0,19 0,19 0,16 0,19 0,19 0,16
ABR 0,41 0,13 0,19 0,16 0,16 0,19 0,19 0,16
ABR 0,56 0,13 0,16 0,16 0,16 0,19 0,22 0,16
ABR 0,50 0,13 0,16 0,16 0,16 0,16 0,19 0,16
ABR 0,63 0,13 0,19 0,19 0,13 0,19 0,19 0,16
ABR 0,66 0,16 0,19 0,19 0,13 0,19 0,19 0,13
ITA 0,50 0,22 0,19 0,31 0,16 0,16 0,25 0,16
ITA 0,28 0,19 0,19 0,28 0,16 0,19 0,28 0,19
ITA 0,28 0,22 0,22 0,28 0,16 0,19 0,31 0,16
ITA 0,31 0,19 0,19 0,22 0,22 0,19 0,25 0,13
ITA 0,25 0,19 0,25 0,31 0,19 0,25 0,31 0,19
ITA 0,31 0,13 0,25 0,22 0,16 0,22 0,25 0,19
ITA 0,38 0,19 0,19 0,22 0,16 0,19 0,31 0,16
ITA 0,31 0,16 0,22 0,28 0,19 0,19 0,31 0,16
ITA 0,25 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,22 0,19
UBA 0,31 0,09 0,16 0,25 0,13 0,16 0,31 0,19
UBA 0,41 0,19 0,31 0,56 0,19 0,31 0,56 0,19
UBA 0,34 0,19 0,16 0,31 0,22 0,28 0,38 0,31
UBA 0,72 0,09 0,31 0,38 0,28 0,38 0,53 0,19
UBA 0,38 0,09 0,38 0,50 0,22 0,66 0,78 0,31
UBA 0,47 0,19 0,31 0,47 0,22 0,34 0,44 0,25
UBA 0,56 0,06 0,19 0,19 0,09 0,19 0,28 0,13
SSE 0,38 0,16 0,13 0,16 0,13 0,13 0,22 0,16
SSE 0,28 0,19 0,19 0,22 0,19 0,19 0,25 0,25
SSE 0,47 0,19 0,16 0,22 0,16 0,16 0,28 0,16
SSE 0,47 0,22 0,19 0,22 0,16 0,19 0,25 0,16
SSE 0,47 0,09 0,28 0,31 0,16 0,19 0,31 0,16
SSE 0,47 0,16 0,22 0,19 0,13 0,16 0,25 0,16
SSE 0,34 0,16 0,16 0,19 0,16 0,13 0,22 0,13
SSE 0,28 0,16 0,16 0,22 0,16 0,19 0,28 0,13
SSE 0,28 0,19 0,19 0,25 0,16 0,19 0,31 0,16
SSE 0,34 0,16 0,19 0,22 0,16 0,19 0,25 0,16
SAN 0,47 0,13 0,16 0,22 0,13 0,19 0,31 0,13
SAN 0,53 0,31 0,22 0,41 0,28 0,22 0,44 0,19
SAN 0,66 0,25 0,19 0,31 0,16 0,22 0,31 0,16
SAN 0,56 0,19 0,19 0,31 0,19 0,19 0,38 0,16
SAN 0,69 0,22 0,22 0,41 0,19 0,22 0,38 0,19
SAN 0,63 0,13 0,22 0,38 0,16 0,19 0,34 0,13
SAN 0,63 0,16 0,22 0,38 0,16 0,19 0,31 0,13
SAN 0,69 0,22 0,22 0,31 0,16 0,31 0,44 0,16
SAN 0,66 0,25 0,31 0,44 0,22 0,31 0,44 0,22
SAN 0,34 0,09 0,22 0,31 0,16 0,19 2,81 0,19
SAN 0,59 0,28 0,16 0,31 0,19 0,25 0,41 0,16
SAN 0,56 0,22 0,31 0,47 0,22 0,31 0,53 0,25
SAN 0,56 0,19 0,16 0,28 0,19 0,19 0,34 0,19
SAN 0,63 0,16 0,44 0,50 0,16 0,44 0,53 0,16
SAN 0,63 0,16 0,31 0,47 0,19 0,16 0,38 0,22
SAN 0,47 0,16 0,19 0,31 0,16 0,25 0,47 0,25
SAN 0,63 0,38 0,22 0,38 0,16 0,22 0,34 0,16
SAN 0,66 0,16 0,31 0,38 0,16 0,25 0,38 0,16
SAN 0,50 0,22 0,19 0,31 0,16 0,31 0,47 0,19
CEMB CEMM CEMA CS1 CP
URA 0,16 0,25 0,16 1,28 0,13
URA 0,16 0,34 0,13 1,47 0,16
