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FRANCIELLI GASPAROTTO
AVALIAÇÃO DA SANIDADE DE SEMENTES DE HÍBRIDOS DE
MELOEIRO NOBRE INDICADOS PARA CULTIVO PROTEGIDO
MARINGÁ
PARANÁ – BRASIL
NOVEMBRO – 2006
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FRANCIELLI GASPAROTTO
AVALIAÇÃO DA SANIDADE DE SEMENTES DE HÍBRIDOS DE
MELÃO INDICADOS PARA CULTIVO PROTEGIDO
Dissertação apresentada à Universidade
Estadual de Maringá, como parte das
exigências do Programa de Pós-
Graduação em Agronomia, área de
concentração em Proteção de Plantas,
para obtenção do título de Mestre.
MARINGÁ
PARANÁ – BRASIL
NOVEMBRO – 2006
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“Aos meus pais,
Arquimedes e Edite,
pelo amor, compreensão, incentivo e confiança.”
“Aos meus irmãos,
Kelly, Júnior, Thiago
e a Maria,
pelo apoio incondicional, cumplicidade e amizade.”
Dedico mais esta etapa da minha vida.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela minha vida, pela força nos momentos difíceis e por ter me
concedido mais esta vitória.
Aos meus pais, meus irmãos e meu primo Guilherme, pela grande
paciência que tiveram comigo durante este trabalho, por todo amor e apoio.
Ao Professor Dr. João Batista Vida, pela orientação, conselhos,
paciência e confiança.
Ao Prof. Dr. Dauri José Tessmann e à Prof. Dra. Solange Maria
Bonaldo, da área de Fitopatologia – UEM, pela co-orientação, conselhos e
apoio.
Ao Curso de Mestrado em Agronomia - UEM, pela formação
profissional e oportunidade oferecida.
À CAPES, pela concessão de bolsa de estudos durante o curso.
Aos professores do Departamento de Agronomia, pelos ensinamentos
e amizade.
A todos meus familiares, por sempre me incentivarem, apoiarem e pela
amizade.
Ao Mauro e ao Júlio, pela ajuda inestimável durante meus
experimentos e por sempre estarem me incentivando e dando força.
Aos funcionários do Laboratório de Fitopatologia, do Departamento de
Agronomia e aos funcionários da Pós-graduação em Agronomia, pela amizade
e agradável convivência.
Aos estagiários do laboratório de Fitopatologia, pela ajuda e amizade.
Às amigas, Gabriela, Ronilda, Vanessa, Ana Amélia e Josiane, e ás
minhas primas, sempre presentes em muitos desabafos e me dando força nos
momentos difíceis.
Aos amigos conquistados ao longo do curso de mestrado, pela
amizade e companheirismo durante todo tempo.
A todos que contribuíram direta ou indiretamente, para a realização
deste trabalho.
BIOGRAFIA
FRANCIELLI GASPAROTTO, filha de Arquimedes Gasparotto e Edite
Pegoraro Gasparotto, nascida em Maringá, Estado do Paraná, aos 08 dias do
mês de janeiro de 1981.
Em março de 2005, graduou-se no curso de Agronomia, pela
Universidade Estadual de Maringá (UEM), no Estado do Paraná.
Em março de 2005, iniciou o curso de Mestrado em Agronomia, área
de concentração de Proteção de Plantas, na Universidade Estadual de Maringá
(UEM), no Estado do Paraná.
ÍNDICE
LISTA DE QUADROS ............................................................................................. vii
LISTA DE FIGURAS ............................................................................................... vii
RESUMO ................................................................................................................ x
ABSTRACT ............................................................................................................. xii
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................... 1
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .............................................................................. 3
2.1. Cultura do Meloeiro .................................................................................... 3
2.2. A técnica da enxertia .................................................................................. 5
2.3. A cultura do meloeiro em ambiente protegido e podridão gomosa ............. 7
2.4. Didymella bryoniae ..................................................................................... 8
2.5. Importância de patógenos associados à sementes .................................... 10
3. MATERIAL E MÉTODOS .................................................................................. 14
3.1. Período e localização da experimentação ................................................. 14
3.2. Aquisição das sementes de meloeiro ........................................................ 14
3.3. Sanidade de sementes de meloeiro quanto a Didymella bryoniae ............ 14
3.3.1. Teste em papel de filtro com sementes inteiras .................................... 14
3.3.2. Teste em papel de filtro com sementes divididas ................................... 15
3.4. Transmissão de Didymella bryoniae por sementes de meloeiro nobre ....... 16
3.4.1. Teste de sintomas em plântulas em substrato comercial .................... 16
3.4.2. Teste de sintomas em plântulas em substrato areia ............................ 17
3.5. Didymella bryoniae em plantas enxertadas ................................................ 19
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO .......................................................................... 21
4.1. Sanidade de sementes de meloeiro quanto a Didymella bryoniae .............. 21
4.2. Transmissão de Didymella bryoniae por sementes de meloeiro nobre ....... 22
4.2.1. Teste de sintomas em plântulas em substrato comercial ..................... 22
4.2.2. Teste de sintomas em plântulas em substrato areia ............................. 30
4.3. Didymella bryoniae em plantas enxertadas ................................................. 33
5. CONCLUSÕES ................................................................................................... 37
REFERÊNCIAS ....................................................................................................... 38
LISTA DE QUADROS
Quadro 1 – Transmissão de D. bryoniae (porcentagem de plantas com
sintomas) por sementes de melão nobre em substrato comercial e substrato
comercial/solo-areia. ................................................................................................ 22
Quadro 2 – Transmissão de D. bryoniae (porcentagem de plantas com
sintomas) por sementes de melão nobre em substrato areia e substrato
areia/solo-areia ........................................................................................................ 30
Quadro 3 – Plantas de três híbridos de meloeiro, enxertadas no porta-enxerto
abóbora Shelper, com sintomatologia de podridão gomosa .................................... 34
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Teste de sintomas em plântulas no substrato comercial ........................ 17
Figura 2 – Teste de sintomas em plântulas no substrato areia ............................... 18
Figura 3 – Plantas de meloeiro nobre enxertadas em câmara úmida pós-
enxertia .................................................................................................................... 20
Figura 4 – Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de
meloeiro nobre, em substrato comercial .................................................................. 23
Figura 5 – A) Sintoma de podridão gomosa iniciado no caule de plantas de
meloeiro, na região da folha cotiledonar senescente; B) Expansão descendente
dos sintomas de podridão gomosa, com fendilhamento do caule; C) Expansão
ascendente dos sintomas de podridão gomosa; D) Anelagem e tombamento da
planta ...................................................................................................................... 25
Figura 6 – A) Formação de estruturas reprodutivas de Didymella bryoniae no
tecido necrosado; B) Detalhe das frutificações de D. bryoniae (aumento 40x) ....... 26
Figura 7 – Localização dos primeiros sintomas nas plântulas, porcentagem de
plântulas mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no
teste de sintoma em plântulas, em substrato comercial ........................................... 26
Figura 8 – Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de
meloeiro nobre, em substrato comercial, transplantadas aos trinta dias para
solo-areia. ................................................................................................................ 29
Figura 9 – Localização dos primeiros sintomas, porcentagem de plântulas
mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no teste de
sintoma em plântulas, em substrato comercial, transplantadas aos 30 dias para
solo-areia ................................................................................................................. 29
Figura 10 – Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de
meloeiro nobre, no substrato areia, transplantadas aos trinta dias para solo-
areia ......................................................................................................................... 32
Figura 11 – Localização dos primeiros sintomas, porcentagem de plântulas
mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no teste de
sintoma em plântulas, em substrato areia, transplantadas aos trinta dias para
solo-areia ................................................................................................................. 32
Figura 12 – Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de
meloeiro nobre, enxertadas em porta-enxerto abóbora Shelper .............................. 34
Figura 13 – A) Formação de goma por Didymella bryoniae, na região inferior
aos cotilédones do caule de plantas de meloeiro, enxertadas em abóbora
Shelper; B) Podridão gomosa no caule e na região da folha cotiledonar de
plantas de meloeiro enxertadas .............................................................................. 35
Figura 14 – Local dos sintomas iniciais de podridão gomosa, porcentagem de
plantas mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação .................. 36
Figura 15 – A) Sintomas de podridão gomosa, na região da enxertia, no caule
de plantas de meloeiro, enxertadas em abóbora Shelper; B) Sintomas de
podridão gomosa iniciados no caule, na região da enxertia, e se estendendo
para a parte superior ................................................................................................ 36
RESUMO
GASPAROTTO, Francielli, M.S., Universidade Estadual de Maringá, novembro
de 2006. AVALIAÇÃO DA SANIDADE DE SEMENTES DE HÍBRIDOS DE
MELOEIRO NOBRE INDICADOS PARA CULTIVO PROTEGIDO. Professor
Orientador: Dr. João Batista Vida. Professores Co-orientadores: Dra. Solange
Maria Bonaldo e Dr. Dauri José Tessmann.
