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CAROLINE GRASSI MELLINGER
CARACTERIZAÇÃO ESTRUTURAL E ATIVIDADE
BIOLÓGICA DE CARBOIDRATOS DE Phyllanthus niruri
(QUEBRA-PEDRA)
CURITIBA
2006
Tese apresentada ao Curso de Pós-
Graduação em Bioquímica, Setor de
Ciências Biológicas, Universidade Federal
do Paraná, como requisito parcial para a
obtenção do título de Doutor em Ciências.
Orientador: Prof. Dr. Marcello Iacomini
Co-Orientador: Prof. Dr. Philip A. J. Gorin
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ii
Com muito amor:
Ao meu marido Fabien,
Aos meus filhos Thyago, Giovanna e Felipe,
Ao meu pai Diclei,
À minha mãe Sheila (in memorian)
Vocês são maravilhosos, obrigado por serem
parte da minha vida!!!
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iii
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus, que possibilita todas as coisas e capacita todas as pessoas, por
permitir e abençoar a minha caminhada, por todo seu amor e fidelidade incondicionais;
Ao meu querido orientador, Prof. Dr. Marcello Iacomini, com quem compartilhei
momentos maravilhosos, de grande crescimento pessoal e profissional. Obrigado pelo apoio,
confiança e paciência;
Ao meu também querido co-orientador, Prof. Dr. Philip Gorin, pelo apoio e auxílio
sempre presentes. Obrigado pela disposição;
À Dra. Guilhermina R. Noleto, por todo o auxílio na realização dos experimentos
biológicos, pela disposição em ensinar e pela nova amizade que surgiu com o nosso convívio;
À Profa. Dra. Maria Benigna M. Oliveira, por aceitar e supervisionar a colaboração na
realização dos experimentos biológicos;
À coordenação do curso de Pós-Graduação em Bioquímica, em nome da Profa. Dra.
Leda Schubatzu, pela dedicação ao curso;
À chefe do Departamento de Bioquímica, Profa. Dra. Maria Benigna M. Oliveira;
Aos professores do Departamento de Bioquímica, que com afinco dedicam-se à arte de
ensinar;
À Profa. Dra. Glaci Zancan, pelo exemplo de pessoa e profissional a ser seguido;
À Ms. Nathieli Takemori e à Profa. Dra. Cleusa Bona, do Departamento de Botânica
da UFPR, pela confirmação taxonômica de Phylanthus niruri;
Ao Dr. Giangiacomo Torri a ao Instituto Ronzoni, Milão, Itália, pelas análises
espectroscópicas;
Aos Profs. Drs. Guilherme Sassaki e Miguel Noseda pelas análises espectroscópicas;
Ao Dr. Alfreli Arruda do Amaral, por realizar as endoscopias e coleta do suco
gástrico;
À Andréia de Carvalho e Rosane pelas análises em GC-MS, GLC e HPSEC-MALLS;
À todos os funcionários do Departamento de Bioquímica, em especial à D. Marilza
Lamour e Nanci Albuquerque pela atenção e auxílio dispensados;
Às bibliotecárias Mariza kampfert, Ruth dos Santos, Izabela Fernandes e Thelma
Assis, pela colaboração e disposição em ajudar;
Ao CNPq, Pronex-Carboidratos e Fundação Araucária pelo auxílio financeiro;
À Indústria Farmacêutica “As Ervas Curam” pelo material cedido neste trabalho;
iv
Ao aluno de iniciação científica e amigo Breno Maurício Marson, por todo o auxílio
nos experimentos e pela grata oportunidade de acompanhar o seu crescimento científico;
Às alunas de iniciação científica e amigas Maria Luisa Bertolini e Fhernanda Smiderli,
pela agradável convivência e por permitirem que eu faça parte das suas iniciações na ciência;
À Elaine Carbonero, com muito carinho, por você ser uma grande amiga e ter me
ensinado e ajudado muito ao longo destes anos;
Às amigas do peito Paula Tischer, Ana Helena Gracher e Fernanda Simas por vocês
serem o máximo e estarem tão presentes nesta caminhada;
Às minhas grandes amigas Rosiane Zibetti, Andréia Ruthes, Lucimara Cordeiro,
Juliana Cury, e Mariana Piemonte por todo o apoio e carinho;
Aos meus amigões Thales Cipriani e Ricardo Wagner, pela amizade sincera, troca de
idéias e todos os momentos agradáveis;
Ao pessoal dos laboratórios 252, 247, anexo: Rodrigo Reis, Gracielle Viccini, Dirce
Leimi, Guilherme Sassaki, Lauro Souza, , Rodrigo Vassoler, , João Marcus e Felipe
Czelusniak, pela convivência e colaboração;
Ao pessoal dos laboratórios vizinhos: Juliana Cassolato, Adriano Vieira, Alan
Gonçalves, Sérgio Ascêncio, Marco Cardoso, Diogo e Luciana, pela convivência;
Com muito amor ao meu marido Fabien Silva que ultrapassou os limites da paciência,
foi compreensivo na minha ausência e presente em todos os momentos da realização deste
trabalho;
Aos meus abençoados filhos Thyago, Giovanna e Felipe Mellinger Silva, por
encherem minha vida de amor e alegria. AMO MUITO VOCÊS;
Com muito amor ao meu pai Diclei Mellinger, por ser sempre incansável em me
ajudar e ser tão presente em toda a minha vida;
Com muitas saudades à minha mãe Sheila, que apesar de não estar mais comigo,
deixou seu exemplo de força e coragem, sempre acreditando no meu potencial;
À minha irmã Giselle Massi pelo estímulo e lições de coragem, e ao meu irmão
Jefferson Mellinger pela força e exemplo de vitória;
Aos meus sogros Odacir e Neusa Pereira da Silva, por me apoiarem com muito
carinho e serem tão prestativos nos momentos difíceis. Muito obrigado de todo coração;
Em extensão, à grande família Pereira da Silva, por me receberem com tanto carinho e
serem indispensáveis na minha vida;
À Roni Fernandes, por ter dedicado o seu trabalho em prol dos meus filhos.
v
“Confia no Senhor de todo o teu coração e não
te estribes no teu próprio entendimento.
Reconhece-o em todos os teus caminhos, e ele
endireitará as tuas veredas”.
Provérbios 3: 5,6
vi
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS............................................................................................. x
LISTA DE TABELAS............................................................................................. xii
LISTA DE SÍMBOLOS, ABREVIATURAS E SIGLAS..................................... xiii
RESUMO.................................................................................................................. xvi
ABSTRACT.............................................................................................................. xvii
1 INTRODUÇÃO.................................................................................................... 1
2 REVISÃO DA LITERATURA........................................................................... 3
2.1 INTRODUÇÃO AOS POLISSACARÍDEOS DE VEGETAIS SUPERIORES 3
2.2 PAREDE CELULAR VEGETAL...................................................................... 3
2.3 HEMICELULOSES........................................................................................... 6
2.3.1 Xilanas............................................................................................................. 7
2.4 PECTINAS......................................................................................................... 9
2.5 ARABINOGALACTANAS............................................................................... 12
2.5.1 Arabinogalactanas do Tipo I............................................................................ 13
2.5.2 Arabinogalactanas do Tipo II.......................................................................... 15
2.6 ATIVIDADES BIOLÓGICAS DE POLISSACARÍDEOS............................... 16
2.6.1 Atividades Biológicas de Arabinogalactanas.................................................. 19
2.7 MACRÓFAGOS................................................................................................ 20
2.7.1 “BURST” RESPIRATÓRIO........................................................................... 24
2.7.2 PRODUÇÃO DE ÓXIDO NÍTRICO.............................................................. 25
2.8 OS POLISSACARÍDEOS E AS FIBRAS......................................................... 27
2.8.1 Digestão de Polissacarídeos............................................................................. 28
2.9 A PLANTA Phyllanthus niruri Linné………………..……………………….. 30
3 OBJETIVOS........................................................................................................ 34
3.1 OBJETIVO GERAL........................................................................................... 34
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS............................................................................. 34
4 MATERIAL E MÉTODOS................................................................................ 35
4.1 OBTENÇÃO E CLASSIFICAÇÃO DO VEGETAL................
vii
4.2 EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS........................................................ 35
4.2.1 Deslipidificação............................................................................................... 35
4.2.2 Extrações Aquosas........................................................................................... 36
4.2.2.1 Infusão.......................................................................................................... 36
4.2.2.2 Decocção....................................................................................................... 36
4.2.2.3 Extração aquosa exaustiva............................................................................ 37
4.2.2.4 Extração aquosa dos órgãos vegetais............................................................ 37
4.2.3 Extrações Alcalinas......................................................................................... 38
4.2.3.1 Extrações alcalinas da planta inteira............................................................. 38
4.2.3.2 Extrações alcalinas dos órgãos vegetais....................................................... 38
4.3 PURIFICAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS................................................... 39
4.3.1 Congelamento e Degelo................................................................................... 39
4.3.2 Precipitação com Solução de Fehling.............................................................. 39
4.3.3 Diálise em Membranas.................................................................................... 40
4.3.4 Ultrafiltração.................................................................................................... 40
4.4 CARACTERIZAÇÃO ESTRUTURAL DE POLISSACARÍDEOS................. 41
4.4.1 Métodos Químicos........................................................................................... 41
4.4.1.1 Hidrólise ácida total, redução e acetilação................................................... 41
4.4.1.2 Análise de Metilação.................................................................................... 42
4.4.1.3 Metanólise..................................................................................................... 42
4.4.1.4 Hidrólise para formar os derivados parcialmente O-metilados.................... 42
4.4.1.5 Carboxi-redução dos polissacarídeos ácidos................................................ 43
4.4.2 Métodos Espectrofotométricos........................................................................ 43
4.4.2.1 Dosagem de açúcar total............................................................................... 43
4.4.2.2 Dosagem de ácidos urônicos........................................................................ 44
4.4.2.3 Dosagem de proteínas................................................................................... 44
4.4.3 Métodos Cromatográficos............................................................................... 45
4.4.3.1 Cromatografia de partição em papel (PC).................................................... 45
4.4.3.2 Cromatografia líquido-gasosa acoplada à espectrometria de massa (GC-
MS)............................................................................................................................ 45
viii
4.4.3.3 Cromatografia de exclusão estérica acoplada a multidetectores (HPSEC-
MALLS).................................................................................................................... 46
4.4.4 Análises Espectroscópicas............................................................................... 46
4.5 EXPERIMENTOS BIOLÓGICOS..................................................................... 47
4.5.1 Animais............................................................................................................ 47
4.5.2 Obtenção de Macrófagos Peritoneais.............................................................. 47
4.5.3 Meios Utilizados nos Experimentos com Macrófagos.................................... 48
4.5.3.1 Solução salina tamponada............................................................................. 48
4.5.3.2 Solução salina balanceada de Hanks (HBSS)............................................... 48
4.5.3.3 Meio mínimo essencial (MEM).................................................................... 49
4.5.4 Experimentos in vitro com Macrófagos Peritoneais de Camundongos........... 49
4.5.4.1 Determinação da viabilidade celular............................................................
49
4.
5.4.2 Determinação da produção de ânion superóxido.......................................... 50
4.5.4.3 Determinação da produção de óxido nítrico................................................. 50
4.5.5 Avaliação da Atividade Elicitora in vivo de Células 51
4.5.6 Análises Estatísticas...................................................................................... 51
4.7 COMPORTAMENTO POLISSACARÍDICO EM CONDIÇÃO
FISIOLÓGICA GÁSTRICA..................................................................................... 51
4.7.1 Voluntários...................................................................................................... 51
4.7.2.1 Endoscopia.................................................................................................... 52
4.7.2.2 Coleta e armazenamento do suco gástrico.................................................... 52
4.7.3 Análise Estrutural in vitro de Carboidratos em Condição Fisiológica
Gástrica...................................................................................................................... 52
4.7.3.1 Hidrólise ácida de polissacarídeos em condição fisiológica gástrica........... 52
4.7.3.2 Fracionamento dos produtos da hidrólise ácida............................................ 53
4.7.3.3 Análises espectrométricas e espectroscópicas.............................................. 53
4.7.3.4 Cromatografia líquida de alta eficiência (hplc)............................................ 53
4.7.3.5 Experimentos biológicos............................................................................... 54
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO......................................................................... 55
5.1 ANÁLISES QUÍMICAS DE POLISSACARÍDEOS......................................... 55
ix
5.1.1 Extrações Aquosas........................................................................................... 56
5.1.1.1 Extrações aquosas populares........................................................................ 56
5.1.1.2 Extração aquosa exaustiva............................................................................ 64
5.1.2 Extrações Alcalinas......................................................................................... 72
5.1.3 Extrações dos Órgãos Vegetais....................................................................... 81
5.1.3.1 Extrações aquosas dos órgãos vegetais....................................................... 81
5.1.3.2 Extrações alcalinas dos órgãos vegetais...................................................... 86
5.1.3.2.1 Extrações alcalinas com KOH 2% dos órgãos vegetais........................... 86
5.1.3.2.2 Extrações alcalinas com NaOH 15% dos órgãos vegetais....................... 90
5.2 ATIVIDADE BIOLÓGICA DE POLISSACARÍDEO...................................... 94
5.3 COMPORTAMENTO POLISSACARÍDICO EM CONDIÇÃO
FISIOLÓGICA GÁSTRICA..................................................................................... 101
6 CONSIDERAÇÕES GERAIS............................................................................ 115
7 CONCLUSÕES.................................................................................................... 117
REFERÊNCIAS....................................................................................................... 119
ANEXOS.................................................................................................................. 140
x
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 01 - Organização da parede celular em vegetais superiores............................... 5
FIGURA 02 -
Principais cadeias laterais substituintes do esqueleto β-(1→4)
xilopiranosil.................................................................................................
8
FIGURA 03 - Modelo estrutural de uma ramnogalacturonana do tipo I........................ 11
FIGURA 04 - Modelo esquemático da estrutura da parede celular primária de vegetais,
proposto por ALBERSHEIM (1975)....................................... 13
FIGURA 05 - Estrutura das arabinogalactanas do tipo I.................................................... 14
FIGURA 06 - Exemplo estrutural de uma arabinogalactana do tipo II.............................. 16
FIGURA 07 - Papel central dos macrófagos no sistema imunológico............................... 21
FIGURA 08 - Diferentes formas de ativação de macrófagos induzidos por
polissacarídeos vegetais 22
FIGURA 09 - Reação de formação do óxido nítrico a partir da L-arginina....................... 26
FIGURA 10 - Visão geral do sistema digestivo................................................................. 30
FIGURA 11 - Fotos de (A) Ramo de Phyllanthus niruri, (B) P. niruri – planta inteira.... 31
FIGURA 12 - Exemplos de metabólitos secundários isolados de plantas do gênero
Phyllanthus. (A) quercetina-3-O-β-D-glucosídeo, (B) canferol-3-O-β-D-
glucosídeo, (C) geraniína e (D) nirurisida...................................................
32
FIGURA 13 - Fluxograma das extrações aquosas e alcalinas realizadas com P. niruri.... 55
FIGURA 14 - Fluxograma dos processos de obtenção do (A) decocto e (B) infuso......... 56
FIGURA 15 - Precipitação etanólica do infuso de P. niruri.............................................. 57
FIGURA 16 - Fluxograma de purificação de polissacarídeos do infuso (INF-E10) e
decocto (DEC-E10) de P. niruri.................................................................. 59
FIGURA 17 - Perfil de eluição de (A) DEC-E10 e (B) INF-E10 em HPSEC, detectado
pelo índice de refração. (C) Determinação da massa cumulativa em
relação à massa molar de INF-E10.............................................................. 61
FIGURA 18 - Espectros de
13
C-RMN de (A) INF-E10 e (B) DEC-E10............................ 62
FIGURA 19 - Fluxograma do processo de extração aquosa exaustiva de P. niruri........... 64
FIGURA 20 - Análise do perfil cromatográfico em cromatografia em papel dos extratos
aquosos obtidos, seqüencialmente, a 100°C................................................
65
FIGURA 21 - Perfil de eluição de AG-E10 em HPSEC, detectado pelo índice de
refração........................................................................................................ 67
FIGURA 22 - Espectros de
13
C-RMN de (A) INF-E10, (B) DEC-E10 e (C) AG-E10...... 68
FIGURA 23 - Espectros de DEPT de AG-E10................................................................... 69
FIGURA 24 - Fluxograma de extração e purificação dos polissacarídeos de P. niruri,
obtidos após tratamento alcalino (KOH 2%)............................................... 73
FIGURA 25 - Perfis de eluição de (A) 2R16 e (B) 2E30 analisadas em HPSEC.............. 74
FIGURA 26 - Perfis de eluição de (A) 2SFEH e (B) 2PFEH analisadas em HPSEC........ 76
FIGURA 27 - Espectro de
13
C-RMN de 2PFEH, obtido com extração alcalina a 2%....... 77
FIGURA 28 - Perfis de eluição das amostras (A) 2PFEH nativa e (B) carboxi-reduzida
em GC-MS................................................................................................... 78
FIGURA 29 - Fluxograma do processo de extração aquosa e fracionamento de
polissacarídeos dos órgãos vegetais de P. niruri......................................... 82
FIGURA 30 - Perfis de eluição de (A) FS, (B) CS e (C) RS analisadas em HPSEC......... 84
xi
FIGURA 31 - Espectros de
13
C-RMN de (A) FS, (B) CS e (C) RS, obtidos a partir do
extrato aquoso de folhas, caules e raízes, respectivamente......................... 85
FIGURA 32 - Fluxograma do processo de extração alcalina com KOH 2% e semi-
purificação de polissacarídeos dos órgãos vegetais de P. niruri................. 86
FIGURA 33 - Perfis de eluição de (A) 2FS, (B) 2CS e (C) 2RS analisadas em HPSEC... 88
FIGURA 34 - Espectros de
13
C-RMN de (A) 2FS, (B) 2CS e (C) 2RS, obtidos a partir
do extrato alcalino de folhas, caules e raízes, respectivamente................... 89
FIGURA 35 - Fluxograma do processo de extração alcalina com NaOH 15% e
fracionamento de polissacarídeos dos órgãos vegetais de P. niruri. 91
FIGURA 36 - Espectros de
13
C-RMN de (A) 15FS, (B) 15CS e (C) 15RS, obtidos a
partir do extrato alcalino de folhas, caules e raízes, respectivamente......... 93
FIGURA 37 - Efeitos de AG-E10 na viabilidade de macrófagos....................................... 97
FIGURA 38 - Efeitos de AG-E10 na produção de ânion superóxido por macrófagos...... 98
FIGURA 39 - Efeitos de AG-E10 na produção de óxido nítrico por macrófagos.............. 99
FIGURA 40 - Avaliação da atividade elicitora de AG-E10............................................... 100
FIGURA 41 - Processos de obtenção do suco gástrico e de análise de AG-E10 em meio
ácido............................................................................................................. 102
FIGURA 42 - Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à hidrólise
ácida com HCl com pH =2,00. (A) Perfis cromatográficos em diferentes
tempos e (B) Sobreposição dos cromatogramas obtidos em diferentes
tempos.......................................................................................................... 103
FIGURA 43 - Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à hidrólise
ácida com suco gástrico pH 1,95. (A) Perfis cromatográficos em
diferentes tempos e (B) Sobreposição dos cromatogramas obtidos em
diferentes tempos......................................................................................... 104
FIGURA 44 - Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à hidrólise
com suco gástrico pH 7,76. (A) Perfis cromatográficos em diferentes
tempos e (B) Sobreposição dos cromatogramas obtidos em diferentes
tempos.......................................................................................................... 105
FIGURA 45 - Fluxograma de hidrólise ácida em HCl e fracionamento etanólico de AG-
E10............................................................................................................... 107
xii
LISTA DE TABELAS
TABELA 01 - Composição monossacarídica das frações DEC-P e INF-P.......................... 58
TABELA 02 - Composição monossacarídica das frações DEC-E10 e INF-E10................... 60
TABELA 03 - Composição monossacarídica das frações DEC-E10, INF-E10, AG-E10 e
AG-E10 carboxi-reduzida (CRAG-E10)........................................................ 66
TABELA 04 - Análise de metilação da fração CRAG-E10 (arabinogalactana).................... 71
TABELA 05 - Composições monossacarídicas ao longo do processo de purificação do
extrato alcalino (EB2)................................................................................... 75
TABELA 06 - Análise de metilação da fração CR2PFEH (heteroxilana- carboxi-
reduzida)........................................................................................................ 79
TABELA 07 - Composição monossacarídica dos diferentes órgãos vegetais, extraídos em
água................................................................................................................ 83
TABELA 08 - Composição monossacarídica dos diferentes órgãos vegetais, extraídos
com KOH 2%................................................................................................ 87
TABELA 09 - Composição monossacarídica dos diferentes órgãos vegetais, extraídos
com NaOH 15%............................................................................................. 92
TABELA 10 - Composição monossacarídica da arabinogalactana nativa e frações
degradadas..................................................................................................... 109
xiii
LISTA DE SÍMBOLOS, ABREVIATURAS E SIGLAS
γ-INF
- Gama interferon
13
C - Carbono treze
Ac
2
O - Anidrido acético
AG - Arabinogalactana
Ag
2
CO
3
- Carbonato de prata
Ara - Arabinose
BaCO
3
- Carbonato de bário
BMR - Modificador de resposta biológica
BSA - Soro albumina bovina
CH
3
I - Iodeto de metila
CHCl
3
- Clorofórmio
CuSO
4
- Sulfato de cobre
d.i. - Diâmetro interno
D
2
O - Óxido de deutério
DEPT
- Distiortionless enhancement by polarization tranfer
DP - Desvio padrão
EtOH - Etanol
f
- Furanosídico
Fuc - Fucose
Gal - Galactose
GalA - Ácido galacturônico
GC-MS - Cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de massa
GlcA - Ácido glucurônico
Glc - Glucose
H
2
O
2
- Peróxido de hidrogênio
H
2
SO
4
- Ácido sulfúrico
HBSS - Solução salina balanceada de Hanks
HCl - Ácido clorídrico
HOAc - Ácido acético
HPLC - Cromatografia líquida de alta eficiência
xiv
HPSEC-MALLS - Cromatografia de exclusão estérica acoplada à detecção por índice
de refração e espalhamento de luz
i.p. - Intraperitoneal
IL - Interleucinas
IR - Índice de refração
KOH - Hidróxido de potássio
LPS - Lipolissacarídeo
LS - Espalhamento de luz
Man - Manose
Me
2
SO - Dimetilsulfóxido
Me
2
SO-d
6
- Dimetilsulfóxido deuterado
MEM - Meio mínimo essencial
MeOH - Metanol
MTT - Brometo de 3-metil-[4-5-dimetiltiazol-2-il]-25
NaBD
4
- Boroidreto de sódio deuterado
NaBH
4
- Boroidreto de sódio
NaN
3
- Azida sódica
NaNO
2
- Nitrato de sódio
NaOAc - Acetato de sódio
NaOH - Hidróxido de sódio
NH
4
OH - Hidróxido de amônio
NK - Natural killer
NO - Óxido nítrico
nPrOH - n-Propanol
O
2
-
- Ânion superóxido
p
- Piranosídico
p/v - Peso/volume
PBS - Solução salina tamponada
pH - Potencial hidrogeniônico
PMA - Éster de forbol 12-meristato13-acetato
ppm - Partes por milhão
Rha - Ramnose
xv
RMN - Ressonância magnética nuclear
rpm - Rotações por minuto
TFA - Ácido trifluoracético
TLC - Cromatografia em sílica gel
v/v - Volume/volume
Xyl - Xilose
xvi
RESUMO
Este estudo foi desenvolvido com extratos de Phylanthus niruri, um fitoterápico de ampla
distribuição nas regiões tropicais e subtropicais do globo, popularmente conhecido como
quebra-pedra. O trabalho traz uma abordagem química e biológica dos carboidratos que
compõem a planta. O enfoque químico trata do isolamento e caracterização de polissacarídeos
obtidos a partir de diferentes formas de extração. Os extratos aquosos foram realizados nas
formas de infusão, decocção e extração exaustiva à quente. A partir destes extratos foi isolada
e caracterizada uma arabinogalactana péctica do tipo I, de estrutura complexa. Este
polissacarídeo apresentou cadeia principal constituída por unidades de β-Galp (1→4),
parcialmente substituída por cadeias laterais contendo Rhap, GalpA, Araf, Galp e Glcp. A
molécula apresentou terminais não-redutores de Araf, Xylp, Rhap, Manp, Galp, e Glcp.
Foram também realizadas extrações alcalinas com KOH 2% que forneceram uma heteroxilana
ácida, também de estrutura complexa. A molécula apresentou cadeia principal constituída por
unidades de β-Xylp (1→4), parcialmente substituída por cadeias laterais constituídas por
unidades de Rhap, Araf e 4-O-Me-GlcpA. A molécula apresentou terminais não-redutores de
Araf, Xylp, Galp, Glcp e GlcpA. Com o intuito comparativo, foram também realizadas
extrações a partir dos órgãos vegetais separados: folhas, caules e raízes. Os extratos aquosos
dos órgãos vegetais apresentaram grande similaridade, sugerindo a presença de
arabinogalactanas como principal componente. Já os extratos alcalinos, obtidos com KOH 2%
apresentaram algumas diferenças, especialmente quanto ao polissacarídeo que compõe as
folhas. Sugere-se que a amostra obtida das folhas seja constituída, majoritariamente, por uma
arabinogalactana; já os extratos obtidos dos caules e raízes são constituídos por heteroxilanas,
polissacarídeo caracterizado ao se realizar extratos com a planta inteira. Foram ainda
realizadas extrações com NaOH 15% e os resultados obtidos apontam a presença de xilanas
substituídas e/ou xiloglucanas compondo o extrato das folhas, enquanto os dos caules e raízes
são constituídos por xilanas pouco substituídas. O enfoque biológico do trabalho foi
desenvolvido com a arabinogalactana obtida a partir dos extratos aquosos realizados com a
planta inteira. Os testes in vitro realizados em macrófagos peritoneais de camundongos
apontaram que o polissacarídeo é capaz de aumentar a produção de O
2
-
em 3 vezes, não
interferindo na produção de NO. Foi ainda observada uma atividade elicitora de células ao
tratar os animais com o polissacarídeo por 24 h, alcançando um aumento máximo de células
no exsudato peritoneal de 2,3 vezes na dose de 100 mg.kg
-1
. Por fim, o trabalho ainda avaliou
o processo de digestão parcial da arabinogalactana, mimetizando condições ácidas
estomacais. Ao se submeter a arabinogalactana à hidrólises ácidas a 37° C, por até 3 h com
suco gástrico e HCl foi observado que o polissacarídeo sofre alterações químicas decorrentes
deste tratamento e que, ao contrário do esperado, o processo de digestão estomacal fragmenta
a molécula de forma intensa. Fragmentos de alta e baixa massa molar da arabinogalactana
parcialmente degradada foram também testados em macrófagos peritoneais de camundongos
e foi observada uma ativação máxima da produção de O
2
-
em 2 vezes para a fração de baixa
massa molar e 2,3 vezes para a fração de alta massa molar, indicando uma relação estrutura /
atividade, na qual o tamanho, a conformação e/ou a seqüência monossacarídica estão
envolvidas.
xvii
ABSTRACT
This study was developed using extracts of Phyllanhtus niruri, known as stone-breaker
(quebra-pedra), a medicinal herb widely distributed throughout tropical and subtropical
regions. The work presents a chemical and biological focus on the carbohydrates present in
the plant. The chemical approach deals with the isolation and characterization of
polysaccharides obtained from different extraction procedures. Aqueous extractions were
carried through in form of teas, as decoction and infusion, and exhaustively in hot water.