URA 0,13 0,28 0,13 1,56 0,31
URA 0,16 0,22 0,13 1,47 0,16
URA 0,19 0,25 0,16 1,41 0,16
URA 0,19 0,25 0,19 1,13 0,16
URA 0,22 0,38 0,16 1,81 0,16
URA 0,19 0,25 0,16 1,34 0,19
URA 0,19 0,25 0,16 1,41 0,16
URA 0,25 0,31 0,16 1,00 0,19
URA 0,16 0,31 0,13 1,25 0,16
URA 0,16 0,34 0,19 1,31 0,31
URA 0,22 0,34 0,16 1,22 0,16
URA 0,22 0,31 0,16 1,28 0,16
URA 0,19 0,25 0,13 0,97 0,16
URA 0,22 0,38 0,16 1,00 0,13
URA 0,25 0,28 0,16 1,34 0,16
URA 0,28 0,38 0,16 1,19 0,16
URA 0,31 0,44 0,19 1,31 0,16
URA 0,19 0,38 0,19 0,94 0,19
URA 0,19 0,28 0,16 1,09 0,34
URA 0,13 0,22 0,16 0,94 0,16
URA 0,16 0,22 0,16 1,19 0,16
URA 0,16 0,31 0,19 1,22 0,16
URA 0,13 0,19 0,16 0,84 0,13
URA 0,19 0,31 0,19 1,25 0,16
URA 0,22 0,31 0,16 1,03 0,16
URA 0,22 0,22 0,19 1,25 0,13
URA 0,19 0,31 0,16 1,53 0,19
PAN 0,19 0,41 0,16 1,66 0,19
PAN 0,16 0,25 0,16 1,53 0,19
PAN 0,22 0,28 0,16 1,28 0,19
PAN 0,19 0,25 0,16 1,00 0,19
PAN 0,19 0,25 0,13 1,09 0,25
PAN 0,19 0,28 0,19 2,34 0,16
PAN 0,19 0,25 0,19 1,41 0,19
PAN 0,16 0,22 0,13 1,47 0,13
PAN 0,22 0,28 0,16 1,63 0,16
PAN 0,16 0,19 0,19 1,41 0,28
PAN 0,19 0,22 0,19 1,50 0,19
ABR 0,19 0,31 0,22 0,94 0,13
ABR 0,09 0,19 0,19 0,97 0,13
ABR 0,19 0,31 0,19 0,88 0,16
ABR 0,16 0,19 0,16 0,63 0,13
ABR 0,16 0,22 0,16 0,75 0,13
ABR 0,19 0,22 0,13 0,56 0,09
ABR 0,13 0,22 0,16 0,63 0,13
ABR 0,16 0,19 0,16 0,75 0,09
ABR 0,16 0,28 0,16 0,81 0,16
ABR 0,22 0,19 0,16 0,63 0,09
ABR 0,19 0,19 0,13 0,94 0,16
ABR 0,19 0,19 0,16 0,47 0,13
ABR 0,22 0,22 0,13 0,78 0,13
ABR 0,16 0,19 0,16 0,47 0,19
ABR 0,19 0,25 0,16 0,63 0,09
CEMB CEMM CEMA CS1 CP
ABR 0,19 0,19 0,16 0,75 0,16
ABR 0,13 0,16 0,16 0,63 0,16
ABR 0,19 0,19 0,16 0,72 0,13
ABR 0,19 0,19 0,16 0,59 0,13
ABR 0,13 0,19 0,16 0,72 0,16
ABR 0,22 0,16 0,16 0,41 0,16
ABR 0,16 0,16 0,13 0,59 0,16
ABR 0,19 0,19 0,13 0,44 0,13
ABR 0,16 0,19 0,16 0,47 0,13
ABR 0,16 0,19 0,16 0,69 0,09
ITA 0,19 0,25 0,16 1,31 0,16
ITA 0,19 0,31 0,16 1,34 0,16
ITA 0,22 0,25 0,16 2,25 0,16
ITA 0,19 0,22 0,13 1,69 0,22
ITA 0,19 0,25 0,19 1,53 0,09
ITA 0,19 0,25 0,16 1,09 0,09
ITA 0,13 0,19 0,13 1,66 0,13
ITA 0,25 0,22 0,16 1,63 0,13
ITA 0,16 0,22 0,19 2,03 0,31
UBA 0,16 0,22 0,09 0,94 0,16
UBA 0,31 0,56 0,16 0,56 0,16
UBA 0,31 0,63 0,44 0,69 0,16
UBA 0,44 0,69 0,22 0,44 0,09
UBA 0,34 0,44 0,19 0,47 0,13
UBA 0,41 0,53 0,25 0,56 0,09
UBA 0,16 0,31 0,16 0,53 0,13
