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MARIA IGNEZ CASTRILLON
ESTRUTURA E ULTRA-ESTRUTURA DAS GLÂNDULAS
SALIVARES DE Cimex hemipterus (FABRICIUS, 1803)
(HEMIPTERA: CIMICIDAE)
Dissertação apresentada à
Universidade Federal de Viçosa,
como parte das exigências do
Programa de Pós-Graduação em
Biologia Celular e Estrutural,
para obtenção do título de
Magister Scientiae.
VIÇOSA
MINAS GERAIS – BRASIL
2007
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MARIA IGNEZ CASTRILLON
ESTRUTURA E ULTRA-ESTRUTURA DAS GLÂNDULAS
SALIVARES DE Cimex hemipterus (FABRICIUS, 1803)
(HEMIPTERA: CIMICIDAE)
Dissertação apresentada à
Universidade Federal de Viçosa,
como parte das exigências do
Programa de Pós-Graduação em
Biologia Celular e Estrutural,
para obtenção do título de
Magister Scientiae.
APROVADA: 30 de abril de 2007
____________________________ _____________________________
Prof. Clóvis Andrade Neves Dra. Jacenir Reis dos Santos-Mallet
(Co-orientador) (Co-orientador)
____________________________ _____________________________
Prof
a
. Conceição A. dos Santos Dra. Riviane Rodrigues da Hora
____________________________________
Prof. José Eduardo Serrão
(Orientador)
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ii
Dedico a minha companheira e amiga Adilene Alves e Silva, que nestes
últimos dez anos de minha vida esteve tão presente e continua presente participando
do meu cotidiano, resolvendo problemas corriqueiros que tanto nos toma o tempo,
me fortalecendo nos momentos difíceis, me estimulando na superação dos obstáculos
e me incentivando na busca e realização dos meus sonhos.
iii
HOMENAGEM PÓSTUMA
Ao meu pai Alfredo Castrillon (in memorian), que me ensinou a ter fé em
Deus e Tê-lo em primeiro lugar. Em sua fala sempre estava presente: Deus amor,
Deus perdão e Deus sem preconceitos. Cada um é responsável pelos seus próprios
atos. Foi nos dado o livre arbítrio. Quem me dera ter um terço de sua fé.
Também deixou ao seu legado o estudo como o segundo principal
conhecimento da vida que se deve ter e buscar. O estudo é o único bem que podemos
levar no retorno ao “Nosso Lar”.
Esta singela homenagem é uma forma de agradecer o berço que me foi
dado. Berço este, estercado de valores que nos tempos de hoje não são tão estimados.
País onde ser honesto sai no jornal, há necessidade de retomada de conceitos para
podermos ser felizes.
Obrigada meu pai. Sei que mesmo distante e tão próximo, pois em
sonhos tem me orientado, com certeza está feliz pela nova conquista.
Saudades.
iv
AGRADECIMENTOS
A Deus que sempre foi muito forte e presente na minha vida.
A minha mãe Maria de Lourdes Benevides Castrillon, aos meus irmãos
Marise Castrillon Fazio, Denise Castrillon e Alfredo Castrillon Júnior, e ao cunhado
Marcos Beletatti Fazio, pelo incentivo e apoio à realização deste sonho.
Aos pequenos e grandes na minha vida. Meus sobrinhos Ana Carolina
Castrillon Fazio, Ângelo Castrillon Fazio, Nasla Castrillon Aschar e Tuine Castrillon
Silva, pelos muitos momentos de felicidade que me proporcionaram. Sem vocês a
minha vida seria vazia.
A minha companheira Adilene Alves e Silva que ao longo dos anos tem
suportado o meu humor, mandos, desmandos e defeitos. E concomitante, o ganho de
uma segunda família Juarez Alves da Silva (in memorian), Alcimene Alves e Silva e
Akawan Alves Ballsanufe Silva.
Ao meu orientador professor José Eduardo Serrão pela paciência no
ensino das técnicas e correções do manuscrito.
Aos co-orientadores professores Clóvis Andrade Neves, Teresa Cristina
Monte Gonçalves e Jacenir Reis dos Santos-Mallet.
Aos Professores Adilson Ariza Zácaro pelas orientações para a obtenção
de cortes histológicos mais adequados, José Lino Neto pela obtenção das imagens
dos negativos da microscopia eletrônica de transmissão, e aos demais professores do
Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Estrutural, em especial, ao
eloqüente e ignezquecível prof. Sérgio Luís Pinto da Matta.
A
técnica do Núcleo de Microscopia e Microánalise Cláudia Alencar
Vanetti que ao ouvir meus suspiros e resmungos, captou às escondidas o meu estado
de desalento, e nesse momento me foi dado incentivos de inestimável valia.
Ao técnico do Laboratório de Biologia Celular José Luis Soares
Monteiro
que sempre se mostrou disposto a contribuir com os experimentos.
Aos colegas Cirlei Pereira Guss Matiello pela ajuda no manuseio do
micrótomo, na coloração dos cortes e montagem das lâminas histológicas; Maria do
Carmo Queiroz Fialho e Simone Patrícia Carneiro de Freitas pelo auxílio na
montagem das fotomicrografias no PhotoShop; e Dihego de Oliveira Azevedo que
me ensinou os passos dos experimentos, manuseio do ultra-micrótomo e outras
orientações para a obtenção de bons resultados.
v
Em especial a amiga Claudivânia Miranda de Oliveira que sempre esteve
disposta a atender aos meus pedidos de auxílio à microtomia, ultramicrotomia e
fotografias dos negativos. E para não causar ciúmes, as amigas Danielle Ribeiro de
Barros e Rejane Bezerra da Silva, que também não me faltaram. Amigas que em
diversos momentos se mostraram ao meu lado e deixaram um latifúndio demarcado
no meu coração.
Aos demais colegas dos Laboratórios, do Curso, da Universidade e da
comunidade em geral, que me incentivaram nos momentos difíceis, me auxiliaram
quer seja nos estudos, trabalhos escolares e experimentos, quer seja no convívio
social necessário ao equilíbrio físico, químico, biológico e psicológico. Sem
generalização, um adendo a Reggiani Gonçalves Vilela e Edson da Silva.
Aos amigos Maricília da Conceição Cardoso de Arruda, Christine
Strussmann e Francisco de Arruda Machado pelo incentivo para cursar a pós-
graduação e pelas cartas de recomendação.
A psicanalista Terezinha Curvo que aos meus olhos, um urubu que
desbotou, virou águia e me ensinou a voar.
A médica Iracema M. Queiroz pelo acompanhamento médico, paciência
e aconselhamentos.
Ao condutor da maca e a equipe de enfermagem que trata de
queimaduras na área de internos e no ambulatório do Hospital Jardim Cuiabá, por me
carregar, me assentar na cadeira de rodas e me ajudar em meio aos urros, gemidos,
lágrimas e risos, a suportar os dolorosos curativos. Meus sinceros agradecimentos.
As minhas amigas que se fizeram presentes nos momentos difíceis:
Alzira Maria Madalena Almeida Saldanha, Elianne Maria Ferreira Curvo e Mariza
Costa de Alencar. Obrigada pelas visitas, carinhos, afagos, colo, livros, cadeira de
rodas, pernoites no hospital e incentivo ao retorno às atividades do mestrado.
Ao amigo Luiz Carlos Chieregatto por providenciar o trancamento do
semestre no Programa de Pós-Graduação em Biologia Celular e Estrutural.
A amiga Renata Pires Gonçalves por nos buscar em Belo Horizonte para
retornar a Viçosa e pelo empréstimo do carro.
A fisioterapeuta Luciane José Khoury pelos exercícios nos pés que além
de recuperar os movimentos, proporcionou uma “massagem” dolorida e hilariante.
vi
Aos amigos e colegas da Universidade do Estado de Mato Grosso
(UNEMAT) e da Secretaria de Estado de Saúde de Mato Grosso (SES/MT) que me
apoiaram nesta empreitada.
A Universidade Federal de Viçosa (UFV), principalmente ao
Departamento de Biologia Geral e ao Programa de Pós-Graduação em Biologia
Celular e Estrutural, pelo apoio logístico e pelos préstimos à execução das atividades.
Ao Setor de Morfologia, Ultra-estrutura e Bioquímica de Artrópodes e
Parasitos do Departamento de Entomologia do Instituto Oswaldo Cruz da Fundação
Instituto Oswaldo Cruz (IOC/FIOCRUZ), Rio de Janeiro, nas pessoas de Teresa
Cristina Monte Gonçalves e Jacenir Reis dos Santos-Mallet pelo envio dos
exemplares estudados.
A UNEMAT pela concessão do afastamento para pós-graduação via
Departamento de Ciências Biológicas - Cáceres/MT, e pelo incentivo financeiro.
Ao Governo do Estado de Mato Grosso pela concessão do afastamento
para qualificação via Escola de Saúde Pública/SES/MT e Superintendência de
Desenvolvimento de Recursos Humanos/SES/MT, e pelo apoio financeiro.
Enfim, a todos que de uma forma ou de outra contribuíram para a
obtenção deste título.
E os amigos?
Cada pessoa que passa na nossa vida tem seu valor.
Umas simplesmente passam... Outras deixam marcas...
Às vezes, perfumes, suaves ou entorpecentes...
Às vezes, feridas, profundas ou superficiais.
Muitas pessoas, nós gostamos de graça. Outras nos conquistam. Algumas são
indiferentes.
Também temos aquelas pessoas que nos empurram nos buracos da vida, e tentam de
todo modo nos deixar lá, nas profundezas. Pior para elas, pois a cada mão que nos
puxa para baixo, estendem-se duas que nos puxam para cima, e quatro que nos
carregam no colo.
Aprendemos a gostar das pessoas com seus defeitos e virtudes.
Isso nos faz crescer.
Um lembrete:
O poder nos embriaga.
O dinheiro nos corrompe.
A beleza nos envaidece.
O medo nos acautela.
O tempo nos amadurece.
E os amigos... Nos fortalecem.
Maria Ignêz Castrillon
vii
BIOGRAFIA
Maria Ignêz Castrillon, filha de Alfredo Castrillon e Maria de Lourdes
Benevides Castrillon, nascida em 14 de julho de 1966, na cidade de Cáceres, Mato
Grosso.
Professora no Departamento de Ciências Biológicas da Universidade do
Estado de Mato Grosso, Campus Universitário Jane Vanini, Cáceres/MT desde 1993.
Também Profissional de Nível Superior do Sistema Único de Saúde na Secretaria de
Estado de Saúde de Mato Grosso desde 2001, na cidade de Cuiabá/MT.
Graduada em Licenciatura Plena em Ciências Biológicas pela
Universidade Federal de Mato Grosso, Campus Universitário de Cuiabá, no ano de
1993. Especialista em Saúde Pública pelo Instituto Brasileiro de Pós-Graduação e
Extensão/Faculdade Internacional de Curitiba, no ano de 2004.
Em março de 2005, iniciou o Programa de Pós-Graduação em Biologia
Celular e Estrutural, em nível de mestrado, na Universidade Federal de Viçosa.
viii
Minha Vida em Versos
Família de imigrantes chega à Princesinha do Paraguai.
Espanhol trabalhador funda casas, armazéns e fazendas.
Estabelece a prole e poupa o cobre.
Riquezas que se vão e a frase recomenda:
Vô rico, filho nobre e neto pobre.
De avô que segue seus princípios, cria um filho crédulo.
De filho a pai dedicado, cuidadoso e benfazejo,
Sempre preocupado com o futuro dos seus,
Deixou o estudo como a maior riqueza,
E também ensinou acreditar em Deus.
Em Cáceres, cidade de grande apreço.
Portal do Pantanal, onde lindas criaturas ao nome fazem jus.
Profundos valores em estercado berço,
Nasce uma mato-grossense de chapa e cruz
(*)
.
Filha independente. Orgulhosa de sua origem.
Com pensamentos além de seu tempo, incompreendida, fez e apareceu.
Lutou contra o preconceito e soube assumir seus atos,
Mas como adolescente, obscuros caminhos percorreu.
Em meio às drogas. Viciou.
E como tudo tem seu tempo e sua hora,
Aos 18 anos, outro caminho trilhou.
Um refúgio do meio em que se meteu,
E pondo fim em sua trágica história,
Na Escola Agrotécnica, as drogas esqueceu.
Barbacena foi sua vitória!
Aprendeu a viver, sofrer, perder e ganhar. Venceu.
Retorna a Mato Grosso. Mora em Cuiabá.
ix
Não anda mais na contramão.
Cursa Biologia. E muitos amigos fez por lá.
Achou trabalho com canudo na mão.
É professora na UNEMAT. É a sua paixão.
Mas como todo amor causa dor,
Outra fonte de renda procurou,
E na Secretaria de Saúde também se efetivou.
Acredita no Mato Grosso.
Tem ao seu Estado profundo valor.
Mas com o tempo torna-se necessária a qualificação,
E em período de grande pesar,
Uma voz em sonhos aponta a solução,
Numa paixão há tempos recolhida.
“Ó Minas Gerais. Quem te conhece não esquece jamais.”