From these extracts, a complex type I arabinogalactan was characterized. The pectic polymer
presented a main chain constituted by a (1→4)-linked β-Galp, partially substituted by Rhap,
GalpA, Araf, Galp e Glcp side chains, with nonreducing end units of Araf, Xylp, Rhap, Manp,
Galp, and Glcp. Extractions using 2% aq. KOH were also carried out, affording an acidic
heteroxylan with a complex structure. The polysaccharide had a (1→4)-linked β-Xylp main-
chain, partially substituted by Rhap, Araf, and 4-O-methylglucuronic acid side chains, with
nonreducing end units of Araf, Xylp, Galp, Glcp, and nonmethylated glucuronic acid. The
next step was on the extraction and fractionation of polysaccharides from the different organs
from the plant, aiming to compare the content of each organ. These results comprise samples
obtained from leaves, steams, and roots. The aqueous extracts of the plant organs were very
similar among themselves, suggesting the presence of an arabinogalactan as a main
component. The alkaline fractions, obtained from 2% aq. KOH extractions, presented some
differences, specially concerning the leaf extracts, which also contained an arabinogalactan as
a major polysaccharide. On the other hand, the fractions obtained from the stems and roots
were composed of a heteroxylan, similar to that of the whole plant. Extractions using
15% aq. NaOH were also carried out, and the extracts from the leaves presented substituted
xylans and/or xyloglucans. The extracts from the stems and roots were very similar, in terms
of the carbohydrate content, and afforded poorly substituted xylans. The biological approach
of this study was carried out with the arabinogalactan, obtained from the aqueous extracts
from the whole plant. The in vitro assays were conducted on the peritoneal macrophages of
mice, and the polysaccharide was able to stimulate O
2
-
production in 3 fold, but did not
interfere with the nitric oxide pathway. Cell eliciting activity was also observed in the
polysaccharide-treated animals after 24 h treatment, achieving an increase of 2.3 times at a
dose of 100 mg.kg
-1
. A third approach of this work consisted of analyses of a partial digestion
of the arabinogalactan, miming gastric conditions. The arabinogalactan was submitted to acid
hydrolyses with HCl and gastric juice from human volunteers, at 37 °C, for a maximum of 3
h. It was possible to observe a partial degradation of the polysaccharide to a much higher
proportion than that expected. Fragments from the native polymer were also tested in the
peritoneal macrophage of mice, and resulted in 2 and 2.3 fold activation of O
2
-
production for
the low and high molar mass fragments, respectively. These results indicate a
structure/activity relationship, in which the size, conformation and/or monosaccharide
sequence may be involved.
1
1. INTRODUÇÃO
As plantas constituem a mais rica fonte natural de biomoléculas utilizadas pelo
homem. O uso de plantas com propriedades curativas é evidenciado desde a era pré-
histórica, em que sociedades primitivas buscavam a cura terapêutica e psicoterapêutica
através de preparações botânicas (HALBERSTEIN, 2005).
Com o passar do tempo e o desenvolvimento industrial, o uso de plantas
medicinais passou a ser uma forma de tratamento secundário, pois o desenvolvimento
de compostos sintéticos assumiu a liderança frente aos tratamentos alopáticos. No
entanto, a última década foi marcada por um grande desagrado da população em
relação aos tratamentos medicamentosos convencionais (BRISKIN, 2000), uma vez
que o custo de medicamentos industrializados passou a ser muito elevado e o
desenvolvimento de pesquisas científicas demonstrou uma enorme diversidade de
efeitos adversos produzidos pelo uso destas drogas (KESSLER et al., 2001).
Assim, o uso de medicamentos fitoterápicos, ou seja, à base de plantas com
propriedades medicinais re-emergiu na sociedade guiado por um forte apelo da busca
pelo natural, associado aos baixos custos no tratamento (GLASER, 1999).
Atualmente, as pesquisas científicas em torno de plantas medicinais apresentam
focos majoritários definidos nas áreas da fitoquímica, farmacognosia e horticultura. A
fitoquímica é responsável pela caracterização de possíveis compostos bioativos,
enquanto a farmacognosia contempla ensaios de bioatividade, identificação do modo
de ação e sítios ativos para ação de fitoquímicos (BRISKIN, 2000).
No que tange aos compostos químicos de origem vegetal, faz-se importante
abordar uma classe primária de biomoléculas: os carboidratos, especialmente os
polissacarídeos. Durante muito tempo, os carboidratos foram considerados importantes
para o homem somente do ponto de vista nutricional, no entanto, muito se tem
investigado sobre as diferentes estruturas destas moléculas e suas potenciais aplicações
biológicas (BOHN e BEMILLER, 1995). Polissacarídeos de diferentes fontes naturais
têm apresentado diversas atividades biológicas, incluindo propriedades antiviral
(TALARICO et al., 2004), leishmanicida (NOLETO et al., 2002), antitumoral
2
(STUELP-CAMPELO et al., 2002; PENG et al., 2005) e anticoagulante
(MARTINICHEN-HERRERO et al., 2005a, b).
Diversas classes de polissacarídeos têm apresentado aumento na resposta
imunológica de vários organismos e células, sendo classificados como moléculas
imunomoduladoras ou modificadoras de resposta biológica (MRB) (BOHN e
BEMILLER, 1995). O uso de macrófagos na detecção de moléculas
imunomodulatórias mostra-se um modelo adequado para a realização de experimentos
tanto in vitro como in vivo, uma vez que estas células são amplamente distribuídas no
organismo animal e são responsáveis por processos homeostáticos, imunológicos e
antiinflamatórios (HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999). A literatura aponta algumas
respostas de macrófagos frente a diferentes polissacarídeos, sendo já observadas
alterações no “burst” respiratório, resultando no aumento ou diminuição da produção
de ânion superóxido (O
2
-
) e alterações na produção de óxido nítrico (NO).
(HASHIMOTO, OHNO e YADOMAE, 1997; MORETÃO et al., 2003; MORETÃO et
al., 2004).
Tendo em vista a necessidade social de investimentos científicos voltados ao
estudo de plantas medicinais, associados à carência de informações quanto à
caracterização química e aplicação biológica de polissacarídeos que compõem estes
vegetais, este estudo traz uma abordagem química e biológica a respeito de
carboidratos que compõem a quebra-pedra (Plyllanthus niruri), um fitoterápico de
grande difusão nas regiões tropicais e subtropicais do globo. Assim, o presente
trabalho traz três abordagens: a) O enfoque químico, no qual foi realizada a
caracterização de polissacarídeos obtidos a partir de diferentes formas de extração,
bem como de diferentes órgãos vegetais de P. niruri; b) o enfoque biológico, no qual
foi avaliado os efeitos destes polissacarídeos em macrófagos peritoneais de
camundongos in vitro e in vivo; c) o enfoque fisiológico, o qual trata do
comportamento de polissacarídeos frente a condições digestivas, pois sabendo-se que
o uso de quebra-pedra e de inúmeras outras plantas medicinais se faz por meio da
ingestão de chás, é conveniente investigar, neste momento, as biotransformações que
os polissacarídeos podem sofrer no decorrer do processo digestivo.
3
2 REVISÃO DA LITERATURA
2.1 INTRODUÇÃO AOS POLISSACARÍDEOS DE VEGETAIS SUPERIORES
Os carboidratos certamente constituem, após a água, o principal componente
químico presente nas células e tecidos de organismos vegetais. Tais compostos podem
ser basicamente classificados em dois grandes grupos, os de reserva e os estruturais
(AVIGAD e DEY, 1997).
Os carboidratos de reserva acumulados no vegetal funcionam como provedores
de monossacarídeos os quais são metabolicamente utilizados durante o crescimento e
desenvolvimento da planta. Dentre os carboidratos de armazenamento, pode-se
observar a presença de monossacarídeos, dissacarídeos, oligossacarídeos e
polissacarídeos e seus derivados. O amido, a sacarose e as frutanas são os carboidratos
de reserva mais abundantes e metabolizáveis em plantas. Em adição ao amido e aos
polímeros de frutose, as plantas produzem outros polissacarídeos que também podem
ser considerados de reserva. Dentre estes, as galactomananas constituem o principal
grupo presente nas sementes de muitos vegetais (AVIGAD e DEY, 1997).
A outra classe de carboidratos vegetais, chamados estruturais, constituem os
compostos naturais mais abundantes na Terra, sendo a mais importante fonte de
reciclagem de carbono. Salvo raras exceções, estes carboidratos encontram-se nas
paredes celulares, que envolvem as células vegetais (REID, 1997).
2.2 PAREDE CELULAR VEGETAL
A parede celular vegetal foi considerada, durante muitos anos, um envoltório
celular morto e amorfo. Atualmente, sabe-se do complexo grau de estruturação da
parede celular e das diversas funções que esta desempenha na vida do vegetal (BRETT
e WALDRON, 1990). Este envoltório celular está presente em todas as células de
vegetais superiores, com exceção de poucas, como os gametas (YORK et al., 1985;
SCHINDLER, 1998). A importância da parede celular para a vida do vegetal dá-se
4
pelas variadas funções que ela apresenta, sendo essencial na determinação da forma
celular, da textura do tecido e da morfologia final do vegetal, através da força
mecânica e rigidez que apresenta (RAVEN, EVERT e EICHORN, 1999; REID, 1997).
A parede celular é ainda de extremo valor quanto à proteção das células ao
ataque de patógenos, pois ao degradarem-se parte dos polissacarídeos da parede
celular, os oligossacarídeos gerados difundem ao redor das células vizinhas,
promovendo reações de defesa local (BRETT e WALDRON, 1990), além de ativarem
genes responsáveis pela síntese de fitocompostos, como por exemplo, a produção de
fitoalexinas e antibióticos (BOWLES, 1990). Outra importante participação da parede
celular na comunicação célula-célula, deve-se à necessidade de absorção, transporte e
secreção de substâncias entre as células do vegetal, que são dependentes da parede
celular (BRETT e WALDRON, 1990).
A parede celular de vegetais superiores é composta majoritariamente por
carboidratos, os quais estão associados a proteínas (HELDT, 1997). A fração glicídica
consiste de microfibrilas de celulose entrelaçadas em uma fase contínua de pectina e
hemicelulose, além da lignina presente em paredes celulares secundárias (Figura 01)
(WHISTLER, 1970). A distribuição destes polímeros na parede celular já deu origem a
vários modelos estruturais, propostos na tentativa de desvendar a real estrutura da
parede celular, que se encontra dividida em primária e secundária.
A parede celular primária é encontrada em células jovens, sendo de
fundamental importância no processo de expansão celular (REID, 1997). É também
observada em células de tecidos suculentos e parenquimáticos das folhas e frutos
(FRESHOUR et al., 1996). A composição química da parede celular primária de
dicotiledôneas é de, aproximadamente, 25-40% de celulose, 15-25% de hemicelulose,
15-40% de substâncias pécticas, 5-10% proteínas e traços de compostos fenólicos
(AVIGAD e DEY, 1997).
Já a parede celular secundária encontra-se entre a primária e a membrana
plasmática da célula, conferindo rigidez aos tecidos vegetais (REID, 1997). A
conversão da parede primária em secundária ocorre após o processo de lignificação, o
qual interrompe o crescimento celular, e indica, portanto, o amadurecimento celular e
5
a diferenciação terminal da célula (ALBERSHEIM et al., 1996). A constituição
química deste tipo de parede, em dicotiledôneas, passa a ser de 40-45% de celulose,
15-35% de hemicelulose, 15-30% de lignina e traços de pectina (AVIGAD e DEY,
1997).
Do ponto de vista químico, as pectinas, a celulose e as hemiceluloses podem ser
diferenciadas desde as formas de extração. As pectinas são extraídas por meio de
soluções aquosas de oxalato de amônio ou EDTA, as quais são capazes de quelar o
cálcio ou outros cátions metálicos divalentes. As hemiceluloses são mais difíceis de
serem removidas da parede celular, requerendo-se, além do uso de água, o uso de
soluções alcalinas, como hidróxido de sódio ou potássio. A celulose por sua vez é
obtida a partir dos resíduos da extração de pectinas e hemiceluloses sendo, portanto,
não solúvel em álcali (AVIGAD e DEY, 1997).
Parede
celular
secundária
Pectina
Proteína
Microfibrila
Rede cristalina
de celulose
Celulose
Macrofibrilas
Segmento da parede primária
Figura 01 - Organização da parede celular em vegetais
superiores.
(Fonte: adaptado de NIKLAS, 2000)
Hemi
celulose
Micela
Parede
celular
primária
6
2.3 HEMICELULOSES
O termo hemicelulose foi proposto pela primeira vez por Schulze, em 1891, no
intuito de designar polissacarídeos extraídos de plantas através de soluções alcalinas
(WHISTLER, 1970). No entanto, tem-se relato de diversos polissacarídeos extraídos
com água, como as arabinogalactanas e glucomananas que são também considerados
hemiceluloses (FENGEL e WEGNER, 1989). Para alguns autores, o termo
hemicelulose refere-se aos polissacarídeos de baixa massa molar, encontrados na
parede celular de plantas terrestres, que se associam com a celulose e a lignina
(COLLINS e FERRIER, 1995). REID (1997) conceitua as hemiceluloses como
polímeros da parede celular que apresentam um tipo particular de estrutura molecular e
exercem uma determinada função nesta parede. GABRIELLI e colaboradores (2000)
adotam a definição descrita por ASPINALL (1969) e TIMELL (1964), na qual o termo
hemicelulose refere-se aos polissacarídeos presentes em tecidos vegetais que ocorrem
juntamente com a celulose e que podem ser isolados através de extrações aquosas ou,
mais frequentemente, alcalinas.
Apesar da dificuldade conceitual do termo hemicelulose, muito se tem relatado
sobre esta ampla diversidade de polímeros que constituem cerca de 20% do peso seco
da parede celular dos vegetais. A composição química, abundância e distribuição das
hemiceluloses dependem da espécie, tecido e condições de crescimento do vegetal
(WHISTLER e Be MILLER, 1959; KITAYAMA et al., 2000). Outro fator
determinante na caracterização de hemiceluloses é a idade da planta, sendo a
maturidade do vegetal de grande influência na composição e abundância de diferentes
polímeros (BUCHALA e WILKIE, 1974). Uma vez que existe uma ampla diversidade
metodológica para a purificação de hemiceluloses, a caracterização destes
polissacarídeos será dependente do protocolo utilizado (GHALI, YOUSSEF e
MOBDY, 1974; CARPITA, 1984).
As hemiceluloses são constituídas por unidades monossacarídicas de
D-xilose,
D-manose, D-galactose, D-glucose, L-arabinose, ácido 4-O-metilglucurônico, ácido D-
galacturônico e ácido
D-glucurônico, sendo que eventualmente apresentam
7
grupamentos O-acetil ligados às unidades pertencentes às cadeias principal e/ou lateral
(FENGEL e WEGNER, 1989). Estes monossacarídeos encontram-se glicosidicamente
ligados, constituindo diferentes polissacarídeos, sendo os principais incluídos nas
classes denominadas arabinogalactanas, arabinoxilanas, xilanas, galactoglucomananas,
glucuronoxilanas, glucomananas, mananas e xiloglucanas (PULS e SCHUSEIL, 1993;
KACURÁKOVÁ et al., 2000).
Considerando a relevância com a qual as xilanas serão abordadas neste trabalho,
o próximo item traz uma breve revisão sobre esta classe de polissacarídeos.
2.3.1 Xilanas
Dentre os diversos polímeros de hemicelulose, as xilanas são os polissacarídeos
mais representativos da parede celular de plantas terrestres (JOSELEAU, COMTAT e
RUEL, 1992), encontradas em todos os vegetais superiores e em quase todas as partes
do vegetal (WHISTLER, 1970). Presume-se que as xilanas contribuam com cerca de
um terço das fontes de carbono orgânico reciclável disponíveis na natureza
(GABRIELLI et al., 2000).
Estes polissacarídeos são encontrados, principalmente, na parede celular
secundária dos tecidos, apresentando funções estruturais, ou ainda, em paredes
celulares primárias de bulbos e sementes, com função de reserva (JOSELEAU,
COMTAT e RUEL, 1992; YUI et al., 1995; DINAND e VIGNON, 2001). Nas paredes
celulares secundárias dos vegetais, as xilanas formam pontes de hidrogênio com a
celulose, ligações covalentes com as ligninas e podem formar ligações do tipo éster
com grupamentos acetil e ácidos fenólicos. Sendo assim, esta classe de polímeros
apresenta-se fortemente comprometida com a formação da parede celular dos vegetais.
BUCHALA e WILKIE (1974) e MIGNÉ, PRENSIER e GRENET (1994)
demonstraram que o amadurecimento do vegetal e a conseqüente lignificação dos
tecidos promovem um aumento no conteúdo de xilanas caracterizadas da cevada e do
milho, respectivamente. Devido à forte associação das xilanas na parede celular
vegetal, esta classe de hemiceluloses requer o uso de soluções alcalinas mais
8
concentradas para serem extraídas (CARPITA, 1984; SUN et al., 2001; KITAYAMA
et al., 2000).
As xilanas caracterizadas de diferentes espécies vegetais apresentam grande
variedade estrutural, porém o esqueleto desta classe de polissacarídeos é normalmente
formado por unidades de β-xilopiranose ligadas (1→4). Dentre a grande variedade
estrutural das xilanas, as heteroxilanas são mais comumente encontradas em plantas
terrestres, sendo normalmente observados substituintes monossacarídicos neutros ou
ácidos, ou ainda, cadeias laterais oligossacarídicas ligadas à cadeia principal β-(1→4)
xilopiranosil (JOSELEAU, COMTAT e RUEL, 1992; DINAND e VIGNON, 2001),
além da intensa presença de grupamentos O-acetil (REICHER e CORRÊA, 1982;
REICHER, GORIN e CORRÊA, 1984; REICHER et al., 1989, 1994). A Figura 02
mostra as principais substituições encontradas nos esqueletos das xilanas, sendo estas
nos carbonos C-2 e C-3 das unidades de β-
D-xilopiranose. São poucos os relatos de
homoxilanas lineares isoladas de plantas terrestres: como exemplo, xilanas do talo de
tabaco (EDA, OHNISHI e KATO, 1976) e da casca da semente de guar (Cyamopsis
tetragonolobus) (JOSELEAU, COMTAT e RUEL, 1992).
Figura 02- Principais cadeias laterais substituintes do esqueleto
β
-(1→4) xilopiranosil.
FONTE: JOSELEAU, COMTAT e RUEL, 1992.
R: α-D-GlcpA-(1→2)
4-O-Me-α-
D-GlcpA-(1→2)
α-
L-Araf-(1→3)
α-L-Araf-(1→2)
β-D-Galp-(1→5) α-L-Araf-(1→3)
β
-D-Xil
p
-
(
1→2
)
α-L-Ara
f
-
(
1→3
)
R:
α
-L-Araf-(1→2, 1→3 e 1→2,3
----Araf)
n
-(1→3)
----Feruloil
----Cumaroil
----Lignina
----(OAc): O-acetil
OAc
9
Apesar da literatura conhecer a importância das xilanas para a manutenção da
vida do vegetal e a estrutura básica destes polissacarídeos de longa data, muita atenção
tem sido dada a esta classe de hemiceluloses, uma vez que a estrutura fina destes
polímeros está intimamente relacionada com propriedades industriais e biológicas.
No que tange às propriedades industriais, diversos trabalhos científicos apontam
as heteroxilanas como a principal fonte de fibras solúveis (“non starch
polysaccharides”) contidas em grãos, como por exemplo, no trigo, sorgo (NANDINI e
SALIMATH, 2001; DERVILLY-PINEL, TRAN e SAULNIER, 2004), malte e cevada
(HAN, 2000). Uma vez que estes polissacarídeos podem formar uma solução
altamente viscosa na presença de água, é de fundamental importância conhecer a
estrutura fina destas macromoléculas para traçar uma relação entre viscosidade e
estrutura, maximizando os processos de panificação e obtenção de cerveja, dentre
outros processos industriais.
As propriedades biológicas descritas para as heteroxilanas serão abordadas no
item 2.6, onde serão analisadas as respostas biológicas de diversas classes de
polissacarídeos.
2.4 PECTINAS
A definição do termo pectina, quando quimicamente abordada, vem sendo
reformulada, nos últimos 70 anos de estudo, por grupos de pesquisa altamente
qualificados na química de carboidratos (RIDLEY, O`NEILL e MOHNEN, 2001).
O´NEILL, ALBERSHEIM e DARVILL, em 1990 trazem definições atuais sobre
pectinas e polissacarídeos pécticos. Segundo estes autores, pectina refere-se a “uma
família de polissacarídeos complexos que contem unidades de ácido α-D-
galacturônico (GalpA)”. Esta família compreende três classes de polímeros,
denominados de polissacarídeos pécticos: homogalacturonanas, ramnogalacturonanas
do tipo I e galacturonanas substituídas, dentre as quais encontram-se as
ramnogalacturonanas do tipo II.
10
Ainda segundo O´NEILL et al. (1990), defini-se por homogalacturonana o
polissacarídeo que apresenta “uma cadeia linear constituída por unidades de ácido α-
D-galacturônico, unidas por ligações do tipo 1→4, sendo alguns grupamentos
carboxílicos esterificados por metanol (ésteres de metil)”. Existem, ainda, estudos que
identificam a presença de grupamentos O-acetil substituindo os C-2 ou C-3 (ISHII,
1997).
Já as ramnogalacturonanas do tipo I (RGI) são uma classe de polissacarídeos
que contém a cadeia principal constituída por unidades alternadas de ácido α-D-
galacturônico ligadas em C-4 e unidades de α-L-ramnose ligadas em C-2, formando o
dissacarídeo [→4) α-D-GalpA-(1→2)- α- L-Rhap-(1→] repetidas vezes.
Em geral, as unidades de α-D-GalpA não se encontram substituídas, no entanto,
percentuais bem variados de α- L-Rhap (20 a 80%) podem estar substituídas em C-4
por cadeias laterais diversas (O´NEILL et al., 1990). Estes substituintes geralmente
apresentam unidades de arabinose e/ou galactose, podendo ser oligossacarídeos ou
polissacarídeos como arabinanas, galactanas e/ou arabinogalactanas (SMITH, 1993;
McNEIL et al., 1984; REID, 1997) (Figura 03). Também já foram observadas cadeias
laterais constituídas por α-fucose, ácido β-glucurônico, ácido β-4-O-metilglucurônico
e ácidos ferrúlico ou cumárico (O´NEILL et al., 1990).
As variadas cadeias laterais presentes nas RGIs geram moléculas de alta
complexidade, inclusive algumas regiões moleculares intensamente substituídas são
conhecidas como “regiões em cabeleira” (hairy regions).
Finalmente, a terceira classe de polissacarídeos pécticos é chamada de
galacturonanas substituídas (GS) que são um “grupo diverso de polissacarídeos que
apresentam a cadeia principal constituída por unidades de ácido α-
D-galacturônico,
unidas por ligações do tipo 1→4” (O´NEILL et al., 1990). No caso específico das
ramnogalacturonanas do tipo II (RGII), as cadeias laterais são, geralmente,
substituintes em C-2 das unidades de α-
D-GalpA e são formadas por oligossacarídeos
contendo açúcares pouco usuais, como a fucrose, o ácido acérico, a apiose e o ácido 3-
deoxi-mano-octulosônico (SMITH, 1993).
11
O alto grau de complexidade destas moléculas, associado às propriedades
formadoras de gel quando em solução aquosa, faz destas moléculas um enorme desafio
para químicos de carboidratos, os quais passam anos desvendando um emaranhado
molecular (CARPITA e GIBEAUT, 1993), que vêm sendo cada vez mais usado, tanto
industrialmente quanto em aplicações biológicas.
As arabinogalactanas compõem, em parte, as cadeias laterais das RGI, no
entanto, como podem existir independentemente das pectinas na parede celular, serão
abordadas em um item aparte, a seguir.
β-D-galactana
(
1→3
),
(
1→3
,
6
)
β-D-galactana
(
1→4
),
(
1→4
,
6
)
4-GalA (1→2)-Rha-1
α-L-Araf
β
-D-GlcpA
β-D-Galp
α-L-arabinana
(
1→3
),
(
1→3
,
5
)
Figura 03 – Modelo estrutural de uma ramnogalacturonana do tipo I.
FONTE: RIDLEY, O`NELLY e MOHNEN, 2001.
12
2.5 ARABINOGALACTANAS
Uma vez que as arabinogalactanas podem ser consideradas polissacarídeos
hemicelulósicos ou pécticos, esta classe de macromoléculas será tratada à parte, neste
item.
As arabinogalactanas (AGs) são polissacarídeos estruturais, presentes em todos
os vegetais superiores (FINCHER, STONE e CLARK, 1983), tendo uma estrutura
molecular complexa e de difícil caracterização (WHISTLER 1970; ASPINALL,
1982). A literatura mostra diversos trabalhos envolvendo a elucidação estrutural destes
polímeros, encontrados em folhas, caules, raízes, flores, sementes e, em grande
quantidade, em gomas e exsudatos de vegetais (FINCHER, STONE e CLARK 1983;
MENESTRINA et al., 1998; DELGOBO et al., 1998, 1999).
Uma vez que estes polissacarídeos geralmente apresentam viscosidade em
solução, existe um grande interesse comercial voltado à elucidação destes compostos,
descritos desde a década de setenta, por WHISTLER (1970). Dentro do âmbito
industrial, pode-se citar o intenso uso de arabinogalactanas da tão conhecida goma
arábica (Acácia Senegal), proveniente de árvores de diferentes espécies de Acácia. Já
com enfoque biológico, as principais arabinogalactanas utilizadas são provenientes do
lariço (Larix occidentalis e Larix dahurica), uma árvore típica da região norte do
globo, sendo descrita por apresentar propriedades imunomoduladoras.
A elucidação estrutural das arabinogalactanas é também importante para uma
maior compreensão da real estrutura da parede celular primária de vegetais superiores.
O grupo de Albersheim propôs o primeiro modelo estrutural de parede celular (Figura
04), no qual as arabinogalactanas seriam formadas por uma cadeia de arabinose ligada
a outra de galactose, contendo poucas ramificações, formadas apenas por uma unidade
monossacarídica cada. Neste modelo estrutural, cada fibra de celulose estaria coberta
por várias moléculas de xiloglucanas, as quais estariam covalentemente ligadas a uma
unidade interna de galactose da arabinogalactana. A unidade terminal de galactose da
molécula estaria covalentemente ligada a uma cadeia de ramnogalacturonana, estando
esta cadeia ligada a várias moléculas de arabinogalactana (ALBERSHEIM, 1975).
