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RENATA AKEMI TAKENAKA
Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa e de florações
naturais de cianobactérias de reservatórios do rio Tietê, SP
São Calos – SP
2007
Tese apresentada à Escola de Engenharia
de São Carlos, da Universidade de São
Paulo, como parte dos requisitos para
obtenção do título de Doutor em Ciências
da Engenharia Ambiental.
Orientador: Profa. Dra. Odete Rocha
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ii
AUTORIZO A REPRODUÇÃO E DIVULGAÇÃO TOTAL OU PARCIAL DESTE TRABALHO,
POR QUALQUER MEIO CONVENCIONAL OU ELETRÔNICO, PARA FINS DE ESTUDO E
PESQUISA, DESDE QUE CITADA A FONTE.
Ficha catalográfica preparada pela Seção de Tratamento
da Informação do Serviço de Biblioteca – EESC/USP
Takenaka, Renata Akemi
T136a Avaliação da toxidade de Microcystis aeruginosa e de florações naturais de
cianobactérias de reservatórios do rio Tietê, SP / Renata Akemi Takenaka ; orientador Odete
Rocha. –- São Carlos, 2007.
Tese (Doutorado) - Programa de Pós-Graduação e Área de Concentração em Ciências
da Engenharia Ambiental -- Escola de Engenharia de São Carlos da Universidade de São
Paulo.
1. Ecotoxicologia. 2. Microcistinas. 3. Extratos brutos. 4. Fitoplancton. 5. Dafinídeos. I.
Título.
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iv
À minha família,
meu porto seguro...
v
AGRADECIMENTOS
À Profa. Odete Rocha, pela orientação, oportunidade, confiança, incentivo, apoio,
respeito, exemplo de dedicação e valiosos ensinamentos em mais de 10 anos de
convivência.
À Escola de Engenharia de São Carlos, pela oportunidade e infra-estrutura oferecidas
para a realização da pós-graduação.
À Universidade Federal de São Carlos, pela infra-estrutura oferecida para a realização
do trabalho.
Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico – CNPq – Brasil,
pela concessão da bolsa de doutorado.
À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo – FAPESP, pelo auxílio
financeiro (Processo nº. 02/08341-7) para a realização do trabalho.
Ao Prof. Luiz Di Bernardo, por permitir o uso das instalações, de aparelhos e de
materiais de seus laboratórios, e contribuir com discussões valiosas sobre o trabalho.
À Dra. Emília K. Kuroda, pela inesquecível experiência na instalação piloto, ajuda no
uso do liofilizador, bibliografia fornecida, competência, generosidade, hospitalidade,
análises de microcistinas e profissionalismo.
À Dra. Maria José Dellamano-Oliveira, pelo companheirismo, incentivo, atenção e,
principalmente, pelas análises do fitoplâncton.
Ao Dr. Alessandro Minillo, pelas sugestões, bibliografia fornecida, ajuda na coleta e no
uso do liofilizador, análises do fitoplâncton, atenção e apoio.
À Dra. Rosana M. B. Sotero-Santos, pela bibliografia fornecida, sugestões, apoio,
incentivo, carinho e amizade.
vi
Ao doutor, técnico e, sobretudo, amigo José Valdecir de Lucca, pela ajuda fundamental,
análises de nutrientes e de clorofila, ensinamentos, apoio, carinho, disposição,
paciência, atenção, incentivo, bate-papos e almoços em sua casa com sua família.
Aos técnicos Airton Soares e Alcídio Culósio Filho, pelas coletas, disposição, apoio,
carinho, incentivo, respeito e amizade.
Às queridas companheiras de laboratório: Denise, Emanuela, Fernanda e Mariana, pela
ajuda imprescindível, compreensão, paciência, dedicação, competência, cooperação,
palavras de apoio e de incentivo, gestos de carinho, atenção, respeito, convivência
harmoniosa, momentos de descontração e, principalmente, pela amizade.
A todos os companheiros do DEBE: Zezé, Ana Lúcia, Roberta, Katiúscia, Patrícia,
Kátia, Inessa, Elisa, Magno, Raphael, Fábio Toshiro, Fernando, Fábio Matheus, pelo
ajuda, apoio, incentivo, momentos de descontração e bate-papos.
Aos estagiários Pedro Colombo, André e, em particular, à Adrianny, pela oportunidade
de ensinar e aprender, ajuda indispensável, compreensão e incentivo.
A todos os professores e funcionários do DEBE, em especial à Dorinha, ao Elias e às
queridas Edna e Malu, pela disposição, atenção, ajuda, companhia e carinho.
A todos os companheiros do CRHEA: Ricardo (pela ajuda no uso do liofilizador) &
Wilma, Sabrina, Márcia Manfrinato, Janete, Clarice, Sandra Zago, Fernanda Marciano,
Ariane, Gracinha, Andréa Novelli, Simone, Netto, Júlia & Rinaldo, Caio & Juliana,
Domingos, Ricardo Reis, Carolina & Maurício, pela ajuda, caronas e valiosas trocas de
experiências.
A todos os professores e funcionários do CRHEA, em especial à Claudete e à Mara,
pela ajuda, disposição e atenção.
Ao querido amigo Sandro A. T. de Mendonça, pelo zelo, hospitalidade, almoços,
caronas, momentos de descontração, ajuda, ensinamentos, presença, incentivo, carinho e
amor.
vii
Às queridas amigas Kátia Maria, Suzelei Rodgher e Vanessa Colombo, por tudo o que
compartilhamos desde a graduação e toda a ajuda dispensada.
A todos os amigos: Paulo Pamplin, Rogério Herlon, Sandra Maintinguer, Evandro &
Mércia, Júlia, Mário, Glória, Judith, Milady, Gláucia, Daniela, Valquíria & Edmundo,
Cléber, Vitor, Daniel, Rosinha, Rodrigo, Ana Maria, Sandra, Ana Paula, Ivani, Ilma,
que, perto ou longe, sempre incentivaram, apoiaram, torceram e acreditaram.
A todos os meus familiares, especialmente aos meus pais, Roberto & Sonoe, por
proporcionarem todas as condições para que eu chegasse até aqui; aos meus irmãos
Roberta, Vanessa e Eduardo, e aos meus cunhados, Airton e Reginaldo, pela ajuda,
atenção, apoio, carinho, amizade e amor; e ao meu amado, lindo e fofo sobrinho
Gustavo, por toda a alegria e luz que tem trazido às nossas vidas.
viii
RESUMO
TAKENAKA, R.A. Avaliação da toxicidade de Microcystis aeruginosa e de
florações naturais de cianobactérias de reservatórios do rio Tietê, SP. 2007. 330p.
Tese (Doutorado) – Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo,
São Carlos, 2007.
Os efeitos de cianobactérias sobre organismos aquáticos planctônicos foram
avaliados, visando caracterizar e quantificar as cianotoxinas e determinar a toxicidade
de uma linhagem em cultura monoespecífica e de florações naturais de reservatórios do
rio Tietê, SP. Assim, cultivou-se uma linhagem (NPLJ-4) de Microcystis aeruginosa,
reconhecidamente tóxica, em meio ASM-1 a 25°C e fotoperíodo de 12h luz/12h escuro
em câmara incubadora, avaliando-se sua toxicidade em diferentes estágios do
crescimento populacional (meio e final da fase exponencial, fase estacionária e fase
senescente), por meio de testes ecotoxicológicos com os organismos-teste Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii. Esses testes foram realizados de acordo com normas padronizadas
pela ABNT, sendo utilizados também para avaliar a toxicidade das florações naturais e a
eficiência de diferentes processos de tratamento de água na remoção de células,
microcistinas e subprodutos de cianobactérias. Os resultados indicaram aumento na
concentração de microcistinas com o crescimento populacional da cianobactéria. Os
extratos na fase estacionária tiveram menor toxicidade, enquanto nas demais fases
causaram efeito tóxico agudo, resultando em valores de CE50;48h de: 1,4 – 4,7 × 10
6
cel/mL (meio fase exponencial), 1,6 – 8,7 × 10
6
cel/mL (final fase exponencial), 7,5 –
14,1 × 10
6
cel/mL (fase estacionária) e 1,9 – 4,6 × 10
6
cel/mL (fase senescente) para C.
dubia; e 1,9 – 5,4 × 10
6
cel/mL (meio fase exponencial), 1,6 – 10,9 × 10
6
cel/mL (final
fase exponencial), 10,2 – 15,4 × 10
6
cel/mL (fase estacionária) e 2,0 – 4,2 × 10
6
cel/mL
(fase senescente) para C. silvestrii. Células livres de Microcystis (M. aeruginosa, M.
panniformis e M. protocystis) e Pseudanabaena mucicola foram as cianobactérias
dominantes nas florações dos reservatórios de Barra Bonita e células livres de
Microcystis (M. aeruginosa e M. panniformis), no de Promissão. A dominância das
cianobactérias em ambos os reservatórios pode estar relacionada a períodos de
estabilidade da coluna de água, razões N/P de 8 – 13 (Barra Bonita) e 19 – 20
(Promissão) na superfície, temperatura da água de 19 – 30°C (Barra Bonita) e 26 – 28°C
(Promissão) e disponibilidade de nutrientes (0,05 – 0,26 mg/L de fósforo total para
Barra Bonita e 0,01 – 0,05 mg/L P-total para Promissão), devido ao grau de trofia dos
ix
reservatórios. A água de ambos os reservatórios, coletada durante as florações,
apresentou toxicidade aos dafinídeos, sendo que a água de Barra Bonita foi mais tóxica
do que a de Promissão. Todos os extratos brutos de material oriundo das florações
naturais apresentaram microcistinas (239 – 1647 µg/L para Barra Bonita e 192 – 1295
µg/L para Promissão) e causaram toxicidade aguda aos dafinídeos, com valores de
CE50;48h de: 87 – 282 mg/L (Barra Bonita) e 146 – 428 mg/L (Promissão) para C.
dubia, e 98 – 546 mg/L (Barra Bonita) e 110 – 391 mg/L (Promissão) para C. silvestrii.
Concentrações dos extratos a partir de 80 mg/L (Barra Bonita) e 100 mg/L (Promissão)
afetaram adversamente a sobrevivência e a reprodução dos dafinídeos. Os resultados
mostram riscos à biota natural e à saúde humana, bem como comprometimento dos usos
múltiplos dos reservatórios, exigindo ações remediadoras e, sobretudo, preventivas para
conter o processo de eutrofização.
Palavras-chave: cianobactérias; Microcystis; linhagem NPLJ-4; microcistinas; extratos
brutos; fitoplâncton; testes de toxicidade; dafinídeos.
x
ABSTRACT
TAKENAKA, R.A. Toxicity evaluation of Microcystis aeruginosa cultures and
natural cyanobacteria blooms from reservoirs of Tietê River, SP. 2007. 330p.
Thesis (Doctoral) – School of Engineering of São Carlos, University of São Paulo, São
Carlos, 2007.
The effects of cyanobacteria upon aquatic organisms were evaluated, aiming to
characterize and quantify the toxins of both, a monospecific cyanobacterial culture and
material from natural blooms occurring in the reservoirs of Tietê River, SP. The already
known toxic strain NPLJ-4 of Microcystis aeruginosa was cultured in ASM-1 medium
at 25˚C and 12h light/12h dark in the incubator, in order to evaluate its toxicity at
different stages of the culture growth by ecotoxicological tests using the cladocerans
Ceriodaphnia dubia and C. silvestrii as test-organisms. These tests were carried out
according to the procedures standardized by ABNT, in order to evaluate also the
toxicity of natural blooms and the efficiency of different water treatment processes in
removing cells, microcystins and by-products of cyanobacteria. The results obtained
indicated an increase in the concentration of microcystins along the cyanobacterial
culture growth. Extracts from the stationary phase of the culture were less toxic
compared with those from the other phases which had acute toxicity and adversely
affected cladoceran survival, resulting in EC50;48h values of 1,4 – 4,7 × 10
6
cells/mL
(middle exponential phase), 1,6 – 8,7 × 10
6
cells/mL (final exponential phase), 7,5 –
14,1 × 10
6
cells/mL (stationary phase) and 1,9 – 4,6 × 10
6
cells/mL (senescent phase)
for C. dubia; and 1,9 – 5,4 × 10
6
cells/mL (middle exponential phase), 1,6 – 10,9 × 10
6
cells/mL (final exponential phase), 10,2 – 15,4 × 10
6
cells/mL (stationary phase) and 2,0
– 4,2 × 10
6
cells/mL (senescent phase) for C. silvestrii. Cells of Microcystis
(Microcystis aeruginosa, M. panniformis and M. protocystis) and Pseudanabaena
mucicola were cyanobacteria species dominant in the Barra Bonita reservoir and cells of
Microcystis (M. aeruginosa and M. panniformis), in the Promissão reservoir. The
dominance of cyanobacteria in both studied reservoirs was related to the stability of the
water column, N/P ratios of 8 to 13 (Barra Bonita) and 19 to 20 (Promissão), high water
temperatures (19 – 30°C for Barra Bonita and 26 – 28°C for Promissão) and high
nutrient availability (0,05 – 0,26 mg/L total phosphorus for Barra Bonita, and 0,01 –
0,05 mg/L total P for Promissão) as a consequence of the trophic state of the reservoirs.
The water from Barra Bonita reservoir during the cyanobacterial blooms was more toxic
xi
to daphnids than that from Promissão reservoir. Crude extracts from all cyanobacteria
blooms tested presented microcystins (239 – 1647 µg/L for Barra Bonita and 192 –
1295 µg/L for Promissão) and caused acute toxicity to daphnids, resulting in EC50;48h
values of 87 – 282 mg/L (Barra Bonita) and 146 – 428 mg/L (Promissão) for C. dubia,
and 98 – 546 mg/L (Barra Bonita) and 110 – 391 mg/L (Promissão) for C. silvestrii.
Crude extracts concentrations above 80 mg/L to Barra Bonita and 100 mg/L to
Promissão adversely affected the survival and reproduction of daphnids. The results
obtained evidenced the risks to the natural biota and possibly to the human health, and
can therefore jeopardize the multiple uses of the reservoirs. They reveal the urgent
necessity for remedial action, particularly to slow down and to prevent eutrophication.
Keywords: cyanobacteria; Microcystis; NPLJ-4 strain; microcystins; crude extracts;
phytoplankton; toxicity tests; daphnids.
xii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1.1 Mapa do Estado de São Paulo, apresentando os reservatórios do sistema
em cascata do Médio e Baixo rio Tietê, com destaque (*) para os de
Barra Bonita e Promissão............................................................................
16
Figura 1.2 Vista geral do ponto de coleta nos reservatórios de Barra Bonita (a) e
Promissão (b), Médio rio Tietê, SP.............................................................
19
Figura 1.3 Perfil de pH na coluna de água dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante
florações de cianobactérias.........................................................................
25
Figura 1.4 Perfil de condutividade elétrica na coluna de água dos reservatórios de
Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de
2006, durante florações de cianobactérias..................................................
26
Figura 1.5 Perfil de temperatura na coluna de água dos reservatórios de Barra
Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante a ocorrência de florações de cianobactérias...................................
27
Figura 1.6 Perfil da concentração de oxigênio dissolvido (OD) na coluna de água
dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de
cianobactérias..............................................................................................
29
Figura 1.7 Concentrações de sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de
água, coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra
Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante a ocorrência de florações de cianobactérias...................................
31
Figura 1.8 Contribuição dos sólidos suspensos fixos (SSF) e voláteis (SSV) na
composição dos sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de água
coletadas em diferentes profundidades no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas em 2006, durante florações de
cianobactérias..............................................................................................
32
Figura 1.9 Contribuição dos sólidos suspensos fixos (SSF) e voláteis (SSV) na
composição dos sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de água
coletadas em diferentes profundidades no reservatório de Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de
cianobactérias..............................................................................................
33
Figura 1.10 Profundidade, transparência da água e limite da zona eufótica (Zeu) para
os reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias....................
34
Figura 1.11 Concentrações de silicato para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de
cianobactérias..............................................................................................
35
Figura 1.12 Concentrações de nitrito, nitrato e amônio para as amostras de água
coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita
e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante
florações de cianobactérias.........................................................................
36
xiii
Figura 1.13 Concentrações de nitrogênio total para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de
cianobactérias..............................................................................................
39
Figura 1.14 Concentrações de fosfato inorgânico dissolvido e fosfato total para as
amostras de água coletadas em diferentes profundidades dos
reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias....................
40
Figura 1.15 Concentrações de fósforo total para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de
cianobactérias..............................................................................................
41
Figura 1.16 Número de táxons por classe fitoplanctônica para as amostras coletadas
em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a
ocorrência de florações de cianobactérias...................................................
45
Figura 1.17 Abundância relativa das classes fitoplanctônicas para as amostras
coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita
e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a
ocorrência de florações de cianobactérias...................................................
47
Figura 1.18 Densidade das classes fitoplanctônicas para as amostras coletadas em
diferentes profundidades no reservatório de Barra Bonita, Médio rio
Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações
de cianobactérias.........................................................................................
49
Figura 1.19 Densidade das classes fitoplanctônicas para as amostras coletadas em
diferentes profundidades, do reservatório de Promissão, Médio rio Tietê,
SP, durante a ocorrência de florações de cianobactérias, em 2006.............
51
Figura 1.20 Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as
amostras coletadas no dia 03/03/2006, em diferentes profundidades, no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP......................................
54
Figura 1.21 Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as
amostras coletadas no dia 14/03/2006, em diferentes profundidades, no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP......................................
55
Figura 1.22 Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as
amostras coletadas no dia 15/07/2006, em diferentes profundidades, no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP......................................
57
Figura 1.23 Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as
amostras coletadas no dia 08/03/2006, em diferentes profundidades, no
reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP..........................................
58
Figura 1.24 Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as
amostras coletadas no dia 17/03/2006, em diferentes profundidades, no
reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP..........................................
59
Figura 1.25 Riqueza e diversidade de espécies (H’) para as amostras de água
coletadas nos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio
Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações
de cianobactérias.........................................................................................
60
xiv
Figura 1.26 Concentração de clorofila-a e de feofitina para as amostras de água
coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita
e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a
ocorrência de florações de cianobactérias...................................................
63
Figura 1.27 Relação entre densidade de cianobactérias e razão nitrogênio
total/fósforo total (NT/PT) para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades no reservatório de Barra Bonita, Médio rio
Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações
de cianobactérias.........................................................................................
65
Figura 1.28 Relação entre densidade de cianobactérias e razão nitrogênio
total/fósforo total (NT/PT) para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê,
SP, em 08 e 17/03/2006, durante a ocorrência de florações de
cianobactérias..............................................................................................
66
Figura 2.1 (a) Formação de nata por floração de cianobactérias em margem do
reservatório de Barra Bonita. (b) Arrasto com rede de plâncton para
concentração de floração de cianobactérias no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP..................................................................
79
Figura 2.2 Fêmeas de (a) Ceriodaphnia dubia Richard e (b) Ceriodaphnia silvestrii
Daday..........................................................................................................
81
Figura 2.3 Vista geral do cultivo da alga clorofícea Pseudokirchneriella subcapitata
e, em detalhe, vista das células sob microscopia óptica..............................
82
Figura 2.4 Vista geral dos recipientes-teste durante a realização de testes de
toxicidade aguda para dafinídeos com extrato bruto de florações de
cianobactérias coletadas no reservatório de Barra Bonita em 03/03/2006
(a), 14/03/2006 (b) e 15/07/2006 (c); e no reservatório de Promissão em
08/03/2006 (d) e 17/03/2006 (e).................................................................
85
Figura 2.5 Faixa de sensibilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) ao cloreto de sódio (NaCl).....................................
91
Figura 2.6 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição a amostras de
água coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra
Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante a ocorrência de florações de cianobactérias...................................
94
Figura 2.7 Valores de CE50;24h e CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade
aguda com os extratos brutos de florações de cianobactérias coletadas
em diferentes datas de 2006 nos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP..................................................................
99
Figura 2.8 Concentrações de microcistinas totais dos extratos brutos de
cianobactérias dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio
Tietê, SP, e respectivos valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e
C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)............................................................
102
Figura 2.9 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de floração de cianobactérias do reservatório
de Barra Bonita, no Médio rio Tietê, SP, coletada em 03/03/2006............
105
xv
Figura 2.10 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de floração de cianobactérias do reservatório
de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, coletada em 14/03/2006.................
106
Figura 2.11 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de floração de cianobactérias do reservatório
de Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletada em 08/03/2006.....................
107
Figura 2.12 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de floração de cianobactérias do reservatório
de Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletada em 17/03/2006.....................
108
Figura 2.13 Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade
crônica (8 dias) com extratos brutos de florações de cianobactérias do
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, coletadas em 03/03/06
e 14/03/06....................................................................................................
109
Figura 2.14 Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade
crônica (8 dias) com extratos brutos de cianobactérias do reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletadas em 08/03/06 e 17/03/06..........
110
Figura 2.15 Pessoas pescando (a) e peixe morto (b) às margens do reservatório de
Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, durante floração de cianobactérias......
115
Figura 3.1 Aspecto geral de células e colônia da linhagem NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa, quando mantida sob (a) aeração constante e (b) agitação
manual.........................................................................................................
126
Figura 3.2 Faixa de sensibilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) ao dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
)......................
133
Figura 3.3 Curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
em meio ASM-1, temperatura de 23 a 25°C e fotoperíodo de 12h
claro/12h escuro..........................................................................................
134
Figura 3.4 Densidades de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
em diferentes estágios de crescimento e concentrações de microcistinas
totais de extratos das mesmas.....................................................................
135
Figura 3.5 Valores de CE50;48h obtidos para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e
C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade aguda (1 –
6) com os extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa no meio e no final da fase exponencial de
crescimento.................................................................................................
138
Figura 3.6 Valores de CE50;48h obtidos para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e
C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade aguda (1 –
6) com os extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa nas fases estacionária e senescente.......................
139
Figura 3.7 Densidades de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
em diferentes estágios de crescimento e respectivos valores de CE50;48h
para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).................
140
xvi
Figura 3.8 Concentrações de microcistinas totais dos extratos brutos de culturas da
linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em diferentes estágios de
crescimento e respectivos valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia
e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)..........................................................
141
Figura 3.9 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial de crescimento........
145
Figura 3.10 Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8
dias) com extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa na fase senescente de crescimento........................
146
Figura 3.11 Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade
crônica (8 dias) com extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial e na fase senescente
de crescimento.............................................................................................
147
Figura 4.1 Espécime adulto de Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae)........................... 167
Figura 4.2 Aquários utilizados no sistema de biomonitoramento por alerta precoce
com a espécie de peixe Danio rerio nos ensaios na instalação piloto – IP.
168
Figura 4.3 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição aos efluentes
dos ensaios 1 e 2 da série A de avaliação da dosagem de coagulante........
170
Figura 4.4 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) após 48 horas de exposição aos
efluentes dos ensaios 3 e 4 da série B.........................................................
171
Figura 4.5 Percentagem de imobilidade de Daphnia similis (Crustacea, Cladocera),
após 48 horas de exposição aos efluentes dos ensaios 8, 9 e 10 das séries
D, E e F, respectivamente...........................................................................
172
Figura 4.6 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio I-IP...............
173
Figura 4.7 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio II-IP..............
174
Figura 4.8 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio III-IP............
174
Figura 4.9 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio IV-IP............
175
Figura 4.10 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio V-IP.............
176
Figura 4.11 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio VI-IP............
177
xvii
Figura 4.12 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio VII-IP...........
178
Figura 4.13 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de
tratamento em diferentes tempos de amostragem do Ensaio VIII-IP.........
179
Figura 4.14 Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia silvestrii após 48 h de
exposição aos efluentes de processos de tratamento em diferentes
tempos de amostragens dos ensaios V, VI, VII e VIII-IP, antes e após
ajuste da dureza...........................................................................................
183
Figura A1 Esquema geral da instalação piloto – IP, contendo as adaptações
realizadas.....................................................................................................
305
Figura A2 Sistemas de tratamento utilizados nos ensaios para avaliação da remoção
de células e subprodutos de Microcystis spp., cujos efluentes foram
testados por meio de testes de toxicidade aguda com dafinídeos e de
biomonitoramento com peixes....................................................................
306
Figura A3 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) após cada processo de
tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio I-IP.............
308
Figura A4 Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio I-IP.........................................................................
309
Figura A5 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio I-IP...................................................................................
309
Figura A6 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio II-IP........................................................................
311
Figura A7 Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio II-IP........................................................................
312
Figura A8 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio II-IP..................................................................................
312
Figura A9 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio III-IP.......................................................................
314
Figura A10 Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio III-IP.......................................................................
315
Figura A11 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio III-IP................................................................................
315
Figura A12 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio IV-IP......................................................................
317
xviii
Figura A13 Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio IV-IP......................................................................
318
Figura A14 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio IV-IP................................................................................
318
Figura A15 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio V-IP........................................................................
320
Figura A16 Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio V-IP........................................................................
321
Figura A17 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio V-IP.................................................................................
321
Figura A18 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VI-IP......................................................................
323
Figura A19 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio VI-IP................................................................................
324
Figura A20 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VII-IP.....................................................................
326
Figura A21 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio VII-IP...............................................................................
327
Figura A22 Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VIII-IP....................................................................
329
Figura A23 Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de
estudo e nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem
de 6 h do Ensaio VIII-IP.............................................................................
330
xix
LISTA DE TABELAS
Tabela 1.1 Características morfométricas dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP....................................................................
17
Tabela 1.2 Condições na realização das coletas nos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP....................................................................
18
Tabela 1.3 Características físicas, químicas e biológicas, e respectivos métodos de
análise para as amostras de água coletadas nos reservatórios de Barra
Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP.................................................
20
Tabela 1.4 Faixas de valores para os índices de estado trófico (IET) de Carlson
modificados por Toledo (1990) e por Lamparelli (2004) e níveis de
estado trófico correspondentes.....................................................................
22
Tabela 1.5 Valores de índice de estado trófico (IET) e níveis tróficos
correspondentes para os reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP, pela aplicação do índice de Carlson modificado por
Toledo (1990) e Lamparelli (2004)..............................................................
42
Tabela 1.6 Condições e padrões de qualidade estabelecidos pela Resolução
CONAMA nº. 357/2005 para águas de Classe 2 e valores encontrados na
superfície da água dos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de
florações de cianobactérias...........................................................................
68
Tabela 1.7 Medidas de pH, condutividade elétrica, concentração de oxigênio
dissolvido e temperatura da água, realizadas in situ, de 0,5 em 0,5 m,
utilizando o multisensor Horiba, modelo U10, no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, nos dias 03 e 14/03/2006 e 15/07/2006..........
216
Tabela 1.8 Medidas de pH, condutividade elétrica, concentração de oxigênio
dissolvido e temperatura da água, realizadas in situ, de 0,5 em 0,5 m,
utilizando o multisensor Horiba, modelo U10, no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, nos dias 08 e 17/03/2006..........................
217
Tabela 1.9 Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 03/03/2006........
218
Tabela 1.10 Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 14/03/2006........
220
Tabela 1.11 Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons, por classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 15/07/2006........
221
Tabela 1.12 Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, no dia 08/03/2006............
222
Tabela 1.13 Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, no dia 17/03/2006...........
223
xx
Tabela 2.1 Concentrações utilizadas nos testes de toxicidade crônica para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) com
extrato bruto de florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios de
Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP............................................
87
Tabela 2.2 Concentração de microcistinas totais de extratos brutos de cianobactérias
dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
alguns estudos realizados.............................................................................
92
Tabela 2.3 Valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera) expostas a extratos brutos de cianobactérias do reservatório de
Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, em alguns trabalhos realizados.............
100
Tabela 2.4 Valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera) expostas a extratos brutos de cianobactérias do reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, em alguns trabalhos realizados.................
101
Tabela 2.5 Significância estatística da percentagem de sobrevivência e do número
médio de neonatas vivas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia
e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante os testes de toxicidade
crônica (8 dias) com extratos brutos de florações de cianobactérias dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletadas
em diferentes datas de 2006.........................................................................
111
Tabela 2.6 Valores da concentração efetiva mediana – CE50;48h de cloreto de sódio
(NaCl) obtidos nos testes de sensibilidade para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).........................
225
Tabela 2.7 Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Barra Bonita,
Médio Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade
aguda (48 horas)...........................................................................................
226
Tabela 2.8 Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Barra Bonita,
Médio Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade
aguda (48 horas)...........................................................................................
227
Tabela 2.9 Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Promissão, Médio
Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade
aguda (48 horas)...........................................................................................
228
Tabela 2.10 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
229
xxi
Tabela 2.11 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
230
Tabela 2.12 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
231
Tabela 2.13 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
232
Tabela 2.14 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h (mg/L) para o
dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a
extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade
aguda.............................................................................................................
233
Tabela 2.15 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza,
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
234
Tabela 2.16 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza,
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
235
Tabela 2.17 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza,
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
236
Tabela 2.18 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza,
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
237
xxii
Tabela 2.19 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para o
dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê,
SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza, monitorados durante
o teste de toxicidade aguda...........................................................................
238
Tabela 2.20 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
239
Tabela 2.21 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
240
Tabela 2.22 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)
expostos a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de
cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
241
Tabela 2.23 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
242
Tabela 2.24 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
243
Tabela 2.25 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
244
Tabela 2.26 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
245
xxiii
Tabela 2.27 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
246
Tabela 2.28 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
247
Tabela 2.29 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
248
Tabela 2.30 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
249
Tabela 2.31 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias,
coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o
teste de toxicidade aguda..............................................................................
250
Tabela 2.32 Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para o dafinídeo
Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a diferentes
concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em
17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de
toxicidade aguda...........................................................................................
251
Tabela 2.33 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto de
floração de cianobactérias coletada dia 03/03/06 no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica,
dureza e concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste
de toxicidade crônica (8 dias).......................................................................
252
Tabela 2.34 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto de
floração de cianobactérias coletada dia 14/03/06 no reservatório de Barra
Bonita, no Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica,
dureza e concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste
de toxicidade crônica (8 dias).......................................................................
256
xxiv
Tabela 2.35 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto de
floração de cianobactérias coletada dia 08/03/06 no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias)..............
260
Tabela 2.36 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto de
floração de cianobactérias coletada dia 17/03/06 no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica,
dureza e concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste
de toxicidade crônica (8 dias).......................................................................
263
Tabela 3.1 Concentrações de microcistinas totais de extratos brutos da linhagem
NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em diferentes estágios de crescimento
para diferentes culturas.................................................................................
135
Tabela 3.2 Significância estatística da percentagem de sobrevivência e do número
médio de neonatas vivas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia
e C. silvestrii, durante os testes de toxicidade crônica (8 dias), com
extratos de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no
final da fase exponencial e na fase senescente de crescimento....................
148
Tabela 3.3 Valores da concentração efetiva mediana – CE50;48h de dicromato de
potássio (K
2
Cr2O7) obtidos nos testes de sensibilidade para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera)..........................
268
Tabela 3.4 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.............................
269
Tabela 3.5 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda
270
Tabela 3.6 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.............................
271
Tabela 3.7 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.............................
272
Tabela 3.8 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.............................
273
xxv
Tabela 3.9 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e
dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.............................
274
Tabela 3.10 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
275
Tabela 3.11 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
276
Tabela 3.12 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
277
Tabela 3.13 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
278
Tabela 3.14 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda.........................................
279
Tabela 3.15 Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda
280
Tabela 3.16 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos
Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato de cultura
da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase
exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).........................
281
Tabela 3.17 Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato de cultura
da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase
senescente, e valores de pH, condutividade elétrica, dureza e
concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste de
toxicidade crônica (8 dias)............................................................................
285
Tabela 4.1 Descrição dos ensaios de bancada, cujos efluentes foram analisados por
meio de testes de toxicidade aguda com dafinídeos.....................................
163
xxvi
Tabela 4.2 Sistemas de tratamento utilizados nos ensaios I a VIII realizados em
instalação piloto – IP, cujos efluentes foram avaliados por meio de testes
de toxicidade aguda com dafinídeos e de biomonitoramento com peixes...
165
Tabela 4.3 Observações de respostas locomotoras ou de mortalidade de indivíduos
da espécie de peixe Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae) durante os
ensaios I a VI realizados em instalação piloto - IP.......................................
185
Tabela 4.4 Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii –
CS (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição à água de diluição –
AD, água de estudo – AE e efluentes dos ensaios de bancada 1 e 2 da
série A e valores das características físicas e químicas monitoradas
durante o teste de toxicidade aguda..............................................................
290
Tabela 4.5 Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii –
CS (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição à água de diluição –
AD, água de estudo – AE e efluentes dos ensaios de bancada 3 e 4 da
série B e valores das características físicas e químicas monitoradas
durante o teste de toxicidade aguda..............................................................
291
Tabela 4.6 Percentagem de imobilidade de Daphnia similis (Crustacea, Cladocera)
após 48 h de exposição às águas de diluição – AD, águas de estudo – AE
e efluentes dos ensaios de bancada 8, 9 e 10 das séries D, E e F,
respectivamente, e valores das características físicas e químicas
monitoradas durante o teste de toxicidade aguda.........................................
292
Tabela 4.7 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio I – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e
químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas)........
293
Tabela 4.8 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio II – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e
químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas)........
294
Tabela 4.9 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio III – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas
e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).....
295
Tabela 4.10 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio IV – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas
e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).....
296
Tabela 4.11 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio V – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e
químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas)........
297
Tabela 4.12 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VI – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas
e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).....
298
Tabela 4.13 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VII – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas
e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).....
299
xxvii
Tabela 4.14 Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e
C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VIII – IP (Instalação Piloto), e valores das características
físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48
horas)............................................................................................................
300
Tabela 4.15 Percentagem de imobilidade do dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii
(Crustacea, Cladocera) exposto a algumas amostras de AD e efluentes,
após ajuste da dureza para 40 – 48 mg CaCO3/L, dos Ensaios V, VI, VII
e VIII – IP, e valores das características físicas e químicas monitoradas
durante o teste de toxicidade aguda (48 horas)............................................
301
Tabela A1 Principais características físicas, químicas e microbiológicas das águas de
estudo utilizadas...........................................................................................
303
Tabela A2 Resultados do ensaio realizado para reprodução das melhores condições
de coagulação obtidas para cada tipo de coagulante (Ensaio 8 / Série D)...
303
Tabela A3 Ensaio para avaliar a influência da variação das características da água de
diluição (pH baixo).......................................................................................
303
Tabela A4 Ensaio para avaliar a influência da variação das características da água de
diluição (turbidez elevada) (Ensaio 10 / Série F).........................................
304
Tabela A5 Principais parâmetros de controle para operação e monitoramento do
desempenho dos processos estudados para remoção de células e toxinas
de Microcystis spp. nos ensaios em instalação piloto – IP...........................
304
Tabela A6 Caracterização das águas de estudo empregadas nos Ensaios de I a VIII.... 306
Tabela A7 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 1 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
307
Tabela A8 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 1 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
307
Tabela A9 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio I-IP
(em instalação piloto)...................................................................................
308
Tabela A10 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 2 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
310
Tabela A11 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 2 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
310
Tabela A12 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio II-IP....
311
Tabela A13 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 3 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
313
xxviii
Tabela A14 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 3 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
313
Tabela A15 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio III-IP...
314
Tabela A16 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 4 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
316
Tabela A17 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 4 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
316
Tabela A18 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio IV-IP..
317
Tabela A19 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 5 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
319
Tabela A20 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 5 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
319
Tabela A21 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio V-IP....
320
Tabela A22 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 6 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
322
Tabela A23 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 6 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
322
Tabela A24 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio VI-IP..
323
Tabela A25 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 7-IP (em instalação
piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas
de diluição e de estudo e efluentes...............................................................
325
Tabela A26 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 7 (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
325
Tabela A27 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio VII-IP.
326
xxix
Tabela A28 Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 8 (em instalação piloto):
temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de
diluição e de estudo e efluentes....................................................................
328
Tabela A29 Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 8-IP (em instalação
piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido,
condutividade elétrica, dureza e turbidez das águas de diluição e de
estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes
tempos de amostragem.................................................................................
328
Tabela A30 Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de
desempenho para os controles operacional e qualitativo do Ensaio VIII-IP
329
xxx
SUMÁRIO
INTRODUÇÃO GERAL..............................................................................................
1
CAPÍTULO 1 – Características limnológicas dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP, durante a ocorrência de florações de
cianobactérias..........................................................................................................
9
1.1. Introdução......................................................................................................
10
1.2. Objetivos.........................................................................................................
13
1.2.1. Geral.............................................................................................................. 13
1.2.2. Específicos.................................................................................................... 13
1.3. Materiais e Métodos.......................................................................................
15
1.3.1. Área de estudo............................................................................................... 15
1.3.2. Coleta............................................................................................................ 17
1.3.3. Características limnológicas......................................................................... 19
1.3.3.1. Comunidade fitoplanctônica...................................................................... 22
1.4. Resultados e Discussão..................................................................................
24
1.4.1. Características físicas e químicas da água.................................................... 26
1.4.2. Comunidade fitoplanctônica......................................................................... 44
1.4.3. Avaliação das características limnológicas analisadas................................. 67
1.5. Conclusões......................................................................................................
70
C
APÍTULO 2 – Efeitos de florações de cianobactérias dos reservatórios de Barra
Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, sobre dafinídeos....................................
72
2.1. Introdução......................................................................................................
73
2.2. Objetivos.........................................................................................................
77
2.2.1. Geral.............................................................................................................. 77
2.2.2. Específicos.................................................................................................... 77
2.3. Materiais e Métodos.......................................................................................
79
2.3.1. Coleta............................................................................................................ 79
2.3.2. Preparo dos extratos brutos........................................................................... 80
2.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)...............................................................................................................
81
2.3.4. Testes de sensibilidade.................................................................................. 83
2.3.5. Testes de toxicidade aguda........................................................................... 83
xxxi
2.3.6. Testes de toxicidade crônica......................................................................... 86
2.3.7. Análises estatísticas...................................................................................... 87
2.3.8. Análise de microcistinas............................................................................... 88
2.4. Resultados e Discussão..................................................................................
90
2.4.1. Testes de sensibilidade.................................................................................. 90
2.4.2. Análise de microcistinas............................................................................... 91
2.4.3. Testes de toxicidade aguda........................................................................... 94
2.4.4 Testes de toxicidade crônica.......................................................................... 104
2.5. Conclusões......................................................................................................
116
C
APÍTULO 3 – Avaliação da variação temporal da toxicidade de uma linhagem
de Microcystis aeruginosa a dafinídeos..................................................................
118
3.1. Introdução......................................................................................................
119
3.2. Objetivos.........................................................................................................
123
3.2.1. Geral.............................................................................................................. 123
3.2.2. Específicos.................................................................................................... 123
3.3. Materiais e Métodos.......................................................................................
125
3.3.1. Cultivo e determinação da curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa sob condições controladas................................................
125
3.3.2. Preparo dos extratos da linhagem NPLJ-4 de M. aeruginosa....................... 127
3.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)...............................................................................................................
128
3.3.4. Testes de sensibilidade.................................................................................. 128
3.3.5. Testes de toxicidade aguda........................................................................... 128
3.3.6. Testes de toxicidade crônica......................................................................... 129
3.3.7. Análises estatísticas...................................................................................... 130
3.3.8. Análise de microcistinas............................................................................... 131
3.4. Resultados e Discussão..................................................................................
132
3.4.1. Testes de sensibilidade.................................................................................. 132
3.4.2. Curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa...... 133
3.4.3. Análise de microcistinas............................................................................... 134
3.4.4. Testes de toxicidade aguda........................................................................... 137
3.4.5 Testes de toxicidade crônica.......................................................................... 144
3.5. Conclusões......................................................................................................
152
C
APÍTULO 4 – Testes de toxicidade e biomonitoramento na avaliação da
eficiência de processos de tratamento de água na remoção de células, toxinas e
subprodutos de cianobactérias................................................................................
154
xxxii
4.1. Introdução......................................................................................................
155
4.2. Objetivos.........................................................................................................
161
4.2.1. Geral.............................................................................................................. 161
4.2.2. Específicos.................................................................................................... 161
4.3. Materiais e Métodos.......................................................................................
162
4.3.1. Ensaios em bancada...................................................................................... 162
4.3.2. Ensaios em instalação piloto – IP................................................................. 164
4.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)...............................................................................................................
165
4.3.4. Testes de toxicidade aguda........................................................................... 166
4.3.5. Aclimatação e manutenção de Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae) em
laboratório...............................................................................................................
166
4.3.6. Biomonitoramento........................................................................................ 167
4.4. Resultados e Discussão..................................................................................
169
4.3.1. Ensaios em bancada...................................................................................... 169
4.3.2. Ensaios em instalação piloto – IP................................................................. 172
4.5. Conclusões......................................................................................................
189
CONSIDERAÇÕES FINAIS........................................................................................
190
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS............................................................................
194
APÊNDICE A – Dados de campo e da comunidade fitoplanctônica para as águas
dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, durante a
ocorrência de florações de cianobactérias...............................................................
215
APÊNDICE B – Valores brutos e análises estatísticas dos testes de toxicidade
com os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii expostos à água e aos
extratos brutos de florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios de
Barra Bonita e Promissão........................................................................................
224
A
PÊNDICE C – Valores brutos e análises estatísticas dos testes de toxicidade
aguda e crônica com os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii expostos a
extratos da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em diferentes estágios
de crescimento.........................................................................................................
267
A
PÊNDICE D – Valores brutos relativos aos resultados dos testes de toxicidade
aguda com os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii expostos a amostras
dos ensaios realizados em bancada e em instalação piloto – IP..............................
289
ANEXO A – Informações, dados e resultados dos ensaios em bancada e em uma
instalação piloto de estação de tratamento de água realizados por KURODA
(2006) para avaliação de processos de tratamento na remoção de células,
microcistinas e subprodutos de Microcystis spp.....................................................
302
1
I
NTRODUÇÃO GERAL
2
ianobactérias, cianofíceas (algas azuis) ou cianoprocariotas são
organismos procariontes, isto é, não possuem núcleo envolvido por
membrana. Por não terem núcleo nem organelas delimitadas por
membrana, tais organismos são semelhantes às bactérias, daí o nome cianobactérias. Por
outro lado, como são fotossintetizantes e produtores primários como as algas
eucariontes, recebem dos ficologistas o nome de cianofíceas. Mais importante que o
nome, contudo, é conhecer as características do grupo (SOUZA, 2006). São organismos
aeróbios fototautotróficos. O talo pode ser unicelular (de formas muito variadas),
colonial ou filamentoso, em tal caso, com ou sem ramificações. Além disso, as células
podem ou não apresentar envelope mucilaginoso (AZEVEDO e SANT’ANNA, 2006).
A origem das cianobactérias foi estimada em 3,5 bilhões de anos pela descoberta
de fósseis em rochas sedimentares encontradas na Austrália. Elas estão, portanto, entre
os organismos pioneiros na Terra, sendo provavelmente os primeiros produtores
primários de matéria orgânica a liberarem oxigênio na atmosfera primitiva (AZEVEDO
e VASCONCELOS, 2006). A longa história evolutiva destes organismos pode explicar
o sucesso das cianobactérias em muitos habitats (WHITTON e POTTS, 2000). Ocorrem
nos mais variados tipos de ambientes, que incluem ambientes terrestres, ambientes de
água doce, salobra ou marinha, além de habitats extremos, como fontes termais, neve e
deserto (SOUZA, op. cit.). Várias espécies que vivem em solos e rochas desempenham
importante papel nos processos funcionais do ecossistema na ciclagem dos nutrientes
(AZEVEDO e VASCONCELOS, op. cit.). A grande maioria das cerca de 2400 espécies
C
3
de cianobactérias é de água doce, onde vivem no plâncton e/ou no perifiton. Grande
parte das cianobactérias não é cosmopolita (SOUZA, 2006).
Nos últimos anos, entretanto, as cianobactérias, em particular as espécies
planctônicas, têm se destacado em virtude dos problemas que podem causar nos
ecossistemas aquáticos, tanto do ponto de vista ecológico como sanitário. Além dos
desequilíbrios ecológicos decorrentes da proliferação em massa (florações), as
cianobactérias, além de produzirem compostos que conferem gosto e odor
desagradáveis à água (PERSSON, 1996), podem produzir toxinas.
A habilidade das cianobactérias em produzir toxinas é um fenômeno bem
conhecido. O primeiro relato científico de uma floração tóxica de cianobactéria foi
publicado em 1878 por Francis, descrevendo a morte de animais domésticos que haviam
bebido água de um lago no Sul da Austrália durante uma floração de Nodularia
spumigena. Em todo o mundo, há diversos relatos de intoxicação de animais domésticos
e selvagens por beberem ou nadarem em águas com florações de cianobactérias (CODD
et al., 1989; SIVONEN e JONES, 1999; YOO et al., 1995).
No entanto, somente após a confirmação da morte de quase 60 pacientes de uma
clínica de hemodiálise em Caruaru, PE, Brasil, em 1996, devido à utilização de água
contaminada com cianotoxinas hepatotóxicas (AZEVEDO e VASCONCELOS, 2006),
é que as cianobactérias despertaram a atenção no país e têm sido motivo de preocupação
constante de órgãos ambientais e de saúde, institutos de pesquisa e companhias de
saneamento, em nível mundial.
As florações de cianobactérias tóxicas são um fenômeno global, ocorrendo em
águas marinhas, salobras e doces (SIVONEN, 1996). Por ocorrerem preferencialmente
em águas ricas em nutrientes, suas freqüentes florações são um sinal do acelerado
processo de eutrofização dos corpos de água, com registros na Austrália (ROSITANO e
4
NICHOLSON, 1994; STEFFENSEN et al., 1994), Japão (WATANABE e OISHI,
1985), Índia (AGRAWAL et al., 2001), Rússia (TCHERNAJENKO, 1994), Alemanha
(FASTNER, 1994; FROMME, 2000), Bélgica (van HOOF et al., 1994), Portugal
(VASCONCELOS, 1994), Finlândia (SIVONEN et al., 1994), Reino Unido (DOW et
al., 1994; LAWTON et al., 1994; OWEN, 1994), Canadá (HOLMES et al., 1994),
Estados Unidos (YOO et al., 1995), dentre outros.
No Brasil, diversos estudos têm confirmado a ocorrência de linhagens tóxicas de
cianobactérias nas águas de reservatórios para o abastecimento público, lagos artificiais,
lagoas salobras e rios, com registros em diversos estados: Rio Grande do Sul
(MINILLO et al., 2000; WERNER et al., 2000), São Paulo (AZEVEDO et al., 1994;
HONDA et al., 2001) Rio de Janeiro (BARBOSA et al., 2005; FERRÃO-FILHO et al.,
2002), Minas Gerais (JARDIM, 2002), Pernambuco (BOUVY et al., 2001), Rio Grande
do Norte (COSTA, 2003), Pará (VIEIRA, 2002), sendo que, em alguns estados, as
ocorrências podem estar subestimadas. Ainda, no país, o problema é intensificado, pois
sendo a maior parte do território localizada na região tropical e sob processo de
eutrofização, a maioria dos mananciais apresenta condições favoráveis (altas
concentrações de nutrientes, baixa turbulência e temperaturas elevadas) ao crescimento
de cianobactérias durante o ano inteiro (AGUIAR e AZEVEDO, 1998).
Há cerca de 150 gêneros de cianobactérias, das quais 40 espécies são conhecidas
como produtoras de toxinas (SAKER et al., 1999). No Brasil, os gêneros mais comuns
de cianobactérias formadoras de florações são Microcystis, Anabaena, Aphanizomenon,
Cylindrospermopsis e Planktothrix (SANT’ANNA e AZEVEDO, 2000).
As toxinas de cianobactérias ou cianotoxinas constituem um grupo
quimicamente heterogêneo, apresentando, assim, diferentes propriedades toxicológicas.
Elas podem ser divididas em três grupos principais, com base na estrutura química:
5
peptídeos cíclicos, alcalóides e lipopolissacarídeos. Em termos de toxicologia, as
toxinas podem ser classificadas principalmente: como hepatotoxinas, neurotoxinas e
substâncias irritantes ou alergênicas (SIVONEN e JONES, 1999). As últimas são
produzidas por cianobactérias em geral (CARVALHO, 2006) e, ao contato, causam
irritações na pele e transtornos gastrointestinais (YOO et al., 1995).
Em águas salobras e doces, as hepatotoxinas mais freqüentemente encontradas
são hepta- e pentapeptídeos cíclicos, microcistinas e nodularinas, respectivamente. Em
geral, são produzidas por espécies dos gêneros Microcystis, Anabaena, Nodularia,
Oscillatoria e Nostoc (SIVONEN, 1996), e agem no fígado, causando a desestruturação
dos hepatócitos, levando a rupturas internas e a hemorragias no órgão. As microcistinas
são de particular preocupação, porque, além de serem encontradas no mundo inteiro,
inibem os sistemas enzimáticos específicos e são promotoras potenciais de tumores no
fígado (FALCONER e HUMPAGE, 1996), especialmente em exposição a longo-prazo
a concentrações relativamente baixas dessas toxinas em águas de abastecimento
(KUIPER-GOODMAN et al., 1999). Assim, é o grupo de toxinas melhor conhecido e
mais extensivamente estudado (FALCONER, 1999; FASTNER et al., 1999), já tendo
sido identificadas mais de 50 variantes, das quais a microcistina-LR é a mais comum
(STEFFENSEN, 1999). Em águas tropicais, também ocorre a cilindrospermopsina, um
alcalóide.
Três tipos de neurotoxinas são conhecidos: anatoxina-a, anatoxina-a(S) e toxinas
paralisantes (PSPs) (saxitoxinas, neosaxitoxinas). São produzidas por espécies dos
gêneros Anabaena, Oscillatoria, Aphanizomenon, Cylindrospermopsis e Trichodesmium
(CHORUS e BARTRAM, 1999; SIVONEN, op. cit.). Essas toxinas inibem a condução
nervosa por bloqueamento dos canais de sódio, afetando a permeabilidade do potássio
ou a resistência da membrana, podendo levar o organismo à morte em poucas horas, por
6
parada respiratória, dependendo da dosagem ou do tempo de exposição (CHORUS e
BARTRAM, 1999).
Levantamentos sobre as florações em diferentes partes do mundo têm revelado
alta freqüência de florações tóxicas, entre 25 e 75% (SIVONEN, 1996). Na Finlândia,
por exemplo, 45% das amostras de florações analisadas entre 1985 e 1987 foram
tóxicas, sendo as florações hepatotóxicas mais comuns do que as neurotóxicas
(SIVONEN et al., 1994). Em Portugal, onde as florações de cianobactérias têm sido
analisadas desde 1989, cerca de 60% foram tóxicas, sendo também a maior parte
hepatotóxica (VASCONCELOS, 1994). No Brasil, 82% das linhagens isoladas se
mostraram tóxicas quanto testadas em bioensaios, sendo 9,7% neurotóxicas e as demais,
hepatotóxicas (AZEVEDO e VASCONCELOS, 2006).
A maioria das cianotoxinas identificadas parece ser mais perigosa para
mamíferos terrestres do que para a biota aquática (SIVONEN e JONES, 1999).
As cianotoxinas são principalmente endotoxinas, ou seja, ficam retidas dentro
das células produtoras, sendo liberadas para o meio externo por rompimento da parede
celular, o que acontece por senescência das células ou sob a ação de algicidas, como o
sulfato de cobre (CARVALHO, 2006; YOO et al., 1995).
Os efeitos ecológicos e sobre a saúde humana decorrentes da presença das
cianotoxinas nos corpos de água estão principalmente relacionados: à diminuição e/ou
modificação da diversidade de espécies aquáticas; à bioacumulação de tais toxinas por
alguns organismos aquáticos, com transferência dentro da cadeia trófica; à intoxicação
dos animais aquáticos e terrestres e à intoxicação humana (AZEVEDO, 2000).
Quando em solução, as cianotoxinas geralmente não são removidas pelo
tratamento convencional de água, e podem ter a concentração aumentada durante esse
processo devido à lise das células (CHOW et al., 1998). As microcistinas são resistentes
7
à fervura (AZEVEDO, 2000) e, quando liberadas no ambiente aquático, podem persistir
por dias, semanas ou meses (HARADA et al., 1996; YOO et al., 1995). Logo, as
principais vias de exposição humana a essas toxinas incluem as vias orais e dérmicas,
por meio da água potável e de atividades recreacionais (FALCONER et al., 1999;
UENO et al., 1999).
Ante a problemática das florações de cianobactérias, as legislações pertinentes
precisaram ser revistas. A Portaria nº. 518, de 25 de março de 2004 (BRASIL, 2004),
que estabelece os procedimentos e as responsabilidades relativas ao controle e à
vigilância da qualidade da água para consumo humano e seu padrão de potabilidade,
inclui o monitoramento de cianobactérias na água bruta de mananciais, no ponto de
captação, bem como de cianotoxinas na água potável. A Resolução CONAMA nº. 357,
de 17 de março de 2005 (BRASIL, 2005), que dispõe sobre a classificação dos corpos
de água e as diretrizes ambientais para o seu enquadramento, bem como estabelece as
condições e os padrões de lançamentos de efluentes, coloca valores máximos de
densidade de cianobactérias como parâmetro de padrão de qualidade de águas doces.
Além de abordar o tema, tais legislações obrigam as companhias de saneamento e as
agências ambientais a buscar metodologias específicas e recurso humano especializado.
A comunidade científica tem apresentado estudos e informações sobre:
toxicologia e química de cianotoxinas, ecotoxicologia, métodos alternativos para
detecção de toxinas, taxonomia de espécies tóxicas (PROENÇA, 2006), tecnologias de
tratamento de água para a remoção de células e toxinas de cianobactérias, a fim de
encontrar soluções e formas de controle e prevenção para o problema em questão.
No presente trabalho, foram avaliadas as características limnológicas dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP (Capítulo 1), onde as
florações de cianobactérias são recorrentes (CALIJURI et al., 2002; ROCHA et al.,
8
2006). Assim, foram avaliados também os efeitos dessas florações sobre organismos
zooplanctônicos, especificamente dafinídeos (Capítulo 2).
Diante da maior contribuição de espécies do gênero Microcystis nos
reservatórios e considerando que as florações poderiam estar em diferentes estágios, o
que influenciaria a toxicidade das mesmas, foram analisados os efeitos de uma linhagem
tóxica de Microcystis aeruginosa, em diferentes estágios de crescimento, sobre os
dafinídeos (Capítulo 3).
Ainda, tendo em vista que os reservatórios são utilizados para diversos fins, entre
eles o abastecimento público, foram realizados testes de toxicidade com dafinídeos e
biomonitoramento com peixes para avaliar a eficiência de processos de tratamento de
água na remoção de células e subprodutos de cianobactérias em experimentos de
bancada e em instalação piloto (Capítulo 4). Esse estudo foi realizado em colaboração
com a doutoranda Emília Kiyomi Kuroda, sob orientação do Prof. Luiz Di Bernardo, do
Departamento de Hidráulica e Saneamento, da Escola de Engenharia de São Carlos, da
Universidade de São Paulo.
9
C
APÍTULO 1
Características limnológicas dos reservatórios de Barra
Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, durante a ocorrência
de florações de cianobactérias
10
1.1. Introdução
No Brasil, a construção de grandes reservatórios, para fins de abastecimento
público e geração de energia, atingiu seu máximo desenvolvimento nas décadas de 1960
e 1970. Muitos desses ecossistemas artificiais estão em pleno funcionamento,
produzindo inúmeros benefícios locais e regionais (TUNDISI et al., 1999). Entretanto,
apesar dos benefícios, os reservatórios, em decorrência de sua construção, causam
impactos, sendo os principais citados por Straskraba e Tundisi (1999): o desmatamento
e a redução da cobertura vegetal; o aumento da contaminação e da toxicidade no
sistema, devido às atividades antrópicas; a poluição orgânica; a eutrofização acelerada;
a alteração da biodiversidade, com a remoção de espécies; além de efeitos negativos à
saúde humana, resultantes da deterioração da qualidade da água.
No Estado de São Paulo, a construção de sistemas do tipo cascata, com vários
reservatórios subseqüentes, que recebem e acumulam materiais orgânicos provenientes
dos reservatórios adjacentes, tem sido bastante utilizada. O principal sistema no estado é
o do rio Tietê, que inclui seis reservatórios: Barra Bonita, Álvaro Souza Lima (Bariri),
Ibitinga, Mário Lopes Leão (Promissão), Nova Avanhandava e Três Irmãos. Estes
reservatórios têm um papel social e econômico relevante, devido à localização no meio
de um importante pólo agrícola e industrial do país (TUNDISI et al., op. cit.).
Diante disso, o sistema em cascata do Médio e Baixo rio Tietê tem sido objeto
de estudos científicos, principalmente, limnológicos e, mais recentemente,
11
ecotoxicológicos, abordando aspectos físicos, químicos e biológicos da água e do
sedimento, bem como a relação com o uso e a ocupação da bacia hidrográfica
(ESPÍNDOLA et al., 1999). O reservatório de Barra Bonita é o mais estudado, uma vez
que é o primeiro da série, tem a função acumuladora de água, regulando todo o sistema,
e também por receber uma elevada carga poluidora de duas bacias de drenagem, a do
alto rio Tietê e a do rio Piracicaba. Dentre os estudos desenvolvidos no sistema em
cascata como um todo e, em particular, no reservatório de Barra Bonita, podem ser
citados: Tundisi (1981), Matsumura-Tundisi et al. (1981), Gentil (1984), Henry (1986),
De Fillippo (1986), Calijuri (1988), Aranha (1990), Díaz (1990), Fonseca (1990),
Tundisi e Matsumura-Tundisi (1990), Tundisi et al. (1991), Saggio (1992), Calheiros
(1993), Brondi (1994), Castro (1994), Espíndola (1994), Rietzler (1995), Santos, A.
(1996), Santos, S. (1996), Soriano (1997), Jati (1998), Sandes (1998), Wisniewski
(1998), Calijuri (1999), Güntzel (2000), Fracácio (2001), Rodgher (2001), Pereira
(2003), Rodrigues (2003), Tavares (2003), Gouvêa (2004), Lima (2004), Luzia (2004),
Minillo (2005), Zanata (2005), Antônio (2006), Dellamano-Oliveira (2006), França
(2006), Moretto (2006), Stefani (2006), Suriani (2006).
Muitos dos estudos citados mostram que os reservatórios do Médio e Baixo
Tietê estão em crescente processo de eutrofização. Os efeitos mais comuns de tal
processo, de acordo com Tundisi et al. (1999), são: aumento da concentração de
nitrogênio e fósforo na água e no sedimento; aumento da biomassa de fitoplâncton e
perifiton; aumento da ocorrência de florações; elevação do pH e redução da
concentração de oxigênio dissolvido na água; mudanças na composição da biota
aquática; redução da biodiversidade; aumento da mortandade de peixes; redução da
transparência da água; grande desenvolvimento de macrófitas; perda da qualidade
12
estética, com desvalorização de propriedades próximas; possíveis riscos à saúde em
águas de abastecimento; aumento dos custos de tratamento de água.
Entre os efeitos da eutrofização, estudos têm mostrado ocorrência freqüente de
florações de cianobactérias nos reservatórios do Médio e Baixo Tietê, SP, (CALIJURI,
1999; MINILLO, 2005; SANDES, 1990; 1998). Essas florações podem ter diversas
implicações (estéticas, sanitárias, ecológicas) para os corpos de água, sendo que a maior
preocupação está relacionada ao fato de muitas cianobactérias serem produtoras de
potentes toxinas, o que implica em riscos à saúde humana e à biota natural e
compromete os usos múltiplos da água.
Assim, o conhecimento e a quantificação das espécies de cianobactérias
presentes são fundamentais no monitoramento da qualidade das águas (AZEVEDO,
2002).
O presente capítulo compreende a análise das características limnológicas, com
ênfase na comunidade fitoplanctônica, dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
componentes do sistema em cascata do rio Tietê, SP, durante a ocorrência de florações
de cianobactérias.
13
1.2. Objetivos
1.2.1. Geral
Avaliar as características da água dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP, durante a ocorrência de florações de cianobactérias, por meio de
análises de variáveis limnológicas.
1.2.2. Específicos
Analisar, para os reservatórios de Barra Bonita e Promissão, as características
físicas, químicas e biológicas da coluna de água.
Determinar o grau de trofia desses reservatórios.
Verificar a participação das cianobactérias na comunidade fitoplanctônica de
ambos os reservatórios, por meio de análise da composição, da abundância e da
densidade do fitoplâncton, bem como da determinação de riqueza, uniformidade
e índice de diversidade da comunidade fitoplanctônica.
14
Determinar as espécies de cianobactérias que formam as florações nos
reservatórios estudados.
Reconhecer os fatores que favorecem a manutenção e a proliferação das
cianobactérias nos reservatórios em questão.
Verificar se as variáveis analisadas atendem a condições e padrões de qualidade
da água estabelecidos pela Resolução CONAMA nº. 357/2005.
15
1.3. Materiais e Métodos
1.3.1. Área de estudo
O rio Tietê, SP, no percurso até sua foz no rio Paraná, é dividido em quatro
trechos: Alto Tietê, Médio Tietê Superior, Médio Tietê Inferior e Baixo Tietê. A partir
da década de 1960, partindo do meio superior do rio Tietê, reservatórios foram
construídos, formando uma ligação em cascata, com objetivo principal de gerar energia
hidrelétrica. Tal série de reservatórios é conhecida como sistema em cascata do Médio e
Baixo rio Tietê, sendo formado por seis reservatórios: Barra Bonita, Álvaro Souza Lima
(Bariri), Ibitinga, Mário Lopes Leão (Promissão), Nova Avanhandava e Três Irmãos
(BARBOSA et al., 1999), que são amplos (maiores do que 100 km
2
, exceto Bariri) e
rasos (com 8 a 40 m de profundidade) (CESP, 1998). Dentre esses reservatórios, o de
Barra Bonita e o de Promissão, o primeiro e o quarto, respectivamente, do sistema em
cascata (Figura 1.1), foram selecionados para a realização do presente estudo. O
objetivo era comparar as florações desses dois reservatórios, visto que em um estudo
anterior (MINILLO, 2005) foi registrada a predominância de microcistinas em Barra
Bonita e de saxitoxinas em Promissão. No entanto, as florações coletadas no presente
trabalho foram compostas por espécies de Microcystis e, portanto, por microcistinas.
16
Figura 1.1 – Mapa do Estado de São Paulo, apresentando os reservatórios do sistema em cascata
do Médio e Baixo rio Tietê, com destaque (*) para os de Barra Bonita e Promissão (modificado
de MATSUMURA-TUNDISI et al., 2006).
A barragem da Usina Hidrelétrica de Barra Bonita localiza-se na bacia do Médio
Tietê Superior, entre os municípios de Barra Bonita e Igaraçú (latitude 22°29’S e
longitude 48°34’W), a 430 m de altitude. Concluído em 1963, este reservatório foi
construído por meio do represamento dos rios Tietê e Piracicaba, contando com a
participação de inúmeros tributários, de maior ou menor importância, com finalidade de
gerar energia elétrica. Além de ser um importante recurso hidro-energético, atualmente,
o reservatório é destinado a usos múltiplos, tais como: irrigação, piscicultura, recreação,
lazer, turismo, pesca, abastecimento industrial da região, transporte fluvial (CALIJURI,
1999), bem como à recepção de despejos domésticos e industriais e de resíduos de
atividades agrícolas, um uso bem pouco nobre. A área de entorno do reservatório é
ocupada por uma monocultura de cana-de-açúcar, que acarreta vários impactos no
desenvolvimento regional, mas também na qualidade ambiental.
*
*
17
O reservatório Engenheiro Mário Lopes Leão (Promissão) foi concluído em
1975 e situa-se à jusante do reservatório de Ibitinga e à montante do de Nova
Avanhandava, a 380 m de altitude, na latitude 21°45’S e longitude 49°47’W. Tal
reservatório também apresenta diversos impactos antrópicos, como alteração da
vegetação perimetral e o aporte de esgotos e resíduos industriais. Os principais usos do
solo da bacia incluem urbanização e agroindústria (CESP, 1998).
As principais características morfométricas dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão estão na Tabela 1.1.
Tabela 1.1 – Características morfométricas dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP.
Reservatório Barra Bonita Promissão
Área (km
2
) 310 741
Profundidade média (m) 10,2 14
Perímetro (km) 525
-
Volume total (m
3
) 3,1 × 10
6
7,4 × 10
6
Tempo de retenção (dias) 37 – 137 124 – 458
Fonte: Matsumura-Tundisi et al. (2006)
1.3.2. Coleta
As amostras de água foram coletadas em um ponto fixo, em diferentes
profundidades, na região central de cada reservatório (Tabela 1.2; Figura 1.2),
18
utilizando garrafa do tipo Van Dorn, e armazenadas em galões de 5 L para posteriores
análises das características físicas, químicas e biológicas (clorofila-a) em laboratório.