SSE 0,19 0,28 0,16 0,69 0,13
SSE 0,19 0,34 0,16 0,63 0,13
SSE 0,13 0,22 0,16 0,81 0,13
SSE 0,19 0,19 0,13 0,53 0,09
SSE 0,25 0,31 0,25 0,78 0,22
SSE 0,19 0,22 0,16 0,84 0,13
SSE 0,16 0,25 0,19 0,44 0,16
SSE 0,16 0,22 0,16 0,69 0,16
SSE 0,19 0,28 0,16 0,47 0,16
SSE 0,19 0,19 0,16 0,53 0,16
SAN 0,19 0,31 0,16 0,84 0,19
SAN 0,19 0,31 0,16 1,00 0,19
SAN 0,22 0,28 0,16 0,94 0,31
SAN 0,16 0,28 0,16 0,75 0,19
SAN 0,22 0,31 0,16 1,09 0,19
SAN 0,19 0,31 0,16 0,97 0,16
SAN 0,19 0,41 0,19 0,75 0,16
SAN 0,25 0,31 0,16 1,06 0,19
SAN 0,31 0,28 0,19 0,94 0,16
SAN 0,31 0,38 0,19 0,94 0,16
SAN 0,25 0,38 0,19 1,09 0,16
SAN 0,31 0,47 0,19 1,72 0,22
SAN 0,19 0,28 0,16 0,84 0,16
SAN 0,22 0,41 0,16 0,84 0,16
SAN 0,16 0,31 0,19 0,78 0,31
SAN 0,31 0,41 0,19 0,94 0,16
SAN 0,22 0,31 0,19 1,25 0,16
SAN 0,22 0,31 0,19 0,78 0,25
SAN 0,31 0,31 0,19 0,94 0,19
Anexos
Anexo III: Medidas em mm das variáveis merísticas utilizadas para a discriminação
entre as populações e os morfotipos de Branchiomma.
NR NE1 NE5 NEM NRE NO1 NO5 NOM
URA 41 35 35 21 24 26 26 12
URA 46 25 24 24 29 22 23 22
URA 45 24 22 25 25 16 21 21
URA 46 23 23 16 31 22 23 19
URA 49 28 21 26 34 22 20 23
URA 39 23 22 23 26 25 22 23
URA 46 28 28 22 28 23 24 19
URA 46 28 28 20 31 23 29 17
URA 48 16 21 21 27 17 17 17
URA 42 19 14 13 25 15 12 12
URA 36 25 24 21 23 24 23 21
URA 41 19 20 18 23 21 20 18
URA 45 19 20 17 23 16 18 17
URA 46 26 24 27 26 20 21 16
URA 39 20 18 11 22 16 13 9
URA 44 18 19 22 24 18 18 18
URA 43 22 23 20 23 20 26 19
URA 43 20 19 20 26 16 17 18
URA 46 23 24 23 24 21 19 19
URA 44 12 20 14 26 11 15 12
URA 47 28 26 21 24 22 25 19
URA 45 19 17 15 25 16 14 12
URA 39 8 14 11 20 8 14 12
URA 34 20 20 17 18 18 20 14
URA 33 17 20 13 18 15 16 12
URA 46 17 22 16 26 15 20 14
URA 39 23 19 16 20 15 14 13
URA 43 21 23 9 23 20 21 13
URA 42 24 23 18 22 15 18 12
PAN 50 36 28 36 33 19 25 25
PAN 44 27 29 23 24 24 25 23
PAN 40 24 28 27 25 22 19 25
PAN 50 16 18 14 31 7 7 9
PAN 52 39 45 28 33 30 27 26
PAN 58 31 30 28 29 22 24 20
PAN 50 29 33 29 28 22 22 21
PAN 46 35 36 37 26 27 28 27
PAN 56 36 30 24 36 27 27 22
PAN 52 32 30 34 37 21 22 23
PAN 58 36 42 18 36 26 29 31
ABR 29 11 12 11 18 10 6 9
ABR 27 18 15 11 16 4 10 6
ABR 34 19 15 13 23 4 10 7
ABR 25 17 14 15 15 7 5 9
ABR 26 17 17 15 16 8 9 7
ABR 28 15 12 12 17 5 4 7
ABR 28 12 17 10 19 7 10 8
ABR 30 17 19 17 19 10 11 11