13
Desde este modelo, muitos avanços foram observados tanto em relação à parede
celular quanto em relação à caracterização de seus constituintes químicos. Um modelo
mais recente da estrutura da parede celular foi proposto por CARPITA e GIBEAUT
(1993), no qual as (1→5)-α-
L-arabinanas e as arabinogalactanas formam muitas
cadeias laterais nas unidades de ramnose das cadeias de ramnogalacturonanas.
CARPITA e GIBEAUT (1993) também se referem à diversidade estrutural e ao alto
grau de complexidade que estes polissacarídeos podem assumir, além da associação
com proteínas, constituindo uma classe especial de moléculas, as arabinogalactana-
proteínas (AGPs).
ASPINALL (1973), ao perceber as diferenças quanto às ligações químicas
envolvidas na cadeia principal destas macromoléculas, classificou as AGs em dois
grandes grupos: as arabinogalactanas do tipo I, pouco ramificadas e com cadeias
principais de (1→4) β-
D-galactanas, e as do tipo II, altamente ramificadas, constituídas
por cadeias principais de (1→3) e/ou (1→6) β-
D-galactanas.
2.5.1 Arabinogalactanas do Tipo I
As arabinogalactanas do tipo I (AGI) são também chamadas de pécticas, pois
são encontradas como cadeias laterais que ramificam as pectinas (ASPINALL, 1980;
Figura 04 - Modelo esquemático da estrutura da parede celular primária de vegetais,
proposto por ALBERSHEIM (1975).
Em azul escuro está representada a cadeia de ramnogalacturonana, em amarelo, as
unidades de galactose da arabinogalactana, em verde, as unidades de arabinose da
arabinogalactana, em azul claro, as cadeias de xiloglucanas, em cinza, uma fibra de
celulose e as linhas em preto, as ligações covalentes.
14
FINCHER, STONE e CLARKE, 1983; KACURÁKOVÁ et al., 2000). Estes
polissacarídeos são constituídos por uma cadeia principal de β-
D-galactopiranoses
ligadas (1→4), substituídas por unidades de arabinose e galactose. Segundo
ASPINALL (1982), STEPHEN (1983) e CARPITA e GIBEAUT (1993), as unidades
substituintes são, geralmente, ligadas ao O-3 da cadeia principal de β-
D-galactana
(Figura 05) e o conteúdo de arabinose que esta classe de AGs pode apresentar é muito
variável, podendo chegar a 50%.
A literatura clássica, construída entre as décadas de 60 e 80, apresentava
definições extremamente engessadas quando à caracterização química de
polissacarídeos. Atualmente, diversos trabalhos científicos têm demonstrado uma
maior diversidade estrutural de moléculas quando comparada com moléculas
caracterizadas no passado. Tendo-se como exemplo as AGI, a literatura atual
demonstrou estruturas químicas com alto grau de complexidade, contendo, além de
arabinose e galactose, monossacarídeos como ramnose, xilose, manose e glucose. A
diversidade das AGI não é observada somente na composição monossacarídica, como
também na massa molar e nas ligações glicosídicas entre as unidades que compõem as
cadeias laterais destas moléculas (CAPEK et al., 2003; DIALLO et al., 2003;
KARDOSOVÁ et al., 2004; CIPRIANI et al., 2004).
Outro aspecto de grande interesse em relação a estas macromoléculas é o
significativo aumento da descrição de propriedades biológicas para estes
polissacarídeos, como apresentado no item 2.6.1.
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→4
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→4
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→4
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→4
)
-
α-L-Ara
f
-
α-L-Ara
f
-
Figura 05 - Estrutura das arabinogalactanas do tipo I.
FONTE: CARPITA e GIBEAUT, 1993.
15
2.5.2 Arabinogalactanas do Tipo II
As arabinogalactanas do tipo II (AGII) constituem uma ampla classe de
biomoléculas, pois, apesar de apresentarem uma estrutura geral semelhante, a estrutura
fina destas moléculas varia muito de espécie para espécie (CARPITA & GIBEAUT,
1993; ALBERSHEIM et al., 1996). Já foram observadas AGs de diferentes massas
molares, desde moléculas com 9 kDa (PRESCOTT et al., 1995) até 100 kDa
(D’ADAMO, 1990). A composição monossacarídica também pode apresentar
variações, podendo o conteúdo de arabinose atingir até 80%. Em algumas moléculas já
caracterizadas são ainda observadas outras unidades monossacarídicas neutras, além
da presença de
D-GlcpA, 4-O-metil-D-GlcpA e D-GalpA (STEPHEN, 1983).
As estruturas moleculares de arabinogalactanas do tipo II são altamente
ramificadas, sendo denominadas por diversos autores como “região cabeluda” que
ramifica as ramnogalacturonanas da parede celular. A cadeia principal destas
moléculas é, geralmente, pequena e constituída por β-
D-Galp (1→3), porém podem
ainda ser observadas cadeias formadas por β-
D-Galp (1→6), ou ainda β-D-Galp (1→3)
(1→6). As ramificações incluem cadeias laterais constituídas por unidades de β-
D-
Galp, β-
D-Galp substituídas por α-L-Araf (1→3) e cadeias de α-L-Araf (1→5). As
ramificações podem ainda conter unidades de
D-GlcpA, 4-O-metil-D-GlcpA e D-
GalpA (Figura 06) (Mc NEIL et al., 1984; ASPINALL, 1969; FINCHER et al., 1983;
STEPHEN, 1983).
As AGs do tipo II estão presentes na parede celular do vegetal, ramificando ou
não, as ramnogalacturonanas através de ligações entre unidades que constituem as
ramificações e os O-2 de unidades de
L-Rhap ou D-Galp de substâncias pécticas e
gomas (STEPHEN, 1983). No entanto, é comum observar a associação destas
arabinogalactanas com proteínas, constituindo uma classe de proteoglicanas essencial
na regulação da expansão e divisão celular, chamadas de arabinogalactanas-proteínas
(SCHINDLER et al., 1998).
16
2.6 ATIVIDADES BIOLÓGICAS DE POLISSACARÍDEOS
Um dos trabalhos pioneiros envolvendo carboidratos em respostas biológicas
foi realizado por BRADNER e colaboradores (1958), como citado por BOHN e Be
MILLER (1995). O trabalho demonstrou uma atividade antitumoral promovida por
polissacarídeos da parede celular de Saccharomyces cerevisae. A partir de então,
diversos outros trabalhos foram realizados, e, atualmente, as atividades biológicas
mais comumente atribuídas aos carboidratos de diversas fontes são: ativador
imunológico, antitumoral, antiviral e anticoagulante (BOHN e Be MILLER, 1995).
Além destas atividades, a literatura relata ainda o envolvimento de carboidratos nas
atividades leishmanicida (NOLETO et al., 2002), antitussígena (EBRINGEROVÁ et
al., 1998; KARDOSOVÁ et al., 2004; NOSAL`OVA et al., 2000) e reguladora
α
-L-Ar
a
f
-
-β-D-Galp-(1→3)-β-D-Galp-(1→3)-β-D-Galp-(1→3)-β-D-Galp-(1→3)-β-D-Galp-(1→3)-
α-L-Ar
a
f
-
(
1→6
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→6
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→6
)
-
α-L-Ar
a
f
-
α-L-Ar
a
f
-
α-L-Ar
a
f
-
(
1→6
)
-
β
-D-Gal
p
-
Figura 06 - Exemplo estrutural de uma arabinogalactana do tipo II.
FONTE: CARPITA e GIBEAUT, 1993.
α-L-Ar
a
f
-
(
1→6
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→6
)
-
β
-D-Gal
p
-
(
1→6
)
-
α-L-Ar
a
f
-
α-L-Ar
a
f
-
17
intestinal (SANZ et al., 2005; NEWBURG, RUIZ-PALACIOS e MORROW, 2005;
LEWIS, BURMEISTER e BRAZIER, 2005; MARLETT e FISHER, 2003).
Um grupo de polissacarídeos de especial interesse são aqueles sulfatados
naturalmente ou quimicamente, citados como moléculas eficientes no combate a
diversos vírus, além de funcionarem como moléculas terapêuticas ou profiláticas em
desordens trombóticas (JOHANN et al., 1995; MOURÃO et al., 2001; ALBAN,
SCHAUERTE e FRANZ, 2002). As algas marinhas são uma grande fonte de
polissacarídeos naturalmente sulfatados (MOURÃO et al., 2001; TALARICO et al.,
2004), assim como os liquens são fontes interessantes para a obtenção de moléculas
com menor grau de complexidade, sendo portanto, passíveis de sulfatação química.
Dentre estas classes de polissacarídeos, destacam-se as galactanas naturalmente
sulfatas de algas marinhas e as glucanas, galactomananas, fucanas e galactanas
quimicamente sulfatas a partir de liquens e fungos. (MARTINICHEN-HERRERO et
al., 2005 a, b; CARBONERO et al., 2002; BODE e FRANZ, 1991).
Trabalhos desenvolvidos com plantas também têm apresentado resultados
promissores, como nos estudos realizados por EBRINGEROVÁ et al. (1998),
NOSAL`OVA et al. (2000) e KARDOSOVÁ et al. (2003) onde estão descritas
propriedades antitussígenas atribuídas a polissacarídeos, especialmente às xilanas
substituídas. É interessante mencionar que, no estudo realizado por NOSAL`OVA et
al. (2000), observou-se uma relação direta entre a presença de ácidos urônicos nos
polissacarídeos extraídos de Rudbeckia fulgida (bem-me-quer) e o aumento da
atividade antitussígena, comprovando a importância da estrutura glicídica neste tipo de
atividade biológica. Em um outro estudo, realizado por KARDOSOVÁ et al. (2003),
foi demonstrada esta mesma atividade promovida por uma frutofuranana de baixa
massa molar, extraída das raízes de Arctium lappa (bardana). As frutanas, assim como
os oligossacarídeos ricos em frutose, são também citados por promoverem a regulação
intestinal em vários níveis (SANZ et al., 2005; LEWIS, BURMEISTER, BRAZIER,
2005).
NOLETO e colaboradores (2002, 2004) caracterizaram a complexação de uma
manana de Saccharomyces cerevisae e uma galactomanana de líquen com o íon
18
vanadilo. Ambos polissacarídeos complexados e não-complexados apresentaram
atividade biológica em macrófagos peritoneais de camundongos, sendo a atividade
leishmanicida demonstrada pela galactomanana a mais significativa (NOLETO et al.,
2002).
Em se tratando de atividades imunológicas e antitumorais, a literatura aponta
um grande número de trabalhos envolvendo diversos tipos de polissacarídeos. Tem-se
por definição que moléculas capazes de interferir na resposta imunológica de uma
célula ou organismo são chamadas de “imunomoduladoras ou modificadoras da
resposta biológica” (BMR) (ROSENBERG, 1993; BOHN e BeMILLER, 1995; HAN
E McDONALD, 1999; OOI e LIU, 2000). Dentre a ampla variedade de estudos
realizados com diversos polissacarídeos de diferentes fontes naturais, especial
destaque tem sido dado às glucanas, mananas, galactomananas e arabinogalactanas.
As β-glucanas, isoladas principalmente de bactérias, fungos e plantas são os
polissacarídeos mais estudados quanto às atividades imunológicas e antitumorais
(STONE e CLARKE, 1992; BOHN e BeMILLER, 1995; WAKSHULL et al., 1999),
sendo inclusive descrita a presença de um receptor específico em macrófagos de
camundongos (GOLDMAN, 1988), gerando respostas em termos de secreção de
interleucinas, NO, O
2
-
, H
2
O
2
e aumento da capacidade fagocítica (ABEL e CZOP,
1992; SAKURAI, OHNO, YODAMAE, 1992; ADACHI, OHNO e YODAMAE,
1993; OKASAKI et al., 1995, 1996). Atualmente, devido ao consagrado uso popular
dos cogumelos comestíveis, ênfase tem sido dado às β-glucanas bioativas isoladas de
basidiomicetos, como no Agaricus blazei (EBINA e FUJIMIYA, 1998; SHU, LIN e
WEN, 2004; DABA e EZERONYE, 2003) ou Ganoderma lucidum (SLIVA et al.,
2003). As α-glucanas ainda não foram alvo maciço de estudos aprofundados, no
entanto, algumas moléculas foram também capazes de gerar respostas positivas sobre
macrófagos, células T, natural killer, HeLa e Sarcoma 180 como àquelas estudadas
por CARNEIRO-LEÃO et al. (1997), MIZUNO et al. (1998) e STUELP-CAMPELO
et al. (2002).
O “zymosan”, nome comercial de um extrato da parede celular de leveduras,
contém uma mistura de manana e glucana que já demonstrou ser eficiente na indução
19
do “burst” respiratório em macrófagos (WILLIAMS et al., 1986; BADWAY e
KARNOVSKI, 1980; BERTON e GORDON, 1983). Os efeitos de galactomananas e
mananas já foram também estudados por PIERARD et al. (1991), INGOLFSDOTTIR
et al (1994), RAMESH, YAMAKI e TSUSHIDA (2002) e NOLETO et al. (2002,
2004), sendo observadas alterações na produção de NO e capacidade fagocítica.
2.6.1 Atividades Biológicas de Arabinogalactanas (AGs)
As arabinogalactanas compreendem uma classe promissora de polissacarídeos
no que diz respeito a propriedades imunoestimulantes e antitumorais. Estudos atuais
têm demonstrado que moléculas obtidas de diferentes fontes, contendo características
químicas peculiares de cada espécie, são bioativas quando testadas in vitro e in vivo.
Dentre os muitos estudos realizados, podem ser citados o estímulo in vitro da via
alternativa do sistema complemento humano quando em contato com uma
arabinogalactana (AG) obtida de Viscum album (azevinho), de massa molar em torno
de 700.000 g.mol
-1
(WAGNER e JORDAN, 1998). Uma atividade similar foi
observada para uma outra AG, contendo cadeia principal constituída por unidade de
β-Galp, ligadas em O-3, isolada e caracterizada a partir das folhas da planta medicinal
Plantago major L. (tanchagem) (SAMUELSEN et al., 1998). Ainda, ativação no
sistema complemento foi observada em AGs extraídas de Trichilia emetica
(“mahogany”) (DIALLO et al., 2003) e Mahonia aquifolium (Pursh) Nutt, conhecida
por mahonia (KARDOSOVÁ et al., 2004).
O estudo realizado por CAPEK et al. (2003) demonstrou uma atividade
comitogênica
1
para uma AG, uma pectina e uma glucuronoxilana obtidas da sálvia
(Salvia officinalis L). Neste trabalho, os autores traçam uma relação entre massa
molar, estrutura química e atividade biológica destes polissacarídeos, sendo
observadas massas molares maiores de 50.000 g.mol
-1
para a pectina e a xilana e
menor de 10.000 g.mol
-1
para a arabinogalactana. Os resultados apresentados
1
Atividade comitogênica: teste elaborado para avaliar propriedades de glicopeptídeos, sendo usado para outras
substâncias imunoestimulatórias. Correlaciona a atividade adjuvante à mitogênese.
20
demonstraram que a xilana foi o polímero que gerou uma maior atividade quando
comparado com os outros.
No estudo realizado por INNGJERDINGEN e colaboradores (2005) foram
isolados e caracterizados dois polissacarídeos (arabinogalactana e RGII) a partir da
planta medicinal Glinus oppositifolius (L.) Aug. DC. Ambos apresentaram atividade
fixadora do complemento em uma relação dose-dependente e foram capazes de induzir
a quimiotaxia de macrófagos, células T e NK. Um estudo semelhante envolvendo AG
e pectinas foi realizado por NERGARD e colaboradores (2005), no qual os autores
isolaram e demonstraram atividade de polissacarídeos de Vernonia kotschyana Sch.
Bip. Ex Walp. (boldo-da-bahia, assapeixe). Na tentativa de traçar uma relação entre
estrutura e atividade, os autores submeteram as moléculas à degradação enzimática
com arabinofuranosidade e galactanase e observaram um aumento da atividade
fixadora do complemento para a fração da AG resistente à degradação.
IM e colaboradores (2005) também estudaram a relação estrutura / atividade
promovida por AGs. Neste estudo, os autores extraíram um “pool” de
arabinogalactanas com diferentes massas molares do gel da babosa (Aloe sp.) e o
digeriram parcialmente. O extrato foi desproteinizado e fracionado em colunas de gel
permeação. As análises imunológicas foram realizadas em macrófagos e Sarcoma 180.
Os resultados apontaram que as AGs com massas molares entre 5 e 400 kDa foram as
mais bioativas em ambos os sistemas in vitro e in vitro.
2.7 MACRÓFAGOS
Os macrófagos são células do grupo dos fagócitos mononucleares, chamados de
monócitos no sangue e macrófagos nos tecidos. Estas células são amplamente
distribuídas pelo corpo e localizam-se, principalmente, no baço, fígado (células de
Kupffer), pulmão (macrófago alveolar), nódulos linfóides e pele (células de
Langehans) (ADAMS, 1979; HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999).
A importância destas células dá-se pela variedade de funções que elas exercem,
em que são observadas a defesa do hospedeiro contra agentes infecciosos, respostas
21
imunológicas, angiogênicas e hematopoiéticas. As respostas imunológicas (Figura 07)
promovidas pelos macrófagos são alvos de estudo de diversos autores e incluem o
processamento e apresentação de antígenos, a regulação da resposta de linfócitos T e B
por meio de co-ativação, a inflamação, o reparo de tecidos através da secreção de
proteases e fatores de crescimento e a atividade citotóxica contra células tumorais e
microbianas (WING e REMINGTON, 1980; CAVAILLON, 1994; POPOV et al.,
1999; VADIVELOO et al., 2000; COOK et al., 2001).
Dependendo do estado funcional dos macrófagos, eles podem ser classificados
da seguinte maneira: macrófagos residentes são aqueles derivados da cavidade
peritoneal, sem nunca terem sido estimulados; macrófagos elicitados são os recrutados
para a cavidade peritoneal como resposta a um agente inflamatório não-específico,
como por exemplo, agentes químicos (tioglicolato de sódio); macrófagos ativados são
aqueles recrutados para a cavidade peritoneal em resposta a um agente infeccioso
(Bacilus Calmette Guerin – BCG), o qual produz um exsudato rico em citocinas
(COHN, 1978; CRAWFORD et al., 1987).
A ativação de macrófagos gera um aumento da atividade celular e, como
conseqüência, alterações das características funcionais, bioquímicas e morfológicas
destas células, as quais podem ser monitoradas. De maneira geral, os macrófagos
ativados apresentam-se maiores e mais aderentes às superfícies, além de expressarem e
Figura 07 – Papel central dos macrófagos no sistema imunológico.
FONTE: Adaptado de ROITT e RABSON, 2003.
22
secretarem uma maior quantidade de enzimas lisossomais, proteases e fatores de
crescimento (KAMINSKI, ROBERTS e GUTHRIE, 1985).
Uma vez ativados, os macrófagos podem então fagocitar bactérias, leveduras e
células mortas. No intuito de destruir e eliminar os elementos fagocitados, bem como
os invasores, estas células produzem espécies derivadas de oxigênio (“burst
respiratório”) e nitrogênio (KARNOVISKI e LAZDINS, 1978; NATHAN, 1985;
FADOC et al., 1993; MARCINKIEWICZ, 1997; HALLIWELL e GUTERIDGE,
1999).
A ativação de macrófagos proveniente da ação de polissacarídeos obtidos de
vegetais superiores, cogumelos e algas é muito conhecida cientificamente e já foi
estudada em centenas de espécies. Compilando dados obtidos de polissacarídeos de
espécies vegetais, SCHEPETKIN e QUINN (2006) apontam que tais polímeros atuam
no aumento da produção de citocinas e quimiocitocinas, na proliferação celular e na
produção de espécies reativas de oxigênio (ROS), como mostra a Figura 08.
Figura 08 – Diferentes formas de ativação de macrófagos induzidas por
polissacarídeos vegetais.
IL: interleucina, IFN: interferon, TNF-α: fator de necrose tumoral α, GM-
CSF: fator estimulante de colônia de granulócito e macrófago, MCP-1:
proteína quimioatrativa 1 de monócito, NO: óxido nítrico.
FONTE: SCHEPETKIN e
Q
UINN
,
2006
Produção de Citocina /
Quimiocina
Produção de
ROS
Proliferação
celular
23
Assim, a ativação de macrófagos por meio da ação de polissacarídeos vegetais
dá-se, inicialmente, pelo reconhecimento destas macromoléculas por receptores
celulares específicos, podendo citar o receptor “Toll like 4” (TLR4), CD14, receptor
de complemento 3 (CR3, também conhecido como CD11b/CD18, Mac-1 ou
integrina), receptor do tipo “scavanger”, dectina-1 e receptor para manose
(SCHEPETKIN e QUINN, 2006; HERRE, GORDON e BROWN, 2004). Os
receptores CR3, CDw17, do tipo “scavanger” e dectina-1 parecem estar envolvidos
com o reconhecimento de β-glucanas. Ainda, o receptor CR3 também pode reconhecer
polissacarídeos ricos em manose ou contendo fucose ou N-acetilglicosamina
(SCHEPETKIN e QUINN, 2006).
Além de mananas e glucanas, sabe-se também que polissacarídeos pécticos e
arabinogalactanas são ativadores de macrófagos, além de já terem sido relatadas
propriedades ativadoras anti-complemento e hemapoiéticas (SCHEPETKIN e QUINN,
2006).
Além da capacidade fagocítica, os macrófagos secretam citocinas e
quimiocinas, que são proteínas de baixa massa molar, responsáveis pela comunicação
entre as células do sistema imune, via receptores específicos da superfície celular
(ABBAS, LICHTMAN e POBER, 2000). A secreção destas proteínas é ativada por
componentes bacterianos solúveis, como endotoxinas, exotoxinas, enterotoxinas e
peptideoglicanas. Um dos agentes indutores da secreção de citocinas é um
lipopolissacarídeo endotóxico de bactérias Gram-negativas, o LPS. Esta endotoxina é
atualmente utilizada como controle positivo em experimentos que avaliam a ativação
de macrófagos via secreção de citocinas, pois baixas concentrações são suficientes
para gerar respostas positivas (KOPP e GHOSH, 1995).
Dentre as citocinas secretadas por macrófagos, encontram-se a interleucina-1β
(IL-1β) e a interleucina 6 (IL-6), que são moléculas pró-inflamatórias, sintetizadas em
resposta às infecções e danos teciduais. Já as interleucinas 10 e 12 (IL-10 e IL-12) são
ditas citocinas imunoreguladoras, pois apresentam amplo espectro de atuação em
vários tipos de células (ABBAS, LICHTMAN e POBER, 2000).
24
Além dos macrófagos sintetizarem citocinas eles também são alvos destas
moléculas sintetizadas por outras células. Dentre estas moléculas, tem-se o INF-γ, as
interleucinas 4 (IL-4) e 12 (IL-12), o fator-beta transformador do crescimento (TGF-β)
e o fator estimulante de colônia de macrófagos (M-CSF) (ABBAS, LICHTMAN e
POBER, 2000).
Além das funções fagocítica e imunológica, os macrófagos ativados
desencadeiam o chamado “burst” respiratório e aumentam a produção de NO
(HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999). Uma vez que estas respostas bioquímicas
foram avaliadas neste trabalho, elas serão abordadas nos itens seguintes.
2.7.1 “BURST” RESPIRATÓRIO
O “burst” respiratório caracteriza-se por um acentuado aumento do consumo de
oxigênio celular, gerado pela ativação da reação de redução do oxigênio a ânion
superóxido (O
2
-
). Esta reação de redução é catalisada pelo complexo NADPH oxidase
(Equação 1). Em seguida, o O
2
-
é convertido a peróxido de hidrogênio (H
2
O
2
) pela
ação da enzima superóxido dismutase (SOD) (Equação 2) (KLEBANOFF, 1992;
ROTROSEN, 1992).
A NADPH oxidase é constituída por componentes citosólicos e uma
flavoproteína ligada à membrana de vesículas secretoras que, sob estímulo, fundem-se
à membrana plasmática. A enzima geralmente encontra-se inativa nos fagócitos, no
entanto, quando as células são estimuladas por agentes apropriados, como por
exemplo, peptídeos microbianos, ocorre a translocação de proteínas fosforiladas para a
membrana, onde se associam ao citocromo b558, tornando a enzima ativa e, portanto,
NADPH + 2 O
2
NADP
+
+ H
+
+ 2 O
2
-
(Equação 1)
2 O
2
-
+ 2 H
+
H
2
O
2
+ O
2
(Equação 2)
N
ADPH oxidase
SOD
25
capaz de catalisar a reação de redução do oxigênio (YAMAGUCHI e KANEDA,
1988; JOHANSSON et al., 1995; PARK et al., 1992, PARK e BABIOR, 1992;
BABIOR, 1992).
A intensidade do “burst” respiratório será dependente de onde e como os
macrófagos serão obtidos. Macrófagos residentes são pouco ativos em relação àqueles
obtidos de animais previamente estimulados (HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999).
Este estímulo pode ser promovido pelo tratamento dos animais com agentes químicos,
como o tioglicolato de sódio, ou biológicos, como o BCG. O éster de forbol 12-
meristato 13-acetato (PMA) é também um conhecido ativador da via, e é atualmente
usado como controle positivo em experimentos que envolvem a avaliação do “burst”
respiratório (JUN, MET e YUAN, 1993).
A formação do O
2
-
e H
2
O
2
é um processo essencial para a defesa do hospedeiro
contra microorganismos invasores, pois estes produtos de reação destroem os
patógenos fagocitados ou àqueles presentes no meio extracelular. Outras espécies
reativas de oxigênio, como o radical hidroxil (
•
OH) e o singleto de oxigênio (
1
O
2
) são
também responsáveis por este mecanismo de defesa à patógenos (JOHNSTON e
LEHMEYER, 1997; PICK e KEISARI, 1980; HALLIWELL e GUTTERIDGE, 1999).
2.7.2 PRODUÇÃO DE ÓXIDO NÍTRICO
O óxido nítrico (NO), um radical livre gasoso e permeável a membranas, é
produzido por diferentes tipos celulares, como células do endotélio vascular, neurônio,
epitélio do trato respiratório, fibroblasto, hepatócito e macrófago (BILLIAR et al.,
1992; NUSSLER e BILLIAR, 1993; SONG et al., 2002). Em macrófagos, a produção
de NO encontra-se relacionada com importantes respostas celulares, como na defesa
antimicrobiana, inflamação e angiogênese (MacMICKING, XYE e NATHAN, 1997).
A síntese de NO é obtida a partir do átomo de nitrogênio de grupo guanidino do
aminoácido L-arginina em uma reação catalisada pela enzima óxido nítrico sintase
(NOS), requerendo ainda, a participação do NADPH e de oxigênio molecular, como
mostrado na Figura 09.