As amostras de fitoplâncton foram coletadas no mesmo ponto e nas mesmas
profundidades em ambos os reservatórios, utilizando garrafa do tipo Van Dorn
(quantitativas) e rede de plâncton de 20 µm de abertura de malha (qualitativas), com
auxílio de bomba de sucção para filtrar grande volume de água (100 a 300 L),
armazenadas (cerca de 100 mL em frascos de 250 mL) e fixadas com formol 4%.
Tabela 1.2 – Condições na realização das coletas nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP.
Reservatório Data* Ponto Horário Profundidade (m) Observações
Barra
Bonita
03/03/06 22°31,46’S
48°31,88’W
13:40 h 0 (superfície), 5,
10, 15, 20, 25
sem ventos,
parcialmente
nublado
14/03/06 22°31,455’S
48°31,876’W
12:00 h 0, 5, 10, 15, 20, 25
ventos fracos,
ensolarado, com
poucas nuvens
15/07/06 22°31,408’S
48°31,887’W
12:25 h 0, 5, 10, 15, 20, 25
ventos fracos;
ensolarado, sem
nuvens; barcos de
passeio; pesca
Promissão 08/03/06 21°19,856’S
49°44,063’W
10:15 h 0, 5, 10, 15, 20, 25
sem ventos;
parcialmente
nublado a nublado
17/03/06 21°19,982’S
49°44,187’W
10:30 h 0, 5, 10, 15, 20
ventos, com
formação de
ondas;
parcialmente
nublado a nublado
*As coletas foram realizadas durante a ocorrência de floração de cianobactérias, por isso não há uma
periodicidade.
19
Figura 1.2 – Vista geral do ponto de coleta nos reservatórios de Barra Bonita (a) e Promissão
(b), Médio rio Tietê, SP.
1.3.3. Características limnológicas
Em campo, no ponto de coleta de cada reservatório, foram determinadas a
transparência da água (m), por meio de disco de Secchi, e a extensão da zona eufótica –
Zeu (m), utilizando um Quanta Meter. Além disso, foram realizadas medições, de 0,5
em 0,5 m, de pH, condutividade elétrica da água (μS/cm), temperatura (°C) e
concentração de oxigênio dissolvido (mg/L), utilizando o multisensor Horiba, modelo
U10, para constituição de perfis verticais.
As características físicas, químicas e biológicas das amostras de água, analisadas
em laboratório, estão relacionadas na Tabela 1.3, com os respectivos métodos de
análise.
O cálculo das razões N/P, para os reservatórios em questão, foi feito com base
nas concentrações de nitrogênio e fósforo totais.
a
b
20
Tabela 1.3 – Características físicas, químicas e biológicas, e respectivos métodos de análise para
as amostras de água coletadas nos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio
Tietê, SP.
Características Unidade Método Autor(es)
sólidos suspensos
totais
mg/L técnica gravimétrica Tundisi (1969); Wetzel e Likens
(1991)
nitrito
μg/L
espectrofotométrico Golterman et al. (1978)
nitrato
μg/L
espectrofotométrico Mackereth et al. (1978)
amônia
μg/L
espectrofotométrico Koroleff (1976)
nitrogênio total
μg/L
espectrofotométrico Valderrama (1981)
fosfato total
dissolvido
μg/L
espectrofotométrico Strickland e Parsons (1960)
fosfato inorgânico
dissolvido
μg/L
espectrofotométrico Strickland e Parsons (1960)
fósforo total
μg/L
espectrofotométrico Valderrama (1981)
silicato mg/L espectrofotométrico Golterman et al. (1978)
clorofila-a e
feofitina
µg/L espectrofotométrico Lorenzen (1967); Nush (1980)
Para ambos os reservatórios foi calculado o índice de estado trófico (IET) de
Carlson (1977), modificado por Toledo et al. (1983), a partir de equações que
consideram a visibilidade do disco de Secchi e as concentrações de clorofila-a, de
fósforo total e de fosfato inorgânico, calculando-se, por fim, o índice de estado trófico
médio.
IET (S) = 10 × {6 – [(0,64 + lnS)/ln2]}, onde S = visibilidade do disco de Secchi (m)
IET (P) = 10 × {6 – [ln(80,32 /P)/ln2]}, onde P = concentração de fósforo total (μg/L)
21
IET (PO
4
) = 10 × {6 – [ln(21,67/PO
4
)/ln2]}, onde PO
4
= concentração de fosfato
inorgânico (μg/L)
IET (Cl) = 10 × {6 – [(2,04 – 0,695 × lnCl)/ln2]}, onde Cl = concentração de clorofila-a
(μg/L)
IET (médio) = {IET (S) + 2 [IET (P) + IET (PO
4
) + IET (Cl)]}/7
Utilizou-se também o índice de estado trófico para reservatórios definido por
Lamparelli (2004), que parte de equações estabelecidas entre clorofila-a e fósforo total,
e da correlação entre clorofila-a e transparência da água (disco de Secchi), para
construir uma relação entre os valores de transparência da água, clorofila-a e fósforo
total, segundo a distribuição do índice de Carlson.
IET (Cl) = 10 × {6 – [(0,92 – 0,34 × lnCl)/ln2]}, onde a concentração de clorofila-a (Cl)
é expressa em μg/L
IET (PT) = 10 × {6 – [(1,77 – 0,42 × lnPT)/ln2]}, onde a concentração de fósforo total
(PT) é expressa em μg/L.
De acordo com o autor, os índices propostos apresentam maior sensibilidade,
aumentando a amplitude das classificações tróficas, bem como melhoram a
concordância entre as classificações obtidas com as concentrações de clorofia-a e de
fósforo total para um mesmo ambiente.
O critério para a classificação dos reservatórios, segundo o grau de trofia, está
apresentado na Tabela 1.4.
22
Tabela 1.4 – Faixas de valores para os índices de estado trófico (IET) de Carlson modificados
por Toledo (1990) e por Lamparelli (2004) e níveis de estado trófico correspondentes.
Toledo (1990) Lamparelli (2004)
IET Nível trófico IET Nível trófico
≤ 44
Oligotrófico
≤ 47
Ultraoligotrófico
44 < IET ≤ 54 Mesotrófico 48 ≤ IET ≤ 52 Oligotrófico
54 < IET ≤ 74 Eutrófico 53 ≤ IET ≤ 58 Mesotrófico
> 74 Hipereutrófico 59 ≤ IET ≤ 63 Eutrófico
64 ≤ IET ≤ 67 Supereutrófico
> 67 Hipereutrófico
1.3.3.1. Comunidade fitoplanctônica
Para as amostras de fitoplâncton, coletadas em diferentes profundidades nos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, a identificação dos táxons foi realizada com
base nas características estruturais e morfométricas, ao menor nível taxonômico
possível, utilizando-se microscópio binocular da marca Carl Zeiss, modelo Axioskop,
com resolução máxima de 2560×, e recorrendo ao auxílio de bibliografia especializada e
a especialistas. Para as cianobactérias, foi utilizado o sistema de classificação de
Anagnostidis e Komárek (1988; 1989) e Komárek e Anagnostidis (1999); para as
Bacillariophyceae (diatomáceas), o de Round et al. (1990); para as Chlorococcales, o de
Komárek e Fott (1983); para as Chlorophyceae em geral, o de Round (1971); e para as
demais classes, o de Bourrelly (1981; 1985).
23
Para a quantificação do fitoplâncton, utilizou-se o método de sedimentação em
câmaras, descrito por Utermöhl (1958), sendo o tempo de sedimentação determinado de
acordo com Margalef (1983). O procedimento de contagem foi realizado por meio de
transectos, utilizando-se um microscópio invertido da marca Zeiss, modelo Axiovert,
com aumento máximo de 1000×. O limite de contagem foi determinado pela
estabilização da curva de espécies, em que um número suficiente de campos é contado
até que se estabilize o número de espécies adicionadas por campo. Cada célula, cenóbio,
colônia ou filamento foi considerado como um indivíduo. A densidade do fitoplâncton
foi calculada segundo ROS (1979) e expresso em indivíduos/mL.
A abundância relativa foi estimada considerando-se o número de organismos de
cada espécie em relação ao total de indivíduos de cada amostra.
A riqueza (R) de espécies foi considerada como sendo o número total de táxon
encontrado nas amostras.
O índice de diversidade (H’) foi estimado pelo índice de Shannon-Wienner
(Shanon e Wienner, 1963), a partir dos dados de densidade, e expresso em bits/ind.
H’ = - Σ
i=1
(p
i
) (log
2
p
i
)
onde: p
i
= n
i
/N
n
i
= número total de indivíduos de cada táxon
N = número total de indivíduos na amostra
A equitabilidade ou uniformidade (U’) foi estimada segundo Pielou (1966).
U’ = H’
log
2
S
onde: H’ = índice de diversidade da amostra
S = riqueza de taxa na unidade amostral
24
1.4. Resultados e Discussão
1.4.1. Características físicas e químicas da água
Em relação aos dados obtidos em campo (Apêndice A), os valores de pH no
reservatório de Promissão (5,9 – 7,9) foram ligeiramente mais elevados do que aqueles
registrados no de Barra Bonita (5,2 – 7,8). O mesmo foi observado por Luzia (2004) em
estudo nos reservatórios do sistema em cascata no Médio e Baixo Tietê, SP. Para Barra
Bonita, em 03/03/06, foram registrados maiores valores de pH no epilímnio e
homogeneidade no restante da coluna de água. Para Barra Bonita, em 14/03/06,
observou-se tendência à homogeneidade do pH, embora com valores ligeiramente
menores no epilímino. Para Barra Bonita, em 15/07/06, notou-se tendência à diminuição
do pH ao longo da coluna de água. Para o reservatório de Promissão, os menores
valores de pH foram encontrados na superfície e os maiores nas profundidades
intermediárias, com tendência à redução com o aumento da profundidade (Figura 1.3).
Sandes (1998), em estudo intensivo no reservatório de Barra Bonita, durante floração de
cianobactérias, encontrou pequenas oscilações do pH ao longo do perfil, com tendência
de decréscimo do pH com o aumento da profundidade. Minillo (2005), em estudo de
florações de cianobactérias no sistema em cascata do Tietê, detectou pH levemente
25
alcalino na superfície e subsuperfície da coluna de água, também com mudanças para
condições ligeiramente ácidas em direção ao fundo.
Embora os trabalhos citados sejam de difícil comparação, devido às diferentes
metodologias e periodicidade utilizadas, os dados são apresentados a título de
informação.
Barra Bonita
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
pH
prof. (m)
03/03/06 14/03/06 15/07/06
Promissão
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14
pH
prof. (m)
08/03/06 17/03/06
Figura 1.3 – Perfil de pH na coluna de água dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
26
Os perfis de condutividade mostraram tendência à homogeneidade em ambos os
reservatórios, com aumento nas maiores profundidades para o de Barra Bonita (Figura
1.4).
Barra Bonita
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 27 54 81 108 135 162 189 216 243 270
cond.
µS/cm
prof. (m)
03/03/06 14/03/06 15/07/06
Promissão
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 27 54 81 108 135 162 189 216 243 270
cond.
µS/cm
prof. (m)
08/03/06 17/03/06
Figura 1.4 – Perfil de condutividade elétrica na coluna de água dos reservatórios de Barra
Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de
cianobactérias.
Luzia (2004) observou padrão homogêneo para Barra Bonita e oscilações para
Promissão nos perfis de condutividade. Sandes (1998) e Minillo (2005) encontraram
27
tendência à homogeneidade ao longo da coluna de água para os reservatórios estudados.
Não houve diferença marcante entre os valores de condutividade dos dois reservatórios.
Tundisi et al. (1988), Barbosa et al. (1999), Rodgher (2001), Luzia (2004) e Minillo
(2005) observaram maiores valores de condutividade no reservatório de Barra Bonita do
que no de Promissão.
Para o reservatório de Promissão, o perfil de temperatura apresentou tendência à
homogeneidade, com leve redução nas maiores profundidades. Para Barra Bonita, o
perfil de temperatura também foi homogêneo, a não ser em 03/03/06, quando os
maiores valores (30,1 e 30,3 °C) foram observados na superfície (Figura 1.5).
Barra Bonita
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22 24 26 28 30 32
T°C
prof. (m)
03/03/06 14/03/06 15/07/06
Promissão
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0 2 4 6 8 101214161820222426283032
T°C
prof. (m)
08/03/06 17/03/06
Figura 1.5 – Perfil de temperatura na coluna de água dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações
de cianobactérias.
28
Sandes (1998) verificou perfis térmicos homogêneos, bem como pequenas
oscilações na camada superficial indicando frágeis estratificações térmicas no
reservatório de Barra Bonita. Luzia (2004), no verão, registrou temperaturas
homogêneas da superfície ao fundo em Barra Bonita e estratificações na superfície e no
fundo em Promissão. No inverno, o autor verificou isotermia para os dois reservatórios.
Minillo (2005) observou padrão de isotermia, bem como casos de micorestratificação
térmica nos reservatórios estudados. Segundo Tundisi et al. (1990), algumas
estratificações, como termoclinas, podem ocorrer nos reservatórios, mas se limitam a
curtos períodos de tempo, devido ao caráter polimítico dos mesmos.
As maiores concentrações de oxigênio dissolvido (OD) foram encontradas no
reservatório de Barra Bonita (em torno de 11 mg/L). Contudo, os perfis de OD
mostraram diminuição da concentração ao longo da coluna de água, com anoxia para os
reservatórios de Barra Bonita (a partir de 10 m) e de Promissão (entre 15 e 20 m)
(Figura 1.6). Não foi possível obter valores de OD para Barra Bonita 15/07/06, em
virtude de problemas com o eletrodo do multisensor.
Barbosa et al. (1999) observaram a ocorrência de anoxia nos três primeiros
reservatórios do sistema em cascata do Tietê, o que inclui Barra Bonita, entre 5 e 10 m
de profundidade; e no reservatório de Promissão, a 20 m. Sandes (1998), para o
reservatório de Barra Bonita, obteve perfis da concentração de oxigênio dissolvido que
indicaram homogeneidade, bem como com redução em direção ao fundo, indicando
tênue estratificação na coluna de água. Apesar da obtenção de menores valores de
concentração de oxigênio dissolvido em direção ao fundo, o autor não detectou anoxia
durante o período de estudo. Calijuri (1999), no mesmo reservatório, não observou
estratificações térmicas pronunciadas, porém, as estratificações de oxigênio dissolvido,
com ocorrência de hipolímnio anóxico, foram freqüentemente observadas. Minillo
29
(2005) observou a ocorrência de estratificação para a concentração de oxigênio
dissolvido na coluna de água, com concentrações decrescentes em relação à
profundidade nos reservatórios do sistema em cascata do Tietê. Rodgher (2001) não
detectou anoxia nas camadas mais profundas de tais reservatórios e relacionou com a
mistura completa das camadas superiores com maior concentração de oxigênio e das
camadas inferiores com menor concentração. Luzia (2004) registrou maior concentração
de concentração de oxigênio dissolvido na água do reservatório de Promissão, no
entanto com grande diminuição na concentração, próximo ao fundo.
Barra Bonita
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0123456789101112
OD
mg/L
prof. (m)
03/03/06 14/03/06
Promissão
0
3
6
9
12
15
18
21
24
27
30
0123456789101112
OD
mg/L
prof. (m)
08/03/06 17/03/06
Figura 1.6 – Perfil da concentração de oxigênio dissolvido (OD) na coluna de água dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
30
No presente trabalho, redução dos valores de pH, temperatura e OD e, às vezes,
aumento dos de condutividade no fundo dos reservatórios podem indicar predomínio do
processo de decomposição de matéria orgânica.
Segundo Tundisi et al. (1988), a maioria dos reservatórios do Estado de São
Paulo é caracterizada como sendo de circulação polimítica, devido à baixa
profundidade, o que favorece ação do vento, promovendo a circulação completa no
inverno e no verão, provocando a desestratificação e tornando-os homogêneos térmica e
quimicamente. De fato, o reservatório de Barra Bonita é um ecossistema polimítico,
onde os principais fatores externos são: precipitação, vento, radiação solar, vazão e
tempo de retenção da água. Esses fatores, aliados ao regime operacional da usina
hidrelétrica, implicam em variações diárias na circulação de água, alternando períodos
de turbulência e curtos períodos de estratificação no reservatório (CALIJURI e
SANTOS, 1996; CALIJURI, 1999), apesar da profundidade relativamente elevada
(27,0m). Diante de tais características, é difícil estabelecer um padrão de distribuição
das variáveis limnológicas para os reservatórios em questão.
Em relação ao material em suspensão, as maiores concentrações foram
registradas para o reservatório de Barra Bonita em 03/03/06 e 15/07/06, principalmente
na superfície, com 20,0 e 18,7 mg/L, respectivamente (Figura 1.7). Barbosa et al.
(1999), Rodgher (2001) e Minillo (2005), em geral, também obtiveram maiores valores
de concentração de material em suspensão para o reservatório de Barra Bonita do que
para o de Promissão. Para Promissão 17/03/06, a concentração de sólidos suspensos
totais diminuiu com o aumento da profundidade, ao passo que, para Barra Bonita
14/03/06 e Promissão 08/03/06, a concentração variou pouco nas profundidades
amostradas, mostrando-se bem distribuído na coluna de água, evidenciando circulação
ou mistura completa.
31
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
0 m
20,00 6,20 18,67 3,66 6,36
5 m
7,50 6,08 14,33 3,37 6,10
10 m
3,54 5,64 7,11 4,02 4,27
15 m
3,50 5,88 2,40 2,28 3,06
20 m
3,78 4,93 3,20 3,71 2,35
25 m
4,26 5,98 4,00 1,71
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.7 – Concentrações de sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de água,
coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio
rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
De modo geral, a concentração de sólidos suspensos voláteis (SSV) foi bem
maior do que a de sólidos suspensos fixos (SSF) nas amostras de água dos reservatórios
de Barra Bonita e Promissão, contribuindo com 50 – 100% para os sólidos suspensos
totais (Figuras 1.8 e 1.9).
Sandes (1998) e Minillo (2005) também verificaram maior contribuição da
fração orgânica no material em suspensão. Rodgher (2001), em geral, obteve maior
contribuição da fração inorgânica no material em suspensão para o reservatório de Barra
Bonita e da fração orgânica, para o de Promissão.
32
Barra Bonita
03/03/06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
SSV
19,31 6,60 3,00 2,00 2,20 2,26
SSF
0,29 0,90 0,54 1,50 1,58 2,00
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
14/03/06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
SSV
5,45 4,70 4,70 3,70 4,20 4,60
SSF
0,76 1,38 0,94 2,18 0,73 1,38
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
15/07/06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
SSV
18,67 11,33 6,00 2,40 1,60 2,20
SSF
0 3,00 1,11 0 1,60 1,80
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Figura 1.8 – Contribuição dos sólidos suspensos fixos (SSF) e voláteis (SSV) na composição
dos sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de água coletadas em diferentes
profundidades no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas em
2006, durante florações de cianobactérias.
33
Promissão
08/03/06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
SSV
3,66 3,37 3,76 2,20 3,42 1,71
SSF
0,00 0,00 0,26 0,08 0,29 0,00
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
17/03/06
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
SST mg/L
SSV
6,34 6,10 4,27 3,06 2,35
SSF
0,23 0,00 0,00 0,00 0,00
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
Figura 1.9 – Contribuição dos sólidos suspensos fixos (SSF) e voláteis (SSV) na composição
dos sólidos suspensos totais (SST) para as amostras de água coletadas em diferentes
profundidades, no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante florações de cianobactérias.
O limite da zona eufótica (Zeu) foi menor no reservatório de Barra Bonita do
que no de Promissão (Figura 1.10), uma vez que, como visto anteriormente, as
concentrações de material em suspensão foram maiores no primeiro. Minillo (2005)
também verificou aumento no limite da zona eufótica de Barra Bonita para Promisão.
Rodgher (2001) observou maior transparência da água ou visibilidade do disco de
Secchi no reservatório de Promissão. De acordo com Calijuri et al. (2002), vários
autores têm demonstrado, nos últimos anos, uma drástica redução da Zeu e um aumento
34
na quantidade de nutrientes para os reservatórios do Estado de São Paulo,
particularmente para o de Barra Bonita.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
20
22
24
26
28
30
32
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
m
profundidade transparência da água Zeu
Figura 1.10 – Profundidade, transparência da água e limite da zona eufótica (Zeu) para os
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante florações de cianobactérias.
Em ambos os reservatórios, o limite da zona eufótica foi determinado pela fração
orgânica que, como mostrado anteriormente, foi superior à fração inorgânica dos sólidos
suspensos totais. O maior componente da fração orgânica parece ser a comunidade
fitoplanctônica, uma vez que o estudo foi realizado durante a ocorrência de florações de
cianobactérias. De fato, segundo Calijuri (1999), as proliferações de algas influenciam a
extensão da zona eufótica, especialmente na época seca.
Em relação aos nutrientes, as concentrações de silicato foram praticamente
constantes na coluna de água para as amostras de água dos reservatórios de Barra Bonita
(6,39 – 8,32 mg/L) e Promissão (5,14 – 6,77 mg/L) (Figura 1.11). Sandes (1998)
observou poucas flutuações da concentração de silicato ao longo da coluna de água no
reservatório de Barra Bonita. Luzia (2004) também não registrou diferença marcante na
concentração de silicato entre superfície e fundo dos reservatórios em cascata. Minillo
35
(2005) e Rodgher (2001) encontraram, em geral, maior concentração de silicato no
reservatório de Promissão do que no de Barra Bonita. Segundo Wetzel (1993), o
conteúdo de sílica em águas naturais é menos variável do que o de outros componentes
inorgânicos, e a média mundial é de 13 mg/L, com pequenas variações entre os
continentes. A sílica é muito importante para as algas diatomáceas (Bacillariophyceae),
que assimilam grandes quantidades para a síntese de suas frústulas.
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
Silicato mg/
L
0 m
7,06 8,32 6,87 6,77 5,44
5 m
6,78 6,40 6,70 6,51 6,24
10 m
6,85 6,49 6,51 6,38 6,47
15 m
6,84 6,80 6,75 6,60 5,59
20 m
6,69 6,39 6,87 6,52 6,55
25 m
6,84 6,43 6,79 5,14
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.11 – Concentrações de silicato para as amostras de água coletadas em diferentes
profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
Em ambos os reservatórios, nitrito e amônio apresentaram concentrações
menores do que nitrato (Figura 1.12), porém, essas concentrações foram maiores do que
aquelas registradas em outros trabalhos (LUZIA, 2004; RODGHER, 2001; SANDES,
1998).
36
0
90
180
270
360
450
540
630
720
810
Nitrito µg/L
0 m
157,92 157,35 41,91 5,35 54,79
5 m
147,71 159,06 38,33 3,65 56,83
10 m
147,71 159,06 46,22 3,65 65,01
15 m
159,62 159,62 9,21 47,30 93,27
20 m
158,49 159,62 6,83 97,36 90,26
25 m
157,92 159,62 9,55 2,00
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
0
90
180
270
360
450
540
630
720
810
Nitrato µg/
L
0 m
738,02 564,24 645,46 137,82 143,49
5 m
747,46 746,05 610,52 123,18 158,60
10 m
775,32 735,66 806,02 152,93 247,85
15 m
747,94 731,41 543,93 178,43 200,16
20 m
654,91 758,80 646,88 125,07 198,27
25 m
555,74 797,99 626,57 4,18
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
0
90
180
270
360
450
540
630
720
810
Amônio µg/L
0 m
15,09 10,43 17,43 9,65 1,88
5 m
13,54 10,43 17,43 36,08 4,99
10 m
16,65 10,43 17,82 4,99 4,99
15 m
172,12 18,20 20,54 39,19 4,99
20 m
172,90 17,43 25,20 85,83 15,87
25 m
172,90 18,20 11,21 29,86
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.12 – Concentrações de nitrito, nitrato e amônio para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP,
em diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
37
Para Barra Bonita 03/03/06 e 14/03/06, as concentrações de nitrito não
apresentaram variação com a profundidade, ao passo que para Promissão 17/03/06, a
concentração aumentou ao longo da coluna de água. Para Barra Bonita 15/07/06, as
maiores concentrações foram registradas para amostras de 0 a 10 m de profundidade e,
para Promissão 08/03/06, para aquelas de profundidades intermediárias.
Sandes (1998) e Luzia (2004) observaram tendência à homogeneidade das
concentrações de nitrito ao longo da coluna de água nos reservatórios estudados. Sandes
(op. cit.) e Minillo (2005) registraram para o nitrito as menores concentrações entre as
formas de nitrogênio. De fato, o nitrito é oxidado muito rapidamente e, por isso,
raramente se acumula. As concentrações de nitrito são elevadas em ecossistemas
aquáticos que recebem poluição intensa por matéria orgânica (WETZEL, 1993). Assim,
o fato de o reservatório de Barra Bonita ser o primeiro do sistema em cascata, tendo
como principais tributários os rios Tietê e Piracicaba, pode explicar as maiores
concentrações de nitrito em relação ao de Promissão (2,00 – 97,36 µg/L). Para o
reservatório de Barra Bonita, as concentrações de nitrito foram muito maiores em março
(147,71 – 159,62 µg/L), do que em julho (6,83 – 46,22 µg/L), o que pode estar
relacionado ao decréscimo na concentração de oxigênio dissolvido, devido ao maior
aporte de material orgânico no período de chuva (março) e condições de anoxia nas
camadas mais profundas, em contraste com o período de seca (julho).
Entre as diferentes formas de nitrogênio, o nitrato e o íon amônio assumem
grande importância nos ecossistemas aquáticos, uma vez que representam as principais
fontes de nitrogênio para os produtores (MARGALEF, 1983).
Como observado em estudos realizados por Sandes (op. cit.), Rodgher (2001),
Luzia (op. cit.) e Minillo (op. cit.), as concentrações de nitrato foram as maiores entre as
formas de nitrogênio. Além disso, não apresentaram grandes variações em relação à
38
profundidade, com exceção de Promissão 08/03/06 em 25 m, em que foi registrada a
menor concentração (4,18 µg/L). Sandes (1998) observou variações da concentração de
nitrato entre 0 e 5 m, depois um aumento e subseqüente declínio em direção ao fundo no
reservatório de Barra Bonita.
De modo geral, as menores concentrações entre as formas de nitrogênio
analisadas foram obtidas para o amônio em ambos os reservatórios. No entanto, para
Barra Bonita 03/03/06, a partir de 15 m (172,12 µg/L), e Promissão 08/03/06, em 20 m
(85,83 µg/L), foram registradas concentrações relativamente altas. Sandes (1998)
observou uma tendência de aumento dos valores de amônio em direção ao fundo (10 a
20 m) no reservatório de Barra Bonita. As altas concentrações de amônio no fundo dos
reservatórios podem indicar decomposição de matéria orgânica ou redução do nitrato a
amônio em decorrência das baixas concentrações de oxigênio dissolvido detectadas
nessa região.
Para Barra Bonita 03/03/06 e 14/03/06, as concentrações de nitrogênio total
oscilaram ao longo da coluna de água. Para Barra Bonita 15/07/06, as concentrações
diminuíram após 5 m de profundidade. Para Promissão 08/03/06, as concentrações
aumentaram em direção ao fundo. Para Promissão 17/03/06, a menor concentração
registrada foi para a amostra do fundo (20 m) (Figura 1.13).
Em geral, as formas de nitrogênio analisadas apresentaram concentrações
maiores para as amostras de água do reservatório de Barra Bonita do que para as de
Promissão. Tal fato também foi observado em estudos realizados por Barbosa et al.
(1999), Rodgher (2001), Luzia (2004) e Minillo (2005) nos reservatórios em cascata do
Tietê.
39
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
Nitrogênio total µg/
L
0 m
1391,03 862,67 1351,90 348,66 456,94
5 m
1203,82 1297,10 1345,37 359,09 355,83
10 m
1158,16 1242,96 821,58 456,29 441,28
15 m
1358,42 910,29 908,33 494,77 404,76
20 m
897,89 725,69 830,06 599,79 191,45
25 m
1203,17 1163,38 734,17 518,91
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.13 – Concentrações de nitrogênio total para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP,
em diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
Em relação às formas de fósforo, as maiores concentrações de fosfato
inorgânico, em geral, foram registradas para o reservatório de Barra Bonita,
principalmente para as amostras de água do fundo do reservatório (13,25 – 16,48 µg/L).
Para Promissão, as maiores concentrações foram obtidas para as amostras de 0 e 5 m de
profundidade de 08/03/06 (5,63 – 14,42 µg/L). Para Barra Bonita 14/03/06 e Promissão
17/03/06, as concentrações não apresentaram grandes variações na coluna de água
(Figura 1.14).
Para Barra Bonita 03/03/06 e 15/07/06, as concentrações de fosfato total
dissolvido aumentaram em direção ao fundo, enquanto para Promissão 17/03/06,
diminuíram. Ao contrário do observado para o reservatório de Barra Bonita 14/03/06, as
concentrações variaram na coluna de água do reservatório de Promissão 08/03/06
(Figura 1.14).
40
0
3
6
9
12
15
18
21
24
Fosfato inorgânico µg/
L
0 m
5,63 4,45 7,97 5,63 2,70
5 m
1,23 2,40 10,90 14,42 4,16
10 m
5,63 3,58 5,63 3,28 2,11
15 m
10,61 4,16 15,60 2,40 2,99
20 m
14,72 3,87 13,84 2,99 4,16
25 m
13,25 2,70 16,48 3,58
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
0
3
6
9
12
15
18
21
24
Fosfato total µg/
L
0 m
9,12 6,37 10,95 7,29 13,09
5 m
2,40 6,68 14,32 17,98 8,51
10 m
10,65 6,07 14,01 10,95 7,29
15 m
12,79 7,29 17,68 6,07 6,98
20 m
17,37 6,68 19,51 7,90 5,15
25 m
17,07 6,68 21,04 9,73
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.14 – Concentrações de fosfato inorgânico dissolvido e fosfato total para as amostras de
água coletadas em diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão,
Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
Sandes (1998) observou aumento das concentrações de fosfato inorgânico e
fosfato total dissolvidos na camada superficial e redução das mesmas em direção ao
fundo, bem como diminuição das concentrações na camada superficial e tendência de
aumento em direção ao fundo para o reservatório de Barra Bonita, evidenciando grandes
variações na distribuição dos nutrientes na coluna de água deste reservatório.
As concentrações de fósforo total foram maiores para as amostras de água do
reservatório de Barra Bonita do que para as de Promissão. Em geral, as concentrações
41
não apresentaram grandes variações ao longo da coluna de água, exceto para Barra
Bonita 03/03/06, quando foi registrada a maior concentração a 25 m (264,34 µg/L), e
15/07/06, em que foram obtidas altas concentrações de 0 a 10 m de profundidade
(111,66 – 160,59 µg/L) (Figura 1.15).
0
40
80
120
160
200
240
280
Fósforo total µg/
L
0 m
103,18 80,34 160,59 18,03 22,92
5 m
67,94 59,79 147,22 49,02 25,21
10 m
50,00 55,87 111,66 25,86 19,99
15 m
84,58 66,31 65,01 14,44 19,99
20 m
79,36 56,52 64,35 15,09 10,53
25 m
264,34 75,45 61,74 15,09
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Figura 1.15 – Concentrações de fósforo total para as amostras de água coletadas em diferentes
profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante florações de cianobactérias.
As condições de anoxia, observadas no presente estudo, podem ocasionar a
liberação de fósforo retido no sedimento, contribuindo para o processo de eutrofização
dos reservatórios (THOMAZ et al., 1997). Tal fato poderia explicar as elevadas
concentrações de fosfato encontradas nas maiores profundidades do reservatório de
Barra Bonita. Contudo, o fósforo pode ser liberado do sedimento sem a presença de
completa anoxia. SANTOS (1996), em estudo realizado no reservatório de Barra
Bonita, observou que a formas fosfatadas começam a ser liberadas, aumentando em
cerca de 60% a concentração de tal nutriente, a partir de 3,35 mg/L de oxigênio
dissolvido. Entretanto, apesar da condição de anoxia no fundo do reservatório de
42
Promissão, não foram registradas maiores concentrações de fosfato ou fósforo para o
mesmo.
Assim como as formas de nitrogênio, em geral, as formas de fósforo analisadas
apresentaram concentrações maiores para as amostras de água do reservatório de Barra
Bonita do que para as de Promissão. Tal fato também foi observado em estudos
realizados por Rodgher (2001), Luzia (2004) e Minillo (2005) nos reservatórios em
cascata do Tietê. Em comparação com outros macronutrientes necessários à biota, o
fósforo é o menos abundante de todos, sendo, portanto, o limitante da produtividade
biológica (WETZEL, 1993). Assim, tem sido apontado como o principal responsável
pela eutrofização artificial dos ecossistemas aquáticos (ESTEVES, 1988).
A Tabela 1.5 mostra o grau de trofia dos reservatórios estudados.
Tabela 1.5 – Valores de índice de estado trófico (IET) e níveis tróficos correspondentes para os
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, pela aplicação do índice de
Carlson modificado por Toledo (1990) e Lamparelli (2004).
IET de Carlson modificado
por Toledo (1990)
IET de Carlson modificado
por Lamparelli (2004)
Reservatório Data
IET Nível trófico IET* Nível trófico
03/03/06 57 eutrófico 64 supereutrófico Barra Bonita
14/03/06 55 eutrófico 64 supereutrófico
15/07/06 62 eutrófico 67 supereutrófico
Promissão 08/03/06 44 mesotrófico 55 mesotrófico
17/03/06 45 mesotrófico 58 mesotrófico
* valores obtidos a partir da média entre IET (Cl) e IET (PT)
O reservatório de Promissão foi classificado como mesotrófico por Rodgher
(2001), de acordo com o índice de Carlson modificado por Toledo et al. (1983). Os
43
valores de IET obtidos por Matsumura-Tundisi et al. (2006), utilizando apenas a
concentração de fósforo segundo Carlson (1977), mostraram que os três primeiros
reservatórios do Médio Tietê (Barra Bonita, Bariri e Ibitinga) se enquadram como
eutróficos e, dependendo da época do ano, mesotróficos ou até mesmo hipereutróficos;
ao passo que o reservatório de Promissão apresenta características mesotróficas com
tendência à eutrofia.
O reservatório de Barra Bonita é o mais eutrofizado (BARBOSA et al., 1999;
LUZIA, 2004; MINILLO, 2005; RODGHER, 2001), uma vez que é o primeiro do
sistema em cascata e recebe grande parte da carga poluidora, doméstica e industrial, da
região metropolitana de São Paulo, Sorocaba e Campinas, e das regiões de cultivo
extensivo de cana-de-açúcar, além da carga da bacia do rio Piracicaba, seu principal
tributário (MATSUMURA-TUNDISI et al., op. cit.). Os primeiros estudos realizados
nos reservatórios em cascata do rio Tietê em 1979 e em anos subseqüentes
(MATSUMURA-TUNDISI et al., 1981; TUNDISI, 1981; TUNDISI e MATSUMURA-
TUNDISI, 1989) já evidenciavam a grande carga de matéria orgânica que tal
reservatório estava recebendo, com prognóstico de acelerado processo de eutrofização,
que se concretizou em pouco mais de 40 anos após a construção do mesmo. Segundo
Tundisi (2003), na década de 1970, estimava-se o grau de trofia para o reservatório
como oligotrófico; na década de 1980, tal classificação passou a mesotrófico; em 1990,
se enquadrava na classificação de eutrófico e, em meados de 2000, já se mostrava
hipereutrófico.
Segundo Tundisi (1988), os reservatórios do Médio e do Baixo Tietê localizam-
se em regiões de alta densidade populacional e com diversas atividades econômicas,
sendo essas agrícolas e industriais em larga escala, as quais acabam se tornando fontes
adicionais de nutrientes. Assim, dependendo dos usos e ocupação da bacia hidrográfica,
44
o efeito crescente de controle da qualidade da água no sistema em cascata não pode ser
observado, devido à entrada de cargas pontuais e difusas (MATSUMURA-TUNDISI et
al., 1981; SANDES, 1990). Segundo Matsumura-Tundisi et al. (2000), a grande
quantidade de nutrientes que ocorre no primeiro reservatório em série do rio Tietê nem
sempre adquire uma redução gradativa nos reservatórios subseqüentes, porque cada
reservatório apresenta particularidades em relação ao tamanho, volume de água, tempo
de residência, tributários que recebe e uso da bacia hidrográfica em seu entorno.
1.4.2. Comunidade fitoplanctônica
As variações temporal e espacial do fitoplâncton são controladas por fatores
ambientais sazonais (radiação solar, alteração do fotoperíodo, precipitação, vento), que,
por sua vez, influenciam a dinâmica dos nutrientes (MARGALEF, 1983), bem como
por fatores bióticos, tais como parasitismo, competição e herbivoria, além das
características fisiológicas de cada espécie, consideradas importantes na estruturação
das comunidades fitoplanctônicas (HUTCHINSON, 1967; ROCHA, 1978; WETZEL,
1993).
No total, para o reservatório de Barra Bonita, foram registrados 82 táxons
distribuídos em 8 classes (Figura 1.16; Apêndice A): Chlorophyceae (30),
Cyanophyceae (28), Bacillariophyceae (16), Conjugatophyceae (3), Euglenophyceae
(2), Cryptophyceae (1), Chysophyceae (1) e Xantophyceae (1). Embora ocorressem
exceções em algumas profundidades, na maioria das vezes, as cianobactérias
contribuíram com maior riqueza (número de táxons) para a constituição do fitoplâncton
45
nas amostragens realizadas. Para o reservatório de Promissão, foi encontrada menor
riqueza em relação ao de Barra Bonita, sendo registrados 30 táxons distribuídos em 6
classes (Figura 1.16, Apêndice A): Cyanophyceae (15), Chlorophyceae (6),
Bacillariophyceae (5), Conjugatophyceae (1), Euglenophyceae (2) e Cryptophyceae (1).
Barra Bonita
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
03/03/06 14/03/06 15/07/06
número de táxon
Cyanophyceae Bacillariophyceae Chlorophyceae Cryptophyceae
Euglenophyceae Conjugatophyceae Chrysophyceae Xanthophyceae
Promissão
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
08/03/06 17/03/06
número de táxon
Figura 1.16 – Número de táxons por classe fitoplanctônica para as amostras coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP,
em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
46
Apesar dos trabalhos citados serem de difícil comparação, em virtude das
diferenças de metodologia e periodicidade utilizadas, os dados são apresentados a título
de informação. Para os reservatórios do sistema em cascata do Tietê, Minillo (2005)
encontrou maior riqueza para as clorofíceas, seguida de cianobactérias e diatomáceas,
porém, maior densidade para cianobactérias.
Para o reservatório de Barra Bonita, Sandes (1998), em estudo intensivo,
registrou 92 táxons distribuídos em 8 classes, sendo que as clorofíceas contribuíram
com maior riqueza. Calijuri (1999), em estudos mensais e intensivos sazonais,
identificou 131 táxons distribuídos em 9 classes, sendo que as clorofíceas também
contribuíram com maior número de espécies, mas as cianobactérias apresentaram maior
abundância relativa. Dellamano-Oliveira (2006), também em estudos mensais e
intensivos sazonais, encontrou 139 táxons distribuídos em 9 classes, sendo que
clorofíceas, cianobactérias e diatomáceas alternaram-se na representatividade do maior
número de táxon, porém, no total, as clorofíceas contribuíram com maior riqueza. Os
grupos mais representativos em termos de densidade foram, em ordem decrescente,
cianobactérias, clorofíceas, diatomáceas e criptofíceas.
Embora as clorofíceas tenham contribuído com maior riqueza, as cianobactérias,
principalmente na superfície, e as diatomáceas, nas demais profundidades, apresentaram
maior abundância e densidade no reservatório de Barra Bonita (Figuras 1.17 e 1.18). No
reservatório de Promissão, as cianobactérias, além de contribuírem com maior riqueza,
apresentaram maior abundância e densidade em todas as amostras analisadas (Figuras
1.17 e 1.19).
47
Barra Bonita
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
abundânci
a
relativa
Xanthophyceae
1,40
Chrysophyceae
0,24 0,46 0,85 1,98
Conjugatophyceae
0,41 1,90 0,31 0,39 0,40 0,93 0,85 0,86
Euglenophyceae
0,49 2,68 0,96 0,96 0,54 2,41 0,80 1,25 0,78 0,46
Cryptophyceae
1,35 1,75 0,85 2,02 3,22 3,22 0,54 0,52 2,34 0,94 0,79
Chlorophyceae
7,68 16,06 12,02 40,95 15,11 15,11 4,12 5,85 7,88 8,15 5,13 7,36 20,47 16,00 13,17 30,50 13,88 6,84
Bacillariophyceae
5,61 16,53 59,70 20,12 10,93 10,93 6,79 40,79 22,05 18,81 29,53 19,38 3,26 1,71 16,46 39,83 54,53 75,21
Cyanophyceae
84,63 65,25 25,53 34,23 69,78 69,78 88,01 50,43 66,93 70,54 64,16 72,08 73,02 82,29 70,37 27,97 28,75 17,95
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
03/03/06 14/03/06 15/07/06
Promissão
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
abundância
relativa
Conjugatophyceae
0,16% 0,91%
Euglenophyceae
0,39% 0,11% 0,26% 0,77% 0,70% 0,45%
Cryptophyceae
0,78% 0,40% 6,30% 0,11% 0,26% 0,31% 0,45%
Chlorophyceae
0,59% 6,30% 0,11% 1,54% 0,77% 0,23% 0,45%
Bacillariophyceae
0,59% 0,11% 0,79% 0,67% 0,46% 0,23% 0,91%
C
y
ano
p
h
y
ceae
97,65
%
99,89
%
100% 100% 99,60
%
86,61
%
99,00
%
97,94
%
97,53
%
98,84
%
96,83
%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
08/03/06 17/03/06
Figura 1.17 – Abundância relativa das classes fitoplanctônicas para as amostras coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP,
em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
48
Para Barra Bonita 03/03/06 e 14/03/06, a densidade fitoplanctônica foi maior na
superfície do reservatório, sendo as cianobactérias o grupo de maior contribuição. Em
03/03/06, a 10 m de profundidade, as diatomáceas apresentaram maior densidade. Para
Barra Bonita 15/07/06, as maiores densidades do fitoplâncton foram registradas entre 0
e 10 m de profundidade, sendo as cianobactérias o grupo de maior contribuição. Nas
demais profundidades (15 a 25 m), as diatomáceas apresentaram maior densidade, com
destaque para espécies do gênero Aulacoseira (Figura 1.18).
Em outros estudos realizados no reservatório de Barra Bonita, Luzia (2004),
apresentando dados de 1990, mostrou que as cianobactérias foram as mais abundantes.
Minillo (2005) encontrou as diatomáceas e as cianobactérias como as mais abundantes.
Sandes (1998) observou que as cianobactérias foram dominantes entre 0 e 1 m e
abundante de 5 a 20 m, sendo que, nessas profundidades, as diatomáceas apresentaram
maior contribuição. Dellamano-Oliveira (2006) também observou que, em geral, o eixo
vertical do reservatório foi dominado pelas cianobactérias no epilímnio e pelas
diatomáceas no hipolímnio. Essa distribuição era esperada, visto que as cianobactérias
abundantes em Barra Bonita, principalmente células livres de Microcystis spp. e
Pseudanabaena mucicola, possuem mecanismos de flutuação, ausentes nas
diatomáceas, como espécies de Aulacoseira, que são filamentosas.
De fato, a capacidade de flutuar é um dos atributos mais importantes para os
organismos planctônicos, pois é a permanência na coluna de água que lhes assegura
disponibilidade de luz e de nutrientes para a sobrevivência (REYNOLDS, 1988).
Segundo Reynolds (op. cit.), uma das grandes barreiras para as diatomáceas é a
permanência na coluna de água, uma vez que suas células são muito densas e têm alta
taxa de sedimentação. Portanto, de acordo com Hutchinson (1967), os movimentos da
água exercem papel fundamental em manter o fitoplâncton suspenso na coluna de água.
49
Barra Bonita 03/03/2006
0
800
1600
2400
3200
4000
4800
5600
6400
densidade
ind/mL
Conjugatophyceae
672 6
Chrysophyceae
15
Euglenophyceae
30 23 18 3
Cryptophyceae
83 26 32 17 10
Chlorophyceae
474 238 456 344 90 47
Bacillariophyceae
346 245 2266 169 48 34
C
y
ano
p
h
y
ceae
5218 967 969 288 205 217
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
14/03/2006
0
600
1200
1800
2400
3000
3600
4200
4800
densidade
ind/mL
Conjugatophyceae
887
Euglenophyceae
25 28 12 30 14
Cryptophyceae
25 6 352315
Chlorophyceae
192 68 118 195 98 129
Bacillariophyceae
316 474 329 451 564 338
Cyanophyceae
4097 586 1000 1692 1225 1259
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
15/07/2006
0
50
100
150
200
250
300
350
400
450
500
densidade
ind/mL
Xanthophyceae
6
Conjugatophyceae
422
Chrysophyceae
224
Euglenophyceae
2
Chlorophyceae
95 56 64 67 30 17
Bacillariophyceae
15 6 80 88 119 191
Cyanophyceae
340 289 343 62 63 45
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Figura 1.18 – Densidade das classes fitoplanctônicas para as amostras coletadas em diferentes
profundidades no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de
2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
50
Talling (1966) expõe que as diatomáceas são típicas de ambientes com
turbulência, pois suportam o constante transporte através das zonas eufótica e afótica,
uma vez que têm exigência de luz inferior à das outras algas (HUTCHINSON, 1967;
SOMMER, 1988). Ainda, segundo o autor, a turbulência tem duas funções: contribuir
para o aumento da concentração de sílica na coluna de água retirando-a de camadas
mais profundas; e manter as diatomáceas em suspensão pelo constante transporte,
impedindo-as de afundar. Em condições hidrodinâmicas estáveis, a taxa de
sedimentação dessas algas não permite que elas se mantenham na coluna de água.
Portanto, de acordo com Reynolds (1984), a presença de diatomáceas é indício de
ambiente com grande ação do vento, pois essas algas são contempladas por períodos de
mistura, porém com menor penetração de luz.
O reservatório de Barra Bonita é um sistema polimítico, sendo, desse modo, a
comunidade fitoplanctônica controlada principalmente pela mistura da água e pela
radiação solar, visto que os nutrientes não parecem ser limitantes. Segundo Calijuri
(1999), o vento é o principal responsável pela freqüente mistura da água nas camadas
superficiais, favorecendo o não desenvolvimento de estratificação térmica persistente.
Na ausência de chuvas e em baixas intensidades de vento, microestratificações são
produzidas pela radiação solar.
Para Promissão 08/03/06, as maiores densidades do fitoplâncton foram
registradas para 5 e 10 m de profundidade. Para 17/03/06, a densidade fitoplanctônica
diminuiu ao longo da coluna de água, porém foi maior do que aquela registrada em
08/03/06 (Figura 1.19). Observou-se que a densidade do fitoplâncton do reservatório de
Barra Bonita foi menor do que a de Promissão, o que pode ser explicado pela maior
extensão da zona eufótica do último.
51
Em estudos realizados nos reservatórios em cascata do rio Tietê, Luzia (2004),
apresentando dados de 1990, mostrou que, no reservatório de Promissão, as clorofíceas
foram as mais abundantes, seguidas das cianobactérias e das crisofíceas. Minillo (2005)
observou que, em geral, as cianobactérias foram o grupo mais abundante, seguidas das
clorofíceas. O autor também encontrou maior densidade fitoplanctônica no reservatório
de Promissão do que no de Barra Bonita.
Promissão 08/03/2006
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
densidade
ind/mL
Euglenophyceae
11
Cryptophyceae
23 9 43
Chlorophyceae
17 43
Bacillariophyceae
17 7 5
Cyanophyceae
2825 6575 5174 1969 2219 595
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
17/03/2006
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
densidade
ind/mL
Conjugatophyceae
818
Euglenophyceae
11 23 42 35 9
Cryptophyceae
11 23 17 9
Chlorophyceae
11 135 42 12 9
Bacillariophyceae
68 25 12 18
C
y
ano
p
h
y
ceae
10070 8571 5362 4893 1931
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
Figura 1.19 – Densidade das classes fitoplanctônicas para as amostras coletadas em diferentes
profundidades no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, durante a ocorrência de
florações de cianobactérias, em 2006.
52
Diversos estudos têm apontado as condições ambientais e as características
apresentadas pelas cianobactérias, que conferem a esses organismos vantagens
competitivas, como os fatores que as tornam dominantes e persistentes em corpos de
água.
Estudos realizados em reservatórios brasileiros têm demonstrado que ambientes
com elevado grau de trofia, concentrações de P-total entre 50 – 660 µg/L, pH levemente
elevado (7,0 – 9,0), baixa profundidade (2,8 – 14 metros), temperatura da água
relativamente alta (acima de 20°C) e razão N/P total entre 2 e 19, são ambientes
adequados para a proliferação e manutenção dos florescimentos de cianobactérias
(SANT`ANNA e AZEVEDO, 2000). Além disso, fluxo de água, turbulência e vento
podem influenciar a dominância de cianobactérias (YOO et al., 1995), quando
proporcionam condições de estabilidade. As condições mencionadas foram encontradas
nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão.
Os mecanismos de adaptação empregados pelas cianobactérias consistem em:
armazenar fósforo, possibilitando-as a se reproduzirem por quatro gerações quando o
fósforo torna-se limitante; armazenar nitrogênio; fixar nitrogênio atmosférico por meio
de heterocitos, quando a concentração de nitrato e amônia torna-se baixa; absorver
melhor o carbono; permanecer por longos períodos no escuro, sob condições
anaeróbicas, e, ainda assim, mantendo a capacidade fotossintética; produzir esporos de
resistência (acinetos); formar aerótopos que possibilitam a flutuação na coluna de água,
otimizando as condições de luz e de nutrientes necessários para o crescimento; utilizar
compostos orgânicos (heterotrofia e mixotrofia) em condições de baixa luminosidade;
possuir um complexo de pigmentos acessórios, como as ficobilinas (ficocianina,
ficoeritrina), necessário para absorção mais eficiente da luz em qualquer habitat, bem
como para tolerar exposição à luz ultravioleta; produzir substâncias tóxicas; inibir
53
mecanicamente (mucilagem, filamentos) a herbivoria (DOKULIL e TEUBNER, 2000;
ESTEVES, 1988; FULTON, 1988; LUND, 1965; SHAPIRO, 1997; STEWART, 1974;
YOO et al., 1995). Além disso, muitas cianobactérias podem utilizar o sulfeto de
hidrogênio (H
2
S) em vez de água como doador de elétrons. Assim, sob altas
concentrações de H
2
S, formado na ausência de oxigênio, fotossintetizam como as
bactérias sulfurosas púrpuras e verdes, depositando enxofre nas células em vez de
liberar oxigênio (MARGULIS e SCHWARTZ, 2001).
Nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, maior abundância e densidade
de cianobactérias eram esperadas, uma vez que as coletas foram realizadas durante a
ocorrência de florações desse grupo. A seguir, são apresentadas as Figuras 1.20 a 1.24,
mostrando a densidade e a abundância relativa das espécies de cianobactérias
registradas para as amostras analisadas. Para melhor vizualização, aquelas espécies, cuja
abundância relativa total foi menor do que 10%, foram colocadas na categoria “Outras”,
sendo relacionadas na legenda de cada figura.
Para Barra Bonita 03/03/06, células livres de Microcystis spp. e Pseudanabaena
mucicola apresentaram maior densidade, bem como foram mais abundantes entre 0 e 10
m de profundidade. Nas demais profundidades amostradas (15 a 25 m), as espécies
filamentosas Cylindrospermopsis raciborskii, Planktothrix sp. e Geitlerinema
unigranulatum foram mais abundantes (Figura 1.20). P. mucicola é uma espécie
comumente associada à Microcystis (VASCONCELOS e PEREIRA, 2001).
Microcystis, Planktothrix e Cylindrospermopsis estão entre as cianobactérias com
aerótopos que formam grandes massas. Geitlerinema não apresenta aerótopos, mas pode
se multiplicar excessivamente, sem formar massas superficiais (AZEVEDO, 2002).
Para o reservatório de Barra Bonita, Minillo (2005) encontrou espécies dos
gêneros Microcystis, Pseudanabaena e Anabaena em destaque, e Dellamano-Oliveira
54
(2006) registrou as espécies Microcystis aeruginosa e M. protocystis e células livres de
Microcystis spp. como as mais abundantes.
Barra Bonita 03/03/06
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
abundância relativa
Aphanocapsa sp. células livres de Microcystis spp.
Chroococcus minimus Coelomoron sp.
Cylindrospermopsis raciborskii Geitlerinema unigranulatum
Microcystis aeruginosa Planktothrix sp.
Pseudanabaena mucicola Outras
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
5000
5500
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade
ind/mL
Figura 1.20 – Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as amostras
coletadas no dia 03/03/2006, em diferentes profundidades, no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP.
(Outras: Anabaena sp., Aphanocapsa sp.2, Aphanothece sp., Chroococcus
minutus, Merismopedia tenuissima, Microcystis panniformis, Microcytsis protocystis e Phormidium sp.)
55
Para Barra Bonita 14/03/06, células livres de Microcystis spp. e Pseudanabaena
mucicola apresentaram maior densidade, bem como foram mais abundantes em todas as
profundidades amostradas (Figura 1.21).
Barra Bonita 14/03/06
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
abundância relativa
células livres de Microcystis spp. Chroococcus minimus
Cylindrospermopsis raciborskii Geitlerinema unigranulatum
Planktothrix sp. Pseudanabaena mucicola
Outras
0
500
1000
1500
2000
2500
3000
3500
4000
4500
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade
ind/mL
Figura 1.21 – Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as amostras
coletadas no dia 14/03/2006, em diferentes profundidades, no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP.
(Outras: Aphanocapsa sp.1., Aphanocapsa sp.2, Coelomoron sp., Merismopedia
glauca, Microcystis aeruginosa, Microcystis panniformis, Microcytsis protocystis e Sphaerocavum
brasiliense)
56
Para Barra Bonita 15/07/06, de modo geral, Aphanothece sp., células livres de
Microcystis spp. e Pseudanabaena mucicola apresentaram maior densidade, bem como
foram mais abundantes entre 0 e 10 m de profundidade. Nas demais profundidades
amostradas, houve destaque de Aphanothece sp. (Figura 1.22). Esse gênero, desprovido
de aerótopos, pode se multiplicar excessivamente sem, contudo, formar massas
superficiais (AZEVEDO, 2002). Assim, sua presença na superfície pode ser decorrente
da característica polimítica do reservatório.
Sandes (1998), estudando o florescimento de Microcystis no reservatório de
Barra Bonita, observou que colônias pequenas de M. aeruginosa foram mais numerosas
do que as médias e as grandes, com densidade de 14 – 6790 org/mL. Calijuri (1999)
também notou que as colônias médias e grandes de M. aeruginosa foram escassas ou
ausentes, tendo encontrado principalmente pequenos grumos com até 20 células. Para o
autor, a manutenção da vazão turbinada, necessária à produção de energia elétrica, junto
com a duração e a intensidade da mistura da coluna de água produzida pelo vento e pela
radiação solar, são os sustentáculos da instabilidade física, que favorece a permanência
de células livres de Microcystis e dificulta a formação de colônias nesse reservatório.
Minillo (2005) encontrou ampla ocorrência de cianobactérias em formas coloniais nos
reservatórios em cascata do Tietê, com maior predominância e elevadas densidades nos
três primeiros do sistema, o que inclui Barra Bonita. No presente trabalho, células livres
de Microcystis spp. se destacaram em ambos os reservatórios.
57
Barra Bonita 15/07/06
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
abundância relativa
Anabaena sp. Aphanothece sp. Chroococcus sp.
Cylindrospermopsis sp. Merismopedia sp. Microcystis aeruginosa
Microcystis sp. Oscillatoria sp. Pseudanabaena sp.
Outras
0
50
100
150
200
250
300
350
400
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade
ind/mL
Figura 1.22 – Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as amostras
coletadas no dia 15/07/2006, em diferentes profundidades, no reservatório de Barra Bonita,
Médio rio Tietê, SP.
(Outras: Anabaena spiroides, Cylindrospermopsis raciborskii, Geitlerinema sp.,
Microcystis robusta e Planktothrix sp.)
Em relação às cianobactérias com ocorrência no reservatório de Promissão, as
células livres de Microcystis spp. apresentaram maior densidade, bem como foram mais
abundantes em todas as profundidades amostradas nas coletas realizadas em 08/03/06 e
17/03/06 (Figuras 1.23 e 1.24). Minillo (2005), no mesmo reservatório, observou
espécies dos gêneros Cylindrospermopsis, Microcystis e Raphidiopsis em destaque.
58
Promissão 08/03/06
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
abundância relativa
células livres de Microcystis spp. Geitlerinema unigranulatum
Microcystis aeruginosa Pseudanabaena mucicola
Outras
0
400
800
1200
1600
2000
2400
2800
3200
3600
4000
4400
4800
5200
5600
6000
6400
6800
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade
ind/mL
Figura 1.23 – Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as amostras
coletadas no dia 08/03/2006, em diferentes profundidades, no reservatório de Promissão, Médio
rio Tietê, SP.
(Outras: Aphanocapsa sp.1, Aphanothece sp., Chroococcus minimus, Coelomoron sp.,
Cylindrospermopsis raciborskii, Merismopedia glauca, Merismopedia tenuissima, Phormidium sp.e
Planktothrix sp.)
Cylindrospermopsis raciborskii esteve presente em densidades pouco
significativas em ambos os reservatórios. Contudo, observou-se que essa espécie
apresentou heterocitos no reservatório de Promissão, mas não no de Barra Bonita. A
formação dos heterocitos está diretamente relacionada ao teor de nitrogênio no meio:
quando a concentração do elemento está baixa, maior número de heterocitos será
59
formado, uma vez que estes são células especiais onde ocorre a fixação de nitrogênio
atmosférico (AZEVEDO e SANT’ANNA, 2006). De fato, a concentração das formas de
nitrogênio foi menor no reservatório de Promissão do que no de Barra Bonita.
Promissão 17/03/06
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
abundância relativa
células livres de Microcystis spp. Cylindrospermopsis raciborskii
Geitlerinema unigranulatum Pseudanabaena mucicola
Pseudanabaena sp. Outras
0
1000
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
9000
10000
11000
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
densidade
ind/mL
Figura 1.24 – Densidade e abundância relativa das espécies de cianobactérias para as amostras
coletadas no dia 17/03/2006, em diferentes profundidades, no reservatório de Promissão, Médio
rio Tietê, SP.
(Outras: Aphanocapsa sp.1, Aphanothece sp., Chroococcus minimus, Coelomoron sp.,
Merismopedia tenuissima, Microcystis aeruginosa e Microcystis panniformis)
60
Para Reynolds (1984), as colônias de Microcystis se estabelecem no epilímnio,
após o crescimento ter se iniciado em águas profundas e anóxicas, bem como o
ambiente ter se tornado térmica e quimicamente estratificado. No presente trabalho, a
ocorrência de hipolímnio anóxico, observada em ambos os reservatórios, aliada aos
mecanismos de adaptação, teriam favorecido a dominâncida dessa espécie,
principalmente no reservatório de Promissão.
Os valores do índice de uniformidade (U’) foram de 0,66 (03/03/06), 0,55
(14/03/06) e 0,75 (15/07/06) para o reservatório de Barra Bonita, e de 0,21 (08/03/06) e
0,26 (17/03/06) para o de Promissão. Minillo (2005) registrou valores de índice de
uniformidade ligeiramente maiores para o reservatório de Barra Bonita (0,49 a 0,87) do
que para o de Promissão (0,40 a 0,78).
O reservatório de Barra Bonita também apresentou maiores valores de riqueza e
diversidade de espécies fitoplanctônicas do que o de Promissão (Figura 1.25), apesar de
estar aparentemente mais degradado, considerando-se as variáveis analisadas.
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
Riqueza
(número de espécies
)
0,0
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
3,0
3,5
4,0
4,5
H' (bits/ind)
Riqueza H'
Figura 1.25 – Riqueza e diversidade de espécies (H’) para as amostras de água coletadas nos
reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006,
durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
61
Esse paradoxo pode ser explicado pela Hipótese do Distúrbio Intermediário –
HDI (REYNOLDS, 1988; REYNOLDS et al., 1993; SOMMER et al., 1993). Distúrbios
de freqüência e/ou intensidade intermediária ofereceriam oportunidades repetidas para o
restabelecimento de populações pioneiras e de populações competidoras que resistiram
ao distúrbio sem dominar completamente a comunidade, resultando, assim, em uma
maior diversidade. Ao contrário, a ausência de distúrbio ou um distúrbio muito intenso
levaria à diversidade mínima. Desse modo, a freqüência de distúrbios exerce grande
influência sobre a diversidade do fitoplâncton. Além de ser o primeiro do sistema em
cascata do rio Tietê, o reservatório de Barra Bonita tem menor profundidade e tempo de
residência do que o de Promissão, estando, portanto, mais sujeito a distúrbios, que
conduziriam a uma maior diversidade da comunidade fitoplanctônica.
Sandes (1998) registrou índice de diversidade entre 0,8 e 2,84 bits/ind e
Dellamano-Oliveira (2006) entre 1,21 a 4,81 bits/ind para o reservatório de Barra
Bonita. Minillo (2005) encontrou, em geral, maiores valores de índice de diversidade
para o reservatório de Barra Bonita (2,14 – 4,03 bits/ind) do que para o de Promissão
(1,67 – 4,02 bits/ind), sendo estes últimos maiores do que os registrados no presente
estudo. Calijuri e Santos (1996), Sandes (op. cit.) e Minillo (op. cit.) relacionaram a
ocorrência de maior diversidade no reservatório de Barra Bonita com períodos de maior
instabilidade, de mistura da coluna de água.
Para o reservatório de Barra Bonita, Sandes (op. cit.) observou uma redução
abrupta do índice de diversidade e baixo índice de uniformidade (0,29) durante floração
de cianobactérias, principalmente Microcystis aeruginosa, na camada superficial.
Calijuri (1999) também registrou a menor riqueza (22 táxons), o menor índice de
diversidade (0,60 bits/ind) e o menor índice de uniformidade (0,13) da comunidade
fitoplanctônica, quando células livres de M. aeruginosa apresentaram maior densidade e
62
abundância. No presente trabalho, baixos valores de índice de uniformidade (0,21 e
0,26), de riqueza (20 e 24) e de índice de diversidade (0,88 e 1,16) foram encontrados
para o reservatório de Promissão, cuja comunidade fitoplanctônica foi dominada por
células livres de Microcystis spp.
Em relação à clorofila-a, as concentrações foram maiores para o reservatório de
Barra Bonita do que para o de Promissão (Figura 1.26). Para o reservatório de Barra
Bonita, a concentração foi maior em 14/03/06 e 15/07/06 do que em 03/03/06, sendo
maior da superfície até 10 m, com exceção de 14/03/06, em que elevada concentração
(50,24 µg/L) foi registrada para 25 m. A concentração de feofitina, produto de
degradação da clorofila, foi menor do que a de clorofila-a, a não ser para amostras de
maior profundidade (15 e 25 m) de 15/07/06, evidenciando processo de decomposição.
Para o reservatório de Promissão, a concentração de clorofila-a foi maior do que a de
feofitina em todas as amostras analisadas.
Sandes (1998), para o reservatório de Barra Bonita, encontrou maiores
concentrações de clorofila-a, com oscilações, entre 0 e 1 m de profundidade, e, em
geral, declínio em direção ao fundo. Barbosa et al. (1999), Luzia (2004) e Minillo
(2005) encontraram, em geral, maior concentração de clorofila-a para o reservatório de
Barra Bonita do que para o de Promissão, assim como no presente trabalho. Segundo
Barbosa et al. (op. cit.), o constante aporte de nutrientes é uma das principais condições
para os elevados valores de clorofila nos primeiros reservatórios do sistema em cascata
do rio Tietê.
Embora tenha apresentado maior concentração de clorofila-a, foi observada
menor densidade fitoplanctônica para o reservatório de Barra Bonita.
63
Barra Bonita
0
15
30
45
60
75
µg/L
0 m
44,28 18,63 71,45 15,03 73,68 5,51
5 m
33,49 5,58 68,38 14,65 69,78 4,95
10 m
12,50 5,00 47,35 10,22 37,53 4,96
15 m
4,91 3,84 15,76 6,30 1,67 3,01
20 m
3,52 2,46 16,22 7,89 1,90 0,49
25
m
3,05 2,44 50,24 14,23 0,00 2,93
clorofila-a feofitina clorofila-a feofitina clorofila-a feofitina
03/03/06 14/03/06 15/07/06
Promissão
0
15
30
45
60
75
µg/L
0 m
10,59 2,17 24,15 0,64
5 m
11,09 1,36 20,80 0,93
10 m
12,28 2,18 19,55 1,65
15 m
4,03 0,78 10,64 1,52
20 m
1,77 1,12 5,12 0,26
25 m
1,47 0,29
clorofila-a feofitina clorofila-a feofitina
08/03/06 17/03/06
Figura 1.26 – Concentração de clorofila-a e de feofitina para as amostras de água coletadas em
diferentes profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP,
em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
De acordo com Calijuri (1988), no reservatório de Barra Bonita, o efeito
limitante da penetração de luz sobre a atividade fotossintética é mais forte do que o da
disponibilidade de nutrientes. Portanto, as altas concentrações de clorofila nesse
reservatório, bem como na zona afótica de ambos os reservatórios, podem estar
64
relacionadas ao fenômeno de “fotoadaptação compensatória” proposto por Reynolds
(1999). Esse fenômeno refere-se ao aumento da capacidade fotossintética dos
organismos fitoplanctônicos por acréscimo do conteúdo de massa específica de clorofila
ou por acentuação de seus pigmentos acessórios, garantindo que mais fótons sejam
absorvidos em uma faixa mais ampla de comprimentos de onda, durante o curto período
em que permanecem expostos à luz.