Que nesta frase é reconhecida.
Passou para pós-graduação.
E, aos 38 anos, Viçosa de porto faz.
E aqui registra sua passagem.
Hoje com o coração cheio de emoção,
É lembrada a hora da viagem,
Está próxima a partida.
Em meio a lágrimas e saudade,
Traz o vento o cheiro de despedida.
Maria Ignez Castrillon
(*)
“Pé-rachado era um jeito pejorativo de qualificar os cuiabanos da zona rural. E
chapa e cruz era para os nascidos em famílias nobres. Ora, Cuiabá nunca teve
nobreza, sempre foi terra de mestiços”. Jejé de Oyá.
Disponível em: < www.diariodecuiaba.com.br/especial2.php?cod=5&mat=15214 >
x
SUMÁRIO
RESUMO ....................................................................................................................xi
ABSTRACT .............................................................................................................xiii
INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA......................................................1
MATERIAL E MÉTODOS .......................................................................................13
RESULTADOS ..........................................................................................................14
GLÂNDULAS SALIVARES PRINCIPAIS .................................................15
GLÂNDULAS SALIVARES ACESSÓRIAS ...............................................31
DISCUSSÃO .............................................................................................................40
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................................50
xi
RESUMO
CASTRILLON, Maria Ignez, MSc. Universidade Federal de Viçosa, abril de 2007.
Estrutura e Ultra-estrutura das Glândulas Salivares de Cimex hemipterus
(Fabricius, 1803) (Hemiptera: Cimicidae). Orientador: José Eduardo Serrão.
Co-orientadores: Clóvis Andrade Neves, Teresa Cristina Monte Gonçalves e
Jacenir Reis dos Santos-Mallet.
Cimex hemipterus é inseto hematófago listado como hospedeiro
experimental de Trypanosoma cruzi e suspeito de atuar como vetor da
tripanossomíase americana em áreas de endemia chagásica. Este estudo analisou a
estrutura das glândulas salivares de C. hemipterus. Adultos foram dissecados e as
glândulas salivares foram analisadas em microscopia de luz e microscopia eletrônica
de transmissão. A porção secretora das glândulas salivares principais é unilobada,
oval, translúcida, formada por um epitélio colunar simples envolto por fibras
musculares. As células são altas, binucleadas, assentadas numa membrana basal, com
núcleo de esférico a oval e de contorno irregular, nucléolo evidente e cromatina em
grumos. O citoplasma contém retículo endoplasmático rugoso desenvolvido,
vesículas elétron-lúcidas, lisossomos e depósito de glicogênio. A membrana
plasmática apical apresenta microvilosidades, junções de adesão, desmossomos e
dobras na região basal da célula secretora. No ducto das glândulas salivares
principais, as células são baixas com núcleo achatado e cromatina condensada. A
porção secretora das glândulas salivares acessórias é unilobada, vesicular,
translúcida, formada por epitélio pavimentoso simples a cúbico simples sobre fibras
musculares. As células são baixas, assentadas numa membrana basal, com núcleo
achatado e de contorno irregular, nucléolo evidente e cromatina condensada de
distribuição homogênea. O citoplasma contém retículo endoplasmático liso com
aspecto tubular e vesicular, vacúolos de diferentes tamanhos contendo secreção
pouco elétron-densa e abundantes mitocôndrias. A membrana plasmática basolateral
de células adjacentes apresenta junções septadas. No lúmen da glândula salivar
acessória há presença de figuras mielínicas. O ducto é formado por um epitélio
pavimentoso simples semelhante ao ducto da glândula salivar principal, entretanto
apresenta-se contorcido próximo à porção secretora. As estruturas observadas nas
glândulas salivares de C. hemipterus corroboram com os estudos em glândulas
salivares e em outros tipos de glândulas de insetos. As células secretoras das
xii
glândulas salivares principais estão relacionadas principalmente a síntese protéica
sugerida pela presença de retículo endoplasmático rugoso desenvolvido, bem como
ao transporte de íons e água pela presença de invaginações na membrana plasmática
basal e de microvilosidades no ápice celular atuando na maturação da secreção no
lúmen glandular. Todavia as células secretoras das glândulas salivares acessórias
estão relacionadas principalmente ao transporte de íons e água da hemolinfa para o
lúmen glandular sugerida pela presença de mitocôndrias próximas a membrana
plasmática basolateral, como também a síntese de lipídios ou lipoproteína sugerida
pela presença de retículo endoplasmático liso bem desenvolvido e vacúolos elétron
lúcidos no citoplasma, e figuras mielínicas no lúmen glandular. Ambas as
substâncias podem atuar como veículo para a secreção produzida pelas glândulas
salivares principais. Deste modo, no presente estudo pode-se concluir que as
modificações apresentadas nas células das glândulas salivares de C. hemipterus
levam a acreditar que estas glândulas exercem duas diferentes funções: 1) o
transporte de íons e água da hemolinfa para o lúmen glandular e 2) a síntese e
secreção de enzimas e outras substâncias salivares, sendo as glândulas salivares
acessórias responsáveis pelo aumento do volume da água salivar secretada pelas
glândulas salivares principais, porém não podemos descartar a hipótese da síntese de
substâncias.
xiii
ABSTRACT
CASTRILLON, Maria Ignez, MSc. Universidade Federal de Viçosa, April, 2007.
Structure and Ultrastructure of the Salivary Glands of Cimex hemipterus
(Fabricius, 1803) (Hemiptera: Cimicidae). Adviser: José Eduardo Serrão. Co-
advisers: Clóvis Andrade Neves, Teresa Cristina Monte Gonçalves and Jacenir
Reis dos Santos-Mallet.
Cimex hemipterus is a hematophagous insect that can be an experimental
host of the Trypanosoma cruzi and may play a role as vector of Chagas’ disease. This
work analyzed the structure of the salivary glands of C. hemipterus. Adults were
dissected and the salivary glands were analyzed in light microscopy and transmission
electron microscopy. The secretory portion of principal salivary glands has a single
lobe, oval form, translucent, formed for a simple columnar epithelium lined by
muscle cells. The gland cells are high, with two spherical nuclei, nucleolus and some
condensed chromatin. The cell cytoplasm has a well developed rough endoplasmic
reticule, electron lucent vesicles, lysosomes and glycogen deposits. The apical
plasma membrane has microvilli, zonula adherens, desmosomes whereas the basal
plasma membrane has some infoldings associated with mitochondria. The duct of the
principal salivary glands has flattened cells with nucleus containing condensed
chromatin. The secretory portion of the accessory salivary glands is a single vesicular
lobe, translucent, formed for a single layer of cells that varies from flattened to
cubical, onto muscle cells. The cytoplasm contains a well developed smooth
endoplasmic reticule with lamellar and vesicular aspect, vacuoles of different sizes
containing secretion electron lucent and abundant mitochondria. The basolateral
plasma membrane of adjacent cells shows septate junctions. At the lumen of the
accessory salivary gland there is a presence of myelin figures. The duct is formed for
a flattened epithelium like the duct of the principal salivary gland. The structures
observed at the salivary glands of C. hemipterus corroborate with the works in
salivary glands and in other types of insect’s glands. The secretory cells of the
principal salivary glands are related mainly with the protein synthesis suggested for
presence the rough endoplasmic reticule, as well as transport of ions and water for
presence of invaginations at the basal plasma membrane and microvilli in the cell
apex. However, the secretory cells of the accessory salivary glands are related mainly
with the transport of ions and water from the haemolymph to glandular lumen
xiv
suggested for presence of mithocondria close to the basolateral plasma membrane, as
well as the synthesis of lipids or lipoproteins suggested for presence of smooth
endoplasmic reticule and electro lucent vacuoles in the cytoplasm and myelin figures
in the glandular lumen. Both the substances can to act like a vehicle to the secretion
produced by principal salivary glands. In conclusion, the modifications presented in
the cells of the salivary glands of C. hemipterus suggest that this glands play two
different functions: 1) the transport of ions and water from haemolymph to glandular
lumen and 2) the synthesis and secretion of enzymes and others salivary substances,
being the accessory salivary glands responsible for increase of the volume of the
salivary water secreted for the principal salivary glands, however we can not reject
the hypothesis of the synthesis of substances.
1
INTRODUÇÃO E REVISÃO DE LITERATURA
Cimex hemipterus (Fabricius) (Hemiptera: Cimicidae) é um inseto
hematófago de comprimento total do corpo de 4,0 a 6,5 mm, com corpo achatado
dorso-ventralmente, forma oval e região mesotoráxica látero-posterior proeminente
(Marcondes, 2001) (Fig. 1).
Na biologia de cimicídeos, duas adaptações são centrais: a hematofagia
obrigatória e a inseminação traumática (Reinhardt e Siva-Jothy, 2007). Em relação à
primeira, ambos os sexos alimentam-se exclusivamente de sangue durante todos os
estágios de vida (do 1º a 5º ínstar ninfal e ínstar adulto), e o tempo para o completo
ingurgitamento varia de dez a vinte minutos no adulto e cerca de três a cinco minutos
nas ninfas jovens (Forattini, 1990). A outra adaptação biológica dos cimicídeos, a
inseminação traumática ou extragenital ou tegumentar, é um comportamento
aberrante de indivíduos machos que também ocorre em outros hemípteros (Forattini,
1990), sendo caracterizado por um mecanismo de cópula diferenciado onde as
fêmeas não são inseminadas via abertura genital (Usinger, 1966). O tegumento na
superfície ventral das fêmeas apresenta uma modificação entre o segmento V e VI
caracterizada por uma dobra intersegmental chamada seio paragenital ou órgão de
Ribaga. Durante a cópula, o macho insere o parâmero que perfura a parede
abdominal e alcança o espermalégio, onde deposita o esperma.
Ryckman et al. (1981) reconheceram 91 espécies de cimicídeos
pertencentes a 23 gêneros, distribuídos em seis subfamílias. Destas subfamílias,
somente em duas, Cacodminae e Cimicinae, são encontradas as três espécies que
utilizam os humanos como seu hospedeiro natural. Leptocimex boueti (Cacodminae)
é ectoparasita da espécie humana e de morcegos na África Ocidental (Usinger, 1966;
Ryckman et al., 1981; Forattini, 1990). O gênero Cimex (Cimicinae) inclui 21
espécies de percevejos de cama (Ryckman et al., 1981), e dentre elas, apenas C.
hemipterus e Cimex lectularius se alimentam de sangue humano. Estas duas espécies
comuns no velho e novo mundo, também são parasitas naturais de aves e morcegos
(Usinger, 1966; Ryckman et al., 1981), mas estão preferencialmente associados à
espécie humana e esta se indisponível, se alimentam de aves e mamíferos
domésticos, de laboratórios e de zoológicos (Pipkin, 1969; Busvine, 1976; World
Health Organization, 1982; Burnett et al., 1986; Reinhardt e Siva-Jothy, 2007).
2
Figura 1 – Macho adulto de Cimex hemipterus (vista dorsal). Gentileza de JR
Santos-Mallet e TC Monte Gonçalves do Setor de Morfologia, Ultra-estrutura e
Bioquímica de Artrópodes e Parasitos do Departamento de Entomologia do Instituto
Oswaldo Cruz da Fundação Instituto Oswaldo Cruz (IOC/FIOCRUZ), Rio de
Janeiro. Foto: Anthony Guimarães. Sem escala.
1
3
Acredita-se que a associação de C. lectularius ao homem moderno
ocorreu no Oriente Médio, onde algumas civilizações antigas forneceram a estes
insetos, a oportunidade de infestarem as moradias humanas nas colonizações rurais.
Posteriormente, com o fluxo migratório humano, estes percevejos de cama foram
transportados para o Mediterrâneo e cresceram dentro das cidades (Usinger, 1966). A
habitação de habitações humanas destes insetos culminou na sua dispersão pelo
mundo associado ao avanço da civilização, tornaram-se cosmopolitas. Em
conseqüência de ser carregado pelos humanos tende a predominar nos grandes
centros urbanos (Forattini, 1990).
Cimex lectularius é mais comum em regiões de clima temperado
principalmente na Europa e América do Norte, limitado até o Círculo Polar Ártico; é
encontrado na Rússia, Ásia, África do Norte; tem distribuição irregular em regiões
temperadas do sul e tropicais, como na África do Sul, Austrália, América Latina; e de
distribuição limitada até o Círculo Polar Antártico (Usinger, 1966). No Brasil, são
mais abundantes nos estados de São Paulo, Paraná, Santa Catarina e Rio Grande do
Sul (Pessoa e Martins, 1981; Nagem, 1985), porém podem predominar em cidades
tropicais como Belo Horizonte, Minas Gerais, onde a prevalência é maior que a
encontrada na Inglaterra e Dinamarca (Negromonte et al., 1991).