A podridão gomosa (Didymella bryoniae) tem sido uma das mais importantes
doenças para cucurbitáceas cultivadas tanto em cultivo convencional, quanto
em ambiente protegido, sendo as sementes uma importante fonte de inóculo
deste patógeno. Por isso, esse trabalho tem o objetivo de avaliar a sanidade de
sementes de híbridos de meloeiro nobre, comercializados na região Sul do
Brasil, recomendados para o cultivo protegido, quanto à presença do agente
causal da podridão gomosa e sua transmissão, e ainda comparar metodologias
para sua detecção em sementes. Para tanto, efetuou-se a análise de sanidade
empregando três metodologias: teste em papel de filtro, teste de sintomas em
plântulas e a técnica de enxertia. Duzentas sementes de cada um dos híbridos
de meloeiro nobre Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho foram utilizadas para os
testes. O teste em papel filtro, com congelamento, foi empregado para análise
de sementes inteiras e, sem congelamento, para análise de sementes divididas
(casca e perisperma+embrião). Para o teste de sintomas em plântulas, em
substrato comercial autoclavado, as sementes de cada híbrido foram
semeadas em bandejas de poliestireno com 72 células e mantidas em casa-de-
vegetação. O teste de sintomas em plântulas em areia desinfestada, as
sementes foram semeadas, em caixas plásticas e também mantidas em casa-
de-vegetação. Nos dois testes de transmissão, trinta dias após a semeadura,
metade das plantas visualmente sadias de cada híbrido, em cada substrato, foi
transplantada para sacos plásticos contendo 350 mL do substrato solo-areia
(2:1 volume/volume) desinfestado. Foram realizadas avaliações diárias quanto
ao aparecimento de plantas com sintomas de podridão gomosa até 60 dias
após o semeio. Para o ensaio com a finalidade de avaliar podridão gomosa em
plantas de meloeiro enxertadas, utilizou-se, como porta-enxerto, o híbrido de
abóbora Shelper e a técnica de enxertia fenda cheia. Os resultados mostraram
que no teste em papel filtro não foram encontradas quaisquer estruturas de D.
bryoniae associadas às sementes inteiras e às sementes divididas de nenhum
dos três híbridos de meloeiro. No teste de sintomas em plântulas em substrato
comercial, o índice de transmissão de D. bryoniae foi considerado elevado,
com 52%, 45% e 28% de plantas sintomáticas para os híbridos Sunrise, Bônus
II e Prince Hakucho, respectivamente, nas plantas mantidas durante 60 dias no
substrato comercial. Nas plantas transferidas aos 30 dias para o substrato solo-
areia, para o híbrido Sunrise, o índice de transmissão foi de 59%, para Bônus
II, 48%, e para o híbrido Prince Hakucho, 21%. Não ocorreu transmissão de D.
bryoniae para as plântulas mantidas no substrato areia por 60 dias. Para as
plantas transferidas para o substrato solo-areia aos 30 dias após a semeadura,
a taxa de transmissão, embora menor, ainda é considerada alta, com 22%,
14% e 19% de plantas sintomáticas para os híbridos Sunrise, Bônus II e Prince
Hakucho, respectivamente. No teste da enxertia, 24%, 25,3% e 20,7% das
plântulas de Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, respectivamente,
apresentaram sintomas de podridão gomosa, somente no enxerto. Pode-se
concluir, assim, que não se constatou D. bryoniae associado às sementes dos
híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho quando se empregou o teste de
papel de filtro. No entanto, quando se empregou o teste de sintomas em
plântulas, utilizando o substrato comercial, sem ou com transplante para solo-
areia, a presença do patógeno foi encontrada associada às sementes dos três
híbridos em alta porcentagem. No teste em areia, os sintomas da doença foram
constatados somente após a transferência das plântulas para o substrato solo-
areia. Quando se empregou a técnica da enxertia, sintomas de D. bryoniae
foram constatados no enxerto, indicando a presença do patógeno associado às
sementes.
Palavras-chave: Didymella bryoniae, Cucumis melo, patologia de sementes.
ABSTRACT
GASPAROTTO, Francielli, M.S., Universidade Estadual de Maringá, November
2006. EVALUATION OF SEED SANITY OF MUSKMELON HYBRIDS FOR
CULTIVATION IN GREENHOUSE. Adviser: Dr. João Batista Vida. Co-advisers:
Dra. Solange Maria Bonaldo and Dr. Dauri José Tessman.
The gummy stem blight (Didymella bryoniae) has been an important disease of
cucurbits in conventional cultivation and in greenhouse. The seeds are
important resource of inoculum of this disease. Therefore, this work had the
objective to evaluate the sanity of the seeds of a muskmelon hybrids
recommended for cultivation in greenhouse, in Brazil, aiming to detect the
gummy stem blight casual agent, to evaluate, its transmission by the seeds and
to compare methodologies for its detection in seeds. Three methodologies were
evaluate al: blotter test, seedling symptoms test and the grafting technique. Two
hundred seeds from each one of muskmelon hybrid Sunrise, Bonus II and
Prince Hakucho were used for the tests. The blotter test with freezing was used
for the whole seed analysis and with no freezing for separated seeds (seed
coat, perisperm and cotyledons). For seedling symptom test in autoclaved
commercial substrate, the seeds from each hybrid were sown in polystyrene
tray with 72 cells and kept in greenhouse. For evaluating seedling symptom test
in disinfested sand, the seeds were sown in plastic boxes and kept in
greenhouse. In both of the transmission tests 30 days after the sow, half of the
visually healthy plants from each hybrid and in each substrate were
transplanted to a plastic bag having 350mL of disinfested soil-sand substrate
(2:1). Also, was used grafting technique to demonstrate that the pathogen was
associated with seeds of muskmelon three hybrids. Bared on blotter test, it was
a not found any structures of D. bryoniae associate to the whole seeds, as wll
as in seeds partions, from none of three hybrids. In the commercial substrate,
the rate of D. bryoniae transmission was high, with 52%, 45% and 28%, from
symptomatic plants to the Sunrise, Bônus II and Prince Hakucho hybrids in
plants kept during 60 days in commercial substrate, respectively. In plants
transferred to 30 days for the soil-sand substrate, the transmission rate to was
59% for Sunrise hybrid, 48% for Bonus II and 21% for Prince Hakucho hybrid.
There was no D. bryoniae transmission for seedlings kept in soil-sand for 60
days. For transferred plants to the soil-sand: substrate to 30 days after sow, the
transmission rate was ever smaller, it is even considered high with 22%, 14%
and 19% of symptomatic plants for Sunrise, Bonus II and Prince Hakucho
hybrids respectively. In grafting test 24%, 25.3% and 20.7% from seedlings of
Sunrise, Bonus II and Prince Hakucho, respectively showed gummy stem blight
symptoms only in graft. Thus, it can be concluded that D. bryoniae associate to
the Sunrise, Bonus II and Prince Hakucho hybrids seeds have not shown up
when the blotter test was used. However, when the symptom test was used in
seedlings using commercial substrate with or without transplant for soil-sand,
the presence of the pathogen was found associate to the three hybrid seeds at
a high percentage. The diseases symptoms were showed up in sand test only
after the seedlings transfer to the soil-sand substrate. When the grafting
technique was used, the symptoms were showed up in graft, and this
demonstrated that the pathogen was associated with the seeds.
Key words: Didymella bryoniae, Cucumis melo, seed pathology.
1. INTRODUÇÃO
O meloeiro (Cucumis melo L.) é uma hortaliça muito apreciada e de
consumo ascendente no Brasil. No Paraná, cultiva-se, principalmente, em
ambiente protegido, tipo estufas plásticas, modalidade esta introduzida na
década de 80 como uma nova atividade para diversificação da exploração
agrícola. Desde então, esta tecnologia tem crescido rapidamente e atualmente
48% da área de estufas do Paraná está localizada na Região Norte,
correspondendo a cerca de 88 ha (HAMERSCHMIDT, 1994).
Apesar do sucesso econômico alcançado, a plasticultura tem-se
deparado com vários problemas de ordem técnica, os quais têm contribuído
para a redução dos lucros do plasticultor. Um dos mais importantes tem sido as
doenças incidentes nos cultivos protegidos, com freqüentes danos significativos
e, algumas vezes, totais para as culturas (VIDA et al., 1993; VIDA, 1994).
Neste contexto, a podridão gomosa, causada por Didymella bryoniae,
tem sido uma das mais importantes doenças para as cucurbitáceas entre elas,
o meloeiro. Em cultivo protegido, a podridão gomosa ocorre com maior
intensidade quando se compara ao cultivo convencional e é condicionada por
efeitos diretos do ambiente aéreo e do solo sobre o patógeno e indiretos, que
se dá através de mudanças fisiológicas e anatômicas nas plantas hospedeiras
(VAN STEEKELENBURG, 1983; VIDA et al., 2001). Além dos efeitos
climáticos, pesadas adubações nitrogenadas têm levado plantas de melão,
cultivadas em estufas plásticas, a alta suscetibilidade a D. bryoniae, cuja a
doença, não raramente, tem apresentado incidência de 100%, resultando em
danos totais para a cultura (VIDA et al., 1998).
Segundo Lee et al. (1984), os primeiros sintomas da doença ocorrem
na superfície do colo da planta, na forma de finas rachaduras que, em seguida,
necrosam e apodrecem o colo e ramos, provocando a murcha, a seca das
folhas e a morte da planta. Nitidamente são observados exsudados sobre as
necroses das áreas afetadas.
Didymella bryoniae pode sobrevier em restos de cultura na forma de
micélio dormente, sendo bastante resistente às condições de estresse,
principalmente, ao dessecamento. Assim, os resíduos culturais não
decompostos podem servir como fonte de inóculo por mais de um ano (VAN
STEEKELENBURG, 1983; SHTIENBERG et al., 2005). Um aspecto importante
da doença é o fato do seu agente causal ser naturalmente transmitido pela
semente, que geralmente serve como fonte de inóculo primário para as
infecções (LEE et al., 1984). Assim, o uso de sementes livres do patógeno é
essencial para uma boa sanidade da cultura.
Vida et al. (2002) relatam que a podridão gomosa tem aparecido com
freqüência em abrigos plásticos instalados em locais isolados e em cultivos
iniciais com híbridos de melão rendilhado. Em um ensaio desenvolvido pelos
mesmos autores para monitorização da transmissão de D. bryoniae via
sementes, obtiveram incidência de podridão gomosa em dois abrigos plásticos
cultivados com o híbrido Bônus II e em outro cultivado com o híbrido de
meloeiro Sunrise. Sob essa condição, os primeiros sintomas na cultura foram
observados no início e durante a formação de flores masculinas, no caule,
próximo ao solo, evidenciando, desta forma, a possibilidade do patógeno ser
transmitido pelas sementes.
A manifestação dessa doença em novas áreas leva-nos a hipotetizar
que as sementes de híbridos de melão importados, comercializados no Brasil,
apresentam infecção por D. bryoniae e, possivelmente, existam diferenças na
detecção do patógeno pelos métodos de análise de sanidade de sementes.
Diante do exposto, o presente trabalho tem o objetivo de avaliar a
sanidade de sementes de híbridos de meloeiro nobre, comercializados no
Brasil, recomendados para o cultivo protegido, quanto à presença do agente
causal da podridão gomosa e sua transmissão, e, ainda comparar
metodologias para sua detecção em sementes.