26
A enzima NOS já foi caracterizada a partir de diferentes células, mostrando
algumas diferenças estruturais e/ou funcionais (LOWENSTEIN e SNYDER, 1992).
Em células endoteliais e neuronais, a NOS, chamada de cNOS é uma enzima
constitutiva, dependente de cálcio (BREDT e SNYDER, 1990). Já em macrófagos, a
chamada iNOS (óxido nítrico sintase induzível), apresenta-se fortemente complexada a
uma molécula de calmodulina, essencial para a permanência da forma ativa da enzima,
apresentando ativação transcricional a partir de certas citocinas, LPS (JAMES, 1995),
exposição ao IFN-γ e patógenos (GREEN et al., 1990). Em geral, as isoformas de NOS
são inibidas por análogos de arginina N-substituídas, como por exemplo, a N
G
-
monometil-L-arginina (NMMA), aminoguanidina ou N-nitroarginina metil éster
(JAMES, 1995).
O NO atua por mecanismo parácrino devido ao curto tempo de meia-vida.
Assim, a ação deste efetor é evidenciada somente nas células próximas do seu local de
síntese. Em soluções aquosas, o NO é rapidamente convertido em nitrito (NO
2
-
) e
nitrato (NO
3
-
) (Van der VEEN et al., 2000).
É importante ressaltar que, além das atividades relacionadas ao NO, a síntese
descontrolada deste agente pode resultar em uma resposta tóxica, envolvida em
Ca
2+
NOS
Figura 09 – Reação de formação do óxido nítrico a partir da L-arginina
FONTE: Adaptado de ROITT e RABSON, 2003.
27
diversas doenças inflamatórias (COTRAN, KUMAR e ROBBINS, 1994; ZHUANG e
WOGAN, 1997).
2.8 OS POLISSACARÍDEOS E AS FIBRAS
Acredita-se que o termo “fibras” foi utilizado pela primeira vez por Hipsley, em
1953 (DEVRIES, PROSKY e CHO, 1999), onde o autor descrevia propriedades de
constituintes não-digeríveis como a celulose, as hemiceluloses e a lignina. A partir de
então, o uso do termo “fibras” foi sendo incorporado na linguagem científica da área.
No entanto, a definição de “fibras” sofreu e, ainda sofre, controvérsias, especialmente
entre fisiologistas e químicos. De maneira geral, os químicos reconhecem as fibras
como sendo “a soma de polissacarídeos não-amiláceos e lignina”, enquanto os
fisiologistas adotam o termo para “os componentes alimentares resistentes à
degradação por enzimas de mamíferos” (BACH KNUDSEN, 2001). Apesar de ainda
não haver um consenso mundial em relação à definição de fibras, em 1981, a AOAC
(Associação dos Analistas Químicos Oficiais) reconheceu e adotou a seguinte
definição: “Fibras alimentares consistem de polissacarídeos, lignina e substâncias
associadas presentes em células vegetais, resistentes à digestão (hidrólise) por enzimas
alimentares de humanos”. Nesta definição são incluídas: celulose, hemicelulose,
ligninas, gomas, celuloses modificadas, mucilagens, oligossacarídeos e pectinas, além
das seguintes substâncias associadas a estas macromoléculas: ceras, cutina e suberina
(PROSKY, 1981
2
, citado por DEVRIES, PROSKY e CHO, 1999).
O estudo das fibras é justificado pelas propriedades físico-químicas que estas
moléculas desenvolvem no processo fisiológico da digestão, pois sabe-se que as fibras
alimentares apresentam capacidade trocadora de cátions, hidratação, viscosidade e
absorção de compostos orgânicos (McDOUGALL et al., 1996). A solubilidade das
fibras é um fator determinante na função que desempenham: moléculas solúveis em
um meio de digestão artificial, preparado com enzimas digestivas em pH controlado,
2
PROSKY, L. Discussion on the definition and analysis of fibre. Association of Official Analytical Chemists:
Spring Workshop. Ottawa
28
são importantes na regulação da digestão e absorção de nutrientes no intestino
delgado. Já as moléculas insolúveis são importantes no intestino grosso, onde
aumentam o bolo fecal, diluem a flora microbiana e diminuem o tempo de trânsito
boca-ânus (BACH KNUDSEN, 2001).
2.8.1 Digestão de Polissacarídeos
O processo de digestão inicia-se na boca ao se ingerir o alimento, passando pelo
estômago, intestino delgado e intestino grosso, sendo completo com a eliminação do
bolo fecal através do ânus (Figura 10). Os polissacarídeos, ao serem ingeridos na
alimentação, podem ser digeridos, parcialmente digeridos ou não-digeridos na sua
totalidade. O amido é um exemplo de molécula integralmente digerida pelo homem,
enquanto as pectinas e hemiceluloses são tidas como polissacarídeos parcialmente
digeridos e, por fim, a lignina é um exemplo de molécula não digerível pelo homem
(BACH KNUDSEN, 2001).
A fase bucal da digestão compreende a mastigação do alimento e a ação da
enzima amilase salivar. Nesta curta etapa, o amido é o polissacarídeo alvo do processo
digestivo. HOEBLER et al. (1998) demonstraram que, em apenas 27 segundos, 50%
do amido de pão é hidrolisado pela enzima.
A fase gástrica da digestão é tida como a chave do processo digestivo, uma vez
que esta etapa determina as alterações químicas e mecânicas do alimento, preparando-
o para a digestão e absorção (HOEBLER, 2002). O estudo realizado por ZHANG e
colaboradores (2003) mostra a relação direta entre o potencial ácido (mimetizando
condições gástricas) e a liberação de unidades de arabinose de arabinogalactanas e
arabinoxilanas degradadas parcialmente neste sistema, mostrando uma diminuição da
complexidade da molécula, ou seja, uma alteração química através de um processo
químico de digestão.
Já o intestino delgado, dividido em duodeno, jejuno e íleo, é responsável pela
digestão enzimática e absorção dos alimentos. Uma vez que as enzimas capazes de
digerir polissacarídeos são limitadas à amilase pancreática, a digestão dos
29
polissacarídeos é restrita (AIRES, 1999). Nesta etapa, as fibras, ou seja, os fragmentos
de polissacarídeos não digeridos, reduzem a digestabilidade da matéria seca devido à
resistência em serem degradados pelas enzimas endógenas. Segundo BACH
KNUDSEN (2001), espera-se que polissacarídeos menos complexos, como as β-
glucanas, sejam mais degradadas que outras estruturas mais complexas, para as quais
requer-se a cooperação de diversos sistemas enzimáticos. No entanto, estudos
realizados por MILLARD e CHESSON (1984) e CANIBE e BACH KNUDSEN
(1997) mostraram um alto grau de digestão de pectinas e polissacarídeos pécticos, uma
vez que, na porção anterior ao íleo, estes polissacarídeos haviam diminuído as
quantidades de ácidos urônicos e galactose. Em geral, as arabinoxilanas encontradas
em cereais sofrem uma menor digestão, como mostram os estudos de BACH
KNUDSEN e HANSEN (1991), BACH KNUDSEN et a.l. (1993) e GLITSO et al.
(1998).
Por fim, os carboidratos que resistiram ao processo de digestão até o íleo,
representam o principal substrato endógeno para a fermentação bacteriana dos
microorganismos que habitam o intestino grosso. As regiões de maior atividade
bacteriana são o ceco e o colo ascendente, locais onde ocorre uma maior digestão de
carboidratos. Em geral, os polissacarídeos não-amiláceos solúveis (fibras solúveis),
como os polissacarídeos pécticos, as β-glucanas, as arabinoxilanas, dentre outros são
grandemente degradados apenas no intestino grosso (BACH KNUDSEN et al., 1993;
GLITSO et al., 1998). Polissacarídeos lignificados são menos digeríveis pela flora
bacteriana quando comparados com estruturas não-lignificadas (BACH KNUDSEN,
2001).
30
2.9 A PLANTA Phyllanthus niruri Linné
As plantas do gênero Phyllanthus pertencem a uma das maiores famílias da
classe das angiospermas dicotiledônias, as Euforbiáceas, formada por cerca de 230
gêneros e aproximadamente 7500 espécies (JOLY, 1991). O gênero Phyllanthus
compreende mais de 600 espécies, amplamente distribuídas nos países tropicais e
subtropicais (FILHO et al., 1996). A planta Phyllanthus niruri (sin. P. amarus),
popularmente conhecida como quebra-pedra, é uma pequena erva de haste ereta, fina e
ramosa, com 10 a 30 cm de altura. As folhas da espécie são ovais e alternadas.
Apresenta flores amarelo-esverdeadas e frutos secos (FRANCO, 1997; SANTOS,
TORRES e LEONART, 1987) (Figura 11).
Figura 10 – Visão geral do sistema digestivo.
(UNIVERSITY OF MARYLAND, 2004)
Estômago
Duodeno
Jejuno
Íleo
Colo
Órgão
Esôfago
Estômago
Duodeno
Jejuno
Íleo
Colo
Órgão
Esôfago
3
2
1
1- ascendente
2- transverso
3- descendente
4
ceco
31
PARELLE e colaboradores
3
, citados por CHAUHAN, SULTAN e
SRIVASTAVA (1977), desenvolveram o primeiro estudo com a planta Phyllanthus
niruri relatado na literatura. Estes autores caracterizaram um alcalóide de cor branca,
denominado norsecurinina. No início dos anos sessenta, foram também caracterizados
outros metabólitos secundários, como a filantina e a hipofilantina. Além de alcalóides,
outros compostos como taninos, flavonóides, fenóis, triterpenóides, ácidos graxos,
ésteres do ácido ftálico, lignanas e vitamina C já foram isolados e caracterizados de
diversas espécies do gênero Phyllanthus (AHMAD, HUSAIN e OSMAN, 1981;
MIGUEL et al., 1996; QUIAN-CUTRONE, 1996; UENO et al., 1998).
Dentre os muitos metabólitos secundários já caracterizados, grande parte
apresenta-se associada a carboidratos, sendo a fração glicídica composta,
majoritariamente, por mono ou dissacarídeos. Já foram observados glicoflavonóides
como as quercetinas (Figura 12-A) e canferol (Figura 12-B) (EL-MEKKAWYN et al.,
1995), lignanas glicosiladas denominadas de filantostatina A, 1 e 2 dentre outras
(PETTIT e SCHAUFELBERGER, 1988; PETTIT et al., 1990), elagitaninos
3
ROUFFIA, C. R.; ROUFFIA, Plant Méd. Phytother., Toulouse, v.3, p. 220-223, 1969.
Figura 11- Fotos de (A) Ramo de Phyllanthus niruri, (B) P. niruri
–
p
lanta inteira
FONTE: TAYLOR, 2001.
(A) (B)
32
glicosilados como a geraniína (Figura 12-C) e furosina (MIGUEL et al., 1996) e a
nirurisida (Figura 12-D) (QUIAN-CUTRONE et al., 1996), dentre outros.
Atualmente, os estudos químicos de glicosídeos, bem como de outros
metabólitos secundários, apresentam-se, em geral, associados a alguma resposta
biológica gerada por estes componentes. Uma vez que espécies do gênero Phyllanthus
são continuamente estudadas por diversos grupos de pesquisa espalhados no mundo, o
número de trabalhos científicos envolvendo esta espécie de planta medicinal ultrapassa
centenas, e o conhecimento das propriedades medicinais reais apresentados pela planta
é extenso.
Dentre as atividades biológicas popularmente consagradas, P. niruri já forneceu
resultados significativos quanto à inibição do vírus da hepatite B
(C)
(D)
(A)
Figura 12 - Exemplos de metabólitos secundários isolados de plantas do gênero
P
hyllanthus. (A) quercetina-3-O-β-D-glucosídeo, (B) canferol-3-O-β-D-
glucosídeo, (C) geraniína e (D) nirurisida.
(B)
H
33
(VENKATESWARAN, MILLMAN e BLUMBERG, 1987; RAJESHKUMAR e
KUTTAN, 2000; JASSIM e NAJI, 2003), aos efeitos hipoglicemiantes, hipotensivo e
diurético (DIAS et al., 1995; SRIVIDYA e PERIWAL, 1995; UENO et al., 1988;
RAPHAEL, SABU e KUTTAN, 2002) e inibição da formação de cristais de oxalato
de cálcio no trato urinário, inibindo o desenvolvimento de cálculos renais (FREITAS,
SCHOE e BOIM, 2002). No entanto, outros estudos têm sido realizados na tentativa de
se comprovar diversas outras atividades biológicas, tais como a inibição da
transcriptase reversa do vírus HIV-1 (OGATA et al., 1992; EL-MEKKAWY et al.,
1995; NOTKA, MEIER e WAGNER, 2003), as atividades analgésicas (MIGUEL et
al., 1996; SANTOS et al., 1995; SANTOS et al., 2000), antitumoral em células de
diferentes linhagens (POWIS e MOORE, 1985; PETTIT e SCHAUFELBERGER,
1988; PETTIT et al, 1990; RAJESHKUMAR e KUTTAN, 2000), antioxidante na
prevenção de úlceras gástricas (BANDYOPADHAY, PAKRASHI e PAKRASHI,
2000), anti-inflamatória (IGNÁCIO et al., 2001; KIEMER et al., 2003), antimalárica
(MUÑOZ et al., 2000) e na redução dos níveis de lipídeos plasmáticos em ratos
(KHANNA, RIZVI e CHANDER, 2002).
34
3 OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GERAL
O objetivo geral deste trabalho é caracterizar estruturalmente polissacarídeos
extraídos de Phyllanthus niruri Linn, bem como investigar a ativação de macrófagos
induzida por estas moléculas e avaliar o comportamento destes polissacarídeos em
meio ácido, mimetizando a condição estomacal.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Tendo em vista o objetivo geral deste trabalho, os objetivos específicos são:
- Realizar extrações aquosas de P. niruri, a fim de obter polissacarídeos;
- Realizar extrações alcalinas de P. niruri, a fim de obter polissacarídeos não
extraídos com água;
- Isolar e caracterizar estruturalmente esses polissacarídeos;
- Realizar extrações de P. niruri nas formas de infuso e decocto, bem como avaliar
os polímeros obtidos a partir destas formas de extrações populares;
- Comparar estruturalmente polissacarídeos obtidos nos extratos aquosos com
aqueles obtidos nas formas de infuso e decocto;
- Extrair polissacarídeos de diferentes órgãos de P. niruri em meio aquoso e alcalino
e compará-los;
- Avaliar os efeitos de polissacarídeos de P. niruri sobre macrófagos da cavidade
peritoneal de camundongos in vitro e in vivo;
- Avaliar o comportamento de polissacarídeos em meio ácido, mimetizando
condições fisiológicas de digestão estomacal.
35
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 OBTENÇÃO E CLASSIFICAÇÃO DO VEGETAL
Os estudos realizados com P. niruri foram parcialmente desenvolvidos com
material gentilmente cedido pela Indústria Farmacêutica “As Ervas Curam” Ltda. O
material doado pertence ao lote 528/02 e consta da forma farmacêutica “ervas in
natura”, contendo a planta inteira (caule, folhas, raízes, inflorescências) seca e moída.
Os estudos realizados com os órgãos vegetais em separado foram realizados
com amostras de P. niruri coletadas no bairro Guabirotuba, na cidade de Curitiba, em
2001. Logo após a coleta, os órgãos vegetais foram separados em raízes, caules e
folhas e foram secos em estufa com temperatura menor que 40° C.
A confirmação da espécie vegetal, em ambas as amostras comercial e “in
natura”, foi gentilmente realizada pela aluna Nathieli Keila Takemori, sob a
supervisão da Profa. Dra. Cleusa Bona do Departamento de Botânica da Universidade
Federal do Paraná. Uma amostra da planta está depositada no herbário da UFPR
(UPCB), com o número de depósito de 42822.
4.2 EXTRAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS
4.2.1 Deslipidificação
A deslipidificação do material foi realizada previamente às extrações aquosas,
com exceção para a obtenção do infuso e do decocto em que a deslipidificação não foi
executada.
O processo foi realizado utilizando-se como solventes o etanol (EtOH),
clorofórmio-metanol (CHCl
3
-MeOH, 2:1, v/v) e acetona, sequencialmente. As
extrações foram realizadas em um sistema de refluxo em banho-maria, mantidos em
temperatura de 80° C para as extrações com etanol e clorofórmio-metanol e, 60° C
com acetona. Foram realizadas duas extrações de 1,5 h cada, com MeOH e CHCl
3
-
36
MeOH. Com acetona, foi realizada uma extração de 1 h. Todos os extratos foram
filtrados e os solventes evaporados à temperatura ambiente. O material deslipidificado
seco foi utilizado nos processos de extrações aquosas.
4.2.2 Extrações Aquosas
As plantas medicinais, utilizadas nas formas de chás, podem ser preparadas por
infusão ou decocção. Os infusos devem ser a preparação de escolha para folhas, flores,
inflorescências, sementes e frutos. Já os decoctos são ideais no preparo para raízes,
rizomas, caules, estigmas e cascas (SANTOS, TORRES e LEONART, 1987;
CHATONET, 1983).
Neste trabalho, foram realizados 4 procedimentos diferenciados de extrações
aquosas, como segue:
4.2.2.1 Infusão
O chá na forma de infuso foi preparado a partir de 200 g de P. niruri levemente
moída, obtida comercialmente. Três litros de água fervente foram vertidos sobre a
planta, o recipiente foi fechado e a extração ocorreu até que o extrato atingisse
temperatura ambiente (~6 h). O extrato foi filtrado, o volume reduzido em evaporador
rotatório e liofilizado.
4.2.2.2 Decocção
O chá na forma de decocto foi preparado a partir de 200 g de P. niruri
levemente moída, obtida comercialmente. Três litros de água foram vertidos sobre a
planta e a extração ocorreu a 100° C, sob refluxo por 15 min. Após fervura, o extrato
foi filtrado à quente, o volume reduzido em evaporador rotatório e liofilizado.
37
4.2.2.3 Extração aquosa exaustiva
Uma amostragem da planta seca e moída (1 kg) foi submetida à extração aquosa
exaustiva, com prévia deslipidificação como consta no item 4.2.1.
O material residual proveniente da deslipidificação foi submetido a extrações
aquosas seqüenciadas (cada 100g da planta foi adicionado de 3 L de água por
extração), sob refluxo, à temperatura de 100 °C. O período de extração foi
determinado até exaustão completa de carboidratos, avaliada pelo método do fenol-
ácido sulfúrico (item 4.4.2.1), sendo necessárias um total de 60 h de extração. Após
cada extração (6 h), o material foi filtrado, o volume concentrado em evaporador
rotatório e submetido à precipitação com etanol separadamente, sendo que foram
utilizados três volumes de etanol para um de amostra. O material foi então
centrifugado e o precipitado (polissacarídeos) dialisado contra água corrente, em
membrana de 12 kDa, por 24 h. O sobrenadante etanólico (oligossacarídeos), bem
como o precipitado ressuspenso em água e dialisado foram concentrados em
evaporadores rotatórios e liofilizados para posteriores análises e purificação.
4.2.2.4 Extração aquosa dos órgãos vegetais
Cada órgão vegetal liofilizado (raízes = 13,4 g; caules = 41,4 g; folhas = 19,9 g)
foi submetido à extração aquosa, com prévia deslipidificação como consta no item
4.2.1. Foram realizadas 2 extrações seqüenciais sob refluxo, de 6 h cada. Após cada
extração, o material foi filtrado à quente e os extratos combinados. O extrato total foi,
em seguida, precipitado com 3 volumes de EtOH para cada volume de amostra. O
material foi então centrifugado e o precipitado (polissacarídeos) dialisado contra água
corrente por 24 h. O sobrenadante etanólico (oligossacarídeos), bem como o
precipitado ressuspenso em água e dialisado foram concentrados em evaporadores
rotatórios e liofilizados para posteriores análises e purificação.
38
4.2.3 Extrações Alcalinas
As extrações alcalinas foram realizadas com a planta inteira e com os órgãos
vegetais em separado, como segue:
4.2.3.1 Extrações alcalinas da planta inteira
O material residual do extrato aquoso deslipidificado foi submetido a
extrações alcalinas seqüenciais, fazendo-se uso de solução aquosa de KOH 2% (1,5 h,
3x). As extrações foram realizadas sob refluxo, a 100 °C, tendo sido adicionado à
primeira extração NaBH
4
a fim de evitar a degradação do polímero através do
processo de hidrólise alcalina redutiva. Os extratos foram filtrados ainda a quente,
neutralizados com HOAc glacial e dialisados contra água corrente por 48 h. Os
volumes de água dos extratos foram reduzidos em evaporador rotatório e os extratos,
liofilizados.
4.2.3.2 Extrações alcalinas dos órgãos vegetais
Os materiais residuais dos extratos aquosos deslipidificados das raízes,
caules e folhas foram submetidos a extrações alcalinas seqüenciais, fazendo-se uso de
soluções aquosas de KOH 2% (1,5 h, 3x) e NaOH 15% (1 h, 2x). As extrações foram
realizadas sob refluxo, a 100 °C, tendo sido adicionado à primeira extração NaBH
4
a
fim de evitar a degradação do polímero através do processo de hidrólise alcalina
redutiva. Os extratos foram filtrados ainda a quente, neutralizados com HOAc e
dialisados contra água corrente por 48 h. Após redução do volume do extrato em
evaporador rotatório, os extratos foram liofilizados.
39
4.3 PURIFICAÇÃO DE POLISSACARÍDEOS
Os polissacarídeos obtidos a partir das extrações aquosas e alcalinas foram
submetidos a diversos processos de purificação, descritos a seguir. A purificação
destas moléculas foi acompanhada por análises de homogeneidade (HPSEC-MALLS),
espectroscopia (RMN) e espectrometria de massa (GC-MS).
4.3.1 Congelamento e Descongelamento
A técnica de congelamento e descongelamento consiste em solubilizar as
frações polissacarídicas em água destilada e, a seguir, submetê-las ao processo de
congelamento e posterior descongelamento à temperatura ambiente. O precipitado
insolúvel em água fria foi separado dos demais componentes solúveis por
centrifugação (9000 rpm, 15 min). Esse processo de purificação foi repetido diversas
vezes até que não houvesse formação de precipitado no sobrenadante. Os
sobrenadantes foram reunidos, bem como os precipitados. (GORIN e IACOMINI,
1984).
4.3.2 Precipitação com Solução de Fehling
As frações geradas por congelamento e descongelamento, advindas das
extrações alcalinas, foram submetidas à purificação pela precipitação com solução de
Fehling (JONES e STOODLEY, 1965). A solução de Fehling é composta por duas
soluções preparadas e armazenadas separadamente. A solução A é composta por
tartarato de potássio e sódio e KOH (173 g + 125 g + H
2
O q.s.p. 500 mL,
respectivamente), enquanto a B consiste de sulfato de cobre 5.H
2
O (55,7 g + H
2
O
q.s.p. 500 mL).
As frações sobrenadantes do congelamento e descongelamento foram
solubilizadas em um mínimo volume de água. A esta amostra solúvel, foi adicionado o
mesmo volume de solução de Fehling, sendo metade do volume proveniente da
40
solução A e metade da B. Após vigorosa agitação manual, o material foi mantido sob
refrigeração por 12 h.
Em seguida, os precipitados formados foram separados por centrifugação (9000
rpm, 15 min). As novas frações obtidas (precipitado e sobrenadante) foram
neutralizadas com HOAc e dialisadas contra água corrente, em membrana de 12 kDa,
por 48 h. Os materiais dialisados foram submetidos ao tratamento com resina Dowex
na forma catiônica, novamente dialisados (24 h), concentrados sob pressão reduzida e
liofilizados.
As frações insolúveis em água fria, obtidas no congelamento e
descongelamento, foram solubilizadas diretamente na solução A de Fehling. Após
solubilização, igual volume da solução B foi adicionado. Os processos de
fracionamento e descomplexação foram idênticos ao realizado para a fração solúvel
em água fria, descrito acima.
4.3.3 Diálise em Membranas
As frações que apresentaram perfil heterogêneo após os passos anteriores de
purificação foram submetidas à diálise em membranas de diálise com limite de
exclusão de 16 kDa. As diálises foram realizadas em sistema fechado contra água
destilada (1 g de amostra em 4 L de água destilada), sob agitação magnética e em
temperatura ambiente. A troca de água foi realizada diariamente. O processo foi
interrompido quando a água de diálise apresentou reação negativa para carboidratos
por meio do método de fenol-ácido sulfúrico (item 4.4.2.1) (CARBONERO et al.,
2005). O material eluído pela membrana teve o volume concentrado em evaporador
rotatório e foi liofilizado, assim como o material retido.
4.3.4 Ultrafiltração
As frações que apresentaram perfil heterogêneo após a diálise em membrana
foram submetidas à ultrafiltração em membranas de celulose regenerada ou
41
polietersulfona com limite de exclusão de 10 e/ou 30 kDa. As ultrafiltrações foram
realizadas por um sistema de filtração adequado (modelo 16249, Sartorius) acoplado a
um cilindro de ar comprimido (CARBONERO et al., 2005).
4.4 CARACTERIZAÇÃO ESTRUTURAL DE POLISSACARÍDEOS
4.4.1 Métodos Químicos
4.4.1.1 Hidrólise ácida total, redução e acetilação
A hidrólise ácida total dos polissacarídeos foi realizada utilizando-se cerca de
2 mg da amostra diluídas em 1,0 mL de TFA 1 mol.L
-1
, a 100 °C, por 8 h. Após a
hidrólise, o ácido foi eliminado das amostras através de evaporação em temperatura
ambiente até secura.
Os produtos de hidrólise foram ressuspendidos em 1,0 mL de água destilada e
reduzidos com NaBH
4
em temperatura ambiente, pH 10, por 12 h. Após este período,
as frações foram neutralizadas com ácido acético glacial e a solução foi levada à
secura sob pressão reduzida. O ácido bórico formado foi co-evaporado por meio de
sucessivas lavagens com metanol, na forma de borato de trimetila (WOLFROM e
THOMPSON, 1963a).
Os alditóis formados durante o processo de redução foram então acetilados com
uma mistura de anidrido acético e piridina (1:1, v/v) por 12 h a temperatura ambiente
(WOLFROM e THOMPSON, 1963b). A acetilação foi interrompida por adição de
gelo, e os acetatos de alditóis foram extraídos com clorofórmio. A piridina residual
presente na fração clorofórmica foi removida por meio de sucessivas lavagens com
solução de CuSO
4
a 5%. Os acetatos de alditóis foram analisados por GC-MS.
42
4.4.1.2 Análise de metilação
As metilações foram realizadas de acordo com o método descrito por
CIUCANU e KEREK (1984). As amostras (5 mg) foram solubilizadas em DMSO,
tendo sido então, adicionado NaOH pulverizado e seco, até concentração saturante. O
sistema foi agitado vigorosamente em agitador do tipo VORTEX por 15 minutos. Em
seguida, foram feitas adições seqüenciais de CH
3
I até que fosse atingida a proporção
CH
3
I:carboidrato (50:1). Entre cada adição do agente metilante, as amostras foram
agitadas vigorosamente por 15 minutos. O material foi deixado em repouso por 24 h e
a reação foi interrompida com água gelada e neutralizada com HOAc. As amostras
foram então dialisadas contra água corrente, em membranas de 12 kDa, por 48 h e
liofilizadas.
