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REGINA CELY BENÍCIO DA SILVA
CARACTERIZAÇÃO GENÉTICA DE POPULAÇÕES OVINAS NATIVAS DO
ESTADO DA PARAÍBA
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
Graduação em Zootecnia da Universidade
Federal Rural de Pernambuco, como parte dos
requisitos para obtenção do Título de Mestre em
Zootecnia, Área de Concentração: Produção
Animal.
Orientadora: Profª. Dra. Maria Norma Ribeiro
Co-orientadores: Dra. Maria Aparecida Cassiano Lara – Pesquisadora do Instituto de Zootecnia
– Nova Odessa – São Paulo
Prof. Dr. Manoel Adrião Gomes Filho
Prof.ª Dra. Lúcia Helena de Albuquerque Brasil
UFRPE - RECIFE
FEVEREIRO/2007
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Ficha catalográfica
Setor de Processos Técnicos da Biblioteca Central – UFRPE
Silva, Regina Cely Benício da.
Caracterização genética de populações ovinas nativas do nordeste
brasileiro. Estudo de polimorfismos protéicos e microssatélites. / Regina
Cely Benício da Silva. – 2007.
92 f.: il., tabs.
Orientador: Maria Norma Ribeiro
Dissertação (Mestrado em Zootecnia) – Universidade Federal Rural
de Pernambuco. Departamento de Zootecnia.
Inclui bibliografia em anexo.
CDD 636.39
1. Produção Animal
2. Raças: Morada Nova, Cariri e Dorper
3. Grupos Genéticos: Cara Curta e Barriga Negra
4. Conservação
5. Caracterização genética
6. Polimorfismo protéico
7. Microssatélites
8. Focalização isoelétrica
9. Eletroforese convencional
10. Paraíba PB
I. Ribeiro, Maria Norma
II. Título
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BIOGRAFIA
Regina Cely Benício da Silva nasceu em 29 de maio de 1978, em Palmares – PE. Em
agosto de 1998, iniciou o curso de Zootecnia na Universidade Federal Rural de Pernambuco –
UFRPE, concluindo-o em novembro de 2003. Durante a graduação foi bolsista do Programa de
Iniciação Científica – CNPq. Em março de 2005, foi selecionada para realizar o curso de
Mestrado do Programa de Pós-Graduação em Zootecnia, área de concentração em Produção de
Ruminantes, da UFRPE e, concluído em fevereiro de 2007.
A Deus por tudo o que Ele fez e faz na minha vida.
A minha mãe Socorro, por seu amor, sua dedicação e apoio em todos os momentos da
minha vida, a pessoa que mais contribuiu para a minha formação.
A minha irmã Marystella, minha sobrinha Larissa e todos os meus familiares e
amigos pelo apoio e incentivo sempre.
Ao meu namorado, Rinaldo, pela compreensão, paciência, incentivo e por estar tão
presente em minha vida.
Dedico.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pois sem Ele não somos nada. Agradeço pela saúde, pela fé e pela força para
vencer mais uma etapa da minha caminhada.
Ao Programa de Pós-Graduação em Zootecnia, da Universidade Federal Rural de
Pernambuco, pela oportunidade de realização deste Curso e por todo o aprendizado adquirido
durante a graduação e o mestrado; A CAPES pelo apoio financeiro.
Ao criador Manoel Dantas Vilar (Dr. Manelito) e a Empresa Estadual de Pesquisa
Agropecuária da Paraíba S/A (EMEPA), pela contribuição no desenvolvimento da pesquisa.
A Carla pela receptividade nas fazendas e pela ajuda durante a coleta do material.
À professora Maria Norma Ribeiro, pela amizade, apoio e orientação para a realização
deste trabalho.
Ao professor Manoel Adrião Gomes Filho, por sua amizade e empenho no
desenvolvimento do trabalho.
Ao Instituto de Zootecnia de Nova Odessa-SP, pelo apoio e por permitir parte do
desenvolvimento da pesquisa. Especialmente a pesquisadora Maria Aparecida Cassiano Lara,
pela amizade, paciência, cuidados, orientação e empenho no desenvolvimento do trabalho e aos
funcionários Aides e Sílvia.
As minhas amigas Marli e Cida, por me apoiarem nos momentos difíceis.
Aos funcionários do Departamento de Zootecnia Nicácio e Cristina.
À professora Lúcia Helena de Albuquerque Brasil, pelo incentivo. A todos os
professores do Departamento de Zootecnia.
A Jânio e Danúsio por me ajudarem com o transporte na coleta do material.
A Núbia pela ajuda na coleta de sangue e no laboratório.
A todos os amigos do Laboratório de Fisiologia Animal Molecular Aplicada (FAMA)
da UFRPE, que me ajudaram em parte do desenvolvimento deste trabalho.
A todos os amigos de Areia – PB, pela amizade, pelos momentos de descontração que
foram únicos, adoro vocês. Aos amigos Júlio César e Laura pelo companheirismo sempre.
A minha mãe, a pessoa que mais admiro no mundo, por todo o incentivo e dedicação,
sempre com um conselho ou com palavras animadoras.
Aos meus familiares pela força que me deram em todos os momentos da minha vida e
ao meu namorado pela força, incentivo e dedicação.
A todos os meus colegas da Pós-graduação, a todos os professores e todos aqueles que
de alguma forma contribuíram para que eu concluísse esta etapa de minha vida.
“Com o passar dos anos, aprendemos que um sorriso
representa muito mais que mil palavras; que os
verdadeiros amigos são aqueles que se fazem presentes
nos momentos em que mais precisamos; que a vida,
muitas vezes, nos apresenta caminhos íngremes e
subversos, porém a vista ao chegar ao topo é
maravilhosa; que muitas vezes os caminhos mais
fáceis não são os que obteremos mais sucessos e que a
glória da conquista é sentida por poucos, pois são esses
poucos que sabem lidar com as dificuldades
encontradas durante o percurso.”
Autor desconhecido
SUMÁRIO
Resumo 13
Abstract 14
1. INTRODUÇÃO 15
2. REVISÃO DE LITERATURA 17
2.1. Classificação dos ovinos 17
2.2. Domesticação e evolução dos ovinos 17
2.3. Origem dos ovinos no Brasil 17
2.4. Descrição dos grupos estudados 18
2.4.1. Barriga Negra 18
2.4.2. Cara Curta (Cabugi) 19
2.4.3. Cariri 21
2.4.4. Morada Nova (Jaguaribe) 21
2.4.5. Dorper 22
2.5. Marcadores Moleculares e Genéticos 23
2.6. Polimorfismos Protéicos 25
2.6.1. Albumina (Alb) 26
2.6.2. Transferrina (Tf) 27
2.6.3. Enzima Málica (EM) 28
2.6.4. Peptidase–B (Pep-B) 28
2.6.5. Fosfogliconato desidrogenase (PGD) 29
2.6.6. Diaforase (DIA) 29
2.6.7. Hemoglobina (Hb) 30
2.7. Microssatélites 32
2.7.1. Microssatélite OarCP 20 33
2.7.2. Microssatélite UWCA 46 33
2.7.3. Microssatélite BM1824 33
3. MATERIAL E MÉTODOS 35
3.1. Coleta das amostras 35
3.2. Conservação das amostras 35
3.3. Extração de DNA 36
3.4. Proteínas 37
3.4.1. Tratamento das amostras 37
3.4.2. Métodos de Separação 38
3.4.2.1. Focalização isoelétrica 38
3.4.2.1.1. Albumina (Alb) 39
3.4.2.1.2. Transferrina (Tf) 40
3.4.2.2. Eletroforese 41
4.1.4. Peptidase-B (Pep-B) 62
4.1.5. Fosfogliconato Desidrogenase (PGD) 62
4.1.6. Diaforase-I (DIA-I) e Diaforase-II (DIA-II) 64
4.1.7. Hemoglobina (Hb) 66
4.2. Análises de microssatélites 68
4.2.1. OarCP20 68
4.2.2. UWCA46 69
4.2.3. BM1824 71
4.3. Equilíbrio de Hardy-Weinberg 72
4.4. Índice de Diversidade 75
4.5. Análise da diversidade em populações subdivididas 81
4.6. Estimativa da distância genética 83
4.7. Análise de Grupamento (Clusters) 84
5. CONCLUSÕES 86
6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 87
SILVA, R.C. B.
Resumo
Um total de 290 ovinos das raças Morada Nova (MN), Cariri (Ca) e Dorper (D) e
dos grupos genéticos Cara Curta (CC) e Barriga Negra (BN), do estado da Paraíba, foi
investigado visando quantificar a variabilidade genética inter e intra-populacional, através
de polimorfismos de proteínas e microssatélites. As amostras sanguíneas foram coletadas ao
acaso e o plasma usado nas análises de focalização isoelétrica da albumina (Alb) e
transferrina (Tf); os eritrócitos, para análises da enzima málica (EM), peptidase-B (Pep-B),
fosfogliconato desidrogenase (PGD), diaforase I e II (Dia-I e Dia-II) e hemoglobina (Hb)
por eletroforese convencional e, os leucócitos foram usados nas análises de DNA. Os
resultados obtidos revelaram que 73% dos locos investigados foram polimórficos. Os locos
da albumina (Alb), peptidase-B (Pep-B) e diaforase-II (DIA-II) foram monomórficos. O
conjunto de marcadores investigados neste trabalho foi eficiente e pode ser considerado
muito informativo para a identificação e investigação de paternidade nos estudos de grupos
genéticos. Com base nos valores de G
ST
, os locos EM, Tf, DIA-I e Hb, foram os que mais
contribuíram nas estimativas de diferenciação entre as cinco populações. Tais resultados
mostram que apesar de existir técnicas mais avançadas, os polimorfismos de proteínas
continuam apresentando informações úteis nos estudos de caracterização genética. O
dendrograma construído a partir das distâncias genéticas com base nos cinco locos de
proteínas e três microssatélites estruturou as cinco populações, apresentando dois clusters
principais: um agrupando as quatro raças nativas e, o outro, a raça exótica. Dentre as raças
nativas, Morada Nova e Cara Curta foram as que apresentaram as maiores similaridades. Os
animais Barriga Negra e Cariri apesar de compartilharem o mesmo cluster encontram-se
distantes entre si e das demais populações nativas e da raça Dorper, sugerindo pertencer a
grupos distintos.
13
SILVA, R.C. B.
Abstract
A total of 290 sheep of breed Morada Nova (MN), Cariri (Ca),Dorper (D) and Cara
Curta (CC) and Barriga Negra (BN) genetic groups of Paraíba State it was investigated to
quantify the genetic variability inter and intra-population through protein polymorphisms and
microsatelite. The blood samples were collected and the plasm used in the analyses of
isoelectric focusing of the albumin (Alb) and transferrin (Tf); the eritrocites to analyse malic
enzyme (EM), peptidase-B (Pep-B), fosfogliconato desidrogenase (PGD), diaforase I and II
(DIA-I and DIA-II) and hemoglobin (Hb) by conventional eletroforese and the leucocites were
used in DNAanalyses. The results showed that 73% of the investigated locos were polimorphic.
The albumin (Alb), Peptidase-B (Pep-B) and diaforase-II (DIA-II) loci was monomorphic. The
markers investigated in this work was efficient and could be considered very informative for the
identification and investigation of paternity of the studied genetic groups. Based on
G
ST
values ,
the EM, Tf, DIA-I and Hb locos had the most contribution in differentiation among the five
populations. In despit of many more advanced techniques, the proteins polymorphisms presentes
useful information in genetic characterization studies. The dendrogram built starting from the
genetic distances with base in the five loci of proteins and three microsatellities structured the
five populations, presenting two main clusters: one containing the four native breed and another
with the exotic breed. Morada Nova and Cara Curta breed presented the largest genetic
similarity. The Barriga Negra and Cariri group in spite of they share the same cluster they meet
distant to each others native groups and Dorper breed, suggesting belong to different groups.
14
SILVA, R.C. B.
1. INTRODUÇÃO
A evolução das raças ovinas tem sido moldada pelo homem ao longo de várias
gerações. As rotas migratórias das populações humanas teriam inicialmente promovido a
expansão do ovino doméstico e o seu estabelecimento nas mais diversas regiões. Muitas
raças evoluíram, tendo-se adaptado ao clima, às doenças e condições nutricionais locais
existentes.
A variação genética é uma condição fundamental para que haja evolução adaptativa,
uma vez que a seleção natural atua entre as variantes que ocorrem dentro das populações em
função da adaptação ao ambiente, convergindo esta variação entre populações e, finalmente,
para a variação entre espécies. Desta forma, a análise genética de populações nativas tem
sido muito importante, pois revela a quantidade de variabilidade genética potencial de uma
população.
É perceptível a importância econômica e social da produção de ovinos nas diversas
regiões semi-áridas do mundo (DEVENDRA, 1998), não sendo diferente no Nordeste
brasileiro onde as condições edafo-climáticas dificultam a exploração agrícola. No Brasil a
ovinocultura tem despertado amplo interesse dos criadores, evidenciado pelo aumento no
efetivo dos rebanhos e pelo número de propriedades envolvidas, em decorrência da elevada
demanda de carne e peles ovinas (MEDEIROS, 2006).
A variabilidade entre as raças pode ser mantida por isolamento geográfico o qual, em
populações razoavelmente numerosas não afeta a variação individual dentro da população
(CARVALHO, 2000). Por outro lado, a redução do número de elementos da população
conduz, por efeito de deriva genética e aumento de endogamia, a uma redução desta
variação que, no limite, leva à uniformidade genética por fixação aleatória de vários alelos.
Assim, preservar a variabilidade genética de todo e qualquer genótipo é fundamental
para a conservação e seu potencial uso no futuro. As raças locais têm capacidade de
sobreviverem e de reproduzirem em condições difíceis e possuem grande aptidão para
15
SILVA, R.C. B.
aumentar a produção, sem perder adaptações locais mediante a realização de apropriados
programas de seleção (HALL e BRADLEY, 1995). Ao contrário, raças altamente
SILVA, R.C. B.
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Classificação dos ovinos
Os ovinos pertencem ao Sub Reino Vertebrata, Classe Mammalia, Ordem Ungulata,
Sub Ordem Artiodactyila, Grupo Ruminantia, Família Bovidae, Sub Família Ovinae,
Gênero Ovis e Espécie Aries (PÍFFERO, 2007).
De acordo com PÍFFERO (2007), a espécie Ovis aries originou-se nas zonas mais
elevadas do centro da Ásia, irradiando-se para o sul da Europa e norte da América.
2.2. Domesticação e evolução dos ovinos
Segundo PÍFFERO (2007), o temperamento sociável dos carneiros, associado à sua
indiscutível utilidade econômica, fez da domesticação da espécie uma das mais antigas da
história da civilização, acreditando-se que tenha ocorrido a mais de 4.000 anos a.C., na Ásia
Central. Ao longo do tempo, ocorreram adaptações ao clima, solo, disponibilidade de água,
alimento e utilização econômica, de tal forma que hoje se estima mais de 1.400 raças de
ovinos em todo o mundo.
Estas raças estão classificadas de acordo com as funções econômicas que
desempenham, constituindo o segundo maior rebanho do mundo. A seleção para lã foi
obtida durante o processo de domesticação: os ovinos primitivos apresentavam pelagem
formada por dois tipos de fibras, uma de pêlos longos, grossos e ásperos e outra com pêlos
finos, curtos e crespos. Com a evidencia da utilidade da lã sobre o pêlo, foi sendo realizada
progressivamente à seleção para sua obtenção.
2.3. Origem dos ovinos no Brasil
A formação das raças e tipos nativos no país se deu a partir de raças trazidas pelos
colonizadores portugueses, franceses e holandeses por volta de 1535 (PORTER, 1996).
17
SILVA, R.C. B.
Esses animais se distribuíram por todo território brasileiro adaptando-se às condições
ambientais e culturais da região (MARIANTE et al., 2000). Segundo MIRANDA DO
VALE (1949), citado por OLIVEIRA (2004), as principais entradas de animais domésticos
ocorreram em três pólos de colonização: São Vicente, em 1534; Recife, em 1535 e
Salvador, em 1550. Desta forma, a pecuária se espalhou pelo interior, agreste e sertão do
Brasil, exceto o litoral, que já era ocupado pela monocultura da cana de açúcar, atividade
mais lucrativa. A criação de gado necessitava de muito espaço, além de que o gado causava
estragos aos canaviais (MARCÍLIO, 1986).