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1. A cultura do meloeiro
O meloeiro pertence à família Cucurbitacea, gênero Cucumis e espécie
Cucumis melo L. Sua origem ainda não esta bem definida, pois alguns autores
acreditam que seja a África, enquanto que outros atribuem ao oeste da Ásia.
Sua introdução no Brasil ocorreu pelos imigrantes europeus em meados da
década de 60, no Rio Grande do Sul, expandindo-se para o estado de São
Paulo e, posteriormente, para as regiões Norte e Nordeste, destacando-se, em
termos de área plantada e produção, entre as décadas de 80 e 90 (ARAÚJO,
1980; FERREIRA et al., 1982).
No período de 1980 a 1996, a área cultivada com melão no Brasil
passou de 5.661 ha para 12.200 ha, que representa aumento da ordem de
115,50%, enquanto o incremento da produção, no mesmo período, foi de
259,18%. Com a expansão da cultura para o Nordeste, a produção brasileira
passou a crescer vigorosamente e o melão, na década de 90, foi a fruta
brasileira que mais cresceu em volume de exportação, de 7 mil para 50 mil
ton/ano (COSTA, 2001). Embora o Brasil seja o 17
o
produtor mundial, segundo
a FAO (2006), é o 2
o
maior fornecedor de melão para os países europeus.
Em 2004, a produção brasileira atingiu 180 mil toneladas e uma
produtividade media de 12,41 ton/ha (FAO, 2006). O Brasil, atualmente, é o
terceiro produtor de melão da América do Sul, depois da Argentina e do Chile,
com 17% da produção total. A região nordeste responde por 89% da produção
do país, destacando-se os estados do Rio Grande do Norte, Ceará, Bahia e
Pernambuco (COSTA, 2001).
Segundo Araújo (1980), o meloeiro é uma planta anual, herbácea,
rasteira, de haste sarmentosa que apresenta sistema radicular com
crescimento abundante nos primeiros 30 cm de profundidade de solo. Suas
folhas são de dimensão e forma bastante variadas. Quanto à presença de
flores, as plantas podem ser monóicas, ginóicas ou, na maioria, andromonóicas
(presença de flores masculinas e hermafroditas). Os frutos são bastante
variados, tanto com relação à dimensão, que podem ter de 100 g até vários
quilogramas, como com relação ao formato (achatado, redondo ou cilíndrico).
O fruto é consumido in natura, fornecendo valor nutritivo expressivo na forma
de hidratos de carbono, além de fósforo e cálcio (COSTA, 2001).
Existem grande número de cultivares e híbridos de meloeiro, que
pertencem a duas variedades botânicas: 1) Cucumis melo L. var. reticulatus,
melões aromáticos; 2) Cucumis melo L. var. inodorus, que possui grande
variabilidade de forma, tamanho, cor de casca, cor e firmeza da polpa, entre
outras características distintivas (ALVES, 2000).
Há uma diversidade de formatos e aparências externas das cascas dos
melões do grupo inodorus. Porém, de uma maneira geral, eles possuem casca
firme e polpa usualmente branca. As cultivares deste grupo suportam o
transporte e a comercialização por 10 dias ou mais mesmo em temperaturas ao
redor de 25 ºC. A casca espessa e firme confere razoável resistência à
compressão e à perda de água. No Brasil, os primeiros melões deste grupo a
se popularizarem foram provenientes da cultivar ‘Amarelo Valenciano’. Hoje em
dia, existem diversas cultivares derivadas disponíveis com diferenças de
qualidade, produtividade e de resistência à doenças (ALVES, 2000).
Os melões rendilhados, Cucumis melo L. var. reticulatus, tem se
tornado populares no Brasil. De uma maneira geral, são aromáticos, mais
saborosos, precoces, tem menor teor de matéria seca e menor capacidade de
armazenamento, que, entre outras razões, é causada pela casca mais frágil e
mais permeável ao vapor de água (ALVES, 2000).
Por ser um fruto com características particulares, o melão nobre
tornou-se uma opção bastante procurada pelos agricultores que empregam o
sistema de cultivo em ambiente protegido, utilizando cultivares diferentes das
cultivadas na região Nordeste do Brasil, como a ‘Amarelo Valenciano’
(BRANDÃO FILHO; VASCONCELLOS, 1998). Em ambientes protegidos, são
cultivados melões que apresentam vantagens, como: sem concorrência no
mercado; frutos com excelente aspecto visual e grande teor de sólidos solúveis
(sabor); excelente cotação no mercado, podendo, por isso, ser cultivado em
pequenas áreas, com boa lucratividade (BRANDÃO FILHO; CALLEGARI,
1999). Entre os híbridos de meloeiros nobres cultivados em ambiente protegido
no Brasil, destacam-se Bônus, Sunrise, Hakucho Prince, Nero e Louis.
O melão rendilhado pode ser considerado um produto destinado à
exportação, tendo como público alvo as classes A e B, sendo, portanto,
também uma excelente opção para o cultivo protegido (BRANDÃO FILHO;
VASCONCELLOS, 1998).
O cultivo em ambiente protegido possibilita semear o melão em várias
épocas, proporcionando várias colheitas por ano, além de proporcionar altos
níveis de produtividade (1800-3000 frutos/1000 m
2
de estufa) (BRANDÃO
FILHO; VASCONCELLOS, 1998).
2.2. A técnica da Enxertia
O manejo de hortaliças em ambiente protegido vem sendo estudado e
melhorado através dos anos, desde sua implantação no Brasil, que se deu nos
meados da década de 80. A utilização intensiva dos solos nesse ambiente,
empregando manejo não adequado, tornou-os salinizados e infestados por
patógenos radiculares. Dessa forma, muitas alternativas de manejo têm sido
estudadas, entre as quais a utilização de plantas enxertadas, empregando-se
porta-enxertos resistentes ou tolerantes doenças (GOTO et al.,2003a).
A enxertia é um dos processos de propagação dos vegetais superiores
em que parte de uma planta é unida a outra, de modo que venham a constituir
um único vegetal, estabelecendo-se uma dibiose (GOTO et al., 2003a).
O principal objetivo que se pretende alcançar com a enxertia de
hortaliças é obter resistência à doenças do solo; portanto, possibilitar o cultivo
de determinadas espécies em áreas infestadas por patógenos. A enxertia,
como método de controle de patógenos do solo, tem como fim evitar o contato
da planta sensível com o agente patogênico. Enxerta-se a cultivar comercial
sobre um porta-enxerto resistente, pertencente a outra cultivar, espécie ou
gênero da mesma família botânica. O porta-enxerto resistente se mantém
sadio, assumindo a função de absorver água e nutrientes do solo, ao mesmo
tempo em que protege a cultivar sensível do patógeno. Na maioria dos casos, a
planta resultante do processo de enxertia apresenta o sistema radicular do
porta-enxerto e a parte aérea da cultivar. Portanto, é uma técnica alternativa a
outros métodos de controle de doenças (cultivar resistente, desinfestação do
solo, uso de fungicidas etc.) e que apresenta maior apelo ambiental (PEIL,
2003).
Além disso, a finalidade da enxertia depende da condição que se
deseja produzir, pois visa o controle de uma ou mais doenças, à tolerância a
temperaturas adversas, à salinidade do solo, ao vigor, à desordens fisiológicas
das plantas e à produção de frutos de melhor qualidade. No caso da cultura do
meloeiro, a enxertia é utilizada para controle de Fusarium oxysporum,
tolerância à temperaturas baixas, às desordens fisiológicas, à seca (GOTO et
al., 2003a).
É comum obter excelente porcentagem de sobrevivência de mudas de
hortaliças enxertadas; porém, também é comum obter resultados
desalentadores. O sucesso ou o insucesso está relacionado estreitamente com
diversos fatores que podem influenciar a cicatrização da união dos tecidos,
como a compatibilidade entre enxerto e porta-enxerto, temperatura e umidade
durante e após a enxertia, tamanho e sanidade da superfície de contato,
assepsia durante o processo (GOTO et al.,2003b).
Na enxertia de hortaliças, é essencialmente importante manter a
umidade relativa do ar entre 80% e 90% durante os primeiros três dias. Por
isso, recomenda-se utilizar uma câmara pós-enxertia coberta com plástico com
algum sistema de umidificação. Alguns problemas fitossanitários podem
aparecer após a enxertia. A alta umidade relativa em que devem ficar as
mudas enxertadas pode favorecer patógenos como D. bryoniae e Botrytis
cinerea, que ocasionam danos graves. Para diminuir a possibilidade de
infestação, recomenda-se a realização de todo processo de enxertia de forma
rápida e com um máximo possível de assepsia e cuidado para não contaminar
o material (GOTO et al., 2003b).
Os métodos tradicionais de enxertia usados em cucurbitáceas são:
fenda apical simples, fenda cheia, encostia, perfuração apical e corte horizontal
(CAÑIZARES; GOTO, 2003). Rizzo et al. (2004) avaliaram métodos de enxertia
e porta-enxertos para melão rendilhado e entre eles, os melhores resultados
para o melão rendilhado Bônus II foram obtidos através dos métodos de fenda
cheia e de perfuração lateral combinado ao porta-enxerto Shelper.
2.3. A cultura do meloeiro em ambiente protegido e podridão gomosa
O cultivo protegido é uma atividade relativamente nova no Brasil,
apresentando características comerciais bastante marcantes (BRANDÃO
FILHO; VASCONCELLOS, 1998), que se enquadram na atividade do
agronegócio da pequena propriedade.
Esta tecnologia, apesar do sucesso econômico alcançado, tem-se
deparado com vários problemas de ordem técnica, os quais têm contribuído
para a redução dos lucros do plasticultor. Um dos mais importantes é as
doenças incidentes, com freqüentes danos significativos e, algumas vezes,
totais para as culturas (VIDA et al., 1993; VIDA, 1994). Neste contexto, a
podridão gomosa, causada por D. bryoniae, tem sido umas das mais
importantes doenças da cultura.
Didymella bryoniae é o agente causador do crestamento gomoso ou
podridão gomosa em plantas de melão, pepino, melancia e outras
cucurbitáceas (SVEDELIUS, 1990).