4.4.1.3 Metanólise
Os polissacarídeos metilados foram submetidos à metanólise com MeOH:HCl
saturante (~3,0%, v/v), em estufa a 80°C, por 2 h. A neutralização foi realizada com
carbonato de prata (Ag
2
CO
3
) e a amostra foi filtrada e evaporada. O material
metanolisado foi hidrolisado conforme descrito a seguir.
4.4.1.4 Hidrólise para formar os derivados parcialmente O-metilados
A hidrólise ácida total dos polissacarídeos metilados e metanolisados foi
realizada com H
2
SO
4
0,5 mol.L
-1
, por 16 h, a 100 °C. O ácido foi neutralizado com
carbonato de bário (BaCO
3
) e as amostras foram reduzidas com NaBH
4
ou NaBD
4
,
sendo acetiladas com anidrido acético:piridina (1:1, v/v), à temperatura ambiente por
12 h. Os acetatos de alditóis parcialmente O-metilados foram analisados por GC-MS
(SASSAKI et al., 2005).
Os polissacarídeos parcialmente metilados que não foram submetidos à
metanólise, foram hidrolisados com H
2
SO
4
50% (v/v; 0,5 mL) por 1 h a 0 °C, seguido
43
por diluição até 5,5% (v/v; adição de 4,0 mL de água destilada) o qual foi mantido a
100 °C por 14-18 h, seguido de neutralização com BaCO
3
(SAEMAN et al., 1954).
4.4.1.5 Carboxi-redução dos polissacarídeos ácidos
O processo de carboxi-redução foi realizado segundo TAYLOR e CONRAD
(1972), sendo o polissacarídeo dissolvido em tampão MES [ácido 2-(N-morfolina)-
etanosulfônico] (0,2 mol.L
-1
, pH 4,75). Ao polissacarídeo em solução foi adicionado,
pouco a pouco e sob agitação, carbodiimida [ciclohexil-3-(2-
morfolinoetil)carbodiimida]. A quantidade de carbodiimida utilizada foi de 24 mg para
cada 1 mg de ácido urônico contido na amostra. A reação procedeu por 2 h, sob
agitação branda. O pH foi posteriormente ajustado para 7,0 pela adição de tampão
TRIS/HCl (2 mol.L
-1
, pH 7,0). A redução ocorreu com a adição de NaBH
4
, até uma
concentração final de 2 mol.L
-1
. A reação foi mantida por 12 h e neutralizada com
HOAc até pH 5,0. Finalmente, o material foi dialisado contra água corrente por 48 h,
concentrado e liofilizado. O polissacarídeo carboxi-reduzido foi analisado em GC-MS.
Foi realizada dosagem de ácidos urônicos (item 4.4.2.2) para confirmação da eficácia
da reação.
4.4.2 Métodos Espectrofotométricos
4.4.2.1 Dosagem de açúcar total
As dosagens de carboidratos totais foram realizadas pelo método do fenol-ácido
sulfúrico, o qual apresenta sensibilidade de 8 a 70 μg de açúcar (DUBOIS et al., 1956).
O complexo colorido, resultante da reação do hidroximetilfurfural com fenol, foi lido a
490 nm, usando como padrões
D-xilose; L-arabinose, D-glucose e/ou D-galactose a
50μg.mL
-1
, dependendo dos monossacarídeos majoritários da fração. As análises
foram realizadas utilizando 0,5 mL de amostra solubilizada em água destilada 0,5 mL
de fenol 5% (p/v) em 2,5 mL de H
2
SO
4
.
44
4.4.2.2 Dosagem de ácidos urônicos
Foi utilizado o método do sulfamato-metahidroxibifenila, o qual apresenta
sensibilidade de 0,97 a 38,8 μg de ácido urônico, conforme descrito por FILISETTI-
COZZI e CARPITA (1991). As amostras insolúveis em água fria foram previamente
hidrolisadas com TFA 2 mol.L
-1
, por 8 h, a 100°C e neutralizadas com NaOH
2 mol.L
-1
. As dosagens foram realizadas com as amostras neutralizadas.
As amostras solúveis ou previamente hidrolisadas foram solubilizadas (0,4 mL)
em solução de ácido sulfâmico-sulfamato de potássio (40μl, 4 mol.L
-1
, pH 1,6),
seguido da adição de 2,4 mL de tetraborato de sódio (75 mol.L
-1
) em ácido sulfúrico
concentrado. O material foi aquecido durante 20 minutos, a 100 °C, resfriado em
banho de gelo e adicionado de 80 μL de m-hidroxibifenila, gerando o aparecimento de
um complexo colorido, lido em 525 nm. A curva padrão foi realizada com ácido
glucurônico.
4.4.2.3 Dosagem de proteínas
As frações polissacarídicas foram investigadas quanto ao teor de proteínas e,
eventualmente, de grupamentos fenólicos pela associação de dois métodos:
HARTREE (1972) e PETERSON (1977), conforme descrito por BOCHICCHIO,
GANTER e REICHER, 2000. Associando-se à metodologia de HARTREE (1972),
que dosa proteínas e grupamentos fenólicos, foi realizada a etapa de precipitação de
proteínas, descrita por PETERSON (1977), visando minimizar as interferências de
fenólicos na dosagem de proteínas. Assim, o método de PETERSON (1977), é capaz
de dosar somente grupamentos protéicos e a quantidade de fenólicos é obtida pela
diferença das duas dosagens.
A determinação do conteúdo protéico obtido a partir das células utilizadas nos
experimentos biológicos foi realizada com o reagente Coomassie Blue Brilhante G-
250, segundo o processo descrito por BRADFORD (1976), o qual apresenta
sensibilidade de 1 a 100 μg de proteína. As leituras foram realizadas a 595 nm.
45
Para ambas as metodologias o padrão utilizado para a construção da curva
padrão foi a proteína soro albumina bovina (BSA).
4.4.3 Métodos Cromatográficos
4.4.3.1 Cromatografia de partição em papel (PC)
Análises qualitativas dos monossacarídeos foram realizadas por meio de
cromatografia em papel Whatman n°1, sendo a corrida descendente com o sistema de
solvente n-butanol:piridina:água (5:3:3, v/v) (HOUGH e JONES, 1962). A revelação
dos cromatogramas foi realizada com nitrato de prata alcalino: AgNO
3
saturado em
acetona 1:1000 v/v, seguido de NaOH 40% em etanol – 1:250 v/v e, por fim,
clareamento do papel com solução de tiossulfato de sódio 5% v/v, seguido de enxágüe
em água destilada (TREVELYAN, PROCTER e HARISSON, 1950).
4.4.3.2 Cromatografia líquido-gasosa acoplada à espectrometria de massa (GC-MS)
Os monossacarídeos derivatizados a acetatos de alditóis e acetatos de alditóis
parcialmente O-metilados foram quantificados por cromatografia líquido gasosa
acoplada a espectrometria de massa. O cromatógrafo utilizado foi da marca VARIAN,
modelo 3300, acoplado a um espectrômetro de massa FINNIGAN MAT, modelo ITD
800. Foram utilizadas as colunas DB-225 (30 m x 0,25 mm d.i.) e/ou DB-210. A
temperatura de injeção da amostra foi de 50 °C, programada para aumentar
40 °C.min
-1
até atingir a temperatura constante de 220 °C (acetatos de alditóis) ou
215 °C (acetatos de alditóis parcialmente O-metilados). Hélio ultra puro foi utilizado
como gás de arraste a um fluxo de 1,0 ml.min
-1
.
46
4.4.3.3 Cromatografia de exclusão estérica acoplada a multidetectores (HPSEC-
MALLS)
As análises em HPSEC-MALLS foram realizadas com o intuito de observar o
grau de homogeneidade e a massa molar ponderal média dos polissacarídeos
purificados. Foi utilizado um cromatógrafo de exclusão estérica de alta pressão
(HPSEC) WATERS equipado com detector de índice de refração diferencial (modelo
WATERS 2410) e espalhamento de luz em multiângulos (WYATT TECHNOLOGY,
modelo DAWN DSP-F). Foram também utilizadas 4 colunas de gel permeação em
série, com limite de exclusão de 1 x 10
6
, 4 x 10
5
, 8 x 10
4
e 5 x 10
3
Da.
As amostras foram solubilizadas em água Milli Q ou em uma solução de nitrito
de sódio (NaNO
2
) 0,1 mol.L
-1
, contendo 200 ppm de azida de sódio (NaN
3
). A
concentração final das amostras foi de 1 mg.mL
-1
. Previamente à injeção das amostras,
estas foram filtradas em membranas de acetato de celulose com porosidade de 0,22
μm. O eluente utilizado nas análises foi o NaNO
2
0,1 mol.L
-1
em NaN
3
0,2 g.L
-1
, com
fluxo de 0,6 mL.min
-1
.
A taxa de variação do índice de refração em relação à concentração (dn/dc) foi
determinada para as amostras com perfil homogêneo, com o intuito de determinar a
massa molar destas. Para tanto, foi preparada uma solução mãe na concentração de 1
mg.mL
-1
(em NaNO
2
contendo NaN
3
), que foi filtrada em membrana com porosidade
de 0,22 μm e diluída nas concentrações de 0,2, 0,4, 0,6 e 0,8 mg.mL
-1
.
4.4.4 Análises Espectroscópicas
Os espectros de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) compreendem análises
de carbono 13 (
13
C) e DEPT (Distiortionless enhancement by polarization transfer) e
foram obtidos pelo uso do espectrômetro BRUKER, modelo AVANCE-DRX-400 ou
Avance
TM
500 (Istituto di Ricerche Chimiche e Biochimiche “Giulianna Ronzoni,
Milão, Itália).
47
As análises foram realizadas a 50 °C e as amostras solubilizadas em óxido de
deutério (D
2
O) ou dimetilsulfóxido deuterado (Me
2
SO-d
6
). Os deslocamentos
químicos foram expressos em δ (ppm) relativos aos sinais de
13
C de acetona em δ
30.20 ou de Me
2
SO-d
6
em δ 39.70.
4.5 EXPERIMENTOS BIOLÓGICOS
Os experimentos biológicos realizados neste trabalho foram desenvolvidos no
Laboratório de Oxidações Biológicas do Departamento de Bioquímica e Biologia
Molecular desta Universidade, sob a orientação da Dr
a
. Guilhermina Rodrigues
Noleto, com a supervisão da Prof
a
. Dr
a
. Maria Benigna Martinelli de Oliveira.
4.5.1 Animais
Os experimentos biológicos foram realizados utilizando-se camundongos
albinos machos Swiss (Mus musculus), com aproximadamente 2 meses de idade,
pesando entre 25-30 g. Os animais foram mantidos no Biotério do Setor de Ciências
Biológicas da UFPR, submetidos a um fotoperíodo de 12 h e receberam ração Purina®
e água ad libidum. Os procedimentos utilizados na manipulação destes animais foram
aprovados pela Comissão de Ética em Experimentação Animal do Setor de Ciências
Biológicas da UFPR, com o projeto intitulado “Efeito de galactomananas de diferentes
fontes e seus complexos com vanádio (V
IV
; V
V
) sobre macrófagos peritoneais de
camundongos e Leishmania amazonensis in vitro”, o qual apresenta a Dra.
Guilhermina Rodrigues Noleto como responsável (Anexo 1).
4.5.2 Obtenção de Macrófagos Peritoneais
Os macrófagos peritoneais dos camundongos foram obtidos após a morte destes
por asfixia em câmara de vidro, contendo algodão embebido em éter etílico. Após
assepsia local com álcool iodado e exposição do peritônio, foram inoculados 6,0 mL
48
de PBS estéril a 25 °C. A cavidade peritoneal foi vigorosamente massageada e as
células aspiradas e acondicionadas em tubos plásticos estéreis, mantidos em gelo. As
células foram centrifugadas (14000 rpm por 10 min) e o “pellet” ressuspenso em meio
MEM. A contagem das células foi realizada em câmara de Neubauer em microscópio
Olimpus e o volume da suspensão ajustado para a concentração de células de 5 x 10
6
células.mL
-1
.
As células (100μL) foram então aplicadas em placas de 96 poços, onde
ficaram incubadas a 37 °C, sob atmosfera de 5% de CO
2
, por 1 h para que ocorresse a
adesão celular. A monocamada de células aderidas foi lavada uma vez com PBS para
remoção das células não aderentes (SASADA, PABT & JOHNSTON, 1983). Este
procedimento foi realizado para todos os experimentos nos quais se fez uso de
macrófagos.
4.5.3 Soluções e Meios Utilizados nos Experimentos com Macrófagos
4.5.3.1 Solução salina tamponada
A solução salina tamponada (PBS) em pH 7,4, foi preparada na forma de
solução estoque cinco vezes concentrada, sendo constituída nestas condições de:
Na
2
PO
4
40,5 mmoles/l, NaCl 680 mmoles/l, KH
2
PO
4
7,3 mmoles/l. Esta solução foi
esterilizada em autoclave a 120
o
C, 1 atm de pressão, por trinta minutos, e mantida a
4
o
C. No momento do uso, fez-se a diluição em água bidestilada estéril.
4.5.3.2 Solução salina balanceada de Hanks (HBSS)
A solução salina balanceada de Hanks (HBSS) (HANKS & WALLACE, 1949),
resulta da mistura de duas soluções A e B, que foram preparadas na forma de soluções
estoque vinte vezes concentradas. Nestas condições a solução A era assim constituída:
NaCl 2,737 moles/l, KCl 104 mmoles/l, CaCl
2
19,7 mmoles/l, MgSO
4
.7H
2
O 16,2
mmoles/l; a solução B apresentava a seguinte composição: Na
2
HPO
4
8,4 mmoles/l,
49
KH
2
PO
4
8,7 mmoles/l, glucose 100 mmoles/l. As duas soluções foram misturadas e
diluídas com água milliQ ou bidestilada. O pH foi então ajustado para 7,4 e a solução
resultante foi esterilizada por filtração.
4.5.3.3 Meio mínimo essencial (MEM)
O meio MEM (EAGLE, 1959), foi reconstituído em água milliQ, esterilizado
por filtração e mantido a 4
o
C. A este meio foi adicionado solução de HEPES estéril, na
concentração final de 10 mmol/l e o pH ajustado a 7,4 com solução estéril de
bicarbonato de sódio a 7,5%. Quando necessário o meio foi suplementado como soro
fetal bovino, a 5% para os macrófagos. Os antibióticos penicilina (100 U/ml),
estreptomicina (100 µg/ml) e gentamicina (50 µg/ml), foram também utilizados.
4.5.4 Experimentos in vitro com Macrófagos Peritoneais de Camundongos
As amostras (polissacarídeos e deri
50
μg.mL
-1
Após o tempo de reação de 2 h, o excesso de MTT foi removido e os cristais
formados, dissolvidos em DMSO. A leitura de absorbância foi realizada em 550 nm,
em leitor de microplacas BIO-RAD modelo Benchmark, utilizando-se DMSO como
branco (REILLY et al., 1998).
4.5.4.2 Determinação da produção de ânion superóxido
Os macrófagos previamente aderidos foram incubados em um meio de reação
padrão contendo HBSS e ferricitocromo C (80 μmol.L
-1
) na presença ou ausência de
1 μg.mL
-1
do PMA (phorbol 12-miristato 13-acetato) como controle positivo. O
polissacarídeo foi adicionado ao grupo tratado em diferentes concentrações (25-
250 μg.mL
-1
). A produção celular de ânion superóxido corresponde à concentração de
citocromo c reduzido. Esta foi determinada utilizando o Coeficiente de Extinção Molar
para a mistura C
oxid.red.
Δε= 2,1 x 10
4
M
-1
cm
-1
(SASADA, PABT & JOHNSTON,
1983). Os resultados foram expressos por nmol.mg
-1
de proteína celular. A leitura foi
realizada em 550 nm, em leitor de microplacas.
4.5.4.3 Determinação da produção de óxido nítrico
Os macrófagos previamente aderidos foram incubados na presença ou ausência
de IFN-γ (26 U.mL
-1
) e LPS (50 ng.mL
-1
) adicionado de IFN-γ (26 U.mL
-1
) como
controles. O grupo tratado foi adicionado do polissacarídeo em diferentes
concentrações (5-50 μg.mL
-1
ou 25-250 μg.mL
-1
). A produção celular de óxido nítrico
foi mensurada após 48 h de incubação, por meio da reação de Griess, sendo a
concentração de nitrito determinada através de uma curva padrão de NaNO
2
(GREEN
et al., 1982).
O controle de uma eventual contaminação do polissacarídeo com LPS foi
realizado através do tratamento do polissacarídeo com polimixina B por 1 h antes do
uso (CUNHA et al., 1993), uma vez que a polimixina é um antibiótico natural capaz de
neutralizar a ação do LPS.
51
4.5.5 Avaliação da Atividade Elicitora in vivo de Células
A atividade elicitora de células também foi realizada com camundongos albinos
Swiss (Mus musculus), fazendo uso de 4 animais por grupo. Os animais do grupo
controle receberam PBS, enquanto os animais tratados receberam uma dose de 50, 100
ou 200 mg.mL
-1
do polissacarídeo, intraperitonealmente. Após 24 h, os animais foram
sacrificados e as células do exsudato peritoneal foram obtidas como descrito no item
4.5.2 (página 47).
4.5.6 Análises Estatísticas
Todos os experimentos com macrófagos peritoneais de camundongos foram
submetidos ao tratamento estatístico através da análise de variância ANOVA. Para
avaliar as diferenças entre os tratamentos e o controle foi utilizado o teste de Tukey,
que permite estabelecer a diferença mínima significativa entre duas médias.
4.7 COMPORTAMENTO POLISSACARÍDICO EM CONDIÇÃO FISIOLÓGICA
GÁSTRICA
Esta etapa deste trabalho compreende a avaliação química e biológica do
polissacarídeo previamente caracterizado.
4.7.1 Voluntários
Foram selecionados 2 voluntários, 1 homem e 1 mulher, com idade entre 20 e
30 anos que se submeteram ao processo de endoscopia e apresentaram um perfil
endoscópico normal. Os voluntários consentiram, de forma escrita, com a participação
na pesquisa, conforme consta no Anexo 3 (Declaração de Consentimento Livre e
Esclarecido). O processo de obtenção do suco gástrico foi aprovado pelo Comitê de
Ética em Pesquisa do Hospital do Trabalhador (Anexo 2).
4.7.2 Obtenção do Suco Gástrico
52
4.7.2.1 Endoscopia
As endoscopias do trato gastrointestinal superior foram realizadas no Hospital
do Trabalhador, sob a responsabilidade do Dr. Alfreli Arruda Amaral, médico
gastroenterologista desse hospital. O procedimento foi realizado como de costume e
exigiu jejum alimentar prévio de 12 h e abstinência de água por 6 h.
Os voluntários foram anestesiados localmente com lidocaína e receberam uma
solução com dimeticona para diminuição da formação de gases.
4.7.2.2 Coleta e armazenamento do suco gástrico
O suco gástrico de cada voluntário foi aspirado separadamente via canal de
sucção, previamente lavado com NH
4
OH, seguido de EtOH 70% e acondicionado em
frascos de vidro, previamente esterilizados.
Precedente à coleta, um dos voluntários foi submetido à alimentação fantasma
(descrito no item 5.3) para indução da liberação do suco gástrico na fase de
interdigestão. Para tanto, esse voluntário sentiu o odor de alimentos antes da
endoscopia.
Após a coleta, o material foi imediatamente armazenado a –20 °C até sua
utilização (LINDAHL et al., 1997). O material colhido foi medido quanto ao volume e
pH.
4.7.3 Análise Estrutural in vitro de Carboidratos em Condição Fisiológica Gástrica
4.7.3.1 Hidrólise ácida de polissacarídeos em condição fisiológica gástrica
Polissacarídeos (2,0 mg) previamente extraídos, purificados e caracterizados
foram submetidos à hidrólise ácida com HCl pH 2,0 ou suco gástrico (1,0 mL). As
hidrólises foram conduzidas por 3 h, 37 °C com amostragem colhidas a cada 15 min
até um tempo total de 120 min e mais uma coleta em 180 min. As amostras foram
53
congeladas e liofilizadas diversas vezes a fim de eliminar o ácido utilizado. Os
produtos gerados foram analisados por HPLC e parte deles, fracionados como segue
com o intuito de analisar as alterações moleculares que o processo de hidrólise gerou.
4.7.3.2 Fracionamento dos produtos da hidrólise ácida
Após hidrólise, parte dos produtos gerados foi também fracionado de acordo
com a massa molar, em que foram adicionados 3 v de EtOH, seguido de resfriamento,
centrifugação, evaporação do solvente sob pressão reduzida e liofilização. As
subfrações originadas apresentavam compostos de alta e baixa massa molar,
separadamente. Estas subfrações foram submetidas às análises químicas e biológicas.
4.7.3.3 Análises espectrométricas e espectroscópicas
As composições monossacarídicas, análises de metilação e RMN foram
realizadas conforme itens anteriores.
4.7.3.4 Cromatografia líquida de alta eficiência (HPLC)
As análises de HPLC foram realizadas em aparelho SHIMADZU com detector
de índice de refração (RID 10A, SHIMADZU). Foi utilizada uma coluna para ácidos
orgânicos (HPX-87H, 300 x 780 mm – AMINEX ion exclusion – BIO RAD) e as
análises foram realizadas a 65 °C. A fase móvel consistiu de uma solução
degaseificada de ácido sulfúrico 8 mmol.L
-1
em água ultrapura Milli Q. O fluxo
utilizado foi de 0,6 mL.min
-1
.
As amostras foram solubilizadas em água Milli Q a uma concentração de
1 mg.mL
-1
e filtradas em membrana de acetato de celulose com porosidade de 0,22
μm. O volume de injeção de amostra foi de 50 μL e foram utilizados padrões de
monossacarídeos (Rha, Fuc, Ara, Xyl, Man, Gal, Glc, GalA e GlcA) para comparação
dos tempos de retenção dos picos.
54
4.7.3.5 Experimentos biológicos
Os experimentos biológicos desenvolvidos com as frações degradadas foram
realizados conforme itens anteriores, em macrófagos peritoneais de camundongos.
55
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Com o intuito de facilitar a leitura e interpretação dos resultados obtidos neste
trabalho, o item “resultados e discussão” encontra-se apresentado da seguinte maneira:
(1) análises químicas de polissacarídeos, em que serão abordados a extração,
purificação e caracterização química destas macromoléculas; (2) atividade biológica
de polissacarídeos, em que será apontada a resposta biológica destas moléculas em
macrófagos peritoneais de camundongos e (3) comportamento polissacarídico em
condição fisiológica gástrica, em que serão avaliadas as alterações químicas e
respostas biológicas de polissacarídeos frente à digestão estomacal in vitro.
5.1 ANÁLISES QUÍMICAS DE POLISSACARÍDEOS
Neste item serão abordadas as análises químicas de carboidratos, especialmente
polissacarídeos, obtidos a partir de extrações aquosas e alcalinas de P. niruri,
conforme o fluxograma abaixo (Figura 13).
Figura 13 – Fluxograma das extrações aquosas e alcalinas realizadas com P. niruri.
P. niruri
Extrações Aquosas Extrações Alcalinas
Populares
Exaustiva
Órgãos
Vegetais
Infuso
Decocto
Raiz
Caule
Folha
KOH 2%
NaOH 15%
Órgãos
Vegetais
Planta
Inteira
Raiz
Caule
Folha
56
Os resultados obtidos a partir dos órgãos vegetais separados serão abordados
em item único, após as extrações realizadas com a planta inteira.
5.1.1 Extrações Aquosas
5.1.1.1 Extrações aquosas populares
As extrações aquosas realizadas pela população que faz uso do chá de quebra-
pedra podem ser obtidas por meio de infusão ou decocção. Com o intuito de comparar
o conteúdo polissacarídico obtido por ambas formas de extração, amostras de 200 g de
P. niruri, seca e moída, foram submetidas, separadamente, a estes processos, como
mostra a Figura 14 (A) e (B).
Figura 14 - Fluxograma dos processos de obtenção dos extratos por (A)
decocção e (B) infusão.
Precipitação com EtOH
Água é fervida
juntamente com a
planta
Filtração à quente
Decocto (DEC)
DEC-P
(precipitado)
DEC-S
(sobrenadante)
Planta seca e moída Planta seca e moída
Água fervente
vertida sobre a planta
Filtração à frio
Infuso (INF)
INF-P
(precipitado)
INF-S
(sobrenadante)
(A) (B)
7,2% 10,1%
0,9% 3,1%
57
Os rendimentos observados nos extratos brutos foram de 7,2% para o decocto
(DEC) e 10,1 % para o infuso (INF). Após o tratamento com etanol, as frações DEC e
INF foram separadas em seus sobrenadantes e precipitados etanólicos, sendo que o
decocto deu origem a fração DEC-P (precipitado etanólico), com rendimento de 0,9%,
e o infuso originou a fração INF-P (precipitado etanólico) a qual rendeu 3,1%. A
formação de precipitados etanólicos em ambos decocto e infuso demonstram que,
mesmo sendo estas formas brandas de extração, estes extratos apresentam polímeros
de alta massa molar, não sendo constituído somente de metabólitos secundários
(Figura 15). Analisando estes componentes de alta massa molar que compõem os chás
de quebra-pedra, pôde-se observar a presença de polissacarídeos e proteínas. Ao
realizar uma dosagem de açúcar total, foi possível observar que as frações DEC-P e
INF-P apresentam 19% de polissacarídeos na sua composição. Já a dosagem de
proteínas demonstrou a presença de 10% e 30% de proteínas para o decocto e infuso,
respectivamente.
Analisando a composição monossacarídica destas frações (Tabela 01), pode-se
observar uma grande similaridade entre elas, sendo glucose, galactose, xilose e
arabinose os principais monossacarídeos encontrados. Parte da grande quantidade de
Figura 15 – Precipitação etanólica do infuso de P. niruri.
Precipitado etanólico
Sobrenadante etanólico
58
glucose deve-se a presença de amido, confirmada pelo resultado positivo no teste do
lugol, uma vez que o amido é mais facilmente extraído, pois não faz parte da parede
celular vegetal, sendo encontrado em grânulos, como forma de reserva energética para
o vegetal (MILLS et al., 2005). Já a presença de galactose e arabinose pode ser oriunda
de uma arabinogalactana de parede celular.
Tabela 01 - Composição monossacarídica das frações DEC-P e INF-P.
a
Amostra Composição Monossacarídica (mol%)
b
Rha Fuc Ara Xyl Man Gal Glc AU
c
DEC-P 5 - 10 12 7 18 39 9
INF-P 1 3 11 11 4 27 26 17
a
obtidas no precipitado etanólico do decocto e infuso, respectivamente.
b
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
c
ácidos urônicos.