A introdução de ovinos pode ser considerada elemento importante e essencial ao
desenvolvimento rural naquela época. Além do importante papel no desenvolvimento de
algumas cidades localizadas no semi-árido, através do comércio de pele trazido por Delmiro
Golveia, que estabeleceu várias agências de compras em diferentes municípios,
contribuindo para o incremento de atividade comercial em algumas cidades (MENEZES,
1969).
Dentre as raças ovinas, o presente trabalho investigou quatro nativas e uma exótica,
as quais são descritas de maneira breve com o objetivo de mostrar um pouco de sua história,
características raciais e aptidões.
2.4. Descrição dos grupos estudados
2.4.1. Barriga Negra
De acordo com SANTOS (2003) no período colonial, os holandeses depois de
derrotados em Pernambuco abandonaram o Brasil em 1652 levando tudo que era possível
carregar em seus navios (cana, madeira, armas, bovinos e ovinos deslanados) em destino à
sua nova possessão que seria a Ilha de Barbados.
18
SILVA, R.C. B.
A partir dessa época começaram a surgir no semi-árido nordestino, ovinos que
apresentavam barriga negra, embora jamais tenha sido documentado com esse nome.
No entanto, ovinos apresentando a barriga negra ainda continuam surgindo
espontaneamente, por segregação, ovinos deslanados como Morada Nova, Santa Inês e até
entre ovinos ancestrais como a raça Zebu. Apesar do nome Barriga Negra não ter sido
registrado no passado, alguns exemplares com a mesma característica, denominados
Blackbelly foram introduzidos no Brasil, pela Embrapa UEPAE de Roraima trazidos da
Venezuela e Guianas, que mantém esse rebanho até então.
O rebanho estimado em mestiçagem é de 70.000 cabeças. Calcula-se que existam
cerca de 20.000 cabeças classificadas como pura de origem (PO), as quais se encontram
aptas para receberem Certificado de Fundação. Depois de reunidos 2.000 animais com
Certificado de Fundação, poderão ser homologados num livro de Registro Genealógico,
com alguns dados de desempenho funcional. A situação atual do rebanho é de expansão.
.
Figura 1. Animal do grupo genético Barriga Negra
2.4.2. Cara Curta (Cabugi)
A presença do Cabugi na região data de 1920. De acordo com SANTOS (2003), um
criador da região de Zabelé, na fronteira entre Pernambuco e Paraíba, lembrava que o
Cabugi era o primeiro a engordar e o último a emagrecer, ou seja, o cara-curta era o
casamento perfeito entre ganho de peso e rusticidade.
19
SILVA, R.C. B.
Ocorrem com maior freqüência no Estado da Paraíba, nos municípios de Cabaceiras
e São Sebastião de Umbuzeiro; no sertão do Cabugi e, na região de Pedro II, no Estado do
Piauí.
Manoel Dantas Vilar Filho, criador, encontrou os ovinos Cara-Curtas, efetivamente,
em 1993, na Exposição de Natal (RN). Posteriormente, em 1997, durante o “Grito da Seca”,
evento realizado em Lajes (RN) havia dois currais lotados para venda. Em 1999 a Fazenda
Carnaúba começou a criar sistematicamente, o Cara-Curta, dando-lhe o nome de Cabugi.
O rebanho estimado em mestiçagem é de 3.000 cabeças. Calcula-
se que existam cerca de 1.000 cabeças classificadas como pura de origem (PO), as quais se
encontram aptas para receberem o Certificado de Fundação. Depois de reunidos 1.000
animais com Certificado de Fundação, essa raça poderá ser homologada em livro de
Registro Genealógico, com alguns dados de desempenho funcional. A situação atual do
rebanho é de expansão.
Figura 2. Animal do grupo genético Cara Curta
2.4.3. Cariri
De acordo com SANTOS (2003), uma fêmea amarelada pariu dois borregos gêmeos
com pelagem inédita, assemelhando-se ao padrão da cabra Caimbé, ou seja, com corpo
negro, barriga branca e listras brancas na cara. O pai era um Barriga Negra proveniente da
20
SILVA, R.C. B.
Fazenda Caraça, em Taperoá (PB). Nascia assim a raça Cariri que nada mais é que uma
segregação do Barriga Negra.
Posteriormente, na Expo Taperoá, de 1983, animais foram postos à venda ao criador
Hortêncio Ribeiro (PE) e os acasalou com animais Morada Nova e Santa Inês, nascendo daí
muitos animais Cariri, também na Paraíba.
Existem, portanto, dois grupamentos originais: o da Fazenda Carnaúba, produzido
com animais segregados da raça Barriga Negra e o do criador Hortêncio Ribeiro, produzido
a partir do Morada Nova e Santa Inês (acasalados com dois borregos Cariri).
O rebanho estimado em mestiçagem é de 10.000 cabeças. Calcula-se que existam
cerca de 3.000 cabeças classificadas como sendo pura de origem (PO), as quais se
encontram aptas para receberem um Certificado de Fundação. Depois de reunidos 2.000
animais com Certificado de Fundação, a raça poderá ser homologada em livro de Registro
Genealógico, com alguns dados de desempenho funcional. A situação atual do rebanho é de
expansão.
Figura 3. Animal da raça Cariri
2.4.4. Morada Nova (Jaguaribe)
De acordo com SANTOS (2003) o grupamento da raça Jaguaribe está diretamente
relacionado com as raízes africanas e também portuguesas. A raça Morada Nova foi
21
SILVA, R.C. B.
descoberta pelo zootecnista Octávio Domingues, sendo considerada de pelagem vermelha,
mocha em ambos os sexos, sem possibilidade de chifres, barba ou crina.
SANTOS (2003) cita que Octávio Domingues encontrou ovinos deslanados na
cidade de Morada Nova. Posteriormente tentou descobrir a origem dos animais que
povoaram o Vale do Jaguaribe (Ceará), onde está a cidade de Morada Nova, mas não
encontrou. O criador João Roque de Macedo, observou o surgimento dessas ovelhas na
Fazenda Favela de Pedro Carneiro, no município de Limoeiro do Norte (CE), por volta de
1902 e 1903.
O rebanho estimado em mestiçagem é de 3.000 cabeças. Calcula-se que existam
cerca de 500.000 cabeças classificadas como pura de origem (PO), as quais se encontram
aptas para receberem o Certificado de Fundação. Depois de reunidos 30.000 animais com o
referido certificado, a raça poderá ser homologada, destacando dados de desempenho
funcional. A situação atual do rebanho é de expansão.
Figura 4. Animal da raça Morada Nova
2.4.5. DORPER
De acordo com SANTOS (2003) a raça foi desenvolvida na década de 1930, visando
a produção de carne com qualidade. Um dos melhores cruzamentos da raça exótica com
ovelha adaptada foi entre o Dorset Horn e o Black Head Persian (cabeça negra da Pérsia). O
22
SILVA, R.C. B.
produto recebeu o nome de Dorper. Em 1946, a raça já estava pronta e ocupava um bom
lugar na história e no mercado sul-africano.
O Dorper é considerado o segundo maior rebanho da África do Sul, com mais de 10
milhões de cabeças, representando mais de 30% do total de ovinos do país.
No Brasil, em 1995, o criador Mário Abreu da fazenda Columijuba localizada no
Ceará, importou animais das raças Dorper e Black Head Persian do Canadá, e Sibe
Greidanus, localizada no Paraná, importou animais Dorper da Holanda. No ano de 2000,
para introduzir o Dorper no Brasil, a EMEPA-PB através da RAMSEN, uma central de
transferência de embrião, introduziu cerca de 300 embriões de Dorper.
Figura 5. Animal da raça Dorper
2.5. Marcadores Moleculares e Genéticos
De acordo com FERREIRA e GATTAPAGLIA (1996), marcador molecular é todo e
qualquer fenótipo molecular oriundo de um gene expresso, como no caso das isoenzimas e
proteínas, ou um segmento específico de DNA, correspondente à regiões expressas ou não
do genoma.
Nem todo marcador molecular pode ser considerado marcador genético, uma vez
que é uma característica de herança Mendeliana, ou seja, transmitida entre as gerações.
Portanto, é importante enfatizar que o simples fato do marcador ser DNA, ou produto da
23
SILVA, R.C. B.
transcrição e tradução de uma seqüência de DNA, não implica em que se constitua em um
marcador “genético”, como freqüentemente se supõe. Em geral, o princípio básico
envolvido na obtenção e detecção de cada classe de marcador bioquímico ou DNA, consiste
no emprego de análises de eletroforese.
Vários são os tipos de marcadores que podem ser utilizados para a quantificação da
diversidade, tais como, os marcadores morfológicos, fisiológicos, bioquímicos ou
moleculares.
As análises de marcadores genéticos, tais como grupos sangüíneos e polimorfismos
bioquímicos, permitem a caracterização da variabilidade intra e inter populacional, sendo
ferramentas úteis nos estudos da caracterização e de relações genéticas entre raças (LIPPI e
MORTARI, 2003).
A eletroforese de proteínas remonta à década de 60 e, até a bem poucos anos, era a
técnica de análise genética mais utilizada. As metodologias de análise de DNA,
desenvolvidas essencialmente nos últimos 15 anos, têm tido uma adesão e interesse
crescentes. Contudo, apesar de serem os marcadores mais utilizados, não suplantaram
definitivamente os métodos envolvendo proteínas. A rapidez no processamento das
amostras, a economia de custos, a facilidade de execução das técnicas e, principalmente, a
existência de base de dados significativa que permite estabelecer análises comparativas, são
alguns dos aspectos que levaram à continuação da sua aplicação. Além disso, o
conhecimento das mudanças evolutivas das proteínas tem sido muito importante, uma vez
que são moléculas essenciais na construção de caracteres morfológicos e no desempenho de
funções fisiológicas (NEI, 1987).
Um grande número de proteínas polimórficas têm sido descrito em ovinos, embora
no Brasil seu emprego tenha sido muito restrito a provas de controle de parentesco de
ovinos (LARA et al., 2004). Assim, o presente estudo foi conduzido visando uma melhor
compreensão da estrutura genética das raças ovinas nativas através dos polimorfismos de
24
SILVA, R.C. B.
proteínas e DNA.
2.6. Polimorfismos Protéicos
Seja qual for o tipo de polimorfismo, que é transmitido entre as gerações segundo as
leis básicas de herança de Mendel, trata-se de marcadores genéticos, uma vez que são
caracteres inerentes ao material genético, constantes e permanentes, presentes no indivíduo
durante toda a sua vida e que podem ser detectados mediante provas imunológicas ou
bioquímicas, a partir de líquidos ou estruturas orgânicas do DNA (ZEPEDA, 2000).
Um determinado loco pode ser considerado polimórfico quando apresentar dois ou
mais alelos com freqüências superiores a 1%. O ideal seria aquele em que na amostra
investigada houvesse pelo menos dois indivíduos heterozigotos, significando que no mínimo
2% dos membros da população fossem heterozigotos para um determinado loco (HARRIS,
1980), citado por LARA (1998).
Os polimorfismos de proteínas constituem sistemas promissores para a
caracterização genética uma vez que podem revelar as modificações ocorridas na seqüência
codificadora do DNA, que alteram a estrutura ou carga da molécula, descrito por LARA
(1998).
Em geral, variantes de proteínas apresentam herança monogênica de ação
codominante, sendo possível identificação de indivíduos heterozigotos e inferência sobre os
genótipos dos indivíduos a partir de seus respectivos fenótipos, que são visualizados no gel
de eletroforese (ROCHA, 2005). Deste modo, através da escolha de certo número de
proteínas, é possível estimar o número de alelos em uma população e as freqüências com as
quais eles ocorrem.
A migração diferencial de uma dada proteína, pela técnica da eletroforese, é
dependente da composição dos aminoácidos das cadeias polipeptídicas, que são os produtos
primários especificados por alelos e que compõem as proteínas. Mudanças de bases
25
SILVA, R.C. B.
aminadas no DNA do gene estrutural podem resultar na substituição de um aminoácido e na
formação de um polipeptídio com carga ou configuração diferente. A proteína resultante,
quando submetida à eletroforese, terá uma migração alterada, refletindo, portanto, a
variabilidade no DNA correspondente ao gene estrutural. Embora nem todas as alterações
na molécula de DNA sejam detectadas, tais como as substituições que não alteram a carga,
ou aquelas no interior da molécula que não produzem mudanças em sua conformação, têm-
se verificado que grande parte das alterações pode ser discriminada (LARA, 1998).
2.6.1. Albumina (Alb)
A albumina sérica é a proteína mais abundante no plasma dos mamíferos e apresenta
uma estrutura monomérica, sendo responsável pela regulação osmótica, transporte de ácidos
graxos, naftoquinona, bilirrubina, triptofano e outros componentes, além de servir de fonte
de aminoácidos para tecidos periféricos (CARTER et al., 1989, citado por IGARASHI,
1997).
Nos mamíferos, o polimorfismo da albumina foi descrita em búfalos (SCHNEIDER
et al., 1990), cavalos (STORMONT e SUZUKI, 1963; BOWLING e CLARK, 1988),
coelhos (FERRAND e ROCHA, 1992), ovinos (ERHARDT e SIMIANER, 1993) e caprinos
(ROCHA, 2005). Os primeiros estudos em ovinos, o polimorfismo da albumina, foi relatado
por EFREMOV e BRAEND (1964), que analisaram amostras plasmáticas de ovinos de
raças européias por eletroforese em gel de amido, pH 6,2. As variantes observadas estão sob
o controle de um único loco, com quatro alelos codominante, denominados F, S, V e W, em
ordem decrescente de mobilidade. Cada variante consiste de duas bandas, uma mais fraca e
uma forte. Em carneiros Karacu foram detectados 10 fenótipos para a albumina, regidos por
quatro alelos, designados A, B, C e D, onde provavelmente a nomenclatura utilizada se
corresponda F a A, S a B, V a C e W a D (MARTINEZ, 1985).
MILLER e GEMEINER (1993) comparando o comportamento eletroforético da
26
SILVA, R.C. B.
albumina em amostras de diferentes espécies, observaram mobilidade muito semelhante
entre as amostras de bovinos, caprinos e ovinos além de possuírem massa molecular e ponto
isoelétrico (pI) muito semelhantes.
O loco desta proteína encontra-se no cromossomo 6 (BISHOP et al., 1994).
2.6.2. Transferrina (Tf)
A transferrina é uma β-globulina sérica com uma estrutura monomérica glicosilada.
Tem como função o transporte de ferro para as células receptoras da medula e tecidos de
estocagem, regulação e controle de absorção de ferro, proteção contra intoxicações férricas,
tendo também evidências de atividade bacteriana, exercida através do seqüestro do ferro
circulante, necessário ao desenvolvimento de muitos microorganismos (HENKES, 1992).
O sistema da transferrina tem sido muito investigado em animais domésticos devido
a sua diversidade, salientando os estudos realizados em bovinos e bubalinos (DEL LAMA,
1992; LARA, 1998), em ovinos (HENKES, 1992; LARA et al., 2004), em suínos
(KRISTJANSSON, 1963) e em caprinos (IGARASHI, 1997; ROCHA, 2005).
Os ovinos apresentam a mais extrema diversidade para a transferrina. Originalmente,
ASHTON, (1958), citado por OGDEN, (1961), estudando soro de ovinos de raças inglesas,
identificou cinco alelos (TF
A
, TF
B
, TF
C
, TF
D
e TF
E
). Posteriormente ASHTON e
FERGUSON, (1961), citados por OGDEN, (1961), estudando a raça Merino, identificaram
mais cinco alelos (TF
F
, TF
G
, TF
H
, TF
I
e TF
K
). Atualmente, foram detectados 17 alelos para
o loco da TF para os ovinos e 12 alelos para os bovinos (LARSEN et al., 1992).