A doença está presente em todas as regiões onde se cultivam
cucurbitáceas, especialmente em áreas tropicais e subtropicais. O patógeno
possui elevada capacidade epidemiológica e está amplamente distribuído, com
relatos de incidência em Trinidad, Alemanha, Holanda, entre outros, e sempre
apresenta altos índices de perdas de produtividade (BALA; HOSEIN, 1986;
NEERGAARD, 1989a).
No Brasil, a doença vem aumentando em importância nos estados do
Nordeste e do Sul, chegando a ser apontada como um dos principais
problemas fitopatológicos das culturas de melão, melancia e pepino. Nas
regiões de clima úmido, ela tem limitado o cultivo de melão, mesmo em
condições de plasticultura (KUROZAWA; PAVAN, 1997). Recentemente,
Santos e Café Filho (2006) detectaram o patógeno em melancia na região
Centro Oeste do Brasil, e no estado do Tocantins.
Vida et al. (1993) observaram danos da ordem de 1,5 a 100% em
plantas de melão conduzidas sob estufa plástica na região de Maringá-PR.
Também Bala e Hosein (1986) e Neergaard (1989a) estimaram danos da
ordem de 10 a 100% e 16 a 100% para melancia e abóbora, respectivamente.
2.4. Didymella bryoniae
O fungo Didymella bryoniae foi descrito pela primeira vez em 1891, na
fase anamorfa, com o nome de Ascochyta cucumis Fautr. & Roum, e,
posteriormente, a fase teleomórfica como Didymella melonis Pass. (WIANT,
1945; CHIU; WALKER, 1949). As denominações de ambas as fases variaram
no decorrer do tempo: para a fase anamorfa, o patógeno já foi denominado
Phyllosticta citrulina Chester, Ascochyta melonis Poteb; e para a fase
teleomórfica, Corlett (1981), citado por Castro (1994), designou como
sinonímias Sphaerella bryoniae Auersw., Dimosphaeria bryoniae (Auersw.)
Niessl, D. melonis Pass., Mycosphaerella melonis Walker, Micosphaerella
citrulina (C. O. Sn.) Gross. e Sphaerella melonis Ferraris. O mesmo autor
afirma que, a partir do momento em que Corlett (1981) publicou seu estudo
taxonômico sobre espécies de Didymella, se passou a usar as nomenclaturas
D. bryoniae (Auersw.) Rehm, para a fase teleomórfica, e Ascochyta cucumis
Fautr. & Roum, para a fase anamórfica.
O patógeno D. bryoniae pertence ao Reino FUNGI, Filo Ascomycota,
Gênero Didymella. É um ascomiceto que produz pseudotécios em folhas, frutos
e hastes, de forma globosa, imersos e escuros. Os ascos possuem forma
variável de cilíndricos a subclavados, com pedicelos curtos ou sésseis, com
oito ascósporos, sendo estes hialinos, elipsóides e com extremidades
arredondadas (KEINATH et al., 1995; REGO, 1995).
As colônias do fungo apresentam micélio aéreo branco e micélio verde-
oliva quando o BDA é utilizado como substrato para crescimento. Ainda se
apresenta bastante setorizado, conforme a idade da cultura, com a presença
de picnídios relativamente uniformes por toda a colônia, variando entre os
isolados. Embora estruturas como os pseudotécios, os ascos e ascósporos de
D. bryoniae possam ser usados para a identificação do patógeno, elas podem
não estar presentes no tecido infectado, uma vez que nele o pseudotécio se
desenvolve posteriormente à formação do picnídio (KEINATH et al., 1995).
De acordo com Punithalingham e Holliday (1972) e Neergaard (1989b),
o patógeno geralmente invade o hospedeiro através de ferimentos ou aberturas
naturais. Mas, quando os esporos aparecem em altas concentrações, o fungo
pode ser capaz de penetrar via cutícula e desenvolver-se dentro do tecido do
hospedeiro. Uma vez estabelecido no tecido, ele vive como um parasita
necrotrófico, sendo capaz de sintetizar várias enzimas, como
poligalacturonase, pectina metil esterase e celulase, além de amilase, lípase,
protease e uréase, muitas das quais são necessárias para a degradação da
célula do hospedeiro (CURREN, 1969; HSIEH; HUANG, 1985 citados por
NEERGAARD, 1989a).
O patógeno, em função da sua ampla gama de hospedeiros, causa
uma variedade de sintomas que vão desde manchas foliares, cancro da haste
até podridão negra dos frutos (LEE et al., 1984). Segundo Kurozawa e Pavan
(1997), a doença pode ocorrer em todos os órgãos da planta e em qualquer
estágio de desenvolvimento. Nas plântulas, pode causar tombamento, além de
lesões nos cotilédones, que se tornam necrosados. Nos frutos, os sintomas
mostram-se como lesões circulares, inicialmente aquosas, de cor parda, e,
posteriormente, preta, formando depressões nos tecidos, onde pode se
verificar exsudação de goma.
Em concentrações elevadas do inóculo, os frutos freqüentemente são
mal desenvolvidos ou abortados, enquanto a inoculação com baixa quantidade
de esporos pode resultar numa alta freqüência de frutos desenvolvidos com
podridão interna (NEERGAARD, 1989b).
Ramos afetados apresentam-se encharcados, com exsudação de
goma, coloração parda, passando a cinza e apresentando numerosos corpos
de frutificação negros. Na maioria das vezes, a colonização circunscreve todo o
caule, causando a seca do ramo na região situada acima da lesão. Os
sintomas nas folhas são manchas pardas, circulares, cujo diâmetro pode variar
de alguns milímetros a vários centímetros (KUROZAWA; PAVAN, 1997).
Freqüentemente, a infecção inicia-se nas margens das folhas, que ficam como
se fossem murchas, progredindo em direção ao centro do limbo foliar,
resultando no seu crestamento (REGO, 1995).
D. bryoniae pode sobreviver em restos de cultura na forma de micélio
dormente, sendo bastante resistente às condições de estresse, principalmente,
ao dessecamento. Assim, os resíduos culturais não decompostos podem servir
como fonte de inóculo por mais de um ano (VAN STEEKELENBURG, 1983;
SHTIENBERG, 2005). Os ascósporos produzidos pelo patógeno são capazes
de resistir a temperaturas inferiores a 0 ºC por mais de um ano, em condições
de campo. Isso significa que, mesmo em locais onde o inverno é rigoroso, a
capacidade de permanência do patógeno de uma estação de cultivo para outra
é bastante grande (VAN STEEKELENBURG, 1983).
O fungo pode se manter ainda nas sementes infectadas, localizando-se
superficialmente ou no interior, no perisperma e nos tecidos cotiledonares. A
importância da infecção de sementes por D. bryoniae não está apenas na
possibilidade do desenvolvimento em larga escala da doença, mas também na
introdução do inóculo em áreas não infestadas (LEE et al., 1984).
2.5. Importância de patógenos associados às sementes
Sementes são insumos básicos na moderna produção agrícola, pois
cerca de 90% dos alimentos são produzidos através delas. Todas as espécies
cultivadas propagadas por sementes apresentam doenças como um fator
responsável pela redução na produtividade. A nível mundial, o dano médio de
12% equivale a perda de 50 bilhões de dólares/ano. Entretanto, os danos
causados pelos patógenos associados às sementes não foram globalmente
quantificados (MENTEN, 1995).
De acordo com MacNew, citado por Menten (1995), os patógenos
causam danos às plantas através da interferência em diversos processos
fisiológicos essenciais. Existem patógenos que destroem órgãos de reserva ou
tecidos jovens, outros danificam o sistema radicular ou o sistema vascular,
afetando, respectivamente, a absorção e o transporte de água e nutrientes, e
outros interferem na fotossíntese, quanto um grupo mais especializado afeta a
distribuição da seiva elaborada. Estes danos ocorrem pela ação de enzimas,
toxinas e reguladores de crescimento produzidos pelos patógenos. Patógenos
pertencentes a todos estes grupos de doenças podem estar associados às
sementes (MENTEN, 1995).
A associação de patógeno às sementes é importante, porque, deste
modo, o agente causal pode sobreviver por um tempo maior, mantendo sua
viabilidade e características, é facilmente disseminado, podendo ser introduzido
em novas áreas, e, devido à alta probabilidade do patógeno infectar a plântula
em desenvolvimento após a semeadura, pode causar doença na fase inicial da
cultura (MENTEN, 1985).
As sementes de meloeiro são consideradas importante via de
disseminação de D. bryoniae. Estudos realizados por Lee et al. (1984) indicam
que a infecção pelo patógeno não ocorre somente no tegumento externo da
semente, mas também nas suas partes internas. Aspectos semelhantes a
estes também foram observados por Sudisha et al. (2006).
A simples presença de um patógeno associado à semente não é
suficiente para garantir que haverá infecção da planta proveniente da semente.
Caso este processo aconteça, culminando com o surgimento de plantas
doentes (com sintoma) no campo, ocorreu o fenômeno de transmissão
(MENTEN, 1985).
O termo transmissão significa, além da transferência e estabelecimento
do patógeno da semente para planta, a transferência e estabelecimento do
patógeno da planta para a semente. Através destes processos, completa-se o
ciclo de patógenos transmitidos por sementes. Geralmente, a transmissão é
quantificada através da detecção de sintomas nas plantas, cujo único meio de
inoculação foi através da associação do patógeno com a semente. Assim, o
inóculo presente na semente, disseminado através dela, passa a se constituir
em fonte primária de inóculo no campo (planta doente), podendo dar origem a
uma epidemia se as condições climáticas forem favoráveis e a cultivar for
susceptível (MENTEN, 1985).
Os poucos trabalhos sobre D. bryoniae têm demonstrado a sua
elevada taxa de transmissão por sementes. Lee et al. (1984), trabalhando com
pepino e abóbora, e Sudisha et al. (2006) trabalhando com melão, observaram
que em lotes de sementes com D. bryoniae associado ocorreu transmissão do
patógeno para plântulas numa taxa aproximada de 40% em ambos os
trabalhos.