Com o intuito de purificar este(s) polissacarídeo(s), as frações DEC-P e INF-P
foram submetidas, seqüencialmente, aos processos de congelamento e
descongelamento, diálise em membrana e ultrafiltrações, como demonstrados na
Figura 16.
As frações DEC-E10 e INF-E10, originadas a partir do decocto e infuso,
respectivamente, foram quimicamente analisadas. Primeiramente, foi realizada a
análise da composição monossacarídica (Tabela 02), na qual foi observada uma
grande similaridade entre as frações, chamando a atenção para os percentuais de
arabinose e galactose em ambas as frações. Foi também observada a presença de
ácidos urônicos em ambas as amostras. Os percentuais de glucose diminuíram
consideravelmente após os procedimentos de purificação adotados. Esta glucose não é
referente ao amido, pois o teste do lugol é negativo.
59
Figura 16 - Fluxograma de purificação de polissacarídeos do infuso (INF-E10) e
decocto (DEC-E10) de P. niruri.
Diálise em
membrana (16 kDa)
Congelamento e degelo
Centrifugação 9000 rpm.
DEC-P
INF-P
Sobrenadantes (SGD) Precipitados (PGD)
Eluídos (E16)
Retidos
(
R16
)
Ultrafiltração em membrana (0,22
μ
m)
Eluídos (E0,22)
Retidos (R0,22)
Ultrafiltração em membrana (30 kDa)
Retidos (R30)
Eluídos (E30)
Ultrafiltração em membrana (10 kDa)
Eluídos (E10)
(INF-E10 e DEC-E10)
Retidos (R10)
Rendimentos:
INF-E10, DEC-E10 e
E-10 ≈ 0,5%
60
Tabela 02 - Composição monossacarídica das frações DEC-E10 e
INF-E10.
Amostra Composição Monossacarídica (mol%)
a
Rha Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
DEC-E10 5 25 5 6 32 16 11
INF-E10 7 24 4 9 27 20 9
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
Partindo da grande similaridade entre as amostras, estas foram analisadas em
relação ao grau de homogeneidade em HPSEC (Figura 17 A e B). As amostras
analisadas apresentaram um perfil de eluição muito semelhantes, quando detectadas
pelo índice de refração; no entanto, a fração proveniente do infuso (INF-E10)
apresentou-se homogênea, enquanto àquela proveniente do decocto (DEC-E10),
heterogênea. O fato de INF-E10 apresentar perfil homogêneo possibilitou o cálculo da
massa molar média da molécula, que foi equivalente a 3,5 x 10
4
g/mol, com
dn/dc=0,305. A análise de massa cumulativa (Figura 17 C) demonstrou que 95% das
moléculas encontram-se próximo à massa calculada, concluindo que a
polidispersividade deste polissacarídeo é pequena.
61
(A)
(B)
(C)
IR (volts) IR (volts)
Tempo (min)
Massa Molar (g/mol)
Massa Cumulativa
Figura 17 – Perfil de eluição de (A) DEC-E10 e (B) INF-E10 em HPSEC,
detectado pelo índice de refração. (C) Determinação da massa cumulativa em
relação à massa molar de INF-E10. Solvente: água Milli Q, 1,0 mg.mL
-1
.
62
É intrigante o fato de, apesar de adotados os mesmos passos de purificação,
DEC-E10 não ter apresentado um perfil homogêneo, como o observado para o infuso,
especialmente ao se comparar a grande similaridade entre as composições
monossacarídicas. Uma explicação razoável para este fato pode considerar que DEC-
E10 seja constituída pelo mesmo polissacarídeo encontrado em INF-E10, contendo
diferentes massas molares. Partindo desta suposição, as amostras foram submetidas à
análise de RMN-
13
C, como mostra a Figura 18.
110
100 90
80 70 60
109.0
102.5
69.8
107.4
101.5
106.9
100.7
83.9
82.2
103.3
76.6
69.5
81.2
76.7
73.2
76.3
60.4
61.1
72.6
68.3
62.7
110
100 90
80 70 60
109.5
109.1
107.9
103.6
107.0
107.5
100.7
102.6
83.1
82.4
82.0
84.0
81.3
76.7
76.8
69.9
73.4
70.3
62.8
68.4
61.0
61.4
(A)
(B)
Figura 18 – Espectros de
13
C-RMN de (A) INF-E10 e (B) DEC-E10.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
63
Os espectros ilustrados são similares e demonstram o alto grau de complexidade
destes polissacarídeos. As regiões anoméricas apresentam assinalamentos entre δ
106,9 e 109,5 que compreendem unidades de α-Araf (DELGOBO et al., 1998;
TISCHER, GORIN, IACOMINI, 2002; CIPRIANI et al., 2004) e em torno de δ 103,5,
referentes ás unidades de β-Galp (EDASHIGE e ISHII, 1997; DELGOBO et al., 1998;
TISCHER, GORIN, IACOMINI, 2002; CIPRIANI et al., 2004).
Os dados obtidos a partir das composições monossacarídicas e RMN-
13
C
sugerem a presença de arabinogalactanas como o polissacarídeo constituinte de ambos
decocto e infuso. Esta sugestão pode ser fortalecida pelos dados de metilação, que
apesar de não terem sido conclusivos devido à escassez de material, apresentaram
majoritariamente os derivados 2,3,5-Me
3
-Ara, referentes aos terminais não-redutores
de arabinose e 2,3,6-Me
3
-Gal, referentes ás unidades de galactose ligadas em O-4,
sugerindo a presença de arabinogalactanas do tipo I.
Todos os dados apontam conjuntamente para o fato de que as arabinogalactanas
contidas no infuso e no decocto são o mesmo tipo de molécula e que, muito
provavelmente, o decocto encontra-se composto por uma única classe de molécula,
com diferentes massas molares.
Sabendo-se que as arabinogalactanas de diversas fontes naturais já foram
caracterizadas como polissacarídeos imunomoduladores (WAGNER e JORDAN,
1998; SAMUELSEN et al., 1998; INNGJERDINGEN et al., 2005) e antitumorais
(MORETÃO et al., 2004; IM et al., 2005) e que estes polissacarídeos estão presentes
em ambos o infuso e o decocto, foi de grande interesse dar continuidade a outros
estudos envolvendo estas moléculas. Assim, extrações aquosas mais drásticas (item
4.1.1.2) foram realizadas para comparação do conteúdo polissacarídico encontrado,
além de obtenção de maior quantidade da arabinogalactana obtida por decocção e
infusão.
64
5.1.1.2 Extração aquosa exaustiva
Esta etapa do trabalho foi realizada submetendo a planta seca e moída (1 kg) a
extrações seqüenciais com água a 100°C até exaustão do processo. O objetivo desta
etapa foi a obtenção de polissacarídeos de P. niruri até que não houvessem mais
carboidratos para serem extraídos em água. Esta exaustão do processo foi monitorada
pela reação de fenol em ácido sulfúrico (DUBOIS et al., 1956). As extrações foram
seqüenciais (6 h cada), totalizando 60 h de extração (Figura 19). O rendimento do
extrato bruto total foi de 11,0% e, após precipitação em etanol, o sobrenadante
etanólico (EAS) apresentou um rendimento total de 6,7%, enquanto o precipitado
etanólico (EAP), de 4,2%.
Preci
p
ita
ç
ão com EtOH
Extração aquosa exaustiva
(10x, 6 h/cada), refluxo,
100°C
P. niruri
Deslipidificação EtOH, CHCl
3
-
MeOH (2:1), Acetona.
LipídeosResíduo 1
Extratos aquosos (E1 a E6)
Sobrenadante (EAS)
65
A fim de monitorar esta extração seqüencial quanto ao conteúdo de carboidratos
que se extraía ao longo das 60 h, o material oriundo do precipitado etanólico de cada
extração em separado foi submetido a uma cromatografia em papel (Figura 20). Desta
forma, pôde-se avaliar, por exemplo, se a extração de amido ocorreria logo no início
do processo, ou se a extração amido-polissacarídeos de parede celular estariam
ocorrendo concomitantemente.
Como observado na Figura 20, os extratos E1 a E6, previamente hidrolisados,
foram cromatografados e, com o uso de diversos padrões de monossacarídeos neutros
e ácidos, pôde-se observar que os extratos apresentaram, exatamente, o mesmo perfil
cromatográfico, indicando que este processo extrativo não é seletivo para a obtenção
de amido e/ou outro polissacarídeo de parede celular. Foi também demonstrada a
presença de ácidos urônicos em todos os extratos. Os extratos E1 a E6 foram reunidos,
constituindo a fração denominada de EAP.
Figura 20 – Análise do perfil cromatográfico em
cromatografia em papel dos extratos aquosos
hidrolisados obtidos, seqüencialmente, a 100°C.
66
A composição monossacarídica (análise por GC-MS) de EAP apresentou
6:17:7:6:27:37 de Rha:Ara:Xyl:Man:Gal:Glc. Assim como o observado para o infuso e
decocto, a quantidade de glucose é elevada, podendo ser proveniente do amido. A
semelhança entre os três extratos:o infuso, o decocto e a extração exaustiva é também
válida para os outros monossacarídeos, com destaque para os maiores percentuais de
galactose e arabinose.
O precipitado etanólico (EAP) foi então submetido às mesmas etapas de
purificação realizadas para o infuso e decocto (ver Figura 16), as quais
compreenderam congelamento e descongelamento, diálise em membrana e
ultrafiltrações. A amostra sobrenadante do congelamento e descongelamento, que
ficou retida na membrana de diálise com limite de exclusão de 16 kDa e foi
ultrafiltrada, seqüencialmente, nas membranas com limites de exclusão de 0,22 μm, 30
kDa e 10 kDa (AG-E10), foi quimicamente analisada, visando comparar os resultados
desta amostra com àqueles observados para o decocto (DEC-E10) e infuso (INF-E10).
Inicialmente, analisando a composição monossacarídica de AG-E10 (Tabela
03), pode-se observar uma similaridade entre os dados, uma vez que, as três amostras
apresentam, majoritariamente, arabinose e galactose.
Tabela 03 - Composição monossacarídica das frações DEC-E10, INF-
E10 e AG-E10 e AG-E10 carboxi-reduzida (CRAG-E10).
Amostra
Composição Monossacarídica (mol%)
a
Rha Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
DEC-E10
c
5 25 5 6 32 16 11
INF-E10
c
7 24 4 9 27 20 9
AG-E10 8 35 9 4 21 8 15
CRAG-E10 14 18 7 5 48 8
tr
d
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
c
dados repetidos da Tabela 02, a título ilustrativo.
d
traços.
67
O próximo passo foi analisar o perfil de eluição de AG-E10 em HPSEC para
comparar o grau de homogeneidade (Figura 21). O perfil de eluição foi sobreposto
àquele encontrado para o infuso (INF-E10-Figura 17). Uma vez que a amostra
apresentou perfil homogêneo, foi submetida ao cálculo da massa molar média, sendo
encontrado o valor de 3,4 x 10
4
g/mol, igual ao observado para o infuso. Estes dados
sugerem que as três amostras em questão (infuso, decocto e extração aquosa exautiva)
são constituídas pelo mesmo tipo de molécula, ou seja, uma arabinogalactana.
Partindo deste pressuposto, análises de
13
C-RMN e metilação foram realizadas
visando averiguar a veracidade desta hipótese. Os espectros de
13
C-RMN estão
mostrados na Figura 22. Assim como o obtido para a composição monossacarídica,
perfil cromatográfico em HPSEC e massa molar, os espectros também apontam
similaridades. De maneira geral, pode-se observar que estas moléculas apresentam
grande complexidade. Só a região anomérica de AG-E10 apresenta 11 assinalamentos.
Dentre estes, os sinais entre δ 109,5 e 107,3 (BELESKI-CARNEIRO, GANTER e
REICHER, 2000; DONG e FANG, 2000; FRANSEN et al., 2000; MENESTRINA et
al., 1998; TISCHER, GORIN e IACOMINI, 2002) são referentes às unidades de α-
Araf, enquanto os sinais em δ 103,7 e 102,8 foram atribuídas às de unidades de β-Galp
(BELESKI-CARNEIRO, GANTER e REICHER, 2000; DONG e FANG, 2000;
FRANSEN et al.,
IR (volts)
Tempo (min)
Figura 21 – Perfil de eluição de AG-E10 em HPSEC, detectado pelo
índice de refração. Solvente: água Milli Q, 1,0 mg.mL
-1
.
68
110
100 90
80 70 60
109.0
102.5
69.8
107.4
101.5
106.9
100.7
83.9
82.2
103.3
76.6
69.5
81.2
76.7
73.2
76.3
60.4
61.1
72.6
68.3
62.7
110
100 90
80 70 60
109.5
108.2
107.1
103.7
102.0
102.8
99.6
99.4
98.7
98.0
96.6
84.4
82.7
81.7
81.4
79.7
78.4
71.9
69.4
68.7
68.4
66.4
63.4
63.1
61.7
61.3
61.0
(C)
110
100 90
80 70 60
109.5
109.1
107.9
103.6
107.0
107.5
100.7
102.6
83.1
82.4
82.0
84.0
81.3
76.7
76.8
69.9
73.4
70.3
62.8
68.4
61.0
61.4
(A)
170180
17.3
17.0
(B)
Figura 22 – Espectros de
13
C-RMN de (A) INF-E10, (B) DEC-E10 e (C) AG-E10.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
69
2000; MENESTRINA et al., 1998; NAVARINI et al., 1999). O sinal em δ 102,0 é
proveniente das unidades de β-GalpA (TISCHER, GORIN e IACOMINI, 2002),
enquanto o sinal em δ 98,7 refere-se às unidades de α-GalpA (CIPRIANI et al., 2004).
Os sinais em torno de δ 99,5 podem ser oriundos das unidades de α-Rhap (DELGOBO
et al., 1998).
Outra região do espectro que pode ser analisada considerando-se a
complexidade da amostra envolve os valores de C-5 e C-6 de pentoses e hexoses,
respectivamente. AG-E10 apresentou inversão dos sinais correspondentes aos
grupamentos –CH
2
destes carbonos entre δ 61,0 e 63,4 ao serem analisados pelo
experimento de DEPT (Figura 23). Os assinalamentos em δ 61,0, 61,3 e 61,7
correspondem ao C-6 de unidades de hexose não-substituídas neste carbono
(BELESKI-CARNEIRO, GANTER e REICHER, 2000; DONG e FANG, 2000),
enquanto os sinais em δ 63,1 e 63,4 são característicos de unidades de pentoses não-
substituídas em C-5 (NAVARINI et al., 1999; DONG e FANG, 2000).
Figura 23 - Espectros de DEPT de AG-E10.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
110 100 90 80 70 60
61,0
61,3
61,7
63,1
63,4
70
O espectro de
13
C-RMN ainda apresentou assinalamentos característicos em
δ 17,0 e 17,1, correspondentes aos grupamentos -CH
3
não substituídos e substituídos
de Rhap, respectivamente (DELGOBO et al., 1998; TISCHER, GORIN e IACOMINI,
2002), além de um sinal mal definido em torno de δ 175,6, referentes aos grupamentos
–COOH do ácido galacturônico (DELGOBO et al., 1998; CIPRIANI et al., 2004).
O próximo passo para obter a caracterização química de AG-E10 foi realizar
uma carboxi-redução com o intuito de confirmar o tipo de ácido urônico (15%) e a
forma de ligação deste na estrutura da arabinogalactana. A composição
monossacarídica da amostra carboxi-reduzida (CRAG-E10) apresentou um aumento
de 27% no percentual de galactose, indicando que o polímero apresenta o ácido
galacturônico em sua estrutura. Os percentuais de Rha:Ara:Xyl:Man:Gal:Glc na
amostra carboxi-reduzida (Tabela 03) foram de 14:18:7:5:48:8, respectivamente. Ao
serem comparados os valores de ramnose, pode-se observar um aumento de 6% deste
monossacarídeo, levando a crer que o ácido urônico em questão estava ligado nas
unidades de Rha, tornando-as menos suscetíveis à hidrólise ácida.
A metilação foi realizada para ambas as amostras nativa e carboxi-reduzida. Os
dados da fração CRAG-E10 (Tabela 04) confirmaram a presença de uma molécula
complexa, visto o número de derivados metilados obtidos. Em especial, foi observado
um elevado percentual do derivado 2,3,5-Me
3
-Ara (16%) referente aos terminais não-
redutores da molécula. Terminais não-redutores foram também observados para
unidades de xilose (3%), glucose (3%) e galactose (6%). As cadeias laterais
compreendem unidades de Rhap substituídas em O-2 (8%), O-3 (1%) e disubstituídas
em O-2,4 (3%); unidades de unidades de Araf substituídas em O-5 (3%) e O-2 (1%) e
unidades de Xylp substituídas em O-4 (4%). Foram ainda observadas unidades 3-O
(2%) e 4-O (3%) -substituídas de Glcp e 6-O- substituídas de Galp que estão
parcialmente substituídas em O-3 (3%).
A cadeia principal desta arabinogalactana é constituída por unidades de β-Galp
ligadas (1→4) que encontram-se parcialmente substituída em O-3 (2%), O-2 (2%) e O-
6 (2%) e disubstituída em O-3,6 (1%). O fato das unidades de Rhap e GalpA não
serem observadas como terminais não redutores aliado ao aumento do derivado 2,3,6-
71
Me
3
-Gal após carboxi-redução pode ser justificado pela presença de uma cadeia
péctica, formada por unidades de GalpA (1→4) ligadas às unidades de Rhap em O-2,
como descrito na literatura clássica para as arabinogalactanas do tipo I (RIDLEY,
O’NEILL e MOHNEN, 2001).
Tabela 04 - Análise de metilação da fração CRAG-E10
(arabinogalactana).
Acetato de alditol O-metilado
a
R
t
b
Mol%
2,3,5-Me
3
-Ara 0,84 16
2,3,4- Me
3
-Xyl 0,89 3
3,5-Me
2
-Ara 0,95 1
3,4-Me
2
-Rha 0,96 8
2,4-Me
2
-Rha 0,98 1
2,3,4,6-Me
4
-Glc 1,00 3
2,3-Me
2
-Ara 1,02 3
2,3,4,6-Me
4
-Gal 1,04 6
2,3-Me
2
-Xyl 1,05 4
3-Me-Rha 1,16 3
2,4,6-Me
3
-Glc 1,23 2
2,3,6-Me
3
-Gal 1,25 36
2,3,6-Me
3
-Glc 1,27 3
2,3,4-Me
3
-Gal 1,38 1
2,6-Me
2
-Gal 1,44 2
3,6-Me
2
-Gal 1,53 2
2,3-Me
2
-Gal 1,70 2
2,4-Me
2
-Gal 1,76 3
2-Me-Gal 1,97 1
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna
DB-225, 215 °C.
b
R
t
= tempo de retenção relativo ao acetato de 2,3,4,6-Me
4
-
glucitol.
72
Os dados obtidos das extrações aquosas populares (decocto e infuso) associados
aos obtidos da extração aquosa exaustiva sugerem que os extratos populares, bem
como o extratoustiva 3(io0.0132 816 8.553 0 u)-8(m)3(a arabinogalactana do tipo I 4 Td)-8(quosas )119 0.48762 816 12.35 -1.72polissacarídeo 4 noustuinte. Alé2 0571 12.35 disso,va esarbtidos da extra33 -611980.0130.6w 12.35 Td(sa exauser mui exmais o aquo)Tj-0.0008188 0.48724.22127.484 -1.71dráa ecaugerea des extraçe Td[ra, o 4 nteúo aquo
73
Figura 24 - Fluxograma de extração e purificação dos polissacarídeos de P.niruri,
obtidos após tratamento alcalino (KOH 2%).
Ultrafiltração em membrana (0,22
μ
m)
Diálise em membrana (16 kDa)
Resíduo 2
Extrato Alcalino (EB2) Resíduo 3
Precipitado (EB2P)
Sobrenadante
(
EB2S
)
Retido (2R16)
Eluído (2E16)
Ultrafiltração em membrana (30 kDa)
Retidos (2R0,22)
Eluídos (2E0,22)
Eluídos (2E30)
Retidos (2R30)
KOH 2% 100°C, traços de
NaBH
4,
1,5 h (2X)
Neutralização ácido acético
até pH5,0. Centrifugação.
Sobrenadante (2SGD)
Preci
p
itado
(
2PGD
)
Neutralização com KOH e diálise.
Congelamento e descongelamento. Centrifugação.
Sobrenadante (2SFEH)
Preci
p
itado
(
2PFEH
)
Precipitação com
solu
ç
ão de Fehlin
g
.
74
De forma geral, o protocolo de purificação adotado nas extrações alcalinas foi
muito semelhante ao das extrações aquosas, exceto pela substituição da precipitação
etanólica pela precipitação em ácido acético Em extrações alcalinas, opta-se pela
utilização da precipitação em ácido acético para que se favoreça a separação das
hemiceluloses A e B, a primeira contendo polímeros ácidos (precipitam) e a segunda,
neutros (não precipitam) (SJÖSTROM, 1993). Após as etapas de diálise em
membranas de 16 kDa e ultrafiltração em membranas, foi observada a
heterogeneidade das amostras ao serem analisadas por HPSEC (Figura 25). Assim, a
amostra 2E30 foi submetida a uma etapa adicional de purificação: precipitação com
solução de Fehling, gerando um precipitado (2PFEH) e um sobrenadante (2SFEH). As
composições monossacarídicas durante o processo de purificação estão demonstradas
na Tabela 05.
Figura 25 – Perfis de eluição de (A) 2R16 e (B) 2E30 analisadas
em HPSEC. Solvente: água Milli Q, 1,0 mg.mL
-1
.
-
0.10
-
0.05
0.00
0.05
0 204060
Tempo (min)
RI (volts) RI (volts)
(A)
(B)
75
Tabela 05 - Composições monossacarídicas ao longo do processo de purificação do
extrato alcalino (EB2).
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
c
não determinado.
É interessante observar que os percentuais de xilose das amostras analisadas
são, em geral, muito mais elevados em relação às frações dos extratos aquosos (~ 5-
10%). Este fato deve-se à maior extração de hemiceluloses ao usar um álcali como
agente extrator, pois este é capaz de romper as ligações entre polímeros, elevando
os percentuais de xilose, provenientes de xilanas da parede celular (SUN et al.,
2001). Após a precipitação com solução de Fehling, pôde-se observar uma grande
diferenciação entre os monossacarídeos que compõem estas amostras. A fração
2SFEH contém altos percentuais de arabinose e galactose, enquanto a fração
2PFEH apresentou majoritariamente xilose. A princípio, pode-se supor que 2SFEH
trata-se de uma arabinogalactana ácida, enquanto 2PFEH trata-se de uma
heteroxilana ácida.
76
Uma vez que 2PFEH apresentou um perfil homogêneo, foi dado
continuidade às análises químicas desta molécula. Inicialmente, foi calculada massa
molar do polissacarídeo, que apresentou 1,6 x 10
5
g/mol, com dn/dc de 0,142. Em
seguida, a amostra foi analisada por
13
C-RMN (Figura 27), confirmando a presença
de uma heteroxilana de estrutura complexa nesta fração, em que foram observados
cinco sinais intensos em δ 101,5; 76,2; 73,6; 72,6 e 63,0 referentes aos C1, C-4, C-
2, C-3 e C-5 das unidades de β-Xylp (SIMAS et al., 2004). A região anomérica do
espectro apresentou, ainda, sinais em δ 107,3; 106,9 e 106,2 referentes às unidades
de α-Araf O-substituídas e terminais não-redutores, respectivamente (CIPRIANI et
al., 2004). Sinais referentes às β-Galp em δ 104,2 e 103,3 também foram
observados (CIPRIANI et al., 2004). Os sinais em δ 98,3 e 97,4 correspondem às
Tem
p
o
(
min
)
RI (volts) RI (volts)
(A)
(B)
Figura 26 – Perfis de eluição de (A) 2SFEH e (B) 2PFEH
analisadas em HPSEC. Solvente: água Milli Q, 1,0 mg.mL
-1
.
77
unidades de α-Rhap e α-GlcpA, respectivamente (BOCHICCHIO e REICHER,
2003). Outras regiões do espectro foram possíveis de serem assinaladas de acordo
com a literatura: em δ 82,3 e 59,7 referentes aos C-4 e CH
3
das unidades de ácido
O-metilurônico (REICHER et al., 1994) e em δ 61,0 ao C-6 livre das unidades de
β-Galp.
A dosagem de ácidos urônicos (Tabela 05) revelou a presença de 17% destes
na fração 2PFEH e o espectro de
13
C-RMN apresentou sinais característicos de
unidades de ácido metilurônico. A análise confirmatória destes dados deu-se por
meio da carboxi-redução da molécula, seguida de análise em GC-MS. A Figura 28
apresenta em (A) o cromatograma do polissacarídeo nativo, enquanto em (B), do
polissacarídeo carboxi-reduzido. Este último apresentou um aumento significativo
no percentual de glucose, que passou de 1 para 7%, mostrando que a molécula
apresenta o ácido glucurônico como constituinte. Também foi observado o
surgimento de um pico com fragmentação característica de metilglucose (16%). A
redução com NaBD
4
foi utilizada para determinar que o ácido urônico naturalmente
metilado trata-se do ácido 4-O-metilglucurônico, uma vez que foram observados os
fragmentos de massa/carga (m/z) em 87, 99, 129, 159 e 189. Após carboxi-redução,
106.2
107.3
106.9
104.2
103.3
101.5
101.2
98.3
97.4
82.3
76.2
73.6
72.6
72.1
71.9
70.1
68.5
67.8
63.0
61.0
59.7
Figura 27 - Espectro de
13
C-RMN de 2PFEH, obtido com extração alcalina a 2%.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
78
a composição monossacarídica da heteroxilana ácida passou a ser de
Rha:Ara:Xyl:4-O-metilglucose:Gal:Glc em uma razão molar de 5:5:59:17:7:7.
Os dados analisados demonstram a alta complexidade da heteroxilana ácida,
que foi confirmada pelos dados de metilação da amostra carboxi-reduzida
(CR2PFEH), conforme demonstrado na Tabela 06.
(B)
Rha
Ara
Xyl
Gal
Glc
(A)
Figura 28 – Perfis de eluição das amostras (A) 2PFEH nativa e (B) carboxi-
reduzida em GC-MS. Análise na forma de acetatos de alditóis, coluna OV-
225, temperatura de 40-220 °C. Inserto: fragmentação do ácido 4-O-
metil
g
lucurônico, usando NABD
4
como a
g
ente redutor.
79
Tabela 06 - Análise de metilação da fração CR2PFEH (heteroxilana- carboxi-
reduzida).