Ainda, organismos fitoplanctônicos de maior biovolume podem apresentar,
mesmo em menor densidade, maior biomassa, indicada pela concentração de clorofila
(ESTEVES, 1988). De fato, além das cianobactérias, representadas por espécies de
Microcystis, Pseudanabaena e Aphanothece, clorofíceas e diatomáceas, representadas
por espécies de Aulacoseira, que são filamentosas e de grande biovolume, foram os
principais componentes da comunidade fitoplanctônica do reservatório de Barra Bonita.
Por outro lado, apesar da maior densidade, a comunidade fitoplanctônica do reservatório
de Promissão foi constituída principalmente por células livres de Microcystis, de menor
biovolume. Calijuri (1999) observou que, embora as cianobactérias (representada por
células livres de M. aeruginosa) tenham sido o grupo a apresentar a maior abundância
relativa, as diatomáceas (representadas por A. granulata granulata) foram o grupo que
mais contribuiu para os valores de biovolume no reservatório de Barra Bonita.
No presente estudo, foi observada uma relação inversa entre a densidade das
cianobactérias e a razão NT/PT (nitrogênio total/fósforo total), ou seja, a densidade
desse grupo, em geral, foi maior em menores valores de NT/PT nos reservatórios de
Barra Bonita (Figura 1.27) e Promissão (Figura 1.28). Tal fato pode ser observado
especialmente para o epilímnio, uma vez que, no hipolímnio, o efeito limitante de
outros fatores parece ser mais forte do que o da razão N/P na estrutura da comunidade
fitoplanctônica.
65
Barra Bonita
03/03/06
0
900
1800
2700
3600
4500
5400
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade (ind/mL)
0
4
8
12
16
20
24
NT/PT
cianobactérias NT/PT
14/03/06
0
900
1800
2700
3600
4500
5400
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade (ind/mL)
0
4
8
12
16
20
24
NT/PT
15/07/06
0
900
1800
2700
3600
4500
5400
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade (ind/mL)
0
4
8
12
16
20
24
NT/PT
Figura 1.27 – Relação entre densidade de cianobactérias e razão nitrogênio total/fósforo total
(NT/PT) para as amostras de água coletadas em diferentes profundidades no reservatório de
Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de
florações de cianobactérias.
66
Promissão
08/03/06
0
1100
2200
3300
4400
5500
6600
7700
8800
9900
11000
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
densidade (ind/mL)
0
4
8
12
16
20
24
28
32
36
40
NT/PT
cianobactérias NT/PT
17/03/06
0
1100
2200
3300
4400
5500
6600
7700
8800
9900
11000
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
densidade (ind/mL)
0
4
8
12
16
20
24
28
32
36
40
NT/PT
Figura 1.28 – Relação entre densidade de cianobactérias e razão nitrogênio total/fósforo total
(NT/PT) para as amostras de água coletadas em diferentes profundidades no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, em 08 e 17/03/2006, durante a ocorrência de florações de
cianobactérias.
Para os reservatórios em cascata do rio Tietê, Minillo (2005) encontrou, em
geral, maiores valores de NT/PT para os últimos, entre eles Promissão (7:1 a 17:1), e
menores para os primeiros, entre eles Barra Bonita (4:1 a 18:1). Calijuri (1999), durante
floração de M. aeruginosa no reservatório de Barra Bonita, observou amplo
fotoperíodo, baixa intensidade de vento, concentrações elevadas de fosfato total e
67
inorgânico dissolvidos, de material orgânico em suspensão e de clorofila e alta
produtividade primária, além de menor razão N/P.
Para Fujimoto et al. (1997), embora haja muitos fatores relacionados à mudança
na comunidade fitoplanctônica, a razão N/P e a temperatura são importantes fatores
ambientais na regulação da estrutura da comunidade de cianobactérias. Os autores, em
observações laboratoriais e de campo, encontraram que Microcystis aeruginosa foi
competidora superior sob condições de baixa razão N/P (11, 22 e 44) e alta temperatura
(25 e 30°C).
Deberdt et al. (2001), em experimentos de cultivo em sistema fechado,
observaram uma pequena diminuição no rendimento das culturas de M. aeruginosa em
meio ASM-1 com concentração de fósforo reduzida. No entanto, Marinho e Azevedo
(2001), observaram, em experimentos de laboratório, que a variação da razão N/P do
meio de cultivo foi decorrente da absorção de nutrientes pelas células de M. aeruginosa;
e que esta espécie mostrou grande potencial para influenciar a proporção de tais
nutrientes, uma vez que a mesma apresentou alta capacidade de absorção de nitrogênio.
Assim, os autores apontaram que a redução da razão N/P poderia ser conseqüência da
elevada capacidade e, conseqüentemente, elevada taxa de absorção de nitrogênio e
fósforo pelas cianobactérias.
1.4.3. Avaliação das características limnológicas analisadas
As águas doces de Classe 2, classificação na qual se enquadram as águas dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão (CETESB, 2005), são destinadas, de acordo
68
com a Resolução CONAMA nº. 357/2005 (BRASIL, 2005): (a) ao abastecimento para
consumo humano, após tratamento convencional; (b) à proteção das comunidades
aquáticas; (c) à recreação de contato primário (natação, esqui, mergulho); (d) à irrigação
de hortaliças, plantas frutíferas e de parques, jardins, campos de esporte e lazer, com os
quais o público possa vir a ter contato direto; (e) à aqüicultura e à atividade de pesca.
Para tanto, precisam atender a condições e padrões de qualidade estabelecidos por essa
Resolução, alguns dos quais, analisados no presente trabalho, são apresentados na
Tabela 1.6.
Tabela 1.6 – Condições e padrões de qualidade estabelecidos pela Resolução CONAMA nº.
357/2005 para águas de Classe 2 e valores encontrados na superfície da água dos reservatórios
de Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, em diferentes datas de 2006, durante a
ocorrência de florações de cianobactérias.
CONAMA Barra Bonita Promissão Variáveis
Classe 2 03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
pH 6 – 9 6,8 5,5* 6,9 6,4 5,9 *
OD (mg/L) 5 11,5 7,1 - 2,8* 6,1
Fósforo total
(mg/L)
0,03 0,10* 0,08* 0,16* 0,02 0,02
Nitrito (mg/L) 1,0 0,16 0,16 0,04 0,005 0,05
Nitrato
(mg/L)
10,0 0,7 0,6 0,6 0,1 0,1
Clorofila-a
(µg/L)
30 44,3* 71,5* 73,7* 10,6 24,2
*valores que não atendem às condições e padrões de qualidade estabelecidos
Foram observados valores críticos de pH, oxigênio dissolvido, fósforo total e
clorofila-a, sobretudo para o reservatório de Barra Bonita, sendo que os dois últimos
parâmetros evidendiam o acelerado processo de eutrofização desse sistema.
69
A Resolução CONAMA 357/2005 estabelece densidade de cianobactérias de
50000 cel/mL para águas doces de Classe 2. No presente trabalho, a densidade das
cianobactérias foi expressa em indivíduos por mL (células, filamentos ou colônias
foram considerados como um indivíduo) e não em células por mL, subestimando a
densidade das formas coloniais e filamentosas e impedindo uma avalição comparativa.
Em relação à presença de cianotoxinas, a Resolução CONAMA 357/2005 não
determina qualquer padrão em corpos de água de quaisquer classes. No entanto, esse
parâmetro é considerado na Portaria nº. 518/2004 do Ministério da Saúde (BRASIL,
2004), que estabelece procedimentos e responsabilidades relativos ao controle e
vigilância da qualidade da água para consumo humano e seu padrão de potabilidade.
Os reservatórios apresentaram períodos de mistura e de estratificação da coluna
de água. O caráter polimítico foi evidenciado para o reservatório de Barra Bonita em
14/03/06, quando foi observada homogeneidade da coluna de água para todas as
variáveis analisadas (temperatura, pH, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica,
nutrientes, clorofila-a e densidade fitoplanctônica), mostrando circulação completa de
água. Para ambos os reservatórios foi observada a estratificação da coluna de água, com
maiores valores das variáveis analisadas no epilímnio e hipolímnio anóxico e ácido.
A redução dos valores de variáveis liminológicas analisadas (material em
suspensão, formas de nitrogênio e de fósforo e clorofila-a) do reservatório de Barra
Bonita (o primeiro) para o de Promissão (o quarto) indica um efeito tanto depurativo
como acumulador do sistema em cascata do rio Tietê, SP. Contudo, ainda assim, o
reservatório de Promissão apresentou condições favoráveis à ocorrência de florações de
espécies de Microcystis, o que evidencia acelerado processo de eutrofização do sistema,
bem como comprometimento dos usos múltiplos dos reservatórios.
70
1.5. Conclusões
O limite da zona eufótica de ambos os reservatórios foi determinado pela
densidade do fitoplâncton.
O silicato não foi limitante, ocorrendo em concentrações relativamente altas (5,1
– 8,3 mg/L) e distribuição vertical homogênea nos dois reservatórios.
Em relação ao grau de trofia, o reservatório de Barra Bonita pode ser
classificado como eutrófico e o de Promissão, mesotrófico.
No reservatório de Barra Bonita, as cianobactérias contribuíram com maior
riqueza, sobretudo na superfície. As clorofíceas também contribuíram
significativamente para a composição da comunidade fitoplanctônica. As
cianobactérias nas camadas superficiais e as diatomáceas em maiores
profundidades ocorreram em maior abundância e densidade. Espécies dos
gêneros Microcystis, Pseudanabaena e Aphanothece se destacaram entre as
cianobactérias.
No reservatório de Promissão, as cianobactérias exibiram maior riqueza,
abundância e densidade em todas as amostras analisadas, com destaque para
células livres de Microcystis spp.
A densidade da comunidade fitoplanctônica foi menor no reservatório de Barra
Bonita do que no de Promissão, provavelmente devido à maior zona eufótica do
último. No entanto, o fitoplâncton mostrou maior biomassa (clorofila-a) em
71
Barra Bonita do que em Promissão, o que pode ser explicado pela composição
de espécies, bem como pela “fotoadaptação compensatória”.
No reservatório de Barra Bonita, a comunidade fitoplanctônica apresentou
maiores riqueza e índice de diversidade do que no de Promissão, em virtude da
ocorrência mais intensa de floração de Microcystis no último.
A maior abundância de cianobactérias nos dois reservatórios pode estar
relacionada a períodos de estratificação e estabilidade da coluna de água, às
razões N/P, às altas temperaturas, às condições de anoxia, ao grau de trofia,
aliados às características fisiológicas desses organismos.
Apesar da redução dos valores de material em suspensão, formas de nitrogênio e
fósforo e clorofila-a, em relação ao reservatório de Barra Bonita, o reservatório
de Promissão ainda apresentou condições propícias ao estabelecimento de
florações de cianobactérias.
Para ambos os reservatórios, algumas das variáveis estudadas, tais como pH,
oxigênio dissolvido, fósforo total e clorofila-a, não atenderam a condições e
padrões de qualidade estabelecidos pela Resolução CONAMA nº. 357/2005 para
águas doces de classe 2, o que evidencia processo de eutrofização e
comprometimento dos usos múltiplos dos mesmos.
72
C
APÍTULO 2
Efeitos de florações de cianobactérias dos reservatórios de
Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, sobre
dafinídeos
73
2.1. Introdução
O crescente processo de eutrofização é resultado de atividades humanas. As
descargas de esgotos domésticos e industriais, principalmente originárias de centros
urbanos e das regiões agriculturáveis, têm como conseqüência uma série de efeitos que
produz mudanças na qualidade da água, tais como: aumento do custo de tratamento da
água, redução da concentração de oxigênio dissolvido, perda das qualidades cênicas,
morte extensiva de peixes e aumento da incidência de florações de microalgas e
cianobactérias (AZEVEDO e VASCONCELOS, 2006).
As principais conseqüências do desenvolvimento e da degradação das florações
de cianobactérias são: a desoxigenação das águas, a alteração das características
organolépticas da água (produção de compostos que conferem sabor e odor à água),
efeitos adversos à biota natural e, especialmente, a produção e a liberação de toxinas.
(VASCONCELOS e ARAÚJO, 1994).
As cianotoxinas são principalmente retidas dentro das células produtoras durante
o desenvolvimento da floração de cianobactérias. Contudo, elas são liberadas na água
circundante durante a senescência e lise da floração, e muitos organismos associados
com a água, tais como aves aquáticas, bactérias heterotróficas, fitoplâncton, macrófitas,
protozoários, zooplâncton, macroinvertebrados, peixes, animais domésticos e selvagens,
podem entrar em contato direto com as células e/ou toxinas liberadas
(CHRISTOFFERSEN, 1996; PFLUGMACHER et al., 1999).
74
Segundo Christoffersen (1996), o conhecimento das conseqüências ecológicas de
toxinas de cianobactérias em ambientes aquáticos é fragmentado, contudo, possíveis
riscos podem ser identificados: diminuição do crescimento de organismos microbianos,
redução do potencial de herbivoria do zooplâncton maior, deficiência no
desenvolvimento e estabelecimento de espécies sensíveis e acúmulo e transferência de
toxinas nas cadeias alimentares, além da diminuição e/ou modificação da diversidade de
espécies aquáticas (AZEVEDO, 2000).
A literatura a respeito dos efeitos de cianobactérias tóxicas sobre crescimento,
sobrevivência, alimentação e comportamento de copépodos e, principalmente, de
cladóceros é extensiva, porém apresenta diversas controvérsias (CHRISTOFFERSEN,
1996). Há evidências de que as cianobactérias exercem efeitos deletérios sobre o
zooplâncton, entretanto tais efeitos são muito variáveis entre gêneros e espécies, e
mesmo entre clones de espécies zooplanctônicas (GILBERT, 1990). De acordo com
Sivonen e Jones (1999), uma das principais questões ainda a ser resolvida é se os efeitos
inibitórios observados são devido ao suposto baixo valor nutricional das cianobactérias
(TALAMONI, 1995), às cianotoxinas conhecidas (DeMOTT et al., 1991; ROHRLACK
et al., 1999) ou a outros compostos não identificados (AGRAWAL et al., 2005;
JUNGMANN, 1992; JUNGMANN e BENNDORF 1994).
Uma diferença principal no delineamento dos estudos está relacionada ao fato
dos organismos serem expostos a cianotoxinas dissolvidas na água (AGRAWAL et al.,
2005; CHEN et al., 2005; DeMOTT et al., 1991; JUNGMANN, 1992; JUNGMANN e
BENNDORF, 1994; LAWTON et al., 1994; MENDONÇA et al., 2006; MINILLO et
al., 2000; MINILLO, 2005; OKUMURA et al., 2006; SOTERO-SANTOS et al., 2006)
ou alimentados com cianobactérias tóxicas (FERRÃO-FILHO et al., 2000; FERRÃO-
75
FILHO e AZEVEDO, 2002; MONTEIRO, 2001; NIZAN et al., 1986; REINIKAINEN
et al., 1994; ROHRLACK et al., 1999; THOSTRUP e CHRISTOFFERSEN, 1999).
Para Chorus e Bartram (1999), os testes dos efeitos de toxinas dissolvidas não
imitam a rota típica de exposição dos herbívoros aquáticos (via alimentação) e têm
envolvido exposição a níveis de toxina que são ordens de magnitude maiores do que as
concentrações tipicamente encontradas em sistemas de águas doces. Segundo Kuiper-
Goodman et al. (1999), a vantagem de utilizar extratos em vez de toxina purificada é
que o extrato se aproxima mais da situação real no ambiente.
A maioria dos estudos sobre as interações entre cianobactérias e zooplâncton tem
focado os efeitos de linhagens tóxicas de cianobactérias isoladas e cultivadas em
condições de laboratório (AGRAWAL et al., 2005; CHEN et al., 2005; DeMOTT et al.,
1991; FERRÃO-FILHO et al., 2000; JUNGMANN, 1992; MONTEIRO, 2001; NIZAN
et al., 1986; REINIKAINEN et al., 1994; ROHRLACK et al., 1999; THOSTRUP e
CHRISTOFERSEN, 1999). Há poucos estudos com amostras de florações naturais
(MINILLO et al., 2000; MINILLO, 2005; OKUMURA et al., 2007; SOTERO-
SANTOS et al., 2006).
Os rios do Estado de São Paulo apresentam aproximadamente 100 reservatórios
de médio a grande porte utilizados na contenção de cheias, geração de energia,
recreação, pesca, abastecimento público e/ou industrial. Estes ambientes recebem
contribuições de esgotos domésticos e industriais, geralmente ricos em nutrientes e são
propícios ao acúmulo de contaminantes, por exibirem baixa velocidade de fluxo e longo
tempo de residência, favorecendo o processo de eutrofização que culmina no
florescimento de algas e cianobactérias (CARVALHO, 2002).
Estudos têm demonstrado a ocorrência de florações tóxicas de cianobactérias
nos reservatórios em cascata do rio Tietê, SP, por meio de bioensaios com
76
camundongos e cladóceros (MINILLO, 2005; OKUMURA et al., 2007; SOTERO-
SANTOS et al., 2006;). Diante disso, o presente capítulo aborda a avaliação dos efeitos
das florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão
sobre dafinídeos.
77
2.2. Objetivos
2.2.1. Geral
Avaliar os efeitos de florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios de
Barra Bonita e de Promissão, Médio rio Tietê, SP, sobre dafinídeos, por meio de testes
ecotoxicológicos.
2.2.2. Específicos
Avaliar o efeito de amostras de água dos reservatórios, coletadas durante a
ocorrência de florações de cianobactérias, sobre os dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), por meio de testes de toxicidade
aguda.
Analisar a toxicidade aguda de extratos brutos de florações de cianobactérias
provenientes dos reservatórios sobre os dafinídeos.
Analisar os efeitos desses extratos brutos sobre a sobrevivência e a reprodução
dos dafinídeos.
78
Comparar a sensibilidade de C. dubia (espécie exótica) e de C. silvestrii (espécie
nativa) aos extratos brutos.
Analisar microcistinas na água dos reservatórios e nos extratos brutos.
Apontar os riscos para a saúde humana e para a biota natural da ocorrência de
florações de cianobactérias nos reservatórios.
79
2.3. Materiais e Métodos
2.3.1. Coleta
As coletas foram realizadas nos dias 03 e 14/03/2006 e 15/07/06 no reservatório
de Barra Bonita e nos dias 08 e 17/03/2006 no de Promissão. Estes reservatórios estão
localizados no Médio rio Tietê, SP (Capítulo 1, item 1.3.1, p.15–17). As amostras de
florações de cianobactérias foram coletadas diretamente em galões de 10 L, quando
houve ocorrência de uma nata na superfície da água (Figura 2.1a), ou com rede de
plâncton (20 e 68 µm de abertura de malha) para concentrar o material, quando não
houve tal formação (Figura 2.1b), especialmente nas coletas realizadas no reservatório
de Promissão.
Figura 2.1 – (a) Formação de nata por floração de cianobactérias em margem do reservatório de
Barra Bonita. (b) Arrasto com rede de plâncton para concentração de floração de cianobactérias
no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP.
a b
80
No laboratório, o material das florações foi congelado, liofilizado (liofilizador
LB 5000 TT – Terroni-Fauvel) e mantido em freezer a – 20°C para posterior preparação
dos extratos brutos a serem utilizados nos testes ecotoxicológicos e na análise de
microcistinas totais.
2.3.2. Preparo dos extratos brutos
O material liofilizado (biomassa seca) das florações de cianobactérias foi pesado
em balança de precisão (Scientech SA 210 – Quimis) e ressuspenso em água destilada
para preparo dos extratos brutos-mãe. Esses extratos foram preparados nas
concentrações de 2000 mg/L em volume de 100 mL para os testes de toxicidade aguda,
e de 2000 a 4000 mg/L em volumes de 200 a 250 mL para os de toxicidade crônica.
Para provocar o rompimento das células e a liberação das toxinas, os extratos-mãe
foram submetidos a um ciclo, em alternância, de congelamento e descongelamento em
temperatura ambiente por 3 vezes. Após esse processo, os extratos foram centrifugados
a 3500 rpm por 10 minutos para precipitação de células rompidas, e o sobrenadante foi
utilizado na preparação, por diluição em água reconstituída (água de cultivo dos
dafinídeos), das diferentes concentrações de extrato bruto a serem testadas
(procedimentos adaptados de CETESB, 1993 e de MINILLO, 2005).
81
2.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)
Ceriodaphnia dubia Richard é oriunda de regiões temperadas e C. silvestrii
Daday, espécie nativa (Figura 2.2), muito comum em ecossistemas de água doce do
Brasil.
Figura 2.2 – Fêmeas de (a) Ceriodaphnia dubia Richard e (b) Ceriodaphnia silvestrii Daday.
(Fotos: D.T.Okumura).
As duas espécies têm sido cultivadas e mantidas por mais de 10 anos no
Laboratório de Cultivo e Ecotoxicologia do Departamento de Ecologia e Biologia
Evolutiva da Universidade Federal de São Carlos (DEBE/UFSCar). Para o preparo da
água de cultivo, as condições de cultivo e a alimentação dos organismos, foram
seguidas normas padronizadas da ABNT (2005). Assim, os organismos foram
cultivados em água reconstituída (com dureza total de 40 – 48 mg CaCO
3
/L, pH 7,0 –
7,6) em béquer de 2 L e mantidos em incubadora a 25°C e fotoperíodo de 16h luz/8h
escuro. A renovação da água de cultivo das culturas-estoque foi realizada três vezes por
semana, com auxílio de pipetas de diâmetro adequado e ponta arredondada para não
a b
82
danificar os organismos, mantendo-se cerca de 120 indivíduos por béquer, a fim de
controlar a densidade e evitar interferências causadas por superpopulação.
Os organismos foram alimentados com alimento composto e suspensão de alga
clorofícea. O alimento composto consiste de uma mistura de partes iguais de leveduras
(fermento biológico seco Fleishmann
®
dissolvido em água destilada) e de ração para
peixe fermentada (Tetramin
®
), sendo adicionado 0,02 mL por organismo. A alga
clorofícea utilizada foi Pseudokirchneriella subcapitata (anteriormente conhecida como
Selenastrum capricornutum), em fase exponencial de crescimento, cultivada em meio
CHU-12, sob iluminação e aeração constantes (Figura 2.3). Para eliminar nutrientes do
meio, não aproveitados pela alga, ou metabólitos da mesma, o sobrenadante foi
descartado após decantação em geladeira e o precipitado, ressuspendido com água de
cultivo dos dafinídeos. A densidade de células da suspensão algácea foi, então,
determinada por meio de contagem em Câmara de Neubauer, sob microscópio óptico. A
partir desse dado, calculou-se o volume a ser adicionado às culturas-estoque, para que a
concentração fornecida fosse de 1 × 10
5
células por organismo.
Figura 2.3 – Vista geral do cultivo da alga clorofícea Pseudokirchneriella subcapitata e, em
detalhe, vista das células sob microscopia óptica. (Fotos: R.A.Takenaka e R.M.B.Sotero-
Santos).
83
2.3.4. Testes de sensibilidade
O controle das condições fisiológicas dos lotes de organismos utilizados nos
testes ecotoxicológicos foi realizado periodicamente por meio de testes de sensibilidade
a uma substância de referência. Para ambas as espécies, cinco neonatas (< 24 h) foram
colocadas em recipientes plásticos atóxicos contendo 10 mL de solução de cloreto de
sódio (NaCl), em diferentes concentrações: 0 (controle); 0,6; 1,0; 1,3; 1,6 e 2,2 g/L, em
três ou quatro réplicas, dependendo da disponibilidade de organismos. As concentrações
foram preparadas a partir de uma solução-estoque (10 g/L de NaCl), utilizando-se a
água de cultivo como água de diluição. Durante o período de exposição (48 horas), os
organismos foram mantidos em incubadora a 25
o
C, sem iluminação e sem alimentação.
Após esse período, registrou-se o número de organismos imóveis ou mortos para
cálculo da CE50;48h, concentração efetiva mediana que causa efeito agudo
(imobilidade ou mortalidade) a 50% dos organismos em 48 horas de exposição, nas
condições do teste. Os organismos foram considerados adequados para serem utilizados
nos testes ecotoxicológicos quando o valor da CE50;48h estava dentro da faixa de
sensibilidade estabelecida (ABNT, 2004; 2005).
2.3.5. Testes de toxicidade aguda
Os testes de toxicidade aguda, tanto com amostras de água coletadas nos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão durante a ocorrência de florações de
cianobactérias (Capítulo 1, p.17–19) como com extratos brutos dessas florações, foram
84
realizados de acordo com normas padronizadas (ABNT, 2004), utilizando-se os
dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii como organismos-teste.
As amostras de água dos reservatórios foram mantidas sob refrigeração até o
início dos testes, quando foram filtradas em filtro para café, a fim de remover possíveis
organismos predadores dos dafinídeos, como os copépodos, e, desse modo, não afetar o
resultado do experimento. Nos testes, cinco neonatas (< 24 h) foram colocadas em tubos
de ensaio com 10 mL da amostra de água sem diluição (100%), em três ou quatro
réplicas, dependendo da disponibilidade de organismos. Esse procedimento foi
empregado para todas as amostras coletadas. Para o controle, foi utilizado o mesmo
número de réplicas e de neonatas, que foram expostas somente à água de cultivo.
Durante o período de exposição (48 h), os organismos foram mantidos em incubadora a
25°C, sem iluminação e sem alimentação. Foram medidos: pH, condutividade elétrica e
dureza no início e ao final dos testes. Após 48 h, registrou-se o número de indivíduos
imóveis ou mortos para cada amostra. Se a porcentagem de organismos imóveis no
controle exceder 10%, o resultado é considerado inválido, o que não ocorreu nesse
experimento. Considerando que foram utilizadas amostras sem diluição, os resultados
dos testes foram expressos de forma qualitativa, ou seja, como “tóxico” ou “não
tóxico”, confirmados por meio de analise estatística (teste de Fisher) (ABNT, 2004).
Para os testes com extratos brutos (Figura 2.4), cinco neonatas (< 24h) foram
colocadas em tubos de ensaio, em 3 ou 4 réplicas, com 10 mL de extrato nas
concentrações de 0 (controle), 50, 100, 200, 400 e 800 mg/L, preparadas por
ressuspensão do extrato-mãe, previamente preparado (p.80), em água reconstituída.
Durante o período de exposição (48 horas), os organismos foram mantidos em
incubadora a 25
o
C, sem iluminação e sem alimentação. Foram medidos: pH,
condutividade elétrica e dureza no início e ao final dos testes. Após 24h e 48h,
85
registrou-se o número de indivíduos imóveis ou mortos em cada concentração. Os
resultados foram expressos em CE50 – concentração efetiva mediana que causa efeito
agudo a 50% dos organismos no tempo de exposição (ABNT, 2004). Quando a
porcentagem de organismos imóveis no controle excedeu 10%, o resultado não foi
considerado válido e o teste, repetido. Foram realizados pelo menos três testes para cada
coleta com ambas as espécies.
Figura 2.4 – Vista geral dos recipientes-teste durante a realização de testes de toxicidade aguda
para dafinídeos com extrato bruto de florações de cianobactérias coletadas no reservatório de
Barra Bonita em 03/03/2006 (a), 14/03/2006 (b) e 15/07/2006 (c); e no reservatório de
Promissão em 08/03/2006 (d) e 17/03/2006 (e).
O excedente dos extratos-mãe, proveniente da preparação das concentrações
utilizadas nos testes, foi mantido em freezer para posterior análise de microcistinas
totais.
a
b
c
d e
86
2.3.6. Testes de toxicidade crônica
Esses testes foram realizados com extratos brutos de florações de cianobacérias
oriundas dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, de acordo com normas
padronizadas (ABNT, 2005). Para ambas as espécies de dafinídeos, neonatas (< 24h)
foram colocadas individualmente em tubos de ensaio com 15 mL do extrato bruto em
cinco concentrações sub-letais, preparadas por ressuspensão do extrato-mãe,
previamente preparado (p.80), em água reconstituída. Foram utilizadas 10 réplicas para
cada concentração e também para o controle. Durante o período de exposição (8 dias),
os organismos foram mantidos em incubadora a 25
o
C, sem iluminação (para evitar
degradação da microcistina pela luz), e alimentados diariamente, como no cultivo (alga
clorofícea e alimento composto). As soluções de extrato bruto foram renovadas a cada
dois dias, quando também eram registrados os indivíduos mortos e o número de
neonatas produzidas, uma vez que as variáveis biológicas avaliadas foram a
sobrevivência e a reprodução. Os resultados foram expressos em percentagem de
sobrevivência e número médio de neonatas produzidas. Durante os testes, foram
monitorados: pH (phmetro Quimis, modelo Q400A), condutividade elétrica
(condutivímetro Digimed, modelo DM3), dureza (titulometria com EDTA) e
concentração de oxigênio dissolvido (oxímetro Cole Palmer, modelo DO100). Os testes
foram considerados válidos quando a mortalidade de organismos adultos no controle
não excedeu 20%, e quando 60% ou mais das fêmeas adultas sobreviventes no controle
tivessem produzido no mínimo 15 neonatas, não ultrapassando o oitavo dia (ABNT,
2005).
87
Foi realizado um teste para cada coleta, com exceção de Barra Bonita 15/07/06,
como mostra a Tabela 2.1, sendo que as concentrações utilizadas foram determinadas a
partir dos resultados dos testes de toxicidade aguda.
Tabela 2.1 – Concentrações utilizadas nos testes de toxicidade crônica para os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) com extrato bruto de florações de
cianobactérias oriundas dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP.
Amostra Concentrações (mg/L) Espécie
Barra Bonita 03/03/06 5, 10, 20, 40 e 80 C. dubia e C. silvestrii
Barra Bonita 14/03/06 10, 20, 40, 80 e 160
20, 40, 80, 160 e 320
C. dubia
C. silvestrii
Promissão 08/03/06 6,25; 12,5; 25; 50 e 100 C. dubia e C. silvestrii
Promissão 17/03/06 12,5; 25; 50; 100 e 200 C. dubia e C. silvestrii
O excedente dos extratos-mãe, oriundo da preparação das concentrações
utilizadas nos testes, foi mantido em freezer para posterior análise de microcistinas
totais.
2.3.7. Análises estatísticas
Os dados obtidos nos testes de sensibilidade e de toxicidade aguda foram
sumarizados e analisados, utilizando-se o método estatístico Trimmed Spearman-Karber
(HAMILTON et al., 1977) para calcular os valores da CE50. Nos testes de toxicidade
crônica, foi utilizado o programa computacional TOXSTAT 3.3 (GULLEY et al., 1991).
Os dados de sobrevivência foram analisados pelo teste de Fisher, enquanto os dados de
88
reprodução foram testados primeiro quanto à normalidade (teste χ
2
) e à homogeneidade
(teste de Hartley). Em seguida, para distribuição normal, os dados de reprodução foram
submetidos aos métodos paramétricos Dunnet (igual número de réplicas em todos os
tratamentos) ou Bonferroni (quando o número de réplicas não é o mesmo em todos os
tratamentos) e Tukey; ao passo que, para distribuição não normal, os dados foram
submetidos ao método não-paramétrico Kruskal-Wallis. Os métodos Dunnett e
Bonferroni são utilizados para identificar os tratamentos que são diferentes do controle,
por sua vez, os métodos Tukey e Kruskal-Wallis são utilizados para comparar cada
tratamento com todos os outros (BURATINI e BERTOLETTI, 2006).
2.3.8. Análise de microcistinas
A concentração de microcistinas, tanto das amostras de água dos reservatórios
como dos extratos brutos de florações de cianobactérias, foi determinada por meio do
imunoensaio ELISA (Enzyme-linked Immunosorbent Assay) com o kit de placas da
Beacon Analytical Systems Inc.. Esse método é baseado na competição direta entre dois
tipos de antígenos (a possível microcistina presente na amostra e o antígeno marcador
ligado a uma enzima, nesse caso, a peroxidase), sobre um número limitado de sítios de
ligação de anticorpos anti-microcistina adsorvidos na parede dos poços, com reação
cruzada com algumas variantes de microcistinas (100 % para microcistina-LR, 87%
para a microcistina-RR e 48% para a microcistina-YR). Assim, os resultados das
análises por imunoensaio ELISA foram expressos na forma de equivalentes de
microcistinas totais, em µg/L. O limite de detecção do método é estimado pelo
89
fabricante em torno de 0,16 μg/L. Em cada poço das tiras, são adicionados o conjugado
microcistina-enzima, a amostra e, em seguida, a solução de anticorpo. O conjugado
compete com as microcistinas da amostra pelos sítios de ligação de anticorpos. Após
essa primeira incubação, os poços são lavados e o substrato, adicionado (segunda
incubação). Na presença do conjugado, o substrato é convertido em um composto azul.
A coloração azul resultante da reação é inversamente proporcional à concentração de
microcistina na amostra. A absorbância dos poços foi determinada em 450 nm,
utilizando leitora de microtiras Quick Elisa.
Para a determinação da concentração de microcistinas na água dos reservatórios,
foram utilizadas as mesmas amostras utilizadas na análise de nutrientes dissolvidos, as
quais haviam sido filtradas em filtro de fibra de vidro com 47 mm de diâmetro e 0,7 µm
de abertura de poro. Assim, não foi possível determinar a concentração de microcistinas
totais (intra e extracelulares), mas somente a das extracelulares, liberadas e dissolvidas
na água.
90
2.4. Resultados e Discussão
2.4.1. Testes de sensibilidade
Os valores de CE50;48h dos testes de sensibilidade ao cloreto de sódio (NaCl)
para os organismos-teste Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii ficaram dentro da faixa de
sensibilidade estabelecida para os mesmos, nas condições do laboratório: 1,06 – 1,64
g/L NaCl para C. dubia e 0,76 – 1,46 g/L NaCl para C. silvestrii (Figura 2.5; Apêndice
B), indicando que esses organismos estavam adequados para serem utilizados nos testes
de toxicidade aguda e crônica realizados no presente trabalho. C. silvestrii foi mais
sensível ao cloreto de sódio do que C. dubia.
91
C.dubia
0,0
0,3
0,6
0,9
1,2
1,5
1,8
2,1
01234567891011
testes
NaCl g/
L
C.silvestrii
0,0
0,3
0,6
0,9
1,2
1,5
1,8
2,1
012345678910111213
testes
NaCl g/
L
Figura 2.5 – Faixa de sensibilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) ao cloreto de sódio (NaCl).
2.4.2. Análise de microcistinas
Para as amostras de água dos reservatórios de Barra Bonita e de Promissão, no
Médio rio Tietê, SP, a concentração de microcistinas extracelulares ficou abaixo do
limite de detecção do método (< 0,16 μg/L). Por outro lado, todos os extratos brutos de
florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios continham microcistinas, em
concentrações relativamente altas (Tabela 2.2).
limite superior
limite inferio
r
limite su
p
erio
r
limite inferio
r
92
Tabela 2.2 – Concentração de microcistinas totais de extratos brutos de cianobactérias dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em alguns estudos realizados.
Microcistinas totais (µg/L) Referência Coleta
Barra Bonita Promissão
Nov/2002 15,55 6,08 Minillo (2005)
Fev/2003 7,00 29,35
Abr/2003 21,00 9,00
Jun/2003 45,90 2,73
Ago/2003 19,80 19,92
Out/2003 41,05 22,05
03/03/2006 1194,84 – 1646,56 - Presente estudo
08/03/2006 - 191,87 – 285,68
14/03/2006 679,81 – 922,43 -
17/03/2006 - 569,58 – 1295,06
15/07/2006 239,36 – 253,29 -
Minillo (2005) detectou microcistinas (quantificadas por ELISA –
ENVIROLOGIX, INC
®
) no material coletado de todos os reservatórios do Médio e
Baixo rio Tietê, com maiores concentrações nos primeiros (Barra Bonita, Bariri e
Ibitinga), e saxitoxinas (quantificadas por cromatografia líquida de alta eficiência –
CLAE), principalmente nos últimos reservatórios (Promissão, Nova Avanhandava e
Três Irmãos) do sistema em cascata. Os valores obtidos pelo autor correspondem às
concentrações de microcistinas na água dos reservatórios, por isso esses valores são
nuito menores do que aqueles registrados no presente trabalho.
93
Minillo et al. (2000) encontraram níveis máximos de até 265,10 µg/L de
microcistinas intracelulares (ELISA – EnvironGard) nas florações de cianobactérias,
com dominância de Microcystis aeruginosa, na Lagoa dos Patos, RS.
Segundo Christoffersen (1996), uma comparação direta dos valores é difícil, em
virtude de diferenças na instrumentação, amostragem e métodos de detecção, mas é
notório que a maioria das florações contém hepatotoxinas.
No Brasil, 82% das linhagens isoladas se mostram tóxicas quanto testadas em
bioensaios, sendo 9,7% neurotóxicas e as demais, hepatotóxicas (AZEVEDO e
VASCONCELOS, 2006). Em Portugal, florações de cianobactérias têm sido analisadas
desde 1989, e cerca de 60% foram tóxicas, sendo a maior parte hepatotóxica
(VASCONCELOS, 1994). Na Finlândia, 45% das amostras de florações analisadas
entre 1985 e 1987 foram tóxicas, sendo as florações hepatotóxicas mais comuns do que
as neurotóxicas (SIVONEN et al., 1994).
Variações na concentração de cianotoxinas e na toxicidade são esperadas, uma
vez que, dentro de uma mesma floração, pode haver linhagens produtoras e não
produtoras de toxinas (YOO et al., 1995). Essas variações podem ser espaciais e
também temporais, desde intervalos curtos de tempo até diferenças sazonais e anuais
(AZEVEDO e VASCONCELOS, 2006; CODD et al., 1989). Além disso, as
cianobactérias podem produzir várias toxinas simultaneamente, sendo que mais de uma
microcistina tem sido caracterizada em certas linhagens (SIVONEN, 1996). Ainda, a
produção de toxinas pode ser influenciada por diversos fatores, tais como: fase de
crescimento, intensidade luminosa, pH (SONG et al., 1998), temperatura, concentração
de nutrientes, especialmente nitrogênio e fósforo (GUPTA et al., 2001; JACOBY et al.,
2000), micronutrientes (LYCK et al., 1996), variação genética (BITTENCOURT-
OLIVEIRA et al., 2001) e pressão de herbivoria (AGRAWAL et al., 2005).
94
2.4.3. Testes de toxicidade aguda
Em relação à água coletada durante floração de cianobactérias nos reservatórios,
todas as amostras de Barra Bonita 14/03/06 foram tóxicas aos dafinídeos Ceriodaphnia
dubia e C. silvestrii, em 48 horas de exposição. Para Barra Bonita 03/03/06, as amostras
de 5 e 10 m de profundidade foram tóxicas a ambas as espécies, ao passo que a de 20 m
foi tóxica apenas para C. dubia. As amostras de Barra Bonita 15/07/06 e de Promissão
08/03/06 não foram tóxicas aos dafinídeos. Para Promissão 17/03/06, as amostras de 0 e
5 m foram tóxicas às duas espécies, enquanto a de 15 m foi tóxica somente para C.
dubia (Figura 2.6; Apêndice B).
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
C.dubia
C.silvestrii
C.dubia
C.silvestrii
C.dubia
C.silvestrii
C.dubia
C.silvestrii
C.dubia
C.silvestrii
03/03/06 14/03/06 15/07/06 08/03/06 17/03/06
Barra Bonita Promissão
% imobilidade
0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m controle
Figura 2.6 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição a amostras de água coletadas em diferentes
profundidades nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, em
diferentes datas de 2006, durante a ocorrência de florações de cianobactérias.
As barras em
destaque representam amostras tóxicas.
95
Massaro (2006) não observou toxicidade de amostras de água e de sedimento
dos mesmos reservatórios para Hydra viridissima (Cnidaria, Hydrozoa).
Para avaliar se as cianobactérias predominantes em amostras de águas
superficiais, provenientes de um reservatório eutrofizado do Estado de São Paulo,
seriam responsáveis pelos efeitos adversos observados sobre C. dubia, Buratini (2000)
realizou testes de toxicidade crônica, nos quais os indivíduos foram expostos a amostras
de água bruta e filtrada (em pré-filtro AP20, para remoção da fração do material
suspenso). O autor detectou efeito em 15 das 19 amostras brutas testadas, o qual se
manifestou principalmente sobre a reprodução do organismo. Em contrapartida, a
filtração reduziu significativamente, ou mesmo eliminou, em 86% a toxicidade das
amostras em que foi detectada, registrando-se valores médios de fecundidade até dez
vezes superior aos valores obtidos para as amostras brutas. Tal fato confirmaria a
correlação entre a toxicidade e o material em suspensão, constituído predominantemente
por Microcystis aeruginosa e Cylindrospermopsis raciborskii. Para o autor, entretanto,
não foi possível determinar se o efeito sobre o organismo-teste resultou da eventual
produção de toxinas, não liberadas no meio, ou de processos mecânicos que teriam
inibido a taxa de filtração.
Dentre as cianobactérias registradas nos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão (Capítulo 1, item 1.4.2), espécies dos gêneros Aphanocapsa, Microcystis,
Cylindrospermopsis, Planktothrix, Anabaena e Oscillatoria, são descritas na literatura
como produtoras de toxinas (SIVONEN, 1996; SIVONEN e JONES, 1999; YOO et al.,
1995). Apesar de não terem sido detectadas microcistinas extracelulares na água dos
reservatórios, a ingestão de células de Microcystis poderia ter causado efeito tóxico aos
dafinídeos, uma vez que as espécies do gênero foram dominantes em ambos os
reservatórios e microcistinas totais foram detectadas nos extratos brutos das florações.
96
Estudos com Daphnia pulex mostram que a presença de uma linhagem tóxica de
M. aeruginosa em densidade de 1,0 – 3,2 × 10
4
cel/mL é suficiente para causar
mortalidade a esse dafinídeo (DeMOTT et al., 1991; REINIKAINEN et al., 1994). No
presente trabalho, considerando que a densidade das formas coloniais e filamentosas foi
subestimada pelo método de contagem (ind/mL), as maiores densidades de
cianobactérias registradas para os reservatórios de Barra Bonita, (5 × 10
3
ind/mL
03/03/06) e Promissão (1 × 10
4
ind/mL em 17/03/06) poderiam ser superiores à dos
estudos citados, indicando células e toxinas de Microcystis como responsáveis pelo
efeito tóxico aos dafinídeos.
Por outro lado, apesar de não terem sido analisados no presente trabalho, estudos
apontam os metais como responsáveis por efeitos adversos a organismos em
reservatórios do rio Tietê, SP.
Rodgher (2001) observou aumento da toxicidade aguda da água e do sedimento
para Daphnia similis ao longo dos reservatórios em cascata do rio Tietê, ao contrário do
observado nos testes de toxicidade crônica para Ceriodaphnia dubia, em que os efeitos
deletérios diminuíram. O autor encontrou fração biodesponível de metais elevada e
destacou a influência de fatores como pH, dureza e material em suspensão na
biodisponibilidade de poluentes.
Paschoal (2002) observou toxicidade aguda e crônica do sedimento total do
reservatório de Barra Bonita para diversos organismos-teste (Chironomus xanthus, D.
similis, C. dubia, Vibrio fisheri e Spirillum volutans). O estudo de Avaliação e
Identificação da Toxicidade (AIT) indicou os metais como uma das classes de
compostos químicos responsáveis pela toxicidade no reservatório.
Silvério et al. (2005) encontraram uma associação entre os baixos valores de pH,
monitorados nos testes com amostras de sedimento do reservatório de Barra Bonita, e os
97
baixos números de neonatas produzidas por fêmeas de C. dubia. Segundo os autores, o
pH poderia ter causado efeitos subletais aos organismos, devido à ocorrência de
sinergismo entre a redução do mesmo e o aumento na concentração de metais
biodisponíveis nos sedimentos.
Entretanto, o fato de a maioria das espécies dominantes no reservatório de Barra
Bonita, entre elas Anabaena spiroides e Microcystis spp., serem grandes produtoras de
polissacarídeos extracelulares ou exopolissacarídeos, que podem complexar metais,
controlando a disponibilidade (LOMBARDI e VIEIRA, 1998; VIEIRA, 2002) e a
toxicidade dos mesmos, deve ser considerado.
Oliveira-Neto et al. (2003) verificaram redução da toxicidade aguda de metais
para Ceriodaphnia silvestrii na presença de exopolissacarídeos produzidos por
cianobactérias, clorofíceas e diatomáceas. A adição de exopolissacarídeos de Anabaena
spiroides reduziu a toxicidade aguda do cobre para Ceriodaphnia cornuta (CHOUERI,
2004) e para Simocephalus serrulatus (NOGUEIRA et al., 2005). Rodgher (2005)
observou que elevadas densidades (10
6
cel/mL) de Microcystis aeruginosa reduziram a
toxicidade do cádmio para Daphnia similis, e inferiu que esse resultado pode estar
relacionado com a capacidade da cianobactéria em reter o cádmio.
Todavia, considerando que os cladóceros consomem exopolissacarídeos
(CHOUERI et al., 2007; NOGUEIRA et al., 2005), o metal complexado ao alimento
pode se tornar livre no trato intestinal, devido à natureza ácido-redutora do mesmo,
podendo ser excretado junto às fezes ou assimilado, causando toxicidade.
No presente trabalho, a toxicidade aos dafinídeos foi observada principalmente
para amostras coletadas entre 0 e 15 m de profundidade, onde a densidade de
cianobactérias foi maior, e não para as de 20 e 25 m, onde o pH apresentou tendência à
acidez e a concentração de oxigênio dissolvido foi muito baixa ou nula (anoxia),
98
condições que poderiam favorecer o potencial tóxico de certas substâncias, como os
metais. Assim, pode-se supor que o efeito tóxico sobre os dafinídeos foi causado
principalmente pelas cianobactérias, com contribuição dos metais.
Apesar de a Resolução CONAMA nº. 357/2005 estabeler como condição de
qualidade para águas de Classe 2 a não verificação de efeito tóxico crônico a
organismos, a observação de toxicidade aguda a dafinídeos para amostras de água de
ambos os reservatórios, principalmente Barra Bonita, é um alerta para o estado de
degradação dos mesmos.
Em relação aos extratos brutos de florações de cianobactérias oriundas de ambos
os reservatórios, todos causaram toxicidade aguda aos dafinídeos. Para o reservatório de
Barra Bonita, os extratos brutos de 03/03/06 e de 15/07/06 resultaram em menores
valores de CE50;48h, isto é, foram mais tóxicos aos dafinídeos do que os de 14/03/06
(Figura 2.7; Tabela 2.3; Apêndice B). Para o reservatório de Promissão, os extratos
brutos de 08/03/06 foram mais tóxicos aos dafinídeos do que os de 17/03/06 (Figura
2.7; Tabela 2.4; Apêndice B).
Os extratos brutos de Barra Bonita 14/03/06 foram mais tóxicos para C. dubia,
uma vez que os valores de CE50;48h foram de 1,9 a 2,9 vezes menores do que os de C.
silvestrii. De acordo com Christoffersen (1996), a concentração de toxina que um
organismo pode tolerar depende da toxicidade das células de cianobactérias, da
eficiência de assimilação do organismo e da sensibilidade do organismo à toxina em
questão. É possível que C. dubia seja mais sensível do que C. silvestrii a um ou mais
compostos presentes no extrato bruto de Barra Bonita 14/03/06. Segundo Ferrão-Filho
et al. (2000), as diferenças na sensibilidade entre cladóceros parecem estar mais
relacionadas à história de vida do que à origem geográfica.
99
Barra Bonita
03/03/06 14/03/06 15/07/06
0
100
200
300
400
500
600
700
800
CE50 mg/L
C.dubi a
245 104 348 168 209 104 325 174 444 273 459 283 400 156 293 97 361 87
C.silvestrii
273 117 273 135 235 138 591 510 617 532 576 532 713 408 546 594 429 400 139 283 111 325 98
24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h
1234123456123
Promissão
08/03/06 17/03/06
0
100
200
300
400
500
600
700
800
CE50 mg/
L
C.dubia
565,59 174,11 443,83 174,11 348,22 146,41 492,46 246,23 428,71 466,89 292,22
C.silvestrii
527,80 256,18 401,16 110,46 308,44 219,36 339,02 624,57 324,90 712,72 390,8
6
24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h
12341234
Figura 2.7 – Valores de CE50;24h e CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade aguda com os extratos brutos de
florações de cianobactérias coletadas em diferentes datas de 2006 nos reservatórios de Barra
Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP.
Para C. dubia, os valores de CE50;24h foram de 1,6 a 4,1 vezes maiores do que
os de CE50;48h, sendo que as menores variações foram registradas para os extratos de
Barra Bonita 14/03/06 e as maiores para os de Barra Bonita 15/07/06 e de Promissão
08/03/06. Para C. silvestrii, os valores de CE50;24h foram de 1,1 a 3,6 vezes maiores do
que os de CE50;48h, sendo que as menores variações também foram observadas para os
100
extratos de Barra Bonita 14/03/06 e as maiores para os de Barra Bonita 15/07/06. Isso
indica que o efeito tóxico aos organismos pode aumentar com o tempo de exposição dos
mesmos aos extratos brutos de cianobactérias.
Tabela 2.3 – Valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera) expostas a extratos brutos de cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, Médio
rio Tietê, SP, em alguns trabalhos realizados.
C.dubia C.silvestrii
Referência Coleta
CE50;48h (IC95%) mg/L CE50;48h (IC95%) mg/L
Nov/2002 235 (201 – 275) 258 (228 – 291) Okumura (2004)
Nov/2002 - 107,17 (86,35 – 133,03)
- 100,39 (82,19 – 122,64)
Sotero-Santos et al.
(2006)
Nov/2002 290 (240 – 370) 90 (70 – 110) Minillo (2005)
Fev/2003 540 (470 – 630) 470 (400 – 560)
Abr/2003 470 (400 – 560) 360 (300 – 430)
Jun/2003 1200 (1050 – 1450) 510 (410 – 630)
Ago/2003 1120 (1960 – 1310) 1070 (730 – 1570)
Out/2003 410 (350 – 490) 600 (500 – 720)
03/03/06 103,53 – 168,18 116,57 – 137,96 Presente trabalho
14/03/06 174,11– 282,84 408,26– 546,42
15/07/06 87,06 – 156,05 98,28 – 139,06
IC95% = intervalo de confiança 95%
101
Tabela 2.4 – Valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera) expostas a extratos brutos de cianobactérias do reservatório de Promissão, Médio rio
Tietê, SP, em alguns trabalhos realizados.
C.dubia C.silvestrii
Referência
Coleta
CE50;48h (IC95%) mg/L CE50;48h (IC95%) mg/L
Nov/2002 450 (360 – 560) 490 (400 – 610) Minillo (2005)
Fev/2003 520 (340 – 580) 1080 (390 – 1320)
Abr/2003 670 (610 – 730) 430 (360 – 500)
Jun/2003 1120 (1000 – 1250) 790 (670 – 940)
Ago/2003 ND ND
Out/2003 1700 (1650 – 1800) 1200 (1120 – 1290)
08/03/2006 146,41 – 174,11 110,46 – 256,18
17/03/2006 246,23 – 428,71 324,90 – 390,86
Presente
trabalho
IC95% = intervalo de confiança 95% ND = não determinado
Minillo (2005) analisou a toxicidade de florações de cianobactérias nos
reservatórios do Médio e Baixo rio Tietê, SP, e constatou que a maioria das amostras
coletadas apresentou efeito tóxico aos cladóceros Daphnia similis, C. dubia e C.
silvestrii. O autor considerou D. similis mais sensível, C. silvestrii, de sensibilidade
intermediária, e C. dubia, mais tolerante.
Mendonça et al. (2006) utilizaram C. silvestrii para analisar o efeito tóxico
agudo de extratos brutos de florações de cianobactérias (compostas por Microcystis
panniformis, M. aeruginosa, Anabaena circinalis, Cylindrospermopsis raciborskii e
Planktothrix agardhii), ocorridas em reservatórios de abastecimento humano no Rio
Grande do Norte. O valor de CL50;48h foi de 105,79 mg/L para o reservatório de
Armando Ribeiro Gonçalves, e de 38,15 mg/L e 149,89 mg/L para o reservatório de
Gargalheiras.
102
De modo geral, não foi observada uma relação direta entre a concentração de
microcistinas e a toxicidade dos extratos brutos de cianobactérias para os dafinídeos, ou
seja, extratos com concentrações de microcistinas relativamente baixas (191,87 e 253,29
µg/L) resultaram em valores de CE50 próximos daqueles de extratos com elevadas
concentrações dessas toxinas (1194,84 µg/L) e vice-versa (Figura 2.8). Tal fato também
foi observado em outros estudos (JUNGMANN e BENNDORF, 1994; MINILLO,
2005; OKUMURA et al. 2007).
0
100
200
300
400
500
600
0 100 200 300 400 500 600 700 800 900 1000 1100 1200
Microcistinas (µg/L)
CE50;48h (mg/L
)
C.dubia C.silvestrii
Figura 2.8 – Concentrações de microcistinas totais dos extratos brutos de cianobactérias dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, e respectivos valores de
CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).
Okumura et al. (2007) atribuíram ao efeito combinado de diferentes tóxicos
(cianotoxinas, metais e hidrocarbonetos aromáticos policíclicos) a maior toxicidade dos
extratos brutos de florações dos reservatórios Barra Bonita e Ibitinga em relação a uma
linhagem tóxica de Microcystis aos dafinídeos C. silvestrii, C. dubia e D. similis, apesar
da maior quantidade de microcistinas na última.
DeMott et al. (1991) testou células, extratos e microcistina-LR purificada da
linhagem PCC7820 de Microcystis aeruginosa, e observou toxicidade ao copépodo
103
Diaptomus birgei e aos dafinídeos Daphnia pulicaria, D. hyalina e D. pulex. Contudo,
outros estudos fornecem evidências de que as microcistinas não são os únicos
compostos que têm efeitos adversos sobre o zooplâncton.
Nizan et al. (1986) mostraram que linhagens de M. aeruginosa reduziram a
ingestão de alimento em Daphnia magna, outras causaram mortalidade de dafinídeos
jovens e adultos. No entanto, não foram encontradas relações entre bloqueio da
ingestão, letalidade a dafinídeos e fatores que matam camundongos, uma vez que
linhagens consideradas não tóxicas para camundongos apresentaram efeitos tóxicos à
Daphnia. Assim, os autores sugerem que vários princípios tóxicos são responsáveis por
diferentes manifestações tóxicas, a curto prazo.
Jungmann (1992) testou extratos aquosos de Microcystis PCC7806 e encontrou
alta toxicidade para Daphnia pulicaria em uma fração livre de microcistina, e concluiu
que Microcystis contém outros compostos, além de microcistinas, que são mais tóxicos
para Daphnia. Esses compostos, não identificados, foram denominados de DTC –
Daphnia toxic compound (composto tóxico à Daphnia) por Jungmann e Benndorf
(1994). Os autores detectaram DTC em amostras naturais de Microcystis, em
concentrações maiores do que em linhagens cultivadas em laboratório.
Portanto, além das microcistinas, outros compostos bioativos produzidos pelas
cianobactérias poderiam conferir potencial tóxico aos extratos brutos.
Jakobi et al. (1996) isolaram um depsipeptídeo cíclico, a cianopeptolina SS, de
uma floração dominada por Microcystis aeruginosa em Leipizig, Alemanha.
Cianopeptolina SS foi mais tóxica a Daphnia magna do que microcistina-LR, mas não
teve efeito tóxico sobre hepatócitos isolados de ratos.
Pietsch et al. (2001) demonstrou que compostos como lipopolissacarídeos (LPS)
poderiam promover efeitos de modulação da toxicidade, com inibição de processos
104
enzimáticos de desintoxicação em microcrustáceos. Os LPS estariam reduzindo
expressivamente a ação da atividade de enzimas, como a glutationa S-transferase e as
peroxidases, ambas responsáveis pelas vias de metabolização e excreção de substâncias
tóxicas.
Agrawal et al. (2005) mostraram que a linhagem tóxica PCC 7806 de
Microcystis aeruginosa contém vários inibidores, de natureza química ainda
desconhecida, com diferentes especificidades contra as duas maiores classes de
proteases digestivas, tripsina e quimotripsina, em Daphnia magna.
Os compostos acima citados não foram analisados no presente trabalho, contudo,
pode-se supor que a presença dos mesmos aumentaria o potencial tóxico dos extratos
brutos de cianobactérias aos dafinídeos, explicando a maior toxicidade de extratos com
concentrações relativamente baixas de microcistinas (191,87 e 253,29 µg/L) em relação
àqueles com elevada concentração dessas toxinas (1194,84 µg/L).
2.4.4. Testes de toxicidade crônica
A sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii foi
significativamente afetada pelas concentrações mais altas (80 – 320 mg/L) dos extratos
brutos de florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, Médio rio Tietê, SP (Figuras 2.9, 2.10, 2.11 e 2.12; Tabela 2.5; Apêndice
B). Essas concentrações, por conseqüência, também exerceram efeito negativo sobre a
reprodução dos dafinídeos. Ao contrário, nas menores concentrações testadas (6,25 – 80
mg/L), a reprodução foi, inclusive, estimulada, sendo, muitas vezes, significativamente
105
superior à do controle, em especial para C. dubia (Figuras 2.13 e 2.14; Tabela 2.5;
Apêndice B). Não foi observado efeito dose-reposta sobre a reprodução dos dafinídeos.
Barra Bonita 03/03/06
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
controle
5 mg/L
10 mg/L
20 mg/L
40 mg/L
80 mg/L
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
controle
5 mg/L
10 mg/L
20 mg/L
40 mg/L
80 mg/L
Figura 2.9 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
floração de cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, no Médio rio Tietê, SP, coletada em
03/03/2006.
As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao
controle.
106
Barra Bonita 14/03/06
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
controle
10 mg/L
20 mg/L
40 mg/L
80 mg/L
160 mg/L
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
di as
% sobrevivência
controle
20 mg/L
40 mg/L
80 mg/L
160 mg/L
320 mg/L
Figura 2.10 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
floração de cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, coletada em
14/03/2006.
As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao
controle.
107
Promissão 08/03/06
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
di as
% sobrevivência
controle
6,25 mg/L
12,5 mg/L
25 mg/L
50 mg/L
100 mg/L
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
di as
% sobrevivência
controle
6,25 mg/L
12,5 mg/L
25 mg/L
50 mg/L
100 mg/L
Figura 2.11 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
floração de cianobactérias do reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletada em
08/03/2006.
As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao
controle.
108
Promissão 17/03/06
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
di as
% sobrevivência
controle
12,5 mg/L
25 mg/L
50 mg/L
100 mg/L
200 mg/L
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
di as
% sobrevivência
controle
12,5 mg/L
25 mg/L
50 mg/L
100 mg/L
200 mg/L
Figura 2.12 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
floração de cianobactérias do reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletada em
17/03/2006.
As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao
controle.
De modo geral, a reprodução de C.dubia foi maior do que a de C. silvestrii.
Durante os testes, para as duas espécies, foram observadas neonatas mortas, as
quais, no entanto, não foram consideradas, uma vez que são computadas apenas as
neonatas vivas, para a análise dos dados de reprodução (ABNT, 2005).
109
Um número maior de testes deveria ser realizado, com fator de diluição menor
para não ter concentrações muito espaçadas e, assim, observar melhor os efeitos
subletais dos extratos brutos sobre os dafinídeos.
Barra Bonita
03/03/2006
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 (controle) 5 10 20 40 80
mg/L
média neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
14/03/2006
0
5
10
15
20
25
30
35
40
0 (controle) 10 20 40 80 160 320
mg/L
média neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
Figura 2.13 – Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos
brutos de florações de cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP,
coletadas em 03/03/06 e 14/03/06.
Barras de erros correspondem ao desvio padrão. As barras em
destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao controle.
110
O resultado do teste com extrato bruto de floração de cianobactérias coletada no
reservatório de Promissão em 08/03/06 não foi considerado válido para C. silvestrii,
uma vez que 60% ou mais das fêmeas adultas sobreviventes no controle não produziram
o mínimo de 15 organismos jovens ao final do teste (ABNT, 2005).
Promissão
08/03/2006
0
6
12
18
24
30
36
42
0 (controle) 6,25 12,5 25 50 100
mg/L
média neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
17/03/2006
0
6
12
18
24
30
36
42
0 (controle) 12,5 25 50 100 200
mg/L
média neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
Figura 2.14 – Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos
brutos de cianobactérias do reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletadas em
08/03/06 e 17/03/06.
Barras de erros correspondem ao desvio padrão. As barras em destaque
representam diferença estatisticamente significativa em relação ao controle.
111
Tabela 2.5 – Significância estatística da percentagem de sobrevivência e do número médio de
neonatas vivas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera) durante os testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de florações de
cianobactérias dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP, coletadas em
diferentes datas de 2006.
Sobrevivência (%)
nº. médio de neonatas
Material Concentração do
extrato bruto (mg/L)
C.dubia C.silvestrii C.dubia C.silvestrii
0 (controle) 100 90 19,9 ± 2,0 14,2 ± 5,0
5 90 90 24,2 ± 11,8 18,6 ± 8,6
10 100 70 27,5 ± 7,2 16,7 ± 12,2
20 100 100 25,1 ± 3,5 31,2* ± 3,9
40 90 90 17,2 ± 7,7 17,9 ± 7,4
Barra
Bonita
03/03/06
80 30* 30* 3,1* ± 4,5 0,1* ± 0,3
0 (controle) 100 100 17,5 ± 3,5 16,0 ± 7,5
10 70 - 20,0 ± 14,1 -
20 100 90 31,6* ±3,0 17,4 ± 10,7
40 100 100 28,9* ± 3,5 22,0 ± 10,1
80 80 90 21,7 ± 10,2 27,9* ± 4,0
160 10* 60* 0,3* ± 0,7 0* ± 0
Barra
Bonita
14/03/06
320 - 0* - 0* ± 0
0 (controle) 100 80† 18,0 ± 2,7 11,3† ± 6,4
6,25 90 20* 28,2* ± 3,2 2,5* ± 5,3
12,5 100 60 26,6* ± 8,9 8,0 ± 6,0
25 100 40 26,2* ± 5,5 6,2 ± 5,8
50 90 80 22,0 ± 7,4 6,7 ± 3,6
Promissão
08/03/06
100 0* 10* 1,0* ± 3,2 0* ± 0
0 (controle) 100 100 24,0 ± 4,0 21,0 ± 10,0
12,5 100 90 33,5* ± 7,3 22,1 ± 9,0
25 100 100 36,8* ± 3,3 26,5 ± 9,6
50 100 100 35,8* ± 5,0 28,5 ± 12,3
100 50* 40* 12,8* ± 11,9 4,5* ± 6,3
Promissão
17/03/06
200 0* 0* 0* ± 0 0* ± 0
*diferença estatisticamente significativa em relação ao controle (p < 0,05)
†resultado não válido
- = não realizado
112
Okumura et al. (2007), analisando a toxicidade crônica do extrato bruto de
cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, observaram um efeito dose-resposta
para a reprodução de C. silvestrii, ou seja, à medida que a concentração do extrato
aumentava, a produção de neonatas diminuía, sendo essa diminuição estatisticamente
significativa nas maiores concentrações testadas (25, 50 e 100 mg/L). A sobrevivência
do cladócero foi significativamente afetada na concentração mais alta (100 mg/L).
Chen et al. (2005) observaram mudanças ultraestruturais, indicando que o canal
alimentar poderia ser o órgão alvo afetado por exposição de D. magna à microcistina-
LR purificada (2000 µg/L). Assim, para Thostrup e Christoffersen (1999), os
organismos poderiam ser levados ao definhamento por restrição alimentar e/ou não
aproveitamento dos nutrientes, devido ao comprometimento da assimilação/absorção
pelas células epiteliais danificadas do canal alimentar.
Segundo DeMott et al. (1991), a inibição da alimentação poderia ser uma
adaptação comportamental para evitar ingerir toxinas ou uma conseqüência direta de
envenenamento.
Thostrup e Christoffersen (1999) relatam que a presença de Microcystis
aeruginosa CYA 228/1 reduziu a taxa de alimentação, a sobrevivência, o crescimento e
a reprodução de Daphnia magna. Para os autores, esses resultados indicam que a
microcistina tem efeitos tóxicos diretos sobre os processos de vida de D. magna. Ferrão-
Filho et al. (2000) observaram que Microcystis inibiu a taxa de alimentação dos
cladóceros Daphnia pulex e Moina micrura.