No Brasil, são raros os trabalhos sobre a qualidade das sementes de
meloeiro quanto à presença em associação de D. bryoniae e sobre sua
transmissão. Vida et al. (2002) relataram à transmissão de D. bryoniae via
sementes e observaram que houve incidência de podridão gomosa de 8,4 e
7,1% em dois abrigos plásticos cultivados com o híbrido Bônus II e em outro
cultivado com o híbrido de meloeiro Sunrise 5,7%. Sob essa condição, os
primeiros sintomas foram observados no caule, próximo ao solo, no início e
durante a formação de flores masculinas, evidenciando a possibilidade do
patógeno ser transmitido pelas sementes.
Verzignassi et al. (2004), através do teste de transmissão em areia,
encontraram o patógeno nas formas teleomórfica (D. bryoniae) e anamórfica
(Ascochyta sp.) 21 dias após a emergência, causando sintomas em plântulas
de pepino, especialmente quando submetidas à câmara úmida.
Para a obtenção de dados confiáveis da relação entre o transporte e
transmissão do patógeno pelas sementes e os danos na cultura, é fundamental
a existência de métodos que permitam detectar e quantificar o inóculo nas
sementes (MENTEN, 1991). Para que um método de análise de sanidade de
sementes possa ser considerado satisfatório, ele deve ser econômico no uso
do material e equipamento e deve ser rápido, oferecendo resultados em curto
período de tempo. Além disso, seus resultados devem ser reproduzidos por
outros laboratórios dentro de limites estatísticos e devem detectar, pelo menos,
um patógeno com segurança (LUCCA FILHO, 1991). Existem várias
metodologias para a análise sanitária de sementes. A escolha do método a ser
utilizado deve levar em consideração o tipo de associação patógeno-
hospedeiro e a forma como o patógeno irá se expressar para poder ser
detectado. Os métodos variam quanto à sensibilidade e ao objetivo, sendo que
alguns exigem incubação das sementes, enquanto outros permitem a
identificação de patógenos através de descolorações e anormalidades do
tegumento das mesmas, sem prévia incubação (LUCCA FILHO, 1991).
Neergaard (1973) indicou para detecção de D. bryoniae o método do
papel filtro (Blotter test) e de sintoma em plântulas. O Blotter test é apropriado
para as infecções acompanhadas por hifas, frutificações ou por esporos, sendo
eficaz para detectar a maioria de fungos veiculados por sementes. A
identificação é baseada na morfologia fúngica desenvolvida durante a
incubação na superfície da semente no papel filtro (AGARWAL; SINCLAIR,
1987). O método, ainda, é uma das técnicas mais simples e baratas para se
detectar patógenos e outros microrganismos associados com sementes. Seu
princípio básico é fornecer uma elevação em nível da umidade relativa, luz e
temperatura ideais para o desenvolvimento fúngico (AGARWAL; SINCLAIR,
1987).
A avaliação é realizada após o período de incubação, examinando-se,
individualmente, todas as sementes através de um microscópio estereoscópico.
A identificação dos fungos é baseada pelo crescimento, comprimento, cor e
arranjo micelial dos conidióforos, pela cor, tamanho, septação e arranjo dos
conídios nos conidióforos, e pela produção e aparência de outras frutificações,
tais como, acérvulo, picnídio, esporodóquio (AGARWAL; SINCLAIR, 1987).
A finalidade do teste baseado no crescimento de plântulas e
desenvolvimento de sintomas, denominado de “teste em plântulas”, é prever o
efeito dos patógenos na emergência em campo do lote de sementes de
análise. As sementes são plantadas em solo, areia ou em meio inerte semi-
estéril. Este método freqüentemente permite avaliar o vigor de germinação da
semente, assim como o potencial do inóculo dos patógenos associados à
semente (LUCCA FILHO, 1991).
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Período e localização da experimentação
Os ensaios experimentais foram realizados entre os meses de
agosto/2005 e agosto/2006, junto à área experimental do Departamento de
Agronomia, Laboratório de Fitopatologia, da Universidade Estadual de Maringá
(UEM), no município de Maringá, Estado do Paraná.
3.2. Aquisição das sementes de meloeiro
Foram utilizados lotes de sementes comerciais de meloeiro nobre, dos
híbridos Sunrise (lote 02/026-36), Bônus II (lote 01/033-08) e Prince Hakucho
(Muratane, lote 4230), adquiridas em casas comerciais da cidade de Maringá-
PR. Os híbridos utilizados para a pesquisa são os mais empregados em cultivo
protegido no noroeste do Paraná. As sementes do híbrido Prince Hakucho
foram tratadas previamente pela empresa que o comercializa com thiran
(0,15%).
3.3. Sanidade de sementes de meloeiro quanto a Didymella bryoniae
3.3.1. Teste em papel filtro com sementes inteiras
O teste em papel filtro (Blotter test) com sementes inteiras foi realizado
conforme metodologia descrita por Neergaard (1979). As sementes de cada
híbrido foram dispostas em caixas de acrílico tipo “gerbox”, em número de 25
para cada recipiente, contendo três folhas de papel filtro esterilizadas e
umedecidas com água destilada esterilizada. O material foi distribuído,
aleatoriamente, em câmara de incubação com temperatura de 25 ± 2 ºC,
durante 24 horas, sob regime de luminosidade de 12 horas de luz fluorescente
e 12 horas de escuro. Após este período, as sementes foram transferidas para
freezer a -20 ºC, onde permaneceram por mais 24 horas. Em seguida, o
material foi incubado novamente em 20 ± 2 ºC, sob o mesmo regime de
luminosidade descrito, durante sete dias. Passado esse período, cada semente
foi examinada no microscópio estereoscópico. Para as sementes que se
observou a presença de quaisquer estruturas fúngicas, preparou-se lâminas de
microscopia e observou-as no microscópio óptico com a finalidade de
identificação do fungo associado. Para cada lote de sementes testado, foram
utilizadas 25 sementes por “gerbox” e 200 sementes por híbrido. Os resultados
foram expressos em porcentagem de sementes com D. bryoniae associada.
3.3.2. Teste em papel filtro com sementes “divididas”
O teste em papel filtro com sementes “divididas” foi realizado conforme
metodologia descrita por Lee et al. (1984). As sementes de cada híbrido foram
lavadas individualmente cinco vezes com água destilada esterilizada e em
seqüência embebidas por 2 h em água destilada esterilizada. Após este
período, as sementes foram dissecadas assepticamente com uma lâmina
descartável desinfestada, separando-se em duas partes: casca e perisperma
mais embrião. Os componentes de cada semente foram plaqueados em
“gerbox”, contendo três folhas de papel filtro esterilizadas e umedecidas com
água destilada. O material foi distribuído, aleatoriamente, na câmara de
incubação com temperatura entre 20 ± 2 ºC, por sete dias sob regime de
luminosidade de 12 horas de luz fluorescente e 12 horas de escuro. Passado
esse período, cada semente foi examinada no microscópio estereoscópico e no
microscópio óptico quanto à presença de estruturas de D. bryoniae, como
descrito no item 3.3.1. Para cada lote de sementes testado, foram utilizadas 10
sementes por “gerbox” e 200 sementes por híbrido. Os resultados foram
expressos em porcentagem de sementes com D. bryoniae associada.
3.4. Transmissão de Didymella bryoniae por sementes de meloeiro nobre
3.4.1. Teste de sintomas em plântulas em substrato comercial
Para realização deste teste, foi utilizado o substrato comercial
PlantMax HA, indicado para hortaliças cucurbitáceas e folhosas, que contém
casca de pinus, vermiculita expandida, turfa, corretivo de acidez e aditivos e
possui 50% de umidade, capacidade de retenção de água de 150%, pH de 5,8
(+- 0,5) e condutividade Elétrica de 1,3 (+- 0,3) mS/cm.
O substrato comercial foi autoclavado a 120 ºC, a 1 atm, durante duas
horas, com intervalo de autoclavagem de 24 horas, seguido de mais duas
horas de autoclavagem nas mesmas condições. Após um período de descanso
de 72 horas, o substrato foi distribuído em bandejas de poliestireno expandido
de 72 células. Em seguida, procedeu-se o semeio das sementes dos três
híbridos de meloeiro nobre e manteve-se as bandejas em casa-de-vegetação
semiclimatizada (Figura 1). Para cada híbrido, foram utilizadas 200 sementes.
Após a emergência, todas as plântulas foram examinadas, diariamente,
quanto à presença de sintomatologia de podridão gomosa (sintomas da doença
e sinais do patógeno). As plântulas com sintomas foram retiradas das células
da bandeja e transferidas para vasos de 300 mL contendo o mesmo substrato
não desinfestado. Esse procedimento foi adotado para evitar disseminação de
inóculo de plantas doentes para plantas sadias.
Após trinta dias da semeadura, metade das plântulas de cada híbrido
que permaneceu nas bandejas foi transferida para sacos contendo 350 mL do
seguinte substrato: solo mais areia na proporção 2:1 v/v desinfestado com
Brometo de Metila (120 mL/m
3
de substrato).
Na transferência para o novo substrato, as plântulas foram retiradas de
forma alternada nas fileiras das células da bandeja de poliestireno. Tanto as
plântulas que permaneceram na bandeja, quanto as que foram transferidas
para o substrato solo-areia, foram mantidas sob as mesmas condições
anteriores de casa-de-vegetação semiclimatizada. As irrigações foram
realizadas, diariamente, com água de torneira.
Após a transferência, as plântulas de todos os híbridos, nos dois
substratos, continuaram a serem avaliadas, diariamente, adotando o mesmo
procedimento anterior, durante mais 30 dias.
Os resultados foram expressos em porcentagem de plântulas
apresentando qualquer sintomatologia de podridão gomosa, em qualquer órgão
aéreo da planta.
Figura 1. Teste de sintomas em plântulas em substrato comercial.
3.4.2. Teste de sintomas em plântulas em substrato areia
Para o teste de transmissão no substrato areia lavada, foi utilizada a
metodologia descrita por Neergaard (1979). A areia foi desinfestada com
brometo de metila (120 mL/m
3
) e distribuída em caixas plásticas (40 x 28 x 10
cm). Em seguida, procedeu-se o semeio das sementes dos três híbridos de
meloeiro nobre e manteve-se as caixas em casa-de-vegetação semiclimatizada
(Figura 2). Para cada híbrido, foram utilizadas 200 sementes.