O estudo do polimorfismo da transferrina é muito importante, visto que pode haver
relação entre o tipo de transferrina e características produtivas. ASHTON (1960) observou
que o loco da transferrina em bovino está relacionado ao controle genético de produção de
leite. Posteriormente, ASHTON et al. (1964) confirmaram isto quando observaram que
animais com fenótipo TF D/D produziam mais leite, animais com fenótipo TF A/A
27
SILVA, R.C. B.
produziam menos leite e animais com fenótipo TF A/D produziam leite em quantidade
intermediária. A natureza do efeito não é conhecida, possivelmente é devido ao aumento no
tempo de lactação.
RAHMAN e KONUK (1976) relacionaram o loco da transferrina com ganho de
peso em ovinos. Porém, PASDAR et al. (1976) não observaram a mesma relação.
RASMUSEN e TUCKER (1973) relacionaram o loco da transferrina com reprodução.
Ovelhas com fenótipo TF B/D parecem ter menos filhotes que ovelhas com outros
fenótipos, aparentemente devido ao seu pobre desempenho reprodutivo quando cruzadas
com carneiros de fenótipo TF B/C ou TF B/D.
O loco da transferrina encontra-se no cromossomo 1 (BISHOP et al., 1994).
2.6.3. Enzima Málica (EM)
A enzima málica também conhecida como malato desidrogenase NADP dependente,
é uma oxido-redutase, responsável pela seguinte reação:
L-Malato + NADP
+
↔ Piruvato + CO
2
+ NADPH + H
+
Em humanos, os locos autossômicos EM-S e EM-M codificam as variantes solúveis
e mitocondriais, respectivamente (HARRIS e HOPKINSON, 1976). Na espécie ovina, o
polimorfismo da EM tem sido observado apenas na variante solúvel, com a presença de dois
alelos codominantes, denominados EM
S
e EM
F
(LARA et al., 2004).
Em caprinos, a variabilidade observada para o loco EM tem sido explicada pela
existência de três alelos codominantes, denominados EM
A
, EM
B
e EM
C
, cujos produtos
apresentam mobilidades anódicas crescentes em gel de eletroforese (DEZA et al., 2000;
MENRAD et al., 2002; ROCHA, 2005).
2.6.4. Peptidase–B (Pep-B)
A enzima peptidase–B também denominada tripeptidase é uma aminopeptidase que
28
SILVA, R.C. B.
hidrolisa ligações peptídicas, cujos produtos formados estão representados a seguir:
Tripeptídio – H
2
O ↔ L-aminoácido + Dipeptídio
Essa enzima tem sido muito investigada em eritrócitos de bovinos, sendo
informativa em estudos de caracterização genética de raças bovinas (DEL LAMA, 1991;
LARA e CONTEL, 1997). Essa enzima hidrolisa principalmente o substrato L-leucilglicil-
glicina, cuja intensidade e especificidade permitem a identificação de suas variantes.
Em algumas raças bovinas especializadas européias o loco da Pep-B é considerado
monomórfico e em raças zebuínas e nativas brasileiras esse loco é polimórfico (LARA e
CONTEL, 1997), sendo detectados três alelos autossômicos codominantes, denominados
Pep-B
1
, Pep-B
2
e Pep-B
3
. IGARASHI (1997) e ROCHA (2005) estudando hemolisados de
caprinos detectaram caráter monomórfico para esse loco, que segundo as autoras, há outras
evidências que sugerem monomorfismo desta enzima para a espécie caprina. Em ovinos
essa enzima foi pouco estudada (LARA et al., 2004), sendo esse loco descrito como
monomórfico.
2.6.5. Fosfogliconato desidrogenase (PGD)
A enzima PGD é uma óxido redutase responsável pela descarboxilação oxidativa da
Glicose-6-Fosfato (LARA et al., 1997) através da seguinte reação:
Gliconato-6-Fosfato + NADP
+
↔ Ribulose-5-Fosfato + NADPH + CO
2
A variabilidade genética da PGD foi relatada nas espécies suína e eqüina. Para a
espécie ovina, dois alelos foram detectados (LARA et al., 2004) em freqüências muito
pequenas (PGD
1
e PGD
2
).
2.6.6. Diaforase (DIA)
A Diaforase é também conhecida como citocromo b5 redutase e metahemoglobina
redutase que catalisa a seguinte reação:
29
SILVA, R.C. B.
NADH + MET HB ↔ NAD + Hb
Essa enzima faz parte do grupo que catalisam a redução da metahemoglobina. A
diaforase é uma enzima monomérica, codificada por três locos autossômicos: DIA-I, DIA-II
e DIA-IIII. As isoenzimas da diaforase ocorrem em todos os tecidos, sendo a DIA-I mais
ativa que a DIA-II, enquanto a DIA-III apresenta maior atividade em tecidos do testículo,
ovário e cérebro (HARRIS e HOPKINSON, 1976).
Em humanos, a investigação desta proteína tem sido intensa, já em outras espécies
seu estudo é limitado (CEPICA e STRATIL, 1978). Em caprinos, MENRAD et al. (2002) e
ROCHA (2005), observaram polimorfismo para o loco DIA-I, sendo detectado dois alelos
codominantes. Resultados idênticos foram observados em ovinos. O polimorfismo para o
loco DIA-I tem sido explicado pela presença de dois alelos codominantes, denominados
(DIA-I
F
e DIA-I
S
), que codificam DIA-I 1, DIA-I 1/2 e DIA-I 2 (CEPICA e STRATIL,
1978). Com relação ao loco DIA-II, ao nosso conhecimento não há relatos na literatura de
polimorfismo para a espécie ovina, até o momento.
2.6.7. Hemoglobina (Hb)
A hemoglobina é responsável pelo transporte do oxigênio dos pulmões para os
tecidos. A sua estrutura é tetramérica, tendo cada uma das subunidades um grupo prostético,
o heme, com um átomo de ferro no centro. A fração principal da hemoglobina de mamíferos
é composta por duas cadeias α e duas cadeias β, que diferem entre si apenas na seqüência de
aminoácidos (CECCHINI e NIJS, 1986).
A hemoglobina é uma das proteínas mais abundantes nos eritrócitos e de fácil
detecção sendo, talvez por essa razão, tem sido a mais estudada (CARVALHO, 2000). Essa
proteína foi a primeira a ser estudada por meio de eletroforese em gel de amido,
apresentando variabilidade em caprinos (IGARASHI, 1997; ROCHA, 2005), ovinos (LARA
et al., 2004), bovinos (LARA, 1998 e CARVALHO, 2000), coelho (FERRAND, 1995) e
30
SILVA, R.C. B.
macacos (SHIMIZU e TAKENAKA, 1991).
Dentre as proteínas eritrocitárias, a Hb é o sistema do qual se tem o maior volume de
informações em ovinos, tanto no que se diz respeito à função, estrutura e caracterização das
variantes, como sua distribuição em raças de todo o mundo. A cadeia α da Hb ovina
normalmente é duplicada (VESTRI et al., 1980; VESTRI et al., 1981) havendo alguns casos
em que se apresenta até mesmo quadruplicada (RANDO et al., 1986).
A primeira variação eletroforética da cadeia β da Hb de ovinos foi detectada por
HARRIS e WARREN (1955) com o emprego da eletroforese. Atualmente, cinco alelos
codominantes foram descritos para a espécie ovina, sendo Hb
A
e Hb
B
, os alelos mais
freqüentes.
Na revisão apresentada por GRAY (1997) foram mencionados alguns estudos que
sugerem que animais homozigotos para Hb
A
sejam mais resistentes do que os homozigotos
Hb
B
, à infestação por helmintos, embora não sejam conclusivos tais resultados. Outros
alelos da hemoglobina, denominados Hb
C
e
Hb
D
vêm sendo detectados por eletroforese em
géis de amido, pH alcalino (MARTINEZ, 1985). A hemoglobina Hb-C
é geralmente
encontrada em eritrócitos de carneiros de fenótipos Hb-A ou Hb-B, com idade ao redor de 2
a 12 semanas e, ainda, em animais adultos com acentuado grau de anemia, enquanto que a
variante Hb-D, em carneiros adultos, mas em freqüências raras (VASKOV e EFREMOV,
1967). As análises eletroforéticas da hemoglobina realizadas por KILGOUR et al. (1990)
detectaram duas novas variantes, denominadas Hb-G e HB-H, empregando-se a técnica de
focalização isoelétrica, pH 6,7 - 7,7. O polimorfismo observado foi explicado como sendo
decorrente de variações na seqüência nucleotídica da β cadeia, que estariam sob o mesmo
controle genético das variantes comuns (Hb-A e Hb-B).
O loco da hemoglobina encontra-se no cromossomo 15 (NGUYEN e BUNCH,
1980).
31
SILVA, R.C. B.
2.7. Microssatélites
Os microssatélites são polimorfismos que envolvem variações detectadas ao nível de
seqüências nucleotídicas do DNA, sendo constituídos por pequenas repetições em ordem de
2 a 6 pares de bases (CARVALHO, 2000).
Estes marcadores estão dispersos por todo o genoma, muitas vezes exibindo em
elevado grau de polimorfismo, ou seja, substanciais variações no número de repetições. As
unidades de repetição mais bem estudadas são as repetições de dinucleótideos (CA)
n
e
(GT)
n
, sendo também as mais abundantes no genoma de mamíferos (MACHUGH, 1996).
As diferenças no número de repetições podem ser fielmente distinguidas através da sua
amplificação pela técnica da reação em cadeia da polimerase (PCR). Esta técnica consiste
na síntese de numerosas cópias de um fragmento específico de DNA a partir da cadeia de
DNA alvo, utilizando para tal a enzima DNA polimerase e duas seqüências de
oligonucleotideos – iniciadores (primers). A PCR permite a obtenção de resultados precisos,
rápidos e econômicos, mesmo a partir de pequenas amostras de material biológico.
O padrão do tamanho do fragmento é bastante variável de indivíduo para indivíduo
(exceto para gêmeos verdadeiros), mas aparentemente estável de um tecido para o outro no
mesmo indivíduo (JEFREYS et al., 1985).
A natureza de seu polimorfismo é atribuída a erros ocorridos durante o processo de
replicação do DNA e que resultaram, provavelmente, de um imperfeito emparelhamento da
cadeia dupla de DNA durante a fase de replicação (TAUTZ e SCHLÖTTERER, 1994).
Os microssatélites apresentam, em geral, elevado polimorfismo e encontram-se
amplamente distribuído no genoma, sendo os marcadores genéticos de eleição para uma
variedade de propósitos, tais como: mapeamento genômico, análise populacional, seleção
animal assistida, controle de parentesco e filiação individual e populacional (CARVALHO,
2000).
32
SILVA, R.C. B.
2.7.1. Microssatélite OarCP 20
O microssatélite OarCP20 é específico para ovinos, encontra-se localizado no
cromossomo 21 (CRAWFORD et al., 1995), sendo clonado por EDE e CRAWFORD
(1995), cujos primers têm as seguintes seqüências:
Forward:
GATCCCCTGGAGGAGGAAACGG; Reverse: GGCATTTCATGGCTTTAGCAGG.
Há vários estudos sobre caracterização de raças ovinas utilizando este microssatélite,
o número de alelos descritos varia bastante. Ao estudar ovinos das raças Merino e Churra na
Espanha ZAMORANO et al. (1998), descreveram 7 alelos. Já TOMASCO (2002) descreveu
9 alelos em ovinos no Uruguai. Por outro lado LOZANO et al. (2002), descreveram 11
alelos em ovinos da raça Talaverana na Espanha e MOIOLI et al., (2006), descreveram 9
alelos.
2.7.2. Microssatélite UWCA 46
O microssatélite UWCA 46 encontra-se localizado no cromossomo 1. Esse
microssatélite foi clonado por SUN et al. (1995), cujos primers têm as seguintes seqüências:
Forward: CCATTTCTCTGTTGGTAACTGC; Reverse: CTCTCACAGGTGGGGTC.
Foram descritos 10 alelos para bovinos (SUN et al., 1995). Em estudos de
caracterização genética da raça zebuína no Brasil LARA et al. (2005), descreveram 11
alelos para este marcador.
Em ovinos, ao nosso conhecimento, não há relatos na literatura do uso deste
mi
SILVA, R.C. B.
Forward: GAGCAAGGTGTTTTTCCAATC e Reverse: CATTCTCCAACTGCTTCCTTG.
Foram descritos 8 alelos para bovinos (BISHOP et al., 1994). ZAMORANO et al.
(1998), descreveram 4 alelos estudando populações bovinas da raça Berrenda em Negro.
LARA et al. (2005), estudando raças zebuínas no Brasil, descreveram 7 alelos para este
microssatélite.
O BM 1824 também é marcador para raças ovinas, tendo a mesma seqüência de
primer e a mesma localização, no cromossomo 1 (CRAWFORD et al., 1995). MARTÍNEZ
et al. (2005), descreveram 4 alelos em ovinos da raça Palmera na Espanha.
34
SILVA, R.C. B.
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Coleta das amostras
Para o presente estudo, foram investigadas 290 amostras sangüíneas de ovinos,
provenientes de cinco rebanhos do estado da Paraíba, representando dois grupos raciais:
Barriga Negra (BN) e Cara Curta (CC) e três raças: Cariri (Ca), Dorper (D) e Morada Nova
(MN). O critério adotado para a escolha dos animais foi o mais casual possível, visando uma
amostra bem representativa de cada população.
As coletas sangüíneas dos animais da raça Dorper foram realizadas na Empresa
Estadual de Pesquisa Agropecuária da Paraíba S/A (EMEPA), localizada no município de
Soledade – PB. As amostras sangüíneas dos grupos raciais e das demais raças foram
provenientes de rebanhos localizados no município de Taperoá – PB (Tabela 1).
Tabela 1. Populações estudadas de acordo com a raça ou grupo racial, número de rebanhos
(Nr), número de indivíduos, propriedade e procedência
População Nr N Propriedade Procedência
Barriga Negra 1 60 Fazenda Pau Leite Taperoá - PB
Cara Curta 1 60 Fazenda Carnaúba Taperoá - PB
Cariri 1 60 Fazenda Pau Leite Taperoá - PB
Dorper 1 50 EMEPA Soledade - PB
Morada Nova 1 60 Fazenda Carnaúba Taperoá - PB
3.2. Conservação das amostras
Cerca de 4 mL de sangue, obtido por punção na veia jugular do animal, foi coletado
em tubos a vácuo contendo EDTA a 10% (ácido etileno diamino tetracético), como
anticoagulante. O sangue total foi centrifugado a 3.000 rpm durante 10 minutos, à
35
SILVA, R.C. B.
temperatura ambiente, obtendo-se três fases: plasma, leucócitos e hemácias. O plasma foi
aspirado com auxílio de pipeta Pasteur e transferido para tubos eppendorf, devidamente
identificados.
As células sangüíneas foram lavadas, por três vezes, em solução salina contendo
0,9% de NaCl em água destilada. O sobrenadante foi descartado após centrifugação a 3000
rpm durante 5 minutos. Os leucócitos foram transferidos para tubos eppendorf, devidamente
identificados para posterior extração de DNA, enquanto que os eritrócitos foram diluídos em
volume idêntico de tampão citrato tri-sódico, pH 7,1, contendo glicerol na concentração de
40%. Estes procedimentos foram realizados no laboratório de Fisiologia Animal Molecular
Aplicada (FAMA), da Universidade Federal Rural de Pernambuco.
As amostras de plasma, leucócitos e hemácias foram estocadas a – 18ºC, para
posteriores análises no Laboratório de Genética do Centro de Pesquisa e Desenvolvimento
em Genética e Reprodução, localizado em Nova Odessa, SP, pertencente ao Instituto de
Zootecnia/Apta/Secretaria de Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo.
3.3. Extração de DNA
A extração de DNA foi realizada no laboratório de Fisiologia Animal Molecular
Aplicada (FAMA), da Universidade Federal Rural de Pernambuco, empregando a
metodologia de MANIATIS et al. (1989), com algumas modificações, cujo protocolo
encontra-se descrito a seguir:
1- 50µL da amostra de leucócito, 50µL de TE (Tris 10 mM – EDTA 1 mM pH 8,0) e
100µL de fenol equilibrado pH 8,0. As amostras foram homogeneizadas por 1 minuto em
um vórtex e, em seguida , centrifugadas a 14.000 rpm por 5 minutos a 4°C.