A associação de C. hemipterus à espécie humana ocorreu,
provavelmente, em alguma parte no Sudeste da Ásia, e a partir daí, foi transportado
para os trópicos africanos e outras regiões tropicais (Usinger, 1966), tendendo a
predominar em zonas rurais (Forattini, 1990). Estes insetos não foram capazes de
infestar regiões de clima temperado e foram mais viáveis e prolíferos em regiões
tropicais, colonizando facilmente muitas cidades tropicais (Busvine, 1976). Devido à
adaptação aos climas tropical e subtropical, C. hemipterus é denominado de
percevejo de cama tropical, indiano ou subtropical (Burton, 1963), e considerado
tropicopolita por Usinger (1966).
O percevejo de cama tropical raramente ultrapassa a faixa intertropical
global (Forattini, 1990). É encontrado nas áreas quentes da África, Ásia, América
Central e do Sul (Usinger, 1966). Na América do Norte, tem registro na Flórida nos
Estados Unidos da América (Hixson, 1943). É encontrado nas Filipinas (Costa Lima,
1940) e estende-se desde a Malásia, Sul da China, Birmânia até a África Central
(Singh et al., 1996). É bem difundido na Índia, Taiwan e Sudeste da Ásia (Walpole,
1988). Ocorre na África do Sul (Newberry et al., 1987), e recentemente foi
4
introduzido no Reino Unido e na Austrália (Reinhardt e Siva-Jothy, 2007). No Brasil,
comparado com C. lectularius, C. hemipterus é a espécie mais comum (Costa Lima,
1940; Pipkin, 1969; Pessoa e Martins, 1981; Nagem, 1985).
Em áreas de simpatria de C. lectularius e C. hemipterus menos que 10%
das habitações se apresentam infestadas por ambas as espécies (Newberry et al.,
1987; Newberry e Mchunu, 1989; Reinhardt e Siva-Jothy, 2007). Entretanto, esta co-
habitação local resulta em exclusão reprodutiva mútua, pois o cruzamento de machos
de C. hemipterus com fêmeas de C. lectularius é prejudicial a estas últimas, tem
efeito sobre a fertilidade e reduz a longevidade (Walpole e Newberry, 1988;
Newberry e Mchunu, 1989; Reinhardt e Siva-Jothy, 2007), produzindo ovos
usualmente estéreis (Usinger, 1966; Newberry, 1988; Walpole, 1988), e o esperma
de C. hemipterus é tóxico para C. lectularius (Davis, 1966; Busvine, 1976). O
cruzamento oposto, isto é, machos de C. lectularius com fêmeas de C. hemipterus
não tem efeito na fertilidade e longevidade das fêmeas de C. hemipterus (Newberry e
Mchunu, 1989), mas origina ninfas que não se desenvolvem (Busvine, 1976). Nesta
hibridação, emergem dos ovos postos por estas fêmeas ninfas moribundas que
morrem no primeiro estágio ninfal (Newberry, 1988).
Uma possível explicação para a erradicação de populações de C.
lectularius em áreas tropicais é a coexistência das duas espécies com conseqüente
cruzamento interespecífico (Usinger, 1966; Newberry et al., 1987; Walpole e
Newberry, 1988), porém fatores ambientais não devem ser descartados, tais como a
temperatura e a umidade também podem ser responsáveis pela distribuição restrita de
C. lectularius e C. hemipterus (Walpole, 1988).
Percevejos de cama domiciliados durante o dia abrigam-se nas fendas e
nos orifícios das paredes, das mobílias, do assoalho, do rodapé, no forro, sob carpetes
fixos, atrás de quadros, nos estrados das camas, nas costuras dos colchões, dos
travesseiros, das malas de viagem, dos cobertores, das cortinas, das barracas de
acampamento e em outros escaninhos em residências, hotéis, motéis, restaurantes,
ônibus, navios, aviões, caminhões de mudanças, etc; e à noite emergem de seus
esconderijos em busca de repasto sangüíneo (Usinger, 1966; King et al., 1989;
Forattini, 1990; Boase, 2001; Ter Poorten e Prose, 2005; World Health Organization,
2006).
São encontrados facilmente em roupas sujas, cobertas e bagagens de
locais infestados (World Health Organization, 1982), são reconhecidos pelo cheiro
5
de coentro (Coriandrum sativum) que deixam no cômodo e pelas manchas marrons
avermelhadas de sangue e fezes nas mobílias e paredes (World Health Organization,
1982; King et al., 1989; Marcondes, 2001; Thomas et al., 2004; Ter Poorten e Prose,
2005). Este odor é emitido pela glândula de cheiro dos percevejos adultos quando
perturbados, bem como pela abundância de excretas no local infestado (World
Health Organization, 1982).
Nos países em desenvolvimento as infestações são altas com 56% das
casas infestadas com C. hemipterus na Tanzânia (Temu et al., 1999), e 65% em
Hyderabad na Índia (Boase, 2001). No Brasil foi observado aumento dos dados de
infestação na cidade de Belo Horizonte (Nagem, 1985; Ter Poorten e Prose, 2005).
Embora as campanhas de controle dos vetores da febre amarela, dengue, malária e
doença de Chagas tenham reduzido indiretamente as infestações de percevejos de
cama, a negligência das autoridades governamentais em relação à saúde humana ou a
resistência adquirida aos inseticidas aplicados favoreceram o seu aumento
(Negromonte et al., 1991).
Infestações prolongadas e intensas de percevejos de cama no ambiente
humano podem causar nos indivíduos nervosismo, letargia, palidez, diarréia,
náuseas, vômitos (Ter Poorten e Prose, 2005), ansiedade, insônia (Thomas et al.,
2004), angústia, estresse (Reinhardt e Siva-Jothy, 2007), desconforto físico e
psicológico (Harlan, 2006).
Crianças de casas infestadas podem ser reconhecidas pelas fezes
pastosas, desatenção e falta de energia (World Health Organization, 1982), níveis
elevados de percevejos de cama podem causar anemia em crianças e animais
domésticos devido à intensa espoliação sangüínea (Forattini, 1990). Há relatos de
casos de deficiência de ferro em crianças na Índia pela excessiva exposição a
percevejos de cama (Temu et al., 1999; Ter Poorten e Prose, 2005). Usinger (1966)
informou que teve decréscimo de hemoglobina durante o período de sete anos
alimentando percevejos de cama em si próprio e do mesmo modo permaneceu baixa
até com a suplementação de ferro via oral e injetável, e somente ocorreu aumento
após a descontinuidade da alimentação dos insetos. Entretanto, para Reinhardt e
Siva-Jothy (2007), nenhuma evidência existe que picadas de percevejos de cama
conduzem para uma anemia por deficiência de ferro.
Picadas de percevejos de cama provocam nos indivíduos sensíveis
sintomas típicos como prurido e pápulas eritematosas (Usinger, 1966; World Health
6
Organization, 1982; Thomas et al., 2004; Hwang et al., 2005; Ter Poorten e Prose,
2005; Harlan, 2006). Podem também desenvolver outros sinais clínicos menos
comuns, mas severos, tais como urticária gigante, erupção de bolhas transparentes e
até hemorrágicas (Thomas et al., 2004; Hwang et al., 2005; Ter Poorten e Prose,
2005), edema e inflamação (World Health Organization, 1982). A maioria dos
indivíduos é sensível às picadas destes insetos (Reinhardt e Siva-Jothy, 2007), e
dependendo desta sensibilidade podem também ocorrer reações de anafilaxia
(Thomas et al., 2004; Ter Poorten e Prose, 2005; Harlan, 2006; Reinhardt e Siva-
Jothy, 2007) e, ocasionalmente, morte (Ryckman, 1979).
Percevejos de cama têm um papel insignificante na transmissão de
doenças (World Health Organization, 1982), embora existam razões para serem
vetores ideais de patógenos: 1) são hematófagos obrigatórios; 2) sugam sangue uma
ou mais vezes em cada estágio imaturo e repetidamente durante a vida adulta; 3) uma
colônia pode se alimentar de vários hospedeiros transitórios; e 4) podem ser
infectados por um grande número de patógenos sob condições laboratoriais
(Rychman et al., 1981).
São suspeitos de transmitir uma variedade de agentes etiológicos tais
como bactérias, vírus e protozoários causadores de 41 doenças humanas (Burton,
1963; Rychman et al., 1981). Dentre as suposições de transmissão, patógenos de
aproximadamente vinte destas doenças foram encontrados no corpo de C. lectularius
e de C. hemipterus (Burton, 1963; Usinger, 1966; Ter Poorten e Prose, 2005). Nesta
listagem, C. lectularius é suspeito de transmitir os agentes etiológicos causadores da
filariose, mansoneliase, leishmaniose visceral, leishmaniose tegumentar,
leishmaniose tegumentar americana, hanseníase, septicemia estafilocócica, antraz
maligno, pneumonia tipo II, tularemia, peste bubônica, brucelose, febre paratifóide,
tifo exantemático epidêmico, tifo murino, febre maculosa das montanhas rochosas,
febre Q, febre recorrente, leptospirose e os vírus da poliomielite, febre amarela,
varíola e coriomeningite linfocítica. Destas doenças apenas os patógenos da filariose
(Wuchereria bancrofti), leishmaniose visceral (Leishmania donovani), leishmaniose
tegumentar (L. tropica), febre recorrente (Borrelia recurrentis) e os vírus da febre
amarela foram localizados no corpo de C. hemipterus. Entretanto, nenhuma
evidência substancial de transmissão destes organismos para humanos por percevejos
de cama foi registrada (Ter Poorten e Prose, 2005).
7
Adicionalmente, estudos de infecção baseado em testes com antígeno de
superfície para hepatite B com C. hemipterus e C. lectularius mostraram
infectabilidade e presença dos vírus da hepatite B nestes insetos por seis semanas
(Ogston et al., 1979), e sete semanas e meia (Jupp e McElligott, 1979),
respectivamente, após alimentação com sangue infectado. Posteriormente, Jupp et al.
(1983) afirmaram que não ocorre a multiplicação biológica do vírus nestes
percevejos de cama, mas os indicou como possíveis vetores do vírus da hepatite B,
podendo a transmissão para humanos ocorrer de forma inteiramente mecânica,
seguindo três prováveis rotas: 1) a contaminação da pessoa devido ao esmagamento
do percevejo infectado durante a alimentação; 2) a contaminação através das fezes
infectadas, especialmente pela arranhadura do local da picada; e 3) a infecção pelas
picadas devido à regurgitação ou à sucção interrompida.
Também se suspeitou que percevejos de cama pudessem transmitir os
vírus da imunodeficiência humana (HIV), pelas mesmas rotas sugeridas para o vírus
da hepatite B (Cook, 1985). Teoricamente, pode ocorrer a transmissão biológica de
vírus, a qual requer replicação viral nos tecidos do artrópode (especialmente nas
glândulas salivares), ou transmissão mecânica pela simples transferência do vírus ao
hospedeiro através das peças bucais contaminadas (Webb et al., 1989). Ensaios
experimentais demonstraram que HIV sobrevivem por 1-4 horas em C. lectularius e
por oito dias em C. hemipterus após repasto com sangue infectado (Lyons et al.,
1986; Webb et al., 1989). Embora percevejos de cama pudessem transmitir HIV em
baixos níveis, outros fatores combinados poderiam acentuar a susceptibilidade das
pessoas como a exposição à repetidas picadas numa infestação, a imunossupressão
devido à desnutrição e a ativação excessiva de linfócitos T4 por infecções recorrentes
(Lyons et al., 1986).
Investigações sobre a capacidade de cimicídeos serem portadores de
partículas infecciosas são realizadas atualmente, mas nenhuma replicação viral e
infectabilidade foram confirmadas (Reinhardt e Siva-Jothy, 2007).
Outra doença a qual cimicídeos são suspeitos de transmissão é a
tripanossomíase americana. Cimex lectularius e C. hemipterus foram listados como
hospedeiros experimentais de Trypanosoma cruzi (Lent, 1939; Brumpt, 1949), pois
são facilmente infectados por este protozoário e foram encontradas formas
infectantes (tripomastigotas metacíclicas) para mamíferos no intestino posterior e nas
fezes destes percevejos de cama (Pipkin, 1969; Sousa, 1999).
8
Infecções experimentais com C. lectularius foram realizadas por Dias
(1934) e Jörg e Natula (1982), nas quais foram obtidas as infecções do inseto após
refeição de sangue de roedores infectados por T. cruzi e constatada transmissão de
tripanossomos para roedores não infectados. Entretanto, a forma dominante de
infecção foi através da picada (Jörg e Natula, 1982), e posteriormente, reiterada a
transmissão via regurgitação (Jörg, 1992). Também foi estudado o desenvolvimento
experimental do protozoário no percevejo de cama através de análises histológicas do
intestino médio e das glândulas salivares e foram observadas formas amastigotas e
flageladas, sendo a maioria amastigotas (Jörg, 1992). Como também foram
encontradas formas flageladas no trato digestivo com aparente desenvolvimento de
formas amastigotas no proventrículo e tripomastigotas metacíclicas no reto (Storino e
Jörg, 1994).