No entanto, Rohrlack et al. (1999), usando um clone mutante de Microcystis
PCC7806 que não era capaz de sintetizar qualquer variante de microcistina, provaram
que essa toxina era a causa da mortalidade em Daphnia galeata, mas não era
responsável pela inibição da alimentação. Os autores não encontraram relação entre a
113
presença de microcistinas e a inibição de ingestão, e concluíram que o envenenamento
de Daphnia e a inibição da ingestão eram causados por diferentes fatores de
Microcystis.
Portanto, as microcistinas exercem efeito adverso sobre a sobrevivência. Desse
modo, os organismos expostos a altas concentrações do extrato bruto alocariam energia
para desintoxicação, comprometendo, assim, o desenvolvimento, bem como a
reprodução.
Chen et al. (2005) observaram que, após 21 dias de exposição, baixas
concentrações de microcistina-LR purificada (< 113 µg/L) não tiveram efeitos
deletérios sobre Daphnia, ao contrário, efeitos estimuladores foram detectados, assim
como no presente trabalho. A reprodução foi significativamente superior à do controle
em 113 µg/L de microcistina. No entanto, em concentrações maiores, eles constataram
redução significativa da sobrevivência (640 – 2000 µg/L), bem como efeito dose-
resposta na reprodução (360 – 2000 µg/L). Os autores atribuíram o efeito estimulante de
baixas concentrações sobre crescimento e reprodução à estrutura da toxina. O número
de átomos de oxigênio e nitrogênio na molécula de microcistina poderia ser capaz de
quelar íons metálicos, tais como cálcio, ferro e zinco. Assim, as toxinas poderiam ajudar
a absorção de nutrientes, especialmente, minerais, em Daphnia.
Ainda, o aumento na reprodução dos cladóceros pode ser uma resposta à
presença de tóxicos, a fim de garantir a sobrevivência da espécie.
Segundo Lampert (1987), algas, bactérias e protozoários, além de detritos, são os
itens alimentares de dafinídeos. Supõe-se que, nos extratos brutos, haveria outros
compostos que poderiam servir de nutrientes para os dafinídeos e, assim, junto com o
alimento fornecido (alga clorofícea e alimento composto) durante os testes, permitir
maior reprodução do que no controle. De fato, nos testes de toxicidade aguda (48
114
horas), em que os organismos não são alimentados, observou-se que, nas menores
concentrações dos extratos, principalmente em 50 mg/L, as neonatas de C. dubia, em
especial, ficavam maiores, mais coradas e ativas do que no controle e nas maiores
concentrações. Portanto, haveria alguma fonte de alimento para os organismos. Além
disso, pode ter havido proliferação de bactérias e outros microrganismos nas soluções
dos extratos, uma vez que foi detectado processo de decomposição (odor e redução do
pH e da concentração de oxigênio dissolvido), fornecendo mais alimento aos dafinídeos.
Estudos mostram a ingestão de exopolissacarídeos de Anabaena spiroides por
Simocephalus serrulatus (NOGUEIRA et al., 2005) e Ceridaphnia cornuta (CHOUERI
et al., 2007). C. cornuta apresentou expressivo sucesso reprodutivo e crescimento
somático acentuado, então, o autor considerou os exopolissacarídos um alimento de boa
qualidade, capaz de suprir as necessidades nutricionais para sustentar uma população do
cladócero. Considerando que algas e cianobactérias são grandes produtoras de
exopolissacarídeos (VIEIRA, 2002), esses compostos estariam presentes nos extratos
brutos, proporcionando uma fonte de alimento a mais para os dafinídeos.
De acordo com Kilham et al. (1997), a quantidade de alimento é tão importante
quanto sua qualidade sobre a fecundidade, o crescimento e a sobrevivência dos
organismos. Assim, no presente trabalho, os extratos brutos de cianobactérias podem ter
fornecido uma quantidade adicional de compostos orgânicos, como carboidratos,
proteínas e lipídios, aumentando o valor nutritivo do meio, o que foi especialmente
importante nas menores concentrações testadas. Por outro lado, nas maiores
concentrações dos extratos, é provável que o efeito tóxico das microcistinas tenha
predominado sobre o valor nutricional.
O zooplâncton pode ser veículo potencial na transferência de cianotoxinas para
níveis tróficos superiores na cadeia alimentar, pois é um dos mais importantes elos entre
115
os produtores e consumidores maiores, e estudos comprovam a bioacumulação dessas
toxinas por essa comunidade (CHEN et al., 2005; FERRÃO-FILHO, 2002;
THOSTRUP e CHRISTOFFERSEN, 1999) e por peixes (MAGALHÃES et al., 2000;
SOARES et al., 2004).
Além disso, quando as toxinas são liberadas para o ambiente aquático elas
podem persistir por dias, semanas ou meses (HARADA et al., 1996; INAMORI, et al.,
1998; YOO et al., 1995).
Os resultados indicam que, no caso de um colapso da floração de cianobactérias
em ambiente natural, pode haver problemas ecológicos e de saúde pública no sistema,
uma vez que há efeitos adversos sobre a comunidade zooplanctônica, bem como
comprometimento dos usos múltiplos da água (dessedentação de animais, recreação,
irrigação, turismo, pesca, aqüicultura, abastecimento) (Figura 2.15).
Figura 2.15 – Pessoas pescando (a) e peixe morto (b) às margens do reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, durante floração de cianobactérias.
Portanto, a redução da eutrofização, com conseqüente diminuição na ocorrência
de florações de cianobactérias nos reservatórios tropicais, é uma ação prioritária para a
manutenção da qualidade da água, visando à proteção da saúde humana e conservação
da diversidade da biota natural.
a
b
116
2.5. Conclusões
As amostras de água dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio
Tietê, SP, causaram efeito tóxico aos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera), sendo que as do primeiro reservatório foram
mais tóxicas.
A toxicidade aos organismos pode ter sido causada por compostos tóxicos
(metais) ou por cianobactérias (ação tóxica ou mecânica) presentes na água dos
reservatórios.
Os extratos brutos de florações de cianobactérias, oriundas dos reservatórios de
Barra Bonita e Promissão, causaram toxicidade aguda aos dafinídeos.
Os efeitos observados dos extratos brutos sobre os dafinídeos revelaram que
existem fatores interferentes na toxicidade, como, por exemplo, a presença de
outros compostos bioativos produzidos pelas cianobactérias, que podem
aumentar o potencial tóxico de extratos com menor concentração de
microcistinas, fazendo com que sejam mais tóxicos do que outros, com maior
concentração.
De modo geral, as duas espécies de dafinídeos apresentaram sensibilidade
equivalente em relação à toxicidade dos extratos brutos de cianobactérias.
117
Elevadas concentrações de microcistinas totais (191,87 – 1646,56 µg/L) foram
detectadas nos extratos brutos obtidos a partir da “nata” concentrada das
florações de cianobactérias provenientes dos reservatórios.
Os efeitos adversos sobre a sobrevivência e a reprodução dos dafinídeos por
altas concentrações de extrato bruto de cianobactérias indicam possíveis riscos
para a comunidade litorânea dos reservatórios, uma vez que a “nata” das
florações se concentra nas margens.
A exposição dos dafinídeos às florações de cianobactérias no ambiente pode
afetar a estrutura da comunidade zooplanctônica, visto que foram observados
efeitos tanto negativo como positivo, dependendo da concentração do extrato,
sobre a reprodução dos mesmos.
Os resultados mostram que os usos múltiplos dos reservatórios do rio Tietê estão
limitados ou comprometidos, principalmente aqueles que implicam em riscos à
saúde humana (recreação, irrigação, pesca, aqüicultura, abastecimento) e à biota
natural (dessedentação, proteção).
118
CAPÍTULO 3
Avaliação da variação temporal da toxicidade de uma
linhagem de Microcystis aeruginosa a dafinídeos
119
3.1. Introdução
O crescente processo de eutrofização dos corpos de água tem como principal
conseqüência o aumento na ocorrência de florações de cianobactérias, as quais podem
produzir e liberar toxinas e, assim, implicar em riscos para a saúde humana e para a
biota natural (AZEVEDO, 2000).
A produção de toxinas pode ser influenciada por diversos fatores, tais como fase
de crescimento, intensidade luminosa, pH (SONG et al., 1998), temperatura,
concentração de nutrientes, especialmente nitrogênio e fósforo (GUPTA et al., 2001;
JACOBY et al., 2000), presença de elementos traço (LYCK et al., 1996), variação
genética (BITTENCOURT-OLIVEIRA et al., 2001) e pressão de herbivoria
(AGRAWAL et al., 2005).
Algumas das cianobactérias produzem toxinas durante todos os estágios de
crescimento, enquanto outras produzem maiores quantidades durante um estágio
específico. Além disso, algumas cianobactérias retêm as toxinas dentro das células
durante a maior parte do ciclo de vida, enquanto outras as liberam no meio circundante
à medida que são produzidas (YOO et al., 1995).
De acordo com Sipaúba e Rocha (2001), nos cultivos de espécies
fitoplanctônicas como as cianobactérias, o termo crescimento refere-se às mudanças
pelas quais a cultura passa, e é composto por distintas fases:
120
Fase de indução ou lag: a maioria das células é viável, mas não está em
condições de se dividir imediatamente. Primeiramente, enzimas requeridas para
o crescimento sob as novas condições devem ser sintetizadas. Então, não há
aumento no número de células nessa fase.
Fase exponencial ou log: as células começam a dividir-se regularmente a uma
taxa constante. A taxa de crescimento é máxima nessa fase e varia conforme a
espécie.
Fase de redução do crescimento: o tempo requerido para a duplicação celular
aumenta, reduzindo assim a taxa de crescimento. Isso pode ocorrer devido à
diminuição na disponibilidade de nutrientes no meio, ao aumento da
concentração de metabólitos ou às alterações em diversos fatores ambientais,
tais como pH, temperatura, entre outros, os quais podem reduzir a atividade
fotossintética. Ela pode, ainda, ser decorrente da elevação da densidade
populacional e da conseqüente diminuição da disponibilidade de luz por unidade
celular (auto-sombreamento).
Fase estacionária: a taxa de crescimento é compensada pela taxa de mortalidade,
assim, a população não aumenta. Em volume limitado e cultivo estático, há
vários fatores que atuam nesse sentido, como a exaustão de nutrientes (nitrato,
fosfato, ferro), diminuição do CO
2
ou do O
2
no meio, alteração do pH do meio,
acúmulos de produtos tóxicos.
Fase senescente ou de declínio: fase na qual a taxa de mortalidade das células é
maior que a taxa de reprodução e formação de novas células. O número de
células viáveis decresce geometricamente.
121
Durante a senescência e lise das florações de cianobactérias, as toxinas são
liberadas nos ambientes aquáticos e muitos organismos, tais como aves aquáticas,
bactérias heterotróficas, fitoplâncton, macrófitas, protozoários, zooplâncton,
macroinvertebrados, peixes, animais domésticos e selvagens, podem entrar em contato
direto com as mesmas (CHRISTOFFERSEN, 1996; PFLUGMACHER et al., 1999).
Segundo Christoffersen (1996), o conhecimento das conseqüências ecológicas de
toxinas de cianobactérias em ambientes aquáticos é fragmentado, contudo, possíveis
riscos podem ser identificados: diminuição do crescimento de organismos microbianos,
redução do potencial de herbivoria do zooplâncton, deficiência no desenvolvimento e
estabelecimento de espécies sensíveis e acúmulo e transferência de toxinas nas cadeias
alimentares, além da diminuição e/ou modificação da diversidade de espécies aquáticas
(AZEVEDO, 2000).
A literatura a respeito dos efeitos de cianobactérias tóxicas sobre crescimento,
sobrevivência, alimentação e comportamento de copépodos e, principalmente, de
cladóceros é extensiva, porém conflitante (CHRISTOFFERSEN, 1996). Há evidências
de que as cianobactérias exercem efeitos deletérios sobre o zooplâncton, entretanto tais
efeitos são muito variáveis entre gêneros e espécies, e mesmo entre clones de espécies
zooplanctônicas (GILBERT, 1990). Uma das principais questões ainda a ser resolvida é
se os efeitos inibitórios observados são devido ao suposto baixo valor nutricional das
cianobactérias (TALAMONI, 1995), às cianotoxinas conhecidas (DeMOTT et al., 1991;
ROHRLACK et al., 1999) ou a outros compostos não identificados (AGRAWAL et al.,
2005; JUNGMANN, 1992; JUNGMANN e BENNDORF 1994).
A maioria dos estudos sobre as interações entre cianobactérias e zooplâncton tem
focado os efeitos de linhagens tóxicas de cianobactérias isoladas e cultivadas em
condições de laboratório (AGRAWAL et al., 2005; CHEN et al., 2005; DeMOTT et al.,
122
1991; FERRÃO-FILHO et al., 2000; JUNGMANN, 1992; MONTEIRO, 2001; NIZAN
et al., 1986; REINIKAINEN et al., 1994; ROHRLACK et al., 1999; THOSTRUP e
CHRISTOFERSEN, 1999).
Uma diferença principal no delineamento desses estudos está relacionada ao fato
de os organismos serem expostos às cianotoxinas dissolvidas na água (AGRAWAL et
al., 2005; CHEN et al., 2005; DeMOTT et al., 1991; JUNGMANN, 1992; JUNGMANN
e BENNDORF, 1994; LAWTON et al., 1994; MINILLO et al., 2000; MINILLO, 2005;
OKUMURA et al., 2007; SOTERO-SANTOS et al., 2006) ou alimentados com
cianobactérias tóxicas (FERRÃO-FILHO et al., 2000; FERRÃO-FILHO e AZEVEDO,
2002; MONTEIRO, 2001; NIZAN et al., 1986; REINIKAINEN et al., 1994;
ROHRLACK et al., 1999; THOSTRUP e CHRISTOFFERSEN, 1999).
Microcystis é um dos gêneros mais freqüentes nas florações de cianobactérias
dos sistemas aquáticos brasileiros, sendo M. aeruginosa a espécie mais bem distribuída
(AZEVEDO, 2002), e as microcistinas, hepatotoxinas por ela produzidas, o grupo de
toxinas melhor conhecido e mais extensivamente estudado (FALCONER, 1999;
FASTNER et al., 1999).
Considerando que células livres de Microcystis foram dominantes no
reservatório de Barra Bonita e, principalmente, no de Promissão (Capítulo 1), e que a
fase de crescimento da floração pode influenciar a toxicidade da mesma, no presente
capítulo, foram analisados os efeitos de extratos de uma linhagem tóxica de Microcystis
aeruginosa, em diferentes estágios de crescimento, sobre dafinídeos.
123
3.2. Objetivos
3.2.1. Geral
Analisar a variação temporal da toxicidade de uma linhagem tóxica de
Microcystis aeruginosa, em diferentes estágios de crescimento populacional, sobre
dafinídeos, por meio de testes ecotoxicológicos.
3.2.2. Específicos
Determinar a curva de crescimento da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa, sob condições controladas.
Analisar microcistinas totais nos extratos de culturas da linhagem, em diferentes
estágios de crescimento.
Verificar em que fase do crescimento populacional da linhagem ocorre maior
produção de microcistinas.
124
Avaliar a toxicidade aguda de extratos de culturas da linhagem de Microcystis,
em diferentes estágios do crescimento populacional, sobre os dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).
Avaliar os efeitos da linhagem, em diferentes fases de crescimento, sobre a
sobrevivência e a reprodução dos dafinídeos.
Verificar em que fase de crescimento a linhagem pode causar mais efeitos
adversos à biota aquática.
Comparar a sensibilidade de C. dubia (espécie exótica) e de C. silvestrii (espécie
nativa) a extratos de culturas da linhagem, em diferentes estágios de crescimento
populacional.
125
3.3. Materiais e Métodos
3.3.1. Cultivo e determinação da curva de crescimento da linhagem NPLJ-4
de Microcystis aeruginosa sob condições controladas
O inóculo da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa, comprovadamente
tóxica, foi cedido pelo Laboratório de Ecofisiologia e Toxicologia de Cianobactérias, do
Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho, da Universidade Federal do Rio de Janeiro
(LETC/IBCCF/UFRJ). Segundo Oliveirra (2003), a linhagem NPLJ-4 produtora de
microcistinas, foi isolada da Lagoa de Jacarepaguá, situada na zona oeste da cidade do
Rio de Janeiro (23°00'S – 43°20'W), pela equipe do LETC/IBCCF/UFRJ, em 1996.
A linhagem foi cultivada em meio de cultura ASM-1 (GORHAM et al., 1964),
com pH ajustado para 8,0, utilizando-se soluções de HCl 1 N ou NaOH 1 N, e
autoclavado a 121°C e 1 atm por 15 a 60 min., dependendo do volume (CETESB,
1993). As culturas-estoque foram mantidas por repicagens periódicas, a cada quinze
dias, em erlenmeyers (250 – 500 mL) e em tubos de ensaio (50 mL), colocados em
incubadora em temperatura de 23 – 25°C, sob intensidade luminosa de 0,018
µmols/m
2
/s (fornecida por lâmpadas fluorescentes Phillips TLT 20W), fotoperíodo de
12h claro/12h escuro e agitação manual diária, o que promove a formação de colônias.
Para a determinação da curva de crescimento e para os testes ecotoxicológicos, culturas
a
126
da linhagem foram mantidas em erlenmeyers de 4 a 6 L nas mesmas condições descritas
acima, mas sob aeração constante, mantendo as culturas unicelulares (Figura 3.1).
Figura 3.1 – Aspecto geral de células e colônia da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa,
quando mantida sob (a) aeração constante e (b) agitação manual (Fotos: D.T.Okumura).
Para a determinação da curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de M.
aeruginosa naquelas condições de cultivo, alíquotas (2 mL) foram retiradas diariamente
de uma cultura e preservadas com lugol para contagem das células em microscópio
óptico, utilizando câmara de Neubauer. Assim, baseada nas mudanças de concentração
das células (cel/mL), a curva de crescimento foi construída.
Repicagens, inoculações e retiradas de alíquotas das culturas foram realizadas
sob bico de Bunsen. Os materiais utilizados para cultivo e testes com a linhagem foram
devidamente tratados (água sanitária 10%, detergente, HCl 10%) (CETESB, 1993).
a b
127
3.3.2. Preparo dos extratos da linhagem NPLJ-4 de M. aeruginosa
Alíquotas (300 – 500 mL) de culturas da linhagem NPLJ-4 foram coletadas, com
base na curva de crescimento, nos seguintes estágios: meio e final da fase exponencial,
fase estacionária e fase senescente; e contadas em câmara de Neubauer para determinar
a densidade de células (cel/mL). Essas alíquotas foram armazenadas e mantidas em
freezer até o preparo dos extratos para testes ecotoxicológicos e análise de microcistinas
totais. Para provocar o rompimento das células e a liberação das toxinas, as alíquotas
foram submetidas a um ciclo, em alternância, de congelamento e descongelamento em
temperatura ambiente por três vezes. Após esse processo, os extratos foram
centrifugados a 3500 rpm por 10 minutos para precipitação de células rompidas, e o
sobrenadante foi utilizado na preparação, por diluição em água reconstituída (água de
cultivo dos dafinídeos), das diferentes concentrações a serem testadas (procedimentos
adaptados de CETESB, 1993 e MINILLO, 2005).
Considerando que o volume máximo das culturas foi de 4 L e diante do volume
retirado, as alíquotas foram coletadas de diferentes culturas para não estressar as
mesmas, o que afetaria o crescimento e a produção de toxinas.
128
3.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)
Esses cladóceros, utilizados como organismos-teste, foram cultivados e mantidos
de acordo com normas padronizadas (ABNT, 2005), seguindo os procedimentos
descritos no Capítulo 2 (p.81–82).
3.3.4. Testes de sensibilidade
Esses testes foram realizados conforme os procedimentos apresentados no
Capítulo 2 (p.83), sendo que foram utilizados tubos de ensaio como recipientes-teste e
dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
) como substância de referência, nas seguintes
concentrações: 0 (controle); 0,2; 0,4; 0,8; 0,16 e 0,32 mg/L, preparadas a partir de uma
solução-estoque de 1 ou de 10 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
.
3.3.5. Testes de toxicidade aguda
Para ambas as espécies de dafinídeos, cinco neonatas (< 24h) foram colocadas,
em três ou quatro réplicas, em tubos de ensaio com 10 mL de extrato de cultura da
linhagem NPLJ-4 de Microcystis nas diluições de 0% (controle), 10%, 25%, 50%, 75%
e 100% (total) do extrato-mãe, previamente preparado (p.127), em água reconstituída,
129
independente da densidade de células. Esse procedimento foi realizado para todos os
extratos-mãe de culturas da linhagem nos diferentes estágios de crescimento. Durante o
período de exposição (48 horas), os organismos foram mantidos em incubadora a 25
o
C,
sem iluminação e sem alimentação. Foram medidos: pH, condutividade elétrica e dureza
no início e ao final dos testes. Após 48h, registrou-se o número de indivíduos imóveis
ou mortos em cada concentração. Os resultados foram expressos em CE50 –
concentração efetiva mediana que causa efeito agudo a 50% dos organismos no tempo
de exposição (ABNT, 2004). Quando a porcentagem de organismos imóveis excedeu
10% no controle, o resultado não foi considerado válido e o teste, repetido. O excedente
dos extratos-mãe, oriundo da preparação das diluições utilizadas nos testes, foi mantido
em freezer para posterior análise de microcistinas totais. Foram realizados pelo menos
seis testes com os extratos de culturas dessa linhagem, nos diferentes estágios de
crescimento populacional, para ambas as espécies.
3.3.6. Testes de toxicidade crônica
Foi realizado um teste de toxicidade crônica para extrato de cultura da linhagem
de Microcystis no final da fase exponencial e um para extrato na fase senescente, de
acordo com normas padronizadas (ABNT, 2005). Para cada espécie, neonatas (< 24h)
foram colocadas individualmente em tubos de ensaio com 15 mL do extrato bruto em
concentrações subletais, preparadas por diluição do extrato-mãe, previamente preparado
(p.127), em água reconstituída. As diluições, determinadas com base nos testes de
toxicidade aguda, foram: 1%, 2%, 4%, 8% e 16% para extrato de cultura da linhagem
130
no fim da fase exponencial, e 0,75%, 1,5%, 3,0%, 6,0% e 12,0% para extrato de cultura
na fase senescente. Foram utilizadas 10 réplicas para cada concentração e também para
o controle. Durante o período de exposição (8 dias), os organismos foram mantidos em
incubadora a 25
o
C, sem iluminação (para evitar degradação de toxinas pela luz), e
alimentados diariamente, como no cultivo (alga e alimento composto). As soluções de
extrato foram renovadas a cada dois dias, quando também eram registrados os
indivíduos mortos e o número de neonatas produzidas, uma vez que as variáveis
biológicas avaliadas foram sobrevivência e reprodução. Os resultados foram expressos
em percentagem de sobrevivência e número médio de neonatas produzidas. Durante os
testes, foram monitoradas as variáveis: pH (phmetro Quimis, modelo Q400A),
condutividade elétrica (condutivímetro Digimed, modelo DM3), dureza (titulometria
com EDTA) e concentração de oxigênio dissolvido (oxímetro Cole Palmer, modelo
DO100). Os testes foram considerados válidos quando a mortalidade de organismos
adultos no controle não excedeu 20%, e quando 60% ou mais das fêmeas adultas
sobreviventes no controle tivessem produzido no mínimo 15 neonatas, não
ultrapassando o oitavo dia (ABNT, 2005). O excedente dos extratos-mãe, utilizados na
preparação das diluições empregadas nos testes, foi mantido em freezer para posterior
quantificação de microcistinas totais.
3.3.7. Análises estatísticas
Para os testes de sensibilidade e de toxicidade aguda, foi utilizado o método
estatístico Trimmed Spearman-Karber (HAMILTON et al., 1977), enquanto para os
131
testes de toxicidade crônica, foi utilizado o programa computacional TOXSTAT 3.3
(GULLEY et al., 1991), conforme descrito no Capítulo 2 (p.87–88).
3.3.8. Análise de microcistinas
A concentração de microcistinas totais dos extratos de culturas da linhagem
NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa, nos diferentes estágios de crescimento, foi
determinada por meio do imunoensaio ELISA com o kit de placas da Beacon Analytical
Systems Inc., e expressa na forma de equivalentes de microcistinas totais em µg/L,
conforme descrito no Capítulo 2 (p.88–89).
132
3.4. Resultados e Discussão
3.4.1. Testes de sensibilidade
Os valores de CE50;48h obtidos nos testes de sensibilidade ao dicromato de
potássio (K
2
Cr
2
O
7
) para os organismos-teste Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
estiveram dentro da faixa de sensibilidade estabelecida para os mesmos nas condições
do laboratório: 0,10 – 0,26 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
para C.dubia e 0,08 – 0,24 mg/L de
K
2
Cr
2
O
7
para C. silvestrii (Figura 3.2; Apêndice C), indicando que os organismos
estavam adequados para serem utilizados nos testes de toxicidade aguda e crônica
realizados no presente trabalho. C. silvestrii foi um pouco mais sensível ao dicromato de
potássio do que C. dubia.
133
C. dubia
0,00
0,04
0,08
0,12
0,16
0,20
0,24
0,28
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20
testes
mg K
2
Cr
2
O
7
/L
C. silvestrii
0,00
0,04
0,08
0,12
0,16
0,20
0,24
0,28
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
testes
mg K
2
Cr
2
O
7
/L
Figura 3.2 – Faixa de sensibilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) ao dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
), para cultivos realizados no
Laboratório de Ecotoxicologia, Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva, Universidade
Federal de São Carlos, no período de 2005 a 2006.
3.4.2. Curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa
Nas condições de cultivo estabelecidas, a linhagem NPLJ-4 de M. aeruginosa
apresentou a curva de crescimento padrão, com fase exponencial (0 a 20 dias), fase
estacionária (21 a 31 dias) e fase senescente bem definidas (Figura 3.3). As alíquotas
para a realização dos testes de toxicidade foram retiradas no meio da fase exponencial
limite su
p
erio
r
limite inferio
r
limite su
p
erio
r
limite inferio
r
134
(cerca de 10 dias), no fim da fase exponencial (cerca de 20 dias), na fase estacionária
(24 dias) e na fase senescente (após 30 dias).
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 4 8 12 16 20 24 28 32 36 40
dias
densidade (x 10
6
cel/mL
)
Figura 3.3 – Curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em meio
ASM-1, temperatura de 23 a 25°C e fotoperíodo de 12h claro/12h escuro.
Os pontos y indicam o
estágio de crescimento da cultura para coleta de alíquotas para os testes ecotoxicológicos.
Na curva de crescimento da linhagem NPLJ-4 de Microcystis, não foi observada
a fase lag. Essa fase está ausente quando uma cultura crescendo exponencialmente é
transferida para um meio de mesmas condições de incubação e composição química.
Sob tais condições, as células transferidas têm todas as enzimas requeridas e vias
metabólicas para começar imediatamente o crescimento exponencial no meio novo.
3.4.3. Análise de microcistinas
Foram detectadas microcistinas totais nos extratos da linhagem NPLJ-4 de M.
aeruginosa em todos os estágios de crescimento analisados (Tabela 3.1; Figura 3.4).
135
Tabela 3.1 – Concentrações de microcistinas totais de extratos brutos da linhagem NPLJ-4 de
Microcystis aeruginosa em diferentes estágios de crescimento para diferentes culturas.
Culturas Estágio de crescimento Densidade (cel/mL) Microcistinas totais
(µg/L)
1 Fase estacionária 1,40 × 10
7
1131,6
Fase de senescência 1,14 × 10
7
1164,2
2 Meio da fase exponencial 8,6 × 10
6
541,2
Final da fase exponencial 1,25 × 10
7
1745,5
3 Fase estacionária 1,53 × 10
7
991,7
Fase de senescência 1,24 × 10
7
1290,7
4 Meio da fase exponencial 7,6 × 10
6
358,9
Final da fase exponencial 1,34 × 10
7
497,9
Fase estacionária 1,63 × 10
7
777,6
5 Meio da fase exponencial 5,38 × 10
6
102,6
Final da fase exponencial 1,25 × 10
7
674,8
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
densidade (x 10
6
cel/mL)
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
2000
microcistinas (µg/L)
dens i dade microcistinas
Figura 3.4 – Densidades de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em
diferentes estágios de crescimento e concentrações de microcistinas totais de extratos das
mesmas.
136
Embora não tenha sido determinada para todos os estágios de crescimento de
uma mesma cultura, a concentração de microcistinas totais da linhagem NPLJ-4 de M.
aeruginosa aumentou com o crescimento da cultura, em especial na fase exponencial.
As informações na literatura sobre a variação temporal da quantidade de
microcistinas ao longo do crescimento das culturas são bastante variadas. Watanabe e
Oishi (1985) relataram que M. aeruginosa produziu as maiores quantidades de
microcistina no fim da fase exponencial (logarítmica), e grandes quantidades foram
liberadas no meio, especialmente durante a fase senescente. Song et al. (1998)
analisaram o padrão de produção de microcistina de Microcystis viridis e encontraram a
produção mais alta de toxinas totais no meio da fase exponencial de crescimento e a
mais baixa próximo à fase de declínio.
Orr e Jones (1998) observaram que a concentração total de microcistina da
cultura da linhagem MASH01-A19 de M. aeruginosa aumentava enquanto as células
estavam se dividindo, permanecendo constante ou decrescendo apenas levemente
durante a fase estacionária e a senescente. Os autores concluíram, então, que há uma
correlação linear direta entre a divisão celular e a taxa de produção de microcistina em
todas as cianobactérias produtoras dessa toxina, independente do fator ambiental que
esteja limitando a divisão celular. Assim, nutrientes e outros fatores limitantes do
crescimento (luz, temperatura, etc.) indiretamente influenciam a produção de
microcistina em cianobactérias por meio de efeito sobre crescimento e divisão celular,
não por meio de qualquer efeito direto sobre as via biossintéticas ou catabólicas de
microcistina.
No presente estudo, observou-se, ainda, variação na concentração de
microcistina para o mesmo estágio de crescimento em diferentes culturas da linhagem
NPLJ-4. Os fatores ambientais que influenciam a formação de florações tóxicas
137
(temperatura, pH, intensidade luminosa, concentrações de nutrientes) também podem
influenciar a produção de toxina de várias cianobactérias em culturas de laboratório
(CODD et al., 1989). Assim, no presente trabalho, pode-se apontar redução da
intensidade luminosa por causa de lâmpada queimada, cultura não axênica, variação na
qualidade dos nutrientes decorrente da utilização de reagentes de marcas diferentes para
preparo do meio, como fatores que podem ter afetado o crescimento das culturas e,
conseqüentemente, a produção de toxinas.
3.4.4. Testes de toxicidade aguda
Todos os extratos brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa obtidos no meio e no final da fase exponencial e na fase senescente
causaram efeito tóxico agudo aos cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii,
enquanto os extratos das culturas na fase estacionária resultaram em baixa ou nenhuma
toxicidade (Figuras 3.5 e 3.6; Apêndice C), apesar de elevadas concentrações de
microcistinas (777,6 – 1131,6 µg/L). Os extratos de culturas na fase de senescência
foram os mais tóxicos, provavelmente devido ao acúmulo de outros metabólitos.
De modo geral, as duas espécies apresentaram sensibilidade equivalente aos
extratos de culturas da linhagem NPLJ-4. C. dubia foi um pouco mais sensível do que
C. silvestrii aos extratos de culturas na fase estacionária, quando esses causaram
toxicidade. Segundo Ferrão-Filho et al. (2000), as diferenças na sensibilidade entre
cladóceros parecem estar mais relacionadas à história de vida do que à origem
geográfica.
138
NPLJ-4 meio fase exponencial
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
C.dubi a
4,73 3,17 3,62 3,67 1,38 1,87
C.silvestrii
5,35 2,69 3,50 3,25 2,42 1,90
123456
NPLJ-4 final fase exponencial
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
C.dubia
6,15 3,80 8,68 4,74 1,56 3,11
C.silvestrii
6,05 4,19 6,92 4,98 1,56 1,90
123456
Figura 3.5 – Valores de CE50;48h obtidos para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade aguda (1 – 6) com os extratos brutos de culturas
da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no meio e no final da fase exponencial de
crescimento.
Barras de erros correspondem ao intervalo de confiança 95%.
139
NPLJ-4 fase estacionária
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
C.dubia
13,50 11,00 7,46 13,30 14,10
C.silvestrii
13,80 10,20 15,40
123456
NPLJ-4 fase senescente
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
C.dubia
2,12 4,55 4,16 2,12 1,90 2,01
C.silvestrii
2,32 4,09 4,16 2,01 2,20
123456
Figura 3.6 – Valores de CE50;48h obtidos para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) nos testes de toxicidade aguda (1 – 6) com os extratos brutos de culturas
da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa nas fases estacionária e senescente.
Barras de
erros correspondem ao intervalo de confiança 95%.
Observou-se que nem sempre ocorreu uma relação direta entre a densidade das
culturas (Figura 3.7) ou a concentração de microcistinas totais (Figura 3.8) e a
toxicidade dos extratos de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aos dafinídeos.
Extratos de densidade elevada (da ordem de 10
7
cel/mL) e com alta concentração de
microcistinas (da ordem de 1000 µg/L), como os de culturas na fase senescente,
resultaram em alta toxicidade. No entanto, extratos de culturas na fase estacionária,
também com alta densidade e elevada concentração de microcistina, resultaram em
elevados valores de CE50;48h, ou seja, causaram baixa toxicidade.
140
NPLJ-4 meio fase exponencial
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
123456teste
densidade (x 10
6
cel/mL
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
densidade
C. dubia C. silvestrii
NPLJ-4 final fase exponencial
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
123456teste
densidade (x 10
6
cel/mL
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL)
NPLJ-4 fase estacionária
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
123456teste
densidade (x 10
6
cel/mL
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
NPLJ-4 fase senescente
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
123456teste
densidade (x 10
6
cel/mL
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL)
Figura 3.7 – Densidades de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em
diferentes estágios de crescimento e respectivos valores de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia
e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).
141
NPLJ-4 meio fase exponencial
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
1234
teste
microcistinas (µg/L
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL)
microcistinas
C. dubia C. silvestrii
NPLJ-4 final fase exponencial
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
1234teste
microcistinas (µg/L
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
NPLJ-4 fase estacionária
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
1234teste
microcistinas (µg/L
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
NPLJ-4 fase senescente
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
123
teste
microcistinas (µg/L
)
0
2
4
6
8
10
12
14
16
CE50;48h (x 10
6
cel/mL
)
Figura 3.8 – Concentrações de microcistinas totais dos extratos brutos de culturas da linhagem
NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em diferentes estágios de crescimento e respectivos valores
de CE50;48h para Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera).
142
Okumura et al. (2007) analisaram a toxicidade de extrato bruto de material
liofilizado da mesma linhagem de Microcystis (NPLJ-4) sobre dafinídeos e obtiveram
valores de CE50;48h maiores do que aqueles obtidos para os extratos brutos de
florações naturais, indicando uma maior toxicidade dos últimos, apesar da maior
quantidade de microcistinas na linhagem. Os autores sugeriram que a maior toxicidade
dos extratos brutos de amostras naturais em relação à linhagem poderia ser decorrente
do efeito combinado de diferentes tóxicos (cianotoxinas, metais e hidrocarbonetos
aromáticos policíclicos).
Na literatura, há diversos estudos sobre os efeitos de linhagens, tóxicas ou não,
de Microcystis sobre cladóceros. Entretanto, esses estudos foram realizados com células
intactas e não com extratos, como no presente trabalho.
Nizan et al. (1986) mostraram que algumas linhagens de M. aeruginosa com 3,5
× 10
7
cel/mL, na fase logarítmica, reduziram a ingestão de alimento em Daphnia
magna, outras causaram mortalidade em dafinídeos jovens e adultos. No entanto, não
foram encontradas relações entre bloqueio da ingestão, letalidade a dafinídeos e fatores
que matam camundongos, uma vez que linhagens consideradas não tóxicas para
camundongos apresentaram efeitos tóxicos ao cladócero Daphnia. Assim, os autores
sugerem que vários princípios tóxicos são responsáveis por diferentes manifestações
tóxicas, em curto prazo.
DeMott et al. (1991) observaram diferença na resposta de duas espécies de
Daphnia na presença de uma linhagem tóxica de Microcystis aeruginosa (PCC7820). D.
pulex apresentou mortalidade rápida (48 h) em baixa concentração (1 × 10
4
cel/mL),
enquanto D. pulicaria apresentou mortalidade reduzida mesmo na concentração mais
alta (1 × 10
6
cel/mL). Ambas as espécies de Daphnia exibiram boa sobrevivência na
presença de uma linhagem não tóxica (UTEX 2061).
143
Reinikainen et al. (1994) investigaram o efeito da linhagem tóxica PCC7820 de
M. aeruginosa sobre a sobrevivência de juvenis e adultos de Daphnia pulex em
diferentes concentrações de alimento (alga clorofícea). A presença da cianobactéria
reduziu a sobrevivência de D. pulex em todas as combinações de estágio de vida
(juvenis e adultos) e nível de alimento. No entanto, o efeito tóxico diminuiu com o
aumento da concentração de alimento. Os autores concluíram que quantidades de 1,4 a
3,2 × 10
4
cel/mL de M. aeruginosa são suficientes para causar mortalidade em D. pulex.
Monteiro (2001) avaliou o efeito de duas linhagens de Microcystis, sendo uma
tóxica (RST9501) e outra não tóxica (NPJT-01), sobre a sobrevivência de cladóceros, e
nenhuma delas causou efeito tóxico agudo para Daphnia similis e para Simocephalus
serrulatus, mesmo em concentrações de até 1 × 10
7
cel/mL, em 48 h de exposição. O
autor sugere que o efeito de tais linhagens de Microcystis sobre cladóceros parece não
estar associado à presença de microcistinas.
Eloff e Van der Westhuizen (1981), usando bioensaio com camundongo,
observaram que células na fase estacionária de crescimento foram menos tóxicas do que
células crescendo exponencialmente.
Nizan et al. (1986) analisaram o efeito da idade da linhagem tóxica PCC7820 de
M. aeruginosa sobre D. magna. A toxicidade de uma cultura velha de Microcystis (fase
estacionária) foi muito maior do que aquela de uma cultura na fase logarítmica de
crescimento para o dafinídeo, em 4 dias de exposição. Para os autores, culturas velhas
de cianobactérias são mais tóxicas do que as novas, e o aumento da toxicidade de
cultura velha de M. aeruginosa não é devido a um acúmulo de metabólitos
extracelulares, uma vez que o sobrenadante de tais culturas não mostrou efeitos tóxicos,
mas, sim, um reflexo da mudança qualitativa e/ou quantitativa no conteúdo intracelular
da cianobactéria. Analisando os resultados dos autores, observou-se que a sobrevivência
144
dos organismos era de 90% para a linhagem de Microcystis na fase estacionária até o
segundo dia de exposição (48 h), caindo para 0% no quarto dia. Assim, no presente
estudo, poder-se-ia ter realizado testes de toxicidade crônica para melhor avaliar o efeito
dos extratos de culturas da linhagem NPLJ-4 de M. aeruginosa na fase estacionária
sobre os cladóceros, uma vez que esses extratos ocasionaram baixa, ou nenhuma
toxicidade aguda, aos mesmos.
A maior toxicidade dos extratos de culturas da linhagem de Microcystis na fase
senescente pode estar relacionada, além das microcistinas, a outros compostos,
identificados (JAKOBI et al., 1996; PIETSCH et al., 2001) ou não (AGRAWAL et al.,
2005; JUNGMANN, 1992; JUNGMANN e BENNDORF, 1994), produzidos pelas
células, acumulados ou liberados no meio, e que causam efeitos tóxicos sobre os
dafinídeos.
Algas e cianobactérias são grandes produtoras de polissacarídeos extracelulares
(VIEIRA, 2002), e a produção dos mesmos é predominantemente observada na fase
estacionária de crescimento (GIROLDO, 2003; ORTOLANO, 2005). Assim, pode-se
dizer que esses polissacarídeos, de algum modo, influenciam a toxicidade de extratos de
culturas da linhagem de M. aeruginosa na fase estacionária sobre dafinídeos.
3.4.5. Testes de toxicidade crônica
A sobrevivência dos cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii foi
significativamente afetada pelas concentrações mais elevadas dos extratos de culturas da
linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial (2,29 × 10
6
145
cel/mL) e na fase senescente de crescimento (1,37 × 10
6
cel/mL) (Figura 3.9 e 3.10;
Tabela 3.2; Apêndice C). C. silvestrii foi mais sensível do que C. dubia, principalmente
para o extrato de cultura na fase de senescência, em que a sobrevivência foi afetada
pelas três maiores concentrações testadas (3,42 × 10
5
; 6,84 × 10
5
e 1,37 × 10
6
cel/mL).
NPLJ-4 final fase exponencial
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
0 (controle)
1,43E+05
2,86E+05
5,72E+05
1,14E+06
2,29E+06
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
0 (controle)
1,43E+05
2,86E+05
5,72E+05
1,14E+06
2,29E+06
Figura 3.9 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial de
crescimento. E+0x = 10
x
. As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa
em relação ao controle.
146
NPLJ-4 fase senescente
C. dubia
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
0 (controle)
8,55E+04
1,71E+05
3,42E+05
6,84E+05
1,37E+06
C. silvestrii
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
02468
dias
% sobrevivência
0 (controle)
8,55E+04
1,71E+05
3,42E+05
6,84E+05
1,37E+06
Figura 3.10 – Percentagem de sobrevivência dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos brutos de
culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase senescente de crescimento.
E+0x = 10
x
. As linhas em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao
controle.
De modo geral, a produção de neonatas diminuiu com o aumento da
concentração dos extratos, sendo essa diminuição estatisticamente significativa nas
maiores concentrações (Figura 3.11; Tabela 3.2; Apêndice C). A reprodução de C.dubia
foi maior do que a de C. silvestrii em todas as concentrações dos extratos testados.
147
Durante os testes, para ambas as espécies, foram observadas neonatas mortas, as quais,
no entanto, não foram registradas, uma vez que são consideradas apenas as neonatas
vivas, na análise dos dados de reprodução (ABNT, 2005).
NPLJ-4 final fase exponencial
0
5
10
15
20
25
30
35
controle 1,43E+05 2,86E+05 5,72E+05 1,14E+06 2,29E+06
média de neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
NPLJ-4 fase senescente
0
5
10
15
20
25
30
35
controle 8,55E+04 1,71E+05 3,42E+05 6,84E+05 1,37E+06
média de neonatas produzidas
C.dubia C.silvestrii
Figura 3.11 – Número médio de neonatas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) durante testes de toxicidade crônica (8 dias) com extratos
brutos de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial
e na fase senescente de crescimento. E+0x = 10
x
. Barras de erros correspondem ao desvio padrão. As
barras em destaque representam diferença estatisticamente significativa em relação ao controle.
148
Tabela 3.2 – Significância estatística da percentagem de sobrevivência e do número médio de
neonatas vivas produzidas pelos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii, durante os testes
de toxicidade crônica (8 dias), com extratos de culturas da linhagem NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa no final da fase exponencial e na fase senescente de crescimento.
Sobrevivência (%) nº. médio de neonatas Estágio de
crescimento
Densidade (cel/mL)
C.dubia C.silvestrii C.dubia C.silvestrii
0 (controle) (0%) 100 100 18,3 ± 3,8 16,8 ± 8,7
1,43 × 10
5
(1%) 90 100 25,1* ± 6,1 21,3 ± 6,0
2,86× 10
5
(2%) 100 100 28,5* ± 2,0 18,9 ± 7,6
5,72× 10
5
(4%) 100 90 26,6* ± 5,7 12,8 ± 10,5
1,14× 10
6
(8%) 100 70 18,7 ± 6,3 3,9* ± 4,5
Final da
fase
exponencial
2,29× 10
6
(16%) 30* 0* 0,6* ± 1,3 0* ± 0
0 (controle) (0%) 100 100 23,3 ± 4,3 16,7 ± 4,3
8,55 × 10
4
(0,75%) 100 80 26,1 ± 2,3 13,8 ±8,0
1,71 × 10
5
(1,5%) 90 90 23,1 ± 3,5 11,3* ± 5,8
3,42 × 10
5
(3,0%) 100 40* 21,9 ± 5,5 3,4* ± 4,5
6,84 × 10
5
(6,0%) 100 20* 15,1* ± 7,8 1,6* ± 3,4
Fase de
senescência
1,37 × 10
6
(12,0%) 10* 0* 0,9* ± 1,5 0,4* ± 1,3
*diferença estatisticamente significativa em relação ao controle (p < 0,05)
O extrato de cultura da linhagem de Microcystis na fase senescente foi mais
danoso aos dafinídeos do que o de cultura no final da fase exponencial, com efeitos
deletérios pronunciados sobre a sobrevivência e a reprodução de C. silvestrii. Okumura
et al. (2007) observaram que o extrato bruto de material liofilizado da mesma linhagem
(NPLJ-4) de Microcystis não afetou a sobrevivência de C. silvestrii, porém diminuiu a
reprodução do dafinídeo, sendo a redução estatisticamente significativa nas
concentrações superiores a 0,04 mg/mL ou 240 µg/g.
149
A reprodução de C. dubia foi estimulada nas menores concentrações do extrato
de cultura no final da fase exponencial, sendo significativamente superior à do controle.
Esse aumento na reprodução pode ser uma resposta à presença do tóxico, no caso as
microcistinas, a fim de garantir a sobrevivência da espécie. Ainda, considerando que
algas e cianobactérias são grandes produtoras de polissacarídeos extracelulares
(VIEIRA, 2002), esses compostos estariam presentes no extrato, proporcionando uma
fonte de alimento a mais para os organismos, pois estudos mostraram a ingestão de
exopolissacarídeos de cianobactérias por cladóceros (NOGUEIRA et al., 2005;
CHOUERI et al., 2007).
Nas concentrações mais altas dos extratos, as microcistinas teriam causado a
mortalidade dos dafinídeos. Por outro lado, naquelas concentrações que não causaram
efeito sobre a sobrevivência, mas afetaram significativamente a reprodução dos
dafinídeos, esses organismos teriam de alocar energia para desintoxicação ou, ainda,
reduzir a taxa de alimentação para evitar a toxina, comprometendo, assim, o
desenvolvimento e a reprodução.
Há trabalhos na literatura sobre os efeitos deletérios de linhagens tóxicas de
cianobactérias na reprodução de cladóceros. Contudo, esses estudos são baseados no
uso de células intactas.
Thostrup e Christoffersen (1999) verificaram que a presença da linhagem tóxica
CYA 228/1 de M. aeruginosa reduziu a taxa de alimentação, a sobrevivência, o
crescimento e a reprodução de Daphnia magna. Para os autores, a microcistina tem
efeitos tóxicos diretos sobre os processos de vida de D. magna.
Ferrão-Filho et al. (2000) observaram que três linhagens tropicais (NPLJ-2,
NPLJ-3 e NPLJ-6) de Microcystis, em fase exponencial de crescimento, reduziram
fortemente a taxa de crescimento populacional e a reprodução (atraso na idade da
150
primeira reprodução e redução no número de ovos/fêmea) dos cladóceros Daphnia
pulex, Moinodaphnia macleayi, Moina micrura e Ceriodaphnia cornuta. Essa redução
foi proporcional à porcentagem de células tóxicas na dieta. Em baixas concentrações de
Microcystis tóxicas, alguns indivíduos sobreviveram e reproduziram, enquanto outros
sobreviveram, mas não reproduziram.
Agrawal et al. (2001) notaram que o crescimento populacional do cladócero
Moina macrocopa foi suprimido, quando o mesmo foi alimentado com células livres de
Microcystis (5 × 10
5
cel/mL), tóxicas ou não, oriundas de vários lugares, em mistura
com Chlorella. Para os autores, Microcystis afeta adversamente a filtração e/ou
processo de digestão, impedindo, portanto, a utilização de Chlorella.
Monteiro (2001) verificou que a presença da linhagem tóxica RST9501 de M.
aeruginosa (1 × 10
6
cel/mL), durante 21 dias de exposição, não afetou a sobrevivência,
mas inibiu a reprodução de D. similis, independente da quantidade e qualidade de
alimento disponível. Concentrações mais baixas (1 × 10
5
cel/mL) reduziram a
reprodução em até 70%, em relação ao controle. Tanto a linhagem tóxica (RST9501)
como a não tóxica (NPJT-01) de M. aeruginosa apresentaram toxicidade crônica para C.
dubia, causando inibição estatisticamente significativa da reprodução e diminuição no
crescimento. Na concentração máxima (1 × 10
7
cel/mL), para ambas linhagens foi
observada redução no número de filhotes produzidos por fêmea entre 90 e 100% em
relação ao controle. Ao contrário, a concentração mais baixa (3 × 10
5
cel/mL) estimulou
a reprodução em até 10%. O autor sugere que a inibição do processo de filtração, e não
a presença de toxinas, pode ser um dos fatores responsáveis pelos efeitos observados,
uma vez que ambas as linhagens, com e sem microcistinas, inibiram a reprodução e
reduziram o crescimento do dafinídeo.
151
Para DeMott et al. (1991), a inibição da alimentação poderia ser uma adaptação
comportamental para evitar ingerir toxinas ou uma conseqüência direta de
envenenamento.
Portanto, diante dos efeitos adversos de linhagens de Microcystis sobre
cladóceros, sobretudo na reprodução, a exposição desses organismos às florações no
ambiente pode afetar a estrutura da comunidade zooplanctônica e do sistema como um
todo, considerando ainda a bioacumulação de cianotoxinas pelo zooplâncton
(FERRÃO-FILHO, 2002; THOSTRUP e CHRISTOFFERSEN, 1999).
152
3.5. Conclusões
Microcistinas totais foram detectadas nos extratos de culturas da linhagem
NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa em todos os estágios de crescimento
analisados: meio e final da fase exponencial, fase estacionária e fase de
senescência.
A concentração de microcistinas totais da linhagem NPLJ-4 aumentou com o
crescimento da cultura.
Os extratos brutos de culturas da linhagem no meio e no final da fase
exponencial e na fase senescente causaram efeito tóxico agudo aos dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), enquanto os extratos
de culturas na fase estacionária resultaram em baixa ou nenhuma toxicidade,
apesar de elevadas concentrações (777,6 – 1131,6 µg/L) de microcistinas totais.
De modo geral, os dafinídeos apresentaram sensibilidade equivalente aos
extratos de culturas da linhagem NPLJ-4 nos testes de toxicidade aguda.
Os extratos de culturas na fase de senescência foram os mais tóxicos aos
dafinídeos, possivelmente devido ao acúmulo de metabólitos, com efeitos
deletérios pronunciados sobre a sobrevivência e a reprodução, principalmente de
C. silvestrii.
153
A exposição dos cladóceros às florações de cianobactérias no ambiente pode
afetar a estrutura da comunidade zooplanctônica, em virtude dos efeitos que
exercem sobre os mesmos.
154
C
APÍTULO 4
Testes de toxicidade e biomonitoramento na avaliação da
eficiência de processos de tratamento de água na remoção de
células, toxinas e subprodutos de cianobactérias
155
4.1. Introdução
O acelerado crescimento populacional e a conseqüente intensificação das
atividades agrícolas e industriais, bem como o manejo inadequado dos resíduos e
efluentes, têm resultado na eutrofização dos ecossistemas de água doce e no
comprometimento dos recursos hídricos em geral, prejudicando os usos múltiplos dos
mesmos (FIGUEIREDO et al., 2004).
Uma das principais conseqüências da eutrofizaçao é o aumento da ocorrência
das florações de cianobactérias. A produção e a liberação de toxinas por diversas
espécies de cianobactérias representam um dos problemas mais graves de tais florações
nos sistemas aquáticos, considerando a possibilidade de intoxicações e até morte do
homem e de outros animais. Os principais tipos de intoxicação incluem distúrbios
hepáticos, neurológicos, gastrointestinais e reações alérgicas (AZEVEDO e
VASCONCELOS, 2006).
Em todo o mundo, há diversos relatos de intoxicação de animais domésticos e
selvagens por beberem ou nadarem em águas com florações de cianobactérias (CODD
et al., 1989; SIVONEN e JONES, 1999; YOO et al., 1995). Quanto ao homem, as mais
prováveis rotas de exposição às cianotoxinas incluem o uso recreacional de lagos e rios
(rota oral e dérmica), o consumo de água potável (rota oral) e o consumo de
suplementos alimentares à base de cianobactérias (rota oral). Uma rota menos
importante de exposição é aquela da inalação (FALCONER et al., 1999;
156
VASCONCELOS e ARAÚJO, 1994; YOO et al., 1995). Em termos globais, os relatos
clínicos de danos à população humana, pelo consumo oral de toxinas de cianobactérias
em águas de abastecimento, aparecem como conseqüência de acidentes, ignorância ou
má administração (AZEVEDO e VASCONCELOS, 2006; YOO et al., 1995).
O mais grave episódio de intoxicação humana causada por cianotoxinas ocorreu
em 1996, no Brasil, em Caruaru, PE, onde quase 60 pacientes de uma clínica de
hemodiálise morreram devido à utilização de água contaminada com cianotoxinas
hepatotóxicas. As análises químicas confirmaram a presença de microcistinas no carvão
ativado utilizado no sistema de purificação de água da clínica, bem como nas amostras
de sangue e fígado dos pacientes intoxicados. Esse passou a ser o primeiro caso
confirmado de morte de seres humanos causada por toxina produzida por cianobactérias
(AZEVEDO e VASCONCELOS, op. cit.). Tal incidente demonstrou a relevância dos
riscos das cianotoxinas para a saúde humana e a importância da eficiência dos processos
utilizados nas estações de tratamento de água para remoção de toxinas (JOCHIMSEN et
al., 1998).
Quando atingem mananciais utilizados para a captação de águas para o
abastecimento, as florações de cianobactérias podem trazer grandes problemas para as
estações de tratamento de água, pois, além de produzirem compostos que conferem odor
e sabor à água (PERSSON, 1996), podem produzir e liberar toxinas. Quando dissolvidas
na água, as toxinas de cianobactérias ou cianotoxinas geralmente não são removidas
pelo tratamento convencional, e podem ter a concentração aumentada durante tal
processo devido à lise das células (CHOW et al., 1998). Assim, é desejável remover
células intactas ou, então, diminuir a carga de toxina na estação de tratamento de água,
evitando a captação de células (DRIKAS et al., 2001), eliminando ou reduzindo
substancialmente a necessidade de processos adicionais para remoção de toxinas, bem
157
como riscos à saúde humana (SIVONEN e JONES, 1999). O carvão ativado e alguns
oxidantes podem ser usados em adição ao processo convencional para fornecer água
potável aceitável (DRIKAS et al., 2001).
O homem pode sofrer exposição a baixas doses de cianotoxinas pela ingestão de
água potável (HEINZE, 1999; UENO et al., 1999), como conseqüência da lise de
cianobactérias em lagos e reservatórios contaminados e da não remoção das toxinas pelo
tratamento convencional. A exposição prolongada deve ser considerada como um sério
risco à saúde, uma vez que as microcistinas, as toxinas de cianobactérias mais comuns,
são potenciais causadoras de tumores (FALCONER e HUMPAGE, 1996). O consumo
continuado de pequenas doses destas hepatotoxinas pode levar a uma maior incidência
de câncer hepático na população exposta (AZEVEDO, 2000).
Em 1999, a Organização Mundial de Saúde (OMS), após várias reuniões com
pesquisadores de diferentes países, editou um “Guideline” específico para toxinas de
cianobactérias em águas de abastecimento público, em que ficou estabelecido o limite
de 1,0 µg/L como a concentração máxima aceitável para consumo humano oral diário
(CHORUS e BARTRAM, 1999). A Portaria nº 518, de 25 de março de 2004 (BRASIL,
2004), que estabelece normas e padrões de potabilidade de água para consumo humano
no Brasil, contempla o monitoramento da ocorrência de cianobactérias e de
cianotoxinas, tanto na água bruta do manancial utilizado para captação de água, como
na água tratada para consumo. Essa Portaria estabelece VMP (valor máximo permitido)
de 1 µg/L de microcistinas, 15,0 µg/L de cilindrospermopsina e 3,0 µg/L de saxitoxinas
em água para consumo.
Segundo Yoo et al. (1995), apesar do crescente interesse mundial em relação aos
riscos à saúde associados com as toxinas de cianobactérias, poucos estudos têm sido
publicados sobre a efetividade de remoção de cianotoxinas por várias tecnologias de
158
tratamento de água (CAVALCANTE et al., 2005; COSTA et al., 2006; DRIKAS et al.,
2001; INAMORI et al., 1998; MOHAMED et al., 1999). A informação disponível sobre
estações piloto e em escala real, operando sob condições reais de níveis de toxina em
água bruta e condições relevantes de qualidade de água, é muito limitada. Os estudos
publicados são razoavelmente consistentes em suas descobertas sobre a efetividade de
processos de tratamento para remover toxinas, porém a maior parte das pesquisas tem
focalizado as hepatotoxinas, particularmente as microcistinas. De fato, esse grupo de
toxinas, produzidas particularmente por Microcystis aeruginosa, é, até o momento, o
melhor conhecido e mais extensivamente estudado (FALCONER, 1999; FASTNER et
al., 1999).
De modo geral, os processos para o tratamento convencional (coagulação e
filtração) fornecem remoção limitada de toxinas (<50%) (NICHOLSON et al., 1994;
MOHAMED et al., 1999), assim, a maior utilidade de tais processos seria para a
remoção de células de cianobactérias (DRIKAS et al., 2001). A adsorção pelo carvão
ativado tem sido razoavelmente efetiva. A ozonização tem sido consistentemente muito
efetiva em destruir rapidamente as toxinas. A cloração tem produzido resultados
aparentemente variáveis. O ponto de aplicação de qualquer oxidante pode ter um
impacto na sua efetividade em reduzir os níveis de toxina. A pré-oxidação pode causar
lise celular e conseqüente liberação de toxinas para a água antes das células serem
removidas por outros processos de tratamento (DRIKAS et al., op. cit.; YOO et al.,
1995). A atividade biológica pode contribuir para a remoção das microcistinas
(INAMORI et al., 1998). O uso de radiação gama para controle de populações de
cianobactérias tem sido pesquisado (COSTA et al., 2006). A razão custo/eficiência e a
complexidade são os principais fatores limitantes à implantação de processos e técnicas
desenvolvidos para remoção de toxinas em sistemas de tratamento de água e esgoto.
159
O presente trabalho foi realizado em colaboração com a doutoranda Emília
Kiyomi Kuroda, sob orientação do Prof. Luiz Di Bernardo do Departamento de
Hidráulica e Saneamento, da Escola de Engenharia de São Carlos, da Universidade de
São Paulo, como parte do projeto “Estudos ecotoxicológicos com cianobactérias e sua
aplicação em processos de remoção de toxinas algais em água de abastecimento”
(Processo nº 02/08341-7), financiado pela Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado
de São Paulo – FAPESP.
Kuroda (2006) avaliou a remoção de células, microcistinas e subprodutos de
Microcystis spp., de linhagem tóxica e de floração natural, pelos processos de dupla
filtração com filtração ascendente em pedregulho e de filtração descendente em areia,
oxidação (cloração) e adsorção com carvão ativado pulverizado ou granular. Para
avaliação complementar da eficiência desses processos de tratamento, os efluentes dos
mesmos foram submetidos, no presente estudo, a testes de toxicidade aguda com
cladóceros e biomonitoramento com peixes.
Os cladóceros e os peixes são organismos indicados para uso em estudos
ecotoxicológicos, porque são bastante sensíveis a diversos agentes químicos. Além
disso, apresentam fácil cultivo ou adaptação em condições de laboratório,
(DOMINGUES e BERTOLETTI, 2006).
Os testes de toxicidade são freqüentemente utilizados para detectar e avaliar os
efeitos tóxicos potenciais de substâncias químicas sobre organismos aquáticos (RAND e
PETROCELLI, 1985).
O monitoramento da qualidade da água em estações de captação de água para o
abastecimento público e em estações de tratamento de efluentes industriais pode ser
realizado por meio de análises físicas e químicas, as quais podem auxiliar na
identificação das causas das alterações na qualidade da água, ou de respostas
160
fisiológicas e comportamentais de organismos a baixas concentrações de contaminantes.
Estes últimos são chamados de biomonitores. Sistemas que monitoram a qualidade da
água e que geram condições de alarme caso esta esteja fora de padrões mínimos de
qualidade constituem monitores automáticos e são utilizados para que sejam tomadas
providências imediatas tão logo seja identificado um problema (CAIRNS et al., 1973).
Os organismos podem apresentar respostas fisiológicas e comportamentais
distintas a baixas concentrações de contaminantes, incluindo alteração na motricidade e
na respiração. Esforços têm sido realizados no sentido de associar estas respostas a
sistemas automáticos de alarme. Por exemplo, as atividades cardíaca e respiratória de
várias espécies de truta e de outras espécies de peixe têm sido utilizadas em sistemas
biológicos de alerta precoce, automatizados (“BEWS – Biological Early Warning
Systems”) (DIAMOND et al., 1988).
O biomonitoramento consiste no uso da resposta biológica para avaliar as
mudanças na qualidade da água, fornecendo informações que são usadas em programas
de controle ambiental (SILVA e BAPTISTA, 2000). O biomonitoramento em tempo
real é capaz de detectar alterações comportamentais induzidas por concentrações que
não causam mortalidade (MAGALHÃES et al., 2005). A exposição a concentrações
subletais de compostos químicos pode ser a ameaça mais predominante com a qual
organismos aquáticos são confrontados no ambiente. Uma resposta comportamental
pode ser a reação inicial à exposição química no ambiente natural (RAND, 1985).
161
4.2. Objetivos
4.2.1. Geral
Avaliar a eficiência de processos de tratamento de água na remoção de células,
toxinas e subprodutos de cianobactérias, por meio de testes de toxicidade com
cladóceros e biomonitoramento com peixes.
4.2.2. Específico
Utilizar testes de toxicidade aguda com dafinídeos (Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii) e biomonitoramento pelo sistema de alerta precoce com peixes (Danio rerio)
para avaliar a eficiência de processos de tratamento de água empregados na remoção de
células, microcistinas e subprodutos de Microcystis spp., determinando qual o mais
eficiente.
162
4.3. Materiais e Métodos
4.3.1. Ensaios em bancada
Considerando que esse trabalho foi realizado em colaboração, informações,
dados e resultados de Kuroda (2006) são apresentados no Anexo A (p.302), a fim de
possibilitar uma visão integrada do mesmo.
Primeiro, foram realizados ensaios de bancada (em jarteste e filtros de
laboratório de areia – FLAs), para estabelecimento das condições operacionais
(coagulação química, oxidação, adsorção) dos ensaios a serem realizados em instalação
piloto – IP.
O equipamento jarteste é composto de 6 jarros de acrílico transparente de 2 L,
tacômetro digital para medição da rotação, dispositivo para aplicação de produtos
químicos e coleta de água nos 6 jarros simultaneamente. O sistema de filtros de
laboratório de areia (FLAs) é constituído por seis filtros, cada um com corpo em acrílico
transparente de 1,9 cm de diâmetro, 40 cm de altura e areia aderida na parede interna.
Os efluentes dos ensaios de bancada, descritos na Tabela 4.1, foram utilizados
em testes de toxicidade aguda com dafinídeos, como referência para avaliação da
eficiência de processos de tratamento de água empregados na remoção de células,
microcistinas e subprodutos de Microcystis.
163
Tabela 4.1 – Descrição dos ensaios de bancada, cujos efluentes foram analisados por meio de
testes de toxicidade aguda com dafinídeos.
Ensaio Objetivo Procedimento
1-A
a
Avaliação da dosagem de coagulante
mg (Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O)/L
seguida de filtração em FLA
J1
0
J2
0,5
J3
1,0
J4
1,5
J5
2,0
J6
2,5
2-A Avaliação da dosagem de coagulante
mg (Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O)/L
seguida de filtração em FLA
J1
3,0
J2
3,5
J3
4,0
J4
4,5
J5
5,0
J6
5,5
3-B
b
Avaliação da granulometria do FLA
para a filtração direta
FLA1 FLA2 FLA3
4-B Avaliação do uso de carvão ativado
granular – CAG após filtração direta
em filtro de laboratório de areia – FLA
FLA1
↓
CAG
FLA2
↓
CAG
FLA3
↓
CAG
8-D
c
Determinação das condições de
coagulação química para 7 tipos de
coagulantes à base alumínio
J1
↓
FLA
J2
↓
FLA
J3
↓
FLA
J4
↓
FLA
J5
↓
FLA
J6
↓
FLA
J7
↓
FLA
9-E
d
Avaliação da influência do pH da água
de diluição no desempenho da filtração
direta
J1
↓
FLA
J2
↓
FLA
J3
↓
FLA
J4
↓
FLA
J5
↓
FLA
J6
↓
FLA
10-F
e
Avaliação da influência da turbidez da
água de diluição no desempenho da
filtração direta
J1
↓
FLA
J2
↓
FLA
J3
↓
FLA
J4
↓
FLA
J5
↓
FLA
J6
↓
FLA
a
Água de estudo (AE) da série A: densidade de Microcystis spp. = 1,5×10
5
cel/mL
b
AE série B: densidade de Microcystis spp. = 5,9×10
4
cel/mL
c
AE série D: densidade de Microcystis spp. = 2,1 x 10
5
cel/mL
d
AE série E: densidade de Microcystis spp. = 2,1 x 10
5
cel/mL
e
AE série F: densidade de Microcystis spp. = 2,1 x 10
5
cel/mL
J = jarro
Cada série de ensaios corresponde a uma coleta de água de diluição – AD (água
filtrada da ETA 2 de São Carlos) para preparação da água bruta ou água de estudo – AE
164
(adição de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis e/ou extrato de
microcistinas).