Acetato de alditol
O-metilado
a
Fragmentos (m/z)
b
Mol%
2,3,5-Me
3
-Ara 87,101,102,118,129,161 2
2,3,4- Me
3
-Xyl 88,101,102,117,118,161,162 2
3,4-Me
2
-Rha 88,89,115,130,131,190 3
2,3,4,6-Me
4
-Glc 87,102,118,129,145,161,162,205 7
2,3-Me
2
-Ara 87,102,118,129,189 2
2,3,4,6-Me
4
-Gal 87,102,118,129,145,161,162,205 6
2,3-Me
2
-Xyl 87,102,118,129,189 46
3-Me-Rha 88,101,117,130,143,160,190,203 3
2-Me-Ara
85,99,118,127,159,201 1
2- Me-Xyl
c
3-Me-Xyl
c
85,99,118,127,159,201
87,88,129,130,189,190
7
3,4,6- Me
3
-Glc 87,88,101,129,130,145,161,190 17
Xyl 86,103,115,128,145,188 4
a
analisados em GC-MS, na forma de acetatos de alditóis, coluna DB-225, 215 °C.
b
fragmentos obtidos usando NaBD
4
como agente redutor.
c
ambos derivados foram quantificados em conjunto devido a co-eluição na
coluna utilizada.
O polissacarídeo apresentou diversos derivados metilados, dentre eles
terminais não-redutores de Araf (2%), Xylp (2%), Galp (6%), Glcp (1%) e Glcp
(6%). As cadeias laterais são compostas por unidades de Rhap substituídas em O-2
(3%) e disubstituídas em O-2,4 (3%), unidades de Araf substituídas em O-5 (2%) e
disubstituídas em O-3,5 (1%). O derivado 2,3-Me
2
-Xyl (46%) corresponde às
unidades de β-Xylp ligadas em O-4, constituindo a cadeia principal do polímero.
Estas unidades de xilose da cadeia principal encontram-se parcialmente substituídas
em O-2 ou O-3 (7%) e totalmente substituídas em O-2 e O-3 (4%).
80
A amostra carboxi-reduzida (CR2PFEH), diferente da amostra nativa,
apresentou um aumento de 6% do derivado 2,3,4,6-Me
4
-Glc, correspondente às
unidades terminais não-redutoras de ácido glucurônico (6%) e um alto percentual do
derivado 3,4,6-Me
3
-Glc (17%), referente às unidades de ácido 4-O-
metilglucurônico. Embora a metilação não tenha sido realizada com iodeto de metila
deuterado (CD
3
I), o fato deste último derivado não estar presente como terminais
não-redutores chama a atenção, uma vez que é incomum na literatura. A partir
destes dados, pode-se supor que os terminais não-redutores de arabinose, xilose,
galactose e até de ácido glucurônico podem estar substituindo o O-2 do ácido 4-O-
metilglucurônico.
As xilanas constituem a classe de hemiceluloses mais abundantes em vegetais
superiores (JOSELEAU, COMTAT e RUEL, 1992) e apresentam uma grande
diversidade estrutural entre gêneros e espécies, no entanto, a cadeia principal é
geralmente constituída por unidades de β-Xylp (1→4) ligadas, como observado para
a heteroxilana ácida, extraída com KOH 2% da planta toda de P. niruri.
É interessante observar que, apesar das xilanas ácidas estarem comumente
distribuídas na parede celular secundária de vegetais, uma atenção especial têm sido
dada a esta classe de biomoléculas, devido às propriedades que a literatura vêm
demonstrando. Podem ser citados como exemplos as propriedades industriais e
biológicas, como no estudo desenvolvido por NANDINI e SALIMATH (2001), no
qual os autores demonstram o uso de heteroxilanas no processo de panificação; ou
ainda, no estudo desenvolvido por NOSAL`OVA e colaboradores (2001), em que os
autores traçam a relação entre conteúdo de ácidos urônicos e atividade antitussígena.
Uma vez que este trabalho trata de uma planta medicinal, amplamente
utilizadas nas regiões tropicais e subtropicais do globo, é interessante observar que
estas moléculas podem, por meio de mecanismos ainda não esclarecidos, participar
do efeito geral da planta quando utilizada para fins medicamentosos. Apesar desta
heteroxilana não ser extraída em grandes quantidades nos chás popularmente
utilizados, vale lembrar que, além do uso de plantas medicinais na forma de chá,
uma parcela da população faz uso de plantas medicinais por meio de cápsulas
81
preenchidas com a planta rasurada, ou seja, contendo toda a ampla diversidade de
polissacarídeos que compõem a parede celular do vegetal em questão.
5.1.3 Extrações dos Órgãos Vegetais
Este item do trabalho propõe o estudo comparativo entre os polissacarídeos de
diferentes órgãos vegetais, ao serem submetidos a diferentes extrações. Este estudo é
justificado pelo uso popular de alguns órgãos vegetais em separado. No Brasil, muitos
ainda fazem uso só das folhas na forma de infusão, já em regiões orientais, é indicado
o uso de raízes de quebra-pedra em aplicações tópicas.
Devido a maior facilidade de separação manual dos órgãos, optou-se por
realizar este estudo com raízes, caules e folhas. Os frutos e sementes necessitariam de
um maior preparo para separação, uma vez que são muito pequenos, então foi optado
por apenas retirá-los.
As plantas foram coletadas in natura e a partir da planta toda foram obtidos
13,4 g de raízes, 41,4 g de caules e 19,9 g de folhas, totalizando 74,7 g de material
seco. Considerando os percentuais dos órgãos obtidos, pode-se concluir que, a planta
inteira sem frutos e inflorescências é constituída por 18% de raízes, 55% de caules e
27% de folhas.
Optou-se ainda por realizar extrações aquosas e alcalinas, usando como
agentes alcalinos o KOH 2% e NaOH 15% (Figura 13, pág.55).
5.1.3.1 Extrações aquosas dos órgãos vegetais
As extrações aquosas e o processo de semi-purificação dos polissacarídeos
foram realizadas como ilustrado na Figura 29.
82
Comparando as composições monossacarídicas dos três órgãos em estudo
(Tabela 07), pôde-se observar uma grande similaridade entre eles, com maiores
percentuais de arabinose, galactose, glucose e ácido urônico. Não
surpreendentemente, estes monossacarídeos podem estar relacionados com a presença
de arabinogalactanas, presentes nas paredes celulares dos órgãos.
Figura 29 - Fluxograma do processo de extração aquosa e fracionamento de
polissacarídeos dos órgãos vegetais de
P. niruri
.
Preci
p
ita
ç
ão com EtOH
Extração aquosa (2x, 6 h/cada),
refluxo, 100°C
Órgão seco e
moído
Deslipidificação EtOH, CHCl
3
-
MeOH (2:1), Acetona
Li
p
ídeosResíduo 1
Extrato aquoso
Sobrenadante Precipitado
Resíduo 2
(extração alcalina)
Congelamento e descongelamento
Sobrenadante (S) Precipitado
FS (folhas)
CS (caules)
RS (raízes)
83
Tabela 07 – Composição monossacarídica dos diferentes órgãos vegetais,
extraídos em água.
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
c
FS= folhas, RS= raízes, CS- caules.
Analisando os perfis cromatográficos das amostras em HPSEC (Figura 30),
pode-se observar um perfil muito heterogêneo, podendo indicar a presença de
diferentes polissacarídeos compondo estas amostras, ou ainda, polissacarídeos iguais
com massas molares diferentes. Os “ombros” apresentados nos cromatogramas podem
indicar a presença de agregados moleculares, comumente observados em
polissacarídeos (WANG et al., 2001). Os perfis de eluição das folhas (A) e caules (B)
apresentaram maior similaridade e complexidade, enquanto o das raízes (C) se
mostrou menos complexo.
Os espectros de
13
C-RMN (Figura 31), apresentam-se muito similares entre os
diferentes órgãos, sendo possível observar a presença de três sinais na região
anomérica de FS (A), em δ 103,3, 102,1 e 99,9, característicos de unidades de β-Galp
(BELESKI-CARNEIRO, GANTER e REICHER, 2000; DONG e FANG, 2000;
FRANSEN et al., 2000; MENESTRINA et al., 1998; NAVARINI et al., 1999), β-
GalpA ou β-GlcpA (TISCHER, GORIN e IACOMINI, 2002) e α-Glcp,
respectivamente. Este dado é justificável, uma vez que estes são os componentes
monossacarídicos majoritários na amostra. Os espectros correspondentes ao caule (B)
e raiz (C) apresentaram a região referente a ácidos urônicos (δ~99) mais intensa
Amostra
Composição Monossacarídica (mol%)
a
Rha Fuc Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
FS
c
9 2 16 4 9 26 19 15
RS
c
10 6 15 5 3 18 18 25
CS
c
9 1 15 2 7 27 25 14
84
quando comparado com o espectro da folha. Os altos percentuais de glucose podem
estar relacionados com a presença de amido nas amostras.
Os espectros ainda fornecem sinais intensos na região entre C-2 e C-6, com um
alto grau de complexidade. Os sinais em δ 78,2, 73,0, 72,8, 70,2, 60,6 podem estar
relacionados com C-4, C-5, C-2, C-3 e C-6 de α-Glcp (amilose), respectivamente
(MELLINGER, 2002). Já os sinais em δ 81,7, 75,4, 68,3, 67,6 e 61,1 podem indicar
os carbonos C-3, C-5, C-2, C-4 e C-6 das unidades de β-Galp (DELGOBO et al.,
1998), podendo indicar a cadeia principal de uma arabinogalactana como um dos
componentes da amostra. Os espectros ainda forneceram um sinal intenso entre δ 52,7
e δ 53,2 indicando uma ligação C-N, podendo eventualmente sugerir a presença de
Figura 30 – Perfis de eluição de (A) FS, (B) CS e (C) RS analisadas
em HPSEC. Solvente: NaNO
2
, 1,0 mg.mL
-1
.
Tempo (min)
RI (volts) RI (volts) RI (volts)
(A)
(B)
(C)
85
unidades de açúcar aminado nas amostras (HUCKERBY, BROWN e
NIEDUSZYNSKI, 1995; IACOMINI et al., 1999).
103,3
102,1
99,9
78,2
73,0
70,2
68,3
61,1
60,6
81,7
75,4
72,8
67,6
53,2
Figura 31 - Espectros de
13
C-RMN de (A) FS, (B) CS e (C) RS, obtidos a partir do
extrato aquoso de folhas, caules e raízes, respectivamente. Experimento realizado
em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
(A)
(B)
(C)
52,7
52,8
86
5.1.3.2 Extrações alcalinas dos órgãos vegetais
5.1.3.2.1 Extrações alcalinas com KOH 2% dos órgãos vegetais
O material residual (resíduo 2) das extrações aquosas de cada órgão vegetal
(raízes, caules e folhas) foi submetido a extrações alcalinas, fazendo-se uso do KOH
2%. Os processos de extração e semi-purificação das extrações alcalinas estão
ilustrados na Figura 32.
Analisando a composição monossacarídica dos extratos alcalinos com KOH
2% das folhas, caules e raízes (Tabela 08), pode-se observar uma grande similaridade
entre os percentuais encontrados para caules e raízes, nos quais o conteúdo de xilose
foi de ~40%. Ao comparar estes resultados com o extrato das folhas, o percentual de
Figura 32 - Fluxograma do processo de extração alcalina com KOH 2% e semi-
p
urifica
ç
ão de
p
olissacarídeos dos ór
g
ãos ve
g
etais de
P
. nirur
i
.
Resíduo 2
Órgãos Vegetais
Extrato Alcalino
Resíduo 3
(extração NaOH15%)
Precipitado
Sobrenadante
KOH 2% 100°C, traços de
NaBH
4,
1,5 h (3X)
Neutralização ácido acético
até pH5,0. Centrifugação.
Sobrenadante
Preci
p
itado
Congelamento e degelo.
Centrifugação.
2FS (folhas)
2CS (caules)
2RS (raízes)
87
xilose foi de apenas 5%, ao passo que, os valores encontrados para ramnose e
galactose foram de 32 e 25%, respectivamente. Esta diferença é interessante tanto do
ponto de vista químico como biológico. Considerando as diferentes funções que os
órgãos desempenham na manutenção da vida do vegetal, a parede celular de folhas
pode, por exemplo, apresentar uma maior quantidade de pectinas, já que a expansão
celular é essencial na realização da fotossíntese. Já as raízes e caules, órgãos de
sustentação, necessitam de paredes celulares mais rígidas, com um maior grau de
entrelaçamento das microfibrilas de celulose e hemiceluloses, apresentando, portanto,
maior quantidade de xilose (JOSELEAU, COMTAT e RUEL, 1992)
Uma vez que a composição monossacarídica da heteroxilana ácida, obtida a
partir do extrato alcalino (KOH 2%) da planta inteira, apresentou
Rha:Ara:Xyl:Gal:Glc:GlcA na relação 8:9:58:7:1:17, pode-se supor que este tipo de
polissacarídeo seja originado a partir dos caules e/ou raízes e, menos provavelmente,
das folhas.
Tabela 08 – Composição monossacarídica dos diferentes órgãos
vegetais, extraídos com KOH 2%.
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
A análise de homogeneidade em HPSEC destas frações estão apresentadas na
Figura 33. Como descrito para os extratos aquosos, os alcalinos também apresentaram
perfil heterogêneo, podendo indicar a presença de diferentes polissacarídeos, ou de
um polissacarídeo com diferentes massas molares.
Amostra Composição Monossacarídica (mol%)
a
Rha Fuc Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
2FS 32 - 14 5 2 25 3 19
2RS 4 2 13 42 1 14 12 12
2CS 7 - 13 43 1 12 8 16
88
Os espectros de
13
C-RMN (Figura 34) são muito elucidativos quanto aos
polissacarídeos que compõem os extratos alcalinos. Na Figura 34 (A), o extrato de
folhas apresentou cinco sinais na região anomérica: em δ 109,2 e 107,1 referentes às
unidades de α-Araf, em δ 103,1 às unidades de β-Galp e em δ 98,0 e 97,3 às unidades
de α-Rhap e α-GalA ou α-GlcA, respectivamente (CIPRIANI et al., 2004). Também
foram observados assinalamentos característicos de grupamentos –CH
3
das unidades
Figura 33 – Perfis de eluição de (A) 2FS, (B) 2CS e (C) 2RS
analisadas em HPSEC. Solvente: NaNO
2
, 1,0 mg.mL
-1
.
Tem
p
o
(
min
)
RI (volts) RI (volts) RI (volts)
(A)
(B)
(C)
89
de ramnose, em δ 16,6 e 16,3, indicando os grupamentos livres e substituídos,
respectivamente.
Já os espectros de
13
C-RMN dos extratos obtidos a partir de caules (Figura 34
B) e raízes (Figura 34 C) apresentaram um perfil semelhante entre si e bem diferente
em relação ao extrato obtido de folhas (Figura 34 A). Ambos os espectros B e C
Figura 34 – Espectros de
13
C-RMN de (A) 2FS, (B) 2CS e (C) 2RS, obtidos a
partir do extrato alcalino de folhas, caules e raízes, respectivamente.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
109,2
107,1
103,1
98,0
97,3
83,6
76,6
74,8
71,1
70,5
67,6
16,6
60,6
16,3
107,5
101,6
101,2
97,5
82,2
76,5
73,7
72,7
71,3
62,9
61,2
59,5
101,5
82,2
76,3
73,6
72,6
62,9
59,5
90
apresentaram cinco sinais proeminentes em δ 101,6; 76,5; 73,7; 72,7 e 62,9
correspondentes aos carbonos C-1, C-4, C-2, C-3 e C-5, respectivamente, das
unidades de β-Xylp. Exatamente como observado para a heteroxilana ácida, obtida a
partir do extrato alcalino da planta inteira, estes extratos também apresentam
assinalamentos em δ 82,2 e 59,5 correspondentes ao C-4 e –CH
3
do ácido 4-O-
metilurônico, respectivamente.
Em síntese, os dados fornecidos pelos espectros de
13
C-RMN (Figura 34) estão
de acordo com as composições monossacarídicas, sendo o extrato de folhas (A)
composto por uma arabinogalactana péctica e os extratos de caules (B) e raízes (C),
por uma xilana ácida substituída.
Uma vez que este estudo trata de uma planta medicinal e que propriedades
biológicas com xilanas são recentemente descritas na literatura, este se torna um dado
de grande interesse, pois ao se fazer uso de diferentes órgãos vegetais como forma de
tratamento, não só a carga de metabólitos secundários poderá variar, mas também a de
polissacarídeos biologicamente ativos.
5.1.3.2.2 Extrações alcalinas com NaOH 15% dos órgãos vegetais
Após extrações com KOH 2%, o resíduo de cada órgão do vegetal foi
submetido à extrações com NaOH 15%. Este tratamento drástico, usando soluções
alcalinas mais concentradas aliado à temperatura, tem por objetivo extrair os
polissacarídeos mais fortemente entrelaçados da parede celular do vegetal.
MELLINGER (2002) caracterizou uma xilana linear neutra obtida da planta inteira
após extração nas condições usadas nesta etapa do trabalho, assim, pode ser
interessante averiguar quais seriam os órgãos fornecedores desta molécula não
comumente caracterizada em outras fontes vegetais (JOSELEAU, COMTAT e
RUEL, 1992).
Os procedimentos de extração e fracionamento encontram-se ilustrados na
Figura 35.
91
As amostras insolúveis em água e solúveis em DMSO (15FS, 15CS, 15RS)
foram investigadas quanto às suas composições monossacarídicas (Tabela 09) e,
assim como o observado para as extrações alcalinas com KOH 2%, os extratos
provenientes dos caules e raízes demonstraram grande similaridade entre si e
diferiram consideravelmente do extrato das folhas. As amostras 15CS e 15RS
apresentaram, majoritariamente, xilose na sua composição, além de altos percentuais
Figura 35 - Fluxograma do processo de extração alcalina com NaOH 15% e
fracionamento de
p
olissacarídeos dos ór
g
ãos ve
g
etais de
P
. nirur
i
.
Resíduo 3
Órgãos Vegetais
Extrato Alcalino
Resíduo Final
Precipitado
Sobrenadante
NaOH 15% 100°C, 1 h (2X)
Neutralização ácido acético
Centrifugação.
Precipitado
Sobrenadante
Congelamento e degelo.
Centrifugação.
15FS (folhas)
15CS (caules)
15RS (raízes)
Sobrenadante
Preci
p
itado
DMSO 40°C, agitação por 4 h
Centrifugação.
92
de glucose. Enquanto os extratos obtidos a 2% apresentaram em torno de 40% de
xilose, estes extraídos com 15%, apresentam em torno de 60%. Este dado está de
acordo com a literatura em que o aumento da concentração da solução alcalina
favorece a liberação de hemiceluloses (SUN et al., 2001).
Tabela 09 – Composição monossacarídica dos diferentes órgãos
vegetais, extraídos com NaOH 15%.
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna
OV-225, temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
Os espectros de
13
C-RMN das três amostras estão apresentados na Figura 36. O
espectro do extrato 15FS, obtido a partir das folhas, apresentou-se mais complexo
quando comparado com os outros dois extratos, obtidos a partir dos caules (15CS) e
raízes (15RS). A região anomérica de 15FS apresentou seis sinais que, de acordo com
a composição monossacarídica desta fração, podem indicar a presença de β-Galp (δ
105,3), β-Glcp (δ 102,5), β-Xylp (δ 101,7) e α- Glcp (δ 100,3 a 99.1) (CIPRIANI et
al., 2004; SIMAS et al., 2004; CARBONERO et al., 2002). Foram ainda observados
sinais em δ 63,2 e 62,0, podendo indicar a presença de C-5 das unidades de β-Xylp
(SIMAS et al., 2004).
Amostra
Composição Monossacarídica (mol%)
a
Fuc Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
15FS 4 2 30 2 10 48 4
15RS - 7 68 1 2 18 4
15CS - 2 64 - 4 24 6
93
101.7
100.3
100.0
99.1
105.3
102.5
60.5
62.0
63.2
101.4
75.3
73.8
72.4
63.0
(A)
(B)
(C)
Figura 36 – Espectros de
13
C-RMN de (A) 15FS, (B) 15CS e (C) 15RS, obtidos a
partir do extrato alcalino de folhas, caules e raízes, respectivamente. Experimento
realizado em Me
2
SO-d
6
, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
94
Os espectros (B) e (C), referentes aos extratos obtidos dos caules e raízes,
apresentaram espectros muito semelhantes, com a presença de cinco sinais
proeminentes, característicos de unidades de β-Xylp ligadas (1→4). Os sinais
observados encontram-se em δ 101,4; 76,3; 73,8; 72,4 e 63,0 e referem-se aos
carbonos C-1, C-4, C-2, C-3 e C-5 (SIMAS et al., 2004), respectivamente. O espectro
do extrato alcalino, obtido a partir do caule, apresentou assinalamentos aparentemente
sobrepostos e com bases mais alargadas, podendo indicar uma maior complexidade
molecular se comparado com o espectro do extrato alcalino, obtido a partir da raiz.
Comparando os dados aqui analisados com àqueles obtidos por MELLINGER
(2002), pode-se sugerir que a xilana linear neutra, obtida a partir da planta inteira, seja
proveniente dos caules e/ou raízes de P. niruri. Um dado inesperado e interessante foi
obtido ao analisar o conteúdo polisacarídico extraído das folhas da planta, pois este
pode ser constituído por xilanas com maior grau de substituição ou ainda, por
xiloglucanas da parede celular (BUSATO et al, 2001; 2005).
5.2 ATIVIDADE BIOLÓGICA DE POLISSACARÍDEO
A primeira etapa deste trabalho contemplou a análise química dos
polissacarídeos que compõem, em parte, a quebra-pedra (P. niruri). Esta segunda
etapa do trabalho tem por objetivo avaliar possíveis respostas biológicas envolvendo
estes metabólitos primários. Refletindo sobre que molécula utilizar na realização dos
testes biológicos, optou-se por dar início ao estudo com as arabinogalactanas, uma vez
que esta molécula foi isolada e caracterizada das formas populares de extração (infuso
e decocto). Pensando no fato de que as pessoas ao fazerem uso dos chás de quebra-
pedra estarão ingerindo também esta arabinogalactana, a escolha do uso deste
polissacarídeo é justificável.
Devido aos rendimentos obtidos nas diferentes formas de extrações aquosas,
optou-se por utilizar a fração AG-E10, purificada e caracterizada do extrato aquoso
exaustivo.
95
Uma vez que as arabinogalactanas são moléculas já descritas como sendo
imunoestimulatórias e antitumorais (WAGNER e JORDAN, 1988; DIALLO et al.,
2003; KARDOSOVÁ et al., 2004; IM et al, 2005; MORETÃO et al, 2004), e,
considerando que os macrófagos estão diretamente envolvidos em processos
biológicos como defesa de hospedeiro contra agentes infecciosos, respostas
angiogênicas e hematopoiéticas (WING e REMINGTON, 1980; CAVAILLON, 1994;
POPOV et al., 1999; VADIVELOO et al., 2000; COOK et al., 2001) os testes de
atividade biológica foram realizados em macrófagos peritoneais residentes de
camundongos.
As concentrações do polissacarídeo utilizadas nos experimentos com
macrófagos foram estabelecidas previamente pela determinação da citotoxicidade da
arabinogalactana em macrófagos. A Figura 37 mostra os resultados obtidos para a
arabinogalactana (AG-E10), testada nas concentrações de 25 a 250 μg/mL, pelo
período de 2, 24 e 48 h. Os experimentos realizados por 2 e 24h não foram capazes de
desencadear respostas citotóxicas em nenhuma das concentrações de AG-E10
testadas, no entanto, o ensaio em 48 h apresentou uma redução da viabilidade celular
em torno de 20% na concentração de 50 μg/mL e de 35% nas concentrações de 100 a
250 μg/mL.
De posse dos resultados da viabilidade celular, foi possível determinar o efeito
de AG-E10 no “burst” respiratório (Figura c6(n)-2(tra4asular )Di Td<083 mo
96
apresentaram um estímulo dose-dependente na da produção de O
2
-
a partir da
concentração de 50 μg/mL, alcançando o estímulo máximo de ~200% maior que o
controle, na maior concentração utilizada (250 μg/mL).
Outro parâmetro avaliado para verificar os efeitos de AG-E10 sobre macrófagos
peritoneais de camundongos foi em relação à produção de óxido nítrico (NO) (Figura
39). A via de produção de NO é essencial na defesa antimicrobiana, inflamação e
angiogênese (MacMICKING, XIE e NATHAN, 1997). Uma vez que este experimento
requer incubação de 48 h, optou-se por usar o polissacarídeo nas concentrações de
5,10 e 50 μg/mL, para evitar os efeitos citotóxicos apresentados pela molécula a partir
de 50 μg/mL. Os experimentos foram realizados com o uso de interferon gama (INF-γ)
e lipopolissacarídeo (LPS) como controles positivos.
A Figura 39 mostra que AG-E10 não foi capaz de promover ativação na
produção de NO, em nenhuma das concentrações testadas. Associando-se a
arabinogalactana ao interferon, um conhecido ativador da via, pode-se observar um
discreto decréscimo da resposta em relação ao uso do interferon sozinho. Assim, este
polissacarídeo não apresentou nenhuma resposta positiva de ativação desta via. Ainda,
no intuito de garantir a ausência de LPS como contaminante presente na amostra
testada, foi realizado um controle com polimixina B, um antibiótico conhecido pelo
efeito neutralizante da resposta envolvendo LPS (CUNHA et al., 1993).
Os experimentos biológicos realizados com a amostra AG-E10, uma
arabinogalactana ácida e de estrutura complexa, presente nos chás de quebra-pedra (P.
niruri) indicaram que este polissacarídeo apresentou um estímulo da produção do O
2
-
,
de maneira dose-dependente, com um estímulo máximo de 200% a mais que o
controle na concentração de 250 μg/mL. Este é um resultado muito interessante tendo
em vista que é o primeiro relato deste tipo de resposta observada para os extratos já
testados com a planta. Em contrapartida, o estudo realizado por IGNÁCIO e
colaboradores (2001) demonstrou que os extratos aquoso e acetônico de P. tenellus
apresentaram um aumento na produção de NO. Os autores identificaram a presença de
flavonoides, elagitaninos e compostos fenólicos em ambos os extratos e acreditam que
estes componentes podem participar de tal atividade. Já o experimento realizado com a
97
arabinogalactana não apresentou resposta nesta via de ativação de macrófagos, não
participando do efeito biológico previamente realizado.
Este trabalho ainda contempla experimentos de ativação de macrófagos após
degradação parcial de AG-E10. Estes resultados serão discutidos à parte, no item 5.3.
0
20
40
60
80
100
120
0 25 50 100 250
AG-E10 (µg/mL)
Viabilidade Celular(%)
2 h
24 h
48 h
*
*
*
Figura 37 - Efeitos de AG-E10 na viabilidade de macrófagos.
Macrófagos aderidos foram incubados em diferentes concentrações de AG-E10 nos
tempos indicados. O meio foi removido e o MTT adicionado, seguido de incubação de 3
h. O excesso de MTT foi removido e os cristais de formazan, dissolvidos em DMSO. A
leitura da absorbância foi em 550 nm. Os valores representam a média (± DP) de três
experimentos independentes, cada um em triplicata. * Diferença significativa para o
controle; p < 0,05. Controle (100%) corresponde ao meio na ausência de AG-E10. ()
2 h, () 24 h e (S) 48 h de exposição à AG-E10.