A infecção experimental de cimicídeos com T. cruzi (Dias, 1934;
Brumpt, 1949; Jörg e Natula, 1982; Forattini, 1990; Jörg, 1992), a descoberta de C.
lectularius infectado naturalmente com T. cruzi (Jörg e Natula, 1982; Jörg, 1992;
Rey, 1991), e a transmissão deste parasito para humanos atribuídos a estes
percevejos em um caso na Argentina (Lausi, 1973; Jörg, 1992; Amato Neto, 2000),
sugerem que percevejos de cama em condições naturais de elevada densidade e em
áreas de endemia chagásica podem agir como vetor ou hospedeiro intermediário no
ciclo do T. cruzi (Jörg e Natula, 1982; Forattini, 1990; Dias et al., 2005). Contudo, é
consenso que artrópodes cimicídeos não representam um papel epidemiológico
significante (Rey, 1991; World Health Organization, 2006), mas a possível
transmissão não é descartada (Jörg e Natula, 1982; Forattini, 1990; Amato Neto et
al., 2000; Dias et al., 2005).
A possibilidade de transmissão mecânica de agentes infectantes durante a
alimentação de C. hemipterus torna interessante a compreensão de aspectos
estruturais e fisiológicos das glândulas salivares destes insetos.
Nos insetos picadores e sugadores como C. hemipterus, as peças bucais
especializadas formam uma probóscide que sustenta um tubo alimentar e um ducto
salivar (Busvine, 1966). A maioria dos insetos apresenta glândulas associadas ao
tubo digestivo, sendo que a abertura comum do ducto salivar repousa em uma bolsa
salivar na base da hipofaringe (Baptist, 1941) (Fig. 2).
A saliva dos insetos exerce funções de limpar e umedecer o aparato bucal
quando não está sendo usado (Busvine, 1966), bem como meio de dissolução e
9
solubilização do alimento, meio de sustentação dos canais alimentar e salivar
oriundos dos estiletes no ato da sucção pela formação de um canal curto por
deposição de material de revestimento, lubrificante das peças bucais quitinosas, fonte
primária de enzimas para digestão de açúcares e sangue, fonte de água durante a
alimentação para liberação de ativadores salivares e para regulação dos fluídos
corporais (Stark e James, 1996).
Figura 2 – Representação esquemática da anatomia interna da cabeça e
de parte do protórax de Cimex lectularius em corte longitudinal mediano (Puri,
1924). Labium (Lb), labro (Lr), hipofaringe (Hf), bomba salivar (BS), músculo
retrator da bomba salivar (MR), faringe (F), gânglio supraesofágico (GSp), gânglio
subesofágico (GSb), terminação anterior do vaso dorsal (VD), corpo gorduroso (CG)
e esôfago (Eso). Sem escala.
As células que compreendem as glândulas salivares dos insetos estão
diferenciadas para exercerem três funções básicas: 1) produção e secreção de
enzimas e outras substâncias presentes na saliva, 2) movimento de água da hemolinfa
para o lúmen da glândula e 3) modificação do fluído que passa no ducto salivar pela
reabsorção de íons e de água (Chapman, 1998).
As glândulas salivares dos insetos variam em sua estrutura e função
(Stark e James, 1996). Em mosquitos existe dimorfismo sexual, as glândulas
2
10
salivares do macho têm aproximadamente 1/5 do tamanho das glândulas salivares da
fêmea, um reflexo de que somente as fêmeas sugam sangue e os machos alimentam-
se de açúcares. Em cupins, as glândulas salivares têm importante papel na trofalaxia
(comportamento do operário de regurgitar o alimento e transferir para outro
indivíduo), e nos soldados de algumas espécies são usadas como órgão de defesa
(Quennedey, 1975).
Na maioria dos insetos as glândulas salivares são estruturalmente
glândulas labiais e a função salivar é exercida pelas glândulas mandibulares e
maxilares, entretanto nos Hemiptera, as glândulas salivares assumiram os papéis das
glândulas mandibulares e maxilares (Baptist, 1941). São em número de duas, se
localizam no tórax, uma a cada lado do esôfago, com uma organização estrutural
variando de simples a complexamente ramificadas, contorcidas e podendo apresentar
um reservatório na parte condutora. Nos Hemiptera, o sistema salivar está
representado por uma glândula principal e uma acessória em cada lado do corpo,
sendo que o ducto da glândula salivar acessória desemboca no ducto da glândula
principal, e este por sua vez, mais adiante, na cabeça, junta com o seu par formando
um ducto comum muito curto, que imediatamente passa a bomba salivar e abre em
sua porção anterior (Baptist, 1941; Azevedo et al., no prelo) (Fig. 3).
Figura 3 – Representação esquemática da bomba salivar de Cimex
lectularius em corte longitudinal mediano (Puri, 1924). Porção anterior da bomba
salivar (PA), borda posterior da abertura do canal salivar que age como uma válvula
(V), ductos salivares (DS), pistão (P), parede posterior da bomba salivar (PP), haste
de sustentação dos músculos retratores (SM). Sem escala.
3
11
Em Hemiptera as glândulas salivares principais variam
morfologicamente, em regra são bilobadas compreendendo um lobo anterior e um
posterior, os quais variam de tamanho, sendo o lobo anterior sempre menor que o
posterior. Em algumas glândulas o lobo anterior é separado do posterior por um
ducto lobar, e neste caso os lobos são subdivididos em numerosos lóbulos que podem
diferir em tamanho e estrutura (Baptist, 1941) (Fig. 4). Em Pentatomorpha, apenas
uma única família, a Pentatomidae, retém a característica de glândula bilobadas
simples, nas outras famílias ocorre à multiplicação secundária destes lobos (Miles,
1972). Também podem ser encontradas glândulas principais trilobadas e
quadrilobadas, sendo a primeira formada pelos lobos anterior, posterior e lateral, a
segunda além destes possui o lobo medial (Baptist, 1941) (Fig. 4). Há também as
glândulas salivares principais unilobadas que apresentam uma vaga constrição na
região onde emerge o ducto glandular, bem como há as que não apresentam nenhum
traço de divisão e o ducto emerge da extremidade anterior, divergindo dos outros
Heteroptera onde o ducto parte da região entre os lobos glandulares (Fig. 4). Em C.
lectularius e Rhodnius prolixus as glândulas salivares principais são unilobadas
(Puri, 1924; Baptist, 1941; Usinger, 1966; Forattini, 1990).
Nos hemípteros geralmente as glândulas salivares acessórias são
glândulas vesiculares de forma relativamente ovóide, entretanto algumas famílias
apresentam estas glândulas como tubulares (Baptist, 1941) (Fig. 4). Neste caso, as
glândulas têm a região secretora terminal semelhante ao ducto não sendo possível a
distinção dentre ambos ou a parte terminal levemente mais espessa favorecendo a
distinção da porção secretora terminal do ducto (Baptist, 1941; Chapman, 1998).
Usinger (1966) descreveu as características morfológicas das glândulas
salivares de cimicídeos baseado na anatomia interna de C. lectularius. As glândulas
salivares principais são piriformes e seus ductos estendem na cabeça e desembocam
na bomba cibarial. As glândulas salivares acessórias são menores e arredondadas, e o
seu longo ducto se estende na cabeça e retorna ao tórax para desembocar no hilo da
glândula salivar principal. Assim, o sistema salivar é formado por um par de
glândulas salivares principais e um par de glândulas salivares acessórias localizadas
no tórax. As glândulas salivares principais de C. lectularius são unilobadas e o seu
ducto emerge da extremidade anterior e as glândulas salivares acessórias são
glândulas alveolares (Baptist, 1941).
12
Figura 4 – Representação esquemática de glândulas salivares de alguns
Heteroptera (Baptist, 1941). (A) Bilobada simples em Pentatomidae. (B) Bilobada
modificada (multilobulada) em Nepidae. (C) Trilobada em Lygaeidae. (D)
Quadrilobada em Pyrrhocoridae. (E) Unilobada em Rhodinius prolixus. (F)
Unilobada em Cimex lectularius. Glândula salivar acessória (ag), lobo anterior da
glândula salivar principal (al), lobo posterior da glândula salivar principal (pl), ducto
da glândula salivar principal (pd), ducto da glândula salivar acessória (ad), ducto do
lobo anterior (adl), lobo lateral da glândula salivar principal (ll), lobo mediano da
glândula salivar principal (ml), glândula salivar principal (pg). Sem escala.
Triatomíneos, vetores em potencial de tripanossomíase, são alvos de
atenção de pesquisadores para estudos da anatomia, histologia e ultra-estrutura das
glândulas salivares (Lacombe, 1999). Entretanto, vários fatores justificam da mesma
forma pesquisas nessa área com percevejos de cama domiciliados, como as suspeitas
de que eles possam atuar como transmissores da tripanossomíase americana em áreas
de endemia e de que esta transmissão possa ocorrer através da picada via
regurgitação como observada em experimentos com C. lectularius. Devido ao fato de
C. hemipterus representar a espécie mais comum no território brasileiro e no intuito
de fornecer subsídios a futuros estudos de infecção experimental de C. hemipterus
com T. cruzi, este trabalho descreve a estrutura e ultra-estrutura das glândulas
salivares principais e acessórias de C. hemipterus não infectado por T. cruzi.
4
13
MATERIAL E MÉTODOS
Os espécimes de C. hemipterus utilizados neste estudo foram obtidos de
colônias estabelecidas no Setor de Morfologia, Ultra-estrutura e Bioquímica de
Artrópodes e Parasitos do Departamento de Entomologia do Instituto Oswaldo Cruz
da Fundação Instituto Oswaldo Cruz (IOC/FIOCRUZ), Rio de Janeiro.
Os exemplares foram alimentados e transportados vivos ao Laboratório
de Biologia Celular do Departamento de Biologia Geral da Universidade Federal de
Viçosa, Viçosa-MG, onde foram mantidos a 25° C até as análises.
Insetos adultos de C. hemipterus, seis machos e uma fêmea foram
imobilizados a frio e dissecados em solução salina para insetos (0,7% KCl + 0,3%
NaCl) com uso de microscópio esteroscópico. Para a remoção das glândulas salivares
principais e acessórias foram feitos cortes nas laterais do protórax e removida
cuidadosamente a cutícula. Posteriormente, a cabeça foi levemente puxada do
restante do corpo e as glândulas salivares principais e acessórias foram expostas e
isoladas.
Para as análises histológicas, as peças foram fixadas em solução de
Zamboni (Stefanini et al., 1967) por 4 horas em temperatura ambiente. A seguir as
glândulas salivares foram desidratadas em série alcoólica de concentração crescente,
embebidas e incluídas em historesina JB4. Secções com 3 μm de espessura foram
coradas com hematoxilina e eosina, analisadas e fotografadas em microscópio de luz.
Para os estudos ultra-estruturais, as glândulas salivares foram fixadas em
glutaraldeído a 2,5% em tampão cacodilato de sódio 0,1 M e em seguida, pós-fixados
em tetróxido de ósmio a 1% no mesmo tampão por 6 horas em temperatura ambiente.
Posteriormente, as peças foram lavadas no mesmo tampão e contrastadas en bloc
com acetato de uranila a 1% por 16 horas. Após desidratação em série de acetona, as
amostras foram embebidas e incluídas em resina Epon-Araldite. As secções
ultrafinas foram contrastadas com acetato de uranila a 1% e citrato de chumbo
segundo Reynolds (1963), analisados e fotografados em microscópio eletrônico de
transmissão Zeiss EM109 no Núcleo de Microscopia e Microanálise da Universidade
Federal de Viçosa.
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RESULTADOS
O sistema salivar de Cimex hemipterus é formado por um par de
glândulas principais e um par de glândulas acessórias que se localizam em posição
látero-dorsal no protórax (Fig. 5). As glândulas salivares principais apresentam uma
porção distal dilatada com forma oval. As glândulas salivares acessórias são menores
que as principais e a sua porção distal dilatada se apresenta de forma esférica,
caracterizando glândulas vesiculares. Ambas as glândulas são unilobadas e exibem
cor branca translúcida em solução fisiológica para insetos. Cada porção distal
dilatada desemboca em um ducto salivar longo e fino (Fig. 5). Os ductos glandulares
partem da extremidade anterior da glândula em direção a cabeça, entretanto o da
glândula salivar acessória retorna e desemboca no hilo da glândula salivar principal.
Figura 5 – Representação esquemática das glândulas salivares de C.
hemipterus em vista dorsal (modificado de Puri, 1924). Clípeo (C), antena (A), olho
(O), protórax (Pro), bomba cibarial (BC), esôfago (Eso), região proximal do ducto da
glândula salivar principal (Ä), região distal do ducto da glândula salivar principal
(Ì), hilo da glândula salivar principal (H), porção secretora da glândula salivar
principal (PSP), ducto da glândula salivar acessória (DA), porção vesicular da
glândula salivar acessória (PVA), extremidade distal da glândula salivar acessória
(ED). Sem escala.
Ä
Ì
5
15
GLÂNDULAS SALIVARES PRINCIPAIS
As glândulas salivares principais de C. hemipterus apresentam uma
porção mais dilatada, secretora, formada por epitélio colunar simples (Fig. 6),
assentado sobre uma fina membrana basal, circundada por fibras musculares (Fig. 7 e
8). As fibras musculares são vistas dispostas em sentido longitudinal e circular à
glândula em contato com a hemocele (Fig. 7 e 8).