2 - Após a centrifugação, o sobrenadante foi transferido para outro tubo eppendorf
devidamente identificado. A este tubo, foram adicionados 50µL de fenol e 50µL de
36
SILVA, R.C. B.
clorofórmio. As amostras foram homogeneizadas por 1 minuto em um vórtex e, em seguida,
centrifugadas a 14.000 rpm por 5 minutos a 4ºC.
3 - O sobrenadante foi transferido para outro tubo eppendorf devidamente identificado
onde foi adicionado 100µL de clorofórmio. As amostras foram homogeneizadas por 1
minuto em um vórtex e, em seguida, centrifugadas a 14.000 rpm por 5 minutos a 4°C.
4 - Em um novo tubo eppendorf devidamente identificado, foi adicionado 10µL de
acetato de amônio 3M + 100µL do sobrenadante do tubo anterior (onde se encontravam os
DNAs) + 100µL de isopropanol. A mistura foi feita em 1 minuto e incubada por 30 minutos
no freezer. Após incubação, a amostra foi centrifugada a 14.000 rpm por 15 minutos.
5 - O sobrenadante foi descartado e o pellet lavado em 500µL de etanol 70% e do
centrifugado a 14.000 rpm durante 5 minutos a 4°C.
6 - O etanol 70% foi descartado e o pellet mantido em temperatura ambiente, ou em
estufa a no máximo 50°C para secar.
7 - Ao pellet foi acrescentado cerca de 50µL de água ultra-pura ou tampão TE (Tris-
EDTA pH 8,0).
3.4. PROTEÍNAS
3.4.1. Tratamento das amostras
Para o estudo da albumina, as amostras de plasma foram diluídas em água destilada
na proporção de 1:70 (690µL de água + 10µL de plasma).
Para o estudo da transferrina, as amostras plasmáticas foram diluídas em solução de
sulfato de amônio férrico 0,15% em citrato de sódio 0,06 M (na proporção de 20 µL plasma
para 50µL de solução) e incubadas à temperatura ambiente. Após18 horas, as amostras
foram parcialmente purificadas, adicionando-se 100µL de rivanol 0,6% em tampão Tris/HCl
37
SILVA, R.C. B.
0,05M (ajusta-se o pH para 9,1 com Tris 1M), sendo mantidas por 30 minutos em
temperatura ambiente e, em seguida centrifugadas por três minutos a 13.000 rpm, na
temperatura de 4ºC. A finalidade deste tratamento foi a saturação da molécula transferrina,
uma vez que o conteúdo em ferro é também responsável pela variação do comportamento da
transferrina.
Para as análises das enzimas EM, Pep-B, PGD e Hb, os hemolisados foram obtidos
adicionando-se 20µL de mercaptoetanol 2% para 50µL de eritrócitos.
Para as análises da diaforase I e II, os hemolisados foram obtidos diluindo-se os
eritrócitos em água destilada na proporção de 1:1 (50µL de água destilada para 50µL de
eritrócitos).
Cada amostra obtida foi absorvida em pedaços de papel filtro (Whatman nº. 3), com
dimensões de 4 x 4 mm (para as enzimas EM, Pep-B, PGD, HB, DIA-I e II), (para géis de
penetrose), e dimensões de 2 x 3 mm (para as enzimas Alb e Tf), (para géis de
poliacrilamida), e em seguida esses papéis eram inseridos verticalmente no gel.
3.4.2. Métodos de Separação
As proteínas plasmáticas (albumina e transferrina) foram investigadas pela técnica
de focalização isoelétrica; as proteínas eritrocitárias (EM, Pep-B, PGD, DIA-I e DIA-II) por
eletroforese convencional. Já a hemoglobina foi investigada utilizando-se as duas técnicas:
focalização isoelétrica e eletroforese convencional.
3.4.2.1. Focalização isoelétrica
Gel de Poliacrilamida
A confecção do gel para as análises de focalização isoelétrica foi realizada de acordo
38
SILVA, R.C. B.
com a proteína estudada (Tabelas 2, 3, 4 e 5). Após o preparo da solução, a mistura foi então
injetada, com auxílio de seringa contendo agulha fina, entre dois filmes de poliéster, que se
encontravam aderidos a duas placas de vidro separadas por um espaçador (2 mm). Este
conjunto foi fixado com grampos de aço na borda inferior e nas laterais. Após a
polimerização do gel, os grampos foram retirados, o gel contido entre as placas foi envolto
em filme de PVC e levado para a geladeira, permanecendo por no mínimo 12 horas.
3.4.2.1.1. Albumina (Alb)
A separação da albumina foi realizada de acordo com a metodologia descrita por
CARVALHO (2000). A composição da solução de polimerização e os parâmetros elétricos
utilizados na focalização isoelétrica estão apresentados nas tabelas 2 e 3, respectivamente.
Tabela 2. Solução de polimerização utilizada na separação da Alb por focalização isoelétrica
Componentes do gel de poliacrilamida Quantidade
Uréia 6,24 g
Água purificada 6,975 mL
Acrilamida 40% e Bis 3% 1,625 mL
Anfólito pH 5,0 – 6,0 (Phamacia)
250 µL
Anfólito pH 5,0 – 8,0 (Pharmacia)
250 µL
Anfólito pH 6,0 – 8,0 (Pharmacia)
125 µL
TEMED
22 µL
PSA (7,5 mg/ml)
650 µL
Tabela 3. Parâmetros elétricos utilizados na separação da Alb por focalização isoelétrica
Voltagem (V) Corrente (mA) Potência (W) Tempo
Pré – focalização 1500 25 1 30 min
2 15 min
3 15 min
Focalização 2000 25 4 3 horas
5 30 min
39
SILVA, R.C. B.
As soluções eletrolíticas empregadas foram o ácido aspártico 0,04M (ânodo) e o
hidróxido de sódio (NaOH) 1M (cátodo).
3.4.2.1.2. Transferrina (Tf)
Para a separação da transferrina foi utilizada a mesma metodologia empregada nas
análises de focalização isoelétrica da transferrina bovina (LARA et al., 2005). As tabelas 4 e
5 apresentam a composição da solução de polimerização e os parâmetros elétricos utilizados
na separação da Tf na focalização isoelétrica.
Tabela 4. Solução de polimerização utilizada na separação da Tf por focalização
isoelétrica
Componentes do gel de poliacrilamida Quantidades
Uréia 14,40 mL
Água purificada 0,890 mL
Acrilamida 40% e Bis 3% 1,625 mL
Anfólito pH 3,0 – 10,0 (Phamacia)
126 µL
Anfólito pH 40 – 6,5 (Pharmacia)
83 µL
Anfólito 5,0 – 7,0 (Pharmacia)
165 µL
TEMED
22 µL
PSA (7,5 mg/ml)
650 µL
Tabela 5. Parâmetros elétricos utilizados na focalização isoelétrica da Tf
Voltagem (V) Corrente (mA) Potência (W) Tempo
Pré-focalização 1500 25 1 30 min
1500 25 2 15 min
1500 25 3 15 min
Focalização 2500 25 5 1 hora
2500 25 7 1 hora
2500 25 9 1 hora
40
SILVA, R.C. B.
As soluções eletrolíticas empregadas foram o ácido sulfúrico (H
2
SO
4
) 0,1M (ânodo)
e o hidróxido de sódio (NaOH) 0,75M (cátodo).
3.4.2.2. Eletroforese
3.4.2.2.1. Preparo do gel de Penetrose
O amido de milho, denominado Penetrose, foi empregado na concentração de 14%
(VAL et al., 1981) em tampão específico. O cozimento do gel foi feito manualmente, em
forno microondas, até total liquefação, quando então foi vertido sobre uma placa de vidro
(13 cm x 20 cm) contendo protetores laterais, sem a retirada de ar, permanecendo na
temperatura ambiente até completa solidificação do gel. Após 30 minutos, o gel foi coberto
com plástico e levado à refrigeração até momentos antes da aplicação das amostras.
3.4.2.2.2. Tampões de Cuba e Gel
Para as análises de eletroforeses convencionais da EM, Pep-B, PGD, HB, DIA-I e
DIA-II, foram utilizados três sistemas de tampões:
A) Tampão TBE, pH 8,6
Cuba: tampão Tris / Borato / EDTA (0,9 M em tris, 0,5 M em ácido bórico e 0,02 M
em EDTA), pH 8,6, diluído 1:7, (142,86 ml de tampão para 857 ml de água
destilada).
Gel: TBE diluído 1:10 (100 ml do tampão da cuba para 900 ml de água destilada).
B) Tampão Citrato / Fosfato, pH 5,9
Cuba: tampão Citrato / Fosfato (0,15 M em ácido cítrico, 0,245 M em fosfato de
sódio monobásico NaH
2
PO
4
, sendo o pH ajustado com NAOH para 5,9).
41
SILVA, R.C. B.
Gel: tampão da cuba diluído 1:40 (25 ml do tampão da cuba para 1 l de água
destilada).
C) Tampão Tris / Citrato
Cuba: tampão Tris / Citrato (0,42 M em tris e 0,063 M em ácido cítrico), pH 8,6.
Gel: Tris / Citrato (0,005 M em tris e 0,015 M em ácido cítrico), pH 7,2.
As condições eletroforéticas estão descritas na tabela 6. Após o período de migração
(Tabela 6), os géis de penetrose foram cortados no sentido horizontal, com auxílio de fio de
nylon e, sobre as superfícies internas, foram realizadas colorações específicas, permitindo,
na maioria, a revelação de mais de uma proteína, simultaneamente. Durante as revelações
das atividades enzimáticas, todos os géis foram incubados a 37°C no escuro por
aproximadamente uma hora.
Tabela 6. Condições eletroforéticas e substratos utilizados para a determinação dos
fenótipos das diferentes proteínas
Migração eletroforética
Proteína Gel Tampão
Condições
Duração
(horas)
Substrato/
Revelador
EM Penetrose A 40 V no gel 17 Ácido Málico
Hb Penetrose A 40 V no gel 17 ------
Pep-B Penetrose B 40 V no gel 17
Leucilglicil-
glicina
PGD Penetrose B 40 V no gel 17
6-
Fosfogliconato
DIA-I e II Penetrose C 30 V no gel 21 NADH / DCIP
A = Tampão TBE, pH 8,6.
B = Tampão Citrato / Fosfato, pH 5,9 (LARA, 1998).
C = Tampão Tris / Citrato.
42
SILVA, R.C. B.
3.4.3. Coloração e revelação da atividade enzimática
A revelação das atividades enzimáticas foi realizada segundo técnicas histoquímicas
amplamente conhecidas, empregando-se substratos específicos descritos em HARRIS e
HOPKINSON (1976). Os detalhes de cada reação são apresentados a seguir.
A detecção da Alb foi realizada mediante a coloração geral de proteínas, que é
descrita da seguinte forma: coloração do gel durante 5 a 10 minutos numa solução de
Coomassie Blue (PhastGel Blue R-Pharmacia) 0,115% dissolvido em ácido acético, etanol e
água destilada (4:25:71) na temperatura de 60°C. O contraste desejado foi obtido através de
sucessivas descolorações numa solução idêntica de ácido acético, etanol e água destilada,
também aquecida a cerca de 60°C.
A detecção da Tf foi realizada mediante a mesma coloração utilizada para a Alb.
Para a revelação da atividade da enzima málica, a mistura da reação continha 50 mg
de ácido málico dissolvido em 10 mL de tampão Tris-HCl 0,1M, pH 7,0; 1,5 mL de cloreto
de magnésio 0,2M; 0,5 mL NADP (5 mg/mL); 0,5 mL de MTT (5 mg/mL); 0,05 mL de
PMS (5 mg/mL); 12,5 ml de ágar 2% em água destilada, dissolvido sob aquecimento. Esta
mistura foi vertida sobre a superfície do gel e mantida a 37°C. Após 40 a 60 minutos, os
fenótipos da EM foram identificados com o aparecimento de bandas azul-escuras,
decorrentes da redução do metil-tiazolil-tetrazólio (MTT) para Formazan.
Para a revelação da atividade enzimática da Pep-B, foi empregada uma mistura de
reação, que continha 15 mg do tripeptídeo L-Leucilglicil-Glicina; 15 mL de tampão fosfato
0,2M, pH 7,5; 0,5 mL de cloreto de magnésio 0,2M; 70 µL de solução de veneno de
Crotalus sp (20 mg/mL); 150 µL de solução de peroxidase (6 mg/mL); 250 µL de orto-
dianizidina (25 mg/mL) 0,08M e 12,5 mL de ágar 2% em água destilada, dissolvido sob
aquecimento. Esta mistura foi vertTj52e8
SILVA, R.C. B.
Para a detecção da PGD, foi utilizada a parte homóloga do gel preparado para Pep-
B. As regiões de atividade da fosfogliconato desidrogenase foram visualizadas empregando-
se uma mistura de reação composta por 15 mg de ácido 6-fosfoglicônico; 10 mL de tampão
Tris-HCl 0,5M, pH 8,0; 5,0 mL de cloreto de magnésio 0,2M; 1 mL de solução NADP (5
mg/mL); 1 mL de solução MTT (5 mg/mL); 1 mL de solução PMS (5 mg/mL) e 12,5 mL de
ágar 2% em água destilada, dissolvido sob aquecimento. A mistura foi vertida sobre o gel e,
após 30 minutos de incubação à temperatura de 37°C, os fenótipos foram determinados com
o aparecimento de bandas azul-escuras, decorrentes da redução do metil-tiazolil-tetrazólio
(MTT) para Formazan.
Para a revelação da atividade das enzimas DIA-I e DIA-II, a mistura de reação
continha 10 mg de NADH dissolvido em 15 mL de tampão Tris-HCl 0,025M, pH 8,5; 350
µL de dichlorophenol indophenol – DCIP (2 mg/mL); 500 µL de MTT (5 mg/mL) e 12,5
mL de ágar 2% em água destilada, dissolvido sob aquecimento. Esta mistura foi vertida
sobre uma das partes do gel, sendo incubado a 37°C até o aparecimento de bandas azuis
escuras.
Para a detecção da HB não foi necessária qualquer reação, sendo estas visualizadas
logo após a sua migração eletroforética.
3.5. MICROSSATÉLITES
3.5.1. Amplificação de DNA
O sucesso de uma boa amplificação advém da otimização das condições de
amplificação para cada caso específico, uma vez que não existe um protocolo ótimo para
todos os propósitos dado que a especificidade de cada PCR depende de vários fatores, da
temperatura e tempo de duração de cada uma das fases do ciclo, número de ciclos, da Taq
44
SILVA, R.C. B.
polimerase, das concentrações de MgCl
2
e dNTPs (deoxinucleótideos trifosfato), da
constituição e concentração dos primers e das características dos termocicladores.
No presente estudo foram investigados três microssatélites, denominados OarCP20,
UWCA46 e BM1824.
A amplificação foi realizada através da técnica de reação em cadeia polimerase
(PCR), com ajuda de um termociclador (Express - Hybaid). A técnica consiste
fundamentalmente em três passos:
- Desnaturação, que permite a separação das duas cadeias de DNA;
- Hibridação, que conduz à ligação dos primers ao molde de DNA;
- Extensão, que corresponde à síntese de novos fragmentos de DNA pela polimerase
do DNA.
Na tabela 7 encontra-se descrita a solução utilizada na amplificação de DNA para o
OARCP20.
Tabela 7. Solução utilizada na amplificação de DNA através da técnica PCR para o
OarCP20
Componentes da Reação
Mix
(µL) [] ou volume por amostra
Estoque H
2
O 8,94 Concentração final (15µL de reação)
10x Tampão 1,5 1x
50 mM MgCl 0,45l 1,5 mM
20 mM DNTP 0,15 0,2 mM
2,5 µM Prime 0,9 0,15 µM
5 U/ µL Taq 0,06 0,5 unidade
Após o preparo da solução de amplificação, foram distribuídos 12 µL do Mix por
tubo e, em seguida, adicionado 3 µL do DNA (conforme concentração).
45
SILVA, R.C. B.
Na tabela 8, encontra-se descrito os tempos utilizados e temperaturas para o PCR do
OarCP20 e, na figura 6, sua ilustração.