4.3.2. Ensaios em Instalação Piloto – IP
A instalação piloto – IP foi montada nas dependências da Estação de Tratamento
de Água 2 de São Carlos – ETASC 2, localizada no Distrito Industrial – CEAT do
município. O esquema geral da IP e os resultados dos ensaios realizados por Kuroda
(2006) constam no Anexo A (p.302).
Na Tabela 4.2, é apresentada uma descrição dos ensaios realizados na IP. Cada
ensaio consistiu de um sistema de tratamento composto por uma combinação de
processos: dupla filtração (ascendente e descendente), oxidação (pré-cloração,
intercloração ou pós-cloração) e adsorção (carvão ativado em pó ou filtro com carvão
ativado granular), e avaliado mediante o uso de uma água de estudo preparada para esse
fim. Os ensaios I a V foram realizados a partir de AE contendo células, microcistinas e
subprodutos da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis, enquanto os ensaios VI a VIII,
a partir de AE contendo material natural de cianobactérias coletado em 15/07/2006 no
reservatório de Barra Bonita, no Médio rio Tietê, SP. As florações de cianobactérias têm
sido recorrentes em reservatórios do rio Tietê, e estudos comprovam a ocorrência de
florações tóxicas.
Nos ensaios, além da água de diluição – AD e da água de estudo – AE, os
efluentes de cada processo do sistema de tratamento foram avaliados por meio de testes
de toxicidade aguda com dafinídeos e de biomonitoramento com peixes.
165
Tabela 4.2 – Sistemas de tratamento utilizados nos ensaios I a VIII realizados em instalação
piloto – IP, cujos efluentes foram avaliados por meio de testes de toxicidade aguda com
dafinídeos e de biomonitoramento com peixes.
Ensaio Sistema de tratamento
I* MR J FAP J INTER J FD J FCAG
II* PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
III* PRÉ J MR J FAP J FD
IV* MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
V* MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
VI** MR J FAP J INTER J FD J FCAG
VII** CAP J MR J FAP J FD
VIII** PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
MR = mistura rápida; FAP = filtro ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente; PRE = pré-
cloração; INTER = intercloração; POS = pós-cloração; CAP = carvão ativado em pó; FCAG = filtro com
carvão ativado granular. *ensaios realizados com linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis; **ensaios
realizados com floração natural de cianobactérias coletada em 15/07/02006 no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP.
4.3.3. Cultivo dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera)
Esses cladóceros, utilizados como organismos-teste, foram cultivados e mantidos
de acordo com normas padronizadas (ABNT, 2005), conforme procedimentos descritos
no Capítulo 2 (p.81–82).
166
4.3.4. Testes de toxicidade aguda
Para cada dafinídeo, cinco neonatas (< 24 h) foram colocadas, em três réplicas,
em tubos de ensaio contendo 10 mL das amostras, sem diluição (100%), e oriundas dos
ensaios de bancada e da instalação piloto. As amostras foram mantidas sob refrigeração
até o início dos testes. Durante o período de exposição (48 h), os organismos foram
mantidos em incubadora a 25°C, sem iluminação e sem alimentação. Foram realizadas
medidas das variáveis: pH, condutividade elétrica e dureza no início e ao final dos
testes. Após 48h, registrou-se o número de indivíduos imóveis ou mortos para cada
amostra. Quando a porcentagem de organismos imóveis no controle excedeu 10%, o
resultado não foi considerado válido (ABNT, 2004). Os testes invalidados não puderam
ser repetidos, em virtude da elevada quantidade de amostras e do tempo de preservação
das mesmas. Considerando que foram utilizadas amostras sem diluição, os resultados
dos testes foram expressos de forma qualitativa, ou seja, como “tóxico” ou “não
tóxico”, confirmados por meio de analise estatística (teste de Fisher) (ABNT, 2004).
4.3.5. Aclimatação e manutenção de Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae) em
laboratório
Danio rerio Hamilton-Buchanan é originário da Índia e tem sido utilizado
mundialmente em estudos ecotoxicológicos (DOMINGUES e BERTOLETTI, 2006).
Espécimes adultos de D. rerio (Figrua 4.1) foram adquiridos em lojas especializadas de
aquariofilia. A aclimatação e a manutenção dos organismos em laboratório seguiram
167
procedimentos descritos em normas padronizadas (ABNT, 2004). Os peixes foram
mantidos em aquários (40 e 60 L) com água da torneira, oriunda de poço artesiano e não
clorada, mantendo-se a relação de 1 g de organismo por litro de água, e alimentados
com ração TETRAMIN
®
, duas vezes ao dia. Foram adicionadas soluções específicas à
água da torneira, para que apresentasse dureza total de 40 a 50 mg CaCO
3
/L e pH de 6,5
a 7,5.
Figura 4.1 – Espécime adulto de Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae) (Foto retirada do site
http://users.ugent.be/~kwautier/VMDB/staff.html, acessado em 18/12/2006)
4.3.6. Biomonitoramento
Espécimes adultos de D. rerio, previamente aclimatados, foram transportados
até a instalação piloto – IP em sacos plásticos, separados aleatoriamente em lotes de 15
ou 20 organismos e colocados em cada aquário/tratamento com 15 L de efluente em
fluxo contínuo. Os peixes não foram alimentados 24 h antes nem durante os ensaios.
Foram realizadas observações diretas das respostas comportamentais de locomoção dos
organismos para cada tratamento nos ensaios I a VI na IP (Figura 4.2), como um
sistema de alerta precoce, em que são consideradas grandes alterações no
comportamento, como natação em posição lateral ou de barriga para cima, ou
168
mortalidade. O biomonitoramento com os peixes não foi realizado nos ensaios VII e
VIII, em virtude da não disponibilidade de organismos.
Figura 4.2 – Aquários utilizados no sistema de biomonitoramento por alerta precoce com a
espécie de peixe Danio rerio nos ensaios na instalação piloto – IP para avaliação da eficiência
dos processos de tratamento empregados na remoção de células, microcistinas e subprodutos de
Microcystis spp.
169
4.4. Resultados e Discussão
4.4.1. Ensaios em bancada
No teste de toxicidade com amostras dos ensaios 1 e 2 da série A (coagulação
química seguida de filtração em filtros de laboratório de areia – FLAs para avaliação da
influência da dosagem do coagulante), apenas a amostra de água de diluição – AD da
Estação de Tratamento de Água 2 de São Carlos – ETASC 2 não causou efeito tóxico
agudo aos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Figura 4.3; Apêndice D). Por
outro lado, a água de estudo – AE, à qual foi adicionada suspensão da cultura de
Microcystis, ocasionou toxicidade, possivelmente em decorrência das microcistinas.
DeMott et al. (1991) observaram rápida mortalidade (48 h) de Daphnia pulex em
baixa concentração (1 × 10
4
cel/mL) de uma linhagem tóxica de Microcystis aeruginosa
(PCC7820). Nos testes de toxicidade aguda realizados com a linhagem NPLJ-4 da
mesma espécie, foram necessárias concentrações maiores do que 1 × 10
6
cel/mL, na
forma de extrato, para causar efeito tóxico agudo aos dafinídeos (Capítulo 3). Diversos
estudos na literatura apontam a suscetibilidade dos cladóceros à ação das cianotoxinas
e/ou outros compostos metabólicos liberados pelas cianobactérias (CHEN et al., 2005;
FERRÃO-FILHO e AZEVEDO, 2002; JUNGMANN, 1992; NIZAN et al., 1986;
REINIKAINEN et al., 1994; ROHRLACK et al., 1999; THOSTRUP e
170
CHRISTOFFERSEN, 1999). Para as outras amostras, a toxicidade pode ter sido
causada pelos coagulantes adicionados.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
% imobilidade
C AD AE 1A-11A-21A-31A-41A-51A-62A-12A-22A-32A-42A-52A-6
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.3 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição aos efluentes dos ensaios 1 e 2 da série A de
avaliação da dosagem de coagulante.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (C =
controle; AD = água de diluição; AE = água de estudo; 1A = ensaio 1 da série A; 2A = ensaio 2 da série
A; os números de 1 a 6 correspondem aos jarros do jarteste)
Após tratamento com coagulantes, a água efluente do filtro rápido de areia
(ensaio 3), sem células ou subprodutos de Microcystis, causou toxicidade aguda aos
dafinídeos. O efeito tóxico pode ter sido causado pela concentração residual de alumínio
(TAKENAKA et al., 2005). Ao contrário, para a água oriunda do filtro rápido de areia,
em que foi empregada a filtração direta seguida de adsorção em carvão ativado granular
(ensaio 4), foi evidenciada a eficiência na remoção da toxicidade (Figura 4.4; Apêndice
D). Em relação a esse aspecto, esses resultados sugerem que apenas os efluentes do
sistema que receberam tratamento complementar com carvão ativado granular – CAG
apresentaram respostas satisfatórias.
171
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
% imobilidade
Controle AD AE 3B-1 3B-2 3B-3 4B-1 4B-2 4B-3
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.4 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera) após 48 horas de exposição aos efluentes dos ensaios 3 (avaliação da
granulometria do filtro de areia) e 4 (avaliação do uso de carvão ativado granular após a
filtração) da série B.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de diluição; AE
= água de estudo; 3B = ensaio 3 da série B; 4B = ensaio 4 da série B; os números de 1 a 3 correspondem a
filtros de laboratório de areia – FLAs)
Nos ensaios 8, 9 e 10 das séries D, E e F, respectivamente, apenas a água de
estudo não causou toxicidade aguda a Daphnia similis (Figura 4.5; Apêndice D).
Talvez, a densidade de células fosse baixa para provocar efeito tóxico ao organismo.
Como sugerido anteriormente, a toxicidade da água de diluição da ETASC 2 pode ter
sido causada por resíduos (alumínio, cloro) do tratamento em conjunto com os
coagulantes adicionados nos ensaios, aumentando os efeitos deletérios ao dafinídeo. Na
água de estudo, a toxicidade foi reduzida.
172
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
C
AD0
AD1
AE1
8D-1
8D-2
8D-3
8D-4
8D-5
8D-6
8D-7
AE2
9E-1
9E-2
9E-3
9E-4
9E-5
9E-6
AE3
10F-1
10F-2
10F-3
10F-4
10F-5
10F-6
% imobilidade
Figura 4.5 – Percentagem de imobilidade de Daphnia similis (Crustacea, Cladocera), após 48
horas de exposição aos efluentes dos ensaios 8 (uso de diferentes coagulantes), 9 (influência do
pH na filtração) e 10 (influência da turbidez na filtração) das séries D, E e F, respectivamente.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (C = controle; AD = água de diluição; AE = água de
estudo; 8D = ensaio 8 da série D; 9E = ensaio 9 da série E; 10F = ensaio 10 da série F; os números de 1 a
7 correspondem aos jarros do jarteste).
4.4.2. Ensaios em Instalação Piloto – IP
Os resultados dos testes de toxicidade aguda com os cladóceros, referentes aos
ensaios na instalação piloto – IP, são apresentados detalhadamente no Apêndice D.
Como nos ensaios de bancada, no ensaio I, a água de diluição (AD) da ETASC 2
causou toxicidade aos dafinídeos. A toxicidade água de estudo (AE) foi reduzida. Os
efeitos deletérios dos efluentes do filtro ascendente de pedregulho (FAP) podem ter sido
causados pela adição de coagulante. Os efluentes da intercloração (INTER) e do filtro
descendente (FD) causaram toxicidade apenas no início do experimento, indicando que
esses dois processos removeram os compostos tóxicos não removidos por FAP (Figura
4.6).
173
Ens ai o I
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
Controle
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
1h 6h 12h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.6 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii após
48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio I-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; FAP = filtro ascendente de pedregulho; INTER = intercloração; FD =
filtro descendente; CAG = filtro com carvão ativado granular)
Para o ensaio II, a água de diluição (AD) causou toxicidade aos dafinídeos, ao
contrário de AE, que pode ter reduzido os efeitos tóxicos de AD. Os efluentes da pré-
cloração (PRE) causaram toxicidade a C. silvestrii, talvez por subprodutos ou residuais
de cloro, apesar da adição de tiosulfato de sódio para neutralizar os efeitos do cloro aos
organismos. O efluente FAP-7h foi tóxico apenas para C. dubia (Figura 4.7).
No ensaio III, não foram observados efeitos tóxicos aos dafinídeos (Figura 4.8).
174
Ens ai o II
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
FAP
FD
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
1h 6h 7h 10h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.7 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii após
48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio II-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; PRE = pré-cloração; CAP = carvão ativado em pó; FAP = filtro
ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente)
Ens aio III
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
PRE
FAP
FD
AD
AE
PRE
FAP
FD
FAP
FD
AD
AE
PRE
FAP
FD
1h 6h 7h 10h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.8 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii após
48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio III-IP.
(AD = água de diluição; AE = água de estudo; PRE = pré-cloração; FAP
= filtro ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente)
175
Segundo Kuroda (2006) todos os efluentes do FAP tiveram remoção total,
superior a 99,5%, com exceção do ensaio IV, devido à ocorrência de problemas
operacionais no sistema de dosagem e controle do pH de coagulação, o que pode
explicar os efeitos tóxicos aos dafinídeos dos efluentes FAP, FD e CAG, uma vez que
AD e AE não causaram toxicidade. Os efluentes de pós-cloração foram tóxicos apenas
para C. dubia (Figura 4.9). Observa-se que a imobilidade no controle excedeu 10% para
ambas as espécies, indicando que os organismos não estavam em boas condições
fisiológicas, o que também pode ter influenciado os resultados.
Ens ai o IV
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
FAP
FD
POS
CAG
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
1h 6h 7h 10h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.9 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii após
48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio IV-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; FAP = filtro ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente; POS =
pós-cloração; CAG = filtro com carvão ativado granular)
No ensaio V, repetição do ensaio IV, AE não causou efeitos tóxicos aos
dafinídeos. Os efluentes FD foram tóxicos somente para C. dubia. AD e os efluentes
FAP, POS e CAG causaram toxicidade aos dafinídeos, em especial para C. dubia
(Figura 4.10). A toxicidade do efluente POS-7h pode ter sido causada por falta ou
176
insuficiência de tiosulfato de sódio para neutralizar os efeitos do oxidante aos
organismos. A maior toxicidade do efluente CAG-10h pode ter sido decorrente da
saturação do carvão, perdendo a eficiência na remoção de compostos tóxicos. Segundo
Kuroda (2006), o processo de tratamento por adsorção com CAG, utilizado como pós-
tratamento, foi bastante eficiente para assegurar a qualidade dos efluentes finais dos
sistemas testados (ensaios 1, 4 e 5), especialmente, com relação à remoção de
microcistinas extracelulares.
Ens ai o V
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
FAP
FD
POS
CAG
AD
AE
FAP
FD
POS
CAG
1h 6h 7h 10h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.10 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio V-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; FAP = filtro ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente; POS =
pós-cloração; CAG = filtro com carvão ativado granular)
Os ensaios VI, VII e VIII foram realizados com floração de cianobactérias,
coletada no reservatório de Barra Bonita.
No ensaio VI, maior toxicidade aos dafinídeos foi causada pelos efluentes FAP,
INTER e FD, possivelmente devido aos produtos adicionados durante o tratamento,
como coagulante e oxidante. Ainda, a quantidade de tiosulfato de sódio aplicada pode
177
não ter sido suficiente para neutralizar o efeito do oxidante na intercloração. AD e AE e
efluentes CAG foram tóxicos somente para C. dubia. A toxicidade reduzida ou ausente
dos efluentes CAG evidencia a eficiência desse processo na remoção de compostos
tóxicos (Figura 4.11).
Ens ai o VI
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
FAP
INTER
FD
CAG
AD
AE
FAP
INTER
FD
CAG
1h 6h 7h 10h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.11 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VI-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; FAP = filtro ascendente de pedregulho; INTER = intercloração; FD =
filtro descendente; CAG = filtro com carvão ativado granular)
Em relação ao ensaio VII, AE e os efluentes CAP (carvão ativado em pó) não
causaram toxicidade aos dafinídeos. Ao contrário, AD e os efluentes FAP e FD foram
tóxicos aos dafinídeos, sendo que os dois últimos constituíram os processos finais do
sistema de tratamento nesse ensaio, evidenciando a menor eficiência dos mesmos na
remoção de compostos tóxicos (Figura 4.12). Segundo Kuroda (2006), a dupla filtração
(FAP seguido de FD) foi bastante eficiente na remoção de células de Microcystis spp. e,
conseqüentemente, de microcistinas intracelulares. Contudo, a remoção ou a degradação
178
de microcistinas extracelulares foi significativa somente com o emprego de processos
complementares de oxidação e/ou adsorção.
Ens ai o VII
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
CAP
FAP
FD
AD
AE
CAP
FAP
FD
AD
AE
CAP
FAP
FD
1h 3h 6h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.12 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VII-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; CAP = carvão ativado em pó; FAP = filtro ascendente de pedregulho; FD
= filtro descendente)
No ensaio VIII, AD, AE e os efluentes FAP e FD causaram toxicidade aos
dafinídeos. Os efluentes PRE e CAP foram tóxicos apenas para C. silvestrii (Figura
4.13).
Segundo Kuroda (2006), a concentração de microcistinas totais da AE preparada
com amostras de floração de cianobactérias do reservatório de Barra Bonita foi da
ordem de 1μg/L e a de microcistinas extracelulares, menor do que o limite de detecção
do método (< 0,16 μg/L). Apesar disso, AE contendo floração natural causou toxicidade
aos dafinídeos (ensaios VI e VIII), ao contrário da AE preparada com a linhagem tóxica
NPLJ-4 de Microcystis.
179
Ens aio VIII
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
controle
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
AD
AE
PRE
CAP
FAP
FD
1h 3h 6h
% imobilidade
C.dubia C.silvestrii
Figura 4.13 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
após 48 h de exposição aos efluentes de cada processo de tratamento em diferentes tempos de
amostragem do Ensaio VIII-IP.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de
diluição; AE = água de estudo; PRE = pré-cloração; CAP = carvão ativado em pó; FAP = filtro
ascendente de pedregulho; FD = filtro descendente)
Os extratos brutos preparados a partir do material liofilizado das mesmas
amostras de floração do reservatório de Barra Bonita, coletadas em 15/07/06 e utilizadas
nos ensaios VI, VII e VIII em IP, causaram toxicidade aguda aos dafinídeos (Capítulo
2).
Okumura et al. (2007) atribuíram ao efeito combinado de diferentes tóxicos
(cianotoxinas, metais e hidrocarbonetos aromáticos policíclicos – PAHs) a maior
toxicidade dos extratos brutos de cianobactérias dos reservatórios de Barra Bonita e
Ibitinga, quando comparados a linhagem NPLJ-4 de Microcystis em testes com
dafinídeos (C. silvestrii, C. dubia e D. similis), apesar da maior quantidade de
microcistina presente na última. De fato, estudos recentes têm demonstrado a ocorrência
de compostos tóxicos na água e no sedimento de reservatórios do rio Tietê, SP
(FRACÁCIO et al., 2003; PASCHOAL, 2002; RODGHER et al., 2003; SILVÉRIO et
al., 2005).
180
Todas as operações de tratamento de água (coagulação convencional/filtração,
processos de filtração em membrana e troca iônica, filtração em carvão ativado
granular, etc.) geram diferentes resíduos com composição química e biológica distinta
(BOURGEOIS et al., 2004). Alguns fatores como a qualidade da água bruta, o pH, a
temperatura da água, os produtos químicos adicionados durante o tratamento, estação do
ano (sazonalidade) e os processos de tratamento utilizados, influenciam na qualidade e
na quantidade dos resíduos produzidos (LIN et al., 1984).
Ao longo do presente estudo, verificou-se a influência e a importância da
qualidade da água bruta na interpretação dos resultados dos testes de toxicidade, isto é,
dependendo das características da água do manancial que abastecia a ETASC 2, a água
poderia ou não estar recebendo pré-cloração. Apesar desta prática não ser recomendada
quando visando evitar a formação de trihalometanos, existem ocasiões em que ela é
requerida devido à má qualidade da água do manancial em termos bacteriológicos.
Como a água de diluição era coletada na ETASC 2 e passava por todas as etapas do
tratamento de ciclo completo, com exceção da cloração e da adição de flúor,
dependendo da dosagem de coagulante utilizada no tratamento, poderia haver uma
maior ou menor concentração de alumínio residual na água de diluição. Portanto, os
ensaios não foram realizados com uma água que apresentava sempre as mesmas
características; ou seja, as amostras da água da ETASC 2 variaram em relação à sua
composição química, contendo possíveis contaminantes que poderiam interferir ou
mascarar os resultados dos processos de tratamento estudados para a remoção de
cianobactérias ou suas toxinas.
Entre os fatores que poderiam interferir na toxicidade das amostras da água da
ETA, destacam-se o alumínio residual proveniente do coagulante sulfato de alumínio e
181
o cloro residual, que poderia ter sido utilizado em uma eventual pré-cloração da água
bruta.
Diversos estudos têm examinado os efeitos tóxicos do alumínio à vida aquática
(BIRCHALL et al., 1989; DRISCOLL et al., 1980; FREEMAN e EVERHART, 1971;
FREEMAN, 1973; GEORGE et al., 1995; HAVAS, 1985; HUN et al., 1987;
RAMAMOORTHY, 1988). Entretanto, de acordo com Kuroda (2006), devido às
condições otimizadas de coagulação química, a concentração residual de alumínio,
proveniente do sulfato de alumínio usado como coagulante, resultou inferior ao limite
de detecção do método em todas as análises realizadas.
Quanto ao cloro, este elemento pode vir a ser um importante tóxico em águas
superficiais que recebem efluentes de águas de abastecimento cloradas, efluentes de
estações de tratamento de esgotos, efluentes de operações de descoloração de indústrias
têxteis e indústrias de papel e celulose. A química de compostos clorados em águas
naturais é complexa. A toxicidade e a persistência das formas temporárias dos
compostos ricos em cloro usualmente utilizados dependem do pH, da temperatura da
água, dos compostos nitrogenados e dos tipos e da quantidade de matéria orgânica que
estão presentes (STEWART et al., 1996). Os processos convencionais de tratamento de
água, além de não eliminarem as toxinas, aumentam o risco de formação de compostos
organoclorados do grupo dos trihalometanos, quando uma água rica em matéria
orgânica é tratada pelo cloro (VASCONCELOS e ARAÚJO, 1994). Segundo Kuroda
(2006), em todas as amostras dos ensaios em IP realizados, as concentrações de
trihalometanos foram inferiores ao valor máximo permitido de 0,1 mg/L em água
potável para consumo humano, estabelecido pela Portaria nº. 518/2004. Contudo, tais
concentrações poderiam causar efeitos adversos a cladóceros.
182
Takenaka et al. (2006) analisaram a qualidade da água de abastecimento de uma
estação de tratamento de água, utilizando Ceriodaphnia silvestrii como organismo-teste,
e observaram que a água tratada causou efeitos tóxicos agudos e crônicos ao dafinídeo.
Segundo os autores, a toxicidade foi causada provavelmente por cloro residual, não
completamente removido pela aeração, ou por subprodutos de desinfecção do cloro
(trihalometanos) na água tratada, considerando o nível de matéria orgânica presente no
manancial de captação.
Analisando os resultados dos ensaios na instalação piloto – IP, observou-se que,
de modo geral, os efeitos tóxicos aos dafinídeos parecem ter sido causados mais por
compostos residuais (como alumínio e cloro) dos processos de tratamento do que
propriamente por Microcystis e seus subprodutos. Isso é evidenciado pelo teste
realizado com efluentes de alguns ensaios após ajuste da dureza para a faixa de cultivo
dos organismos, evidenciando redução da toxicidade (Figura 4.14). Para o ajuste da
dureza, as amostras foram acrescidas de soluções específicas (sulfato de cálcio, cloreto
de potássio, bicarbonato de sódio e sulfato de magnésio) e agitadas por 1 h, o que
também pode ter contribuído para diminuição dos efeitos deletérios por eliminação de
cloro, por exemplo.
A dureza da água pode promover efeitos adversos sobre os organismos
submetidos a testes de toxicidade, quando seus valores diferirem grandemente daqueles
da água de manutenção dos cultivos (CETESB, 1986). A água de cultivo dos dafinídeos
apresenta dureza entre 40 e 48 mg CaCO
3
/L, enquanto a dureza das amostras de água
dos ensaios foi de 3 a 14 mg CaCO
3
/L. Contudo, as duas faixas estão dentro da faixa de
água mole ou branda, ≤ 50 mg/L CaCO
3
(DI BERNARDO, 1993). Segundo Aragão e
Buratini (2000), em estudos ecotoxicológicos, a dureza das águas pode constituir um
fator modificador da toxicidade de alguns poluentes, principalmente metais, sendo que
183
muitos destes tornam-se mais tóxicos em águas mais moles. Rattner e Heath (1995)
afirmam que a dureza da água afeta substancialmente a toxicidade de certos metais,
sendo que comumente os metais são mais tóxicos em águas menos duras e tal efeito
varia de acordo com o metal, tornando-se mais efetivo para o cádmio, enquanto cobre e
zinco são menos afetados.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
FAP0h
CAG10h
AD6h
FAP6h
INTER6h
FD6h
AD6h
FAP6h
FD6h
AD0h
FAP6h
FD6h
C EnsaioV EnsaioVI EnsaioVII EnsaioVIII
% imobilidade
antes depoi s
Figura 4.14 – Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia silvestrii após 48 h de exposição
aos efluentes de processos de tratamento em diferentes tempos de amostragens dos Ensaios V,
VI, VII e VIII-IP, antes e após ajuste da dureza de 4 - 6 mg CaCO
3
/L para 40 - 48 mg CaCO
3
/L.
As barras em destaque representam amostras tóxicas. (AD = água de diluição; FAP = filtro ascendente de
pedregulho; FD = filtro descendente; INTER = intercloração; CAG = filtro com carvão ativado granular)
Nos testes de toxicidade aguda aos dafinídeos dos extratos de culturas da
linhagem NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa, em diferentes estágios de crescimento
(Capítulo 3), os valores de CE50;48h foram de 1,38 – 5,35 × 10
6
cel/mL e os de
microcistinas, de 35,67 – 171,6 µg/L para extratos de culturas na metade da fase
exponencial; os valores de CE50;48h foram de 1,90 × 10
6
– 1,09 × 10
7
cel/mL e os de
microcistinas, de 176 – 860 µg/L para extratos de culturas no final da fase exponencial.
Esses valores são, portanto, muito superiores aos registrados para a mesma linhagem
184
nos ensaios I a V realizados na instalação piloto, em que a densidade máxima na água
de estudo foi de 5,3 × 10
4
cel/mL e de microcistinas, de 23,2 µg/L (KURODA, 2006).
Embora misturada à água de diluição – AD, que causou efeitos tóxicos aos
dafinídeos, a água de estudo – AE, de modo geral, não causou toxicidade aos mesmos.
Isso pode ser explicado pelo fato de as cianobactérias serem grandes produtoras de
polissacarídeos extracelulares, os quais podem complexar metais e, desse modo,
controlar a disponibilidade (LOMBARDI e VIEIRA, 1998; VIEIRA, 2002) e a
toxicidade dos mesmos nos ambientes.
De fato, Oliveira-Neto et al. (2003) verificaram redução da toxicidade aguda de
metais para Ceriodaphnia silvestrii na presença de exopolissacarídeos produzidos por
cianobactérias, clorofíceas e diatomáceas. A adição de exopolissacarídeos de Anabaena
spiroides reduziu a toxicidade aguda do cobre para Ceriodaphnia cornuta (CHOUERI,
2004) e para Simocephalus serrulatus (NOGUEIRA et al., 2005). Rodgher (2005)
observou que elevadas densidades (10
6
cel/mL) de Microcystis aeruginosa reduziram a
toxicidade do cádmio para Daphnia similis, e inferiu que este resultado pode estar
relacionado com a capacidade da cianobactéria em reter o cádmio. Portanto, a presença
de Microcystis na AE pode ter diminuído a toxicidade de compostos tóxicos presentes
na AD.
Portanto, a água pré-tratada com cloro foi desfavorável aos testes com
dafinídeos, comprometendo a utilização destes organismos para avaliar a eficiência de
processos de tratamento de água para remoção de células e toxinas de cianobactérias,
uma vez que a água de estudo não causou toxicidade aos mesmos. No entanto, esses
organismos são bons indicadores da presença de compostos tóxicos, tendo em vista que
a água da ETASC 2 e os efluentes dos processos de tratamento dos ensaios causaram
efeitos tóxicos aos mesmos.
185
Em relação ao biomonitoramento com peixes, observou-se morte após 3 h de
exposição à água de estudo – AE apenas no ensaio II, que, no entanto, foi causada pelo
oxidante da pré-cloração, devido à não adição acidental de tiosulfato de sódio para
neutralizar o efeito tóxico do cloro aos organismos. Nos demais ensaios se observou a
mortalidade de Danio rerio, possivelmente em virtude do curto período de exposição,
de 10 – 12 horas, uma vez que a toxicidade aguda (letalidade) para peixes é avaliada em
até 96 h de exposição. Portanto, foram realizadas apenas observações de respostas
locomotoras dos peixes durante os ensaios I a VI em IP (Tabela 4.3).
Tabela 4.3 – Observações de respostas locomotoras ou de mortalidade de indivíduos da espécie
de peixe Danio rerio (Teleostei, Cyprinidae) durante os ensaios I a VI realizados em instalação
piloto - IP.
Ensaio nº de
peixes
tempo de
exposição
Tratamento
I 20 12 h AD AE FAP INTER FD CAG
H, a, s,
f
H, h, a,
f, s
H, h, a,
s, f
H, h, s H, s, r s, c
II 20 10 h AD AE PRE CAP FAP FD
a, s, r m* s a, r, s, f s, f s, f
III 15 10 h AD AE PRE FAP FD
a, s, f, r h, a, s,
f, r
s, f, r h, s, f, r s, f
IV 15 10 h AD AE FAP FD POS CAG
a, s, f, r a, s, f, r s, f, r a, s, f, r s, f, r s, f, r
V 20 10 h AD AE FAP FD POS CAG
s, f, r s s, f, r s s, f, r s, f, r
VI 20 10 h AD AE FAP INTER FD CAG
a, s, f, r H, a, s,
r
a, f, r a, s, f, r a, s, f, r s, r
H = hiperatividade, h = hipoatividade, a = agrupamento, c = conflito entre indivíduos, s = superfície, f =
fundo, r = rente à parede do aquário; m = mortos. *em decorrência do oxidante da pré-cloração, pois não
foi adicionado tiosulfato de sódio para neutralizar o efeito tóxico do cloro aos organismos.
186
No ensaio I, não houve indícios de alterações comportamentais para os
indivíduos expostos ao efluente CAG. No ensaio VI, realizado com floração de
cianobactérias do reservatório de Barra Bonita, foi observada hiperatividade dos
indivíduos expostos à AE. Em relação aos demais ensaios, de modo geral, não houve
indícios de alterações comportamentais ao longo do período de observação.
Rand (1985) faz várias considerações sobre o uso de respostas comportamentais
para a avaliação de efeitos subletais de compostos tóxicos a organismos aquáticos.
Observações diretas de comportamento no laboratório e no campo são tediosas,
consumidoras de tempo, às vezes, muito subjetivas e, muitas vezes, difíceis de
quantificar e avaliar. Atividade locomotora espontânea livre e padrões locomotores são
espécie-específicos e altamente variáveis ao longo do tempo, implicando a necessidade
de observação prolongada. Portanto, avaliação precisa da locomoção, se de animais
“normais” (controle) ou “expostos” (tratados), requer monitoramento automatizado da
atividade locomotora ou dos padrões com um sistema sofisticado de aquisição e análise
de dados. Embora existam muitos estudos na área de toxicologia aquática
comportamental, essa área está ainda nos estágios iniciais de desenvolvimento. Não há
espécies-teste ou técnicas padronizadas e toda informação disponível sobre
comportamento normal de organismos aquáticos é pequena, especialmente para as
espécies-teste rotineiramente usadas em testes agudos e crônicos. Além disso, os
resultados comportamentais em toxicologia aquática são difíceis de comparar e avaliar
para muitas substâncias químicas, pois muitas técnicas diferentes e espécies-teste têm
sido usadas. Além disso, dados comportamentais normais devem primeiro ser obtidos
para, então, o teste de toxicidade ser iniciado.
187
A ecotoxicologia comportamental é uma área de pesquisa em expansão e, com o
desenvolvimento de tecnologias de registro automático, como, por exemplo, sistemas de
vídeo, o esforço investido e a subjetividade das observações foram bastante reduzidos.
Magalhães et al. (2005) avaliaram a eficiência de um sistema de análise de
imagem para registro de padrões comportamentais da atividade locomotora do peixe de
D. rerio exposto ao hipoclorito de sódio em concentrações subletais, visando o
desenvolvimento de um sistema de biomonitoramento em tempo real de laboratório. Os
autores utilizaram tempo ambulatorial, velocidade média e distância percorrida como
indicadores toxicológicos. As respostas comportamentais foram registradas e
quantificadas individualmente, de modo simultâneo. Segundo os autores, a
hiperatividade caracteriza uma resposta de escape: se a substância não causa
intoxicação, mas é irritante, o organismo tenta fugir do local contaminado, o que
explicaria o aumento da atividade locomotora. Outra resposta observada foi a
hipoatividade, quando o peixe reduz o metabolismo e, conseqüentemente, a atividade
locomotora, o que poderia ser uma tentativa de adaptação ou efeito direto da substância
que interfere na fisiologia do peixe, como um comportamento de estocagem de energia.
Amado et al. (2006) analisaram os efeitos da microcistina sobre DNA, enzimas
antioxidantes e atividade locomotora de D. rerio. Os peixes foram distribuídos em
quatro grupos: controle; expostos ao extrato liofilizado de Aphanothece sp, uma
cianobactéria não tóxica; e expostos ao extrato liofilizado da cianobactéria Microcystis
aeruginosa (RST9501) em duas concentrações de microcistina. Após 24 h de teste, os
animais foram submetidos ao teste em campo aberto que avalia a atividade locomotora.
Os autores observaram que os animais do grupo exposto à maior concentração de
microcistina (50 µg/L) tiveram sua atividade locomotora diminuída em relação aos
animais dos grupos controle e exposto à cianobactéria não tóxica.
188
Ferrão-Filho et al. (2006) avaliaram o efeito de uma linhagem de
Cylindrospermopsis raciborskii (CYRF), produtora de saxitoxinas, na atividade
natatória do cladócero Daphnia pulex e do peixe D. rerio (Teleostei, Cyprinidae),
utilizando um sistema de captura e processamento automático de imagem. Os animais
foram submetidos a diferentes concentrações de células da cianobactéria (5000 a
50000), bem como amostras de água do Reservatório do Funil, com ocorrência de tal
cianobactéria. Os resultados mostraram efeito significativo da linhagem na distância
percorrida e na velocidade média de ambas as espécies. Para as amostras de água do
reservatório, as duas espécies apresentaram respostas contrárias, sendo que D. pulex
exibiu diminuição da atividade natatória, enquanto D. rerio mostrou aumento da
atividade em relação ao grupo controle.
No presente trabalho, as respostas comportamentais dos peixes durante os
ensaios em instalação piloto – IP foram utilizadas apenas como um sistema de alerta
precoce, isto é, se grandes alterações no comportamento dos peixes fossem observadas
(posição lateral ou de barriga para cima) ou se ocorresse mortalidade ao longo dos
ensaios (CAIRNS et al., 1973; DIAMOND et al., 1988; SPELLERBERG, 1991), os
quais seriam indícios de toxicidade. Pode-se concluir, portanto, que não houve grande
alteração comportamental que caracterizasse toxicidade aguda, em curto prazo, sobre os
peixes utilizados como sistema de alerta-precoce.
189
4.5. CONCLUSÕES
Os efeitos tóxicos aos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii, observados
nos ensaios de bancada e da instalação piloto – IP, foram causados muito mais
por resíduos de produtos (coagulantes, oxidantes) empregados nos processos de
tratamento do que por células, microcistinas e/ou subprodutos de Microcystis.
A água da ETA-2 São Carlos utilizada nos ensaios da Instalação Piloto – IP
exerceu grande influência nos resultados dos testes de toxicidade, uma vez que a
mesma causou efeitos tóxicos aos dafinídeos.
Os testes de toxicidade com dafinídeos não foram boa ferramenta para avaliar a
eficiência de processos de tratamento de água empregados na remoção de
células, toxinas e subprodutos de cianobactérias, visto que esses organismos
foram mais afetados pela água da ETA-2 do que pela água contendo
Microcystis.
Os dafinídeos indicaram a presença de contaminantes (residuais de cloro e de
alumínio) na água da ETA-2.
Os indivíduos adultos do peixe Danio rerio não foram adequados para o
biomonitoramento em sistema de alerta precoce em estação de tratamento de
água, tanto para as águas brutas quanto para os efluentes dos diferentes
processos de tratamento empregados, recomendando-se a utilização de formas
mais jovens da mesma espécie ou de espécies mais sensíveis.
190
C
ONSIDERAÇÕES FINAIS
191
onsiderando que o presente estudo foi realizado durante a
ocorrência de florações de cianobactérias, as mesmas não poderiam
deixar de ser dominantes na comunidade fitoplanctônica dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê, SP. Períodos de
estratificação e estabilidade da coluna de água, com anoxia, temperaturas elevadas e
disponibilidade de nutrientes, aliados, ainda, às características fisiológicas ou
mecanismos de adaptação desses organismos, podem ser citados como condições que
teriam favorecido a proliferação das cianobactérias nesses reservatórios.
Entre as cianobactérias encontradas nos reservatórios, células livres de
Microcystis (M. aeruginosa, M. panniformis e M. protocystis) se destacaram,
principalmente no de Promissão. Esse gênero compreende espécies produtoras das
hepatotoxinas microcistinas. De fato, os extratos brutos preparados a partir do material
liofilizado das florações de cianobactérias oriundas dos reservatórios continham
microcistinas, bem como causaram toxicidade aguda e crônica aos dafinídeos
Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera). No entanto, os efeitos
observados sobre os dafinídeos não podem ser explicados apenas pela presença de
microcistinas, uma vez que extratos com menores concentrações de microcistinas foram
mais tóxicos do que aqueles com maiores concentrações.
Além das cianobactérias, a presença de outros compostos, tais como metais e
agrotóxicos, poderiam ser responsáveis pelos efeitos tóxicos das amostras de água dos
reservatórios sobre os dafinídeos, evidenciando a deterioração desses sistemas.
C
192
Os estudos com a linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa indicaram
que a produção de microcistinas aumenta com o crescimento da população, em culturas
estáticas. Os extratos de culturas dessa linhagem na fase de senescência foram os mais
tóxicos aos dafinídeos, com efeitos pronunciados sobre a sobrevivência e a reprodução
de C. silvestrii. Todavia, a presença de microcistinas por si só não pode explicar os
efeitos observados sobre os dafinídeos, visto que os extratos de culturas na fase
estacionária resultaram em baixa ou nenhuma toxicidade, apesar de elevadas
concentrações de microcistinas totais.
Pesquisas sobre a composição química desses extratos brutos, tanto da linhagem
tóxica de M. aeruginosa como das florações naturais de cianobactérias, contribuiriam
para elucidar as causas dos efeitos observados sobre os dafinídeos, como, por exemplo,
a presença de outros compostos bioativos produzidos pelas cianobactérias, além das
toxinas, que aumentariam o potencial tóxico de tais extratos. De qualquer modo, os
resultados observados sugerem que a exposição dos dafinídeos a florações de
cianobactérias no ambiente pode provocar mudança na estrutura da comunidade
zooplanctônica.
Em relação ao abastecimento público de água, analisando variáveis, tais como
turbidez, número de partículas, concentração de microcistinas e densidade de
Microcystis spp., a dupla filtração mostrou-se bastante eficiente na remoção de células
e, conseqüentemente, de microcistinas intracelulares, porém, a remoção ou degradação
de microcistinas extracelulares foi significativa apenas com o emprego de processos
complementares de oxidação e/ou adsorção (KURODA, 2006). Entretanto, não foi
possível avaliar a eficiência dos processos de tratamento empregados nos ensaios de
bancada e da instalação piloto – IP, utilizando testes de toxicidade com dafinídeos e
biomonitoramento com peixes. Os efeitos tóxicos observados sobre os dafinídeos foram
193
causados muito mais por resíduos de produtos (coagulantes, oxidantes) utilizados nos
processos de tratamento do que pelas células, microcistinas e/ou subprodutos de
Microcystis spp. Tal fato, contudo, evidencia que os dafinídeos são bastante sensíveis
para indicar a presença de contaminantes na água.
Para o sistema de alerta precoce em estações de tratamento de água, as formas
mais jovens, como as larvas recém-eclodidas, do próprio Danio rerio, ou, ainda, outras
espécies de peixes, tais como Poecilia reticulata, Serrapinnus notomelas e
Hyphessobrycon eques, poderiam ser utilizadas, a fim de se obter melhores resultados
em termos de sensibilidade. No caso dos indivíduos adultos, as análises histológicas têm
sido mais importantes para revelar possíveis alterações nos mesmos (FRACÁCIO et al.,
2003; FRACÁCIO, 2006; MELETTI, 2003).
Os resultados observados, tais como condições para ocorrência de florações de
cianobactérias, presença de microcistinas e efeitos tóxicos da água e dos extratos brutos
aos dafinídeos, evidenciam o estado de degradação dos reservatórios de Barra Bonita e
Promissão, o que compromete os usos múltiplos da água, como o abastecimento
público, e implica em riscos à saúde humana e à biota natural. Portanto, medidas
remediadoras e, sobretudo, preventivas, tais como tratamento de efluentes industriais e
domésticos e recomposição da mata ciliar, devem ser tomadas para conter a poluição e o
processo de eutrofização desses sistemas.
194
R
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215
A
PÊNDICE A
Dados de campo e da comunidade fitoplanctônica para as águas
dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, Médio rio Tietê,
SP, durante a ocorrência de florações de cianobactérias
216
Tabela 1.7 – Medidas de pH, condutividade elétrica, concentração de oxigênio dissolvido e
temperatura da água, realizadas in situ, de 0,5 em 0,5 m, utilizando o multisensor Horiba,
modelo U10, no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, nos dias 03 e 14/03/2006 e
15/07/2006.
pH Condutividade µS/cm Oxigênio dissolvido mg/L Temperatura °C Prof.
(m)
03/03 14/03 15/07 03/03 14/03 15/07 03/03 14/03 15/07 03/03 14/03 15/07
0,0 6,83 5,53 6,93 186 170 182 11,45 7,06 - 30,3 27,3 20,8
0,5 7,33 5,81 6,98 185 170 182 10,49 6,64 - 30,1 27,3 20,8
1,0 7,76 5,89 7,02 184 170 182 10,35 6,36 - 29,8 27,1 20,7
1,5 7,82 5,88 6,94 184 170 181 10,65 5,86 - 29,5 27,0 20,5
2,0 7,82 5,75 6,84 183 169 182 9,23 5,10 - 28,9 26,8 20,3
2,5 7,68 5,82 6,73 183 170 183 9,02 5,12 28,8 26,8 20,3
3,0 7,53 5,87 6,66 183 170 183 7,54 4,69 - 28,7 26,8 20,2
3,5 7,41 5,92 6,63 183 170 183 7,44 4,45 - 28,6 26,8 20,2
4,0 7,31 5,96 6,58 184 170 183 7,25 4,21 - 28,4 26,8 20,2
4,5 7,14 5,99 6,49 184 170 184 5,37 4,73 - 28,3 26,8 20,2
5,0 7,69 6,10 6,47 184 170 184 3,87 4,32 - 28,0 26,7 20,2
5,5 7,43 6,16 6,43 184 170 184 2,93 4,65 - 27,8 26,7 20,2
6,0 7,20 6,17 6,42 184 170 184 2,31 4,31 - 27,6 26,7 20,2
6,5 7,02 6,18 6,41 184 170 184 2,01 4,43 - 27,6 26,7 20,2
7,0 6,90 6,20 6,42 184 171 184 1,09 4,50 - 27,4 26,7 20,2
7,5 6,75 6,21 6,41 184 171 184 0,86 4,45 - 27,3 26,7 20,2
8,0 6,66 6,23 6,4 184 171 184 0,86 4,48 - 27,3 26,7 20,2
8,5 6,60 6,24 6,38 184 171 184 0,69 4,21 - 27,3 26,7 20,1
9,0 6,55 6,25 6,18 184 171 184 0,44 4,25 - 27,2 26,7 20,1
9,5 6,49 6,27 6,17 184 171 184 0,11 4,10 - 27,2 26,7 20,1
10,0 6,32 6,28 6,15 184 171 184 0 4,36 - 27,0 26,7 20,1
10,5 6,28 6,29 6,16 185 171 183 0 4,48 - 27,0 26,7 20,1
11,0 6,25 6,30 6,16 185 171 183 0 4,11 - 26,9 26,7 20,1
11,5 6,22 6,33 6,14 186 171 183 0 4,19 - 26,9 26,7 20
12,0 6,20 6,34 6,1 187 171 180 0 4,30 - 26,8 26,7 19,8
12,5 6,18 6,34 6,04 188 171 180 0 4,27 - 26,7 26,7 19,7
13,0 6,17 6,34 5,99 189 171 179 0 4,43 - 26,7 26,7 19,6
13,5 6,16 6,35 5,96 189 171 179 0 4,43 - 26,6 26,7 19,6
14,0 6,15 6,35 5,93 190 172 178 0 4,08 - 26,6 26,7 19,6
14,5 6,15 6,35 5,9 191 172 177 0 3,82 - 26,5 26,7 19,5
15,0 6,15 6,35 5,87 192 172 177 0 3,58 - 26,4 26,6 19,4
15,5 6,14 6,35 5,85 193 172 177 0 3,44 - 26,4 26,6 19,4
16,0 6,15 6,36 5,84 193 172 176 0 3,61 - 26,4 26,6 19,4
16,5 6,15 6,36 5,83 193 172 176 0 3,61 - 26,4 26,6 19,4
17,0 6,15 6,36 5,78 193 172 175 0 3,57 - 26,4 26,6 19,3
17,5 6,15 6,36 5,76 194 172 175 0 3,63 - 26,4 26,6 19,3
18,0 6,15 6,36 5,75 194 172 175 0 3,69 - 26,4 26,6 19,2
18,5 6,15 6,36 5,73 194 172 174 0 3,62 - 26,4 26,6 19,2
19,0 6,15 6,37 5,71 194 172 174 0 3,65 - 26,4 26,6 19,2
19,5 6,16 6,37 5,7 194 172 174 0 3,57 - 26,4 26,6 19,2
20,0 6,16 6,37 5,69 194 172 174 0 3,58 - 26,4 26,6 19,2
20,5 6,16 6,38 5,67 194 172 174 0 3,78 - 26,4 26,6 19,2
21,0 6,16 6,38 5,66 194 172 174 0 3,82 - 26,4 26,6 19,2
21,5 6,17 6,39 5,64 194 172 174 0 3,82 - 26,4 26,6 19,2
22,0 6,17 6,39 5,63 194 172 174 0 3,67 - 26,4 26,6 19,2
22,5 6,18 6,39 5,61 194 172 174 0 3,92 - 26,4 26,6 19,2
23,0 6,17 6,39 5,6 195 172 174 0 3,53 - 26,3 26,6 19,1
23,5 6,18 6,40 5,6 195 172 174 0 3,82 - 26,3 26,6 19,1
24,0 6,25 6,40 5,54 195 172 187 0 3,83 - 26,3 26,6 19,2
24,5 6,29 6,40 5,35 195 172 193 0 3,91 - 26,3 26,6 19,2
25,0 6,35 6,40 5,33 195 172 193 0 3,29 - 26,3 26,6 19,2
25,5 6,30 6,41 5,32 195 172 193 0 3,62 - 26,3 26,6 19,2
26,0 6,25 6,21 5,31 196 265 193 0 3,11 - 26,3 26,6 19,2
26,5 6,22 6,28 5,3 196 265 194 0 2,24 - 26,3 26,6 19,2
27,0 6,21 6,36 5,29 197 265 194 0 1,62 - 26,3 26,6 19,2
27,5 6,15 5,29 200 194 0 - 26,3 19,2
28,0 6,16 5,26 201 194 0 - 26,3 19,2
28,5 5,25 194 - 19,2
29,0 5,25 194 - 19,2
29,5 5,24 195 - 19,2
30,0 5,24 195 - 19,2
- = não foi possível obter as medidas devido a problemas com o eletrodo
217
Tabela 1.8 – Medidas de pH, condutividade elétrica, concentração de oxigênio dissolvido e
temperatura da água, realizadas in situ, de 0,5 em 0,5 m, utilizando o multisensor Horiba,
modelo U10, no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, nos dias 08 e 17/03/2006.
pH Condutividade µS/cm Oxigênio dissolvido mg/L Temperatura °C Prof.
(m)
08/03/06 17/03/06 08/03/06 17/03/06 08/03/06 17/03/06 08/03/06 17/03/06
0,0 6,41 5,90 181 179 2,82 6,12 27,8 27,8
0,5 6,81 6,61 182 179 2,81 6,03 27,6 27,8
1,0 7,09 7,08 182 179 2,78 5,80 27,4 27,8
1,5 7,20 7,42 182 179 2,73 6,05 27,3 27,8
2,0 7,48 7,62 182 179 2,66 5,95 27,3 27,9
2,5 7,67 7,57 182 179 2,66 5,86 27,2 27,9
3,0 7,77 7,66 182 179 2,52 5,98 27,2 27,9
3,5 7,82 7,74 182 179 2,43 6,10 27,2 27,9
4,0 7,86 7,79 182 179 2,36 5,87 27,2 27,9
4,5 7,86 7,84 182 179 2,26 5,69 27,2 27,9
5,0 7,86 7,86 182 179 2,20 5,73 27,2 27,9
5,5 7,86 7,88 182 179 2,28 5,77 27,2 27,9
6,0 7,88 7,89 182 179 2,35 5,86 27,2 27,9
6,5 7,89 7,86 182 179 2,28 5,63 27,2 27,9
7,0 7,89 7,82 182 178 2,30 5,38 27,2 27,9
7,5 7,91 7,83 182 178 2,40 5,45 27,2 27,9
8,0 7,91 7,82 182 179 2,29 5,41 27,2 27,8
8,5 7,90 7,82 182 179 2,14 5,42 27,2 27,8
9,0 7,88 7,81 182 179 2,14 5,34 27,2 27,8
9,5 7,88 7,81 182 179 2,11 5,48 27,2 27,8
10,0 7,87 7,80 182 179 2,07 5,35 27,2 27,8
10,5 7,86 7,81 183 179 2,09 5,30 27,2 27,8
11,0 7,84 7,81 183 179 1,94 5,46 27,2 27,8
11,5 7,83 7,81 183 179 1,94 5,35 27,2 27,8
12,0 7,79 7,81 184 179 1,60 5,30 27,2 27,8
12,5 7,75 7,81 184 179 1,49 4,99 27,2 27,8
13,0 7,69 7,79 185 179 1,23 4,99 27,2 27,8
13,5 7,63 7,77 185 179 0,87 4,93 27,2 27,8
14,0 7,48 7,76 189 180 0,54 4,94 27,1 27,8
14,5 7,38 7,75 189 180 0 4,78 27,1 27,8
15,0 7,31 7,73 189 180 0 4,26 27,0 27,8
15,5 7,24 7,63 190 181 0 2,59 27,0 27,6
16,0 7,17 7,50 190 181 0 2,16 27,0 27,5
16,5 7,10 7,40 191 181 0 1,67 27,0 27,5
17,0 7,06 7,32 191 180 0 0,60 27,0 27,3
17,5 7,04 7,24 191 180 0 0,15 26,9 27,2
18,0 7,01 7,18 192 180 0 0,07 26,9 27,2
18,5 6,98 7,12 192 180 0 0 26,9 27,2
19,0 6,96 7,08 192 181 0 0 26,9 27,2
19,5 6,93 7,04 192 181 0 0 26,8 27,2
20,0 6,91 7,00 192 180 0 0 26,8 27,1
20,5 6,89 6,97 191 180 0 0 26,7 27,1
21,0 6,85 6,95 189 180 0 0 26,6 27,1
21,5 6,82 6,93 189 180 0 0 26,6 27,1
22,0 6,78 6,91 189 180 0 0 26,6 27,1
22,5 6,75 6,89 189 180 0 0 26,6 27,1
23,0 6,73 6,87 188 180 0 0 26,6 27,1
23,5 6,72 188 0 26,6
24,0 6,71 188 0 26,6
24,5 6,69 187 0 26,5
25,0 6,66 185 0 26,5
25,5 6,64 185 0 26,4
26,0 6,62 185 0 26,4
26,5 6,61 185 0 26,4
27,0 6,60 185 0 26,4
27,5 6,60 185 0 26,4
28,0 6,59 185 0 26,4
218
Tabela 1.9 – Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 03/03/2006. (continua...)
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Cyanophyceae 5218 967 969 288 205 217
7864
Anabaena sp 3
3
Aphanocapsa sp. 143 84 96 24 10
357
Aphanocapsa sp.2 6
6
Aphanothece sp. 8 6
14
células livres de Microcystis spp. 2105 316 288 51 3
2763
Chroococcus minimus
98 90 32 39 12
271
Chroococcus minutus
13 8 14
35
Coelomoron sp. 75 71 96 11 24 41
318
Cylindrospermopsis raciborskii
45 6 62 78 78
269
Geitlerinema unigranulatum
53 13 48 62 12 14
202
Merismopedia tenuissima
6 6
12
Microcystis aeruginosa
226 45 56
327
Microcystis panniformis
30 6 11
47
Microcystis protocystis
15 13
28
Phormidium sp. 8 6 3
17
Planktothrix sp. 165 64 56 28 42 51
406
Pseudanabaena mucicola
2255 238 280 6 6
2785
Bacillariophyceae 346 245 2266 169 48 34
3108
Aulacoseira ambigua var. spiralis 8 6
14
Aulacoseira granulata
83 148 2106 96 30 20
2483
Cocconeis sp.
8
8
Cyclotella sp. 15 39 40 23 18 3
138
Gomphonema sp. 3
3
Navicula spp 248 58 80 45 3
434
Rizosolenia sp.
3
3
Thalasiosira sp.
24
24
Cryptophyceae 83 26 32 17 10
168
Cryptomonas sp.
83 26 32 17 10
168
Euglenophyceae
30 23 18 3
74
Trachelomonas volvocina
30 23 18 3
74
Chrysophyceae 15
15
Mallomonas sp. 15
15
Conjugatophyceae
6 72 6
84
Staurastrum leptocladum
32
32
Staurastrum sp. 6 40 6
52
219
Tabela 1.9 – (...conclusão) Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da
comunidade fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 03/03/2006.
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Chlorophyceae 474 238 456 344 90 47
1649
Actinastrum hantzschii
83 135 136 90 18 10
472
Chlamydomonas sp. 3
3
Coelastrum astroideum
6
6
Crucigenia tetrapedia
3
3
Crucigenilella rectangularis
30
30
Dictyosphaerium pulchellum
13 24 147 48 7
239
Dictyosphaerium tetrachotomun
6 8
14
Eutetramorus fotii
6 144
150
Golenkinia radiata
6 40
46
Kirchneriella contorta var. elongata 23 32 24 11 3
93
Micractinium pusillum
23 26 16 34 18 10
127
Monoraphidium sp. 263 6 8 17 7
301
Oocystis sp. 15 6
21
Pediastrum duplex
8
8
Scenedesmus acuminatus
8
8
Schroederia indica
15 6 32 34 6 3
96
Sphaerocystis sp. 15 16
31
Total 6166 1482 3795 841 367 311
12962
220
Tabela 1.10 – Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 14/03/2006.
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Cyanophyceae 4097 586 1000 1692 1225 1259
9859
Aphanocapsa sp.1 6 12 8 8
34
Aphanocapsa sp.2 12 8
20
células livres de Microcystis spp. 3181 186 300 1045 782 880
6374
Chroococcus minimus
33 34 41 15 14
137
Coelomoron sp. 17 23 29
69
Cylindrospermopsis raciborskii
133 56 53 38 38 101
419
Geitlerinema unigranulatum
25 39 59 113 23 34
292
Merismopedia glauca
7
7
Microcystis aeruginosa
35 8 7
50
Microcystis panniformis
6
6
Microcystis protocystis
33 6
39
Planktothrix sp. 58 17 35 45 53 34
242
Pseudanabaena mucicola
608 220 418 429 308 183
2165
Sphaerocavum brasiliense
8
8
Bacillariophyceae 316 474 329 451 564 338
2473
Aulacoseira ambigua
6
6
Aulacoseira ambigua var. spiralis 17 8 23 7
55
Aulacoseira granulata
242 400 177 293 391 189
1692
Cyclotella sp. 17 23 47 30 83 14
213
Navicula spp 42 45 106 120 68 129
509
Chlorophyceae 192 68 118 195 98 129
799
Actinastrum hantzschii
8 12 8 14
42
Dictyosphaerium pulchellum
75 39 29 38 30 27
239
Dictyosphaerium tetrachotomun
7
7
Kirchneriella contorta var. elongata 17 6 23 8 7
59
Micractinium pusillum
67 28 47 98 38 20
298
Monoraphidium sp. 8 18 30 8 54
118
Mougeotia sp.
8 8
16
Schroederia indica
17 6
23
Cryptophyceae 25 6 35 23 15
104
Cryptomonas sp. 25 6 35 23 15
104
Euglenophyceae 25 28 12 30
14
109
Trachelomonas volvocina
25 28 12 30 14
109
Conjugatophyceae
8 8 7
23
Staurastrum sp. 8 8 7
23
Total 4655 1162 1494 2398 1910 1746
13365
221
Tabela 1.11 – Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons, por classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no reservatório de Barra
Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 15/07/2006. (continua...)
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Cyanophyceae 340 289 343 62 63 45
1142
Anabaena sp. 60 10
70
Anabaena spiroides
4 20
24
Aphanothece sp. 117 46 162 26 50 24
425
Chroococcus sp. 2 6 2
10
Cylindrospermopsis sp. 9 2
11
Cylindrospermopsis raciborskii
2
2
Geitlerinema sp. 2 2
4
Merismopedia sp. 9
9
Microcystis aeruginosa
15 18 30
63
Microcystis sp. 74 100 60 6 2 11
253
Microcystis robusta
4 6
10
Oscillatoria sp. 2 6
8
Planktothrix sp. 2
2
Pseudanabaena sp. 126 38 80 4
248
Bacillariophyceae 14 6 80 88 119 191
498
Aulacoseira ambigua
4 35
39
Aulacoseira distans
2
2
Aulacoseira granulata
11 9 39
59
Aulacoseira sp. 6 2 42 22 54 65
192
Centritractus sp. 16 6 2
24
Cyclotella meneghiniana
7 15 13
35
Cyclotella sp. 6 16 19 26 24
91
Cyclotella stelligera
6 2 9
17
Pinnularia sp. 2 6 4 6 4
22
Synedra sp.
2 2 7 4 2
17
Chlorophyceae 95 56 64 67 30 17
329
Actinastrum sp. 2
2
Ankistrodesmus sp. 22 14 28 4 2
70
Asterococcus sp. 10 22
32
Botryococcus sp. 2 2 2 2
8
Chlorella sp. 58 14 4 21 4 2
104
Monoraphidium longiusculum
4 4 6 2
16
Monoraphidium minutum
2
2
Monoraphidium sp. 2 2 9 2
15
Oocystis sp. 8 2 21 9
39
Pediastrum sp. 2 2 2
6
Pediastrum duplex
2 2
4
Scenedesmus quadricauda
4 2
6
Scenedesmus sp. 4 4 2
10
Schroederia sp. 2
2
Treubaria sp. 8 2 2
12
Chrysophyceae 2 2 4
8
Mallomonas sp. 2 2 4
8
Conjugatophyceae 4 2 2
8
Staurastrum sp. 2 2
4
Staurastrum volans
4
4
Euglenophyceae 2
2
Trachelomonas sp. 2
2
222
Tabela 1.11 – (...conclusão) Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons, por classes da
comunidade fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no
reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, no dia 15/07/2006.
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Xanthophyceae 6
6
Centritractus sp. 6
6
Total 466 351 487 220 218 253
1995
Tabela 1.12 – Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, no dia 08/03/2006.
profundidadde 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m 25 m
Total
Cyanophyceae 2825 6575 5174 1969 2219 595
19357
Aphanocapsa sp.1 7
7
Aphanothece sp. 14 9 43
67
células livres de Microcystis spp. 2458 5918 4768 1705 1777 384
17011
Chroococcus minimus
14 18 11
42
Coelomoron sp. 22 7
28
Cylindrospermopsis raciborskii
17 22 31 27
97
Geitlerinema unigranulatum
28 318 177 142 171 103
939
Merismopedia glauca
7
7
Merismopedia tenuissima
20 36
56
Microcystis aeruginosa
135 51 62 27
275
Phormidium sp. 11
11
Planktothrix sp. 17 9
26
Pseudanabaena mucicola
169 224 135 74 144 43
790
Bacillariophyceae 17 7
5
29
Gomphonema sp. 7
7
Navicula spp. 17 5
22
Chlorophyceae 17
43
60
Elakatothrix sp. 43
43
Monoraphidium sp. 6
6
Schroederia indica
11
11
Cryptophyceae 23
9 43
75
Cryptomonas sp. 23 9 43
75
Euglenophyceae 11
11
Trachelomonas volvocina
11
11
Total 2893 6582 5174 1969 2228 687
19532
223
Tabela 1.13 – Distribuição e densidade (ind/mL) dos táxons das classes da comunidade
fitoplanctônica para amostras coletadas em diferentes profundidades no reservatório de
Promissão, Médio rio Tietê, SP, no dia 17/03/2006.
profundidade 0 m 5 m 10 m 15 m 20 m
Total
Cyanophyceae 10070 8571 5362 4893 1931
30827
Aphanocapsa sp.1 45 56
101
Aphanothece sp. 11 11
23
células livres de Microcystis spp. 8480 7138 4626 4291 1471
26007
Chroococcus minimus
11 12
23
Coelomoron sp. 27
27
Cylindrospermopsis raciborskii
113 101 17 58 153
442
Geitlerinema unigranulatum
361 474 152 254 126
1368
Merismopsedia tenuissima
56 17 12 36
121
Microcystis aeruginosa
169 214 85 12
480
Microcystis panniformis
12
12
Pseudanabaena mucicola
880 485 296 104 27
1792
Pseudanabaena sp. 34 169 139 90
432
Bacillariophyceae 68
25 12 18
123
Aulacoseira granulata
45 8
54
Cyclotella sp. 17
17
Fragilaria sp. 18
18
Gomphonema sp. 11
11
Navicula spp 11 12
23
Chlorophyceae 11 135 42 12 9
209
Actinastrum hantzschii
11 11
23
Dictyosphaerium pulchellum
79 42 12
133
Oocystis sp. 45 9
54
Cryptophyceae 11 23 17
9
60
Cryptomonas sp. 11 23 17 9
60
Euglenophyceae 11 23 42 35 9
120
Trachelomonas armata
9
9
Trachelomonas volvocina
11 23 42 35
111
Conjugatophyceae
8
18
26
Staurastrum sp. 8 18
26
Total 10172 8751 5498 4950 1994
31366
224
A
PÊNDICE B
Valores brutos e análises estatísticas dos testes de toxicidade com
os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii expostos à água
e aos extratos brutos de florações de cianobactérias oriundas dos
reservatórios de Barra Bonita e Promissão
225
Tabela 2.6 – Valores da concentração efetiva mediana – CE50;48h de cloreto de sódio (NaCl)
obtidos nos testes de sensibilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
(Crustacea, Cladocera).