As células secretoras são colunares, binucleadas e com a superfície
apresentando borda estriada (Fig. 9). Os núcleos são esféricos a ovais, geralmente
com um nucléolo evidente e de posição excêntrica. A cromatina se mostra
descondensada ao redor do nucléolo e em grumos condensados distribuídos
próximos ao envoltório nuclear (Fig. 8).
As células secretoras próximas à emergência do ducto glandular
apresentam-se mais baixas (Fig. 10), enquanto que as células que formam o ducto da
glândula são achatadas, com núcleo apresentando cromatina condensada (Fig. 11 e
12). Na região proximal do ducto, as células epiteliais que circundam o lúmen,
apresentam-se similares às da região distal (Fig. 13). A cutícula no ducto é fina.
Na região basal do epitélio, as células secretoras estão assentadas na
membrana basal e sobre fibras musculares dispostas longitudinalmente (Fig. 14 e
15). A membrana plasmática basal das células secretoras sofre invaginações e origina
dobras para dentro do citoplasma, formando um labirinto basal (Fig. 14).
O citoplasma das células secretoras contém gotas de secreção elétron-
lúcida, grânulos de secreção elétron-densos e retículo endoplasmático rugoso bem
desenvolvido (Fig. 16, 17 e 18). O núcleo é oval com superfície irregular (Fig. 19). O
nucléolo é evidente, e em torno deste, a cromatina apresenta heterogênea com áreas
menos elétron-densas e áreas mais elétron-densas formando grumos de distribuição
homogênea (Fig. 19). Como observado à microscopia de luz (Fig. 8), na periferia da
membrana nuclear também apresenta cromatina em grumos (Fig. 20).
As células secretoras são altas com microvilosidades no ápice (Fig. 16),
voltadas para o lúmen estreito (Fig. 21). Próximo a estas são observados
aglomerados de pequenos grânulos elétron-densos característicos de depósitos de
glicogênio, bem como vesículas elétron-densas de morfologia heterogênea (Fig. 21,
22 e 23). Junções aderentes, demossomos e interdigitações são observados entre as
16
células adjacentes (Fig. 17, 20, 22 e 23). A base da célula secretora possui
aproximadamente a metade da largura do ápice celular (Fig. 21).
A secreção no lúmen exibe uma composição heterogênea, com área
central elétron-lúcida (Fig. 16) e próxima as microvilosidades é relativamente
elétron-densa (Fig. 18, 20 e 23).
17
Figuras 6-9: Fotomicrografias de secções histológicas da porção secretora das
glândulas salivares principais de Cimex hemipterus. Coloração HE. Barra 10 μm.
Fig. 6: Epitélio glandular sobre a camada muscular e revestindo o lúmen. Camada
muscular (CM), epitélio (Ep), núcleo (N), lúmen (L).
Fig. 7, 8 e 9: Glândula salivar principal em corte tangencial. Fig. 7: Disposição das
fibras musculares. Fibra muscular (FM), núcleo (N). Fig. 8: Detalhe da célula
secretora e da fibra muscular. Fibra muscular (FM), núcleo (N), nucléolo (seta). Fig.
9: Borda estriada na superfície apical das células secretoras. Núcleo (N), borda
estriada(setas).
18
19
Figuras 10-13: Fotomicrografias de secções histológicas das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus. Coloração HE. Barra 10 μm.
Fig. 10: Epitélio glandular da porção secretora próxima ao ducto da glândula salivar
principal em corte longitudinal. Núcleo (N), lúmen (L).
Fig. 11: Epitélio glandular na emergência do ducto da glândula salivar principal em
corte transversal. Núcleo (N), lúmen (L).
Fig. 12: Epitélio glandular do ducto da glândula salivar principal em corte
longitudinal. Núcleo (N), lúmen (L).
Fig. 13: Região proximal do ducto da glândula salivar principal em corte
longitudinal. Epitélio (Ep), núcleo (seta), lúmen (L).
20
21
Figuras 14-15: Eletronmicrografias da porção secretora das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus.
Fig. 14: Região basal da célula secretora mostrando as invaginações da membrana
plasmática basal formando o labirinto basal. Membrana basal (MB), dobra da
membrana plasmática basal (seta). Barra 0,5 μm.
Fig. 15: Região basal da célula secretora mostrando a disposição das fibras
musculares sob a membrana basal da célula secretora. Fibra muscular (FM),
membrana basal (MB). Barra 0,1 μm.
22
23
Figuras 16-17: Eletronmicrografias da porção secretora das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus.
Fig. 16: Epitélio glandular. Gota de secreção (GS), vesícula (Ve), pequenos grânulos
(G), microvilosidade (Mv). Barra 1,0 μm.
Fig. 17: Região médio-apical da célula secretora exibindo um citoplasma rico em
gotas de secreção. Gota de secreção (GS), grânulo de secreção (GD), desmossoma
(seta), junção aderente (cabeça de seta), microvilosidade (Mv). Barra 0,5 μm.
24
25
Figuras 18-19: Eletronmicrografias da porção secretora das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus.
Fig. 18: Região médio-apical da célula secretora. Retículo endoplasmático rugoso
(RER), microvilosidade (Mv), secreção (Sc). Barra 0,5 μm.
Fig. 19: Região mediana da célula secretora. Núcleo (N), nucléolo (Nu), cromatina
condensada (C). Barra 2,0 μm.
26
27
Figuras 20-21: Eletronmicrografias da porção secretora das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus.
Fig. 20: Região médio-apical de células secretoras adjacentes. Núcleo (N), cromatina
condensada (C), retículo endoplasmático rugoso (RER), junção aderente (cabeça de
seta), microvilosidade (Mv), secreção (Sc). Barra 0,5 μm.
Fig. 21: Epitélio glandular revestindo o lúmen. Gotas de secreção (GS),
microvilosidade (Mv), secreção (Sc), lúmen (L). Barra 2,0 μm.
28
29
Figuras 22-23: Eletronmicrografias da porção secretora das glândulas salivares
principais de Cimex hemipterus.
Fig. 22: Detalhe da região apical da célula secretora. Gota de secreção (GS), vesícula
(Ve), pequenos grânulos (G), desmossoma (seta), junção aderente (cabeça de seta),
microvilosidade (Mv). Barra 0,5 μm.
Fig. 23: Região apical da célula secretora. Gota de secreção (GS), vesícula (Ve),
interdigitação (cabeça de seta), microvilosidade (Mv), secreção (Sc). Barra 1,0 μm.
30
31
GLÂNDULAS SALIVARES ACESSÓRIAS
As glândulas salivares acessórias de C. hemipterus apresentam uma
porção mais dilatada formada por epitélio variando de pavimentoso simples a cúbico
simples, revestindo um lúmen amplo (Fig. 24 e 25). As células secretoras apresentam
citoplasma de coloração acidófila, núcleo de forma oval e com cromatina condensada
de distribuição homogênea (Fig. 25).
Na extremidade distal é observada uma região pequena formada por um
conjunto celular que gradativamente aumenta em tamanho e exibe um lúmen pouco
aparente (Fig. 26). Este conjunto celular abruptamente se distende ampliando o seu
lúmen e termina na região posterior da porção vesicular (Fig. 27). O lúmen da
extremidade distal apresenta secreção acidófila e homogênea, diferindo da secreção
no lúmen da porção vesicular, a qual é bem diluída e heterogênea (Fig. 24 e 26).
O ducto glandular emerge de forma enovelada da região anterior da
porção vesicular e é revestido por células achatadas que delimitam um lúmen estreito
(Fig. 27). A cutícula é fina. As células do ducto apresentam citoplasma homogêneo
de coloração acidófila e núcleo achatado (Fig. 28). Um pouco mais adiante, em
porção mais próxima a região cefálica, o ducto mostra-se pouco enovelado (Fig. 29).
As células secretoras são baixas assentadas na membrana basal. O núcleo
é achatado, de contorno irregular, com nucléolo evidente e cromatina de distribuição
homogênea com dispersas áreas pouco elétron-densas (Fig. 30). As fibras
musculares, por sua vez, repousam sob a membrana basal da célula secretora e
envolvem externamente a glândula (Fig. 31).
O citoplasma da célula secretora apresenta-se vacuolado com
mitocôndrias alongadas e agrupadas, como também dispersas próxima a membrana
plasmática apical e basal (Fig. 32). Retículo endoplasmático liso bem desenvolvido
com forma tubular e vesicular (Fig. 33) e áreas intercaladas com retículo
endoplasmático rugoso (Fig. 34).
Na região apical são observados vacúolos de diferentes tamanhos
contendo secreção pouco elétron-densa sendo eliminados no lúmen glandular, bem
como figuras mielínicas (Fig. 30 e 34). As células adjacentes apresentam
interdigitações com junções septadas, além de mitocôndrias próximas à membrana
plasmática basolateral (Fig. 31 e 35).
32
Figuras 24-29: Fotomicrografias de secções histológicas das glândulas salivares
acessórias de Cimex hemipterus. Coloração HE.
Fig. 24 e 25: Porção vesicular. Fig. 24: Região mediana. Barra 30 μm. Fig. 25:
Região distal. Barra 10 μm. Epitélio (Ep), núcleo (N), lúmen (LV).
Fig. 26: Extremidade distal. O conjunto celular que forma a extremidade distal
gradativamente aumenta de tamanho e exibe um lúmen em sua região mais próxima
da porção vesicular. Conjunto celular distal (seta fina), conjunto celular mediano
(seta grossa), conjunto celular proximal (cabeça de seta), lúmen (LE), núcleo (N).
Barra 10 μm.
Fig. 27: Porção vesicular, extremidade distal e ducto. O conjunto celular que forma a
extremidade distal termina na região posterior da porção vesicular e o ducto emerge
de forma enovelada da região anterior da porção vesicular. Lúmen da porção
vesicular (LV), terminação da extremidade distal (seta), lúmen da extremidade distal
(LE), região anterior da porção vesicular (Ä), ducto (Du). Barra 10 μm.
Fig. 28: Detalhe do ducto emergindo de forma enovelada da região anterior da
porção vesicular. Porção vesicular (PVA), ducto (Du), lúmen (L), núcleo (N). Barra
10 μm.
Fig. 29: Ducto proximal pouco enovelado em corte longitudinal. Lúmen (L). Barra
10 μm.
33
Ä
34
Figuras 30-31: Eletronmicrografias da porção vesicular das glândulas salivares
acessórias de Cimex hemipterus.
Fig. 30: Célula secretora. Membrana basal (MB), núcleo (N), nucléolo (Nu), vacúolo
(V), secreção (Sc). Barra 0,5 μm.
Fig. 31: Região basolateral da célula secretora. Membrana basal (MB), fibra
muscular (FM), vacúolo (V), interdigitação (cabeça de seta), mitocôndria (M). Barra
2,0 μm.
35
36
Figuras 32-33: Eletronmicrografias da porção vesicular das glândulas salivares
acessórias de Cimex hemipterus.
Fig. 32: Célula secretora mostrando o agrupamento mitocondrial no citoplasma.
Membrana basal (MB), mitocôndria (M), núcleo (N), nucléolo (Nu), vacúolo (V),
secreção (Sc). Barra 0,5: μm.
Fig. 33: Região basal da célula secretora mostrando a disposição do retículo
endoplasmático tubular e vesicular no citoplasma. Membrana basal (MB), retículo
endoplasmático tubular (seta), retículo endoplasmático vesicular (cabeça de seta),
vacúolo (V). Barra 0,5 μm.
37
38
Figuras 34-35: Eletronmicrografias da porção vesicular das glândulas salivares
acessórias de Cimex hemipterus.
Fig. 34: Detalhe da região apical da célula secretora mostrando liberação de vacúolos
de diferentes tamanhos e elétrons densidades no lúmen glandular e figuras
mielínicas. Cisternas de retículo endoplasmático rugoso (seta), vacúolo (V), figura
mielínica (Mi), secreção (Sc). Barra 0,1 μm.
Fig. 35: Detalhe da região basolateral da célula secretora. Mitocôndria (M),
interdigitações com junções septadas (cabeça de seta). Barra 0,1 μm.
39
40
DISCUSSÃO
O padrão anatômico do sistema salivar de C. hemipterus com um par de
glândulas salivares principais e um par de glândulas salivares acessórias é similar a
outros Heteroptera e semelhante às glândulas salivares de C. lectularius (Puri, 1924;
Baptist, 1941; Usinger, 1966; Forattini, 1990) (Fig. 36). Entretanto, não foi
observado o formato piriforme para a glândula salivar principal em C. hemipterus.
Figura 36 – Representação esquemática da glândula salivar principal de
C. lectularius. (A) Puri, 1924. (B) Baptist, 1941. (C) Usinger, 1966. (D) Forattini,
1990. Sem escala.
Há variações na conformação das glândulas salivares principais de C.
lectularius, as quais apresentam um pouco curtas (Baptist, 1941), relativamente mais
longas (Usinger, 1966) e até mais dilatadas (Forattini, 1990) (Fig. 36). Estas
diferenças podem ser em decorrência do estado de nutrição do inseto. Baptist (1941)
expõe que para Rhodnius, Triatoma e Cimex não existem diferenças na aparência
estrutural das células secretoras antes e imediatamente após a alimentação.