Tabela 8. Programa empregado na PCR para o microssatélite OarCP20
Fase do PCR Temperatura / Tempo (min) N°. de ciclos
Desnaturação inicial 96°C 1:30 1 ciclo
Desnaturação 94°C 0:30
Hibridação 63°C 0:45
Extensão 72°C 1:00
32 ciclos
Extensão Final 72°C 5:00 1 ciclo
96
0
C 94
0
C 72
0
C 72
0
C
1:30 0:30 63
0
C 1:00 5:00 4
0
C
0:45 infinito
32 ciclos
Figura 6. Ilustração do programa de amplificação do OarCP20
A solução de amplificação de DNA para o microssatélite UWCA46 está apresentada
na tabela 9.
Tabela 9. Solução utilizada na amplificação de DNA através da técnica PCR para o
UWCA46
Componentes da Reação
Mix
(µL) [] ou volume por amostra
Estoque H
2
O 8,64 Concentração final (12µL de reação)
10x Tampão 1,5 1x
50 mM MgCl 0,2 1,5 mM
20mM dNTP 0,15 0,2 mM
2,5 µM Prime 1,2 0,2 µM
5 U/ µL Taq 0,06 0,5 unidade
46
SILVA, R.C. B.
Após o preparo da solução foram distribuídos 12µL do Mix por tubo e, em seguida,
adicionados 3 µL do DNA (conforme concentração).
Na tabela 10, encontra-se descrito os tempos utilizados e temperaturas para o PCR
do UWCA46 e, na figura 7, sua ilustração.
Tabela 10. Programa empregado na PCR para o microssatélite UWCA46
Fase do PCR Temperatura / Tempo (min) N°. de ciclos
Desnaturação inicial 96°C 1:30 1 ciclo
Desnaturação 94°C 0:15
70°C 0:30
10 ciclos
Desnaturação 94°C 0:30
Hibridação 60°C 0:30
Extensão 72°C 0:30
35 ciclos
Extensão Final 72°C 0:10 1 ciclo
96
0
C 94
0
94
0
C 72
0
C 72
0
C
1:30 0:15 70
0
C 0:30 60
0
C 0,30 0: 10 4
0
C
0:30 0:30
10 ciclos 35 ciclos infinito
Figura 7. Ilustração do programa de amplificação do UWCA46
A mistura de amplificação de DNA para o BM1824 está apresentada na tabela 11.
Tabela 11. Solução utilizada na amplificação de DNA através da técnica PCR para o
BM1824
Componentes da Reação
Mix
(µL) [] ou volume por amostra
Estoque H
2
O 8,94 Concentração final (12µL de reação)
10x Tampão 1,5 1x
50 mM MgCl 0,45 1,5 mM
20mM DNTP 0,15 0,2 mM
2,5 µM Prime 0,9 0,15 µM
5 U/ µL Taq 0,06l 0,5 unidade
47
SILVA, R.C. B.
Após o preparo da solução foram distribuídos 12µL do mix por tubo e, em seguida,
adicionados 3 µL do DNA (conforme concentração).
Na tabela 12, encontram-se descritos o tempo e a temperatura empregada em cada
ciclo da PCR para o microssatélite BM1824 e, na figura 8, sua ilustração.
Tabela 12. Programa empregado na PCR para o microssatélite BM1824
Fase do PCR Temperatura / Tempo (min) N°. de ciclos
Desnaturação inicial 96°C 1:30 1 ciclo
Desnaturação 94°C 0:15
69°C 0:30
10 ciclos
Desnaturação 94°C 0:30
Hibridação 59°C 0:30
Extensão 72°C 0:30
35 ciclos
Extensão Final 72°C 0:10 1 ciclo
96
0
C 94
0
C 94
0
C 72
0
C 72
0
C
1:30 0:15 69
0
C 0: 30 59
0
C 0:30 0: 10 4
0
C
0:30 0:30 infinito
10 ciclos 35 ciclos
Figura 8. Ilustração do programa de amplificação do BM1824
3.5.2. Separação dos fragmentos de DNA amplificados
3.5.2.1. Preparo de placas para o gel
O jogo de placas foi colocado em solução NaOH 1 N por no mínimo 2 horas, sendo
lavado com detergente, enxaguado em água corrente e esfregado com auxílio de uma
esponja. Após a lavagem, foi mantido em água destilada por no mínimo 30 minutos.
Para o preparo da placa maior do gel, foram realizados os seguintes procedimentos:
(1) limpar a placa com álcool 70%; (2) preparar a solução de Bind-Silane (1mL de Etanol
48
SILVA, R.C. B.
absoluto, 5 µL de ácido acético glacial e 1 µL de Bind-Silane; (3) aplicar a solução de Bind-
Silane com uma pipeta Pasteur sobre a placa e (4) espalhar com papel toalha, umedecido em
etanol, sobre toda a superfície em um único sentido, respeitando a parte do pente, que não
deverá receber a solução; (5) deixar secar por 30 minutos e colocar o espaçador nas laterais
da placa.
Para o preparo da placa menor do gel, foram realizados os seguintes procedimentos:
(1) limpeza da placa com álcool 70%; (2) aplicação de 1mL de Repel – Silane, (3) espalhou-
se com papel toalha umedecido em etanol ao longo de toda a superfície da placa; (4) deixou-
se secar por 10 minutos. Após preparadas, juntou-se as 2 placas e apertou-se com auxílio de
garras.
3.5.2.2. Eletroforese
A separação dos fragmentos de DNA amplificados foi realizada em cubas verticais
empregando gel de poliacrilamida desnaturante a 6%. As soluções de polimerização
encontram-se descritas na tabela 13. Utilizou-se uma potência de 65W até o aquecimento
das placas a 50
0
C de maneira a permitir a manutenção das condições de desnaturação das
amostras. Após o aquecimento, as amostras de DNA foram aplicadas, sendo a potência
diminuída para 60W.
Tabela 13. Solução de polimerização
Gel 6% desnaturante Quantidade
Acrilamida 40% 10,69 mL
Bisacrilamida 2% 11,25 mL
Água purificada 25,50 mL
Uréia 31,5 g
Tampão TBE 10X 3,75 mL
Persulfato de sódio 10% (0,1g/ml) 50 µL
Temed 50 µL
49
SILVA, R.C. B.
Após amplificação por PCR, 15µL de cada amostra, foram misturados com 4 µL de
uma solução desnaturante (9,5 mL de Formamida; 0,4 mL de EDTA 0,5 M pH 7,5; 0,005 g
de Xileno Cianol e 0,005 g de Bromofenol blue), desnaturados a 94°C durante 10 minutos
em termociclador ou banho seco, sendo imediatamente conservados em gelo até a sua
aplicação no gel, gelo visando a manutenção das fitas abertas de DNA. O tempo de
migração dos fragmentos amplificados é proporcional ao tamanho dos alelos em cada
microssatélite. Assim, o tempo de migração para o OarCP20, cuja amplitude alélica é de
cerca de 73-85pb, foi de aproximadamente 1 hora e 30 minutos, para UWCA46 (128-
160pb), 2 horas e 10 minutos e, para BM 1824 (159-175pb), 3 horas e 30 minutos. A
solução tampão empregada na cuba de eletroforese foi o TBE 0,5X.
3.5.2.3. Revelação do Gel
Os fragmentos amplificados foram revelados mediante coloração por nitrato de
prata, empregando-se as seguintes soluções:
A) Solução Fixadora 10% → 150 mL de álcool etílico; 150 mL de ácido acético glacial e
completou a solução para 1,5 litro com água purificada.
B) Solução de Oxidação → 23,20 mL de ácido nítrico; completando a solução para 1,5 litro
com água purificada.
C) Solução de Impregnação de Prata → 2 g de nitrato de prata; dissolver em água ultra-pura
completando para 1,5 litro com água purificada. Adicionou-se 2mL de formaldeído no
momento da revelação.
D) Solução de Revelação → 14,84 g de carbonato de sódio anidro PA; dissolvendo em água
ultra-pura e completando para 2 litros com água purificada. Essa solução foi mantida em
refrigeração e, no momento da revelação, foi adicionado 2,6 mL de formaldeído e 10 mL de
tiossulfato de sódio (200mg/L).
50
SILVA, R.C. B.
Para a revelação, o gel foi incubado em solução fixadora por 20 minutos sob
agitação constante. Essa solução foi reservada para ser utilizada no final do processo. O gel
foi então transferido para outra bandeja contendo água purificada, lavado durante 20
segundos por três vezes e, transferido para outra bandeja contendo solução de oxidação (B)
e incubado por 3 minutos sob agitação constante.
Em seguida, o gel foi transferido para bandeja com água purificada, lavado durante
20 segundos por três vezes, transferido a outra bandeja, contendo solução de nitrato de prata
(C) e 2 mL de formaldeído e, incubado por 30 minutos (escuro) sob agitação constante. O
gel mais uma vez foi transferido para a bandeja de água purificada, lavado durante 20
segundos por três vezes e colocado em outra bandeja, onde foi adicionada a solução de
revelação (D) contendo 2,6 mL de formaldeído e 10 mL de tiossulfato de sódio (200 mg/L).
Nessa fase, o gel foi agitado manualmente até o aparecimento das bandas, sendo em seguida
fixado (A) por cinco minutos e, deixado em temperatura ambiente para secagem.
3.6. Análises estatísticas dos dados
3.6.1. Estimativa da Variação Genética
A variação genética foi estimada a partir das freqüências genotípicas e gênicas e, dos
índices de diversidade (percentagem de locos polimórficos, número médio de alelos por
loco, proporção de alelos observados em relação aos descritos para a espécie,
heterozigosidade média e conteúdo de informação polimórfica) para cada população. As
estimativas de freqüências genotípicas e gênicas foram comparadas entre as populações e
também entre estas dentro de cada população. O equilíbrio genético segundo o teorema de
Hardy-Weinberg também foi verificado para as populações.
51
SILVA, R.C. B.
3.6.2. Estimativas das freqüências gênicas e genotípicas
Os locos de proteínas e DNA investigados apresentaram alelos codominantes que
permitiram inferir os genótipos a partir dos seus respectivos fenótipos. As freqüências
genotípicas e gênicas foram estimadas pelos programas GENEPOP (RAYMOND e
ROUSSET, 1995) e CERVUS (versão 2.0) de MARSHALL et al. (1998), que permitiram
caracterizar a variabilidade genética entre as cinco populações. O programa GENEPOP foi
também utilizado para verificar diferenciação genotípica e gênica entre as cinco populações,
pelo teste exato de Fisher.
3.6.3. Equilíbrio de Hardy-Weinberg
O equilíbrio Hardy-Weinberg foi verificado através do programa GENEPOP,
empregando-se o algorítmo de LOUIS e DEMPTERS (1987), gerando três análises
simultaneamente, com diferentes zonas de rejeição para a hipótese nula (Ho: união ao acaso
de gametas). Assim no teste geral (sub-opção 3), o valor p corresponde à soma de todas as
probabilidades, podendo esta ser igual ou inferior às obtidas nas sub-opções 1 e 2. Estas
últimas permitiram a verificação das seguintes hipóteses alternativas (H
1
): excesso e déficit
de heterozigotos, cujas probabilidades são consideradas mais poderosas do que a anterior
(LARA, 1998). Os resultados obtidos permitiram verificar o excesso e déficit de
heterozigotos, estimar os valores de F
IS
com base na metodologia de WEIR e
COCKERHAM (1984) para todas as populações e locos investigados. Este programa
também permitiu estimar a significância total, com base em todos os locos investigados por
população, empregando o teste exato de Fisher com probabilidade combinada.
3.6.4. Índices de Diversidade
Na literatura, a diversidade genética é geralmente descrita ao nível de população ou
de unidade de amostra equivalente e depois comparada entre populações. No presente
52
SILVA, R.C. B.
estudo foram utilizadas diversas medidas, tais como: porcentagem de locos polimórficos
(P%), número de alelos por loco polimórfico (Ap), proporção de alelos contidos em cada
população (P
A
) e heterozigosidade média observada (Ho) e esperada (He), além do índice de
fixação (F), aplicando-se as seguintes fórmulas :
P = nº. de locos polimdid(é)Tj12 [8 124 191 Tf. 0 glP = nº.inv2029 Tm(o)Tj125.5394 191 Tf. 0 g32025 Tm(e)Tj33 0 0 71 191 Tf. 0 gstig2029 Tm(o)Tj12 0 912 291 Tf. 0 gaelo;Tm(ulas : )TjETEMC /4 <</MCID 3 >>BDC BT/TT0 1 Tf0.000111 Tc -0.0011 Tw 12 0 0 24.23916 794.Ap5202 Tmocos polim
SILVA, R.C. B.
X
i
= média ponderada da freqüência do alelo k nas subpopulações e;
Σ
i
X
i
2
= média do somatório da freqüência gênica elevada ao quadrado entre as
subpopulações.
sendo:
Ĥ
T
= H
S
+ D
ST
e
G
ST
= D
ST
/ Ĥ
T
onde:
G
ST
= proporção da diversidade genética, que é atribuída ao componente entre populações.
3.7. Relações Genéticas
3.7.1. Estimativas de distâncias genéticas entre as populações
As distâncias genéticas foram calculadas com base nas freqüências gênicas
estabelecidas para os oito locos, empregando o programa DISPAN (KUMAR et al., 1993).
Este programa estabeleceu duas matrizes diferentes: as das distâncias genéticas
padronizadas (D
A
) e das distâncias genéticas corrigidas (D
S
), de acordo com a metodologia
de NEI (1972 e 1978).
O método de NEI (1972) utiliza as diferenças das freqüências gênicas para estimar o
número médio das diferenças de códons por loco. Esta medida de NEI está fundamentada na
identidade dos genes nas populações que estão sendo comparadas, podendo ser calculada da
seguinte forma:
D = -1n Î
Î = Ĵ
XY
/ √ Ĵ
X
Ĵ
Y
onde:
54
SILVA, R.C. B.
J
X
= é a probabilidade de identidade de dois alelos tirados ao acaso na população X;
J
Y
= é a probabilidade de identidade de dois alelos tirados ao acaso na população Y;
J
XY
= é a probabilidade de identidade de dois alelos tirados ao acaso em cada uma das
populações X e Y.
Para n locos, os valores de J
X,
J
Y
e J
XY
podem ser estabelecidos pela média aritmética
de todos os valores individuais, como segue:
Ĵ
X
= ∑ X
i
2
/ n Ĵ
Y
= ∑ Y
i
2
/ n Ĵ
XY
= ∑ X
i
Y
i
/ n
onde:
X
i
= é a freqüência gênica do i-ésimo alelo na população X,
Y
i
= é a freqüência gênica do i-ésimo alelo na população Y e
n = o número total dos locos examinados.
No segundo método (NEI, 1978), as estimativas de distâncias genéticas foram
corrigidas para pequenas amostras. Assim os respectivos valores de ∑ X
i
2
e
∑ Y
i
2
são
substituídos por:
2n
X
. ∑ X
i
2
– 1 / (2n
x
– 1) e 2n
Y
. ∑ Y
i
2
– 1 / (2 n
Y
– 1)
3.7.2. Análise de Grupamento (Clusters)
Esta análise está fundamentada numa matriz, na qual uma série de distâncias
genéticas foi estabelecida para cada par de populações. No presente estudo os clusters foram
determinados através de agrupamentos sucessivos de pares de taxa de acordo com o nível de
similaridade genética, utilizando-se o programa DISPAN (KUMAR et al., 1993). Para o
presente estudo foi adotada a metodologia de UPGMA para a construção do dendrograma a
partir da matriz de distância genética padronizada (NEI, 1972).
A metodologia de ligação média ou UPGMA (do inglês Unweighted Pair Group
Method with Arithmetic Mean) obedece os seguintes procedimentos MEYER, (1995), citado
por LARA, (1998), o par de taxa mais semelhante é unido. Esse par fica separado por uma
55
SILVA, R.C. B.
distância idêntica ao valor que os separa na matriz de distâncias e um nó é posicionado no
meio do caminho entre os dois. O par de taxa recém-unido passa a ser considerado um novo
táxon (um táxon composto). A sua distância dos demais é calculada da seguinte forma: a
distância entre um táxon composto e um indivíduo é a média aritmética das distâncias entre
cada um dos taxa que compõem a unidade composta e o táxon em relação ao qual ele está
sendo comparado. A menor distância na nova matriz determina quais taxa devem ser unidos.