Após a emergência, todas as plântulas foram examinadas,
diariamente, quanto à presença de sintomatologia de podridão gomosa
(sintomas da doença e sinais do patógeno). As plântulas com sintomas foram
retiradas das caixas com areia e transferidas para vasos de 300 mL contendo
substrato comercial não desinfestado. Esse procedimento foi adotado para
evitar disseminação de inóculo de plantas doentes para plantas sadias.
Figura 2. Teste de sintomas em plântulas em substrato areia.
Após 30 dias da semeadura, metade das plântulas de cada híbrido que
permaneceu nas caixas plásticas foi transferida para sacos contendo 350 mL
do seguinte substrato: solo mais areia na proporção 2:1 v/v desinfestado com
Brometo de Metila (120 mL/m
3
de substrato).
Na transferência para o novo substrato, as plântulas foram retiradas de
forma alternada nas fileiras das caixas plásticas. Tanto as plântulas que
permaneceram nas caixas, quanto as que foram transferidas para o substrato
solo-areia, foram mantidas sob as mesmas condições anteriores de casa-de-
vegetação semiclimatizada. As irrigações foram realizadas, diariamente, com
água de torneira.
Após a transferência, as plântulas de todos os híbridos, nos dois
substratos, continuaram sendo avaliadas, diariamente, adotando o mesmo
procedimento anterior, durante mais 30 dias, e, após 60 dias, as plântulas que
permaneceram nas caixas com areia foram retiradas, lavadas cuidadosamente
com água destilada e colocadas em câmara úmida para detecção do patógeno.
Os resultados foram expressos em porcentagem de plântulas
apresentando qualquer sintomatologia de podridão gomosa, em qualquer órgão
aéreo da planta.
3.5. Didymella bryoniae em plantas enxertadas
Para o teste de transmissão por enxertia, utilizou-se o método de
enxertia de fenda cheia (CAÑIZARES; GOTO, 2003), tendo como porta-enxerto
o híbrido de abóbora Shelper, por ser o mais utilizado na enxertia de
cucurbitáceas na olericultura. A semeadura da copa foi realizada quatro dias
antes da semeadura do porta-enxerto. As mudas foram produzidas em
bandejas de poliestireno expandido, com 128 células, com substrato comercial
previamente autoclavado, como descrito no item 3.4.1. A enxertia foi realizada
quando o porta-enxerto e a copa apresentaram a primeira folha verdadeira. As
plântulas do porta-enxerto foram transplantadas para vasos plásticos contendo
300 mL de substrato autoclavado. Utilizando uma lâmina descartável,
flambada, cortou-se o meristema apical do porta-enxerto abóbora logo acima
das folhas cotiledonares. Em seguida, realizou-se um outro corte longitudinal
no caule remanescente, no sentindo descendente, em uma profundidade
aproximada de 1,0 cm, perpendicular as folhas cotiledonares.
Para preparo das plântulas empregadas como enxerto, adotou-se o
seguinte procedimento: utilizando lâmina descartável, desinfestada, cortou-se
as plântulas abaixo 1,5 cm das folhas cotiledonares. Na região do caule, abaixo
das folhas cotiledonares, procederam-se dois cortes opostos em bisel, de modo
a obter uma porção terminal em forma de cunha, de aproximadamente 1,0 cm.
Em seguida, encaixou-se a porção cuneiforme do enxerto na fenda do porta-
enxerto e foram presos por um clipe especial para enxertia.
Para aumentar o índice de pegamento, o corte em forma de cunha no
enxerto deve ser executado perpendicular as folhas cotiledonares, para que no
momento da junção do enxerto e porta-enxerto as folhas cotiledonares das
duas plantas fiquem em um ângulo de 90º (CAÑIZARES; GOTO, 2002).
Logo após a enxertia, as plantas foram colocadas em uma estufa pós-
enxertia (Figura 3), com umidade de 90% e temperatura de 30 ºC, onde
permaneceram por um período de dez dias.
Figura 3. Plantas de meloeiro nobre enxertadas em câmara úmida pós-enxertia.
Após esse tempo, as plantas foram transferidas para casa-de-
vegetação onde permaneceram durante todo o ensaio experimental.
Com relação à presença de sintomatologia de podridão gomosa, no
enxerto e/ou porta-enxerto, como descrito no item 3.4.1, a avaliação constitui-
se de observação visual, diária, de todas as plantas, iniciada 10 dias após a
enxertia, quando se retirou as plantas da câmara úmida. Foram utilizadas para
cada híbrido 200 plantas.
Os resultados foram expressos em porcentagem de plântulas
apresentando qualquer sintomatologia de podridão gomosa, em qualquer órgão
aéreo da planta.
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Sanidade de sementes de meloeiro nobre quanto a Didymella
bryoniae
No ensaio experimental de sanidade de sementes, empregando o
método de papel filtro com sementes inteiras e sementes divididas de meloeiro
nobre dos híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, não foi constatada a
presença de quaisquer estruturas de D. bryoniae em nenhum dos híbridos
testados. Assim, este resultado mostra-se como um falso negativo, pois D.
bryoniae estava associada às sementes de todos os híbridos, o que pôde ser
constatado nos testes de transmissão (item 4.2).
Lee et al. (1984), avaliando lotes de sementes de melão e abóbora
quanto à presença de D. bryoniae, pelo método de papel filtro, nas mesmas
condições descritas neste trabalho, utilizando sementes divididas, obtiveram
índice de infecção que variou de 0,5 a 38,0%. Também, os mesmo autores,
utilizando o teste em placa com ágar, obtiveram índice de D. bryoniae
consideravelmente mais baixo, no máximo 19,0%. Em meio batata-dextrose-
ágar, Sudisha et al. (2006) obtiveram índices de D. bryoniae associado à
sementes de melão variando de 31% na casca a 4,0% no embrião.
Apesar da facilidade de aplicação do teste em papel filtro, este método
apresenta certas limitações, entre elas encontra-se a dificuldade de identificar
fungos de crescimento vegetativo muito lento, pois podem ser rapidamente
encobertos por outros mais vigorosos, e por permitir o rápido crescimento de
fungos contaminantes (Rhizopus, Mucor, Penicillium, Aspergillus e outros)
(LUCCA FILHO, 1991).
Ocorreu alto índice de Cladosporium spp. associado às sementes dos
três híbridos avaliados. Como este fungo apresenta crescimento agressivo, é
possível ter havido restrição de espaço para expressão de D. bryoniae.
O teste de papel filtro não se aplica para detecção de qualquer
patógeno associado às sementes, havendo restrições que dependem do
patossistema (MENTEN, 1995).
4.2. Transmissão de Didymella bryoniae por sementes de meloeiro nobre
4.2.1. Teste de sintomas em plântulas em substrato comercial
O índice de transmissão de D. bryoniae foi de 52,0%, 45,0%, 28,0%
para os híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, respectivamente, nas
plantas mantidas durante sessenta dias em substrato comercial (Quadro 1).
Quadro 1 - Transmissão de D. bryoniae (porcentagem de plantas com
sintomas) por sementes de melão nobre em substrato comercial
e substrato comercial/solo-areia
Híbrido
Substrato Substrato
Comercial/Solo-
Areia
Total
PS*
(%)
PM**
(%)
PS*
(%)
PM**
(%)
PS*
(%)
PM**
(%)
Sunrise 52,0 21,1 59,0 40,7 55,5 19,5
Bônus II 45,0 46,7 48,0 47,9 46,5 22,0
Prince Hakucho 28,0 17,8 21,0 9,5 24,5 3,5
* PS - Porcentagem de plantas sintomáticas.
** PM - Porcentagem de plantas sintomáticas mortas.
Além dos aspectos apresentados no Quadro 1, verifica-se que o lote de
sementes do híbrido Sunrise apresenta pior qualidade sanitária quanto a D.
bryoniae, enquanto que o híbrido Prince Hakucho apresenta sementes de
melhor qualidade, com 52% e 28% de transmissão, respectivamente. Nota-se,
também, que, para a variável porcentagem de plantas mortas, houve maior
freqüência para o híbrido Bônus II e menor freqüência para o híbrido Prince
Hakucho, com 46,7% e 17,8%, respectivamente.
A porcentagem total de plantas sintomáticas até o final do ensaio
experimental, envolvendo as fases anterior e posterior ao transplante para o
substrato, foi de 55,5% para o híbrido Sunrise, 46,5% para Bônus II e 24,5%
para Prince Hakucho. Com relação à porcentagem total de plantas mortas, nas
condições anteriores, houve 19,5% para Sunrise, 22% para Bônus II e 3,5%
para Prince Hakucho.
Esses fatos mostram que a podridão gomosa desenvolveu-se mais
rápido e de forma mais agressiva no lote do híbrido Sunrise, indicando sua
maior susceptibilidade ao agente causal. Resposta contrária ocorreu para o
híbrido Prince Hakucho e o híbrido Bônus II, que apresentaram comportamento
intermediário. Acrescenta-se, ainda, que as plântulas do híbrido Prince
Hakucho eram mais vigorosas que as dos outros híbridos, permanecendo por
mais tempo com suas folhas cotiledonares vivas. Isto levou ao atraso no
aparecimento dos sintomas, que se apresentaram de forma mais branda,
levando um menor número de plantas a morte. Outro aspecto que pode ter
influenciado a menor intensidade de doença no híbrido Prince Hakucho é o fato
do lote de sementes utilizado ter sido tratado previamente pela empresa que o
comercializa, com thiran (0,15%).
Os primeiros sintomas de podridão gomosa ocorreram aos 28 dias
após a semeadura do híbrido Sunrise, aos 32 dias do híbrido Bônus II e aos 35
dias do híbrido Prince Hakucho. Durante todo o tempo das avaliações, o
híbrido Sunrise apresentou maior porcentagem de plantas doentes, seguido por
Bônus II. O híbrido Prince Hakucho apresentou menor porcentagem de plantas
doentes (Figura 4). Isso mostra que o lote de sementes de Sunrise apresenta
maior índice de D. bryoniae associado e o contrário para o lote de sementes do
híbrido Prince Hakucho.