Entretanto, em Triatoma infestans em jejum as glândulas salivares são repletas de
secreção, com tecidos glandulares distendidos e células em repouso, sendo que em
indivíduos após o término do repasto se encontram todos os tipos intermediários de
células secretoras entre o começo da regeneração e a fase de plena secreção ou até
em repouso (Barth, 1954). Aqui, o termo repouso designado por Barth (1954) é
36
41
utilizado para denominar a célula secretora que está em atividade para manutenção
celular e em condições de secretar sem demora grande quantidade de líquido por
ocasião da picada. Deste modo, dependendo das fases de secreção que se encontram
as células secretoras, elas interferem no intumescimento e na conformação geral da
glândula salivar, o que pode ser a explicação para as diferenças encontradas nestes
esquemas (Fig. 36).
Anatomicamente, as glândulas salivares acessórias de C. lectularius
apresentam uma extremidade distal afilada (Usinger, 1966; Forattini, 1990),
entretanto esta extremidade é ausente nos esquemas de Puri (1924) e Baptist (1941)
(Fig. 37). Em C. hemipterus pôde-se observar em cortes histológicos a extremidade
distal como um agrupamento celular com lúmen pouco aparente, o qual aumenta em
tamanho e desemboca na região posterior da porção vesicular. No predador
Brotocoris tabidus, uma região similar foi observada no lobo posterior da glândula
salivar principal (Azevedo et al., no prelo). As funções das células nesta região da
glândula permanecem desconhecidas, pois os resultados aqui obtidos não
evidenciaram diferenças ultra-estruturais entre as células secretoras, apesar de terem
sido observadas diferenças na aparência da secreção. Como a função das glândulas
salivares acessórias é o aumento do volume da água salivar (Baptist, 1941; Miles,
1960; Miles, 1972; Miles e Slowiak, 1976), estas diferenças podem ser explicadas
pela diluição da secreção na porção vesicular.
Figura 37 – Representação esquemática da glândula salivar acessória de
C. lectularius. (A) Puri, 1924. (B) Baptist, 1941. (C) Usinger, 1966. (D) Forattini,
1990. Sem escala.
O branco translúcido verificado nas glândulas salivares principais de C.
hemipterus difere da coloração amarela alaranjada, laranja tijolo ou marrom
37
42
avermelhada encontrada em C. lectularius (Puri, 1924; Valenzuela e Ribeiro, 1998),
bem como branca leitosa ou um pouco amarelada, avermelhada ou até vermelho
cereja em Reduviidae (Konig et al., 1993; Lacombe, 1999; Reis et al., 2003). A
coloração da glândula é resultante da presença de secreção no lúmen (Lacombe,
1999), logo grande quantidade de secreção confere uma coloração leitosa e, ausência
ou pouca quantidade desta conduz a translucidez. Entretanto, a cor laranja
avermelhada em C. lectularius indica a presença de nitroforina, hemeproteína
carreadora do óxido nítrico que tem ação vasodilatadora e anti-plaquetária no tecido
do hospedeiro (Valenzuela e Ribeiro, 1998). E a cor vermelha cereja em Rhodnius é
devido a pigmentos derivados de vestígios de hemoglobina sugada por ocasião da
picada (Konig et al., 1993). Assim, diferenças morfológicas, principalmente na cor,
refletem provavelmente, diferenças no papel fisiológico das glândulas salivares em
relação à constituição e formação da saliva (Reis et al., 2003). As glândulas salivares
principais têm a função de produzir proteínas (Baptist, 1941; Miles, 1960; Miles,
1972; Swart e Felgenhauer, 2003; Reis et al., 2003; Swart et al., 2006; Azevedo et
al., no prelo), porém o branco translúcido observado nas glândulas salivares
principais de C. hemipterus pode ser explicado pela maior quantidade de água devido
à absorção de substâncias da hemolinfa para o lúmen da glândula, sugerida pela
presença de invaginações na membrana plasmática na região basal das células
secretoras. Dobras na membrana plasmática aumentam a superfície de transporte de
íons e passagem de água da hemocele através da célula modificando o fluído no
lúmen glandular (Abdalla e Cruz-Landim, 2005). Deste modo o aumento do volume
de água no lúmen transforma a secreção em um fluído mais aquoso resultando numa
secreção transparente.
As glândulas salivares acessórias, por sua vez, também se apresentam
transparentes, mas sua função é de contribuir no aumento do volume da água salivar
(Baptist, 1941; Miles, 1960; Miles, 1972; Miles e Slowiak, 1976), consequentemente
produz uma saliva aquosa, transparente e alcalina (Baptist, 1941; Lacombe, 1999;
Swart e Felgenhauer, 2003), o que reflete em sua cor.
Em Heteroptera as glândulas salivares principais em regra são bilobadas
(Baptist, 1941), entretanto Miles (1972) expõe que em Pentatomorpha, apenas
Pentatomidae retém a condição bilobada simples e as outras famílias apresentam uma
multiplicação secundária dos lobos. Insetos fitófagos requerem uma divisão de
trabalho entre os vários lobos da glândula salivar principal para a produção de uma
43
saliva mais elaborada (Miles, 1972). Entretanto, nos Cimicomorpha hematófagos
ocorreu perda da condição bilobada simples, sendo que em Cimex o lobo anterior da
glândula salivar desapareceu completamente (Miles, 1972). Embora a condição
unilobada guie a pensar como uma condição plesiomórfica, a perda da condição
bilobada simples e o desaparecimento por completo do lobo anterior da glândula
salivar principal foi sugerido por Baptist (1941), como uma condição que ocorreu em
grupos hematófagos, possivelmente pela degeneração do lobo anterior. Esta redução
secundária da estrutura é atribuída à redução no número de funções realizadas pela
saliva comparada com a função salivar de outros Cimicomorpha, fitófagos e
predadores (Miles, 1972).
A glândula salivar principal referida como lobos anterior e posterior por
Baptist (1941) e como D1 e D2 em triatomíneos, tem a função, respectivamente, na
produção de substância anticoagulantes e hemolíticas (Barth, 1954; Lacombe, 1999).
Embora a glândula salivar principal seja unilobar em Cimex, é desconhecido se a
perda do lobo anterior pode afetar a fisiologia salivar em cimicídeos (Miles, 1972).
Porém a saliva de C. lectularius possui proteínas que exibem ações proteolíticas
(Valenzuela et al., 1996a), vasodilatadoras (Valenzuela et al., 1995; Valenzuela e
Ribeiro, 1998) e anticoagulantes (Valenzuela et al., 1996b), que inibem a barreira
hemostática no local da picada, permite a obtenção do sangue por suas peças bucais e
mantêm a fluidez do sangue no seu próprio trato digestivo (Ciprandi et al., 2003).
Portanto, como em outros insetos hematófagos, Cimex desenvolveu recursos
semelhantes para a alimentação sangüínea que afetam, progressivamente, a
hemostasia, inflamação e imunidade do vertebrado auxiliando na sucção do sangue
do hospedeiro (Ribeiro e Francischetti, 2003), por conseguinte não pode ser
descartada a hipótese de ocorrência de diferenciação espacial na produção de
proteínas na glândula unilobada de C. hemipterus.
O citoplasma das células secretoras da glândula salivar principal de C.
hemipterus é rico em gotas de secreção, vesículas e grânulos de glicogênio. Este
aspecto confere um aumento em espessura na região celular apical (Baptist, 1941).
Segundo Barth (1954), a produção de secreção em Triatoma infestans conduz ao
crescimento celular no sentido vertical, pois seu limite lateral pouco aumenta devido
às células vizinhas (Fig. 38), e a célula atinge o dobro da altura inicial e somente o
bordo apical participa desse aumento, o que resulta no arqueamento da célula para
dentro da luz glandular. Em C. hemipterus observou-se que algumas células
44
secretoras apresentam a parte basal mais estreita e o bordo apical mais largo. Aqui, o
acúmulo de gotas de secreção, vesículas e grânulos de glicogênio a partir da região
mediano-apical resulta no aumento da espessura em direção a parte celular mais
apical, a célula se projeta no lúmen glandular, conferindo à glândula um lúmen
estreito.
Figura 38 – Representação esquemática da célula secretora antes da
expulsão das secreções em Triatoma infestans (Barth, 1954). Traquéia (Tr), peritônio
(Pe), núcleo (N), reentrância entre duas células (Re). Barra 30 µm.
Células com a região basal menor que a região apical, de um modo geral
não formaria uma estrutura com um lúmen central para liberação e armazenamento
da secreção, ou seja, o fechamento do epitélio da glândula salivar principal de C.
hemipterus em uma estrutura oval não seria possível. Este fato pode ser explicado
pelas observações de Barth (1954) em glândulas salivares principais de T. infestans,
nas quais apenas a região basal das células secretoras apresenta limitada pelas células
vizinhas (Fig. 38), permitindo que a região mediano-apical participe do crescimento
38
45
celular, como também no epitélio glandular são encontradas células secretoras em
diferentes estágios de secreção em T. infestans em jejum.
Vacúolos elétrons-lúcidos também foram encontrados nas células das
glândulas salivares de Culex quinquefasciatus (Sais et al., 2003). Presença de gotas
elétron-lúcido no citoplasma da célula secretora da glândula salivar principal de C.
hemipterus sugere constituição glicoprotéica (Sais et al., 2003), lipídica ou
lipoprotéica (Nunes e Camargo-Mathias, 2006). Entretanto gotas de secreção elétron-
lúcidas que a microscopia eletrônica são esféricas e sem membrana limitante
indicam, provavelmente de gotas lipídicas (Geneser, 2003; Alberts et al., 2004).
O citoplasma contendo grânulos de secreção foi encontrado nas glândulas
salivares de outros insetos (Baptist, 1941; Wayadande et al., 1997; Just e Walz,
1994; Del Bene et al., 1999; Reis et al., 2003; Nunes e Camargo-Mathias, 2006;
Azevedo et al., no prelo), bem como são freqüentes em outros tipos de glândulas
(Abdalla e Cruz-Landim, 2004; 2005). A presença de retículo endoplasmático
rugoso bem desenvolvido e grânulos de secreção elétron-densos indicam intensa
síntese protéica e secreção de conteúdo protéico (Just e Walz, 1994; Del Bene et al.,
1999; Moreira-Ferro et al., 1999; Reis et al., 2003; Sais et al., 2003; Nunes e
Camargo-Mathias, 2006), o que é suportado pela grande quantidade de proteínas na
saliva de C. lectularius (Valenzuela et al., 1996a, Valenzuela e Ribeiro, 1998).
As vesículas elétron-densas observadas no citoplasma mediano-apical
das células secretoras das glândulas salivares principais de C. hemipterus
provavelmente tratam de lisossomos secundários. Lisossomos podem ser definidos
como vesículas mais ou menos arredondadas limitadas por membrana, com conteúdo
elétron-denso e heterogeneidade na morfologia (Geneser, 2003; Alberts et al., 2004).
O alto conteúdo de enzimas hidrolíticas origina o aspecto denso e as morfologias
diversas refletem as variações de quantidade e da natureza do material que estão
digerindo (Alberts et al., 2004). Deste modo conteúdo lisossômico de aspecto liso e
homogêneo diz respeito a lisossomos primários e conteúdo de aspecto variável a
lisossomos secundários. Entretanto, a identificação de lisossomos com base apenas
no aspecto é incerta, são necessárias análises histoquímicas para determinação de
algumas hidrolases ácidas.
Microvilosidades também foram relatadas nas células das glândulas
salivares de Circulifer tenellus e Dalbulus maids (Cicadellidae) (Wayadande et al.,
1997), Grigiotermes bequaerti (Termitidae) (Costa-Leonardo e Cruz-Landim, 1990),
46
Periplaneta americana (Blattidae) (Just e Walz, 1994), Heliothrops haemorrhoidalis
(Thripidae) (Del Bene et al., 1999), Triatoma infestans (Triatominae) (Reis et al.,
2003) e Mahanarva fimbriolata (Cercopidae) (Nunes e Camargo-Mathias, 2006).
Nas glândulas salivares, as microvilosidades estão relacionadas com a reabsorção de
água, eletrólitos e outros componentes da secreção exercendo um papel na maturação
inicial da saliva (Nunes e Camargo-Mathias, 2006). As células glandulares são
responsáveis pelo movimento de água para dentro do lúmen da glândula, pois
bombas H
+
-ATPase presentes na membrana plasmática das microvilosidades trocam
H
+
por Na
+
ou K
+
através do transporte acoplado antiporte H
+
-cátion, resultando em
alta concentração iônica no lúmen e consequentemente, cria um gradiente osmótico
através da célula (Chapman, 1998). A movimentação de prótons do lúmen para
dentro da célula, em contrapartida, determina um potencial eletron-químico e um
gradiente iônico que resulta no movimento de água e íons através da membrana basal
(Gupta e Hall, 1983). Dobras na membrana plasmática sugerem absorção de água e
íons da hemolinfa e a associação com glicogênio e mitocôndrias suprem a
necessidade energética para a tarefa (Costa-Leonardo e Cruz-Landim, 1990).