CE50;48h (intervalo de confiança) g/L Número do teste
C. dubia C. silvestrii
1 1,45 (1,36 – 1,54) 1,36 (1,26 – 1,48)
2 1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
3 1,15 (1,05 – 1,27) 1,29 (1,17 – 1,43)
4 1,14 (1,01 – 1,27) 0,96 (0,87 – 1,06)
5 1,35 (1,25 – 1,46) 1,23 (1,13 – 1,34)
6 1,39 (1,29 – 1,49) 0,87 (0,80 – 0,94)
7 1,32 (1,24 – 1,40) 1,20 (1,10 – 1,31)
8 1,61 (1,46 – 1,78) 1,09 (0,99 – 1,20)
9 1,25 (1,13 – 1,38) 0,94 (0,84 – 1,05)
10 1,43 (1,26 – 1,62) 1,34 (1,28 – 1,41)
11 - 1,12 (1,00 – 1,24)
12 - 0,89 (0,77 – 1,02)
Média (g/L) 1,35 1,11
Desvio-padrão (DP) 0,143 0,174
Coeficiente de variação (CV) (%) 10,6 15,7
Faixa de sensibilidade (g/L) 1,06 – 1,64 0,76 – 1,46
226
Tabela 2.7 – Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Barra Bonita, Médio Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH, condutividade
elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
Material: Barra Bonita 03/03/06 Data início: 04/03/06 Data término: 06/03/06
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
amostras 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f inicial final inicial final
controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,29 7,88 142,2 - 44 -
0 m 0/5 1/5 1/5 2/15 13,3 1/5 0/5 0/5 1/15 6,7 8,88 8,11 160,6 162,0 42 44
5 m 4/5 - 3/5 7/10 70* - 3/5 5/5 8/10 80* 6,89 7,54 165,6 168,6 48 40
10 m 1/5 2/5 1/5 4/15 26,7* 1/5 4/5 3/5 8/15 53,3* 6,93 7,52 166,9 167,8 48 46
15 m 0/5 1/5 1/5 2/15 13,3 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,16 7,66 166,0 167,4 48 44
20 m 2/5 2/5 1/5 5/15 33,3* 1/5 1/5 0/5 2/15 13,3 7,02 7,50 177,0 162,4 48 44
25 m 1/5 0/5 1/5 2/15 13,3 0/5 1/5 0/5 1/15 6,7 7,76 7,86 176,1 166,0 48 46
Material: Barra Bonita 14/03/06
Data início: 16/03/06
Data término: 18/03/06
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
amostras 1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i f i f i f
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,32 7,85 136,9 - 48 48
0 m 3/5 4/5 4/5 4/5 15/20 75* 4/5 4/5 4/5 2/5 14/20 70* 7,55 7,84 145,2 150,5 42 42
5 m 4/5 1/5 4/5 3/5 12/20 60* 1/5 2/5 3/5 2/5 8/20 40* 7,60 7,86 155,4 151,1 44 42
10 m 2/5 2/5 2/5 2/5 8/20 40* 5/10 2/5 4/5 4/5 15/25 60* 7,40 7,87 151,7 151,3 42 44
15 m 2/5 1/5 2/5 3/5 8/20 40* 2/5 4/5 3/5 4/5 13/20 65* 7,47 7,94 151,5 149,6 42 44
20 m 2/5 1/5 1/5 1/5 5/20 25* 2/5 2/5 2/5 2/5 8/20 40* 7,48 7,75 158,1 151,5 44 42
25 m 1/5 2/5 2/5 1/5 6/20 30* 1/5 2/5 3/5 2/5 8/20 40* 7,68 7,89 151,7 153,4 42 44
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
227
Tabela 2.8 – Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Barra Bonita, Médio Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH, condutividade
elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
Material: Barra Bonita 15/07/06 Data início: 23/07/06 Data término: 25/07/06
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
amostras 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f inicial final inicial final
controle 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,40 - - 264 44 64
0 m 1/5 0/5 1/5 2/15 13,33 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,04 7,62 243 251 48 -
5 m 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 7,94 7,60 243 243 48 46
10 m 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,97 7,61 238 248 50 48
15 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,93 7,65 235 240 48 48
20 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,91 7,67 222 235 50 -
25 m 0/5 2/5 0/5 2/15 13,33 1/5 1/5 0/5 2/15 13,33 7,87 7,80 231 237 48 48
228
Tabela 2.9 – Percentagem de imobilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a amostras de água de
diferentes profundidades coletadas no reservatório de Promissão, Médio Tietê, SP, durante florações de cianobactérias, e valores de pH, condutividade elétrica
e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
Material: Promissão 08/03/06 Data início: 10/03/06 Data término: 12/03/06
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
amostras 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f inicial final inicial final
controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 7,20 7,88 138,9 - 44 44
0 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,44 8,19 171,2 163,6 40 42
5 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,51 8,20 162,1 158,4 42 44
10 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,47 8,21 164,2 156,1 40 42
15 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,09 8,16 167,3 164,9 44 42
20 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,84 8,14 168,0 165,6 44 42
25 m 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,82 8,10 169,1 158,3 44 44
Material: Promissão 17/03/06
Data início: 19/03/06
Data término: 21/03/06
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
amostras 1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i f i f i f
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,62 7,93 136,8 - 42 44
0 m 2/5 1/5 1/5 2/5 6/20 30* 2/5 2/5 0/5 1/5 5/20 25* 8,89 8,12 177,6 158,0 40 42
5 m 1/5 2/5 1/5 1/5 5/20 25* 1/5 1/5 3/5 0/5 5/20 25* 8,82 8,11 162,7 156,2 42 -
10 m 2/5 1/5 0/5 1/5 4/20 20 1/5 1/5 0/5 1/5 3/20 15 8,69 8,06 161,6 151,2 42 40
15 m 1/5 1/5 2/5 2/5 6/20 30* 1/5 0/5 1/5 2/5 4/20 20 8,13 8,05 162,0 153,2 40 -
20 m 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,56 8,03 160,3 156,6 42 42
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
229
Tabela 2.10 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Material: Barra Bonita 03/03/06
Solução-estoque: 1 g/L Concentração microcistinas: -
Teste: preliminar
Data início: 25/04/06 Data término: 27/04/06
Organismos-teste
Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutivid
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS CD CS
Final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 2/5 0/5 1/5 3/20 15*
7,6 7,8 - 176 -
42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
62,5 mg/L
48 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 6,8 6,9 187 179 42
24 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 - 0/5 0/5 0/15 0
125 mg/L
48 1/5 1/5 0/5 0/5 2/20 10 0/5 - 0/5 0/5 0/15 0
7,2 6,3 6,6 177 172 40
24 1/5 3/5 0/5 2/5 6/20 30 1/5 1/5 1/5 2/5 5/20 25
250 mg/L
48 5/5 5/5 4/5 4/5 18/20 90 5/5 5/5 3/5 5/5 18/20 90
7,1 6,2 6,2 168 170 36
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 4/5 5/5 5/5 19/20 95
500 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,6 5,7 5,6 154 154 32
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
1000 mg/L
48
- 5,1 - 104 105 20
24 277,39 (237,02 – 324,65) 307,79 (264,84 – 357,69)
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 175,08 (151,85 – 201,86) 189,46 (172,64 – 207,93)
*resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
230
Tabela 2.11 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 1/5 1/5 3/20 15*
7,4 7,7 7,7 172 182 165 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,5 7,2 7,1 171 182 182 -
24 1/5 0/5 0/5 1/5 2/20 10 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5
100 mg/L
48 1/5 1/5 2/5 5/5 9/20 45 2/5 2/5 0/5 1/5 5/20 25
7,5 7,0 7,0 166 169 182 -
24 1/5 2/5 0/5 3/5 6/20 30 3/5 2/5 3/5 3/5 11/20 55
200 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 3/5 4/5 5/5 17/20 85
7,4 6,8 6,8 172 185 191 -
24 3/5 5/5 5/5 4/5 17/20 85 4/5 5/5 4/5 3/5 16/20 80
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,2 6,6 6,5 166 184 189 -
24 5/5 5/5 4/5 5/5 19/20 95 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,8 5,7 5,9 164 184 184 -
24 244,81 (195,92 – 305,90) 214,35 (173,91 – 264,21) Material: Barra Bonita Data de coleta: 03/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L 48 103,53 (88,73 – 120,79) 151,57 (129,81 – 176,98) Teste: definitivo 1 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 24/06/06 Data término: 26/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
*resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
231
Tabela 2.12 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,3 7,7 7,8 177 162 162 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 1/5 2/20 10
7,3 7,3 7,4 172 177 179 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 1/5 2/5 2/5 1/5 6/20 30
7,3 7,2 7,2 170 181 178 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 1/5 1/5 0/5 0/5 2/20 10
200 mg/L
48 5/5 5/5 2/5 3/5 15/20 75 4/5 5/5 5/5 5/5 19/20 95
7,3 6,8 6,8 167 181 184 48
24 3/5 4/5 5/5 2/5 14/20 70 5/5 5/5 5/5 4/5 19/20 95
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,1 6,7 6,7 165 184 178 46
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48
6,8 6,5 6,4 157 179 170 46
24 348,22 (302,11 – 401,37) 273,21 (243,54 – 306,49) Material: Barra Bonita Data de coleta: 03/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 168,18 (147,05 – 192,34) 116,57 (96,42 – 140,93) Teste: definitivo 2 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 28/06/06 Data término: 30/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
232
Tabela 2.13 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,6 7,8 7,8 160 180 184 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 2/5 2/20 10
7,5 7,4 7,3 177 184 183 44
24 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 3/5 2/5 2/5 2/5 9/20 45 0/5 0/5 0/5 3/5 3/20 15
7,4 7,2 7,2 182 190 191 46
24 3/5 1/5 2/5 3/5 9/20 45 1/5 2/5 3/5 2/5 8/20 40
200 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 4/5 4/5 18/20 90
7,3 6,9 6,9 175 192 181 44
24 5/5 5/5 5/5 4/5 19/20 95 4/5 2/5 2/5 5/5 13/20 65
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,2 6,6 6,6 170 198 192 42
24 5/5 4/5 4/5 5/5 18/20 90 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,9 6,0 - 169 190 196 44
24 208,74 (171,08 – 254,69) 273,21 (221,03 – 337,71) Material: Barra Bonita Data de coleta: 03/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 103,53 (88,73 – 120,79) 135,43 (115,29 – 159,07) Teste: definitivo 3 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 03/08/06 Data término: 05/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,14 (1,01 – 1,27) 0,87 (0,80 – 0,94)
Concentração microcistinas: 1194,84 µg/L
233
Tabela 2.14 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h (mg/L) para o dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a
extrato bruto de floração de cianobactérias coletada em 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica
e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
concentrações 1 2 3
Total org.
imóveis
%
imobilidade
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,38 - 175,3 - 42
50 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 0/15 1/15 0 6,67 7,53 7,04 177,7 182,6 -
100 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 1/5 1/15 1/15 6,67 6,67 7,36 6,93 173,8 189,0 -
200 mg/L 5/5 5/5 3/5 5/5 5/5 5/5 13/15 15/15 86,67 100 7,37 6,75 172,9 184,1 -
400 mg/L 4/5 5/5 0/5 5/5 1/5 5/5 5/15 15/15 33,33 100 7,17 6,62 171,1 189,9 -
800 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100 100 6,68 5,76 166,9 180,1 -
CE50;24h (IC 95%) mg/L 235,11 (187,48 – 294,84) Organismo-teste: C. silvestrii Teste: definitivo 4
CE50;48h (IC 95%) mg/L 137,96 (–) Material: Barra Bonita Data de coleta: 03/03/06
Sensibilidade NaCl CE50;48h Data início: 10/08/06 Data término: 12/08/06
(IC 95%) g/L
1,20 (1,10 – 1,31)
Solução-estoque: 2000 mg/L Concentração microcistinas: -
234
Tabela 2.15 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza, monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Material: Barra Bonita 14/03/06 Solução-estoque: 5 g/L Concentração microcistinas: -
Teste: preliminar Data início: 22/04/06 Data término: 24/04/06
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
concentrações
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,6 7,4 - - 162 - 40
125 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,2 6,7 6,6 - 169 169 40
250 mg/L 1/5 1/5 3/5 1/5 6/20 30 4/5 2/5 2/5 0/5 8/20 40 7,0 6,4 6,4 - 168 163 40
500 mg/L 5/5 5/5 4/5 5/5 19/20 95 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 6,7 6,2 5,9 - 169 161 42
1000 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 6,3 5,3 5,4 - 172 172 44
2000 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 6,0 4,3 4,2 - 214 231 48
CE50;48h (IC 95%) mg/L 297,30 (254,03 – 347,95) 267,94 (230,19 – 311,89)
235
Tabela 2.16 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza, monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,7 7,7 172 182 165 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,5 7,3 7,3 171 177 174 -
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,2 7,1 171 178 181 -
24 1/5 2/5 3/5 1/5 7/20 35 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 4/5 3/5 5/5 2/5 14/20 70 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5
7,3 6,9 7,0 171 174 174 -
24 2/5 3/5 2/5 2/5 9/20 45 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 0/5 1/5 0/5 1/5 2/20 10
7,1 6,7 7,0 166 170 173 -
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 4/5 5/5 3/5 5/5 17/20 85
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,8 6,5 6,6 158 157 154 -
24 324,90 (262,40 – 402,29) 590,73 (541,97 – 643,88) Material: Barra Bonita Data de coleta: 14/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L 48 174,11 (151,05 – 200,69) 509,82 (454,46 – 571,93) Teste: definitivo 1 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 24/06/06 Data término: 26/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: 679,81 µg/L
236
Tabela 2.17 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza, monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,7 7,8 177 162 162 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 2/5 1/5 0/5 0/5 3/20 15
7,4 7,4 7,4 171 172 174 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 2/5 2/5 0/5 2/5 6/20 30
7,4 7,2 7,3 171 166 168 48
24 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5
7,3 7,2 7,1 168 168 170 48
24 2/5 2/5 2/5 0/5 6/20 30 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 0/5 1/5 2/5 0/5 3/20 15
7,1 6,7 6,8 165 168 170 46
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 4/5 3/5 4/5 16/20 80
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,8 6,5 6,5 161 161 157 44
24 443,83 (379,23 – 519,43) 616,88 (559,93 – 679,63) Material: Barra Bonita Data de coleta: 14/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 273,21 (255,36 – 292,30) 532,12 (–) Teste: definitivo 2 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 28/06/06 Data término: 30/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: 922,43 µg/L
237
Tabela 2.18 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza, monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,6 7,7 7,8 160 198 200 52
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 3/5 2/5 5/20 10
7,5 7,3 7,4 171 174 173 44
24 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 4/5 3/5 2/5 9/20 45
7,4 7,1 7,1 167 177 179 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 2/5 0/5 1/5 1/5 4/20 20 1/5 0/5 2/5 1/5 4/20 20
7,3 6,9 6,9 165 174 177 62
24 0/5 2/5 1/5 3/5 6/20 30 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
400 mg/L
48 4/5 3/5 3/5 5/5 15/20 75 1/5 0/5 0/5 2/5 3/20 15
7,2 6,6 6,7 168 170 173 44
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 4/5 5/5 19/20 95
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
6,8 6,3 6,0 162 165 160 40
24 459,48 (398,63 – 529,61) 576,10 (554,93 – 598,07) Material: Barra Bonita Data de coleta: 14/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 282,84 (232,77 – 343,68) 532,12 (–) Teste: definitivo 3 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 01/08/06 Data término: 03/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,14 (1,01 – 1,27) 0,87 (0,80 – 0,94)
Concentração microcistinas: -
238
Tabela 2.19 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para o dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a diferentes
concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza, monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
concentrações 1 2 3
Total org.
imóveis
%
imobilidade
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,31 - 161,4 - 44
50 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 0/15 1/15 0 6,67 7,55 7,26 159,1 174,8 -
100 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,48 7,10 - 180,4 -
200 mg/L 0/5 1/5 0/5 1/5 0/5 1/5 0/15 3/15 0 20 7,30 6,91 154,8 176,9 -
400 mg/L 0/5 2/5 0/5 1/5 0/5 2/5 0/15 5/15 0 33,33 7,08 6,67 153,1 171,7 -
800 mg/L 5/5 5/5 1/5 5/5 3/5 5/5 9/15 15/15 60 100 6,74 5,86 145,2 166,3 -
CE50;24h (IC 95%) mg/L 712,72 (558,66 – 909,26) Organismo-teste: C. silvestrii Teste: definitivo 4
CE50;48h (IC 95%) mg/L 408,26 (318,35 – 523,56) Material: Barra Bonita Data de coleta: 14/03/06
Data início: 08/08/06 Data término: 10/08/06 Sensibilidade NaCl CE50;48h
(IC 95%) g/L
1,20 (1,10 – 1,31)
Solução-estoque: 2000 mg/L Concentração microcistinas:
239
Tabela 2.20 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,3 7,7 7,7 170 188 188 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
7,4 7,1 7,1 171 190 191 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 1/5 1/5 2/5 2/5 6/20 30 2/5 2/5 2/5 2/5 8/20 40
7,5 7,1 7,0 170 204 200 42
24 0/5 0/5 0/5 2/5 2/20 10 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 2/5 4/5 2/5 3/5 11/20 55 4/5 2/5 5/5 1/5 12/20 60
7,4 7,0 7,0 170 222 219 42
24 3/5 2/5 3/5 0/5 8/20 40 1/5 2/5 5/5 2/5 10/20 50
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,3 6,7 6,8 176 249 249 44
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48
7,1 6,4 6,5 182 286 301 44
24 400,00 (334,75 – 477,96) 400,00 (342,57 – 467,06) Material: Barra Bonita Data de coleta: 15/07/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 156,05 (123,34 – 194,42) 139,06 (109,32 – 176,86) Teste: definitivo 1 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 17/08/06 Data término: 19/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,39 (1,29 – 1,49) 1,09 (0,99 – 1,20)
Concentração microcistinas: -
240
Tabela 2.21 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,6 7,7 156 163 168 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,5 7,1 7,2 169 171 177 42
24 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5
100 mg/L
48 3/5 3/5 4/5 2/5 12/20 60 3/5 1/5 2/5 2/5 8/20 40
7,5 6,9 7,0 165 185 187 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 4/5 5/5 5/5 5/5 19/20 95 5/5 5/5 4/5 5/5 19/20 95
7,4 6,8 6,8 160 197 203 42
24 4/5 5/5 5/5 5/5 19/20 95 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,4 6,5 6,5 159 204 213 46
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48
7,2 6,5 6,2 152 246 236 46
24 292,82 (273,69 – 313,28) 282,84 (–) Material: Barra Bonita Data de coleta: 15/07/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 96,59 (81,80 – 114,06) 110,96 (93,97 – 131,02) Teste: definitivo 2 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 22/08/06 Data término: 24/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,32 (1,24 – 1,40) 0,94 (0,84 – 1,05)
Concentração microcistinas: -
241
Tabela 2.22 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;24h e 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos
a diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 15/07/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores
de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5 1/5 0/5 0/5 1/5 2/20 10
7,4 7,6 7,7 156 163 168 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 3/5 1/5 5/20 25
7,5 7,1 7,2 169 171 177 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 4/5 5/5 4/5 4/5 17/20 85 2/5 5/5 4/5 3/5 14/20 70
7,5 6,9 7,0 165 185 187 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 5/5 4/5 4/5 4/5 17/20 85 5/5 1/5 2/5 2/5 10/20 50
7,4 6,8 6,8 160 197 203 42
24 3/5 3/5 3/5 4/5 13/20 65 4/5 4/5 5/5 3/5 16/20 80
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,4 6,5 6,5 159 204 213 46
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48
7,2 6,5 6,2 152 246 236 46
24 360,50 (310,95 – 417,94) 324,90 (287,01 – 367,79) Material: Barra Bonita Data de coleta: 15/07/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 87,06 (74,44 – 101,81) 98,28 (64,89 – 148,85) Teste: definitivo 3 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 05/10/06 Data término: 07/10/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,43 (1,26 – 1,62) 0,89 (0,77 – 1,02)
Concentração microcistinas: 253,29 µg/L
242
Tabela 2.23 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Material: Promissão 08/03/6 Solução-estoque: 5 g/L Concentração microcistinas: -
Teste: preliminar Data início: 27/04/06 Data término: 29/04/06
Organismos-teste Características
C.dubia
C.silvestrii
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
concentrações
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i f i f final
Controle 1/5 0/5 0/5 1/5 2/20 10 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5 7,1 7,7 160 174 46
125 mg/L 2/5 2/5 0/5 3/5 7/20 35 3/5 1/5 1/5 2/5 7/20 35 7,4 7,1 184 191 52
250 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 2/5 3/5 5/5 4/5 14/20 70 7,2 6,9 179 181 50
500 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 7,1 6,6 185 200 54
1000 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 7,2 5,7 197 207 60
1500 mg/L 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 7,2 5,4 208 226 62
CE50;48h (IC 95%) mg/L 146,68 (–) 168,24 (124,94 – 226,54)
243
Tabela 2.24 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 1/5 2/5 0/5 0/5 3/20 15* 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5
Controle
48 1/5 2/5 0/5 0/5 3/20 15* 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5
7,4 7,7 7,7 160 186 180 52
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 1/5 2/5 1/5 2/5 6/20 30
7,3 7,2 7,2 193 174 160 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5 1/5 2/5 3/5 3/5 9/20 45
7,4 7,1 7,1 172 167 172 46
24 2/5 1/5 0/5 0/5 3/20 15 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 3/5 2/5 3/5 1/5 9/20 45 0/5 2/5 2/5 1/5 5/20 25
7,4 7,0 6,9 167 171 166 46
24 1/5 2/5 0/5 2/5 5/20 25 0/5 0/5 1/5 1/5 2/20 10
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 4/5 5/5 5/5 19/20 95
7,3 6,7 6,8 160 179 171 46
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
800 mg/L
48
7,1 6,2 6,0 154 180 162 42
24 428,71 (360,25 – 510,18) 527,80 (480,93 – 579,24) Material: Promissão Data de coleta: 08/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 221,91 (191,41 – 257,29) 256,18 (225,40 – 291,16) Teste: definitivo 1 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 20/06/06 Data término: 22/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
*resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
244
Tabela 2.25 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 2/5 3/5 0/5 5/20 25*
7,5 7,7 7,7 160 173 175 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5
7,4 7,1 7,1 166 180 166 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 1/5 2/20 10
7,4 7,0 7,0 167 171 173 -
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 4/5 4/5 3/5 3/5 14/20 70 1/5 2/5 1/5 0/5 4/20 20
7,4 6,8 6,8 167 178 167 46
24 0/5 0/5 2/5 0/5 2/20 10 2/5 1/5 0/5 1/5 4/20 20
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,3 6,7 6,6 160 164 164 44
24 5/5 5/5 4/5 4/5 18/20 90 4/5 5/5 5/5 5/5 19/20 95
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,0 5,9 5,8 151 173 169 44
24 565,69 (521,05 – 614,15) 511,30 (441,42 – 592,24) Material: Promissão Data de coleta: 08/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 174,11 (151,05 – 200,69) 282,84 (-) Teste: definitivo 2 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 30/06/06 Data término: 02/07/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
*resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
245
Tabela 2.26 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
7,4 7,7 7,7 160 184 185 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5
7,6 7,0 7,1 179 179 181 44
24 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5 3/5 2/5 5/5 2/5 12/20 60
7,3 6,9 6,9 178 188 188 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5
200 mg/L
48 4/5 4/5 2/5 3/5 13/20 65 2/5 4/5 4/5 4/5 14/20 70
7,5 6,8 6,7 177 189 191 42
24 0/5 2/5 3/5 2/5 7/20 35 1/5 4/5 2/5 4/5 11/20 55
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,4 6,2 6,5 174 191 193 42
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 3/5 3/5 5/5 5/5 16/20 80
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,3 5,8 5,9 232 257 257 44
24 443,83 (382,83 – 514,55) 401,16 (300,44 – 535,64) Material: Promissão Data de coleta: 08/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 174,11 (147,99 – 204,84) 110,46 (87,54 – 139,39) Teste: definitivo 3 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 09/08/06 Data término: 11/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,35 (1,25 – 1,46) 1,20 (1,10 – 1,31)
Concentração microcistinas: -
246
Tabela 2.27 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,6 7,7 175 183 185 44
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 2/5 0/5 0/5 0/5 2/20 10
7,5 7,1 7,2 178 185 180 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
2/10
0/5 1/5 1/5 4/25 16
7,2 7,0 6,9 178 191 185 42
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 4/5 5/5 5/5 5/5 19/20 95 2/5 1/5 2/5 0/5 5/20 25
7,5 6,7 6,8 175 193 190 44
24 3/5 5/5 3/5 3/5 14/20 70 5/5 3/5 4/5 4/5 16/20 80
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,1 6,4 6,7 173 192 196 42
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 4/5 4/5 2/5 3/5 13/20 65
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,0 5,8 6,4 171 194 201 40
24 348,22 (302,11 – 401,37) 308,44 (279,96 – 339,82) Material: Promissão Data de coleta: 08/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 146,41 (136,84 – 156,64) 219,36 (173,49 – 277,38) Teste: definitivo 4 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 10/08/06 Data término: 12/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,39 (1,29 – 1,49) 1,20 (1,10 – 1,31)
Concentração microcistinas: 191,87 µg/L
247
Tabela 2.28 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Material: Promissão 17/03/06 Solução-estoque: 5000 mg/L Concentração microcistinas: -
Teste: preliminar Data início: 27/04/06 Data término: 29/04/06
Organismos-teste Características
C.dubia
C.silvestrii
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
concentrações
1 2 3 total % 1 2 3 4 total % i f i f final
Controle 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5 7,10 7,73 160,0 173,7 46
125 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/15 0 3/5 1/5 1/5 1/5 6/20 30 7,20 7,18 174,3 174,5 50
250 mg/L 5/5 5/5 5/5 15/15 100 2/5 5/5 5/5 5/5 17/20 85 7,29 6,91 177,4 195,4 52
500 mg/L 5/5 5/5 5/5 15/15 100 3/5 4/5 3/5 4/5 14/20 70 7,20 6,75 186,5 209 56
1000 mg/L 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 6,84 6,40 203 225 60
2000 mg/L 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 6,77 5,26 240 279 64
CE50;48h (IC 95%) mg/L 176,78 (–) 160,83 (134,35 – 192,54)
248
Tabela 2.29 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
7,4 7,7 7,7 160 272 205 60
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 2/5 0/5 0/5 2/20 10
7,5 7,2 7,1 182 143 148 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 2/5 3/20 15
7,4 6,9 6,9 176 186 171 48
24 2/5 0/5 1/5 0/5 3/20 15 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 3/5 1/5 1/5 0/5 5/20 25 1/5 2/5 2/5 0/5 5/20 25
7,4 6,8 6,8 173 164 166 48
24 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
400 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 4/5 19/20 95 3/5 0/5 4/5 2/5 9/20 45
7,2 6,5 6,7 179 161 173 48
24 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 1/5 4/5 2/5 2/5 9/20 45
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,0 5,8 6,0 194 179 201 48
24 492,46 (432,57 – 560,64) Não calculável Material: Promissão Data de coleta: 17/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 246,23 (211,87 – 286,15) 339,02 (252,59 – 455,03) Teste: definitivo 1 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 21/06/06 Data término: 23/06/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
249
Tabela 2.30 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5 1/5 0/5 0/5 0/5 1/20 5
Controle
48 1/5 0/5 1/5 0/5 2/20 10 2/5 1/5 2/5 0/5 5/20 25*
7,5 7,7 7,7 160 173 175 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 7,2 7,2 170 166 168 46
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 2/5 0/5 0/5 0/5 2/20 10
7,4 7,1 7,1 170 178 171 -
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 1/5 0/5 2/20 10
7,3 6,9 6,9 174 188 182 48
24 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 1/5 0/5 0/5 1/20 5
400 mg/L
48 0/5 2/5 3/5 3/5 8/20 40 1/5 2/5 2/5 2/5 7/20 35
7,2 6,8 6,8 179 191 195 48
24 5/5 4/5 0/5 0/5 9/20 45 3/5 1/5 2/5 3/5 9/20 45
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,0 6,3 6,3 193 217 218 50
24 Não calculável Não calculável Material: Promissão Data de coleta: 17/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 428,71 (368,31 – 499,02) 509,82 (456,40 – 569,50) Teste: definitivo 2 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 30/06/06 Data término: 02/07/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,40 (1,29 – 1,51) 1,03 (0,95 – 1,12)
Concentração microcistinas: -
*resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
250
Tabela 2.31 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
diferentes concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de
pH, condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
Organismos-teste Características
C.dubia C.silvestrii pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
Concentrações h
1 2 3 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
24 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
Controle
48 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,3 7,6 7,6 161 190 190 46
24 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
50 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,5 7,4 7,2 1678 187 187 44
24 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
100 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,5 7,1 7,0 164 187 192 44
24 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
200 mg/L
48 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0
7,4 6,9 7,0 157 191 189 44
24 2/5 1/5 2/5 5/15 33,33 0/5 0/5 0/5 1/5 1/20 5
400 mg/L
48 5/5 4/5 5/5 14/15 93,33 3/5 4/5 5/5 4/5 16/20 80
7,3 6,7 6,8 157 176 182 42
24 4/5 5/5 5/5 14/15 93,33 4/5 4/5 3/5 4/5 15/20 75
800 mg/L
48 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100
7,0 6,2 6,2 151 185 186 40
24 466,89 (380,29 – 573,21) 624,57 (549,53 – 709,85) Material: Promissão Data de coleta: 17/03/06
CE50 (IC 95%)
mg/L
48 296,22 (270,92 – 323,88) 324,90 (287,01 – 367,79) Teste: definitivo 3 Solução-estoque: 2 g/L
Data início: 08/08/06 Data término: 10/08/06
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,35 (1,25 – 1,46) 1,20 (1,10 – 1,31)
Concentração microcistinas: 569,58 µg/L
251
Tabela 2.32 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50; 48h para o dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a diferentes
concentrações de extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada em 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH,
condutividade elétrica e dureza monitorados durante o teste de toxicidade aguda.
concentrações 1 2 3
Total org.
imóveis
%
imobilidade
pH
Condutividade
µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h 24h 48h i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,31 - 161,4 - 44
50 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,57 7,25 165,4 185,6 -
100 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,52 6,97 161,8 183,6 -
200 mg/L 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,45 6,99 158,1 188,4 -
400 mg/L 0/5 3/5 0/5 2/5 0/5 3/5 2/15 8/15 0 53,33 7,30 6,69 156,2 175,5 -
800 mg/L 3/5 5/5 3/5 5/5 3/5 5/5 9/15 15/15 60 100 7,07 6,14 152,4 178,5 -
CE50;24h (IC 95%) mg/L 712,72 (558,66 – 909,26) Organismo-teste: C. silvestrii Teste: definitivo 4
CE50;48h (IC 95%) mg/L 390,86 (326,94 – 467,28) Material: Promissão Data de coleta: 17/03/06
Data início: 08/08/06 Data término: 10/08/06 Sensibilidade NaCl CE50;48h
(IC 95%) g/L
1,20 (1,10 – 1,31)
Solução-estoque: 2000 mg/L Concentração microcistinas: -
252
Tabela 2.33 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto
de floração de cianobactérias coletada dia 03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica, dureza e
concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: Barra Bonita 03/03/06 Solução-estoque: 2,0 g/L Microcistinas: 1646,56 µg/L
Data início: 21/09/06 Data término: 29/09/06
Sensibilidade NaCl CE50;48h (IC 95%) g/L 1,25 (1,13 – 1,38) 1,12 (1,00 – 1,24)
Org.-teste C. dubia C. silvestrii
réplicas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 22 21 16 19 17 20 20 21 21 22 199 16 15 16 16 16 15 17 0 16 15 142
5 mg/L 0† 29 31 26 25 30 5 31 30 35 242 0† 20 14 11 20 17 28 26 23 27 186
10 mg/L 28 27 32 27 8 29 32 31 28 33 275 33 19 26 0† 20 25 21 23 0† 0† 167
20 mg/L 26 26 28 26 27 26 28 25 23 16 251 29 36 31 30 33 32 33 31 22 35 312
40 mg/L 21 21 14 22 9 23 13 1† 24 24 172 10 25 25 7 14† 16 23 30 14 15 179
80 mg/L 0† 7 9 0† 0† 0† 12 2† 0† 1† 31 0 0† 0† 0† 0† 0† 1† 0 0 0† 1
Variáveis pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L Oxigênio dissolvido mg/L
inicial C.dubia C.silvestrii inicial C.dubia C.silvestrii inicial final inicial final
Controle 7,48 7,81 7,78 168,0 163,1 170,5 44 46 6,70 6,34
5 mg/L 7,57 7,21 7,15 173,8 172,9 171,5 44 46 6,69 5,98
10 mg/L 7,70 7,16 7,18 170,9 171,4 176,4 46 48 6,83 5,94
20 mg/L 7,72 7,09 7,03 168,4 169,6 172,0 46 46 6,86 5,77
40 mg/L 7,67 7,05 7,03 168,5 178,6 171,9 46 46 6,85 5,54
80 mg/L 7,62 7,01 6,98 172,1 186,7 185,4 46 46 6,70 4,78
† organismo morto durante ou ao final do experimento
253
B1 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada dia
03/03/06 no reservatório de Barra Bonita, Médio rio Tietê, SP.
B1.1. Sobrevivência: teste de Fisher
B1.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 0
1 5 mg/L 10 1
2 10 mg/L 10 0
3 20 mg/L 10 0
4 40 mg/L 10 1
5 80 mg/L 10 7 *
B1.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 1
1 5 mg/L 10 1
2 10 mg/L 10 3
3 20 mg/L 10 0
4 40 mg/L 10 1
5 80 mg/L 10 7 *
B1.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados, métodos Dunnett e Tukey
B1.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 16.000 22.000 19.900 4.100 2.025 0.640
2 5 mg/L 10 0.000 35.000 24.200 139.733 11.821 3.738
3 10 mg/L 10 8.000 33.000 27.500 51.833 7.200 2.277
4 20 mg/L 10 16.000 28.000 25.100 12.322 3.510 1.110
5 40 mg/L 10 1.000 24.000 17.200 59.511 7.714 2.439
6 80 mg/L 10 0.000 12.000 3.100 20.322 4.508 1.426
254
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 3918.600 783.720 16.338
Within (Error) 54 2590.400 47.970
Total 59 6509.000
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 19.900 19.900
2 5 mg/L 24.200 24.200 -1.388
3 10 mg/L 27.500 27.500 -2.454
4 20 mg/L 25.100 25.100 -1.679
5 40 mg/L 17.200 17.200 0.872
6 80 mg/L 3.100 3.100 5.424 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 5 mg/L 10 7.155 36.0 -4.300
3 10 mg/L 10 7.155 36.0 -7.600
4 20 mg/L 10 7.155 36.0 -5.200
5 40 mg/L 10 7.155 36.0 2.700
6 80 mg/L 10 7.155 36.0 16.800
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 1 2 4 3
6 80 mg/L 3.100 3.100 \
5 40 mg/L 17.200 17.200 * \
1 controle 19.900 19.900 * . \
2 5 mg/L 24.200 24.200 * . . \
4 20 mg/L 25.100 25.100 * . . . \
3 10 mg/L 27.500 27.500 * * . . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 47.970
B1.2.2. C.silvestrii
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 0.000 17.000 14.200 25.289 5.029 1.590
2 5 mg/L 10 0.000 28.000 18.600 73.822 8.592 2.717
3 10 mg/L 10 0.000 33.000 16.700 148.011 12.166 3.847
4 20 mg/L 10 22.000 36.000 31.200 15.067 3.882 1.227
5 40 mg/L 10 7.000 30.000 17.900 55.211 7.430 2.350
6 80 mg/L 10 0.000 1.000 0.100 0.100 0.316 0.100
255
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 4967.350 993.470 18.774
Within (Error) 54 2857.500 52.917
Total 59 7824.850
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 14.200 14.200
2 5 mg/L 18.600 18.600 -1.353
3 10 mg/L 16.700 16.700 -0.768
4 20 mg/L 31.200 31.200 -5.226
5 40 mg/L 17.900 17.900 -1.137
6 80 mg/L 0.100 0.100 4.334 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 5 mg/L 10 7.515 52.9 -4.400
3 10 mg/L 10 7.515 52.9 -2.500
4 20 mg/L 10 7.515 52.9 -17.000
5 40 mg/L 10 7.515 52.9 -3.700
6 80 mg/L 10 7.515 52.9 14.100
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 1 3 5 2 4
6 80 mg/L 0.100 0.100 \
1 controle 14.200 14.200 * \
3 10 mg/L 16.700 16.700 * . \
5 40 mg/L 17.900 17.900 * . . \
2 5 mg/L 18.600 18.600 * . . . \
4 20 mg/L 31.200 31.200 * * * * * \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 52.917
256
Tabela 2.34 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto
de floração de cianobactérias coletada dia 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, no Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica, dureza e
concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: Barra Bonita 14/03/06 Solução-estoque: 4,0 g/L Microcistinas: - µg/L
Data início: 03/10/06 Data término: 11/10/06
Sensibilidade NaCl CE50;48h (IC 95%) g/L 1,43 (1,26 – 1,62) 0,89 (0,77 – 1,02)
Org.-teste
C. dubia C. silvestrii
réplicas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 16 18 19 20 19 8 18 20 19 18 175 9 20 21 24 8 22 24 7 6 19 160
10 mg/L 34 2 33† 31 28 30 19 0† 0† 23 200 - - - - - - - - - - -
20 mg/L 32 31 25 36 30 35 33 32 32 30 316 26 0† 11 0 23 25 23 22 14 30 174
40 mg/L 34 30 27 29 26 33 25 33 24 28 289 26 17 10 23 29 0 27 29 32 27 220
80 mg/L 29 28 26 18 21 4† 22 31 5† 33 217 37 26 29 28 26† 32 23 25 27 26 279
160 mg/L 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 2† 1 3 0 0† 0 0† 0 - 0 0 0† 0† 0
320 mg/L - - - - - - - - - - - 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0
Variáveis pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L Oxigênio dissolvido mg/L
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial final inicial final
Controle 7,41 8,18 8,19 173,7 180,9 174,6 42 44 6,26 6,75
10 mg/L 7,64 7,29 - 170,5 186,9 - 44 46 - 6,44
20 mg/L 7,70 7,20 7,15 173,9 179,4 182,4 44 46 6,36 6,21
40 mg/L 7,63 7,08 7,16 170,3 179,0 182,4 44 44 6,31 6,11
80 mg/L 7,59 7,12 7,03 172,4 184,7 182,0 44 42 6,46 5,86
160 mg/L 7,44 6,75 6,90 172,2 189,3 190,4 44 44 6,45 4,22
320 mg/L 7,31 - 6,68 183,7 - 175,4 44 48 - 1,97
† organismo morto durante ou ao final do experimento
257
B2 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada dia
14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, no Médio rio Tietê, SP.
B2.1. Sobrevivência: teste de Fisher
B2.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 0
1 10 mg/L 10 3
2 20 mg/L 10 0
3 40 mg/L 10 0
4 80 mg/L 10 2
5 160 mg/L 10 9 *
B2.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -------
CONTROLE 10 0
1 20 mg/L 10 1
2 40 mg/L 10 0
3 80 mg/L 10 1
4 160 mg/L 10 4 *
5 320 mg/L 10 10 *
B2.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados, métodos Dunnett e Tukey
B2.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 8.000 20.000 17.500 12.500 3.536 1.118
2 10 mg/L 10 0.000 34.000 20.000 198.222 14.079 4.452
3 20 mg/L 10 25.000 36.000 31.600 9.156 3.026 0.957
4 40 mg/L 10 24.000 34.000 28.900 12.544 3.542 1.120
5 80 mg/L 10 4.000 33.000 21.700 103.567 10.177 3.218
6 160 mg/L 10 0.000 2.000 0.300 0.456 0.675 0.213
258
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 6110.000 1222.000 21.793
Within (Error) 54 3028.000 56.074
Total 59 9138.000
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 17.500 17.500
2 10 mg/L 20.000 20.000 -0.747
3 20 mg/L 31.600 31.600 -4.210
4 40 mg/L 28.900 28.900 -3.404
5 80 mg/L 21.700 21.700 -1.254
6 160 mg/L 0.300 0.300 5.136 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 10 mg/L 10 7.736 44.2 -2.500
3 20 mg/L 10 7.736 44.2 -14.100
4 40 mg/L 10 7.736 44.2 -11.400
5 80 mg/L 10 7.736 44.2 -4.200
6 160 mg/L 10 7.736 44.2 17.200
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 1 2 5 4 3
6 160 mg/L 0.300 0.300 \
1 controle 17.500 17.500 * \
2 10 mg/L 20.000 20.000 * . \
5 80 mg/L 21.700 21.700 * . . \
4 40 mg/L 28.900 28.900 * * . . \
3 20 mg/L 31.600 31.600 * * * . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 56.074
B2.2.2. C. silvestrii
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE 1 of 2
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 6.000 24.000 16.000 56.444 7.513 2.376
2 20 mg/L 10 0.000 30.000 17.400 114.711 10.710 3.387
3 40 mg/L 10 0.000 32.000 22.000 102.000 10.100 3.194
4 80 mg/L 10 23.000 37.000 27.900 16.100 4.012 1.269
5 160 mg/L 9 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
6 320 mg/L 10 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
259
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 6450.869 1290.174 26.266
Within (Error) 53 2603.300 49.119
Total 58 9054.169
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 16.000 16.000
2 20 mg/L 17.400 17.400 -0.447
3 40 mg/L 22.000 22.000 -1.914
4 80 mg/L 27.900 27.900 -3.797
5 160 mg/L 0.000 0.000 4.969 *
6 320 mg/L 0.000 0.000 5.105 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 20 mg/L 10 7.240 45.3 -1.400
3 40 mg/L 10 7.240 45.3 -6.000
4 80 mg/L 10 7.240 45.3 -11.900
5 160 mg/L 9 7.439 46.5 16.000
6 320 mg/L 10 7.240 45.3 16.000
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 5 6 1 2 3 4
5 160 mg/L 0.000 0.000 \
6 320 mg/L 0.000 0.000 . \
1 controle 16.000 16.000 * * \
2 20 mg/L 17.400 17.400 * * . \
3 40 mg/L 22.000 22.000 * * . . \
4 80 mg/L 27.900 27.900 * * * * . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,53) = 4.23 s = 49.119
260
Tabela 2.35 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto
de floração de cianobactérias coletada dia 08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: Promissão 08/03/06 Solução-estoque 2,0 g/L Microcistinas: 285,68 µg/L
Data início: 09/09/06 Data término: 17/09/06
Sensibilidade NaCl CE50;48h (IC 95%) g/L 1,61 (1,46 – 1,78) 1,34 (1,28 – 1,41)
Org.-teste C. dubia C. silvestrii
réplicas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 21 20 16 16 17 19 13 17 22 19 180 0† 14 8 0† 15 16 15 14 17 14 113
6,25 mg/L 31 32 23 29 27 32 25 30 25 28 282 12 0† 0† 0† 0† 13 0† 0† 0† 0† 25
12,5 mg/L 29 8 30 32 39 19 22 33 32 22 266 0† 14 8† 4† 6 5 1† 12 11 19 80
25 mg/L 24 29 15 30 28 27 24 21 29 35 262 4† 14 11 10 0† 15 0† 0† 4† 4† 62
50 mg/L 25 24 27 25 17 30 26 19† 23 4 220 7 12 10 8 0† 5 2 6 9 8† 67
100 mg/L 0† 0† 0† 0† 0† 10† 0† 0† 0† 0† 10 0† 0† 0† 0† 0 0† 0† 0† 0† 0† 0
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
Variáveis
inicial C.dubia C.silvestrii inicial C.dubia C.silvestrii inicial final
Controle 7,26 7,76 7,81 171,1 175,8 180,9 42 48
6,25 mg/L 7,48 7,34 7,28 166,4 186,3 184,5 48 48
12,5 mg/L 7,50 7,29 7,08 171,3 181,6 184,7 48 48
25 mg/L 7,51 7,12 6,98 161,8 186,5 183,7 48 48
50 mg/L 7,50 7,13 7,06 165,1 182,2 182,5 48 48
100 mg/L 7,47 6,93 6,88 168,0 196,3 195,0 48 48
† organismo morto durante ou ao final do experimento
261
B3 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada dia
08/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP.
B3.1. Sobrevivência: teste de Fisher
B3.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -------
CONTROLE 10 0
1 6.25 mg/L 10 1
2 12.5 mg/L 10 0
3 25 mg/L 10 0
4 50 mg/L 10 1
5 100 mg/L 10 10 *
B3.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -------
CONTROLE 10 2
1 6.25 mg/L 10 8 *
2 12.5 mg/L 10 4
3 25 mg/L 10 6
4 50 mg/L 10 2
5 100 mg/L 10 9 *
B3.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados, métodos Dunnett e Tukey
B3.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE 1 of 2
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 13.000 22.000 18.000 7.333 2.708 0.856
2 6.25 mg/l 10 23.000 32.000 28.200 9.956 3.155 0.998
3 12.5 mg/L 10 8.000 39.000 26.600 79.600 8.922 2.821
4 25 mg/L 10 15.000 35.000 26.200 30.400 5.514 1.744
5 50 mg/L 10 4.000 30.000 22.000 54.000 7.348 2.324
6 100 mg/L 10 0.000 10.000 1.000 10.000 3.162 1.000
262
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 5175.733 1035.147 32.469
Within (Error) 54 1721.600 31.881
Total 59 6897.333
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 18.000 18.000
2 6.25 mg/l 28.200 28.200 -4.039
3 12.5 mg/L 26.600 26.600 -3.406
4 25 mg/L 26.200 26.200 -3.247
5 50 mg/L 22.000 22.000 -1.584
6 100 mg/L 1.000 1.000 6.732 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 6.25 mg/l 10 5.833 32.4 -10.200
3 12.5 mg/L 10 5.833 32.4 -8.600
4 25 mg/L 10 5.833 32.4 -8.200
5 50 mg/L 10 5.833 32.4 -4.000
6 100 mg/L 10 5.833 32.4 17.000
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 1 5 4 3 2
6 100 mg/L 1.000 1.000 \
1 controle 18.000 18.000 * \
5 50 mg/L 22.000 22.000 * . \
4 25 mg/L 26.200 26.200 * * . \
3 12.5 mg/L 26.600 26.600 * * . . \
2 6.25 mg/l 28.200 28.200 * * . . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 31.881
263
Tabela 2.36 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato bruto
de floração de cianobactérias coletada dia 17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP, e valores de pH, condutividade elétrica, dureza e
concentração de oxigênio dissolvido monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: Promissão 17/03/06 Solução-estoque 4,0 g/L Microcistinas: 1295,06 µg/L
Data início: 12/09/06 Data término: 20/09/06
Sensibilidade NaCl CE50;48h (IC 95%) g/L 1,25 (1,13 – 1,38) 1,12 (1,00 – 1,24)
Org.-teste C. dubia C. silvestrii
réplicas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 25 28 23 28 27 24 28 15 22 24 244 19 5 29 29 25 27 28 22 1 25 210
12,5 mg/L 42 36 34 37 33 35 36 35 33 14 335 28 21 0† 33 25 21 20 22 21 30 221
25 mg/L 41 39 36 39 38 29 35 37 38 36 368 20 6 30 17 36 33 29 37 27 30 265
50 mg/L 35 24 33 43 35 39 39 36 36 38 358 24 33 39 1 37 14 32 38 31 36 285
100 mg/L 0† 0† 2† 19 29 23 26 8† 0† 21 128 0 9 16 0† 0† 7† 13 0† 0† 0† 45
200 mg/L 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L Oxigênio dissolvido mg/L
Variáveis
inicial C.dubia C.silvestrii inicial C.dubia C.silvestrii inicial final final
Controle 7,29 7,66 7,76 168,2 166,2 177,0 42 46 6,75
12,5 mg/L 7,64 7,20 7,16 159,5 172,6 173,5 48 46 6,99
25 mg/L 7,69 7,09 7,11 162,3 178,4 177,4 46 46 6,22
50 mg/L 7,65 7,09 7,12 167,1 183,8 178,5 46 46 6,04
100 mg/L 7,64 7,08 6,98 165,8 190,2 183,1 46 46 5,51
200 mg/L 7,56 6,87 6,92 168,6 205 205 46 48 -
† organismo morto durante ou ao final do experimento - não medido
264
B4 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato bruto de floração de cianobactérias, coletada dia
17/03/06 no reservatório de Promissão, Médio rio Tietê, SP.
B4.1. Sobrevivência: teste de Fisher
B4.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -------
CONTROLE 10 0
1 12.5 mg/L 10 0
2 25 mg/L 10 0
3 50 mg/L 10 0
4 100 mg/L 10 5 *
5 200 mg/L 10 10 *
B4.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 0
1 12.5 mg/L 10 1
2 25 mg/L 10 0
3 50 mg/L 10 0
4 100 mg/L 10 6 *
5 200 mg/L 10 10 *
B4.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados, métodos Dunnett e Tukey
B4.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 15.000 28.000 24.400 15.822 3.978 1.258
2 12.5 mg/L 10 14.000 42.000 33.500 53.611 7.322 2.315
3 25 mg/L 10 29.000 41.000 36.800 10.622 3.259 1.031
4 50 mg/L 10 24.000 43.000 35.800 25.067 5.007 1.583
5 100 mg/L 10 0.000 29.000 12.800 141.956 11.915 3.768
6 200 mg/L 10 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
265
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 10948.483 2189.697 53.174
Within (Error) 54 2223.700 41.180
Total 59 13172.183
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 24.400 24.400
2 12.5 mg/L 33.500 33.500 -3.171
3 25 mg/L 36.800 36.800 -4.321
4 50 mg/L 35.800 35.800 -3.972
5 100 mg/L 12.800 12.800 4.042 *
6 200 mg/L 0.000 0.000 8.502 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 12.5 mg/L 10 6.629 27.2 -9.100
3 25 mg/L 10 6.629 27.2 -12.400
4 50 mg/L 10 6.629 27.2 -11.400
5 100 mg/L 10 6.629 27.2 11.600
6 200 mg/L 10 6.629 27.2 24.400
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 1 2 4 3
6 200 mg/L 0.000 0.000 \
5 100 mg/L 12.800 12.800 * \
1 controle 24.400 24.400 * * \
2 12.5 mg/L 33.500 33.500 * * * \
4 50 mg/L 35.800 35.800 * * * . \
3 25 mg/L 36.800 36.800 * * * . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 41.180
B4.2.2. C. silvestrii
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 controle 10 1.000 29.000 21.000 100.667 10.033 3.173
2 12.5 mg/L 10 0.000 33.000 22.100 80.100 8.950 2.830
3 25 mg/L 10 6.000 37.000 26.500 91.833 9.583 3.030
4 50 mg/L 10 1.000 39.000 28.500 150.500 12.268 3.879
5 100 mg/L 10 0.000 16.000 4.500 39.167 6.258 1.979
6 200 mg/L 10 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
266
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 7097.000 1419.400 18.423
Within (Error) 54 4160.400 77.044
Total 59 11257.400
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 controle 21.000 21.000
2 12.5 mg/L 22.100 22.100 -0.280
3 25 mg/L 26.500 26.500 -1.401
4 50 mg/L 28.500 28.500 -1.911
5 100 mg/L 4.500 4.500 4.203 *
6 200 mg/L 0.000 0.000 5.350 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 controle 10
2 12.5 mg/L 10 9.068 43.2 -1.100
3 25 mg/L 10 9.068 43.2 -5.500
4 50 mg/L 10 9.068 43.2 -7.500
5 100 mg/L 10 9.068 43.2 16.500
6 200 mg/L 10 9.068 43.2 21.000
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 1 2 3 4
6 200 mg/L 0.000 0.000 \
5 100 mg/L 4.500 4.500 . \
1 controle 21.000 21.000 * * \
2 12.5 mg/L 22.100 22.100 * * . \
3 25 mg/L 26.500 26.500 * * . . \
4 50 mg/L 28.500 28.500 * * . . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 77.044
267
A
PÊNDICE C
Valores brutos e análises estatísticas dos testes de toxicidade
aguda e crônica com os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii expostos a extratos da linhagem NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa em diferentes estágios de crescimento
268
Tabela 3.3 – Valores da concentração efetiva mediana – CE50;48h de dicromato de potássio
(K
2
Cr
2
O
7
) obtidos nos testes de sensibilidade para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C.
silvestrii (Crustacea, Cladocera) para cultivos realizados no Laboratório de Ecotoxicologia,
Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva da Universidade Federal de São Carlos, no
período de 2005 a 2006.