ABR 32 19 18 8 16 10 13 7
ABR 26 15 14 16 15 9 7 9
ABR 32 14 16 15 15 9 9 10
ABR 23 13 13 13 11 8 11 8
ABR 31 17 16 14 16 9 11 8
ABR 27 17 14 13 14 8 8 8
ABR 24 6 12 10 13 2 4 7
NR NE1 NE5 NEM NRE NO1 NO5 NOM
ABR 26 14 12 12 14 9 9 8
ABR 30 15 14 14 15 8 9 7
ABR 32 17 14 15 20 7 8 10
ABR 27 14 14 14 21 7 11 11
ABR 28 13 14 11 17 5 8 10
ABR 22 12 12 11 10 7 7 8
ABR 25 14 14 12 14 7 8 8
ABR 23 16 14 16 13 8 10 10
ABR 26 14 12 12 14 8 8 8
ABR 26 14 12 11 14 9 9 9
ITA 37 19 16 15 24 4 4 5
ITA 44 23 20 24 26 6 8 7
ITA 55 22 23 15 37 11 6 6
ITA 46 19 21 14 30 10 15 7
ITA 52 21 26 14 32 11 10 7
ITA 41 21 21 21 29 10 8 10
ITA 48 28 27 20 32 12 13 9
ITA 63 20 20 8 42 8 8 5
ITA 51 25 22 17 31 12 11 14
UBA 28 13 13 8 20 10 9 4
UBA 20 20 20 18 16 18 17 17
UBA 22 24 19 18 18 17 16 17
UBA 20 14 14 13 15 12 12 13
UBA 19 19 16 16 13 15 14 14
UBA 26 19 19 16 20 15 13 15
UBA 19 17 14 12 14 15 15 11
SSE 24 13 15 13 13 12 13 12
SSE 27 15 15 17 17 13 13 14
SSE 27 15 17 12 14 13 16 11
SSE 21 16 14 13 12 7 13 12
SSE 24 16 18 13 16 13 15 10
SSE 25 14 12 13 14 13 11 13
SSE 181117119499
SSE 22 13 15 16 12 7 7 10
SSE 20 12 19 18 12 12 14 16
SSE 18 14 15 13 11 14 12 10
SAN 42 14 19 19 28 19 20 17
SAN 50 13 13 15 31 12 11 13
SAN 36 20 22 18 24 18 19 16
SAN 50 20 17 17 39 15 17 12
SAN 45 22 24 24 26 19 20 17
SAN 46 16 13 18 26 11 10 15
SAN 44 18 22 16 28 15 16 14
SAN 51 23 26 22 28 23 19 17
SAN 49 18 16 16 31 15 14 16
SAN 39 17 15 16 27 13 16 14
SAN 47 22 21 18 25 17 14 16
SAN 50 30 24 27 28 24 23 22
SAN 33 17 22 15 21 14 18 16
SAN 46 19 18 17 24 14 13 10
SAN 39 17 16 20 25 14 14 17
SAN 45 17 19 18 27 19 14 16
SAN 50 17 27 18 30 18 20 18
SAN 46 25 19 20 29 17 17 15
SAN 40 11 14 14 25 9 10 10
NRO NU2 NU4 NU8 NU9 NU20 NU50
URA 21 66 57 39 40 50 53
URA 30 98 76 59 54 47 57
URA 30 106 86 64 47 50 52
URA 35 120 99 58 60 55 56
URA 38 106 84 63 50 52 60
URA 29 132 116 71 66 55 56
URA 29 154 120 105 74 66 56
URA 34 128 119 67 66 64 61
URA 33 128 111 24 50 58 60
URA 28 142 97 46 50 53 62
URA 29 123 83 54 57 59 72
URA 29 99 80 47 39 44 46
URA 28 89 74 45 40 49 57
URA 31 86 74 55 50 39 55
URA 27 103 83 45 35 39 39
URA 30 120 102 76 43 51 56
URA 29 114 106 64 39 52 62
URA 28 110 107 53 68 53 42
URA 26 215 178 95 80 89 63
URA 31 109 106 89 66 68 61
URA 28 139 96 54 50 57 65
URA 27 135 156 80 88 81 78
URA 27 112 108 69 50 48 45