98
0
20
40
60
80
100
120
PMA
0 25 50 100 250
AG-E10 (µg/mL)
Ânion Superóxido
(ηmol/mg proteína celular)
*
*
*
Figura 38 – Efeitos de AG-E10 na produção de ânion superóxido por macrófagos.
Macrófagos aderentes foram incubados com HBSS contendo ferricitocromo c (80 μM) e
diferentes concentrações de AG-E10 nas concentrações indicadas. PMA (1 μg/mL) foi
usado como controle positivo. Após 2 h, o sobrenadante foi removido e a absorbância
medida em 550 nm. Os resultados são expressos em nmol de ânion superóxido/mg de
proteína celular. Os valores representam a média (± DP) de três experimentos
independentes, cada um em triplicata. * Significativamente diferente dos experimentos
realizados na ausência de AG-E10 (controle negativo); p < 0,05.
99
Considerando a baixa toxicidade de AG-E10 in vitro e o alto percentual de
ativação de macrófagos peritoneais verificado pelo aumento na produção de O
2
-
, a
avaliação da atividade in vivo desta macromolécula passa a ser interessante. Optou-se
por dar início à averiguação avaliando a capacidade dessa arabinogalactana em
elicitar células para a cavidade peritoneal de camundongos quando injetada
intraperitonealmente. O polissacarídeo foi inoculado intraperitonealmente nas doses
de 50, 100 e 200 mg.kg
-1
de AG-E10 nos animais testados. Após 24 h da inoculação
do polissacarídeo, os animais foram sacrificados e os macrófagos do exsudato
peritoneal foram contados. Os resultados apresentados na Figura 40 demonstraram
que nas doses de 100 e 200 mg.kg
-1
houve um aumento significativo do número
0
100
200
300
400
500
600
Meio
(controle negativo)
IFN
LPS + IFN
5
10
50
50 + IFN
AG-E10 (µg/mL)
Nitrito
(ηmol/mg proteína celular)
*
*
*
Figura 39 – Efeitos de AG-E10 na produção de óxido nítrico por macrófagos.
Macrófagos aderentes foram incubados por 48 h na ausência (controle negativo) e
presença de AG-E10. LPS (50 µg/mL) e IFN-γ (26 U/mL) foram usados como
controles positivos. O acúmulo de NO foi medido no sobrenadante, usando a reação de
Griess e calculado como nmol nitrito/mg proteína celular. AG-E10 foi incubada na
ausência e presença de IFN-γ (26 U/mL). Os valores representam a média (± DP) de
quatro independentes experimentos, cada um em triplicata. * Significativamente
diferente do controle (meio); p < 0,05.
100
células. Na dose de 100 mg.kg
-1
houve um aumento de 230% no recrutamento das
células, enquanto na dose de 200 mg.kg
-1
esse aumento passou para 180%. Estes
resultados são muito interessantes se comparados com outros estudos envolvendo este
tipo de atividade em arabinogalactanas, como por exemplo, a arabinogalactana obtida
de Anadenanthera colubrina que apresentou um aumento de 88% do número de
células da cavidade peritoneal (MORETÃO et al., 2003), enquanto o polissacarídeo
isolado de Feronia limonia apresentou um aumento de 56% de células (SAIMA et al.,
2000).
0
2
4
6
8
10
12
Número de Células (x 10
6
)
PBS 50 100 250
AG-E10 (mg / kg)
*
*
Figura 40 - Avaliação da atividade elicitora de AG-E10.
Camundongos (n=4 por grupo) foram inoculados intraperitonealmente com
AG-E10 nas concentrações indicadas. O grupo controle foi inoculado com
PBS estéril. Após 24 h, as células do exsudato peritoneal de cada grupo
foram coletadas e contadas em câmara de Neubauer. Os valores
representam a média (± DP) de quatro experimentos independentes, cada
um em triplicata. * Significativamente diferente do controle (animais
inoculados com PBS); p < 0,05.
101
5.3 COMPORTAMENTO POLISSACARÍDICO EM CONDIÇÃO FISIOLÓGICA
GÁSTRICA
Esta terceira etapa do trabalho teve por objetivo avaliar o comportamento
polissacarídico no processo parcial da digestão. Partindo do fato de que uma
arabinogalactana ácida, isolada e caracterizada a partir dos extratos aquosos de P.
niruri, está presente nos chás (infuso e decocto) da planta e que esta molécula
apresentou uma atividade estimulatória da produção de ânion superóxido quando
testada in vitro em macrófagos peritoneais de camundongos, optou-se por avaliar as
alterações químicas desta molécula após o processo de digestão gástrica, inferindo
assim, em como esta molécula estaria disponível no organismo.
Tendo em vista as etapas do processo digestivo como um todo e as funções de
cada órgão digestivo, optou-se por restringir esta avaliação às condições gástricas, pois
é no estômago que os polissacarídeos não-amídicos poderiam sofrer algum tipo de
alteração estrutural e/ou conformacional já que não dependem de sistemas enzimáticos
específicos, mas da força ácida gerada pela presença de ácido clorídrico. Segundo
HOEBLER (2002) o estômago é a fase chave do processo digestivo, uma vez que esta
etapa determina as alterações químicas e mecânicas do alimento, preparando-o para a
digestão e absorção de nutrientes.
O processo de liberação de HCl no estômago é bem regulado pelo organismo e
um descontrole neste processo pode gerar diversas patologias, inclusive gastrite e
úlceras. No período interdigestivo, àquele no qual o estômago encontra-se vazio,
ocorre um tamponamento do HCl remanescente para evitar a acidez excessiva sobre a
mucosa gástrica, elevando o pH estomacal para valores levemente alcalinos (~7,4). A
secreção gástrica de HCl não se inicia somente no momento da ingestão de alimentos,
mas ao visualizar, cheirar ou lembrar de alimentos; assim, o estômago encontra-se
preparado para receber o alimento em si. Esta etapa prévia de liberação de HCl à
ingestão do alimento é denominada fase cefálica da secreção gástrica e pode ser
induzida pelo processo chamado de “alimentação fantasma”, no qual o indivíduo entra
em contato com o alimento, mas não o ingere. Nesta etapa, o pH estomacal diminui
102
drasticamente, chegando a 0,8 (AIRES, 1999). Assim que ocorre o esvaziamento
gástrico, o processo de tamponamento é reiniciado.
Esta etapa do trabalho foi então realizada coletando-se o suco gástrico de
voluntários submetidos e não submetidos ao processo de “alimentação fantasma”,
além de realizá-lo com HCl (pH 2,0) para fins comparativos. O suco gástrico foi
coletado conforme a Figura 40 e os resultados experimentais, obtidos por análise em
HPLC, após incubar a amostra com o agente hidrolizante (sucos gástricos ou HCl) a
37 °C por 180 minutos estão apresentados nas Figuras 41 a 43.
Lidocaína
Luftal (dimeticona)
Voluntários
Jejum 12 h- alimentos / 6 h- água
Endoscópio
Aspiração do suco gástrico
Suco gástrico
AG-E10
Hidrólise ácida 37 °C
Aliquotagem (min)
0
+
180120105
75
90
60453015
HPLC
Figura 41 – Processos de obtenção do suco gástrico e de hidrólise de
AG-E10 em meio ácido.
HCl pH 2,0
103
Rha
Gal
Man
Xyl
Ara
Glc
GalA
15
’
45
’
75
’
105
’
30
’
60
’
90
’
120
’
(A)
(B)
Figura 42 – Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à
hidrólise ácida com HCl (pH =2,0). (A) Perfis cromatográficos em
diferentes tempos e (B) Sobreposição dos cromatogramas obtidos em
diferentes tempos. Os insertos apresentam um aumento no foco do
cromatograma no início e final da corrida.
GalA GlcGalA Glc
RhaRha
104
Figura 43 – Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à hidrólise
ácida com suco gástrico pH 1,95 (voluntário submetido ao processo de
“alimentação fantasma”). (A) Perfis cromatográficos em diferentes tempos e (B)
Sobreposição dos cromatogramas obtidos em diferentes tempos. Inserto:
Sobreposição dos perfis de eluição da amostra e do suco gástrico usado como o
b
ranco da análise. * Lidocaína
,
** Dimeticona.
15
’
45
’
75
’
105
’
30
’
60
’
90
’
120
’
amostra
branco
(A)
(B)
Gal
Man
Xyl
Ara
*
**
105
Figura 44 – Cromatogramas obtidos em HPLC de AG-E10 submetida à
hidrólise com suco gástrico pH 7,76 (voluntário não submetido ao processo de
“alimentação fantasma”). (A) Perfis cromatográficos em diferentes tempos e
(B) Sobreposição dos cromatogramas obtidos em diferentes tempos. Inserto:
Sobreposição dos perfis de eluição da amostra e do suco gástrico usado como o
branco da análise. * Lidocaína, ** Dimeticona.
15
’
60
’
120
’
amostra
branco
(A)
(B)
*
**
106
A Figura 42 mostra os resultados obtidos ao submeter a amostra AG-E10 à
hidrólise ácida com HCl em pH =2,00. Em (A) são mostrados os cromatogramas
obtidos nos diferentes tempos de aliquotagem (em minutos). Ao sobrepor estes
cromatogramas (Figura 42-B), pode-se observar um mesmo perfil para a amostra em
todos os tempos analisados. De acordo com o tempo de retenção dos padrões
utilizados, foi possível identificar um pico maior indicando a presença de arabinose e
um pico menor, indicando a presença de manose, galactose e/ou xilose. Estes picos
não puderam ser resolvidos por uma incapacidade da coluna utilizada, indicando,
portanto, a presença de um ou mais destes monossacarídeos. Foi ainda detectada a
presença de outros picos menores, indicando a presença de ácido galacturônico,
glucose e ramnose. Ampliando as regiões que precedem e sucedem os picos referentes
aos monossacarídeos foi também possível observar outros picos que poderiam estar
relacionados com a presença de oligossacarídeos.
Ao analisar os resultados obtidos com o experimento realizado em suco
gástrico pH 1,95 (Figura 43), também foi possível observar a presença de dois picos
maiores indicando a presença de arabinose e manose, galactose e/ou xilose, da mesma
forma em que foi observado no experimento com HCl. Devido ao perfil
cromatográfico do próprio suco gástrico, não foi possível identificar a presença dos
outros monossacarídeos. Os perfis cromatográficos nos diferentes tempos também se
apresentaram iguais, como o encontrado no experimento anterior.
Já o experimento realizado com o suco gástrico em pH 7,76, sem prévia
“alimentação fantasma” (Figura 44), apresentou um perfil cromatográfico bem
distinto dos experimentos anteriores, não havendo hidrólise do polissacarídeo, uma
vez que o perfil cromatográfico coincidiu com o perfil do suco gástrico em todos os
tempos analisados. Desta forma, foi possível demonstrar que o polissacarídeo AG-
E10 sofreu um certo grau de hidrólise ao ser submetido à pHs ácidos, processo não
verificado em pH alcalino, demonstrando que, realmente, a força ácida do HCl é o
fator gerador das alterações químicas sofridas pela molécula, como descrito por
ZHANG e colaboradores (2003). Esses autores observaram que ao diminuir o pH da
107
solução de HCl, ocorreu maior liberação de unidades de arabinose de arabinoxilanas e
de arabinogalactanas de vegetais.
Sabendo que AG-E10 sofreu alterações estruturais após ser submetida ao
tratamento ácido, mimetizando as condições estomacais, os próximos experimentos
foram realizados com o intuito de verificar quais seriam estas alterações através de
análises químicas, como análise do perfil de homogeneidade, composição
monossacarídica e
13
C-RMN. Para tal, 60 mg de AG-E10 foi novamente submetida à
hidrólise ácida com HCl pH 2,00. O polissacarídeo foi então fracionado por meio de
precipitação em etanol, separando os fragmentos de alta (AG-E10P) e baixa massa
molar (AG-E10S) (Figura 45). A amostra AG-E10S rendeu 27 mg (45%), enquanto
AG-E10P rendeu 17 mg (28,3%).
Analisando os perfis de homogeneidade da arabinogalactana nativa e das
frações do polissacarídeo degradado (Figura 46), pode-se observar que houve, de fato,
uma alteração significativa na molécula, em que foram gerados diversos picos na
análise, sugerindo, portanto, que a digestão estomacal, não só é capaz de fazer um
“peeling” na molécula, como também é capaz de fragmentá-la. É interessante
observar que os perfis de eluição tanto do sobrenadante quanto do precipitado
Liofilizações
Precipitação com EtOH
AG-E10
Hidrólise ácida – HCl,
p
H 2
,
00
,
37 °C
,
90 min
AG-E10H
AG-E10P
(precipitado)
AG-E10S
(sobrenadante)
Figura 45 – Fluxograma de hidrólise ácida em
HCl e fracionamento etanólico de AG-E10.
(28,3%) (45%)
108
etanólico apresentaram-se similares, no entanto, o sobrenadante apresentou picos de
maior intensidade em tempos de eluição posteriores, indicando a presença de uma
maior concentração de fragmentos moleculares de menor massa molar. O oposto foi
verificado para o precipitado etanólico, indicando a presença de fragmentos
moleculares de maior massa molar.
Dando continuidade às análises comparativas entre a arabinogalactana nativa e
suas frações de degradação, foram analisadas as composições monossacarídicas destas
amostras (Tabela 10) e pôde-se observar que o sobrenadante etanólico (AG-E10S)
apresentou 3,5 vezes mais arabinose que o precipitado (AG-E10P), enquanto AG-
E10P apresentou 2 vezes mais manose e 2,4 vezes mais glucose que AG-E10S. Estes
dados demonstram que grande parte da arabinose, por ser terminal não-redutor, é
extraída da molécula como unidades monossacarídicas ou como oligossacarídeos. Já a
manose e a glucose são mais internas à molécula e são extraídas em fragmentos
moleculares de maior massa molar. Ainda foram observados altos percentuais de
galactose em ambas as amostras degradadas, indicando fragmentações na cadeia
principal, já que a maior parte da galactose encontra-se na cadeia principal (2,3,6-
Tempo (min)
RI (volts)
AG-E10
AGE10P
AGE10S
Figura 46 – Perfis de eluição da arabinogalactana nativa e degradada
analisadas em HPSEC. Solvente: NaNO
2
, 1,0 mg.mL
-1
.
109
Me
3
-Gal, 36%; ver Tabela 04, p.71). Apesar de não ter sido dosada a quantidade de
ácido urônico na amostra, foi possível detectar a presença deste na análise por HPLC
(Figura 42).
Tabela 10 - Composição monossacarídica da arabinogalactana
nativa e frações degradadas.
Amostra
Composição Monossacarídica (mol%)
a
Rha Ara Xyl Man Gal Glc AU
b
AG-E10 8 35 9 4 21 8 15
AG-E10S
7 28 8 9 36 12 nd
c
AG-E10P 9 8 3 18 33 29 nd
c
a
analisados em GC-MS, na forma de alditóis acetato, coluna OV-225,
temperatura 40-220°C.
b
ácidos urônicos.
c
não determinado.
O espectro de
13
C-RMN de AG-E10S (Figura 47-B) confirma a presença do
aumento de unidades redutoras presentes na amostra, pois houve um aumento
significativo de sinais na região entre δ 96 e 92, sinais que ao serem comparados com
oligossacarídeos caracterizados por DELGOBO e colaboradores (1998) podem
indicar a presença de C-1 de α- e β-Galp, respectivamente. A região anomérica ainda
contém assinalamentos referentes às unidades de β-Galp (δ 103,2), α-Glcp ou β-
GalpA (δ 101,3), α-Rhap (δ~ 99) e α-GalpA (δ~ 98) (DELGOBO et al., 1998).Ao
comparar AG-E10S com o espectro da arabinogalactana nativa (A), pode-se observar
um maior grau de complexidade no espectro, não só na região anomérica, como
também para os outros carbonos. Assim como na amostra nativa, foi também
observado um sinal intenso em δ 16,4 caracterizando os grupamentos –CH
3
das
unidades de α-Rhap. Um sinal de baixa resolução na região ~ δ 175 também foi
observado, indicando a presença de grupamentos –COOH do ácido galacturônico.
110
Este é mais um dado que indica o processo digestivo como sendo capaz de fragmentar
a molécula, já que o ácido galacturônico está ligado às unidades de ramnopiranose,
componente péctico da arabinogalactana.
110
100 90
80 70 60
109.5
108.2
107.1
103.7
102.0
102.8
99.6
99.4
98.7
98.0
96.6
84.4
82.7
81.7
81.4
79.7
78.4
71.9
69.4
68.7
68.4
66.4
63.4
63.1
61.7
61.3
61.0
170180
17.3
17.0
103,2
101,3
99,9
98,8
97,5
96,8
93,8
96,4
92,3
85,8
82,3
85,2
81,3
77,4
76,3
74,9
69,2
71,8
72,5
68,5
67,4
66,0
64,9
60,7
62,5
16,4
(A)
(B)
Figura 47 – Espectros de
13
C-RMN de (A) AG-E10 e (B) AG-E10S.
Experimento realizado em D
2
O, 50°C. Valores expressos em δ (ppm).
111
A análise espectroscópica do precipitado etanólico (AG-E10P) não apresentou
resultado satisfatório, pois após o processo de degradação parcial, esta fração passa a
ser parcialmente insolúvel, tanto em água e álcali como em DMSO.
As análises químicas realizadas para a arabinogalactana após degradação
parcial em meio ácido, mimetizando as condições estomacais demonstraram que a
molécula é, de fato, parcialmente degradada. Este dado é de grande interesse para a
literatura da área, pois os trabalhos realizados com digestão de polissacaríeos
afirmam, até a presente data, que a digestão em si só ocorre no intestino delgado, por
meio de fermentação bacteriana (BACH KNUDSEN, 2001; AIRES, 1999; BACH
KNUDSEN, 1993; GLITSO et al., 1998).
Por fim, a pergunta ainda permanece: Esta arabinogalactana, após ser ingerida
nos chás de quebra-pedra e ser parcialmente degradada, apresenta alguma função
biológica? Para responder a esta pergunta, as frações AG-E10S e AG-E10P foram
submetidas às mesmas análises, nas mesmas condições, da arabinogalactana nativa
(AG-E10). O primeiro experimento realizado foi o de viabilidade celular (Figura 48),
para se saber quanto à citotoxicidade das frações. Os resultados apresentados são
referentes a 48 h de incubação, e nenhuma das frações alterou a viabilidade dos
macrófagos peritoneais de camundongos. Este dado difere do polissacarídeo nativo,
pois AG-E10 apresentou redução de viabilidade celular a partir de 50 μg/mL (Figura
37), o que sugere que, de alguma forma, o tamanho, a conformação e/ou a sequência
de monossacarídeos no polissacarídeo são importantes na determinação da toxicidade
em macrófagos.
O experimento envolvendo a produção de NO foi realizado com as frações
entre 25 e 250 μg/mL (Figura 49) e os resultados mostraram que, independente da
concentração, ambas as frações não apresentaram qualquer efeito positivo, dado igual
ao encontrado para a amostra nativa, indicando que este polissacarídeo, bem como
seus fragmentos moleculares não atuam na via de produção de NO.
Já o experimento realizado para verificar a produção de O
2
-
, utilizando as
frações a 25, 50, 100 e 250 μg/mL (Figura 50) mostrou dados de ativação desta via. A
arabinogalactana nativa apresentou uma ativação de 3 vezes, enquanto a fração
112
AG-E10S apresentou uma ativação de 0,9 vezes com 100 μg/mL e 2 vezes com a
dose máxima utilizada, mostrando um efeito dose-dependente, no entanto, menor do
que aquele observado para o polissacarídeo nativo. A amostra AG-E10P apresentou
um efeito ativador de 2 vezes com 100 μg/mL e 2,3 vezes com a dose máxima
utilizada. Este efeito também foi dose-dependente e, apesar de menor em relação ao
polímero nativo, o precipitado etanólico apresentou uma maior atividade em relação
ao sobrenadante. Este dado indica que, de alguma maneira, existe uma relação entre a
estrutura da arabinogalactana e a resposta biológica observada, em que o tamanho dos
fragmentos moleculares, bem como a conformação que estes assumem em solução
e/ou a seqüência dos monossacarídeos nestes fragmentos devem estar diretamente
relacionados com a atividade relatada.
Figura 48 - Efeitos de AG-E10S e AG-E10P na viabilidade de macrófagos.
Macrófagos aderidos foram incubados em diferentes concentrações de AG-E10S
e AG-E10P. O meio foi removido e o MTT adicionado, seguido de incubação de
3 h. O excesso de MTT foi removido e os cristais de formazan, dissolvidos em
DMSO. A leitura da absorbância foi em 550 nm. Os valores representam a média
(± DP) de três experimentos independentes, cada um em triplicata. * Diferença
significativa para o controle; p < 0,05. Controle (100%) corresponde ao meio na
ausência de carboidratos.
0
20
40
60
80
10
12
Controle
N
egativo
25 50
10 25
AG-E10 S/P (µg/mL)
Viabilidade Celular (%)
AG-E10P
AG-E10S
113
Figura 49 – Efeitos de AG-E10S e AG-E10P na produção de óxido
nítrico por macrófagos.
Macrófagos aderentes foram incubados por 48 h na ausência (controle
negativo) e presença de AG-E10S e AG-E10P. LPS (50 µg/mL) e IFN-γ
(26 U/mL) foram usados como controles positivos. O acúmulo de NO foi
medido no sobrenadante, usando a reação de Griess e calculado como
nmol nitrito/mg proteína celular. As amostras foram incubadas na
ausência e presença de IFN-γ (26 U/mL). Os valores representam a média
(± DP) de quatro experimentos independentes, cada
um em triplicata.
* Significativamente diferente do controle negativo; p < 0,05. **
Controle positivo da via. Significativamente diferente dos
resultados
obtidos para as amostras; p < 0,05.
0
1000
2000
3000
4000
5000
M
e
i
o
L
P
S
2
5
5
0
1
0
0
2
5
0
AG-E10 (µg/mL)
Nitrito
(µmol/ mg de Proteína
A
A
**
AG-E10P
AG-E10S
**
*
*
*
*
Controle
N
egativo
114
Figura 50 – Efeitos de AG-E10S e AG-E10P na produção de ânion superóxido por
macrófagos.
Macrófagos aderentes foram incubados com HBSS contendo ferricitocromo c (80 μM) e
diferentes concentrações de AG-E10S e AG-E10P. PMA (1 μg/mL) foi usado como
controle positivo. Após 2 h, o sobrenadante foi removido e a absorbância medida em
550 nm. Os resultados são expressos em nmol de ânion superóxido/mg de proteína
celular. Os valores representam a média (± DP) de três experimentos independentes,
cada um em triplicata. * Significativamente diferente dos experimentos realizados na
ausência de AG-E10S e AG-E10P (controle negativo); p < 0,05.
0
100
200
300
400
500
Meio PMA 25 50 100 250
AG-E10 (µg/mL)
Ânion superóxido
(µmol/mg de proteína
AGPO
L
AGPO
L
*
*
*
*
AG-E10P
AG-E10S
Controle
N
egativo
115
6 CONSIDERAÇÕES GERAIS
O uso de plantas medicinais como forma de tratamento de diversas patologias é
uma crescente mundial e, com este aumento do uso da fitoterapia, surgiu também a
necessidade de se investigar os componentes químicos e os papéis biológicos que
estes poderiam estar desempenhando no organismo do homem.
Hoje, a literatura científica traz mais de uma centena de trabalhos publicados
em periódicos internacionais de qualidade reconhecida sobre os componentes
presentes em espécies do gênero Phyllanthus e suas propriedades biológicas. Até a
realização deste trabalho, nenhum relato havia sido publicado sobre carboidratos de
Phyllanthus sp.
Sabendo da diversidade molecular que compõem os extratos vegetais
consumidos pela população que faz uso de plantas medicinais, este estudo pôde
contribuir de forma significativa trazendo à tona uma classe de biomoléculas que,
além de representar uma fonte de obtenção de energia, apresenta também papéis
biológicos já consagrados na literatura mundial. Os carboidratos, mais
especificamente, os polissacarídeos, foram objeto de estudo sob diferentes aspectos:
químico, biológico e fisiológico.
A abordagem química apresentou a caracterização estrutural de algumas destas
macromoléculas que compõem a parede celular da planta. Já a abordagem biológica
demonstrou as respostas de ativação de macrófagos peritoneais de camundongos
frente ao uso de um polissacarídeo encontrado nos chás de quebra-pedra. Por fim, a
abordagem fisiológica apresentou características químicas e biológicas das sub-
frações deste polissacarídeo resultante de uma hidrólise ácida, mimetizando condições
gástricas. Assim, da mesma maneira que alguns questionamentos iniciais (como, por
exemplo: 1- quais carboidratos estariam presentes nos chás da planta, 2- os
polissacarídeos são extraídos mesmo sendo branda a força de extração usada nos
infusos e decoctos, 3- existe alguma atividade biológica que pode ser atribuída aos
carboidratos deste vegetal, 4- como se comportam estas moléculas ao serem injeridas
via oral, etc.) puderam ser respondidos acerca de carboidratos de quebra-pedra, uma
116
série de outras perguntam permanecem, esperando que esta ciência continue sendo
investigada com o objetivo final de atender as necessidades de conhecimento e uso
racional de plantas medicinais e produtos fitoterápicos.
117
7 CONCLUSÕES
- Os chás de P. niruri nas formas de infusão e decocção, assim como o extrato aquoso
obtido após extração exaustiva apresentaram como componente solúvel uma
arabinogalactana ácida do tipo I, de estrutura complexa;
- O extrato alcalino à quente de P. niruri, obtido com KOH 2%, apresentou como
componente solúvel uma heteroxilana ácida, também de estrutura complexa;
- Os extratos aquosos hidrossolúveis dos órgãos vegetais, estudados em separado
(folhas, caules e raízes), apresentaram polissacarídeos da classe das arabinogalactanas;
- Os extratos alcalinos à quente hidrossol
118
- A mesma arabinogalactana ácida do tipo I foi parcialmente degradada ao ser
submetida à hidrólises ácidas mimetizando condições gástricas, gerando
monossacarídeos e oligossacarídeos de diferentes massas molares e de diferentes
composições monossacarídicas e perfis cromatográficos e espectroscópicos;
- As frações de alta (AG-E10P) e baixa massa molar (AG-E10S) desta
arabinogalactana foram testadas em macrófagos peritoneais de camundongos, nas
mesmas condições de teste da amostra nativa e, ambas as frações não apresentaram
alteração na viabilidade de macrófagos no tempo de incubação de 48 h;
- AG-E10P e AG-E10S ativaram a produção de O
2
-
, ambas de maneira dose-
dependente. AG-E10P apresentou maior atividade (2,3 vezes) quando comparada à
AG-E10S (2 vezes) na concentração de 250 μg.mL
-1
. Ambas frações promoveram
menor atividade em relação à amostra nativa, indicando que, de maneira ainda
obscura, existe uma relação estrutura/atividade a ser explorada no futuro. Imagina-se
que o tamanho, a conformação e/ou a seqüência monossacarídica destas moléculas
possam estar envolvidas.
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