CE50;48h (intervalo de confiança) mg/L Número do teste
C. dubia C. dubia
1 0,16 (0,13 – 0,20) 0,17 (0,14 – 0,21)
2 0,11 (0,09 – 0,13) 0,14 (0,12 – 0,17)
3 0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
4 0,14 (0,12 – 0,17) 0,12 (0,11 – 0,13)
5 0,21 (0,18 – 0,23) 0,14 (0,11 – 0,17)
6 0,22 (0,20 – 0,24) 0,20 (0,17 – 0,23)
7 0,18 (0,15 – 0,21) 0,15 (0,13 – 0,18)
8 0,17 (0,14 – 0,20) 0,15 (0,12 – 0,18)
9 0,19 (0,16 – 0,22) 0,21 (0,10 – 0,44)
10 0,23 (0,22 – 0,24) 0,22 (0,17 – 0,27)
11 0,23 (0,20 – 0,27) 0,23 (0,20 – 0,25)
12 0,11 (0,09 – 0,14) 0,09 (0,07 – 0,12)
13 0,14 (0,11 – 0,18) 0,21 (0,18 – 0,23)
14 - 0,12 (0,10 – 0,15)
15 0,16 (0,14 – 0,19) 0,19 (0,17 – 0,22)
16 0,16 (0,13 – 0,19) 0,14 (0,11 – 0,18)
17 0,22 (0,20 – 0,23) 0,17 (0,14 – 0,20)
18 0,26 (0,22 – 0,30) 0,21 (0,14 – 0,31)
19 0,18 (0,13 – 0,23) 0,16 (0,13 – 0,20)
20 0,17 (0,13 – 0,22) 0,11 (0,08 – 0,14)
Média (mg/L) 0,18 0,16
Desvio-padrão (DP) 0,0411 0,0407
Coeficiente de variação (CV) (%) 22,8 25,4
Faixa de sensibilidade (mg/L) 0,098 – 0,262 0,079 – 0,241
269
Tabela 3.4 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f inicial final final
Controle 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,20 7,88 153,5 161,2 42
10% (8,6E+05) 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,95 7,78 161,4 174,5 40
25% (2,15E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 8,68 7,73 186,5 202 36
50% (4,30E+06) 1/5 1/5 2/5 4/15 26,67 3/5 0/5 1/5 4/15 26,67 9,19 7,60 218 246 30
75% (6,45E+06) 5/5 5/5 4/5 14/15 93,33 5/5 2/5 3/5 10/15 66,67 9,44 7,64 264 286 28
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 3/5 5/5 13/15 86,67 9,69 7,74 331 343 22
CE50;48h (IC 95%) % 55,04 (47,21 – 64,16) 62,20 (50,87 – 76,06)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
4,73 (4,06 – 5,52) 5,35 (4,38 – 6,54) Densidade: 8,6 × 10
6
cel/mL microcistinas: 532,9µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,88 (1,78 – 1,98) 1,60 (1,43 – 1,80)
Data início: 23/08/05 Data término: 25/08/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,40 7,99 159,9 163,9 42
10% (8,6E+05) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,99 7,70 168,5 169,6 38
25% (2,15E+06) 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 1/5 2/5 0/5 3/15 20 8,34 7,48 198,0 199,9 36
50% (4,30E+06) 5/5 4/5 4/5 13/15 86,67 4/5 5/5 5/5 14/15 93,33 8,78 7,37 236 249 32
75% (6,45E+06) 5/5 5/5 4/5 14/15 93,33 4/5 5/5 4/5 13/15 86,67 9,02 7,38 279 295 28
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,21 7,32 332 350 26
CE50;48h (IC 95%) % 36,90 (31,81 – 42,80) 31,24 (31,13 – 38,54)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
3,17 (2,74 – 3,68) 2,69 (2,18 – 3,31) Densidade: 8,6 × 10
6
cel/mL microcistinas: 594,4 µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,88 (1,78 – 1,98) 1,60 (1,43 – 1,80)
Data início: 31/08/05 Data término: 02/09/05
270
Tabela 3.5 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,30 7,74 143,1 147,1 40
10% (7,6E+05) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,09 7,71 166,2 171,3 38
25% (1,9E+06) 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,72 7,43 182,5 199,7 36
50% (3,8E+06) 2/5 2/5 2/5 6/15 40 3/5 3/5 4/5 10/15 66,67 9,20 7,27 227 244 30
75% (5,7E+06) 5/5 4/5 5/5 14/15 93,33 5/5 2/5 4/5 11/15 73,33 9,41 7,47 270 286 28
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 3/5 5/5 5/5 13/15 86,67 9,64 7,45 329 345 24
CE50;48h (IC 95%) % 47,68 (39,86 – 57,03) 46,00 (37,26 – 56,80)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
3,62 (3,03 – 4,33) 3,50 (2,83 – 4,32) Densidade: 7,6 × 10
6
cel/mL microcistinas: 358,9 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,13 – 0,20) 0,17 (0,14 – 0,21)
Data início: 01/09/05 Data término: 03/09/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,33 7,91 134,6 166,7 40
10% (5,56E+05) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,07 7,71 156,5 161,3 40
25% (1,39E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,65 7,61 184,0 185,2 38
50% (2,78E+06) 1/5 1/5 1/5 3/15 20 0/5 2/5 1/5 3/15 20 9,04 7,55 231 232 38
75% (4,17E+06) 2/5 2/5 3/5 7/15 46,67 5/5 4/5 4/5 13/15 86,67 9,21 7,56 276 282 34
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,45 7,57 329 349 34
CE50;48h (IC 95%) % 66,01 (57,13 – 76,26) 58,51 (51,01 – 67,10)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
3,67 (3,18 – 4,24) 3,25 (2,84 – 3,73) Densidade: 5,56 × 10
6
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
Data início: 22/09/05 Data término: 24/09/05
271
Tabela 3.6 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no meio da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,33 7,91 134,6 166,7 40
10% (5,38E+05) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,07 7,71 156,5 161,3 40
25% (1,35E+06) 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,65 7,61 184,0 185,2 38
50% (2,69E+06) 5/5 4/5 5/5 14/15 93,33 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,04 7,55 231 232 38
75% (4,04E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,21 7,56 276 282 34
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,45 7,57 329 349 34
CE50;48h (IC 95%) % 34,76 (30,66 – 39,41) 35,36 (–)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
1,87 (1,65 – 2,12) 1,90 (–) Densidade: 5,38 × 10
6
cel/mL microcistinas: 102,6 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,21 (0,18 – 0,23) 0,14 (0,11 – 0,17)
Data início: 13/10/05 Data término: 15/10/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,40 7,82 149,9 145,9 46
10% (5,56E+05) 0/5 1/5 1/5 2/15 13,33 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,03 7,83 201 165,0 44
25% (1,39E+06) 4/5 0/5 2/5 6/15 40 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 8,36 7,68 211 196,4 44
50% (2,78E+06) 4/5 5/5 5/5 14/15 93,33 2/5 1/5 4/5 7/15 46,67 8,72 7,53 254 243 44
75% (4,17E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,97 7,40 305 286 42
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,23 7,39 361 350 42
CE50;48h (IC 95%) % 25,67 (19,01 – 34,66) 44,91 (37,69 – 53,53)
Material: NPLJ-4 meio fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
1,38 (1,02 – 1,87) 2,42 (2,03 – 2,88) Densidade: 5,56 × 10
6
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
Data início: 27/09/05 Data término: 29/09/05
272
Tabela 3.7 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,20 7,89 160,0 183,0 42
10% (1,25E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 1/5 1/5 3/15 20 8,30 7,66 170,8 179,5 40
25% (3,13E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 8,85 7,51 191,9 191,4 38
50% (6,25E+06) 1/5 3/5 2/5 6/15 20 4/5 1/5 2/5 7/15 46,67 9,27 7,48 219 223 35
75% (9,38E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,46 7,51 255 253 32
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,60 7,72 285 296 24
CE50;48h (IC 95%) % 49,16 (42,78 – 56,49) 48,41 (37,99 – 61,69)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
6,15 (5,35 – 7,06) 6,05 (4,75 – 7,71) Densidade: 1,25 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1776,5 µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,60 (1,50 – 1,71) 1,72 (1,62 – 1,82)
Data início: 20/08/05 Data término: 22/08/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,50 8,15 142,6 163,3 46
10% (1,25E+06) 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,31 7,73 173,9 168,0 44
25% (3,13E+06) 0/5 1/5 3/5 4/15 26,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 8,74 7,47 190,2 185,0 42
50% (6,25E+06) 3/5 5/5 5/5 13/15 86,67 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,05 7,46 220 218 40
75% (9,38E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,19 7,60 250 251 38
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,33 7,63 286 282 32
CE50;48h (IC 95%) % 30,39 (23,80 – 38,81) 33,51 (30,21 – 37,17)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
3,80 (2,98 – 4,85) 4,19 (3,78 – 4,65) Densidade: 1,25 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1714,5 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,13 – 0,20) 0,17 (0,14 – 0,21)
Data início: 06/09/05 Data término: 08/09/05
273
Tabela 3.8 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,21 8,06 147,5 170,5 44
10% (1,25E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,32 7,80 166,3 173,6 40
25% (3,13E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 9,08 7,62 181,1 189,5 38
50% (6,25E+06) 1/5 0/5 1/5 2/15 13,33 1/5 4/5 2/5 7/15 46,67 9,50 7,58 212 222 30
75% (9,38E+06) 3/5 3/5 3/5 9/15 60 4/5 4/5 2/5 10/15 66,67 9,70 7,78 245 242 22
100% 5/5 4/5 4/5 13/15 86,67 5/5 3/5 3/5 11/15 73,33 9,90 7,89 262 289 14
CE50;48h (IC 95%) % 69,46 (60,78 – 79,39) 55,35 (40,63 – 75,41)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
8,68 (7,60 – 9,92) 6,92 (5,08 – 9,43) Densidade: 1,25 × 10
7
cel/mL microcistinas: 674,8 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,14 (0,12 – 0,17) 0,12 (0,11 – 0,13)
Data início: 05/10/05 Data término: 07/10/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,24 7,77 156,4 156,0 46
10% (1,34E+06) 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,22 7,64 176,1 163,5 42
25% (3,35E+06) 1/5 0/5 1/5 2/15 13,33 0/5 1/5 2/5 3/15 20 8,85 7,54 182,8 187,4 38
50% (6,70E+06) 5/5 5/5 3/5 13/15 86,67 3/5 3/5 55 11/15 73,33 9,24 7,53 210 220 -
75% (1,01E+07) 4/5 3/5 3/5 10/15 66,67 5/5 3/5 5/5 13/15 86,67 9,44 7,53 238 245 26
100% 5/5 3/5 4/5 13/15 86,67 5/5 4/5 3/5 12/15 80 9,68 7,61 272 291 16
CE50;48h (IC 95%) % 35,36 (31,44 – 39,76) 37,16 (29,68 – 46,52)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
4,74 (4,21 – 5,53) 4,98 (3,98 – 6,23) Densidade: 1,34 × 10
7
cel/mL microcistinas: 497,9 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,22 (0,20 – 0,24) 0,20 (0,17 – 0,23)
Data início: 08/11/05 Data término: 10/11/05
274
Tabela 3.9 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza
monitorados durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,60 7,78 160,0 128,2 42
10% (9,84E+05) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,05 7,51 143,5 150,8 38
25% (2,46E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,40 7,33 159,1 167,5 36
50% (4,92E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,73 7,32 189,7 213 36
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,05 7,50 234 277 22
CE50;48h (IC 95%) % 15,81 (–) 15,81 (–)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
1,56 (–) 1,56 (–) Densidade: 9,84 × 10
6
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,26 (0,22 – 0,30) 0,21 (0,14 – 0,31)
Data início: 31/01/06 Data término: 02/02/06
Organismos-teste C.dubia C.silvestrii pH Condutividade µS/cm
Dureza
mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 4 total % 1 2 3 4 total % i CD CS i CD CS final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 7,3 7,6 7,7 169 191 195 50
6,25% (8,94E+05)
0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 0/5 0/5 1/5 0/5 1/20 5 7,8 7,5 7,5 176 192 187 -
10% (1,43E+06)
0/5 0/5 0/5 0/5 0/20 0 3/5 4/5 2/5 3/5 12/20 60 8,1 7,4 7,4 181 200 200 42
25% (3,58E+06)
2/5 4/5 4/5 4/5 14/20 70 1/5 5/5 4/5 5/5 15/20 75 8,8 7,3 7,3 199 222 224 38
50% (7,15E+06)
5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 9,2 7,2 7,2 228 269 260 -
100% 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 5/5 5/5 5/5 5/5 20/20 100 9,7 7,2 7,2 295 354 352 10
CE50;48h (IC 95%) % 21,76 (18,88 – 25,09) 13,29 (10,60 – 16,67)
Material: NPLJ-4 final fase exponencial
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
3,11 (2,7 – 3,59) 1,90 (1,52 – 2,38) Densidade: 1,43 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,25 (1,13 – 1,38) 1,12 (1,00 – 1,24)
Data início: 12/09/06 Data término: 14/09/06
275
Tabela 3.10 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
Concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 7,50 8,00 144,5 177,5 42
10% (1,4E+06) 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,03 7,55 172,8 182,0 40
25% (3,5E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 8,41 7,23 189,3 193,0 34
50% (7,0E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,91 7,14 230 225 32
75% (1,05E+07) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 2/5 0/5 2/5 4/15 26,67 9,12 7,11 267 273 24
100% 3/5 1/5 2/5 6/15 40 2/5 3/5 3/5 8/15 53,33 9,30 7,10 321 314 16
CE50;48h (IC 95%) % Não calculável 96,47 (75,50 – 123,27)
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
- 13,5 (10,6 – 17,3) Densidade: 1,40 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1154,5 µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,60 (1,50 – 1,71) 1,72 (1,62 – 1,82)
Data início: 18/08/05 Data término: 20/08/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,20 - 155,0 158,8 44
10% (1,53E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,08 - 170,0 166,6 42
25% (3,83E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,38 - 188,7 190,1 38
50% (7,65E+06) 2/5 0/5 0/5 2/15 13,33 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 8,76 - 216 221 34
75% (1,15E+07) 3/5 2/5 2/5 7/15 46,67 2/5 0/5 1/5 3/15 20 8,94 - 246 251 34
100% 5/5 5/5 4/5 14/15 93,33 2/5 4/5 4/5 10/15 66,67 9,12 - 278 291 14
CE50;48h (IC 95%) % 71,70 (62,27 – 82,55) 90,24 (81,11 – 100,39)
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
11,0 (9,53 – 12,6) 13,8 (12,4 – 15,4) Densidade: 1,53 × 10
7
cel/mL microcistinas: 991,7 µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,88 (1,78 – 1,98) 1,60 (1,43 – 1,80)
Data início: 25/08/05 Data término: 27/08/05
276
Tabela 3.11 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,20 7,85 149,6 164,9 44
10% (1,4E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 8,43 7,33 178,6 167,2 42
25% (3,5E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,88 7,17 190,8 186,7 40
50% (7,0E+06) 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 9,27 7,15 225 227 40
75% (1,05E+07) 0/5 2/5 3/5 5/15 33,33 0/5 1/5 2/5 3/15 20 9,45 7,01 263 288 38
100% 2/5 2/5 3/5 7/15 46,67 1/5 3/5 3/5 7/15 46,67 9,66 7,05 298 342 36
CE50;48h (IC 95%) % Não calculável Não calculável
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
- - Densidade: 1,40 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1108,7 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,11 (0,09 – 0,13) 0,14 (0,12 – 0,17)
Data início: 13/09/05 Data término: 15/09/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 7,60 7,91 144,2 156,7 44
10% (1,53E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 8,09 7,55 167,6 171,5 -
25% (3,83E+06) 1/5 0/5 3/5 4/15 26,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,64 7,25 186,1 189,3 42
50% (7,65E+06) 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,95 7,24 216 217 38
75% (1,15E+07) 4/5 5/5 5/5 14/15 93,33 4/5 2/5 5/5 11/15 73,33 9,15 7,28 248 261 32
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,27 7,36 276 298 17
CE50;48h (IC 95%) % 48,75 (39,83 – 59,65) 66,73 (61,02 – 72,97)
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
7,46 (6,09 – 9,12) 10,2 (9,34 – 11,2) Densidade: 1,53 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
Data início: 20/09/05 Data término: 22/09/05
277
Tabela 3.12 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase estacionária, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,44 8,13 149,9 198,5 42
10% (1,63E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,18 7,78 160,8 177,8 42
25% (4,08E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 8,80 7,53 177,7 195,4 42
50% (8,15E+06) 1/5 0/5 1/5 2/15 13,33 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 9,13 7,57 206 223 36
75% (1,22E+07) 3/5 3/5 1/5 7/15 46,67 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 9,36 7,60 231 251 30
100% 3/5 4/5 2/5 9/15 60 5/5 3/5 1/5 9/15 60 9,64 7,89 264 285 22
CE50;48h (IC 95%) % 81,44 (42,94 – 154,45) 94,75 (84,74 – 105,94)
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
13,3 (7,0 – 25,2) 15,4 (13,8 – 17,3) Densidade: 1,63 × 10
7
cel/mL microcistinas: 777,6 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
Data início: 28/09/05 Data término: 30/09/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,44 8,13 149,9 198,5 42
10% (1,63E+06) 1/5 0/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 8,18 7,78 160,8 177,8 42
25% (4,08E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 8,80 7,53 177,7 195,4 42
50% (8,15E+06) 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 9,13 7,57 206 223 36
75% (1,22E+07) 3/5 2/5 2/5 7/15 46,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 9,36 7,60 231 251 30
100% 2/5 2/5 4/5 8/15 53,33 2/5 2/5 3/5 7/15 46,67 9,64 7,89 264 285 22
CE50;48h (IC 95%) % 86,60 (39,46 – 190,08) Não calculável
Material: NPLJ-4 fase estacionária
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
14,1 (6,43 – 31,0) - Densidade: 1,63 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,14 (0,12 – 0,17) 0,12 (0,11 – 0,13)
Data início: 04/10/05 Data término: 06/10/05
278
Tabela 3.13 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
Concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,20 8,04 155,0 184,5 44
10% (1,24E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,94 7,54 175,5 178,1 40
25% (3,10E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 2/5 0/5 2/15 13,33 8,07 7,40 193,3 193,6 40
50% (6,20E+06) 4/5 5/5 5/5 14/15 93,33 5/5 5/5 4/5 14/15 93,33 8,22 7,34 235 243 40
75% (9,30E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,31 7,37 277 272 40
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,37 7,45 332 326 34
CE50;48h (IC 95%) % 36,67 (34,17 – 39,36) 32,94 (28,13 – 38,58)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
4,55 (4,24 – 4,88) 4,09 (3,49 – 4,78) Densidade: 1,24 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,88 (1,78 – 1,98) 1,60 (1,43 – 1,80)
Data início: 24/08/05 Data término: 26/08/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
Concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 1/15 6,67 7,60 7,84 151,6 196,9 42
10% (1,14E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,02 7,45 179,7 178,6 42
25% (2,85E+06) 4/5 3/5 5/5 12/15 80 1/5 5/5 5/5 11/15 73,33 8,38 7,19 194,9 199,5 36
50% (5,70E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,74 7,01 230 247 36
75% (8,55E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,93 6,85 270 288 32
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,04 6,79 340 344 26
CE50;48h (IC 95%) % 18,57 (15,73-21,93) 20,33 (16,69-24,75)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
2,12 (1,79 – 2,50) 2,32 (1,90 – 2,82) Densidade: 1,14 × 10
7
cel/mL Microcistinas: 1120,0 µg/L
Sensibilidade NaCl
CE50;48h (IC 95%) g/L
1,60 (1,50 – 1,71) 1,72 (1,62 – 1,82)
Data início: 17/08/05 Data término: 19/08/05
279
Tabela 3.14 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f Final
Controle 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,36 7,94 151,7 164,7 48
10% (1,24E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,72 7,53 174,8 169,4 46
25% (3,10E+06) 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,98 7,36 196,7 205 46
50% (6,20E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,25 7,36 232 231 44
75% (9,30E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,36 7,40 270 277 44
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,51 7,47 319 304 42
CE50;48h (IC 95%) % 33,51 (30,21 – 37,17) 33,51 (30,21 – 37,17)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
4,16 (3,75 – 4,61) 4,16 (3,75 – 4,61) Densidade: 1,24 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1290,7 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,11 (0,09 – 0,13) 0,14 (0,12 – 0,17)
Data início: 15/09/05 Data término: 17/09/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f Final
Controle 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,33 8,00 134,6 142,7 42
10% (1,14E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,87 7,37 159,9 148,8 42
25% (2,85E+06) 4/5 5/5 3/5 12/15 80 5/5 3/5 5/5 13/15 86,67 8,32 7,20 178,0 194,1 -
50% (5,70E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,75 6,95 215 227 36
75% (8,55E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,02 6,76 259 285 36
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,20 6,75 291 330 32
CE50;48h (IC 95%) % 18,57 (15,73 – 21,93) 17,60 (15,28 – 20,27)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
2,12 (1,79 – 2,50) 2,01 (1,74 – 2,31) Densidade: 1,14 × 10
7
cel/mL microcistinas: 1208,4 µg/L
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,16 (0,14 – 0,20) 0,13 (0,11 – 0,16)
Data início: 21/09/05 Data término: 23/09/05
280
Tabela 3.15 – Percentagem de imobilidade e valores de CE50;48h para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera) expostos a
extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade aguda. (E+0x = 10
x
)
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i f final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 2/5 1/5 4/15 26,7* 7,34 8,05 155,9 161,7 44
10% (1,14E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 1/5 0/5 0/5 1/15 6,7 8,30 7,63 188,7 182,4 42
25% (2,85E+06) 4/5 5/5 5/5 14/15 93,3 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,58 7,31 199,2 207 40
50% (5,70E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,89 6,95 233 251 40
75% (8,55E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 8,99 6,97 271 307 38
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,07 6,97 310 346 38
CE50;48h (IC 95%) % 16,68 (15,04 – 18,50) 15,81 (–)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
1,90 (1,72 – 2,11) 1,80 (–) Densidade: 1,14 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,14 (0,12 – 0,17) 0,12 (0,11 – 0,13)
Data início: 11/10/05 Data término: 13/10/05
Organismos-teste
C.dubia C.silvestrii
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
concentrações 1 2 3 total % 1 2 3 total % i f i F final
Controle 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 7,29 7,64 152,2 152,1 44
10% (1,14E+06) 0/5 0/5 0/5 0/15 0 0/5 0/5 0/5 0/15 0 8,17 7,30 178,4 163,8 44
25% (2,85E+06) 4/5 4/5 5/5 13/15 86,7 5/5 3/5 4/5 12/15 80 8,58 7,11 192,0 196,9 42
50% (5,70E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 4/5 14/15 93,3 8,93 7,54 228 234 42
75% (8,55E+06) 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,08 7,11 265 267 38
100% 5/5 5/5 5/5 15/15 100 5/5 5/5 5/5 15/15 100 9,21 7,45 313 327 36
CE50;48h (IC 95%) % 17,60 (15,28 – 20,27) 19,27 (16,08 – 23,08)
Material: NPLJ-4 fase senescente
CE50;48h (IC 95%)
× 10
6
cel/mL
2,01 (1,74 – 2,31) 2,20 (1,83 – 2,63) Densidade: 1,14 × 10
7
cel/mL microcistinas: -
Sensibilidade K
2
Cr
2
O
7
CE50;48h (IC 95%)mg/L
0,21 (0,18 – 0,23) 0,14 (0,11 – 0,17)
Data início: 18/10/05 Data término: 20/10/05
* resultado invalidado, pois a imobilidade excedeu 10% no controle (ABNT, 2004)
281
Tabela 3.16 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato de
cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa no final da fase exponencial, e valores de pH, condutividade elétrica e dureza monitorados
durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: NPLJ-4 fim fase exponencial Densidade 1,43 × 10
7
cel/mL Microcistinas: -
Data início: 29/08/06 Data término: 06/09/06
Sensibilidade NaCl (IC 95%) g/L 1,32 (1,24 – 1,40) 0,94 (0,84 – 1,05)
Org.-teste
C. dubia C. silvestrii
réplicas 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 21 19 22 16 23 22 12 13 18 17 183 0 13 20 23 22 24 19 24 3 20 168
1% 28 28 19 28 30 27 29 10† 26 26 251 24 28 18 17 28 9 20 28 20 21 213
2% 31 25 28 28 29 28 29 27 28 32 285 7 19 10 27 15 32 15 19 24 21 189
4% 21 24 21 20 31 33 32 27 22 35 266 0 9 24 0 25 18 26 0† 11 15 128
8% 13 19 30 14 10 22 26 14 22 17 187 0 0† 3 4 9 7 0† 0† 3 13 39
16% 3 0† 3 0† 0† 0† 0 0† 0† 0† 6 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 0
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L
Variáveis
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial
C.dubia C.silvestrii
Controle 7,31 7,70 7,71 149,0 157,2 161,8 42 42 42
1% 7,43 7,43 7,52 149,3 162,5 165,4 40 40 40
2% 7,76 7,47 7,47 146,4 162,3 165,4 40 38 38
4% 7,89 7,40 7,42 153,3 164,5 168,3 40 38 38
8% 8,28 7,41 7,41 157,6 169,8 171,0 38 36 40
16% 8,56 7,42 7,35 170,5 178,8 199,8 36 36 36
† organismo morto durante ou ao final do experimento
282
C1 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa no fim da fase exponencial. (E+0x = 10
x
)
C1.1. Sobrevivência: teste de Fisher
C1.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 0
1 NPLJ-4 1% (1.43E+05) 10 1
2 NPLJ-4 2% (2.86E+05) 10 0
3 NPLJ-4 4% (5.72E+05) 10 0
4 NPLJ-4 8% (1.14E+06) 10 0
5 NPLJ-4 16% (2.29E+06) 10 7 *
C1.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
CONTROLE 10 0
1 NPLJ-4 1% (1.43E+05) 10 0
2 NPLJ-4 2% (2.86E+05) 10 0
3 NPLJ-4 4% (5.72E+05) 10 1
4 NPLJ-4 8% (1.14E+06) 10 3
5 NPLJ-4 16% (2.29E+06) 10 10 *
C1.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados, métodos Dunnett e Tukey
C1.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 0 (controle) 10 12.000 23.000 18.300 14.678 3.831 1.212
2 1.43E+05 10 10.000 30.000 25.100 37.211 6.100 1.929
3 2.86E+05 10 25.000 32.000 28.500 3.833 1.958 0.619
4 5.72E+05 10 20.000 35.000 26.600 32.711 5.719 1.809
5 1.14E+06 10 10.000 30.000 18.700 39.789 6.308 1.995
6 2.29E+06 10 0.000 3.000 0.600 1.600 1.265 0.400
283
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 5219.533 1043.907 48.246
Within (Error) 54 1168.400 21.637
Total 59 6387.933
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 0 (controle) 18.300 18.300
2 1.43E+05 25.100 25.100 -3.269
3 2.86E+05 28.500 28.500 -4.903
4 5.72E+05 26.600 26.600 -3.990
5 1.14E+06 18.700 18.700 -0.192
6 2.29E+06 0.600 0.600 8.509 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 0 (controle) 10
2 1.43E+05 10 4.805 26.3 -6.800
3 2.86E+05 10 4.805 26.3 -10.200
4 5.72E+05 10 4.805 26.3 -8.300
5 1.14E+06 10 4.805 26.3 -0.400
6 2.29E+06 10 4.805 26.3 17.700
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 1 5 2 4 3
6 2.29E+06 0.600 0.600 \
1 0 (controle) 18.300 18.300 * \
5 1.14E+06 18.700 18.700 * . \
2 1.43E+05 25.100 25.100 * * * \
4 5.72E+05 26.600 26.600 * * * . \
3 2.86E+05 28.500 28.500 * * * . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 21.637
C1.2.2. C. silvestrii
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 0 (controle) 10 0.000 24.000 16.800 75.733 8.702 2.752
2 1.43E+05 10 9.000 28.000 21.300 36.233 6.019 1.904
3 2.86E+05 10 7.000 32.000 18.900 57.656 7.593 2.401
4 5.72E+05 10 0.000 26.000 12.800 109.956 10.486 3.316
5 1.14E+06 10 0.000 13.000 3.900 20.100 4.483 1.418
6 2.29E+06 10 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000 0.000
284
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 3669.083 733.817 14.692
Within (Error) 54 2697.100 49.946
Total 59 6366.183
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 0 (controle) 16.800 16.800
2 1.43E+05 21.300 21.300 -1.424
3 2.86E+05 18.900 18.900 -0.664
4 5.72E+05 12.800 12.800 1.266
5 1.14E+06 3.900 3.900 4.082 *
6 2.29E+06 0.000 0.000 5.315 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 0 (controle) 10
2 1.43E+05 10 7.301 43.5 -4.500
3 2.86E+05 10 7.301 43.5 -2.100
4 5.72E+05 10 7.301 43.5 4.000
5 1.14E+06 10 7.301 43.5 12.900
6 2.29E+06 10 7.301 43.5 16.800
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 4 1 3 2
6 2.29E+06 0.000 0.000 \
5 1.14E+06 3.900 3.900 . \
4 5.72E+05 12.800 12.800 * . \
1 0 (controle) 16.800 16.800 * * . \
3 2.86E+05 18.900 18.900 * * . . \
2 1.43E+05 21.300 21.300 * * . . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 49.946
285
Tabela 3.17 – Número de neonatas produzidas por fêmeas dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea, Cladocera), expostas ao extrato de
cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis aeruginosa na fase senescente, e valores de pH, condutividade elétrica, dureza e concentração de oxigênio
dissolvido monitorados durante o teste de toxicidade crônica (8 dias).
Material: NPLJ-4 fase senescente Densidade 1,14 × 10
7
cel/mL Microcistinas: -
Data início: 22/09/06 Data término: 30/09/06
Sensibilidade NaCl (IC 95%) g/L 1,25 (1,13 – 1,38) 1,12 (1,00 – 1,24)
Org.-teste
C. dubia C. silvestrii
réplicas
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 total
Controle 29 15 17 26 23 26 22 26 25 24 233 19 19 15 19 20 19 6 15 15 20 167
0,75% 29 26 26 25 30 28 22 25 25 25 261 20 24 9 5 17 4† 18 19 2† 20 138
1,5% 22 21 26 26 26 20 17 27 26 20 231 2 15 0† 14 14 12 12 13 12 19 113
3,0% 29 19 15 22 30 27 16 17 19 25 219 11 0† 0† 7 9 7 0† 0† 0† 0† 34
6,0% 14 11 24 25 5 23 0♂ 5 18 11 136 0† 0† 11 0† 0† 1 2† 0† 0† 2† 16
12,0% 3† 0† 4 0† 0† 1† 0† 0† 1† 0† 9 0† 0† 0† 4† 0† 0† 0† 0† 0† 0† 4
pH Condutividade µS/cm Dureza mgCaCO
3
/L Oxigênio dissolvido mg/L
Variáveis
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial
C.dubia C.silvestrii
inicial final inicial final
Controle 7,58 7,83 7,75 173,1 187,3 174,7 48 48 6,75 6,82
0,75% 7,62 7,23 7,21 173,6 170,0 177,8 46 - 6,84 5,91
1,5% 7,68 7,22 7,20 178,0 175,4 175,5 46 46 7,11 6,67
3,0% 7,76 7,17 7,16 178,3 178,3 174,6 46 46 6,87 5,34
6,0% 7,84 7,10 7,04 187,7 184,4 181,7 46 44 6,83 4,58
12,0% 8,02 7,02 7,00 187,0 203 195,3 44 44 6,92 4,78
† organismo morto durante ou ao final do experimento; ♂ organismo macho
286
C2 – Resultados dos testes estatísticos aplicados aos dados do teste de toxicidade
crônica (8 dias) para os dafinídeos Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii (Crustacea,
Cladocera), expostos ao extrato de cultura da linhagem tóxica NPLJ-4 de Microcystis
aeruginosa na fase senescente. (E+0x = 10
x
)
C2.1. Sobrevivência: teste de Fisher
C2.1.1. C. dubia
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -------
Controle 10 0
1 NPLJ-4 0.75% (8.55E+04) 10 0
2 NPLJ-4 1.50% (1.71E+05) 10 1
3 NPLJ-4 3.0% (3.42E+05) 10 0
4 NPLJ-4 6.0% (6.84E+05) 10 0
5 NPLJ-4 12.0% (1.68E+06) 10 9 *
C2.1.2. C. silvestrii
SUMMARY OF FISHERS EXACT TESTS
NUMBER NUMBER SIG
GROUP IDENTIFICATION EXPOSED DEAD (P=.05)
----- ------------------------- ----------- ----------- -----------
Controle 10 0
1 NPLJ-4 0.75% (8.55E+04) 10 2
2 NPLJ-4 1.5% (1.71E+05) 10 1
3 NPLJ-4 3.0% (3.42E+05) 10 6 *
4 NPLJ-4 6.0% (6.84E+05) 10 8 *
5 NPLJ-4 12.0% (1.68E+06) 10 10 *
C2.2. Reprodução: resumo estatístico dos dados; métodos Bonferroni, Dunnett e
Tukey
C2.2.1. C. dubia
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 0 (controle) 10 15.000 29.000 23.300 18.678 4.322 1.367
2 8.55E+04 10 22.000 30.000 26.100 5.433 2.331 0.737
3 1.71E+05 10 17.000 27.000 23.100 12.322 3.510 1.110
4 3.42E+05 10 15.000 30.000 21.900 30.544 5.527 1.748
5 6.84E+05 9 5.000 25.000 15.111 60.861 7.801 2.600
6 1.68E+06 10 0.000 4.000 0.900 2.100 1.449 0.458
287
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 4336.055 867.211 41.460
Within (Error) 53 1108.589 20.917
Total 58 5444.644
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
BONFERRONI T-TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 0 (controle) 23.300 23.300
2 8.55E+04 26.100 26.100 -1.369
3 1.71E+05 23.100 23.100 0.098
4 3.42E+05 21.900 21.900 0.684
5 6.84E+05 15.111 15.111 3.897 *
6 1.68E+06 0.900 0.900 10.952 *
Bonferroni T table value = 2.40 (1 Tailed Value, P=0.05, df=50,5)
BONFERRONI T-TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 0 (controle) 10
2 8.55E+04 10 4.917 21.1 - 2.800
3 1.71E+05 10 4.917 21.1 0.200
4 3.42E+05 10 4.917 21.1 1.400
5 6.84E+05 9 5.052 21.7 8.189
6 1.68E+06 10 4.917 21.1 22.400
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 4 3 1 2
6 1.68E+06 0.900 0.900 \
5 6.84E+05 15.111 15.111 * \
4 3.42E+05 21.900 21.900 * * \
3 1.71E+05 23.100 23.100 * * . \
1 0 (controle) 23.300 23.300 * * . . \
2 8.55E+04 26.100 26.100 * * . . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,53) = 4.23 s = 20.917
C2.2.2. C. silvestrii
SUMMARY STATISTICS ON TRANSFORMED DATA TABLE
GRP IDENTIFICATION N MIN MAX MEAN VARIANCE SD SEM
1 0 (controle) 10 6.000 20.000 16.700 18.456 4.296 1.359
2 8.55E+04 10 2.000 24.000 13.800 63.511 7.969 2.520
3 1.71E+05 10 0.000 19.000 11.300 34.011 5.832 1.844
4 3.42E+05 10 0.000 11.000 3.400 20.489 4.526 1.431
5 6.84E+05 10 0.000 11.000 1.600 11.600 3.406 1.077
6 1.37E+06 10 0.000 4.000 0.400 1.600 1.265 0.400
288
ANOVA TABLE
SOURCE DF SS MS F
Between 5 2399.933 479.987 19.242
Within (Error) 54 1347.000 24.944
Total 59 3746.933
Critical F value = 2.45 (0.05,5,40)
Since F > Critical F REJECT Ho: All groups equal
DUNNETTS TEST - TABLE 1 OF 2 Ho: Control<Treatment
TRANSFORMED MEAN CALCULATED IN
GROUP IDENTIFICATION MEAN ORIGINAL UNITS T STAT SIG
1 0 (controle) 16.700 16.700
2 8.55E+04 13.800 13.800 1.298
3 1.71E+05 11.300 11.300 2.418 *
4 3.42E+05 3.400 3.400 5.955 *
5 6.84E+05 1.600 1.600 6.760 *
6 1.37E+06 0.400 0.400 7.298 *
Dunnett table value = 2.31 (1 Tailed Value, P=0.05, df=40,5)
DUNNETTS TEST - TABLE 2 OF 2 Ho: Control<Treatment
NUM OF Minimum Sig Diff % of DIFFERENCE
GROUP IDENTIFICATION REPS (IN ORIG. UNITS) CONTROL FROM CONTROL
1 0 (controle) 10
2 8.55E+04 10 5.160 30.9 2.900
3 1.71E+05 10 5.160 30.9 5.400
4 3.42E+05 10 5.160 30.9 13.300
5 6.84E+05 10 5.160 30.9 15.100
6 1.37E+06 10 5.160 30.9 16.300
TUKEY method of multiple comparisons
GROUP
TRANSFORMED ORIGINAL 0 0 0 0 0 0
GROUP IDENTIFICATION MEAN MEAN 6 5 4 3 2 1
6 1.37E+06 0.400 0.400 \
5 6.84E+05 1.600 1.600 . \
4 3.42E+05 3.400 3.400 . . \
3 1.71E+05 11.300 11.300 * * * \
2 8.55E+04 13.800 13.800 * * * . \
1 0(controle) 16.700 16.700 * * * . . \
* = significant difference (p=0.05) . = no significant difference
Tukey value (6,54) = 4.23 s = 24.944
289
A
PÊNDICE D
Valores brutos relativos aos resultados dos testes de toxicidade
aguda com os cladóceros Ceriodaphnia dubia e C. silvestrii
expostos a amostras dos ensaios realizados em bancada e em
instalação piloto – IP
290
Tabela 4.4 – Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia dubia – CD e Ceriodaphnia silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição à água
de diluição – AD, água de estudo – AE e efluentes dos ensaios de bancada 1 e 2 da série A e valores das características físicas e químicas monitoradas durante
o teste de toxicidade aguda.
Réplicas (ind. imóveis/ind. expostos) Início: 08/10/03
Fim: 10/10/03
CD CS
Total de ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade
pH Condutividade
(µS/cm)
Amostra 1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS inicial final inicial final
Oxigênio
dissolvido
(mg/L)
Dureza
(mg
CaCO
3
/L)
Controle 0/5 0/5 1/5 0/5 1/5 0/5 1/15 1/15 6,7 6,7 7,4 7,6 106,1 117,1 4,91 40
AD 1/5 0/5 1/5 0/3 0/3 0/3 2/15 0/9 13,3 0 6,5 7,1 19,8 27,1 5,69 8
AE 5/5 4/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 7,1 7,5 23,1 30,7 7,86 10
1A-1 5/5 5/5 5/5 3/3 2/3 3/3 15/15 8/9 100* 88,9* 6,3 7,0 22,6 30,6 5,50 8
1A-2 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,4 7,0 22,9 33,8 5,73 10
1A-3 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,4 7,0 23,3 30,8 5,84 8
1A-4 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,3 7,1 24,5 32,5 5,45 8
1A-5 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,2 7,0 23,3 31,2 5,75 8
1A-6 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,3 7,0 23,9 33,0 5,92 8
2A-1 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,1 6,9 24,1 32,5 6,08 6
2A-2 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,0 7,1 25,2 31,6 5,74 6
2A-3 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,1 6,9 24,9 31,7 5,86 6
2A-4 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 6,0 6,9 26,3 33,2 5,85 6
2A-5 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 5,9 6,9 24,6 33,8 5,81 8
2A-6 5/5 5/5 5/5 3/3 3/3 3/3 15/15 9/9 100* 100* 5,9 6,9 26,0 32,2 5,81 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
291
Tabela 4.5 – Percentagem de imobilidade de Ceriodaphnia dubia – CD e Ceriodaphnia silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição à água
de diluição – AD, água de estudo – AE e efluentes dos ensaios de bancada 3 e 4 da série B e valores das características físicas e químicas monitoradas durante
o teste de toxicidade aguda.
Réplicas (ind. imóveis/ind. expostos) Início: 15/10/03
Fim: 17/10/03
CD CS
Total de ind.
imóveis/total
ind. expostos
% imobilidade
pH Condutividade
(µS/cm)
Amostra 1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS inicial final inicial final
Oxigênio
dissolvido
(mg/L)
Dureza
(mg
CaCO
3
/
L)
Controle 0/5 0/5 0/5 0/4 0/4 0/4 0/15 0/12 0 0 7,5 7,6 154,9 156,8 6,22 40
AD 0/5 0/5 0/5 1/4 0/4 0/4 0/15 1/12 0 8,3 6,3 6,9 23,6 34,1 6,77 8
AE 0/5 0/5 1/5 3/4 2/4 2/4 1/15 7/12 6,7 58,3* 6,2 6,8 21,4 33,2 7,18 6
3B-1 5/5 5/5 5/5 4/4 4/4 4/4 15/15 12/12 100* 100* 6,1 6,6 26,6 36,1 6,66 6
3B-2 5/5 5/5 5/5 4/4 4/4 4/4 15/15 12/12 100* 100* 6,0 6,5 24,8 33,4 6,87 6
3B-3 5/5 5/5 5/5 4/4 4/4 4/4 15/15 12/12 100* 100* 6,1 6,6 26,2 34,2 6,76 6
4B-1 0/5 0/5 0/5 3/4 0/4 0/4 0/15 3/12 0 25,0 7,0 7,2 28,4 34,1 6,66 8
4B-2 0/5 0/5 0/5 1/4 0/4 1/4 0/15 2/12 0 16,7 7,1 7,3 25,6 34,3 5,97 8
4B-3 0/5 0/5 0/5 0/4 0/4 1/4 0/15 1/12 0 8,3 7,1 7,3 26,4 35,4 6,19 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
292
Tabela 4.6 – Percentagem de imobilidade de Daphnia similis (Crustacea, Cladocera) após 48 h de exposição às águas de diluição – AD, águas de estudo – AE
e efluentes dos ensaios de bancada 8, 9 e 10 das séries D, E e F, respectivamente, e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de
toxicidade aguda.
Início: 13/03/04
Fim: 15/03/04
Réplicas (ind. imóveis/ind. expostos) pH Condutividade (µS/cm)
Amostra 1 2 3
Total de ind. imóveis/total
ind. expostos
% imobilidade
inicial final inicial final
Controle 0/3 0/3 1/3 1/9 11,1 7,5 7,5 178,7 172,4
AD0 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 5,8 7,0 30,9 35,6
AD1 1/3 3/3 2/3 6/9 66,7* 6,0 6,9 29,0 334,9
AE1 1/3 0/3 1/3 2/9 22,2 6,6 7,0 36,5 43,0
AE2 0/3 0/3 0/3 0/9 0 6,2 6,8 30,6 36,3
AE3 0/3 1/3 0/3 1/9 11,1 6,2 6,8 33,1 37,0
8D-1 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,4 7,0 38,8 42,5
8D-2 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,5 6,9 38,3 44,5
8D-3 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,6 - 37,4 -
8D-4 3/3 0/3 3/3 6/9 66,7* 6,6 7,0 38,7 47,4
8D-5 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,6 6,7 36,8 45,6
8D-6 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,7 6,8 37,5 40,8
8D-7 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,6 6,5 37,9 42,6
9E-1 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,1 6,7 35,0 39,5
9E-2 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,9 34,8 43,3
9E-3 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,8 34,3 41,9
9E-4 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,8 33,0 36,1
9E-5 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,8 33,0 40,6
9E-6 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,7 33,2 36,9
10F-1 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,0 6,7 35,6 42,4
10F-2 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,1 6,7 35,7 42,1
10F-3 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,1 6,7 34,9 41,6
10F-4 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,8 35,6 42,3
10F-5 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,7 33,9 37,9
10F-6 3/3 3/3 3/3 9/9 100* 6,3 6,2 32,8 40,1
*amostras tóxcias: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
293
Tabela 4.7 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes do Ensaio I – IP
(Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO I-IP (04 a 05/04/06): Sistema MR J FAP J INTER J FD J FCAG
Início: 08/04/06
Fim: 10/04/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início fim - início CD CS início fim
Controle c 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 0/15 1/15 0 6,7 7,10 7,10 - - - - 40
AD 4/5 3/5 3/5 5/5 5/5 4/5 10/15 14/15 66,7* 93,3* - 6,50 - - - - 7 -
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 0/15 1/15 0 6,7 - 6,65 - - - - 9 8
FAP 5/5 5/5 5/5 4/5 4/5 4/5 15/15 12/15 100* 80* - 3,71 - - - - 9 8
INTER 1/5 0/5 2/5 3/5 5/5 4/5 3/15 12/15 20 80* - 6,32 - - - - 8 10
FD 7/10 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 17/20 15/15 85* 100* - 6,33 - - - - 8 10
1
CAG 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 - 7,15 - - - - 9 10
AD 4/5 - 4/5 3/5 4/5 5/5 8/10 12/15 80* 80* - 6,45 - - - - 6 -
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/5 0/15 1/15 0 6,7 - 6,70 - - - - 7 -
FAP 5/5 5/5 5/5 4/5 3/5 3/5 15/15 10/15 100* 66,7* - 6,42 - - - - 7 -
INTER 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 - 6,64 - - - - 8 -
FD 0/5 0/5 2/5 1/5 0/5 0/5 2/15 1/15 13,3 6,7 - 6,54 - - - - 9 -
6
(ant.)
CAG 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 - 6,96 - - - - 10 -
AD 4/5 5/5 5/5 5/5 5/5 4/5 14/15 14/15 93,3* 93,3* - 6,36 - - - - 6 8
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 - 6,70 - - - - 8 8
FAP 4/5 3/5 5/5 4/5 4/5 5/5 12/15 13/15 80* 86,7* - 7,28 - - - - 8 8
INTER 0/5 0/5 0/5 1/5 1/5 2/5 0/15 4/15 0 26,7 - 6,38 - - - - 8 10
FD 0/5 0/5 0/5 1/5 1/5 0/5 0/15 2/15 0 13,3 - 6,73 - - - - 8 10
12
CAG 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 - 6,93 - - - - 9 10
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
294
Tabela 4.8 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio II – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO II-IP (01 a 02/05/06): Sistema PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
Início: 30/05/06
Fim: 01/06/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início CD CS início CD CS fim
Controle 1/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 2/15 0/15 13,3 0 7,11 7,70 7,68 160,0 185,1 182,9 48
AD 5/5 5/5 4/5 5/5 5/5 5/5 14/15 15/15 93,3* 100* 6,78 6,90 6,72 28,1 31,2 30,7 6
AE 0/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,7 0 6,96 - - 41,3 - - 8
PRÉ 0/5 0/5 5/5 5/5 0/5 0/5 5/15 5/15 33,3 33,3* 6,94 6,72 6,74 41,2 46,2 44,4 8
CAP 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,03 - - 42,1 - - 8
FAP 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,7 0 6,72 - - 37,7 54,7 40,5 8
1
FD 3/5 0/5 2/5 0/5 0/5 0/5 5/15 0/15 33,3 0 6,84 6,73 - 35,3 39,5 40,1 6
AD 5/5 4/5 4/5 4/5 4/5 3/5 13/15 11/15 86,7* 73,3* 6,73 6,75 6,75 26,1 31,3 31,0 6
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,97 - - 43,5 - - 8
PRÉ 0/5 0/5 5/5 5/5 0/5 0/5 5/15 5/15 33,3 33,3* 6,95 6,95 6,84 42,4 47,4 49,6 8
CAP 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,7 0 6,97 - - 42,4 - - 8
FAP 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,19 - - 47,6 53,0 52,5 8
6
(ant.)
FD 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,7 0 6,84 6,94 - 48,1 53,4 - 8
FAP 1/5 5/5 2/5 0/5 0/5 0/5 8/15 0/15 53,3* 0 6,87 6,70 - 51,1 54,4 52,0 10
7
(dep)
FD 0/5 0/5 5/5 0/5 0/5 0/5 5/15 0/15 33,3 0 7,25 6,77 - 49,9 55,6 50,6 8
AD 2/5 4/5 4/5 4/5 4/5 5/5 10/15 13/15 66,7* 86,7* 6,75 6,78 6,70 24,7 31,4 31,0 6
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,99 - - 43,0 - - 8
PRÉ 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,01 7,02 6,97 42,1 47,9 49,8 8
CAP 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,08 - - 43,7 - - 8
FAP 1/5 3/5 2/5 0/5 0/5 0/5 6/15 0/15 40 0 6,61 6,80 - 48,6 43,6 55,0 8
10
FD 1/5 2/5 1/5 0/5 0/5 0/5 4/15 0/15 26,7 0 7,07 7,05 - 47,6 56,5 54,7 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
295
Tabela 4.9 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio III – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO III-IP (03/05/06): Sistema PRÉ J MR J FAP J FD
Início: 31/05/06
Fim: 02/06/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início CD CS início CD CS fim
Controle 0/5 1/5 2/5 0/5 1/5 1/5 3/15 2/15 20 13,33 7,11 7,64 7,70 160,0 180,7 179,5 48
AD 0/5 1/5 1/5 0/5 1/5 0/5 2/15 1/15 13,33 6,67 6,49 6,87 6,74 23,4 32,1 30,1 6
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,94 6,93 6,96 43,8 52,5 51,2 8
PRÉ 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,91 6,86 6,81 43,1 48,5 49,2 8
FAP 0/5 2/5 0/5 4/5 0/5 0/5 2/15 4/15 13,33 26,67 6,84 7,03 6,90 49,2 54,9 51,6 8
1
FD 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,12 7,10 7,05 51,3 56,0 55,5 10
AD 0/5 2/5 2/5 1/5 0/5 0/5 4/15 1/15 26,67 6,67 6,58 6,79 6,80 25,8 32,8 31,5 6
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,98 6,94 6,89 45,7 52,4 51,5 10
PRÉ 0/5 1/5 1/5 0/5 0/5 0/5 2/15 0/15 13,33 0 6,95 6,81 6,89 43,9 48,7 47,4 8
FAP 0/5 0/5 2/5 0/5 0/5 0/5 2/15 0/15 13,33 0 6,78 6,96 7,01 50,9 56,3 52,7 10
6
(ant.)
FD 0/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,67 0 7,04 7,07 6,98 51,5 56,4 55,8 10
FAP 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,06 7,05 6,87 50,7 57,0 55,6 10
7
(dep)
FD 2/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 3/15 0/15 20 0 7,05 7,00 6,90 52,3 55,3 55,4 8
AD 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,62 6,76 6,80 23,6 - 30,1 6
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,04 6,94 6,86 44,0 51,7 51,6 8
PRÉ 0/5 0/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/15 1/15 0 6,67 7,00 6,95 6,86 44,9 49,2 47,9 8
FAP 1/5 3/5 2/5 0/5 0/5 0/5 6/15 0/15 40 0 6,81 6,93 6,92 48,8 55,6 54,4 10
10
FD 1/5 2/5 3/5 0/5 0/5 1/5 6/15 1/15 40 6,67 6,90 6,96 6,88 51,5 55,8 55,9 10
296
Tabela 4.10 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio IV – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO IV-IP (05/05/06): Sistema MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
Início: 03/06/06
Fim: 05/06/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind. imóveis /
total ind. expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início CD CS início CD CS fim
Controle 0/5 1/5 2/5 4/5 1/5 2/5 3/15 7/15 20 46,7 7,41 7,76 7,78 160,0 179,4 181,0 46
AD 4/5 1/5 2/5 1/5 1/5 0/5 7/15 2/15 46,7 13,3 6,42 6,88 6,78 22,7 26,8 26,7 6
AE 1/5 1/5 2/5 1/5 1/5 2/5 4/15 4/15 26,7 26,7 6,85 6,95 6,91 32,8 35,9 31,5 10
FAP 4/5 4/5 5/5 5/5 5/5 0/5 13/15 10/15 86,7* 66,7 6,54 6,83 6,41 29,2 27,5 30,0 6
FD 2/5 3/5 5/5 1/5 0/5 2/5 10/15 3/15 66,7* 20 6,73 6,65 6,72 41,2 39,9 42,7 10
PÓS 3/5 3/5 4/5 1/5 3/5 2/5 10/15 6/15 66,7* 40 7,07 6,91 6,89 51,3 50,5 51,4 10
1
FCAG 5/5 4/5 4/5 5/5 3/5 5/5 13/15 13/15 86,7* 86,7* 7,31 7,20 6,48 36,1 35,1 37,7 10
AD 1/5 2/5 1/5 1/5 1/5 1/5 4/15 3/15 26,7 20 6,45 6,77 6,77 21,3 26,4 28,4 8
AE 0/5 5/5 2/5 3/5 0/5 1/5 7/15 4/15 46,7 26,7 6,98 6,95 6,96 34,5 39,3 35,0 8
FAP 4/5 3/5 5/5 1/5 1/5 1/5 12/15 3/15 80* 20 6,65 4,22 6,75 41,4 65,2 41,1 8
FD 5/5 5/5 5/5 5/5 4/5 5/5 15/15 14/15 100* 93,3* 6,70 6,86 5,25 41,2 40,8 39,6 10
PÓS 1/5 2/5 1/5 2/5 2/5 1/5 4/15 5/15 26,7 33,3 6,94 6,96 6,92 55,8 52,8 54,6 10
6
(ant.)
FCAG 3/5 4/5 4/5 4/5 5/5 5/5 11/15 14/15 73,3* 93,3* 8,71 7,13 7,19 40,3 37,7 40,6 8
FAP 4/5 3/5 5/5 2/5 3/5 4/5 12/15 9/15 80* 60 6,61 6,78 6,78 42,5 36,6 41,8 8
FD 2/5 4/5 4/5 3/5 4/5 3/5 10/15 10/15 66,7* 66,7 6,77 6,82 6,81 41,4 40,7 46,0 10
PÓS 4/5 3/5 2/5 0/5 1/5 0/5 9/15 1/15 60* 6,7 6,95 6,97 6,92 60,7 57,2 55,7 16
7
(dep)
FCAG 4/5 3/5 5/5 5/5 4/5 5/5 12/15 14/15 80* 93,3* 8,35 7,12 7,02 40,9 40,4 36,1 -
AD 3/5 1/5 1/5 2/5 1/5 1/5 5/15 4/15 33,3 26,7 6,53 6,74 6,76 21,3 27,0 26,0 6
AE 1/5 1/5 3/5 1/5 2/5 2/5 5/15 5/15 33,3 33,3 6,90 6,96 6,97 34,4 37,5 35,6 8
FAP 4/5 2/5 4/5 3/5 4/5 1/5 10/15 8/15 66,7* 53,3 6,98 6,81 6,76 42,1 42,8 40,7 8
FD 4/5 4/5 5/5 3/5 5/5 5/5 13/15 13/15 86,7* 86,7* 6,75 - 6,83 44,2 39,1 40,9 10
PÓS 4/5 4/5 4/5 2/5 0/5 0/5 12/15 2/15 80* 13,3 6,85 6,95 6,86 60,7 60,7 59,5 14
10
FCAG 5/5 5/5 5/5 4/5 4/5 5/5 15/15 13/15 100* 86,7* 8,29 6,96 7,10 41,3 43,4 39,8 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
297
Tabela 4.11– Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio V – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO V-IP (17/07/06): Sistema MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
Início: 25/07/06
Fim: 27/07/06
Réplicas (ind. imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
//L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início fim início fim início fim
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,38 7,76 160,0 196,7 44 -
AD 4/5 1/5 3/5 1/5 1/5 1/5 8/15 3/15 53,3* 20 6,94 7,39 14,82 40,5 5 -
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,08 7,08 20,8 38,2 6 8
FAP 4/5 4/5 4/5 4/5 2/5 5/5 12/15 11/15 80* 73,3* 6,86 6,87 24,8 44,2 5 8
FD 3/5 3/5 3/5 1/5 1/5 0/5 9/15 2/15 60* 13,3 6,84 6,88 26,2 43,1 6 8
PÓS 1/5 1/5 1/5 - 0/5 0/5 3/15 0/10 20 0 7,18 7,00 27,2 53,7 8 8
1
FCAG 2/5 1/5 1/5 1/5 1/5 1/5 4/15 3/15 26,7* 20 8,45 7,88 53,2 86,3 14 16
AD 1/5 2/5 3/5 1/5 0/5 0/5 6/15 1/15 40* 6,7 6,95 7,38 14,75 40,0 6 12
AE 0/5 0/5 2/5 1/5 1/5 0/5 2/15 2/15 13,3 13,3 7,10 7,04 20,1 38,7 7 8
FAP 1/5 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 2/15 0/15 13,3 0 6,76 6,80 28,0 48,1 7 8
FD 0/5 4/5 1/5 0/5 0/5 0/5 5/15 0/15 33,3* 0 6,83 6,85 27,8 46,4 6 8
PÓS 2/5 2/5 1/5 - 0/5 0/5 5/15 0/10 33,3* 0 7,03 6,88 29,4 62,7 7 10
6
(ant.)
FCAG 3/5 1/5 1/5 3/5 2/5 2/5 5/15 7/15 33,3* 46,7* 8,30 7,48 33,5 49,3 7 10
FAP 1/5 2/5 2/5 0/5 0/5 0/5 5/15 0/15 33,3* 0 6,75 6,84 28,5 47,7 7 8
FD 0/5 0/5 1/5 1/5 0/5 0/5 1/15 1/15 6,7 6,7 6,78 6,86 27,5 46,5 6 8
PÓS 3/5 5/5 5/5 4/5 5/5 - 13/15 9/10 86,7* 90* 8,30 7,45 32,0 48,4 7 12
7
(dep)
FCAG 2/5 2/5 1/5 0/5 0/5 1/5 5/15 1/15 33,3* 6,7 6,96 6,92 28,9 58,4 6 10
AD 4/5 2/5 2/5 1/5 1/5 2/5 8/15 4/15 53,3* 26,7* 6,90 7,35 14,77 40,6 5 -
AE 1/5 0/5 0/5 1/5 1/5 0/5 1/15 2/15 6,7 13,3 7,12 7,03 21,5 38,4 5 10
FAP 4/5 5/5 5/5 3/5 3/5 5/5 14/15 11/15 93,3* 73,3* 6,64 6,83 26,7 44,7 5 8
FD 3/5 3/5 1/5 1/5 0/5 0/5 7/15 1/15 46,7* 6,7 6,77 6,87 26,2 44,5 5 8
PÓS 0/5 1/5 1/5 1/5 - 0/5 2/15 1/10 13,3 10 7,13 6,84 36,0 60,9 6 10
10
FCAG 5/5 4/5 3/5 3/5 2/5 3/5 12/15 8/15 80* 53,3* 7,93 7,36 26,8 48,4 6 10
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
298
Tabela 4.12 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VI – IP (Instalação Piloto) e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO VI-IP (19-20/07/06): Sistema MR J FAP J INTER J FD J FCAG
Início: 26/07/06
Fim: 28/07/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind. imóveis /
total ind. expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início fim início fim início fim
Controle 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 7,38 7,82 160,0 186,5 44 -
AD 1/5 2/5 1/5 0/5 0/5 1/5 4/15 1/15 26,7* 6,67 6,82 7,29 14,59 36,5 5 12
AE 2/5 5/5 2/5 0/5 0/5 0/5 9/15 0/15 60* 0 6,90 6,88 15,25 28,8 6 -
FAP 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,75 6,72 19,42 31,1 5 6
INTER 5/5 5/5 5/5 5/5 4/5 4/5 15/15 13/15 100* 86,7* 6,90 6,87 23,2 42,6 6 -
FD 5/5 5/5 3/5 2/5 2/5 3/5 13/15 7/15 86,7* 46,7* 6,98 6,90 25,5 41,5 7 -
1
CAG 2/5 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 3/15 0/15 20 0 7,88 7,43 39,6 68,6 9 14
AD 2/5 3/5 3/5 0/5 3/5 0/5 8/15 3/15 53,3* 20 6,84 7,21 14,83 33,0 4 -
AE 3/5 4/5 2/5 0/5 0/5 0/5 9/15 0/15 60* 0 6,88 6,85 15,14 27,8 5 -
FAP 5/5 5/5 3/5 5/5 5/5 5/5 13/15 15/15 86,7* 100* 6,83 6,74 20,6 32,8 4 8
INTER 5/5 4/5 4/5 3/5 3/5 3/5 13/15 9/15 86,7* 60* 6,90 6,98 24,7 39,9 4 8
FD 3/5 3/5 3/5 3/5 4/5 2/5 9/15 9/15 60* 60* 6,94 6,96 25,1 40,0 4 8
6
(ant.)
CAG 2/5 2/5 0/5 0/5 0/5 2/5 4/15 2/15 26,7* 13,3
3
7,56 7,32 26,5 47,9 4 10
FAP 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,71 6,68 20,3 31,6 4 6
INTER 3/5 4/5 4/5 3/5 3/5 3/5 11/15 9/15 73,3* 60* 6,82 6,90 25,4 40,9 4 8
FD 3/5 3/5 5/5 3/5 2/5 4/5 11/15 9/15 73,3* 60* 6,95 6,89 24,4 40,2 4 8
7
(dep)
CAG 1/5 2/5 1/5 0/5 1/5 1/5 4/15 2/15 26,7* 13,3 7,60 7,30 25,7 45,4 4 10
AD 3/5 2/5 2/5 1/5 0/5 0/5 7/15 1/15 46,7* 6,7 6,96 7,30 14,74 33,0 4 10
AE 1/5 2/5 1/5 0/5 0/5 0/5 4/15 0/15 26,7* 0 6,80 6,90 14,83 27,4 4 -
FAP 3/5 5/5 3/5 0/5 3/5 5/5 11/15 8/15 73,3* 53,3* 7,00 6,72 19,49 31,8 4 6
INTER 4/5 5/5 5/5 5/5 4/5 5/5 14/15 14/15 93,3* 93,3* 6,8 6,92 24,0 40,2 4 8
FD 4/5 5/5 4/5 0/5 3/5 2/5 13/15 5/15 86,7* 33,3* 7,10 7,04 23,4 38,6 4 -
10
CAG 1/5 1/5 1/5 0/5 0/5 0/5 3/15 0/15 20 0 7,95 7,37 22,4 50,7 4 10
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
299
Tabela 4.13 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VII – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO VII-IP (21/07/06): Sistema CAP J MR J FAP J FD
Início: 31/07/06
Fim: 02/08/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
(µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início fim início fim início fim
Controle 0/5 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,67 0 7,63 7,68 160,0 191,1 42 -
AD 4/5 3/5 4/5 5/5 2/5 2/5 11/15 9/15 73,3* 60* 6,92 7,20 13,82 38,2 3 -
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,88 6,92 14,52 29,7 4 8
CAP 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 1/5 1/15 1/15 6,7 6,7 7,00 6,98 14,48 29,6 5 7
FAP 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,68 6,67 18,12 33,7 3 7
1
FD 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 4/5 15/15 14/15 100* 93,3* 6,74 6,76 17,88 32,8 4 8
AD 2/5 3/5 1/5 1/5 0/5 0/5 6/15 1/15 40 6,7 6,93 7,23 14,54 34,1 5 10
AE 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,82 6,92 14,64 29,1 5 8
CAP 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/5 0/15 0/15 0 0 6,98 6,86 14,72 30,4 5 7
FAP 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,55 6,71 18,66 32,8 6 7
3
FD 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,62 6,67 18,02 32,6 5 6
AD 5/5 4/5 5/5 5/5 4/5 5/5 14/15 14/15 93,3* 93,3* 6,85 7,23 14,04 34,3 5 -
AE 2/5 0/5 1/5 1/5 0/5 0/5 3/15 1/15 20 6,7 6,91 6,96 14,70 29,3 4 8
CAP 1/5 0/5 1/5 0/5 0/5 1/5 2/15 1/15 13,3 6,7 7,04 6,94 14,96 30,4 4 7
FAP 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 5/5 15/15 15/15 100* 100* 6,63 6,70 18,54 30,4 5 8
6
FD 5/5 5/5 5/5 4/5 5/5 5/5 15/15 14/15 100* 93,3* 6,68 6,63 17,80 32,8 4 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
300
Tabela 4.14 – Percentagem de imobilidade dos dafinídeos Ceriodaphnia dubia – CD e C. silvestrii – CS (Crustacea, Cladocera) expostos a AD, AE e efluentes
do Ensaio VIII – IP (Instalação Piloto), e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de toxicidade aguda (48 horas).
ENSAIO VII-IP (21-22/07/06): Sistema PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
Início: 23/07/06
Fim: 25/07/06
Réplicas
(ind. Imóveis / total ind. expostos)
C. dúbia CD C. silvestrii CS
Total ind.
imóveis/total ind.
expostos
% imobilidade pH Condutividade
µS/cm)
Dureza
(mg CaCO
3
/L)
Hora
(h)
Amostra
1 2 3 1 2 3 CD CS CD CS início fim início fim início fim
Controle 0/5 1/5 0/5 0/5 0/5 0/5 1/15 0/15 6,7 0 7,40 - 160,0 264 44 64
AD 5/5 4/5 5/5 4/5 2/5 2/5 14/15 8/15 93,3* 53,3* 6,92 7,03 13,80 - 5 -
AE 5/5 4/5 5/5 5/5 4/5 5/5 14/15 14/15 93,3* 93,3* 6,87 6,80 21,0 39,0 4 8
PRÉ 1/5 0/5 0/5 3/5 5/5 5/5 1/15 13/15 6,7 86,7* 6,97 6,90 22,7 39,6 4 8
CAP 0/5 1/5 0/5 5/5 4/5 4/5 1/15 13/15 6,7 86,7* 7,12 6,73 21,0 40,4 4 8
FAP 2/5 3/5 3/5 5/5 1/5 4/5 8/15 10/15 53,3* 66,7* 6,75 6,77 22,8 42,5 4 8
1
FD 4/5 4/5 5/5 5/5 5/5 5/5 13/15 15/15 86,7* 100* 6,67 6,80 23,3 43,7 3 10
AD 3/5 4/5 3/5 0/5 3/5 0/5 10/15 3/15 66,7* 20 6,80 7,09 13,75 - 4 -
AE 1/5 0/5 0/5 1/5 2/5 2/5 1/15 5/15 6,7 33,3* 6,96 6,93 23,4 41,4 4 8
PRÉ 1/5 0/5 2/5 2/5 4/5 5/5 3/15 11/15 20 73,3* 6,97 6,85 22,5 40,1 4 8
CAP 1/5 0/5 0/5 4/5 4/5 3/5 1/15 11/15 6,7 73,3* 6,95 6,92 22,1 38,5 4 8
FAP 3/5 0/5 3/5 4/5 2/5 3/5 6/15 9/15 40* 60* 6,67 6,84 23,9 43,1 4 -
3
FD 5/5 3/5 5/5 2/5 3/5 3/5 13/15 8/15 86,7* 53,3* 6,70 6,82 23,7 43,5 4 10
AD 3/5 5/5 5/5 1/5 1/5 3/5 13/15 5/15 86,7* 33,3* 6,87 7,10 14,04 - 3 -
AE 0/5 0/5 0/5 2/5 0/5 2/5 0/15 4/15 0 26,7* 6,97 6,85 22,9 41,6 4 8
PRÉ 1/5 0/5 1/5 4/5 4/5 3/5 2/15 11/15 13,3 73,3* 6,94 6,95 22,4 41,4 4 10
CAP 0/5 0/5 0/5 5/5 5/5 5/5 0/15 15/15 0 100* 7,00 - 21,4 39,6 4 10
FAP 3/5 4/5 5/5 3/5 3/5 3/5 12/15 9/15 80* 60* 6,70 6,88 24,7 43,1 4 8
6
FD 5/5 4/5 4/5 2/5 3/5 4/5 13/15 9/15 86,7* 60* 6,76 6,77 24,3 42,2 4 8
*amostras tóxicas: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
301
Tabela 4.15 – Percentagem de imobilidade do dafinídeo Ceriodaphnia silvestrii (Crustacea, Cladocera) exposto a algumas amostras de AD e efluentes, após
ajuste da dureza para 40 – 48 mg CaCO
3
/L, dos Ensaios V, VI, VII e VIII – IP e valores das características físicas e químicas monitoradas durante o teste de
toxicidade aguda (48 horas). Início: 05/08/06 Fim: 07/08/06
Réplicas (indivíduos
imóveis/total indivíduos)
pH Condutividade
µS/cm
Dureza mg
CaCO
3
/L
Ensaio Tratamento
1 2 3
Total indivíduos
imóveis
% imobilidade
i f i f i f
controle 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,31 7,84 160 181,4 44
FAP0h 0/5 0/5 1/5 1/15 6,67 7,76 7,71 184,3 169,8 42 V
CAG10h 4/5 1/5 3/5 8/15 53,33* 7,92 7,86 202 184,7 48
AD6h 0/5 1/5 1/5 2/15 13,33 7,95 7,83 188,6 175,1 48
FAP6h 1/5 0/5 2/5 3/15 20 7,79 7,73 169,8 157,0 42
INTER6h 0/5 0/5 2/5 2/15 13,33 7,83 7,53 179,1 167,5 42
VI
FD6h 1/5 2/5 1/5 4/15 26,67 7,81 7,61 170,2 162,5 42
AD6h 1/5 1/5 1/5 3/15 20 7,70 7,76 164,8 160,4 42
FAP6h 2/5 0/5 1/5 3/15 20 7,74 7,61 167,4 155,1 - 42
VII
FD6h 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,83 7,76 161,1 152,8 - 40
AD0h 2/5 1/5 0/5 3/15 20 7,81 7,56 157,0 154,4 42
FAP6h 0/5 1/5 1/5 2/15 13,33 7,82 7,76 180,5 166,4 42
VIII
FD6h 0/5 1/5 0/5 1/15 6,67 7,83 7,65 170,7 160,4 42
*amostra tóxica: diferença significativa em relação ao controle pelo teste de Fisher (p = 0,05)
302
A
NEXO A
Informações, dados e resultados dos ensaios em bancada e em
uma instalação piloto de estação de tratamento de água realizados
por K
URODA (2006) para avaliação de processos de tratamento na
remoção de células, microcistinas e subprodutos de Microcystis
spp.
303
Tabela A1 – Principais características físicas, químicas e microbiológicas das águas de estudo utilizadas
(retirado de Kuroda, 2006).
Águas de Estudo
Parâmetros
Série A
AE-A
Série B
AE-B
Série C AE-C
Série D
AE-D
Série E
AE-E
Série F AE-F
Série G
AE-G
Turbidez (uT) 5,18 4,43 2,86 2,35 2,37 4,32 11,5
Temperatura (°C) 24,00 22,00 24,00 24,00 24,00 24,00 25
pH 6,53 6,10 5,70 6,63 5,94 5,83 6,15
Alumínio Residual
(mg/L)
- - 0,33 - 0,026 0,026 0,12
Alcalinidade
(mg CaCO
3
/mL)
6,44 4,60 4,00 7,00 3,50 4,00 6,48
Condutividade (mS/cm) 20,50 21,80 31,00 33,80 27,00 28,60 46,50
Potencial Zeta (mV) -23,30 -21,50 -17,40 -17,40 -16,00 -16,30 -15,3
Cor Aparente (uH) 33,00 26,00 12,00 12,00 9,00 18,00 -
Cor Verdadeira (uH) < 1 <1 <1 - - - -
COT (mg/L) 3,748 2,098 2,396 3,421 3,255 3,473 2,370
Absorbância (254 nm) 0,020 0,011 0,035 0,040 0,039 0,046 0,024
Densidade Microcystis
spp. (cel/mL)
1,5 ×10
5
5,9 ×10
4
6,3 ×10
4
2,1 ×10
5
2,1 ×10
5
2,1 ×10
5
2,0 ×10
5
Partículas
(1 a 10 μm)/mL
2,08E+05 1,86E+05 - 6,40E+04 - - 1,3E+05
AE-i: refere-se à água de estudo da série i.
Tabela A3 – Ensaio para avaliar a influência da variação das características da água de diluição (pH baixo) (Ensaio 9
/ Série E) (retirado de Kuroda, 2006).
Parâmetros Jarro 1 Jarro 2 Jarro 3 Jarro 4 Jarro 6 Jarro 7
Dosagem de alumínio (mg/L) 0,14 0,14 0,14 0,14 0,14 0,14
Dosagem do produto comercial (mg/L) 4,25 4,25 2,39 1,46 1,13 2,32
pH coagulação 5,56 5,56 5,77 5,81 5,84 5,61
Potencial Zeta água coagulada (mV) -5,4 -3,1 0,4 5,3 -9,3 -7,0
Turbidez do efluente filtrado (uT) 0,57 0,33 0,33 0,31 0,39 0,45
COT do efluente filtrado (mg/L) 1,071 1,14 1,425 0,809 0,864 1,093
Absorb. (254 nm) do efluente filtrado 0,029 0,027 0,028 0,028 0,031 0,028
Densidade Microcystis spp. do efluente
filtrado (cel/mL) 4920,2 2975,3 1790,3 1816,1 1964,2 6684,8
Jarro i (i = 1 a 7, conforme especificações apresentadas): refere-se à aplicação do coagulante tipo i.
Tabela A2 – Resultados do ensaio realizado para reprodução das melhores condições de coagulação obtidas para cada
tipo de coagulante (Ensaio 8 / Série D) (retirado de Kuroda, 2006).
Parâmetros Jarro 1 Jarro 2 Jarro 3
Jarro 4
Jarro 5 Jarro 6
Jarro 7
Dosagem de alumínio (mg/L) 0,14 0,14 0,14
0,14
0,14 0,14
0,14
Dosagem do produto comercial (mg/L) 4,25 4,25 2,32
2,39
1,46 1,13
3,55
pH coagulação 6,29 6,36 6,38
6,42
6,34 6,43
6,48
Potencial Zeta água coagulada (mV) -2,10 -1,80 2,10
-1,30
2,50 -0,30
0,00
Turbidez do efluente filtrado (uT) 0,24 0,22 0,28
0,22
0,24 0,31
0,21
Cor aparente do efluente filtrado (uH) <1 <1 <1
<1
<1 <1
<1
COT do efluente filtrado (mg/L) 1,826 1,591 1,896
1,417
1,397 1,654
1,6
Absorv. (254 nm) do efluente filtrado 0,028 0,021 0,020
0,022
0,026 0,023
0,023
Densidade Microcystis spp. do efluente
filtrado (cel/mL)
191 95 218
75
1159 460
20
Nº Partículas (entre 1 e 10 μm)/mL do
efluente filtrado 3,8E+03 1,2E+03 1,2E+03
4,5E+02
2,5E+03 3,7E+03
1,5E+03
Jarro i (i = 1 a 7, conforme especificações apresentadas no Item 4.4.2): refere-se à aplicação do coagulante tipo i.
304
Tabela A4 – Ensaio para avaliar a influência da variação das características da água de diluição (turbidez elevada)
(Ensaio 10 / Série F) (retirado de Kuroda, 2006).
Parâmetros Jarro 1 Jarro 2 Jarro 3 Jarro 4 Jarro 6 Jarro 7
Dosagem de alumínio (mg/L) 0,14 0,14 0,14 0,14 0,14 0,14
Dosagem do produto comercial (mg/L) 4,25 4,25 2,39 1,46 1,13 2,32
pH coagulação 6,51 6,26 6,03 5,97 5,88 6,12
Potencial Zeta água coagulada (mV) -4,00 -4,00 1,60 2,00 -0,90 -5,40
Turbidez do efluente filtrado (uT) 0,40 0,46 0,64 0,64 0,54 0,46
COT do efluente filtrado (mg/L) 1,573 1,759 0,91 1,582 1,73 1,78
Absorb. (254 nm) do efluente filtrado 0,037 0,038 0,036 0,036 0,037 0,037
Densidade Microcystis spp. do efluente
filtrado (cel/mL) 6762,1 8629,7 15275,8 9595,7 3460,5 8166,0
Jarro i (i = 1 a 7, conforme especificações apresentadas): refere-se à aplicação do coagulante tipo i.
Tabela A5 – Principais parâmetros de controle para operação e monitoramento do desempenho dos
processos estudados para remoção de células e toxinas de Microcystis spp. nos ensaios em instalação
piloto - IP (retirado de KURODA, 2006).
Parâmetros Equipamento / método
Pontos de
amostragem
Freqüência
Vazão (L/h)
Volumétrico, rotâmetro e
eletromagnético
AD, AE, AC, (*) 1h
Concentração residual de cloro
(mg/L)
espectrofotométrico
Eflu. PRÉ, INTER e
PÓS
1h
Temperatura (°C) termômetro de Hg AE 3h
pH Potenciômetro Orion / 420A AD, AE, AC, (*) 1h
Potencial Zeta
Medida de mobilidade eletroforética:
Zetamaster particle eletrophoresis
analyser / Malvern Instruments Ltd.