URA 22 140 119 57 59 66 81
URA 23 125 99 48 46 51 48
URA 31 149 99 73 59 56 69
URA 27 127 86 52 50 53 59
URA 27 176 149 65 53 50 60
URA 26 142 120 61 44 58 57
PAN 38 159 117 62 45 48 61
PAN 28 88 57 49 75 78 85
PAN 30 87 78 44 34 35 40
PAN 32 130 121 66 43 38 68
PAN 38 116 112 68 45 49 62
PAN 49 145 108 70 63 59 73
PAN 40 146 109 75 55 65 64
PAN 36 120 83 62 51 47 53
PAN 36 103 96 64 68 59 70
PAN 41 102 76 69 68 67 68
PAN 40 114 95 75 47 50 52
ABR 24 84 46 35 22 27 29
ABR 22 80 52 38 24 24 20
ABR 28 84 66 36 20 28 30
ABR 17 32 54 29 14 24 28
ABR 19 63 47 34 16 19 20
ABR 20 69 53 28 27 27 32
ABR 23 57 48 28 22 22 29
ABR 22 84 61 41 26 30 38
ABR 24 71 60 32 20 26 26
ABR 20 60 51 36 20 23 20
ABR 24 74 62 31 20 26 24
ABR 17 56 53 30 20 23 19
ABR 24 52 48 45 20 21 25
ABR 20 60 52 31 19 22 24
ABR 20 32 26 24 17 20 20
NRO NU2 NU4 NU8 NU9 NU20 NU50
ABR 20 56 42 28 20 22 21
ABR 23 52 41 29 18 24 22
ABR 25 73 52 41 20 36 29
ABR 15 59 34 23 20 21 20
ABR 21 58 47 25 21 44 31
ABR 16 56 55 22 26 32 18
ABR 20 65 54 30 17 24 20
ABR 18 78 60 22 26 21 12
ABR 21 60 49 25 20 29 19
ABR 21 59 43 27 22 19 15
ITA 24 114 82 54 24 22 28
ITA 26 126 118 53 39 33 38
ITA 46 174 124 66 56 56 43
ITA 31 118 102 48 45 38 42
ITA 38 152 100 58 43 43 50
ITA 31 109 90 60 32 38 38
ITA 35 206 160 81 50 52 48
ITA 46 151 134 88 47 50 43
ITA 34 148 109 70 34 48 52
UBA 26 54 48 42 40 46 36
UBA 17 104 90 52 24 28 35
UBA 20 79 46 42 20 28 25
UBA 16 56 40 37 25 26 28
UBA 15 71 52 50 26 22 22
UBA 23 64 65 44 16 36 27
UBA 16 45 40 34 18 21 20
SSE 17 74 68 30 28 24 20
SSE 24 76 64 58 36 44 24
SSE 20 64 58 51 30 41 38
SSE 15 78 77 52 30 18 20
SSE 19 64 64 46 24 26 22
SSE 22 87 74 58 42 38 14
SSE 12 70 63 65 40 26 16
SSE 18 74 60 40 25 24 30
SSE 15 78 70 43 20 21 25
SSE 13 70 60 32 23 28 18
SAN 35 78 66 56 40 48 49
SAN 36 142 124 97 58 60 68
SAN 26 81 76 48 42 40 56
SAN 48 85 68 50 44 43 40
SAN 34 78 64 60 43 60 63
SAN 33 128 111 43 49 45 54
SAN 33 134 117 72 45 54 55
SAN 33 102 87 44 43 59 49
SAN 36 94 108 57 62 55 48
SAN 33 68 82 50 45 38 40
SAN 32 90 69 71 48 58 55
SAN 35 114 104 80 65 78 64
SAN 30 86 60 45 36 35 44
SAN 32 168 148 93 63 72 78
SAN 31 85 70 47 40 36 36
SAN 42 106 98 56 42 40 48
SAN 48 140 132 83 62 60 65
SAN 34 119 115 51 62 54 60
SAN 37 91 73 66 42 38 47
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