Dias
25 30 35 40 45 50 55 60
Plantas sintomáticas (%)
0
10
20
30
40
50
60
Sunrise
Bônus II
Prince Hakucho
Figura 4. Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de meloeiro
nobre, em substrato comercial.
O início dos sintomas correspondeu com a época em que as folhas
cotiledonares começaram a senescer em cada híbrido. Os sintomas iniciaram-
se no caule, próximo as folhas cotiledonares senescentes, como lesões
inicialmente aquosas e que, posteriormente, se tornaram necróticas, com
coloração palha clara. Observou-se visualmente que as lesões cresciam
longitudinalmente e transversalmente e, em muitas plântulas, ocorria o
fendilhamento do caule (Figura 5). Também foi constatada a ocorrência de
exsudação de goma e nos tecidos com sintomas mais velhos ocorreu a
formação de numerosos corpos de frutificação negros (Figura 6). A coleta
dessas estruturas e observações no microscópio óptico permitiu a constatação
da presença de picnídios/conídios e peritécios com ascas e ascósporos. Em
muitas plântulas, a colonização circunscreveu todo o caule, causando a seca
do ramo na região situada acima da lesão, tombamento e morte.
Para os híbridos Sunrise e Prince Hakucho, 84,6% e 92,8% das
plântulas apresentaram os primeiros sintomas localizados no caule na região
das folhas cotiledonares senescentes. Já no híbrido Bônus II, todas as
plântulas apresentaram os primeiros sintomas nesta região. As demais
plântulas sintomáticas dos híbridos Sunrise (15,3%) e Prince Hakucho (14,3%)
apresentaram sintomas iniciais no pecíolo das folhas definitivas, na inserção no
caule (Figura 7).
A porcentagem de plantas com formação de corpos de frutificação,
picnídios e ascas foi 63,5% no híbrido Sunrise, 80% no híbrido Bônus II e
60,7% no híbrido Prince Hakucho. Esse aspecto constituiu outro fator que
indicou a maior e menor susceptibilidade de Bônus II e Prince Hakucho à
podridão gomosa, respectivamente, com Sunrise tendo comportamento
intermediário (Quadro 1 e Figura 7).
O teste de sintomas em plântulas, claramente, indicou a transmissão
de D. bryoniae da semente para as plântulas nos três híbridos. Sintomas
semelhantes aos descritos anteriormente nas plântulas de meloeiro foram
observados também nos trabalhos desenvolvidos por Wiant (1945) e Chiu e
Walker (1949), assim como a ocorrência das estruturas reprodutivas do
patógeno.
Figura 5. A) Sintoma de podridão gomosa iniciado no caule de plantas de meloeiro, na
região da folha cotiledonar senescente; B) Expansão descendente dos
sintomas de podridão gomosa, com fendilhamento do caule; C) Expansão
ascendente dos sintomas de podridão gomosa; D) Anelagem e tombamento
da planta.
A B
C D
Figura 6. A) Formação de estruturas reprodutivas de Didymella bryoniae no tecido
necrosado; B) Detalhe das frutificações de Didymella bryoniae, picnídios e
ascas (aumento 40x).
Tratamentos
Sunrise Bônus II Prince Hakucho
% de plantas
0
20
40
60
80
100
Sintoma no pecíolo das folhas definitivas
Sintomas no caule próximo às folhas cotiledonares
Plantas com corpos de frutificação
Plantas mortas
Figura 7. Localização dos primeiros sintomas nas plântulas, porcentagem de plântulas
mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no teste de
sintoma em plântulas, em substrato comercial.
A B
Vida et al. (2002) relataram evidência de transmissão de D. bryoniae
via sementes, constatando a incidência do patógeno em 8,4% e 7,1% de
plântulas de híbrido de meloeiro Bônus II, cultivadas em dois abrigos plásticos,
e 5,7% de plântulas sintomáticas do híbrido de meloeiro Sunrise, cultivadas em
outro abrigo plástico. Os autores também observaram que os primeiros
sintomas da doença foram visualizados no caule, próximo ao solo, no início e
durante a formação de flores masculinas, evidenciando a possibilidade do
patógeno ser transmitido pelas sementes. Lee et al. (1984), empregando o
teste de sintomas em plântulas em tubos, observaram que 80% e 38% de
plântulas de pepino mostraram os primeiros sintomas de D. bryoniae no
hipocótilo e nos cotilédones, respectivamente. Sudisha et al. (2006), realizando
“screenning” com vários híbridos de meloeiro nobre e utilizando o teste de
sintomas em agar-água, constataram a presença de sintomatologia de D.
bryoniae em hipocótilos e em cotilédones. Em teste, em condições de campo,
também observaram a transmissão de até 40% de D. bryoniae.
No ensaio experimental, observou-se que os sintomas na maior parte
das plântulas iniciaram-se no caule próximo à região das folhas cotiledonares e
apareciam geralmente quando as folhas estavam senescentes. Assim, os
resultados indicaram associação entre a senescência das folhas cotiledonares
e o aparecimento dos sintomas.
Trabalhos mostraram que em tecidos em senescência algumas
espécies de Sphaeropsidales mudam de comportamento. Alguns trabalhos
desenvolvidos com Guignardia citricarpa, agente causal da mancha preta dos
citros, mostraram que este patógeno produz conídios durante o ano inteiro,
mas só produzem pseudotécios em folhas caídas em decomposição
(FEICHTENBERGER, 1996; SCHUTTE et al., 1997). Então, é possível que D.
bryoniae esteja em infecção latente nas plantas e os sintomas só se
manifestem sob uma condição de estresse, como, neste caso, a senescência
de folhas cotiledonares.
Outro aspecto a ser considerado, é o período de tempo entre a
semeadura e o aparecimento de plântulas expressando sintomas de podridão
gomosa, tal fato ocorre, no mínimo, 28 dias para o substrato comercial. No
sistema produtivo de cultivo de meloeiro, as mudas são transplantadas cerca
de 15 - 20 dias após o semeio. Dessa forma, como existe a evidência de
infecção latente, não é possível eliminar mudas doentes quando do transplante.
As plantas dos híbridos Bônus II e Sunrise, visualmente sadias,
transplantadas do substrato comercial para solo-areia aos trinta dias,
apresentaram índice de transmissão do patógeno das sementes para as
plântulas, maior do que as que permaneceram no substrato comercial. Para o
híbrido Sunrise, o índice de transmissão foi 59% e, para Bônus II, 48%. O
número de plantas mortas, em relação ao total de plantas doentes para os dois
híbridos, foi 40,7% e 47,9%, respectivamente (Quadro 1).
Para o híbrido Prince Hakucho, houve menor porcentagem de plantas
sintomáticas (21,0%) como de plantas mortas (9,5%) (Quadro 1). Uma possível
hipótese para o aumento na taxa de transmissão para Bônus II e Sunrise é as
plantas terem ficado estressadas devido o transplante do substrato comercial
para solo-areia. Isso, provavelmente, pode ter desencadeado o surgimento dos
sintomas, além da senescência das folhas cotiledonares.
Novamente, no híbrido Sunrise, os sintomas de podridão gomosa se
manifestaram primeiramente, 31 dias após a semeadura, com apenas um dia
após o transplante para o substrato solo-areia. Seguido pelo surgimento dos
sintomas nos híbridos Bônus II, 2 dias, e no híbrido Prince Hakucho, 8 dias
após o transplante (Figura 8).
As plantas transplantadas para solo-areia apresentaram o mesmo
padrão de desenvolvimento de sintomas observado nas plantas que
permaneceram no substrato comercial. No híbrido Sunrise, a porcentagem de
plântulas com os sintomas iniciais no caule, próximo à região das folhas
cotiledonares, foi 92,3% e nos híbridos Bônus II e Prince Hakucho foi 91,7 e
100%, respectivamente (Figura 9).
Nos tecidos doentes, em todos os híbridos, houve formação de
picnídios. A porcentagem de plantas com picnídio, em relação ao número de
plantas sintomáticas, foi 62,7%, 60,4% e 33,3% para os híbridos Sunrise,
Bônus II e Prince Hakucho, respectivamente (Figura 9).
Dias após o transplante
0 5 10 15 20 25 30
Plantas sintomáticas (%)
0
10
20
30
40
50
60
Sunrise
Bônus II
Prince Hakucho
Figura 8. Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de meloeiro
nobre, em substrato comercial, transplantadas aos 30 dias para solo-areia.
Tratamentos
Sunrise Bônus II Prince Hakucho
% de plantas
0
20
40
60
80
100
Sintomas na região da enxertia
Sintoma no hipocótilo próximo às folhas cotiledonares
Plantas com corpos de frutificação
Plantas mortas
Figura 9. Localização dos primeiros sintomas, porcentagem de plântulas mortas e
porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no teste de sintoma
em plântulas, em substrato comercial, transplantadas aos 30 dias para
solo-areia.
Novamente, os resultados do teste de transmissão, agora em substrato
solo-areia, mostraram a alta taxa de transmissão de D. bryoniae das sementes
para as plântulas. Verificou-se também que o híbrido Prince Hakucho, foi o que
apresentou menor índice de doença e menor severidade dos sintomas, que,
possivelmente, seja devido aos fatores já descritos.
4.2.2. Teste de sintomas em plântulas em substrato areia
No teste de transmissão de D. bryoniae de sementes para as plântulas
no substrato areia, não ocorreu a transmissão do patógeno, durante o período
de sessenta dias em que se configurou o ensaio experimental. Mas, após o
transplante das plântulas visualmente sadias do substrato areia para o
substrato solo-areia, aos 30 dias após a semeadura, houve expressão de
sintomatologia de podridão gomosa. A taxa de transmissão em substrato solo-
areia foi 22%, 14% e 19% para os híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho,
respectivamente (Quadro 2).
Entre as plantas sintomáticas, a porcentagem de plantas mortas neste
substrato foi 50% para o híbrido Sunrise, 35,7% para o Bônus II e 31,6% para o
Prince Hakucho (Quadro 2).
Quadro 2 - Transmissão de D. bryoniae (porcentagem de plantas com
sintomas) por sementes de melão nobre em substrato areia e
substrato areia/solo-areia
Híbrido
Substrato Areia Substrato
Areia/Solo-Areia
Total
PS*
(%)
PM**
(%)
PS*
(%)
PM**
(%)
PS*
(%)
PM**
(%)
Sunrise 0 0 22,0 50,0 11,0 25,0
Bônus II 0 0 14,0 35,7 7,0 17,8
Prince Hakucho 0 0 19,0 31,6 9,5 15,8
* PS - Porcentagem de plantas sintomáticas.