A presença de microvilosidades na célula secretora e pequenas vesículas
de secreção brotando através da membrana plasmática sugerem um transporte de
componentes salivares para o lúmen pelo processo de secreção merócrino, e a
liberação de grandes vesículas e gotas de secreção contendo porções do citoplasma
indicam processo de secreção apócrino e favorecem a secreção de grande volume de
componentes citoplasmáticos (Barth, 1954; Reis et al., 2003). Partindo deste
princípio, as células das glândulas salivares principais de C. hemipterus apresentam
tanto secreção merócrina quanto apócrina, e deste modo podemos inferir que
diferentes formas de liberação de produtos celulares podem indicar secreção de
diferentes tipos de substâncias. Em triatomíneos, por exemplo, as glândulas salivares
D1 e D2 têm a função, respectivamente, na produção de substância anticoagulantes e
hemolíticas, entretanto as células secretoras da glândula D1 têm secreção apócrina e
as da glândula D2 é do tipo merócrina, isto é, a liberação da secreção para o lúmen
glandular resulta em perda de parte do epitélio na glândula D1, e na D2, a liberação é
resultante do fluxo contínuo de gotículas de secreção (Barth, 1954; Lacombe, 1999).
Junções aderentes e desmossomos presentes na membrana plasmática de
células adjacentes da glândula salivar principal de C. hemipterus demonstra uma
forte adesão celular. No intestino de insetos, geralmente as junções aderentes se
47
localizam na região apical do epitélio, entretanto na presença de cutícula, estas
junções se localizam em áreas mais basais (Lane et al., 1996). Em C. hemipterus as
junções aderentes se encontram na região apical da célula secretora. Junções
aderentes e junções septadas foram encontradas nas membranas plasmáticas
adjacentes de células acinares internas do ducto da glândula salivar de Periplaneta
americana (Just e Walz, 1994). Em Heliothrips haemorroidalis foram encontradas
junções septadas e junções comunicantes nas células secretoras principais (Del Bene
et al., 1999). Também foram encontradas junções septadas entre células adjacentes
da glândula salivar de Culex quinquefasciatus (Sais et al., 2003) e junções
comunicantes em Anopheles darlingi (Moreira-Ferro et al., 1999). Entretanto, Just e
Walz (1994) observaram nos locais das junções septadas uma redução da distância
entre as membranas plasmáticas de células adjacentes das glândulas salivares de P.
americana, denominada de “membrane kisses”. Esta membrana foi interpretada
como junção compacta. Segundo Alberts et al. (2004), junções compactas ocorrem
em vertebrados e junções septadas em invertebrados. Porém, nos percevejos de cama
aqui estudados não foram observadas junções compactas e septadas nas glândulas
salivares principais, mas pode-se observar que a irregularidade do contorno celular e
presença de interdigitações conferem uma disposição com áreas aparentemente mais
espessas e elétron-densas, as quais foram denominadas de desmossomos. Em
artrópodes, os desmossomos não são genuinamente como nos vertebrados, pois são
ausentes filamentos intermediários e em insetos, a placa citoplasmática dos
desmossomos está associada aos microtúbulos (Lane et al., 1996).
No que diz respeito à estrutura das glândulas salivares acessórias de C.
hemipterus, estas são similares à descrição de Baptist (1941) para C. lectularius, na
qual a porção vesicular da glândula apresenta um epitélio simples achatado composto
por células poligonais circundadas por uma membrana basal. C. hemipterus
apresentou epitélio baixo como em triatomíneos (Lacombe, 1999) e células com
citoplasma vacuolado e grânulos de secreção corroborando a descrição de Baptist
(1941).
Células secretoras com citoplasma acidófilo contendo vacúolos que não se
coram com as técnicas histológicas de rotina e que a microscopia eletrônica são
elétrons-lúcidos, bem como presença de retículo endoplasmático liso desenvolvido e
lúmen glandular contendo figuras mielínicas, indicam que o produto de secreção da
glândula salivar acessória é de natureza lipídica (Han e Bordereau, 1982; Geneser,
48
2003; Alberts et al., 2004). Entretanto produto de secreção elétron-lúcida sugere
constituição glicoprotéica (Sais et al., 2003), lipídica ou lipoprotéica (Nunes e
Camargo-Mathias, 2006).
A detecção de lipídios na secreção das glândulas salivares acessórias foi
empregada primeiramente por Barth (1954) em T. infestans, e estas exibiram uma
secreção aquosa com poucas substâncias lipídicas. Em análises citoquímicas, as
células das glândulas salivares acessórias apresentaram uma fraca marcação devido a
perda de componentes lipídicos durante o processo de fixação e de desidratação ou
devido as gotas lipídicas conter lipídios saturados como maior componente (Reis et
al., 2003). Barth (1954) considera a secreção das glândulas salivares acessórias um
veículo para as substâncias secretadas nas glândulas salivares principais de T.
infestans, e deste modo, a natureza oleosa e aquosa da secreção das glândulas
salivares acessórias serve para emulsionar e diluir a secreção das glândulas salivares
principais. A partir daí, a mistura origina uma saliva menos concentrada, o que pode
estar ocorrendo no sistema salivar de C. hemipterus.
Mitocôndrias abundantes também foram observadas em células da
glândula salivar acessória de Heteroptera (Baptist, 1941), C. tenellus e D. maids
(Wayadande et al., 1997), G. bequaerti (Costa-Leonardo e Cruz-Landim, 1990), H.
haemorrhoidalis (Del Bene et al., 1999), T. infestans (Reis et al., 2003), e M.
fimbriolata (Nunes e Camargo-Mathias, 2006). Grande quantidade de mitocôndrias e
retículo endoplasmático desenvolvido sugere que a célula é muito ativa
metabolicamente (Wayadande et al., 1997), porém mitocôndrias podem estar
associadas na produção de secreção lipídica (Caetano et al., 2002; Nunes e Camargo-
Mathias, 2006) ou quando próximas do lúmen glandular podem indicar troca de íons
entre o meio intra e extracelular (Costa-Leonardo e Cruz-Landim, 1990; Nunes e
Camargo-Mathias, 2006). Longas mitocôndrias associadas à membrana plasmática
nas interdigitações da porção basal da célula secretora como encontrado em H.
haemorrhoidalis (Del Bene et al., 1999), indicam que a célula é especializada na
produção de secreção fluida pela difusão de componentes da hemolinfa através da
lâmina basal. Esta disposição citoplasmática, ou seja, o aumento de superfície celular
e a riqueza de mitocôndrias são similares àquela envolvida no transporte de água e
íons (Costa-Leonardo e Cruz-Landim, 1990; Just e Walz, 1994). No caso da glândula
salivar acessória de C. hemipterus, foram encontradas mitocôndrias próximas à
membrana plasmática apical e basolateral, e aos vacúolos, indicando que estas
49
células apresentam intensa atividade no movimento de água e no metabolismo de
lipídios. Ambas as substâncias estariam envolvidas na diluição das proteínas
salivares e na lubrificação do aparelho bucal.
Junções septadas na região látero-apical previnem a entrada e/ou saída de
substâncias do lúmen da glândula para a hemocele através do espaço intercelular
(Abdalla e Cruz-Landim, 2004). Podemos aqui inferir que a presença de junções
septadas na glândula salivar acessória de C. hemipterus pode impedir o transporte de
moléculas através do espaço intercelular.
Tanto as glândulas salivares principais quanto as acessórias exibiram o
epitélio glandular assentado em fibras musculares. De acordo com Reis et al. (2003),
fibras musculares cobrindo epitélio das glândulas salivares auxiliam no processo de
liberação da secreção.
As células dos ductos das glândulas salivares principais e acessórias são
baixas e com o núcleo achatado, podendo indicar que a síntese de substâncias é
apenas para manutenção do metabolismo celular e formação cuticular. Ao contrário
das células glandulares com intensa síntese de produtos que necessitam de um núcleo
volumoso com superfície relativamente extensa para suprir a necessidade de ácidos
nucléicos e regular a regeneração celular depois da secreção e assim, restaurar a sua
capacidade secretora (Barth, 1954). Este aspecto ocorre com as células secretoras das
glândulas salivares principais de C. hemipterus, pois apresentam dois núcleos e
superfície nuclear irregular.
A presença de uma fina cutícula revestindo células achatadas nos ductos
das glândulas salivares principais e acessórias são características de regiões onde não
ocorre absorção, embora tenha sido sugerido que estas células modificam o fluído
que passa em seu lúmen pela remoção de cátions e de um pouco de água da secreção
salivar (Chapman, 1998).
No presente estudo pode-se concluir que as glândulas salivares de C.
hemipterus exercem duas diferentes funções: 1) o transporte de íons e água da
hemolinfa para o lúmen glandular e, 2) a síntese e secreção de enzimas e outras
substâncias salivares. Análises citoquímicas e histoquímicas são necessárias para
quantificar a possível secreção protéica existente nas glândulas salivares acessórias
de C. hemipterus.
50
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Abdalla FC, Cruz-Landim C (2004). Occurrence, morphology and ultrastructure of
the Dufour gland in Melipona bicolor Lepeletier, 1836 (Hymenoptera, Meliponini).
Revista Brasileira de Entomologia 48 (1): 9-19.
Abdalla FC, Cruz-Landim C (2005). Ocorrência, morfologia e ultra-estrutura da
glândula de Dufour de Scaptotrigona postica Latreille (Hymenoptera: Apidae).
Neotropical Entomology 34 (1): 047-057.
Alberts B, Johnson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P (2004). Biologia
Molecular da Célula. 4ª ed. Porto Alegre, Artmed, 1464 pp.
Amato Neto V, Lopes MH, Umezawa ES, Ruocco RMSA, Dias JCP (2000). Outras
formas de transmissão do Trypanosoma cruzi. Revista de Patologia Tropical 29
(Supl.): 115-129.
Azevedo DO, Serrão JE, Zanuncio JC, Zanuncio Jr. JS, Martins GF, Marques-Silva
S, Sossai MF (no prelo). Biochemical and morphological aspects of salivary glands
of the predator Brontocoris tabidus (Heteroptera: Pentatomidae). Brazilian Archives of
Biology and Technology.
Baptist BA (1941). The morphology and physiology of the salivary glands of
Hemiptera-Heteroptera. Quarterly Journal of Microscopical Science 82: 91-139.
Barth R (1954). Estudos anatômicos e histológicos sobre a subfamília Triatominae
(Heteroptera, Reduviidae). IV. Parte: O complexo das glândulas salivares de
Triatoma infestans. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 52 (3/4): 517-585.
Boase C (2001). Bedbugs back from the brink. Pesticide Outlook 12: 159-162.
51
Brumpt E (1949). Precis de parasitologie. In: Parasites animaux. Liste des secteurs
naturels et expérimentaux du Trypanosoma cruzi (suíte). 16ª ed., Paris, Masson et
Cie., p 328.
Burnett JW, Calton GJ, Morgan RJ (1986). Bedbugs. Cutis 38 (1): 20.
Burton GJ (1963). Bedbugs in relation to transmission of human diseases. Public
Health Reports 78: 513-524.
Busvine JR (1966). Insects and higiene. The biology and control of insect pests of
medical and domestic importance. In: Anatomy and physiology of insects. IV.
Digestive system. London, Methuen & Co., Guanabara Koogan, p. 41-45.
Busvine JR (1976). Insects, higiene and history. University of London, Atholone
Press, 262 pp.
Caetano FH, Zara FJ, Gregório EA (2002). The origin of lipid droplets in the post-
pharyngeal gland of Dinoponera australis (Formicidae: Ponerinae). Cytologia 67:
301-308.
Chapman RF (1998). The insects structure and function. In: Mouthparts and feeding.
4ª ed., Cambridge University Press., p. 12-37.
Ciprandi A, Horn F, Termignoni C (2003). Saliva de animais hematófagos: fonte de
novos anticoagulantes. Revista Brasileira de Hematologia e Hemoterapia 25 (4):
250-262.
Cook LF (1985). Hepatitis B and AIDS in Africa. The Medical Journal of Australia
142: 661.
Costa Lima A (1940). Insetos do Brasil. Hemípteros. In: Superfamília Cimicoidea.
Rio de Janeiro, Escola Nacional de Agronomia 2: 242-260.
52
Costa-Leonardo AM, Cruz-Landim C (1990). Morphology of salivary gland acini in
Grigiotermes bequaerti (Isoptera: Termitidae). Entomologia Generalis 16: 13-21.
Davis NT (1966). Reproductive Physiology. In: Usinger RL (org). Monograph of
Cimicidae (Hemiptera, Heroptera). Thomas Say Foundation, Entomological Society
of America 7: 167-178.
Del Bene G, Cavallo V, Lupetti P, Dallai R (1999). Fine structure of the salivary
glands of Heliothrips haemorrhoidalis (Bouché) (Thysanoptera: Thripidae).
International Journal of Insect Morphology and Embryology 28: 301-308.