Novamente o nó é posicionado exatamente no meio do caminho entre os dois novos taxa.
Este procedimento é repetido até que todos os taxa tenham sido incorporados, gerando um
dendrograma no qual os ramos que partem de um mesmo nó apresentam necessariamente o
mesmo comprimento.
56
SILVA, R.C. B.
57
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1. Análises de proteínas
4.1.1. Albumina (Alb)
Não há na literatura relatos sobre análise de focalização isoelétrica da albumina
ovina. Esta proteína apresentou duas bandas com migração anódica, sendo uma banda mais
rápida com intensidade de coloração mais fraca e uma mais lenta de intensidade de
coloração mais forte (Figura 9). Este padrão foi observado em todas as nossas amostras,
caracterizando condição monomórfica para este loco. LARA et al., (2004) estudando raças
ovinas no Brasil, encontraram resultados semelhantes ao presente trabalho, ratificando
assim a consistência dos resultados aqui encontrados. Na literatura esse loco tem sido
considerado monomórfico para a maioria das raças ovinas (HENKES et al., 1994), porém
MORERA et al. (1983) encontraram polimorfismos da albumina em ovinos das raças
Merino e Churro.
1 2 3 4 5 6 7
Figura 9. Perfil eletroforético da albumina ovina pela técnica de focalização isoelétrica, após
coloração geral de proteínas. Amostras 1, 2, 3, 4, 5, 6 e 7: fenótipo Alb A/A
4.1.2. Transferrina (Tf)
Foram observados quatro alelos codominantes, denominados Tf-1, Tf-2, Tf-3 e Tf-4
(Figura 10), na maioria das cinco raças ovinas. Esses alelos provavelmente correspondem
aos alelos (Tf-A, Tf-B, Tf-C e Tf-D, respectivamente) encontrados em eletroforese
SILVA, R.C. B.
58
convencional. O perfil isoelétrico desta proteína está apresentado na figura 10. O
homozigoto Tf 1/1 apresentou duas bandas mais anódicas, uma mais rápida e de intensidade
mais fraca e outra lenta de intensidade de coloração mais forte; o Tf 2/2 apresentou também
duas bandas, com migração menos anódica, uma de intensidade fraca e a outra de maior
intensidade; o Tf 3/3 apresentou duas bandas com migração intermediária, sendo de
migração menos anódica que o Tf 2/2; da mesma forma o homozigoto Tf 4/4 apresentou
duas bandas, sendo estas de migração menos anódica que o Tf 3/3. Os hetrozigotos, o Tf
1/2, Tf 1/3, Tf 1/4, Tf 2/3, Tf 2/4 e Tf 3/4 apresentaram quatro bandas, sendo duas com
maior intensidade, cujas migrações correspondem às bandas intensas de seus respectivos
homozigotos Tf 1/1, Tf 2/2, Tf 3/3 e Tf 4/4. Os padrões isoelétricos foram semelhantes aos
achados por LARA et al. (2004).
1
2
3
4
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Figura 10. Perfil eletroforético das diferentes transferrinas (Tf). Amostras 1, 4 e 7: fenótipo
Tf 1/4; amostra 2: fenótipo Tf 1/3; amostra 3: fenótipo Tf 4/4; amostras 5, 6 e 8:
fenótipo Tf 3/4; amostra 9: fenótipo Tf 2/3 e amostra 10: fenótipo Tf 2/4
As estimativas de freqüências gênicas e genotípicas para as cinco populações
investigadas estão apresentadas nas tabelas 14 e 15.
Observa-se na tabela 14, que o alelo Tf
4
foi o mais freqüente em todas as populações
estudadas, variando de 0,28 (raça Dorper) a 0,90 (raça Cariri), cujos resultados diferem dos
estimados para as raças Sulffolk, Ile de France, Poll Dorset, Santa Inês e ovinos cruzados,
SILVA, R.C. B.
encontrados por LARA et al. (2004) e dos estimados para a raça Crioula Lanada (HENKES
et al., 1993). Nesses estudos, a transferrina havia sido investigada por eletroforese
convencional, onde o alelo Tf
4
foi o menos freqüentes em todas as populações avaliadas.
Provavelmente o alelo Tf
4
está fixado nessas populações nativas, sendo uma provável
característica dos ovinos nativos. O alelo Tf
2
não foi detectado em ovinos da raça Cariri,
cujas freqüências variaram de 0,03 (Barriga Negra) a 0,25 (raça Dorper), diferindo das
estimadas anteriormente por LARA et al (2004) e HENKES et al. (1993). Isto pode ser
explicado porque se trata de animais nativos e os animais investigados pelos autores são
raças comerciais, com exceção da raça Santa Inês. Os alelos Tf
1
e Tf
3
foram observados em
todas as populações investigadas.
Tabela 14. Freqüências alélicas estim
am
SILVA, R.C. B.
Tabela 15. Estimativa de freqüências genotípicas para o loco transferrina para as cinco
populações ovinas investigadas
Genótipos
População
Tf 1/1 Tf 1/2 Tf 1/3 Tf 1/4 Tf 2/2 Tf 2/3 Tf 2/4 Tf 3/3 Tf 3/4 Tf 4/4
Barriga Negra 0,038 0,019 0 0,327 0 0 0,038 0 0,115
0,463
Cara Curta 0,017 0,035 0,152 0,152 0 0,017 0,051 0
0,305*
0,271
Cariri 0 0 0 0,140 0 0 0 0 0,060
0,800*
Dorper
0,089 0,089 0,059 0,147 0,029 0,176 0,176 0,059 0,117 0,059
Morada Nova 0,086 0,086 0,052
0,293*
0,017 0,017 0,120 0 0,120 0,209
4.1.3. Enzima Málica (EM)
A atividade da enzima málica revelou três variantes, denominadas EM-F, EM-S
e
EM-FS
(Figura 11), resultantes da presença de dois alelos codominantes: EM
F
e EM
S
, com
mobilidades anódicas crescentes.
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
F
S
Figura 11. Perfil eletroforético da enzima málica. Amostras 1, 2, 3, 4, 5 e 6: fenótipo EM
S/F; amostras 7 e 8: fenótipo EM S/S e amostras 9, 10 e 11: fenótipo EM F/F
As estimativas das freqüências gênicas e genotípicas para o loco EM estão
apresentadas nas tabelas 16 e 17.
Observa-se na tabela 16 que o alelo EM
F
foi o mais freqüente em todos os rebanhos
investigados, exceto para a raça Morada Nova, cujas freqüências tanto do alelo EM
S
quanto
do alelo EM
F
foram iguais. As freqüências estimadas no presente estudo são similares às
60
SILVA, R.C. B.
reportadas por LARA et al. (2004), sugerindo que o alelo EM
F
é mais freqüente nos ovinos
em geral, ou seja, é característico da espécie ovina. A tabela 17 mostra que o genótipo EM-
S/S não ocorreu nas raças Cariri e Dorper, em que a maioria dos animais foi caracterizada
como homozigoto para o alelo
(0,72 e 0,86, respectivamente), ou seja, genótipo EM-F/F,
podendo o alelo EM
F
ser marcador para essas duas raças. Nas populações Barriga Negra,
Cara Curta e Morada Nova, o número de heterozigotos (EM-F/S) foi maior em relação aos
homozigotos, mostrando haver provavelmente um equilíbrio entre os genótipos nessas
populações.
Tabela 16. Freqüências alélicas estimadas para o loco enzima málica para as cinco
populações investigadas
Alelos
População
EM
S
EM
F
Barriga Negra 0,40 0,60
Cara Curta 0,43 0,57
Cariri 0,14 0,86
Dorper
0,07 0,93
Morada Nova 0,50 0,50
Tabela 17. Estimativas de freqüências genotípicas para o loco enzima málica para as cinco
populações ovinas investigadas
Genótipos
População
EM S/S EM S/F EM F/F
Barriga Negra 0,14 0,53 0,33
Cara Curta 0,183 0,483 0,334
Cariri 0 0,28 0,72
Dorper 0 0,14 0,86
Morada Nova 0,22 0,56 0,22
61
SILVA, R.C. B.
62
4.1.4. Peptidase-B (Pep-B)
A Pep-B apresentou duas bandas com migração anódica, sendo uma banda mais
forte e uma mais fraca (Figura 12), com mobilidades eletroforéticas idênticas à enzima Pep-
B 3/3
de bovinos
Mantiqueira (LARA e CONTEL, 1997). Este padrão foi observado em
todas as amostras, caracterizando condição monomórfica para este loco. Apenas um
trabalho foi encontrado na literatura, que apresenta dados sobre esta enzima em ovinos,
LARA et al. (2004) não encontraram polimorfismo para o loco Pep-B, sugerindo a fixação
do alelo Pep-B
3
nas populações ovinas criadas no Brasil.
3
1
2
3
4
5
6
7
8
2
1
Figura 12. Perfil eletroforético da peptidase-B (Pep-B). Amostras 1, 2, 4, 6 e 8: fenótipo
Pep-B 3/3; amostra 3: padrão bovino fenótipo Pep-B 1/3; amostra 5: padrão
bovino fenótipo Pep-B 2/2 e amostra 7: padrão bovino fenótipo Pep-B 2/3
4.1.5. Fosfogliconato Desidrogenase (PGD)
O perfil eletroforético desta enzima está apresentado na figura 13. A atividade
enzimática de PGD apresentou dois fenótipos, denominados PGD 1/1 e PGD 1/2,
resultantes da presença de dois alelos codominantes: PGD
1
e PGD
2
.
SILVA, R.C. B.
2
1 2 3 4 5 6
1
Figura 13. Perfil eletroforético da PGD. Amostras 1, 2 e 4: fenótipo PGD 1/1; amostras 3 e
6: fenótipo PGD 1/2 e amostra 5: padrão bovino fenótipo PGD 1/1
Nas tabelas 18 e 19 estão apresentadas às estimativas de freqüências gênicas e
genotípicas para o loco PGD. O alelo PGD
1
foi o mais freqüente em todas as populações
investigadas (Tabela 18). Esses resultantes são semelhantes aos observados por. LARA et
al. (2004), cujas freqüências do alelo PGD
1
foram próximas a 1 nas raças Poll Dorset, Ile de
France, Sulffolk, Santa Inês e cruzados. HENKES et al. (1994) estudando ovinos Romney-
Marsh e cruzados Romney-Marsh com Merino Booroola, criados no Rio Grande do Sul,
caracterizaram o loco PGD como monomórfico para as referidas populações.
Tabela 18. Freqüências alélicas estimadas para o loco PGD para as cinco populações ovinas
investigadas
Alelos
População
PGD
1
PGD
2
Barriga Negra 0,95 0,05
Cara Curta 0,86 0,14
Cariri 0,94 0,06
Dorper 0,95 0,05
Morada Nova 0,95 0,05
63
SILVA, R.C. B.
Como pode ser visto na tabela 19, a maioria dos indivíduos foram homozigotos,
predominando o genótipo PGD 1/1 em todas as populações estudadas. A variabilidade
observada foi muito pequena, sendo este loco pouco informativo em estudos de
caracterização de raças ovinas.
Tabela 19. Estimativas de freqüências genotípicas para o loco PGD para as cinco
populações ovinas investigadas
Genótipos
População
PGD 1/1 PGD 1/2 PGD 2/2
Barriga Negra 0,90 0,10 0
Cara Curta 0,72 0,28 0
Cariri 0,88 0,12 0
Dorper 0,90 0,10 0
Morada Nova 0,90 0,10 0
4.1.6. Diaforase-I (DIA-I) e Diaforase-II (DIA-II)
A variabilidade observada para esta enzima foi explicada pela presença de dois locos
autossômicos denominados DIA-I e DIA-II, sendo o loco DIA-II de caráter monomórfico
para todas as populações estudadas. Os resultados obtidos no presente estudo são
concordantes com os dados da literatura uma vez que a enzima DIA-II tem sido descrita
como monomórfica (CEPICA e STRATIL, 1978; HENKES et al., 1993; LARA et al.,
2004).
Para o loco DIA-I foram detectados dois alelos codominantes, denominados DIA-I
S
e
DIA-I
F
, cujos produtos da expressão gênica apresentaram migrações anódicas crescentes. O
perfil eletroforético das isoenzimas diaforase pode ser observado na figura 14.
64
SILVA, R.C. B.
F
1 2 3 4 5 6
S
S
Figura 14. Perfil eletroforético da diaforase-I e diaforase-II. Loco DIA-I: Amostras 1, 3 e 5:
fenótipo DIA-I S/F; amostra 2: fenótipo DIA-I S/S e amostras 4 e 6: fenótipo
DIA-I F/F. Loco DIA-II: Amostras 1, 2, 3, 4, 5 e 6: fenótipo DIA-II S/S
Como pode ser visto na tabela 20, o alelo DIA-I
S
foi o mais freqüente na população
Barriga Negra e, nas demais populações, o alelo DIA-I
F
foi mais freqüente. Dessa forma,
provavelmente o alelo DIA-I
S
é característico para o grupo genético Barriga Negra.
A tabela 21 apresenta as estimativas de freqüências genotípicas para o loco DIA-I.
Observa-se que 52% dos ovinos Barriga Negra eram homozigotos para o genótipo DIA-I
S/S e, apenas 7%, para o genótipo DIA-I F/F enquanto que para o grupo genético Cara
Curta, a maior freqüência observada foi do genótipo DIA-I F/F (0,54) e, a menor, do
genótipo DIA-I S/S (0,03). Tais resultados mostram a diversidade genética específica de
cada grupo genético investigado, sendo esses resultados muito importantes para posteriores
estudos de produção, rusticidade e adaptabilidade.
Tabela 20. Freqüências alélicas estimadas para o loco Diaforase-I para as cinco populações
ovinas investigadas
Alelos
População
DIA-I
S
DIA-I
F
Barriga Negra 0,73 0,27
Cara Curta 0,25 0,75
Cariri 0,36 0,64
Dorper 0,42 0,58
Morada Nova 0,39 0,61
65
SILVA, R.C. B.
Tabela 21. Estimativa de freqüências genotípicas para o loco diaforase-I para as cinco
populações ovinas investigadas
Genótipos
População
DIA-I S/S DIA-I S/F DIA-I F/F
Barriga Negra 0,52 0,41 0,07
Cara Curta 0,03 0,43 0,54
Cariri 0,23 0,25 0,52
Dorper 0,14 0,56 0,30
Morada Nova 0,15 0,48 0,37
4.1.7. Hemoglobina (Hb)
Para esta enzima, três padrões eletroforéticos foram observados: os homozigotos Hb
A/A com uma banda de migração mais lenta e Hb B/B com uma banda de migração mais
rápida e, o heterozigoto Hb A/B com duas bandas de mesma intensidade e com migração
correspondente aos dois homozigotos descritos anteriormente (Figura 15). O polimorfismo
observado para a hemoglobina foi explicado pela presença de um loco autossômico, com
dois alelos codominantes denominados Hb
A
e Hb
B
, cujos produtos gênicos apresentam
migração anódica crescente. Em 2,75% dos indivíduos houve a presença da variante C, que
segundo a literatura, esse tipo de hemoglobina só ocorre em animais em condições anêmicas
(KILGOUR et al., 1990).
C
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11
B
A
.
Figura 15. Perfil eletroforético da hemoglobina. Amostra 1: fenótipo Hb B/B; amostras 2, 3,
5, 6 e 7: fenótipo Hb A/A; amostras 4, 8, 9 e 11: fenótipo Hb A/B e amostra 10:
fenótipo Hb B/C
66
SILVA, R.C. B.
Nas tabelas 22 e 23 estão apresentadas as estimativas de freqüências gênicas e
genotípicas para o loco Hb para a cinco populações ovinas investigadas.
Na tabela 22, observa-se um equilíbrio entre as distribuições dos alelos Hb
A
e H
B
nas
populações nativas em relação à raça exótica Dorper, que apresenta maior concentração do
alelo Hb
A
(0,93). Este fator pode estar relacionado com a seleção que vem sendo empregada
nesses animais, uma vez que estes passam por processos de melhoramento genético.