** PM - Porcentagem de plantas sintomáticas mortas.
A porcentagem total de plantas sintomáticas até o final do ensaio
experimental, envolvendo as fases anterior e posterior ao transplante para o
substrato solo-areia, foi 11% para Sunrise, 7% para Bônus II e 9,5% para
Prince Hakucho. Há de se ressaltar que no substrato areia não houve qualquer
expressão de sintomas visuais de podridão gomosa nas plantas. Com relação
à porcentagem total de plantas mortas, nas condições anteriores, houve 5,5%
para Sunrise, 2,5% para Bônus II e 3,0% para Prince Hakucho.
Comparando-se a porcentagem total de plantas sintomáticas do ensaio
experimental no substrato comercial (Quadro 1) a porcentagem no substrato
areia, nota-se que nesta os valores foram inferiores (Quadro 2). Ressalta-se
que as sementes para os dois ensaios experimentais se originaram do mesmo
lote. Além desses aspectos, a figura 10 mostra que, a partir do 15
o
dia após o
transplante das mudas do substrato areia para o substrato solo-areia até o 60
o
dia, quando se deu a última avaliação, houve grande aumento da porcentagem
de plântulas sintomáticas.
No substrato solo-areia, Prince Hakucho, a partir do 20
o
dia após o
transplante, apresentou elevação de número de plantas sintomáticas em
relação aos outros dois híbridos (Figura 10). Assim neste substrato, o híbrido
apresentou maior taxa de mortalidade que nos substratos anteriores (Figura
11). Sudisha et al. (2006) constataram elevação abrupta de sintomatologia de
D. bryoniae em plantas de meloeiro nobre, em condições de campo, após 35
dias da semeadura, com maior severidade da doença na região do coleto das
plantas. Isso é um indicativo de que a manifestação e o crescimento rápido da
doença estavam associados à senescência das folhas cotiledonares.
Como discutido anteriormente, o aparecimento dos sintomas pode
estar ligado ao estresse causado nas plântulas e na senescência das folhas
cotiledonares. Este fato pode ser, provavelmente, a causa de não ter havido
sintomas nas plântulas cultivadas no substrato areia, pois, nesta condição,
houve pouco desenvolvimento das plântulas, que ficaram, durante todo o
período do experimento, com as folhas cotiledonares e com uma a duas folhas
definitivas. Não houve senescência de folhas cotiledonares das plantas dos
três híbridos no substrato areia. Depois de transplantadas da areia para o
substrato solo-areia, as plântulas apresentavam maior desenvolvimento e as
folhas cotiledonares entravam em senescência, aparecendo, assim, os
sintomas de podridão gomosa.
Dias após o transplante
0 5 10 15 20 25 30
Plantas sintomáticas (%)
0
5
10
15
20
25
Sunrise
Bônus II
Prince Hakucho
Figura 10. Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de meloeiro
nobre, no substrato areia, transplantadas aos 30 dias para solo-areia.
Tratamentos
Sunrise Bônus II Prince Hakucho
% de plantas
0
20
40
60
80
100
Sintomas na região da enxertia
Sintoma no hipocótilo próximo às folhas cotiledonares
Plantas com corpos de frutificação
Plantas mortas
Figura 11. Localização dos primeiros sintomas, porcentagem de plântulas mortas e
porcentagem de plântulas com corpos de frutificação, no teste de sintoma
em plântulas, em substrato areia, transplantadas aos 30 dias para solo-
areia.
Verzignassi et al. (2004) empregando o teste de sintomas no substrato
areia, não constataram a presença de D. bryoniae. No entanto, ao final do
teste, quando os autores coletaram caules de plantas assintomáticas e os
submeteram às condições de câmara úmida, em alguns, houve a formação das
formas teleomórfica e anamórfica (Ascochyta sp.) do patógeno,
abundantemente.
Os primeiros sintomas ocorreram mais uma vez, primeiramente, no
híbrido Sunrise, 3 dias após o transplante, no híbrido Bônus II, os primeiros
sintomas ocorreram 12 dias após o transplante, sendo pela primeira vez
superado pelo híbrido Prince Hakucho, que apresentou os primeiros sintomas
10 após o transplante. Este híbrido também apresentou maior porcentagem de
plantas doentes do que o híbrido Bônus II (Figura 10).
Neste substrato, o padrão de sintomas iniciais nas plântulas se
manteve igual aos dos substratos anteriores. Os híbridos Sunrise, Bônus II e
Prince Hakucho tiveram 77,3%, 100% e 100%, respectivamente, de suas
plântulas com sintoma inicial no caule próximo às folhas cotiledonares (Figura
11). Quanto à formação de corpos de frutificação nos tecidos doentes, 36,0%,
7,0% 37,0% das plantas de Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho,
respectivamente, apresentaram sinais de D. bryoniae.
Os resultados mostram que o ideal é realizar o teste de sintomas em
plântulas para este patógeno em substrato comercial e não em substrato areia.
4.3. Didymella bryoniae em plantas enxertadas
Nos híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, enxertados em
cavalo do híbrido de abóbora Shelper, após 30 dias da enxertia, observaram
24%, 25,3% e 20,8% de plantas com sintomatologia de podridão gomosa
(Quadro 3).
Comparando os resultados do teste de transmissão em substrato
comercial (Quadro 1) com os resultados da enxertia, constata-se que neste
houve menor porcentagem de plantas sintomáticas. Este fato pode estar
relacionado à associação de dois fatores: a maior permanência das folhas
cotiledonares, com início de senescência em torno de 20 dias após a enxertia,
e a elevada resistência do porta-enxerto abóbora Shelper. A sintomatologia nas
plantas enxertadas sintomáticas foi igual a constatada nas plantas pé-franco,
nos ensaios anteriores.
Quadro 3 – Plantas de três híbridos de meloeiro, enxertadas no porta-enxerto
abóbora Shelper, com sintomatologia de podridão gomosa
Híbrido PS*
(%)
PM**
(%)
Sunrise 24,0 16,6
Bônus II 25,3 20,7
Prince Hakucho 20,7 6,0
* PS - Porcentagem de plantas sintomáticas.
** PM - Porcentagem de plantas sintomáticas mortas.
Na primeira avaliação, aos 10 dias após a enxertia, quando as plantas
foram retiradas da câmara, já se observaram 5,5%, 4,5% e 3,0% de plantas
sintomáticas para os híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho,
respectivamente. Outro aspecto a ser observado é o fato da podridão gomosa
ter desenvolvido nos três híbridos numa taxa semelhante, fato esse que não
ocorreu em plantas pé-franco (Figura 12).
Dias
0 5 10 15 20 25 30
% de plantas sintomáticas
0
5
10
15
20
25
30
Sunrise
Bônus II
Prince Hakucho
Figura 12. Desenvolvimento de podridão gomosa, em plantas de híbridos de meloeiro
nobre, enxertadas em porta-enxerto abóbora Shelper.
Na maioria das plantas, os sintomas iniciaram-se no caule, próximo às
folhas cotiledonares (Figura 13); isto ocorreu em 86,5%; 75,2%; 79,5% das
plantas dos híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho, respectivamente
(Figura 14). As demais plantas sintomáticas apresentaram sintomas iniciais no
caule na região da enxertia (Figura 15). Nenhum sintoma de podridão gomosa
foi observado no porta-enxerto.
A porcentagem de plantas enxertadas, que no decorrer do progresso
da doença apresentaram a formação de corpos de frutificação no tecido
doente, foi de 32,3, 41,6 e 13,2 para Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho,
respectivamente (Figura 14). Valores maiores foram registrados para plantas
em pé-franco em substrato comercial (Figura 5). O mesmo aconteceu em
relação à porcentagem de plantas mortas (Quadro 3 e Figura 14).
Figura 13. A) Formação de goma por Didymella bryoniae, na região inferior aos
cotilédones do caule de plantas de meloeiro, enxertadas em abóbora
Shelper; B) Podridão gomosa no caule e na região da folha cotiledonar de
plantas de meloeiro enxertadas.
Em cultivos de meloeiro nobre, em ambiente protegido, na região Norte
do Estado do Paraná, tem-se constatado a presença de podridão gomosa
causando severos danos, não raro chegando a 100% em estufas plásticas
instaladas em locais isolados, onde seria muito difícil a presença anterior do
A B
agente causal. Provavelmente, a introdução do patógeno tem acontecido por
meio de sementes infectadas.
Híbridos
Sunrise Bônus II Prince Hakucho
% de plantas
0
20
40
60
80
100
Sintomas na região da enxertia
Sintomas no caule proximo às folhas cotiledonares
Plantas mortas
Plantas com corpos de frutificação
Figura 14. Local dos sintomas iniciais de podridão gomosa, porcentagem de plantas
mortas e porcentagem de plântulas com corpos de frutificação.
Figura 15. A) Sintomas de podridão gomosa, na região da enxertia, no caule de
plantas de meloeiro, enxertadas em abóbora Shelper; B) Sintomas de
podridão gomosa iniciados no caule, na região da enxertia, e se estendo
para a parte superior.
B
5. CONCLUSÕES
a) Nas condições em que se desenvolveu este trabalho, os lotes de
sementes dos híbridos Sunrise, Bônus II e Prince Hakucho
apresentavam o patógeno D. bryoniae associado.
b) Através do teste de papel filtro, nas condições descritas neste trabalho,
não foi possível detectar o patógeno D. bryoniae em sementes de
meloeiro nobre.
c) O teste de sintomas em plântulas em substrato comercial apresenta-se
como a melhor opção para analisar a qualidade de sementes de
meloeiro nobre importadas.
d) Através do teste de sintoma em plântulas em areia, nas condições
realizadas neste trabalho, não foi possível detectar o patógeno, este foi
detectado apenas quando as plântulas foram transplantadas para solo.
e) Didymella bryoniae foi transmitida de sementes para plantas quando se
empregou a técnica de enxertia.
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