AD, AE, AC, (*) 1h
Carbono orgânico total – COT
(mg/L)
TOC 5000 A; Combustão; Radiação
infra-vermelho: Total organic carbon
analyser Shimadzu / TOC 5000 A
AE, (*) 3h
Absorbância λ=254 nm
Espectrofotométrico UV AE, (*) 3h
Cor aparente e verdadeira (uH) espectrofotométrico AE 6h
Oxigênio dissolvido – OD (mg/L) Winkler, sonda Horiba U-10 AD, AE, (*) 3h
Condutividade elétrica (µS/cm) sonda Horiba U-10 AD, AE, (*) 3h
Alcalinidade (mgCaCO
3
/L) Titulação potenciométrica AE 6/d
Alumínio residual (mg Al/L) espectrofotômetro AD, AE, (*) 3h
Perda de carga (mm) piezômetro FA, FD 1h
Turbidez (uT)
Turbidímetro
1720C, 1720D e 2100P
AD, AE, AC, (*)
3h,
contínuo
Partículas (1-20 μm)/ mL
3000A Liquid Syringe Sample;
MicroCount 05 Sensor; 8000A
Counter
AD, AE, (*) 3h
Subprodutos da oxidação - SPOs
(μg/L)
CG- DCE AD, AE, (*) 3h
Microcistinas - MCs (μg/L)
Imunensaio ELISA,
HPLC-PDA
AE, (*) 3h
Densidade Microcystis spp. (cel/mL) Microscópio invertido / Uthermol AE, (*) 3h
AD: água de diluição; AE: água de estudo, AC: água coagulada, (*) E:fluentes: FAP: filtro ascendente de pedregulho;
PRÉ: pré-cloração, CAP: adsorção em carvão ativado em pó, FAP: filtro ascendente de pedregulho, INTER:
intercloração; FD: filtro descendente; FCAG: filtro com carvão ativado granular; PÓS: pós-cloração
305
retorno do
extravasor
2
b
3a
dreno
bomba para
alimentação
bomba
reserva
2a
Rese rvatóri o
para recirculação
Rese rvatóri o
para alimentação
medidor
de nível
retorno da
alimentação
2c
Piezômetros
do FAP
Piezômetros
do FD
3b
CM-AE - Câmara de
Mistura de AE
CMR - Câmara de
Mistura Rápida
FAP Colunas de
Interoxidação
7
b
T4
T1
FD
FCAG
Tanques dosadores de
produtos quí mi cos
Turbidímetros de
escoamento contínuo
Compressor
de ar
T7
12
11
T6
8
T5
T2
Legenda de proce ssos:
1.
Transferência de água filtrada na ETA
2.
Alimentação da CNC
3.
Regularização da vazâo e distribuição
4.
Preparo da água de estudo
5.
Pré-oxidação
6.
Adsorção com CAP
7.
Coagulação química e distribuição
8.
Pré-filtração com FAP
9.
Inter-oxidação
10.
Filtração com FD
11.
Adsorção com FCAGs
12.
Pós-oxidação
4
T1:
água de estudo
T2:
água após pré-oxidação
T3:
água após adsorção com CAP
T5:
água pré-filtrada
T2:
água após inter e pós-oxidação
T4:
água após coagulação
T6:
água filtrada
T7:
água após adsorção com CAG
Legenda de turbidímetros:
acidificante
alcalinizante
coagulante
oxidante
CAP
suspensão algal
Legenda de produtos químicos:
CNC - Câmara
de Nível Constante
extravasor
medidor de nível
agitador
7a
agitador
7
c
FLA
medidor
de vazão
b
omba de água
para lavagem
Reservatório de
água para lavagem
vem da rede
de distribuição
vai para lavagem
10
Caixas individuais
de saída de água
filtrada da ETA
1a
1a
F3
F2
F1
3
a
2
d
1b
1a
b
omba para
transferência
transferência
Suspensão algal
sistema p ara
estabilização
da temperatura
CPO - Coluna
de Pré-Oxidação
CA - Colunas
de Adsorção
5
b
5
a
Reservatóri o para
pós-tratamento
de efl ue nte s
rotâmetro
T2
6
c
6
a
6
b
6
d
T3
9
a
9
b
9
c
9
d
T4T3T2T1 T5 T6 T7
Sensores biológicos
vai para sistema de
drenagem da ETA
Coluna de
Pós-Oxidação
Figura A1 – Esquema geral da instalação piloto – IP, contendo as adaptações realizadas (retirado de KURODA, 2006)
306
ENS 1ENS 0 EN S 2 EN S 3 EN S 6 ENS 7 ENS 8EN S 4 ( * ) EN S 5
FASE 2 / AE-2: água filtrada da ETASC2
+
Cultura e liofilizado de
Microcystis
spp.
cultivada em macrocosmos
FASE 3 / AE-3: água
filtrada da ETASC2
+
Microalgas e
cianobactérias coletadas
em mananciais
LEGENDA:
CO:
Câmara de oxidação
CA:
Câmara de adsorção
CMR:
Câmara de mistura rápida
FD:
Filtro descendente
FLA:
Filtro de laboratório de areia
FAP:
Filtro ascendente de pedregulho
FC AG:
Filtro de carvão ativado granular
(*):
Ensaio com problemas operacionais
Figura A2 – Sistemas de tratamento utilizados nos ensaios para avaliação da remoção de células e
subprodutos de Microcystis spp., cujos efluentes foram testados por meio de testes de toxicidade aguda
com dafinídeos e de biomonitoramento com peixes. (retirado de KURODA, 2006)
Tabela A6 – Caracterização das águas de estudo empregadas nos Ensaios de I a VIII (retirado de
KURODA, 2006)
FASES ¨ FASE 2 FASE 3
ÁGUAS ¨ Água de estudo tipo 2 AE-2
Água de estudo
tipo 3 AE-3
PARÂMETROS ENSAIOS ¨ 1 2 3 4 5 6 7 e 8
pH 6,71 6,64 7,23 6,63 6,41 7,55 7,67
Cor aparente (uH) 24 24 25 23 31 23 23
Cor verdadeira (uH) - 2,0 1,0 1,0 6,0 1,0 6,0
Turbidez (uT) 3,01 2,36 2,62 2,97 2,15 4,35 3,91
Alcalinidade total (mg CaCO
3
/L) 4,0 6,0 7,0 7,0 7,0 7,0 7,0
Dureza total (mg CaCO
3
/L) 8,0 20 20 22,0 16 13,0 15,0
Condutividade elétrica (μS/cm)
44,5 46,9 54,8 38,2 36,4 24,5 39,4
Carbono orgânico total (mg C/L) 1,227 2,767 3,949 3,336 2,988 1,739 2,899
Absorbância 254 nm (UA) 0,023 0,052 0,037 0,037 0,017 0,011 0,024
N amoniacal (μg/L)
50 120 150 150 80 10 60
N nitrato (μg/L)
633 777 820 437 747 206 789
N nitrito (μg/L)
39 ND ND 188 125 2 ND
Cloro livre (mg/L) ND ND ND ND ND ND ND
Cloretos (mg/L) - - 3,0 1,4 1,2 0,8 ND
Sulfatos (mg/L) - 5,0 7,0 5,0 1,0 ND ND
Acidez - 3,0 3,0 5,0 10,0 3,0 3,0
Fosfato total (μg/L)
- - - -
390 50 70
(*): amostra coletada no final do ensaio e caracterização realizada no dia seguinte; ND: não detectado
307
Tabela A7 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 1 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE AC FAP INTER FD FCAG
1 22,00 6,62 -1,20 6,85 -34,80 6,40 -6,40 6,39 - 6,31 0,10 6,26 - -
3 20,50 6,46 - 6,58 -32,50 6,42 -3,90 - - 6,47 0,24 6,47 - 9,31 -
6 (ant.) 22,00 6,82 - 6,93 - 6,29 1,50 6,34 - 6,39 0,20 6,34 - 8,96 -
7 (dep.) 23,00 6,43 -1,50 - 6,42 1,70 - - 6,42 0,78 6,43 - 9,03 -
9 24,00 6,26 - 7,29 - 6,34 3,10 6,16 - 6,20 0,46 6,31 - 8,76 -
12 24,50 6,29 - 6,47 -35,10 6,56 -3,20 6,23 - 6,21 0,32 6,45 - 8,78 -
MÍNIMO 20,5 6,3 -1,5 6,5 -35,1 6,3 -6,4 6,2 - 6,2 0,1 6,3 - 8,8 -
MÁXIMO 24,5 6,8 -1,2 7,3 -32,5 6,6 3,1 6,4 - 6,5 0,8 6,5 - 9,3 -
Tabela A8 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 1 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG
1 - 2,419 1,165 1,356 1,106 1,231 - 0,030 0,017 0,023 0,02 0,011 7,3(8,0) 7,3(7,8) 7,8(8,2) 7,6(8,3) 7,6(8,4) 6,7(6,7)
3 - 1,651 1,085 1,993 1,357 0,968 - 0,032 0,017 0,046 0,02 0,007 7,5 7,7 7,7 7,8 7,7 7,2
6 (ant.) - 1,541 1,046 1,083 1,097 0,436 - 0,032 0,018 0,021 0,019 0,007 7,3(7,8) 7,4(7,7) 7,5(8,0) 7,7(8,0) 7,3(8,3) 7,4(7,5)
7 (dep.) - 1,311 1,012 1,002 0,985 0,402 - 0,027 0,016 0,02 0,021 0,006 7,4 7,0 7,7 7,4 7,3 6,7
9 - 1,627 2,386 1,187 1,164 0,543 - 0,026 0,015 0,02 0,02 0,006 7,4 7,3 7,2 7,2 7,4 6,6
12 - 1,391 1,691 1,052 0,973 0,381 - 0,028 0,015 0,02 0,019 0,006 7,0(7,7) 7,0(7,7) 7,0(7,5) 7,3(7,8) 7,1(7,5) 6,6(6,9)
MÍNIMO - 1,311 1,012 1,002 0,973 0,381 - 0,026 0,015 0,02 0,019 0,006 7,4 7,0 7,2 7,2 7,3 6,6
MÁXIMO - 2,419 2,386 1,993 1,357 1,231 - 0,032 0,018 0,046 0,021 0,011 7,5 7,7 7,7 7,8 7,7 7,2
Condutividade elétrica (µS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG
1 20,5 25,1 29,6 28,5 24,4 23,4 7 9 9 8 8 9 - 3,74 0,23 0,36 0,19 0,34
3 20,3 24,7 29,8 30,4 30,7 32,4 - - - - - - - 4,2 0,2 1,8 0,2 0,2
6 (ant.) 20,2 25,6 30,5 31,3 30,6 32,7 6 7 7 8 9 10 - 3,11 0,23 0,28 0,30 0,25
7 (dep.) 20 24,7 29,4 32,1 30,4 33,7 6 8 8 10 8 9 - 2,5 0,2 0,3 0,2 0,3
9 19,8 24,8 30,2 31,5 31,6 34,1 - - - - - - - 2,4 0,2 0,3 0,2 0,3
12 19,7 25,2 29,7 32,2 32,2 31,9 6 8 8 8 8 9 - 2,49 0,19 0,29 0,22 0,19
MÍNIMO 19,7 24,7 29,4 28,5 24,4 23,4 6 7 7 8 8 9 - 2,4 0,2 0,3 0,2 0,2
MÁXIMO 20,5 25,6 30,5 32,2 32,2 34,1 7 9 9 10 9 10 - 4,2 0,2 1,8 0,3 0,3
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: FAP: filtro ascendente de pedregulho, INTER: intercloração, FD: filtração descendente, FCAG: filtro com carvão ativado granular; (*):
leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
308
Tabela A9 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para os
controles operacional e qualitativo do Ensaio I-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO I-IP: Sistema MR J FAP J INTER J FD J FCAG
TC-MR = 50 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TC-INTER = 44 min
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
TCv FCAG = 12 min
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 6 a 7 mg/L; DHS: 1 a 1,5 mg/L; pH da AC: 6,3 a 6,6;
potencial zeta da AC: -6,4 a +3,2 mV; cloro residual do efluente da intercloração (mantido próximo de 0,5 mg/L):
0,1 a 0,78 mg/L, temperatura: 20,5 a 24,5 °C; DFI realizada na 6ª h, duração do ensaio: 12 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE FAP INTER FD FCAG
pH 6,3 a 6,8 6,5 a 7,3 6,2 a 6,4 6,2 a 6,5 6,3 a 6,5 8,8 a 9,3
Potencial Zeta (mV) -1,2 a -1,5 -32,5 a
-35,1
- - - -
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
-
1,3 a 2,4 1,01 a 2,4 1,0 a 2,0 1,0 a 1,4 0,4 a 3,2
Absorbância λ=254 nm
-
0,026 a
0,032
0,015 a
0,018
0,02 a
0,046
0,019 a
0,021
0,006 a
0,011
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,4 a 7,5 7,0 a 7,7 7,2 a 7,7 7,2 a 7,8 7,7 a 7,7 6,6 a 7,2
Condutividade elétrica
(µS/cm)
19,7 a 20,5 24,7 a 25,6 29,4 a 30,5 28,5 a 32,2 24,4 a 32,2 23,4 a 34,1
Dureza (mgCaCO
3
/L) 6 a 7 7 a 9 7 a 9 8 a 10 8 a 9 9 a 10
Turbidez
(*)
(uT) - 2,4 a 4,2 0,19 a 0,23 0,25 a 0,36 0,18 a 0,3 0,19 a 0,34
Turbidez
(**)
(uT) - 2,1 a 2,9 0,02 a 0,1 0,01 a 0,5 0,01 a 0,05 0,03 a 0,07
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura rápida; FAP: filtro
ascendente de pedregulho; INTER: intercloração; FD: filtro descendente; FCAG: filtro com carvão ativado granular; DSA: dosagem
de sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água coagulada; AD: água de diluição;
AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH; (**): leitura em
turbidímetro de escoamento contínuo
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de Microcystis spp.
Ensaio I (cel/mL) aaaa
AE
4,1E+04 3,1E+04 3,8E+04 2,1E+04 3,6E+04 2,3E+04
eflu. FAP
1,5E+01 5,0E+00 9,0E+00 4,0E+00 1,7E+00 6,0E+00
eflu. Interoxidação
2,5E+02 5,0E+00 9,0E+00 8,0E+00 4,0E+00 2,0E+00
eflu. FD
1,7E+01 1,5E+01 3,0E+00 1,9E+01 2,0E+00 1,7E+00
eflu. CAG
5,0E+00 2,0E+00 5,0E+00 1,7E+00 1,0E+01 1,7E+00
1367912
Figura A3 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio I-IP (retirado de
KURODA, 2006)
309
0
5
10
15
20
25
Equivalentes MCYSTs extracelulare
s
Ensaio I ( g/L) aaaa
AE
6,0 16,2 11,8 18,3 16,9 10,1
eflu. FAP
3,5 11,4 16,4 23,9 15,6 12,1
eflu. Interoxidação
2,6 6,4 10,6 2,7 4,5 3,1
eflu. FD
3,2 3,8 6,9 3,0 3,5 3,0
eflu. CAG
0,9 0,1 0,2 0,2 0,3 0,2
1367912
Hora (h)
Figura A4 – Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio I-IP
(retirado de KURODA, 2006)
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 1-IP (
μ
g/L) aaaa
AE
11,7 0,0 0,0 0,0 0,0 27,2
eflu. INTER
19,1 0,0 0,0 0,0 0,0 8,0
eflu. FD
24,9 0,8 0,0 0,0 0,0 18,0
eflu. CAG
12,8 0,0 0,0 0,0 0,0 0,8
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A5 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio I-IP (retirado
de KURODA, 2006)
310
Tabela A10 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 2 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP AC FAP FD
1 22,5 6,99 -2,50 7,02 -28,80 6,78 0,20 6,87 - 6,92 -26,60 6,74 -2,00 6,68 -1,80
3 - 6,88 - - -34,60 6,98 0,15 7,48 - 6,97 -24,00 6,88 -1,20 - -2,00
6 (ant.) - 6,86 -3,00 7,24 -26,10 7,09 0,06 7,09 - 6,96 -25,20 6,86 -2,50 6,88 -2,10
7 (dep.) 21,0 7,06 - - -31,30 7,01 0,05 6,99 - 6,96 -21,40 6,86 - - -
10 - 7,00 -4,10 7,01 -24,90 6,97 0,10 7,22 - 6,96 -21,70 7,09 -2,00 7,13 -2,00
MÍNIMO 21,0 6,9 -4,1 7,0 -34,6 6,8 0,05 6,9 - 6,9 -26,6 6,7 -2,5 6,7 -2,1
MÁXIMO 22,5 7,1 -2,5 7,2 -24,9 7,1 0,20 7,5 - 7,0 -21,4 7,1 -1,2 7,1 -1,8
Tabela A11 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 2 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD
1 - 2,726 3,073 4,303 0,849 - - 0,027 0,029 0,016 0,013 0,012 7,4 (8,1) 7,5(8,0) 7,7(7,3) 7,8(7,0) 7,6(7,9) 7,2(7,5)
3 - 1,9 2,551 1,748 0,627 0,774 - 0,026 0,015 0,026 0,007 0,008 7,4 7,5 7,7 7,7 7,7 7,7
6 (ant.) - 2,122 1,477 3,959 0,634 0,795 - 0,031 0,030 0,017 0,007 0,012 7,4 (8,0) 7,4(8,0) 7,7(8,2) 7,6(7,5) 7,7(8,3) 7,3(8,2)
7 (dep.) - 1,446 2,098 3,504 0,701 0,682 - 0,028 0,031 0,015 0,009 0,005 7,3 7,5 7,7 7,8 7,8 7,8
10 - 4,482 3,987 - 2,393 2,268 - 0,033 0,033 0,021 0,008 0,008 7,5(8,0) 7,5(8,1) 7,8(8,0) 7,9(7,1) 8,0(8,4) 7,9(8,1)
MÍNIMO - 1,446 1,477 1,748 0,627 0,682 - 0,026 0,015 0,015 0,007 0,005 7,3 7,4 7,3 7,0 7,6 7,2
MÁXIMO - 4,482 3,987 4,303 2,393 2,268 - 0,033 0,033 0,026 0,013 0,012 8,1 8,1 8,0 7,9 8,4 8,2
Condutividade elétrica (µS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD
1 17,6 24,7 24,5 25,3 18,9 21,1 7,0 8,0 8,0 8 7 10 - 2,54 2,55 2,90 0,43 0,36
3 17,4 24,8 25 25,3 29,2 28,4 7,0 7,0 8,0 9 8 9 - 2,4 2,4 1,5 0,3 0,3
6 (ant.) 17,4 24,5 24,7 25,6 29 29,5 6,0 8,0 7,0 7 8 8 - 2,40 1,96 3,03 0,31 0,29
7 (dep.) 17,6 24,3 24,4 25,5 29,8 29,6 6,0 9,0 7,0 8 8 9 - 2,5 1,7 3,1 0,4 0,3
10 17,9 24,9 24,3 25,6 29,5 30,1 6,0 9,0 9,0 9 9 8 - 4,0 2,2 4,0 0,4 0,3
MÍNIMO 17,4 24,3 24,3 25,3 18,9 21,1 6 7 7 7 7 8 - 2,4 1,7 1,5 0,3 0,3
MÁXIMO 17,9 24,9 25 25,6 29,8 30,1 7 9 9 9 9 10 - 4,0 2,6 4,0 0,4 0,4
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: PRÉ: pré-cloração, CAP: carvão ativado em pó, FAP: filtro ascendente de pedregulho, FD: filtração descendente. (*): leitura em
turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
311
Tabela A12 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio II-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO II-IP: Sistema PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
TC-PRÉ = 35
min
TC-CAP = 20 min TC-MR = 60 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 7 mg/L; DHS: 1 a 1,5 mg/L; pH da AC: 6,9 a 7,0;
cloro residual do efluente da i pré-oxidação: 0,05 a 0,20 mg/L, DCAP: 20 mg/L; temperatura: 21 a 22,5 °C; DFI
realizada na 6ª h, duração do ensaio: 10 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE PRÉ CAP FAP FD
pH 6,9 a 7,1 7,0 a 7,2 6,8 a 7,1 6,9 a 7,5 6,7 a 7,1 6,7 a 7,1
Potencial Zeta (mV) -4,1 a -2,5
-34,6 a
-24,9 a
- - -2,5 a -1,2 -2,1 a -1,8
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 1,45 a 4,48 1,48 a 3,99 1,75 a 4,3 0,63 a 2,39 0,68 a 2,27
Absorbância λ=254 nm
-
0,026 a
0,033
0,015 a
0,033
0,015 a
0,026
0,007 a
0,013
0,005 a
0,012
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,3 a 8,1 7,4 a 8,1 7,3 a 8,0 7,0 a 7,9 7,6 a 8,4 7,2 a 8,2
Condutividade elétrica
(µS/cm)
17,4 a 17,9 24,3 a 24,9 24,3 a 25 25,3 a 25,6 18,9 a 29,8 21,1 a 30,1
Dureza (mgCaCO
3
/L) 6 a 7 7 a 9 7 a 9 7 a 9 7 a 9 8 a 10
Turbidez
(*)
(uT) - 2,4 a 4,0 1,7 a 2,6 1,5 a 4,0 0,3 a 0,4 0,3 a 0,4
Turbidez
(**)
(uT) 0,7 a 0,9 2,3 a 3,6 2,3 a 3,3 2,8 a 4,7 0,03 a 0,5 0,04 a 0,2
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; PRÉ: pré-cloração; FD: filtro descendente; CAP: carvão ativado em pó;
DSA: dosagem de sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água
coagulada; AD: água de diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (*): leitura em
turbidímetro de bancada 2100P HACH; (**): leitura em turbidímetro de escoamento contínuo
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de Microcy s t is spp.
Ensaio II (cel/mL) aaaa aaa
AE
4,7E+04 5,3E+04 4,9E+04 3,5E+04 4,6E+04
eflu. Pré-oxidação
2,3E+04 2,8E+04 2,6E+04 3,3E+04 4,3E+04
eflu. CAP
2,0E+04 2,1E+04 1,4E+04 1,8E+04 3,1E+04
eflu. FAP
3,6E+02 6,1E+01 4,1E+01 6,5E+01 1,7E+02
eflu FD
3,0E+00 5,0E+01 1,9E+01 2,6E+01 2,5E+01
136710
Hora (h)
Figura A6 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio II-IP (retirado de
KURODA, 2006)
312
0
5
10
15
20
25
Equivalentes MCYSTs extracelulares
Ensaio II (
g/L) aaaa
AE
11,4 11,7 12,5 20,4 18,6
eflu. Pré-oxidação
2,5 3,3 4,9 6,8 10,5
eflu. CAP
0,5 0,4 0,4 0,6 1,9
eflu. FAP
0,3 0,3 0,6 0,3 1,0
eflu. FD
0,1 0,3 0,6 0,7 0,8
136710
Hora (h)
Figura A7 – Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio II-IP
(retirado de KURODA, 2006)
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 2-IP (
μ
g/L) aaaa
AE
16,0 10,0 1,1 3,5 0,0 24,8
eflu. PRÉ
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 66,4
eflu. CAP
19,1 0,0 0,0 3,3 0,0 7,7
eflu. FAP
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 20,5
eflu. FD
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 19,2
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A8 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio II-IP (retirado
de KURODA, 2006)
313
Tabela A13 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 3 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE PRÉ AC FAP FD
1 22,0 6,91 -2,50 6,87 -32,00 6,60 0,68 6,40 -10,30 6,58 -3,10 7,30 -2,20
3 - - - - - - 0,90 6,30 -6,70 - - -
6 (ant.) - - -3,20 6,57 -29,80 6,59 0,79 6,45 -9,90 6,48 -2,00 6,45 -2,10
7 (dep.) 20,0 6,34 -2,30 - - 0,68 6,39 -11,00 -2,00 -2,00
10 19,0 -2,20 6,4 -32,00 6,36 0,54 6,30 -14,20 6,19 -2,00 6,20 -2,10
MÍNIMO 19,0 6,3 -3,2 6,4 -32,0 6,4 0,54 6,3 -14,2 6,2 -3,1 6,2 -2,2
MÁXIMO 22,0 6,9 -2,2 6,9 -29,8 6,6 0,90 6,5 -6,7 6,6 -2,0 7,3 -2,0
Tabela A14 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 3 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE PRÉ FAP FD AD AE PRÉ FAP FD AD AE PRÉ FAP FD
1 - 3,031 2,857 2,26 1,918 - 0,025 0,024 0,018 0,032 7,7 (8,5) 7,6(8,4) 7,8(8,2) 7,8(8,3) 7,6(8,0)
3 - 2,156 2,617 2,151 2,071 - 0,028 0,025 0,018 0,017 7,7 7,6 7,8 7,8 7,6
6 (ant.) - 3,011 3,467 2,108 2,669 - 0,029 0,029 0,016 0,017 7,6(8,4) 7,5(8,5) 7,9(8,6) 7,9(8,6) 7,9(8,5)
7 (dep.) - 2,683 2,609 2,006 1,976 - 0,029 0,029 0,016 0,016 7,6 7,6 7,8 8,1 8,0
10 - 2,722 2,144 2,088 1,87 - 0,031 0,028 0,019 0,017 7,8(8,6) 7,9(8,4) 8,1(8,6) 8,4(8,9) 8,3(8,8)
MÍNIMO - 2,156 2,144 2,006 1,87 - 0,025 0,024 0,016 0,016 7,6 7,5 7,8 7,8 7,6
MÁXIMO - 3,031 3,467 2,26 2,669 - 0,031 0,029 0,019 0,032 8,6 8,5 8,6 8,6 8,8
Condutividade elétrica (µS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE PRÉ FAP FD AD AE PRÉ FAP FD AD AE PRÉ FAP FD
1 16,9 25,9 24,9 27,9 28,7 6,0 9,0 9,0 8 7 - 2,64 1,80 0,46 0,36
3 16,5 25,5 26,1 29,7 30,0 5,0 8,0 9,0 9 10 - 2,7 1,8 0,3 0,4
6 (ant.) 17,2 25,9 26,7 30,4 29,8 6,0 9,0 9,0 9 10 - 2,80 1,37 0,39 0,35
7 (dep.) 17,2 26,1 27,6 29,3 30,1 - - - - - - 2,8 1,8 0,3 0,3
10 16,8 26,8 26,9 30,4 29,6 6,0 9,0 9,0 10 10 - 2,3 1,7 1,2 0,4
MÍNIMO 16,5 25,5 24,9 27,9 28,7 5 8 9 8 7 - 2,3 1,4 0,3 0,3
MÁXIMO 17,2 26,8 27,6 30,4 30,1 6 9 9 10 10 - 2,8 1,8 1,2 0,4
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: PRÉ: pré-cloração, FAP: filtro ascendente de pedregulho, FD: filtração descendente. (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH;
OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
314
Tabela A15 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio III-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO III-IP: Sistema PRÉ J MR J FAP J FD
TC-PRÉ = 35 min TC-MR = 55 s TxF-FAP = 120 m
3
/m
2
.d TxF-FD = 180 m
3
/m
2
.d
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 5,5 mg/L; DHS: 1 a 1,25 mg/L; pH da AC: 6,3 a
6,5; potencial zeta da AC: -6,7 a -14,2 mV; DCL: 2,5 mg/L; cloro residual do efluente da pré-cloração: 0,54 a 0,9
mg/L, temperatura: 19 a 22 °C; DFI realizada na 6ª h, duração do ensaio: 10 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE PRÉ FAP FD
pH 6,3 a 6,9 6,4 a 6,9 6,4 a 6,6 6,2 a 6,6 6,2 a 7,3
Potencial Zeta (mV) -3,2 a -2,2 32,0 a -29,8 - -3,1 a -2,0 -2,2 a -2,0
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 2,2 a 3,0 2,1 a 3,5 2,0 a 2,3 1,9 a 2,7
Absorbância λ=254 nm
- 0,025 a 0,031 0,024 a 0,029 0,016 a 0,018 0,016 a 0,032
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,6 a 8,6 7,5 a 8,5 7,8 a 8,6 7,8 a 8,6 7,6 a 8,8
Condutividade elétrica
(µS/cm)
16,5 a 17,2 25,5 a 26,8 24,9 a 27,6 27,9 a 30,4 28,7 a 30,1
Dureza (mgCaCO
3
/L) 5 a 6 8 a 9 9 8 a 10 7 a 10
Turbidez
(*)
(uT) - 2,3 a 2,8 1,4 a 1,8 0,3 a 1,2 0,3 a 0,4
Turbidez
(**)
(uT) 0,5 a 0,7 2,2 a 3,0 0,03 a 0,4 2,2 a 2,8 0,04 a 0,1
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; PRÉ: pré-cloração; FD: filtro descendente; DSA: dosagem de sulfato
de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água coagulada; AD: água de
diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (**): leitura em turbidímetro de escoamento
contínuo; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH.
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de Microcy s t is spp.
Ensaio III (cel/mL) aaaa aaa
AE
3,4E+04 3,7E+04 4,0E+04 4,5E+04 3,9E+04
eflu. Pré-oxidação
2,7E+04 2,6E+04 3,1E+04 3,3E+04 2,2E+04
eflu. FAP
2,0E+02 4,7E+01 2,3E+01 7,8E+01 6,6E+02
eflu. FD
5,2E+01 4,1E+01 7,2E+01 1,9E+02 3,1E+01
136710
Hora (h)
Figura A9 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio III-IP (retirado de
KURODA, 2006)
315
0
5
10
15
20
25
Equivalentes MCYSTs extracelulare
s
Ensaio III ( g/L) aaaa
AE
10,0 8,8 13,8 17,5 14,2
eflu. Pré-oxidação
0,8 0,2 1,3 1,0 1,6
eflu. FAP
0,3 0,2 0,4 0,7 1,2
eflu FD
0,1 0,2 0,4 0,5 1,3
136710
Hora (h)
Figura A10 – Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio III-
IP (retirado de KURODA, 2006)
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO3-IP (
μ
g/L) aaa
a
AE
23,4 5,4 5,5 11,2 0,0 20,7
eflu. PRÉ
9,7 0,0 0,0 0,0 0,0 22,3
eflu. FAP
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 26,6
eflu. FD
43,3 7,4 1,3 4,8 0,1 45,1
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A11 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio III-IP (retirado
de KURODA, 2006)
316
Tabela A16 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 4 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE AC FAP FD PÓS FCAG
1 19,00 7,40 -3,20 6,80 -20,70 6,80 -5,20 7,06 -2,00 6,90 -2,00 6,70 1,63 - -
3 - - - - - 6,00 -4,10 - - - - - 1,09 - -
6 (ant.) 20,00 -2,60 7,27 -32,60 7,40 -5,40 -3,60 - -2,00 - 1,20 8,41 -2,00
7 (dep.) - - - - - 7,00 -13,00 - - - - - 2,09 - -
10 18,00 - - - - 7,00 - - - - - - 1,87 - -
MÍNIMO 18,0 7,4 -3,2 6,8 -32,6 6,0 -13,0 7,1 -3,6 6,9 -2,0 6,7 1,1 8,4 -2,0
MÁXIMO 20,0 7,4 -2,6 7,3 -20,7 7,4 -4,1 7,1 -2,0 6,9 -2,0 6,7 2,1 8,4 -2,0
Tabela A17 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 4 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG
1 - 2,775 1,774 1,812 1,754 1,238 - 0,024 0,013 0,015 0,02 0,004 8,0(8,8) 7,9(8,6) 8,1(8,6) 8,4(8,7) 8,3(9,0) 7,3(7,5)
3 - 2,214 1,865 1,982 1,844 1,37 - 0,026 0,013 0,016 0,021 0,004 7,9 7,8 8,2 8,1 7,9 7,3
6 (ant.) - 2,847 2,739 1,807 2,054 1,245 - 0,027 0,032 0,015 0,022 0,005 8,5(8,5) 8,5(8,5) 8,4(8,4) 8,5(8,4) 8,5(8,4) 7,9(7,8)
7 (dep.) - 2,528 1,597 1,585 1,83 1,188 - 0,03 0,014 0,013 0,021 0,003 8,5 8,5 9,1 8,6 8,8 8,6
10 - 2,52 2,372 1,525 1,617 1,103 - 0,023 0,02 0,013 0,02 0,006 8,0(8,6) 8,0(8,7) 8,4(8,9) 8,3(8,8) 8,1(9,2) 8,0(8,4)
MÍNIMO - 2,214 1,597 1,525 1,617 1,103 - 0,023 0,013 0,013 0,02 0,003 7,9 7,8 8,1 8,1 7,9 7,3
MÁXIMO - 2,847 2,739 1,982 2,054 1,37 - 0,03 0,032 0,016 0,022 0,006 8,8 8,7 9,1 8,8 9,2 8,6
Condutividade elétrica (mS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG
1 18,38 25,6 24,50 23,0 24,9 21,2 5 6 7 5 11 5 - 4,55 0,87 0,33 0,40 0,45
3 16,41 23,6 24,50 25,1 29,3 23,7 5 7 7 7 9 7 - 4,23 0,37 0,32 0,52 0,37
6 (ant.) 16,04 21,4 26,50 26,4 31,9 26,6 6 8 8 7 9 6 - 4,50 3,19 0,40 0,78 0,83
7 (dep.) 16,38 23,8 26,20 26,7 33,8 25,7 8 6 10 7 - 4,09 0,47 0,35 0,42 0,39
10 16,24 23,0 26,80 27,0 33,8 26,4 7 6 7 7 11 8 - 5,63 2,36 0,40 0,52 0,38
MÍNIMO 16,04 21,4 24,5 23,0 24,9 21,2 5 6 7 5 9 5 - 4,09 0,37 0,32 0,40 0,37
MÁXIMO 18,38 25,6 26,8 27,0 33,8 26,6 7 8 8 7 11 8 - 5,63 3,19 0,40 0,78 0,83
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: FAP: filtro ascendente de pedregulho, INTER: intercloração, FD: filtração descendente, FCAG: filtro com carvão
ativado granular; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
317
Tabela A18 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio IV-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO IV-IP: Sistema MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
TC-MR = 50 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
TC-PÓS = 10 min TCv FCAG = 12 min
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 7 mg/L; DHS: 1 a 1,5 mg/L; pH da AC: 6,0 a 7,4;
potencial zeta da AC: -13,0 a -4,1 mV; cloro residual do efluente da pós-cloração: 1,1 a 2,1 mg/L, temperatura: 18 a
20 °C; DFI realizada na 6ª h, duração do ensaio: 10 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE FAP FD PÓS FCAG
pH 7,4 6,8 a 7,3 7,1 6,9 6,7 8,4
Potencial Zeta (mV) -3,2 a -2,6
-32,6 a -
20,7
-3,6 a -2,0 -2,0 - -2,0
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 2,21 a 2,85 1,6 a 2,74 1,53 a 1,98 1,62 a 2,05 1,10 a 1,37
Absorbância λ=254 nm
-
0,023 a
0,03
0,013 a
0,032
0,013 a
0,016
0,02 a
0,022
0,003 a
0,006
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,9 a 8,8 7,8 a 8,7 8,1 a 9,1 8,1 a 8,8 7,9 a 9,2 7,3 a 8,6
Condutividade elétrica
(µS/cm)
16,0 a 18,4 21,4 a 25,6 24,5 a 26,8 23 a 27 24,9 a 33,8 21,2 a 26,6
Dureza (mgCaCO
3
/L) 5 a 7 6 a 8 7 a 8 5 a 7 9 a 11 5 a 8
Turbidez
(*)
(uT) - 4,1 a 5,6 0,4 a 3,2 0,3 a 0,5 0,3 a 0,7 0,4 a 0,8
Turbidez
(**)
(uT) 0,2 a 0,37 2,3 a 3,2 0,03 a 2,1 0,04 a 0,07 0,05 a 0,07 0,01 a 0,07
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; PÓS: pós-cloração; FD: filtro descendente; FCAG: filtro com carvão
ativado granular; DSA: dosagem de sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de
sódio; AC: água coagulada; AD: água de diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (**):
leitura em turbidímetro de escoamento contínuo; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH.
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de Microcystis spp.
Ensaio IV (cel/mL) aaaa aaa
AE
3,3E+04 4,0E+04 2,6E+04 2,8E+04 1,9E+04
eflu. FAP
1,5E+03 1,7E+02 2,1E+04 7,7E+02 1,4E+04
eflu. FD
1,6E+02 2,0E+02 8,0E+01 7,3E+01 2,9E+02
eflu. Pós-oxidação
1,8E+02 6,2E+01 6,7E+01 1,7E+02 1,5E+02
eflu. CAG
1,8E+01 5,0E+00 1,2E+01 2,0E+01 1,1E+01
136710
Hora (h)
Figura A12 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio IV-IP (retirado de
KURODA, 2006)
318
0
5
10
15
20
25
Equivalentes MCYSTs extracelulares
Ensaio IV (
g/L) aaaa
AE
10,9 18,5 23,2 18,4 16,3
eflu. FAP
4,6 18,7 19,9 16,5 23,2
eflu. FD
10,2 19,8 21,9 18,5 21,8
eflu. Pós-oxidação
1,8 2,0 1,5 0,7 1,0
eflu. CAG
0,0 0,2 0,2 0,2 0,2
136710
Hora (h)
Figura A13 – Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio IV-
IP (retirado de KURODA, 2006)
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 4-IP (
μ
g/L) aaaa
AE
8,0 0,0 0,0 0,0 0,0 7,2
eflu. FAP
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 6,4
eflu. FD
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 3,8
eflu. PÓS
19,5 0,0 0,0 0,0 0,0 39,2
eflu. CAG
18,3 0,0 0,0 0,0 0,0 3,5
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A14 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio IV-IP (retirado
de KURODA, 2006)
319
Tabela A19 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 5 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE AC FAP FD PÓS FCAG
1 18,50 6,70 -5,00 6,60 -33,00 6,40 -8,80 6,60 -2,10 6,80 -1,90 7,07 0,37 9,50 -1,90
3 22,00 6,88 - 7,40 -31,30 6,70 -12,00 6,85 -2,00 6,84 -2,00 6,90 0,29 - -
6 (ant.) 21,50 6,57 -2,00 7,20 -33,60 6,90 -6,20 6,55 -2,10 6,64 -2,00 6,57 1,40 9,30 -1,90
7 (dep.) - - - -35,20 6,88 -12,00 - - - - - 0,98 - -
10 20,00 6,80 - 7,10 -35,00 6,85 -5,20 6,88 -2,10 6,74 -2,40 7,01 1,51 - -
MÍNIMO 18,5 6,6 -5,0 6,6 -35,2 6,4 -12,0 6,6 -2,1 6,6 -2,4 6,6 0,3 9,3 -1,9
MÁXIMO 22,0 6,9 -2,0 7,4 -31,3 6,9 -5,2 6,9 -2,0 6,8 -1,9 7,1 1,5 9,5 -1,9
Tabela A20 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 5 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG
1 - 2,9 1,221 1,222 1,198 0,971 - 0,022 0,012 0,012 0,017 0,002 7,70 7,72 8,00 7,5 8,22 6,22
3 - 3,113 1,173 1,171 1,24 0,883 - 0,023 0,012 0,012 0,024 0,007 7,83 7,92 8,05 7,85 7,93 7,34
6 (ant.) - 2,447 1,254 1,337 1,181 2,719 - 0,035 0,018 0,027 0,022 0,008 7,51 7,69 7,33 7,31 7,51 7,05
7 (dep.) - 2,963 1,563 1,586 1,413 1,096 - 0,03 0,014 0,012 0,015 0,008 7,25 7,32 7,35 6,94 7,67 7,09
10 - 4,311 1,558 1,411 1,3 0,811 - 0,029 0,019 0,019 0,026 0,009 7,90 8,06 8,14 7,98 8,71 8,39
MÍNIMO - 2,447 1,173 1,171 1,181 0,811 - 0,022 0,012 0,012 0,015 0,002 7,3 7,3 8,1 6,9 7,5 6,2
MÁXIMO - 4,311 1,563 1,586 1,413 2,719 - 0,035 0,019 0,027 0,026 0,009 8,8 8,7 8,1 8,8 9,2 8,4
Condutividade elétrica (mS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG AD AE FAP FD PÓS FCAG
1 14,82 20,8 24,80 26,2 27,2 53,2 5 6 5 6 8 14 - - 0,42 0,38 0,43 0,39
3 14,62 22,2 27,5 28 34,1 29,9 5 6 6 6 7 6 - - 0,30 0,40 0,35 0,36
6 (ant.) 14,75 20,1 28 27,8 29,4 33,5 6 7 7 6 7 7 - - 0,36 0,40 0,34 0,57
7 (dep.) 14,77 22,3 28,5 27,5 32 28,9 6 7 7 6 7 6 - - 0,34 0,35 0,37 0,40
10 14,77 21,5 26,7 26,2 36 26,8 5 5 5 5 6 6 - - 0,35 0,38 0,43 0,50
MÍNIMO 14,62 20,1 24,8 26,2 27,2 26,8 5 5 5 5 6 6 - - 0,30 0,35 0,34 0,36
MÁXIMO 14,82 22,3 28,5 28 36 53,2 6 7 7 6 8 14 - - 0,42 0,40 0,43 0,57
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: FAP: filtro ascendente de pedregulho, PÓS: pós-cloração, FD: filtração descendente, FCAG: filtro com carvão ativado
granular; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
320
Tabela A21 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio V-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO V-IP: Sistema MR J FAP J FD J PÓS e FCAG (simultaneamente)
TC-MR = 50 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
TC-PÓS = 10 min TCv FCAG = 12 min
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 7 mg/L; DHS: 1 a 1,5 mg/L; pH da AC: 6,4 a 6,9;
potencial zeta da AC: -12,0 a -5,2 mV; cloro residual do efluente da pós-cloração: 0,3 a 1,5 mg/L, temperatura: 18,5
a 22 °C; DFI realizada na 6ª h, duração do ensaio: 10 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE FAP FD PÓS FCAG
pH 6,6 a 6,9 6,6 a 7,4 6,6 a 6,9 6,6 a 6,8 6,6 a 7,1 9,3 a 9,5
Potencial Zeta (mV)
-5,0 a
-2,06
-35,2 a
-31,3
-2,1 a -2,0 -2,4 a -1,9 - -1,9
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 2,45 a 4,31 1,17 a 1,56 1,17 a 1,59 1,18 a 1,41 0,81 a 2,72
Absorbância λ=254 nm
-
0,022 a
0,035
0,012 a
0,019
0,012 a
0,027
0,015 a
0,026
0,002 a
0,009
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,3 a 8,8 7,3 a 8,7 8,1 6,9 a 8,8 7,5 a 9,2 6,2 a 8,4
Condutividade elétrica
(µS/cm)
14,6 a 14,8 20,1 a 22,3 24,8 a 28,5 26,2 a 28,0 27,2 a 36,0 26,8 a 53,2
Dureza (mgCaCO
3
/L) 5 a 6 5 a 7 5 a 7 5 a 6 6 a 8 6 a 14
Turbidez
(*)
(uT) - - 0,30 a 0,42 0,35 a 0,40 0,34 a 0,43 0,36 a 0,57
Turbidez
(**)
(uT) 0,08 a 0,28 1,97 a 2,62 0,03 a 0,92 0,05 a 0,29 0,03 a 0,07 0,01 a 0,07
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura rápida; FAP: filtro
ascendente de pedregulho; PÓS: pós-cloração; FD: filtro descendente; FCAG: filtro com carvão ativado granular; DSA: dosagem de
sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água coagulada; AD: água de diluição; AE:
água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (**): leitura em turbidímetro de escoamento contínuo; (*): leitura em
turbidímetro de bancada 2100P HACH.
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de Microcystis spp.
ENSAIO 5-IP (cel/mL) aaaa
AE
4,8E+04 4,3E+04 4,4E+04 3,9E+04 3,5E+04
eflu. FAP
9,9E+01 4,0E+01 7,8E+00 7,7E+01 1,1E+01
eflu. FD
3,5E+02 7,2E+01 2,8E+01 5,8E+01 1,9E+02
eflu. PÓS
3,9E+01 1,2E+01 3,0E+01 3,0E+01 7,1E+00
eflu. CAG
7,8E+01 7,5E+00 7,5E+00 2,3E+01 7,1E+00
1 3 6 (ant. DFI) 7 (dep. DFI) 10
Hora (h)
¨
Figura A15 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio V-IP (retirado de
KURODA, 2006)
321
0
5
10
15
20
25
Equivalentes MCs extracelulares
ENSAIO 5 (
μ
g/L) aaa
AE
11,3 13,1 15,2 18,7 16,3
eflu. FAP
10,4 12,4 15,4 16,8 13,0
eflu. FD
10,6 12,1 17,3 15,7 14,8
eflu. Pós-oxidação
2,8 0,1 0,4 1,8 1,0
eflu. CAG
0,0 0,0 0,0 0,0
1 3 6 (ant. DFI) 7 (dep. DFI) 10
Hora (h)
¨
Figura A16 – Concentração de microcistinas - MCs extracelulares na água de estudo e nos
efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio V-IP
(retirado de KURODA, 2006)
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 5-IP (
μ
g/L) aaa
a
AE
7,1 0,0 0,0 0,0 0,0 23,9
eflu. FAP
10,9 0,8 1,6 3,3 0,0 12,2
eflu. FD
7,4 0,6 0,0 1,3 0,0 26,1
eflu. PÓS
4,8 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
eflu. CAG
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 12,5
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A17 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio V-IP (retirado
de KURODA, 2006)
322
Tabela A22 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 6 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE AC FAP INTER FD FCAG
1 22,00 6,80 -2,30 6,84 -25,00 6,70 -1,30 6,71 -2,00 6,70 1,00 6,72 -2,10 7,50 -2,10
3 21,00 6,89 - 6,9 -23,70 6,40 -0,30 6,59 -2,00 6,61 0,48 6,70 - 7,89 -
6 (ant.) 21,00 6,81 -2,90 6,8 -17,70 6,80 -1,30 6,70 -2,10 6,76 0,20 6,76 -2,00 7,80 -2,00
7 (dep.) 20,50 6,83 - 6,74 - 6,48 -0,70 6,72 -2,20 6,77 0,33 - - - -
10 19,00 6,90 -2,20 6,95 -13,50 6,82 -1,80 6,88 -2,00 6,82 0,20 6,80 -1,90 7,85 -
MÍNIMO 19,0 6,8 -2,9 6,7 -25,0 6,4 -1,8 6,6 -2,2 6,6 0,2 6,7 -2,1 7,5 -2,1
MÁXIMO 22,0 6,9 -2,2 7,0 -13,5 6,8 -0,3 6,9 -2,0 6,8 1,0 6,8 -1,9 7,9 -2,0
Tabela A23 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 6 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG
1 - 1,379 0,943 1,074 1,224 1,696 - 0,012 0,01 0,015 0,016 0,029 7,33 7,50 7,78 7,64 7,34 5,71
3 - 1,4 1,211 1,205 1,12 1,063 - 0,019 0,007 0,015 0,015 0,022 7,40 7,57 7,72 7,62 7,70 7,22
6 (ant.) - 1,327 0,19 1,129 1,33 1,008 - 0,011 0,007 0,012 0,014 0,019 7,56 7,70 7,58 7,64 7,67 7,31
7 (dep.) - 1,498 1,276 1,033 1,032 0,738 - 0,013 0,012 0,014 0,013 0,014 7,65 7,67 7,93 7,81 7,90 7,50
10 - 1,139 1,044 1,149 1,036 0,777 - 0,014 0,009 0,014 0,014 0,018 7,90 7,85 8,28 8,17 7,73 7,62
MÍNIMO - 1,139 0,943 1,033 1,032 0,738 - 0,011 0,007 0,012 0,013 0,014 7,3 7,5 7,6 7,6 7,3 5,7
MÁXIMO - 1,498 1,276 1,205 1,33 1,696 - 0,019 0,012 0,015 0,016 0,029 7,9 7,9 8,3 8,2 7,9 7,6
Condutividade (µS/cm)
Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG AD AE FAP INTER FD FCAG
1 14,59 15,25 19,42 23,2 25,5 39,6 5 6 5 6 7 9 - - 0,33 0,77 0,48 0,40
3 14,75 14,96 19,45 24,9 25,2 25,5 4 5 5 5 5 6 - - 0,3 0,3 0,3 0,5
6 (ant.) 14,83 15,14 20,6 24,7 25,1 26,5 4 5 4 4 4 4 - - 0,28 0,35 0,50 0,38
7 (dep.) 14,85 15,16 20,3 25,4 24,4 25,7 - - 4 4 4 4 - - 0,4 0,4 0,4 0,5
10 14,74 14,8 19,5 24,0 23,4 22,4 4 4 4 4 4 4 - - 0,3 0,3 0,4 0,3
MÍNIMO 14,59 14,83 19,42 23,2 23,4 22,4 4 4 4 4 4 4 - - 0,27 0,30 0,31 0,34
MÁXIMO 14,85 15,25 20,6 25,4 25,5 39,6 5 6 5 6 7 9 - - 0,35 0,77 0,50 0,50
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: FAP: filtro ascendente de pedregulho, INTER: intercloração, FD: filtração descendente, FCAG: filtro com carvão ativado granular; (*):
leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
323
Tabela A24 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio VI-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO VI-IP: Sistema MR J FAP J INTER J FD J FCAG
TC-MR = 50 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TC-INTER = 44 min
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
TCv FCAG = 12 min
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 6 a 7 mg/L; DHS: 1 a 1,5 mg/L; pH da AC: 6,4 a 6,8;
potencial zeta da AC: -1,8 a -0,3 mV; cloro residual do efluente da intercloração (mantido próximo de 0,5 mg/L): 0,2
a 1,0 mg/L, temperatura: 19,0 a 22 °C; DFI realizada na 6ª h, duração do ensaio: 10 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE FAP INTER FD FCAG
pH 6,8 a 6,9 6,7 a 7,0 6,6 a 6,9 6,6 a 6,8 6,7 a 6,8 7,5 a 7,9
Potencial Zeta (mV) -2,9 a -2,2 -25,0 a
-13,5
-2,2 a -2,0 - -2,1 a -1,9 -2,1 a -2,0
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
-
1,14 a 1,50 0,94 a 1,28 1,03 a 1,21 1,03 a 1,33 0,74 a 1,70
Absorbância λ=254 nm
-
0,011 a
0,019
0,07 a
0,012
0,012 a
0,015
0,013 a
0,016
0,014 a
0,029
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,3 a 7,9 7,5 a 7,9 7,6 a 8,3 7,6 a 8,2 7,3 a 7,9 5,7 a 7,6
Condutividade elétrica
(µS/cm)
14,6 a 14,9 14,8 a 15,3 19,4 a 20,6 23,2 a 25,4 23,4 a 25,5 22,4 a 39,6
Dureza (mgCaCO
3
/L) 4 a 5 4 a 6 4 a 5 4 a 6 4 a 7 4 a 9
Turbidez
(*)
(uT) - 2,4 a 4,2 0,27 a 0,35 0,30 a 0,77 0,31 a 0,51 0,34 a 0,50
Turbidez
(**)
(uT) - 0,02 a 0,1 0,01 a 0,5 0,01 a 0,05 0,03 a 0,07
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; INTER: intercloração; FD: filtração descendente; FCAG: filtro com
carvão ativado granular; DSA: dosagem de sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido
de sódio; AC: água coagulada; AD: água de diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária;
(**): leitura em turbidímetro de escoamento contínuo; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P HACH
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de
Microcystis
spp.
ENSAIO 6 (cel/mL) aaaa
AE
4,6E+04 2,6E+04 2,5E+04 1,5E+04 1,3E+04
eflu. FAP
6,1E+01 8,3E+00 2,2E+01 1,5E+02 1,5E+00
eflu. INTER
7,2E+01 1,4E+00 5,3E+00 1,4E+01 5,5E+00
eflu. FD
1,5E+01 5,8E+00 2,9E+00 3,1E+00 2,0E+00
eflu. CAG
1,2E+01 1,4E+00 5,8E+00 1,5E+00 6,1E+00
1 3 6 (ant. DFI) 7 (dep. DFI) 10
Hora (h)
¨
Figura A18 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio VI-IP (retirado de
KURODA, 2006)
324
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 6-IP (
μ
g/L) aaaa
AE
9,8 0,8 1,0 4,5 0,0 25,6
eflu. FAP
9,5 0,9 1,0 2,2 0,0 14,6
eflu. INTER
10,6 0,9 0,9 1,7 0,0 8,5
eflu. FD
10,3 1,2 1,0 2,6 0,0 0,0
eflu. CAG
0,0 0,3 0,3 0,9 0,0 3,8
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A19 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio VI-IP (retirado
de KURODA, 2006)
Os ensaios VI, VII e VIII foram realizados com floração de cianobactérias de
Barra Bonita. A concentração de MCs totais (intra + extra) da AE foi da ordem de
1μg/L e de MCs extracelulares, <LD (limite de detecção), por isso os dados não foram
apresentados em figuras (KURODA, 2006).
325
Tabela A25 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 7-IP (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE CAP AC FAP FD
1 25,0 6,57 -2,10 6,69 -22,30 6,69 - 6,43 0,30 6,16 -2,20 6,11 -1,70
3 24,0 6,60 -2,40 6,7 -27,70 6,75 - 6,40 -2,00 6,42 -1,90 6,30 -1,80
6 (ant.) - 6,90 -2,80 6,38 -25,20 7,11 - 6,72 0,70 6,84 - - -
MÍNIMO 24,0 6,6 -2,8 6,4 -27,7 6,7 - 6,4 -2,0 6,2 -2,2 6,1 -1,8
MÁXIMO 25,0 6,9 -2,1 6,7 -22,3 7,1 - 6,7 0,7 6,8 -1,9 6,3 -1,7
Tabela A26 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 7 (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE CAP FAP FD AD AE CAP FAP FD AD AE CAP FAP FD
1 - 1,284 1,557 0,808 0,804 - 0,010 <LD 0,005 0,005 7,04 7,43 7,57 7,48 7,24
3 - 2,029 0,722 - 0,968 - 0,017 0,004 0,074 0,006 6,86 7,55 7,26 8,96 7,09
6 (ant.) - 1,296 0,775 0,759 - 0,012 0,1 0,007 0,005 6,99 7,36 7,65 7,44 7,56
MÍNIMO - 1,284 0,722 0,775 0,759 - 0,01 0,004 0,005 0,005 6,9 7,4 7,0 7,6 7,2
MÁXIMO - 2,029 1,557 0,808 0,968 - 0,017 0,078 0,074 0,006 8,1 8,1 7,9 8,4 8,2
Condutividade elétrica (µS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
(uT)
Hora (h) AD AE CAP FAP FD AD AE CAP FAP FD AD AE CAP FAP FD
1 13,82 14,52 14,48 18,1 17,88 3 4 5 3 4 - - - 0,29 0,34
3 14,54 14,64 14,72 18,66 18,02 5 5 5 6 5 - - - 0,4 0,3
6 (ant.) 14,04 14,7 14,96 18,54 17,8 5 4 4 5 4 - - - 0,34 0,32
MÍNIMO 13,82 14,52 14,48 18,12 17,8 3 4 4 3 4 - - - 0,3 0,3
MÁXIMO 14,54 14,7 14,96 18,66 18,02 5 5 5 6 5 - - - 0,4 0,3
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: CAP: carvão ativado em pó, FAP: filtro ascendente de pedregulho, FD: filtração descendente. (*): leitura em turbidímetro de bancada
2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
326
Tabela A27 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio VII-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO VII-IP: Sistema CAP J MR J FAP J FD
TC-CAP = 20 min TC-MR = 55 s TxF-FAP = 120 m
3
/m
2
.d TxF-FD = 180 m
3
/m
2
.d
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 6 mg/L; DHS: 0,5 a 1,0 mg/L; pH da AC: 6,4 a 6,7;
potencial zeta da AC: -2,0 a 0,7 mV; temperatura: 24 a 25 °C; duração do ensaio: 6 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE CAP FAP FD
pH 6,6 a 6,9 6,4 a 6,7 6,7 a 7,1 6,2 a 6,8 6,1 a 6,3
Potencial Zeta (mV) -2,8 a -2,1 -27,7 a -22,3 - -2,2 a -1,9 -1,8 a -1,7
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 1,28 a 2,03 0,72 a 1,56 0,78 a 0,81 0,76 a 0,97
Absorbância λ=254 nm
- 0,01 a 0,017 0,004 a 0,078 0,005 a 0,074 0,005 a 0,006
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
6,9 a 8,1 7,4 a 8,1 7,0 a 7,9 7,6 a 8,4 7,2 a 8,2
Condutividade elétrica
(µS/cm)
13,8 a 14,5 14,5 a 14,7 14,9 a 15,0 18,1 a 18,7 17,8 a 18,0
Dureza (mgCaCO
3
/L) 3 a 5 4 a 5 4 a 5 3 a 6 4 a 5
Turbidez
(*)
(uT) - - - 0,3 a 0,4 0,3
Turbidez
(**)
(uT) 0,15 a 0,3 4,92 a 7,24 6,25 a 9,93 0,02 a 0,51 0,03 a 0,16
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; FD: filtro descendente; CAP: carvão ativado em pó; DSA: dosagem de
sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água coagulada; AD: água de
diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (*): leitura em turbidímetro de bancada 2100P
HACH; (**): leitura em turbidímetro de escoamento.
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de
Microcystis
spp.
ENSAIO 7-IP (cel/mL) aaaa
AE
1,1E+04 1,2E+04 9,8E+03
eflu. CAP
1,6E+04 9,2E+03 1,2E+04
eflu. FA
2,0E+01 2,1E+04 7,6E+00
eflu. FD
5,2E+00 2,5E+00 3,8E+00
136
Hora (h)
¨
Figura A20 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio VII-IP (retirado
de KURODA, 2006)
327
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO 7-IP (
g/L) aaaa
AE
0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0
eflu. FA
7,9 0,0 0,0 1,2 0,0 1,9
eflu. FD
8,5 0,4 0,0 1,3 0,0 1,2
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri
-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A21 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio VII-IP (retirado
de KURODA, 2006)
328
Tabela A28 – Parâmetros de controle - operação do ENSAIO 8 (em instalação piloto): temperatura, pH, potencial zeta e residual de cloro livre das águas de diluição e de estudo e efluentes
(retirado de KURODA, 2006)
t (°C) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH
Cl res.
(mg/L)
pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV) pH Pz (mV)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP AC FAP FD
1 22,0 7,26 -2,00 7,26 -20,40 7,11 0,50 7,14 -17,20 6,52 -1,40 7,07 -2,00 6,06 -2,00
3 21,5 6,82 -3,80 6,93 -30,10 6,81 0,41 6,95 - 6,85 -1,90 6,90 -1,90 6,39 -2,00
6 (ant.) 21,0 6,80 -1,90 6,8 -27,00 6,70 0,27 6,87 -17,30 6,64 -1,80 6,67 -2,10 6,43 -1,90
MÍNIMO 21,0 6,8 -3,8 6,8 -30,1 6,7 0,27 6,9 -17,3 6,5 -1,9 6,7 -2,1 6,1 -2,0
MÁXIMO 22,0 7,3 -1,9 7,3 -20,4 7,1 0,50 7,1 -17,2 6,9 -1,4 7,1 -1,9 6,4 -1,9
Tabela A29 – Parâmetros de controle - desempenho do ENSAIO 8-IP (em instalação piloto): carbono orgânico total, absorbância 254, oxigênio dissolvido, condutividade elétrica, dureza e
turbidez das águas de diluição e de estudo e dos efluentes de cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem (retirado de KURODA, 2006)
Carbono orgânico total - COT (mg/L) absorbância 254 Oxigênio dissolvido - OD (mg/L)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD
1 - 1,126 1,256 1,611 1,41 1,082 - 0,021 0,025 - 0,014 0,015 7,29 7,66 7,80 7,88 7,80 7,40
3 - 1,359 1,489 1,157 1,468 1,39 - 0,028 0,026 - 0,014 0,014 7,34 7,58 7,65 7,93 7,69 7,59
6 (ant.) - 1,865 1,466 1,017 1,525 1,193 - 0,024 0,021 - 0,011 0,010 7,46 7,94 7,86 7,9 8,08 8,10
MÍNIMO - 1,126 1,256 1,017 1,41 1,082 - 0,021 0,021 - 0,011 0,01 7,3 7,4 7,3 7,0 7,6 7,2
MÁXIMO - 1,865 1,489 1,611 1,525 1,39 - 0,028 0,026 - 0,014 0,015 8,1 8,1 8,0 7,9 8,4 8,2
Condutividade elétrica (µS/cm) Dureza (mgCaCO
3
/L) Turbidez
(*)
-(uT)
Hora (h) AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD AD AE PRÉ CAP FAP FD
1 13,80 21 22,70 21,0 22,8 23,3 5 4 4 4 4 3 - - - - 0,37 0,46
3 13,75 23,4 22,5 22,1 23,9 23,7 4 4 4 4 4 4 - - - - 0,4 0,4
6 (ant.) 14,04 22,9 22,4 21,4 24,7 24,3 3 4 4 4 4 4 - - - - 0,26 0,27
MÍNIMO 13,75 21 22,4 21 22,8 23,3 3 4 4 4 4 3 - - - - 0,3 0,3
MÁXIMO 14,04 23,4 22,7 22,1 24,7 24,3 5 4 4 4 4 4 - - - - 0,4 0,5
AD: água de diluição; AE: água de estudo; Efluentes: PRÉ: pré-cloração, CAP: carvão ativado em pó, FAP: filtro ascendente de pedregulho, FD: filtração descendente. (*): leitura em
turbidímetro de bancada 2100P HACH; OD: método de Winkler (sonda Horiba U-10).
329
Tabela A30 – Resumo das condições de funcionamento e dos parâmetros de desempenho para
os controles operacional e qualitativo do Ensaio VIII-IP (retirado de KURODA, 2006)
ENSAIO VIII-IP: Sistema PRÉ J CAP J MR J FAP J FD
TC-PRÉ = 35
min
TC-CAP = 20 min TC-MR = 60 s
TxF-FAP = 120
m
3
/m
2
.d
TxF-FD = 180
m
3
/m
2
.d
PARÂMETROS DE CONTROLE - OPERAÇÃO: DSA: 5 a 6 mg/L; DHS: 0,5 a 1,0 mg/L; pH da AC: 6,5 a 6,9;
cloro residual do efluente da pré-oxidação: 0,27 a 0,50 mg/L, DCAP: 20 mg/L; temperatura: 21 a 22,0 °C; duração
do ensaio: 6 h
Águas de diluição - AD, de estudo - AE e Efluentes
PARÂMETROS DE
CONTROLE -
DESEMPENHO
AD AE PRÉ CAP FAP FD
pH 6,8 a 7,3 6,8 a 7,3 6,7 a 7,1 6,9 a 7,1 6,7 a 7,1 6,1 a 6,4
Potencial Zeta (mV) -3,8 a -1,9
-30,1 a
-20,4
-
-17,3 a
-17,2
-2,1 a -1,9 -2,0 a -1,9
Carbono orgânico total – COT
(mg C / L)
- 1,13 a 1,87 1,26 a 1,49 1,02 a 1,61 1,41 a 1,53 1,08 a 1,39
Absorbância λ=254 nm
-
0,021 a
0,028
0,021 a
0,026
-
0,011 a
0,014
0,01 a
0,015
Oxigênio dissolvido – OD
(mg/L)
7,3 a 8,1 7,4 a 8,1 7,3 a 8,0 7,0 a 7,9 7,6 a 8,4 7,2 a 8,2
Condutividade elétrica
(µS/cm)
13,8 a 14,0 21,0 a 23,4 22,4 a 22,7 21,0 a 22,1 22,8 a 24,7 23,3 a 24,3
Dureza (mgCaCO
3
/L) 3 a 5 4 4 4 4 3 a 4
Turbidez
(*)
(uT) - - - - 0,3 a 0,4 0,3 a 0,5
Turbidez
(**)
(uT) 0,21 a 0,34 5,73 a 8,08 4,3 a 5,08 5,95 a 9,24 0,03 a 0,44 0,02 a 0,13
TC: tempo médio de contato; TxF: taxa média de filtração; TCv: tempo médio de contato em vazio; MR: mistura
rápida; FAP: filtro ascendente de pedregulho; PRÉ: pré-cloração; FD: filtro descendente; CAP: carvão ativado em pó;
DSA: dosagem de sulfato de alumínio Al
2
(SO
4
)
3
×14,3 H
2
O /L; DHS: dosagem de hidróxido de sódio; AC: água
coagulada; AD: água de diluição; AE: água de estudo; DFI: descarga de fundo intermediária; (*): leitura em
turbidímetro de bancada 2100P HACH; (**): leitura em turbidímetro de escoamento contínuo.
1,0E+00
1,0E+01
1,0E+02
1,0E+03
1,0E+04
1,0E+05
Densidade de
Microcystis
spp.
ENSAIO 8-IP (cel/mL) aaaa
AE
3,3E+03 3,4E+04 4,6E+04
eflu. PRÉ
5,8E+04 2,7E+04 3,9E+04
eflu. CAP
8,7E+03 1,5E+04 1,0E+04
eflu. FA
5,1E+02 3,5E+00 1,7E+00
eflu. FD
3,1E+00 1,7E+00 0,0E+00
136
Hora (h)
¨
Figura A22 – Densidade de Microcystis spp. (E+0x = 10
x
) na água de estudo e nos efluentes de
cada processo de tratamento para diferentes tempos de amostragem do Ensaio VIII-IP (retirado
de KURODA, 2006)
330
1
10
100
Subprodutos da oxidação - SPOs
ENSAIO8-IP (
μ
g/L) aaa
a
AE
10,6 1,9 1,3 9,9 0,1 27,0
eflu. PRÉ
10,3 1,8 1,0 9,4 0,0 23,3
eflu. FA
9,2 0,6 0,5 1,8 0,0 6,5
eflu. FD
8,9 0,3 0,3 1,3 0,0 1,6
trihalometa-
nos THMs
haloacetonitri-
las HANs
halocetonas
HKs
cloralhidrato
CH
cloropicrinas
CPs
ácidos
haloacéticos
AHAs
Grupos SPOs
¨
Coleta 3h
ª
Figura A23 – Concentração de subprodutos da oxidação – SPOs formados na água de estudo e
nos efluentes de cada processo de tratamento para amostragem de 6 h do Ensaio VIII-IP
(retirado de KURODA, 2006)
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