Observa-se na tabela 23 que o genótipo Hb A/B, apresenta-se em maior proporção nas raças
nativas quando comparados com a raça exótica Dorper e que não há presença do genótipo
Hb
B
para esta raça. As freqüências alélicas estimadas para a raça Dorper diferem daquelas
estimadas por SOTOMAIOR e THOMAZ-SOCCOL (1998) e por HENKES et al. (1993).
Nesses estudos, as freqüências genotípicas de Hb B/B foram superiores em relação ao
genótipo Hb A/A. Considerando que os ovinos investigados anteriormente não pertenciam
ao grupo de raças nativas brasileiras, consideradas adaptadas ao meio tropical, existe a
hipótese de que o alelo Hb
A
possa apresentar vantagens adaptativas, já que na maioria das
populações nativas os indivíduos eram homozigotos para Hb
A
ou heterozigotos.
Há na literatura estudos que sugerem que ovinos homozigotos Hb
A
sejam mais
sensíveis à anemia que os demais, principalmente pelo fato da hemoglobina C estar
relacionada aos indivíduos que possuem o alelo Hb
A
(BLUNT e HUISSMAN, 1975;
TUCKER et al., 1983; KILGOUR et al., 1990).
Tabela 22. Freqüências alélicas estimadas para o loco hemoglobina para as cinco
populações ovinas investigadas
Alelos
População
Hb
A
Hb
B
Barriga Negra
0,59 0,41
Cara Curta
0,55 0,45
Cariri
0,51 0,49
Dorper 0,93 0,07
Morada Nova 0,56 0,44
67
SILVA, R.C. B.
Tabela 23. Estimativas de freqüências genotípicas para o loco hemoglobina para as cinco
populações ovinas investigadas
Genótipos
População
Hb A/A Hb A/B Hb B/B
Barriga Negra 0,27 0,65 0,08
Cara Curta 0,25 0,60 0,15
Cariri 0,18 0,65 0,17
Dorper 0,86 0,14 0
Morada Nova 0,32 0,48 0,20
4.2. Análises de microssatélites
4.2.1. OarCP20
Os resultados das análises de eletroforese dos fragmentos amplificados para o loco
OarCP20 podem ser visualizados na figura 16. Cada alelo mostrou duas bandas fortes de
igual intensidade e duas mais fracas e mais anódicas. No conjunto das cinco populações
estudadas foram encontrados 7 alelos, com tamanho variando de 73 a 85pb. A população
Barriga Negra foi o grupo genético que apresentou o maior número de alelos (Tabela 24).
83
73
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Figura 16. Resultados das análises de eletroforese para o microssatélite OarCP20. Amostras
1, 4 e 10: alelos 73/73pb; amostras 2, 7, 8 e 9: alelos 73/75pb; amostras 3 e 5:
alelos 75/75pb e amostra 6: alelos 75/83pb
68
SILVA, R.C. B.
A distribuição dos diferentes alelos do loco OarCP20 foi distinta entre as populações
investigadas. Como pode ser visto na tabela 24, o alelo 83pb foi o mais freqüente nas
populações Barriga Negra (0,448), Cara Curta (0,30) e Cariri (0,35), podendo ser utilizado
como marcador racial para esses grupos genéticos. Por outro lado, a elevada freqüência do
alelo 73pb na raça Morada Nova (0,375) assemelha-se a encontrada em raças Uruguaias
(0,313-0,344) (TOMASCO et al., 2002), esses resultados podem estar relacionados com o
fato de o Uruguai fazer fronteira com o Brasil através do estado do Rio Grande do Sul, que
já foi grande produtora de lã, dessa forma, a raça Morada Nova poderia provavelmente ter
sofrido influência de cruzamentos de raças Uruguaias.
Tabela 24. Freqüências alélicas estimadas para o microssatélite OarCP20 para as cinco
populações investigadas
Loco Alelos Barriga Negra Cara Curta Cariri Dorper Morada Nova
73 0,2500 0,1500 0,2300 0,2245 0,3750
75 0,1354 0,1700 0,2500 0,2347 0,0521
77 0,1146 0,2100 0,0400 0,4592
0,2813
79 0,0208 0,0300 0,0400 0 0,0104
81 0,0208 0,1400 0,0900 0 0,1354
83 0,4480
0,3000
0,3500
0,0102 0,1458
OarCP20
85 0,0104 0 0 0,0714 0
4.2.2. UWCA46
Os resultados das análises de eletroforese dos fragmentos amplificados para o loco
UWCA46 estão representados na figura 17. Cada alelo mostrou duas bandas fortes de igual
intensidade e duas mais fracas e mais anódicas. No conjunto das cinco populações estudadas
foram detectados 13 alelos. A Cariri foi a população que apresentou o maior número de
alelos (10) e, a Morada Nova, o menor número (5).
69
SILVA, R.C. B.
144
128
1 2 3 4 5 6 7 8
Figura 17. Resultados das análises de eletroforese para o microssatélite UWCA46. Amostra
1: alelos 136/144pb; amostras 2, 5 e 7: alelos 136/138pb; amostra 3:
alelos136/142pb; amostra 4: alelo 136/136pb; amostra 5: alelos 140/144pb;
amostra 6: alelos 136/138pb e amostra 8: alelos 128/142pb
Como pode ser visto na tabela 25, os alelos 128pb e 144pb foram restritos ao grupo
genético Cara Curta, cujas estimativas de freqüências alélicas foram 0,01, 0,01, apesar das
freqüências baixas esses alelos possivelmente podem ser utilizados como marcadores para
esse grupo genético. O alelo 156pb foi identificado apenas na raça Cariri, com freqüência
alélica de 0,03, podendo provavelmente ser utilizado como marcador para esta raça.
O alelo 136pb foi o mais freqüente em todas as raças, embora na raça Morada Nova
este alelo tenha ocorrido numa freqüência maior (0,64) em relação às demais populações
investigadas. Este alelo possivelmente é característico tanto dos ovinos nativos quanto dos
exóticos, podendo ser utilizado como marcador para raças ovinas.
Tabela 25. Freqüências alélicas estimadas para o microssatélite UWCA46 para as cinco
populações ovinas investigadas
Loco
Alelos Barriga Negra Cara Curta Cariri Dorper Morada Nova
128 0 0,01 0 0 0
132 0 0,01 0,02 0 0
136 0,57 0,52 0,43 0,551 0,64
138 0,09 0,12 0,03 0,051 0,15
140 0,04 0,21 0,10 0,153 0,09
UWCA46
142 0,22 0,07 0,03 0,133 0,10
70
SILVA, R.C. B.
144 0 0,01 0 0 0
150 0 0,02 0,06 0,020 0
152 0,01 0 0 0 0,02
154 0,01 0,03 0,19 0,081 0
156 0 0 0,03 0 0
158 0,04 0 0,01 0,010 0
160 0,02 0 0,10 0 0
4.2.3. BM1824
Como pode ser visto na figura 18, cada alelo aparece com duas bandas fortes de
igual intensidade e duas mais fracas e mais anódicas. No conjunto das cinco populações
foram observados 9 alelos. A raça Morada Nova e o grupo genético Barriga Negra
apresentaram o maior número de alelos (8).
173
161
1 2 3 4 5 6 7 8
Figura 18. Resultados das análises de eletroforese para o microssatélite BM1824. Amostras
1 e 2: alelos 161/173pb; amostra 3: alelo 167/167pb; amostra 4: alelos
167/169pb; amostras 5 e 6: alelos 161/167pb; amostra 7: alelos 165/167pb e
amostra 8: alelos 165/161pb
Como podem ser visto na tabela 26, as estimativas de freqüências alélicas para o
microssatélite BM1824 foram distintas entre as cinco populações. O alelo 159pb foi restrito
à raça Cariri (0,01), apesar da baixa freqüência esse alelo possivelmente pode ser utilizado
como marcador para esse grupo genético. O alelo 165pb apresentou maior freqüência nas
populações Cara Curta, Morada Nova e Barriga Negra, cujas estimativas foram 0,44; 0,39 e
71
SILVA, R.C. B.
0,3367, respectivamente, podendo esse alelo possivelmente ser utilizado como marcador
para raças nativas. Vale salientar, ainda, a ausência do alelo 163pb na raça Cariri e a baixa
freqüência deste alelo nas demais populações investigadas, mostrando que provavelmente
esse alelo não pode ser utilizado como marcador para raças ovinas.
Tabela 26. Freqüências alélicas estimadas pa aat2ncias21 BM1824m(rca029cinco(ente ser 54Tc 0.2305 Tw 11480 0 12 811337536335.32 Tm(is popula ov20180021 Tm( )TjETEMC /P3<</MCID 2 >>BDC BT/TT1 1 Tf0 Tc 0 Tw 12 0 0 12 5 0 6022 352.40021 Tm( )TjETEMC /P4<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1)Tj0.0005 Tc -0.0005 Tw 12 0 0 12 58341304 652.4Loco(enteTm( )TjETEMC /P5<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1 Tf12 .06842 458341304 652.4Am(e80021 Tm( )TjETEMC /P6<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1 Tf1276.532 Tc58341304 652.4Barr( Nego nas dem)Tj12 5.5072 258341304 652.4ro nas dem)Tj12 0 02702 58341304 652.4a0021 Tm( )TjETEMC /P7<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1 Tf1250 01 T2 58341304 652.4C(rcaCurta0021 Tm( )TjETEMC /P8<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1 Tf13 0 215 458341304 652.4 raç021 Tm( )TjETEMC /P9<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 1 Tf1 12 0 776458341304 652.4Dorpm(enteas. )TjETEMC /P <</MCID 0 >>BDC BT/TT0 1 Tf1 59.24802 58341304 652.4Mor in No2018 Tm(v)Tj152000104 58341304 652.4a018 Tm(v)Tj1525.5605 58341304 652.4(enteas. )Tj 0 60 1 5 40 0 02 12 .2 10 07998(0f32 0259985 4056 m 12.785 4056 l 12.785 40 0 02 l32 0259985 40 0 02 lf 12.785 40 0 02 82056 0 07998(0fETEMC /P 1<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 259Tj00 073633-0.0.98(v)Tj0.98142.859.570 26335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 0002 T59.570 26335.35018 T0.98(v)Tj0.981T0 830 1T59.570 26335.39018 T0.98(v)Tj0.981T9.35544T59.570 26335.3(enteas. )TjETEMC /P <</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9820.19552 259.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.98213 07nciT59.570 26335.3(enteas. )TjETEMC /P 3<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98282005339259.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0 57011T59.570 26335.3(enteas. )TjETEMC /P 4<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98342.59141T59.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.98340 10994T59.570 26335.3,018 T0.98(v)Tj0.98312.8834iT59.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.9835608019259.570 26335.31018 T0.98(v)Tj0.982 0 6003 T59.570 26335.3(enteas. )TjETEMC /P 5<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9841.06024T59.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.9842008389259.570 26335.3(enteas. )TjETEMC /P 6<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98480 09885T59.570 26335.30018 T0.98(v)Tj0.98495.10732259.570 26335.3(enteas. )Tj 0 60 1 57.540 02 12 .2 10 07998(0f32 025998573068 m 12.78573068 l 12.7857.540 02 l32 02599857.540 02 lf 12.7857.540 02 82056 0 07998(0fETEMC /P 7<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 25Tj034132633-0.0.98(v)Tj0.98142.85 0 84.3335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 007475 0 84.3335.36018 T0.98(v)Tj0.981T0 834955 0 84.3335.31018 T0.98(v)Tj0.981T9.352 05 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P 8<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.532 75 0 84.3335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 0512 35 0 84.3335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.822625 0 84.3335.31018 T0.98(v)Tj0.98209.349 Tc5 0 84.3335.35018 T0.98(v)Tj0.982 0 0 0485 0 84.3335.33018 T0.98(v)Tj0.982200007955 0 84.3335.32018 T0.98(v)Tj0.98225 835425 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P 9<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 15 05 0 84.3335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.672935 0 84.3335.3,018 T0.98(v)Tj0.980834445375 0 84.3335.31018 T0.98(v)Tj0.98288.9605 5 0 84.3335.34018 T0.98(v)Tj0.982 40480325 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P2 <</MCID 0 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 839805 0 84.3335.30,02018 T0.98(v)Tj0.983T9.0 76 5 0 84.3335.39018 T0.98(v)Tj0.98364.625 1<5 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P21<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.5465125 0 84.3335.30,20018 T0.98(v)Tj0.98422003293 5 0 84.3335.34018 T0.98(v)Tj0.98427.75045 0 84.3335.31018 T0.98(v)Tj0.98433.2 787<5 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P2 <</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.5707555 0 84.3335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.2250235 0 84.3335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.99755 0 84.3335.30018 T0.98(v)Tj0.98496.51497c5 0 84.3335.35018 T0.98(v)Tj0.98502.03241T5 0 84.3335.3(enteas. )TjETEMC /P23<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98142.8524.71997335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00747524.71997335.36018 T0.98(v)Tj0.981T0 83495524.71997335.33018 T0.98(v)Tj0.981T9.352 0524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P24<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.532 7524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 0512 3524.71997335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.82262524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98219.349 Tc524.71997335.31018 T0.98(v)Tj0.982 0 0 048524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98220000795524.71997335.32018 T0.98(v)Tj0.98225 83542524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P25<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 15 0524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.67293524.71997335.3,018 T0.98(v)Tj0.98083444537524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.982 8.9605 524.71997335.32018 T0.98(v)Tj0.982 4048032524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P26<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98349.50 00524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98355.0175524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P27<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.545732524.71997335.30,02018 T0.98(v)Tj0.984220025 0524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98427.73263524.71997335.34018 T0.98(v)Tj0.98433.2 007524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P28<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.569975524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.2172 3524.71997335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.9897524.71997335.30018 T0.98(v)Tj0.98496.507193524.71997335.32018 T0.98(v)Tj0.98502.024163524.71997335.3(enteas. )TjETEMC /P29<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 259Tj0T0.98(v)Tj0.98142.8505.7596 35.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00848505.7596 35.36018 T0.98(v)Tj0.981T0 83696505.7596 35.35018 T0.98(v)Tj0.981T9.35544505.7596 35.3(enteas. )TjETEMC /P3 <</MCID 0 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.53668505.7596 35.30018 T0.98(v)Tj0.98212 05516505.7596 35.