Dias E (1934). Estudos sobre o Schizotrypanum cruzi. Memórias do Instituto
Oswaldo Cruz 28 (1): 1-110.
Dias JCP, Schofield CJ, Machado EMM, Fernandes AJ (2005). Tick, ivermectin, and
experimental Chagas disease. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 100 (8): 829-
832.
Forattini OP (1990). The Cimicidae and their importance in public health
(Hemiptera-Heteroptera: Cimicidae). Revista de Saúde Pública 24 (Supl): 1-37.
Geneser F (2003). Histologia com bases biomoleculares. 3ª ed. Buenos Aires,
Argentina, Médica Panamericana, Co-edição Guanabara Koogan, Rio de Janeiro,
616p. Trad. Almeida JM, Paoli S, Giani TS.
Gupta BJ, Hall TA (1983). Ionic distribution in dopamine-stimulated NaCl fluid-
secreting cockroach salivary glands. American Physiological Society 244: R176-
R186.
Han S, Bordereau C (1982). Ultrastructure of the fat body on the reproductive pair in
higher termites. Journal of Morphology 172: 313-322.
Harlan HJ (2006). Bed bugs 101: the basics of Cimex lectularius. American
Entomologist 52 (2): 99-101.
53
Hixson H (1943). The tropical bedbug established in Florida. Florida Entomologist.
26 (3): 47.
Hwang SW, Svoboda TJ, De Jong IJ, Cávasele KJ, Gogosis E (2005). Bed bug
infestations in na urban enviroment. Emerging Infectious Diseases 11 (4): 533-538.
Jörg ME (1992). Cimex lectularius, L. (la chinche comum de cama) transmisor de
Trypanosoma cruzi. Revista da Sociedade Brasileira de Medicina Tropical 25 (4):
277-278.
Jörg ME, Natula ON (1982). Cimex lectularius, L. (la chinche comum de cama)
transmisor de Trypanosoma cruzi. Prensa Médica Argentina 69 (13): 528-533.
Jupp PG, McElligott SE (1979). Transmission experiments with hepatitis B surface
antigen and the common bedbug (Cimex lectularius L). South African Medical
Journal 56: 54-57.
Jupp PG, McElligott SE, Lecatsas G (1983). The mechanical transmission of
hepatitis B virus by the common bedbug (Cimex lectularius L.) in South Africa.
South African Medical Journal 63 (3): 77-81.
Just F, Walz B (1994). Salivary glands of the cockroach Periplaneta americana: new
data from light and electron microscopy. Journal of Morphology 220: 35-46.
King F, Dick I, Evans P (1989). Parasitology Today 5 (4): 100-102.
Konig B, Masuko TS, Rosenberg B (1993). Scanning electron-microscopy of the
Rhodnius neglectus (Hemiptera) labial salivary-glands after starvation. Annals of
Anatomy-Anatomischer Anzeiger 175 (5): 411-416. (abstract)
Lacombe D (1999). Anatomia e histologia das glândulas salivares nos triatomíneos.
Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 94 (4): 557-564.
54
Lane NJ, Dallai R, Ashhurst DE (1996). Structural macromolecules of the cell
membranes and the extracellular matrices of the insect midgut. In: Lehane MJ,
Billingsley PF (org). Biology of the insect midgut. London, UK, Chapman & Hall, p.
115-150.
Lausi L (1973). Enfermedad de Chagas autóctona de Buenos Aires. Dia Medico 23:
1156-1162.
Lent H (1939). Sobre o hematofagismo da Cherada apicicornis e outros artropodos;
sua importância na transmissão da doença de Chagas. Memórias do Instituto
Oswaldo Cruz 34 (4): 583-606.
Lyons SF, Jupp PG, Schoub BD (1986). Survival of HIV in the common bedbug.
The Lancet 2: 45.
Marcondes CB (2001). Entomologia médica e veterinária. In: Hemípteros
(Triatomíneos e Cimicídeos). São Paulo, Atheneu, p. 239-262.
Miles PW (1960). The salivary secretions of a plant-sucking bug, Oncopeltus
fasciatus (Dall.) (Heteroptera: Lygaeidae) – III Origins in the salivary glands.
Journal of Insect Physiology 4: 271-282.
Miles PW (1972). The saliva of Hemiptera. Advances in Insect Physiology 9: 183–
255.
Miles PW, Slowiak D (1976). Transport of whole protein molecules from blood to
saliva of a plant-bug. Experientia 26: 611-612.
Moreira-Ferro CK, Marinotti O, Bijovsky AT (1999). Morphological and
biochemical analyses of the salivary glands of the malaria vector, Anopheles
darlingi. Tissue & Cell 31 (3): 264-273.
55
Nagem RL (1985). Ocorrênciade Cimex lectularius L., 1758 (Hemiptera, Cimicidae)
em algumas habitações humanas de Belo Horizonte e municípios vizinhos. Revista
Brasileira de Entomologia 29 (2): 217-220.
Negromonte MRS, Linardi PM e Nagem RL (1991). Cimex lectularius L., 1758
(Hemiptera, Cimicidae): sensitivity to commercial inseticides in labs. Memórias do
Instituto Oswaldo Cruz 86: 491-492.
Newberry K (1988). Production of a hybrid between the bedbugs Cimex hemipterus
and Cimex lectularius. Medical and Veterinary Entomology 2: 297-300.
Newberry K, Jansen J, Thibaud GR (1987). The occurrence of the bedbugs Cimex
hemipterus and Cimex lectularius in northern Natal and KwaZulu, South Africa.
Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene 81: 431-433.
Newberry K, Mchunu ZM (1989). Changes in the relative frequency of occurrence of
infestations of two sympatric species of bedbug in northern Natal and KwaZulu,
South Africa. Transactions of the Royal Society of Tropical Medicine and Hygiene
83: 262-264.
Nunes PH, Camargo-Mathias MI (2006). Ultrastructural study of the salivary glands
of the sugarcane spittlebug Mahanarva fimbriolata (Stal, 1854) (Euhemiptera:
Cercopidae). Micron 37: 57-66.
Ogston CW, Wittenstein FS, London WT, Millman I. (1979). Persistence of hepatitis
B surface antigen in the bedbug Cimex hemipterus Fabr. Journal of Infectious
Diseases 140 (3): 411-414.
Pessoa SR, Martins AV (1981). Pessoa. Parasitologia Médica. In: Hemiptera -
Triatomíneos e Cimicídeos. 10ª ed., 2ª reimp., Rio de Janeiro, Guanabara Koogan, p.
661-781.
56
Pipkin AC (1969). Transmission of Trypanosoma cruzi by arthropod vectors:
anterior verrsus posterior route infection. In: Potencial vectors of T. cruzi among the
blood-sucking arthropods. International Review of Tropical Medicine 3: 6-9. (New
York 1-47).
Puri IM (1924). Studies on the anatomy of Cimex lectularius L. Parasitology 16: 84-
97.
Quennedey A (1975). Morphology of exocrine glands producing pheromones and
defensive substance in subsocial and social insects. In: Noirot Ch, Howse PE, Masne
GLE (org). Pheromones and defensive secretions in social insects. Université de
Dijon, p. 1-21.
Reinhardt K, Siva-Jothy MT (2007). Biology of the bed bugs (Cimicidae). Annual
Review of Entomology 52: 351-374.
Reis MM, Meirelles RMS, Maurilio J. Soares MJ (2003). Fine structure of the
salivary glands of Triatoma infestans (Hemiptera: Reduviidae). Tissue & Cell 35:
393-400.
Rey L (1991). Parasitologia. Parasitos e doenças parasitárias do homem nas
Américas e na África. In: Hemípteros: triatomíneos e percevejos. 2ª ed., Rio de
Janeiro, Guanabara Koogan, p. 687-695.
Reynolds ES (1963). The use of lead citrate at high pH as in electron-opaque stain in
electrón microscopy. Journal of cell biology 17: 208.
Ribeiro JMC, Francischetti IMB (2003). Role of Arthropod saliva in blood feeding:
sialome and post-sialome perspectives. Annual Review of Entomology 48: 73-88.
Ryckman RE (1979). Host reactions to bub bites (Hemiptera, Homoptera): a
literature review and annotated bibliography. Part I. California Vector Views 26
(1/2): 1-24.
57
Ryckman RE, Bentley DG, Archbold EF (1981). The Cimicidae of the Americas and
Oceanic Islands, a checklist and bibliography. Bulletin of the Society for Vector
Ecology 6: 93-142.
Sais TC, Moraes RM, Ribolla PE, Bianchi AG, Marinotti O, Bijovsky AT (2003).
Morphological aspects of Culex quinquefasciatus salivary glands. Arthropod
Structure & Development 32: 219-226.
Singh RN, Singh K, Prakash S, Mendki MJ, Rao KM (1996). Sensory organs on the
body parts of the bed-bug Cimex hemipterus Fabricius (Hemiptera: Cimicidae) and
the anatomy of its central nervous system. International Journal of Insect
Morphology and Embryology 25 (1/2): 183-204.
Sousa MA (1999). Morphobiological characterization of Trypanosoma cruzi Chagas,
1909 and its distinction from other trypanosomes. Memórias do Instituto Oswaldo
Cruz 94 (Suppl. I): 205-210.
Stark KR, James AA (1996). The salivary glands of disease vector. In: Beaty BJ,
Marquardt WC (org). The biology of disease vectors. University Press of Colorado,
p. 333-348. (631pp.)
Stefanini M; De Martino C; Zamboni L (1967). Fixation of ejaculated spermatozoa
for electron microscopy. Nature 216: 173-174.
Storino R e Jörg ME (1994). Vias de infección y aspectos clinicos. In: Storino R,
Milei J (org). Enfermedadde Chagas. Buenos Aires, Bayma, p. 185-208.
Swart CC, Deaton LE, Felgenhauer BE (2006). The salivary gland and salivary
enzymes of the giant waterbugs (Heteroptera; Belostomatidae). Comparative
Biochemistry and Physiology 145 (Part A): 114-122.
Swart CC, Felgenhauer BE (2003). Structure and function of the mouthparts and
salivary gland complex of the giant waterbug, Belostoma lutarium (Stål) (Hemiptera:
Belostomatidae). Annals of the Entomological Society of America 96 (6): 870-882.
58
Temu EA, Minjas JN, Shiff CJ, Majala A (1999). Bed bug control by permethrin-
impregnated bednets in Tanzania. Medical and Veterinary Entomology 13: 457-459.
Ter Poorten MC; Prose NS (2005). The returne of the common bedbug. USA,
Pediatric Dermatology, Clinical and Laboratory Investigations 22 (3): 183-187.
Thomas I, Kihiczak GG, Schwartz RA (2004). Bedbug bites: a review. International
Journal of Dermatology 43: 430–433.
Usinger RL (1966). Monograph of Cimicidae (Hemiptera, Heroptera). Thomas Say
Foundation, Entomological Society of America 7: 583 pp.
Valenzuela JG, Chuffe OM, Ribeiro JMC (1996a). Apyrase salivary and anti-platelet
activities from the glands of the bed bug Cimex lectularius. Insect Biochemistry and
Molecular Biology 21 (6): 557-562.
Valenzuela JG, Guimarães JA, Ribeiro JMC (1996b). A novel inhibitor of factor X
activation from the salivary glands of the bed bug Cimex lectularius. Experimental
Parasitology 83: 184-190.
Valenzuela JG, Ribeiro JMC (1998). Purification and cloning of the salivary
nitrophorin from the hemipteran Cimex lectularius. The Journal of Experimental
Biology 201: 2659-2664.
Valenzuela JG, Walker FA, Ribeiro JMC (1995). A salivary nitrophorin (nitric-
oxide-carrying hemoprotein) in the bedbug Cimex lectularius. Journal of
experimental Biology 198 (7): 1519-1526. (abstrat)
Walpole DE (1988). Cross-mating studies between two species of bedbugs
(Hemiptera: Cimicidae) with a description of a marker of inter-specific mating.
South African Journal of Science 84: 215-216.
59
Walpole DE, Newberry K (1988). A field study of mating between two species of
bedbug in northern KwaZulu, South Africa. Medical and Veterinary Entomology 2:
293-296.
Wayadande AC, Baker GR, Fletcher J (1997). Comparative ultrastructure of the
salivary glands of two phytopathogen vectors, the beet leafhopper, C. tenellus
(Baker), and the corn leafhopper, Dalbulus maids Delong and Wolcott (Homoptera:
Cicadellidae). International Journal of Insect Morphology and Embryology 26:
113–120.
Webb PA, Happ CM, Maupin GO, Johnson BJ, Ou CY e Monath TP (1989).
Potential for insect transmission of HIV: experimental exposure of Cimex hemipterus
and Toxorhynchites amboinensis to human immunodeficiency virus. Journal of
Infectious Diseases 160 (6): 970–977.
World Health Organization (1982). VI. Bed bugs. WHO/VBC/82.857. Geneva,
WHO, p. 1-9.
World Health Organization (2006). Pesticides and their applicatiion for the control of
vectors and pests of public health importance. In: Bed bugs. Geneva, WHO, p. 62-
63.
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