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.82864505.7596 35.33018 T0.98(v)Tj0.98219.34712505.7596 35.33018 T0.98(v)Tj0.982 0 0 742505.7596 35.367018 0Tj0033-07.02(v)T7.02225 845j0.74.3335.3(enteas. )TjETEMC /P31<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 24Tj0T0.98(v)Tj0.982 0 16505.76028<35.30,44018 0Tj07.02(v)T7.022 40479985j0.74.3335.3(enteas. )TjETEMC /P3 <</MCID 2 >>BDC BT/TT0 25Tj0342393 3-0.0.98(v)Tj0.982 0 84505.76028<35.30,05018 T0.98(v)Tj0.983T9.0 78505.76028<35.39018 T0.98(v)Tj0.98364.62527<505.76028<35.3(enteas. )TjETEMC /P33<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.5465293505.76028<35.30018 T0.98(v)Tj0.98408048276505.76028<35.3,018 T0.98(v)Tj0.98411.25523<505.76028<35.30018 T0.98(v)Tj0.98416.77272505.76028<35.39018 T0.98(v)Tj0.984220033093505.76028<35.31018 T0.98(v)Tj0.98427.75056505.76028<35.38018 T0.98(v)Tj0.98433.2 804505.76028<35.3(enteas. )TjETEMC /P34<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.570773<505.76028<35.30,39018 0Tj0033-07.02(v)T7.02502.019995j0.74.3335.3(enteas. )TjETEMC /P35<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 25Tj034032633-0.0.98(v)Tj0.98142.8486 0 029335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00747486 0 029335.36018 T0.98(v)Tj0.981T0 83495486 0 029335.37018 T0.98(v)Tj0.981T9.352 0486 0 029335.3(enteas. )TjETEMC /P36<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.532 7486 0 029335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 0512 3486 0 029335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.82262486 0 029335.33018 T0.98(v)Tj0.98219.349 Tc486 0 029335.31018 T0.98(v)Tj0.982 0 0 048486 0 029335.36018 T0.98(v)Tj0.98220000795486 0 029335.33018 T0.98(v)Tj0.98225 83542486 0 029335.3(enteas. )TjETEMC /P37<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 15 0486 0 029335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.67293486 0 029335.3,018 T0.98(v)Tj0.98083444537486 0 029335.32018 T0.98(v)Tj0.982 8.9605 486 0 029335.34018 T0.98(v)Tj0.982 4048032486 0 029335.3(enteas. )TjETEMC /P38<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 83980486 0 029335.30,35018 T0.98(v)Tj0.983T9.0 76 486 0 029335.31018 0Tj0033-07.02(v)T7.02364.62491.78027335.3(enteas. )TjETEMC /P39<</MCID 2 >>BDC BT/TT0 25Tj0T0.98(v)Tj0.9840.545999486 0 029335.30,24018 T0.98(v)Tj0.9842200278486 0 029335.349018 0Tj07.02(v)T7.02433.25998491.78027335.3(enteas. )TjETEMC /P4 <</MCID 0 >>BDC BT/TT0 24Tj0T0.98(v)Tj0.9848.570001486 0 029335.30,18(enteas. )TjETEMC /P41<</MCID 2 >>BDC BT/34032633-0.0.98(v)Tj0.98142.79999467.78082335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00605467.78082335.36018 T0.98(v)Tj0.981T0 83255467.78082335.39018 T0.98(v)Tj0.981T9.34889467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P4 <</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.52795467.78082335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 04425467.78082335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.815 7467.78082335.30018 T0.98(v)Tj0.98219.30086467.78082335.36018 T0.98(v)Tj0.982 0 79106467.78082335.31018 T0.98(v)Tj0.98220000737467.78082335.32018 T0.98(v)Tj0.98225 82367467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P43<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 1425467.78082335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.6585467.78082335.3,018 T0.98(v)Tj0.9808344301467.78082335.30018 T0.98(v)Tj0.982 8.94641467.78082335.36018 T0.98(v)Tj0.982 4046271467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P44<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 82104467.78082335.30,13018 T0.98(v)Tj0.983T9.08417467.78082335.39018 T0.98(v)Tj0.98364.6 046467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P45<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.54393 467.78082335.30,19018 T0.98(v)Tj0.9842200 241467.78082335.33018 T0.98(v)Tj0.98427.7187467.78082335.39018 T0.98(v)Tj0.98433.23502467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P46<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.567352467.78082335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.18982467.78082335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.96112467.78082335.32018 T0.98(v)Tj0.98496047743 467.78082335.31018 T0.98(v)Tj0.98512.99373 467.78082335.3(enteas. )TjETEMC /P47<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98142.79999440 8205335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00605440 8205335.37018 T0.98(v)Tj0.981T0 83255440 8205335.31018 T0.98(v)Tj0.981T9.34889440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P48<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.52795440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 04425440 8205335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.815 7440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.98219.30086440 8205335.33018 T0.98(v)Tj0.982 0 79106440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.98220000737440 8205335.36018 T0.98(v)Tj0.98225 82367440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P49<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 1425440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.6585440 8205335.3,018 T0.98(v)Tj0.9808344301440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.982 8.94641440 8205335.32018 T0.98(v)Tj0.982 4046271440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P5 <</MCID 0 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 82104440 8205335.30,13018 T0.98(v)Tj0.983T9.08417440 8205335.39018 T0.98(v)Tj0.98364.6 046440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P51<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.54393 440 8205335.30,06018 T0.98(v)Tj0.9842200 241440 8205335.31018 T0.98(v)Tj0.98427.7187440 8205335.32018 T0.98(v)Tj0.98433.23502440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P5 <</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.567352440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.18982440 8205335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.96112440 8205335.30018 T0.98(v)Tj0.98496047743 440 8205335.33018 T0.98(v)Tj0.98512.99373 440 8205335.3(enteas. )TjETEMC /P53<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98142.79999420 86017335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 00605420 86017335.37018 T0.98(v)Tj0.981T0 83255420 86017335.33018 T0.98(v)Tj0.981T9.34889420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P54<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98195.52795420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.98212 04425420 86017335.3,018 T0.98(v)Tj0.98003.815 7420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.98219.30086420 86017335.34018 T0.98(v)Tj0.982 0 79106420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.98220000737420 86017335.38018 T0.98(v)Tj0.98225 82367420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P55<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 1425420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.982 0.6585420 86017335.3,018 T0.98(v)Tj0.9808344301420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.982 8.94641420 86017335.38018 T0.98(v)Tj0.982 4046271420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P56<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.982 0 82104420 86017335.30,27018 T0.98(v)Tj0.983T9.08417420 86017335.33018 T0.98(v)Tj0.98364.6 046420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P57<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9840.54393 420 86017335.30,18018 T0.98(v)Tj0.9842200 241420 86017335.33018 T0.98(v)Tj0.98427.7187420 86017335.37018 T0.98(v)Tj0.98433.23502420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P58<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.567352420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.18982420 86017335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.96112420 86017335.30018 T0.98(v)Tj0.98496047743 420 86017335.39018 T0.98(v)Tj0.98512.99373 420 86017335.3(enteas. )TjETEMC /P59<</MCID 2 >>BDC BT/-0.0002Tcv)TTw 12(v)Tj2 85.08P561 8604135.3BM1824(enteas. )TjETEMC /P6 <</MCID 0 >>BDC BT/0.00259<Tcv3.29379TTw 10.98(v)Tj0.98142.84j0.9003335.31018 T0.98(v)Tj0.98140 008484j0.9003335.37018 T0.98(v)Tj0.981T0 836964j0.9003335.35018 T0.98(v)Tj0.981T9.355444j0.9003335.3(enteas. )TjETEMC /P61<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98198.294754j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.98213.813234j0.9003335.3,018 T0.98(v)Tj0.98006.586724j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.98212.105194j0.9003335.35018 T0.98(v)Tj0.98217.565484j0.9003335.31018 T0.98(v)Tj0.98223.083954j0.9003335.3(enteas. )TjETEMC /P6 <</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9828.5063964j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.982 7.582444j0.9003335.3(enteas. )TjETEMC /P63<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98349.512794j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.98355.00 264j0.9003335.3(enteas. )TjETEMC /P64<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.98415.320074j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.984200838554j0.9003335.3(enteas. )TjETEMC /P65<</MCID 2 >>BDC BT/T0.98(v)Tj0.9848.5698594j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.98488.217074j0.9003335.3,018 T0.98(v)Tj0.98490.990554j0.9003335.30018 T0.98(v)Tj0.984960509034j0.9003335.33018 T0.98(v)Tj0.9851.502 014j0.9003335.3(enteas. )Tj82.96 01412.6 00148.96 010.48 01re/T32.64412.6 001 0 060.48 01re/T71.42412.6 00178.6 0010.48 01re/250.73999412.6 00168.220.48 01re/319567999412.6 00160 1 0010.48 01re/385.5412.6 00160 050.48 01re/451.5412.6 00182.840.48 01re/ETEMC /P66<</MCID /CS0 cs B(v)T scn 0 >>BDC BT/0Tcv)TTw 12(v)Tj2 85.08P390.5603335.3(enteas. )TjETEMC /P67<</MCID 2 >>BDC BT/T2(v)Tj2 85.08P362.96 27335.3(enteas. )TjETEMC /P68<</MCID 0 g 2 >>BD1 BT/0.000533c -0.000533w 12(v)Tj2 85.08P330 0403335.34.3. Equilíbrio de Hard018 T2(v)Tj2 204 14845P330 0403335.3y-Weinberg018 T2(v)Tj2 264.802 7P330 0403335.3(enteas. )TjETEMC /P69<</MCID 2 >>BD1 BT/0Tcv)TTw 12(v)Tj2 85.08P307.76038335.3(ente>BDC BT/0.0006Tcv) 0694TTw 12(v)Tj2 121.08P307.76038335.3Na tabela 2018 T2(v)Tj2 177.40488P307.76038335.37018 T2(v)Tj2 183440482P307.76038335.3(estão018 T2(v)Tj2 212.87323307.76038335.3(apresenta018 0.00011Tcv) 0686Tw 12(v)Tj2 261 0601 07.76038335.3dos os resultados dos testes(ente-0.0004Tcv) 0687Tw 12(v)Tj2 399.54002 07.76038335.3de equilíbrio genético para 018 0.0005Tcv) 088533w 12(v)Tj2 85.08P2 0.16034335.3cada loco polim018 T2(v)Tj2 163.851062 0.16034335.3órfico investigado nas cincente-0.00031Tcv) 08881Tw 12(v)Tj2 29601 008P2 0.16034335.3o populações. Quando todos os locos (Hb, EM,(ente-0.0002Tcv) 0602Tw 12(v)Tj2 85.08P252.5603335.3Tf, PGD, DIA-I, CP20, UWCA46e BM1824) foram018 T2(v)Tj2 343.57253P252.5603335.3 018 0.0004Tcv) 05659Tw 12(v)Tj2 347 05008P252.5603335.3considerados na análise, o teste exato 018 0.0002Tcv) 0248Tw 12(v)Tj2 85.08P224.96 27335.3de Fisher revelou que as populaçõ018 0.00031Tcv) 02341Tw 12(v)Tj2 250.25999224.96 27335.3es(Barriga Negra, Cara Curta 018 0.0247Tw 12(v)Tj2 394.37993224.96 27335.3e Cariri não se encontravam018 T2(v)Tj2 530.1954224.96 27335.3 018 0.2056Tw 12(v)Tj2 85.07982197.36 23335.3em equilíbrio segundo o teorem018 T2(v)Tj2 247.61194T197.36 23335.3a de 018 0.2047Tw 12(v)Tj2 2 0.21983T197.36 23335.3Hardy-Weinberg, (P=0,001, P=0,0215e P=0,0015, 018 0.41969Tw 12(v)Tj2 85.07982169.7601935.3respectivam018 T2(v)Tj2 143.0069169.7601935.3ente). Para as populações(Dorper e Morada Nova, os desvios entre as 018 0.02969Tw 12(v)Tj2 85.07982142.1601635.3proporções(genotípicas observada018 0.00011Tcv) 03191Tw 12(v)Tj2 248.51976142.1601635.3s e esperadas pelo teorem018 T2(v)Tj2 37.56165<142.1601635.3a deente-0.0005Tcv) 03551Tw 12(v)Tj2 39.569975<142.1601635.3 Hardy-Weinberg não fora018 T2(v)Tj2 520086139<142.1601635.3m 018 0.0004Tcv-0.0016Tw 12(v)Tj2 85.07964114.560j2 35.3significativos (P=0,2357e P=0,4544, respectivam018 T2(v)Tj2 324.988853114.560j2 35.3ente). enteas. )TjArtifactTEMType /Pagination /BBox [85.08P35.03613 530.1 0150086432 ]/Attached [/Bottom ]</MCID /OC MC 0 MCID 2 >>BDC BT/0Tcv)TTw 12(v)Tj2 85.08P38.78 27335.3(enteas.2 >>BDC BT/T2(v)Tj2 51801 008P38.70 21335.372enteas. )Tj
SILVA, R.C. B.
Para o grupo genético Barriga Negra os resultados obtidos foram devidos ao excesso
de heterozigotos no loco da hemoglobina (P = 0,0085) e déficit de heterozigotos nos locos
OarCP20 (P = 0,0057) e BM1824 (P = <10
-4
). O valor de F
IS,
estimado para o loco Hb (-
0,338), assim como, os valores altos e positivos de F
IS
estimados para os locos OarCP20 e
BM1824 (0,212 e 0,252, respectivamente) foram concordantes com a hipótese aceita, que
sugere excesso e déficit de heterozigotos para os referidos locos.
Para o grupo genético Cara Curta, os resultados foram devidos aos excessos de
heterozigotos observados nos locos da hemoglobina (P = 0,0317) e da transferrina (P =
0,0280). Os valores de F
IS
para esses locos (-0,204 e -0,121, respectivamente) foram
concordantes, sugerindo níveis baixos de homozigoses. Além disso, a não aderência das
proporções genotípicas observadas às esperadas foi devida ao déficit de heterozigotos para
os locos UWCA46 (P = 0,0090) e BM1824 (P = 0,0524). Os valores de F
IS
para esses locos
(-0,043 e 0,119, respectivamente) foram concordantes, sugerindo um alto grau de
homozigose para esses locos.
Para a raça Cariri, também foi verificado um desvio significativo entre as proporções
genotípicas observadas e teóricas para o loco da hemoglobina (P = 0,0217), sugerindo
excesso de heterozigotos. O valor de F
IS
para esse loco (-0,293) foi também concordante,
sugerindo nível baixo de homozigose. Ainda nesta raça, foi verificado um desvio
significativo entre as proporções genotípicas observadas e teóricas para o loco DIA-I (P =
0,0004). O valor alto e positivo de F
IS
(0,463) para esse loco foi também concordante com a
hipótese aceita, que sugere déficit de heterozigotos. Os valores de F
IS
estimados para os
locos Hb, Tf, DIA-I, CP20, UWCA46 e BM1824 sustentam as hipóteses tanto para déficit
como para excesso de heterozigotos, uma vez que valores elevados e positivos sugerem
excesso de homozigotos e valores elevados e negativos, excesso de heterozigotos.
O excesso de heterozigotos para as populações nativas provavelmente é devido aos
cruzamentos entre os grupos raciais.
73
SILVA, R.C. B.
Para a raça Dorper os locos UWCA46 (P = 0,0397) e BM1824 (P = 0,0084) não
apresentaram em equilíbrio genético, cujos valores de F
IS
foram pequenos e positivos (0,093
e 0,158, respectivamente), sugerindo déficit de heterozigotos nos referidos locos. Esse
resultado também foi observado na raça Morada Nova, em relação ao loco UWCA46 (P =
0,0274), provavelmente devido à seleção que vem sendo feita nessa raça. No entanto, o teste
exato de Fisher revelou que ambas as raças encontravam-se em equilíbrio genético quando
todos os locos foram considerados na análise.
Tabela 27. Teste de equilíbrio de Hardy-Weinberg em cinco populações de ovinos
Número de Animais Teste exato de Fisher
População Loco
Homozigoto
Obs. Esp.
Heterozigoto
Obs. Esp.
F
IS
Déficit
Heterozigoto
Excesso
Heterozigoto
Geral
Hb 21 (30,76) 39 (29,23) -0,338 Ns 0,0085 0,0149
EM 28 (30,96) 32 (29,04) -0,103 Ns ns ns
TF 26 (27,93) 26 (24,07) -0,081 Ns ns ns
PGD 54 (54,25) 6 (5,75) -0,044 Ns ns ns
DIA-I 35 (35,87) 25 (24,12) -0,037 Ns ns ns
OarCP20 21 (13,83) 27 (34,17) 0,212 0,0057 ns 0,0084
UWCA46 20 (18,95) 30 (31,05) 0,034 Ns ns ns
BM1824 21 (11,67) 28 (37,33) 0,252 <10
-4
ns 0,0002
Barriga
Negra
Todos P=0,0010
Hb 24 (30,05) 36 (29,94) -0,204 Ns 0,0317 ns
EM 31 (30,43) 29 (29,57) 0,019 Ns ns ns
TF 17 (21,49) 42 (37,50) -0,121 Ns 0,0280 ns
PGD 43 (45,28) 17 (14,71 -0,157 Ns ns ns
DIA-I 34 37,31 26 (22,69) -0,147 Ns ns ns
OarCP20 10 (9,89) 40 (40,10) 0,003 Ns ns 0,0039
UWCA46 15 (16,43) 35 (33,56) -0,043 0,0090 ns Ns
BM1824 18 (13,71) 32 (36,28) 0,119 0,0524 ns
Cara curta
Todos P=0,0215
Hb 21 (29,75) 39 (30,24) -0,293 Ns 0,0217 0,0375
EM 43 (45,28) 17 (14,71) -0,157 Ns ns ns
TF 40 (40,69) 10 (9,30) -0,076 Ns ns ns
Cariri
PGD 53 (53,35) 7 (6,65) -0,054 Ns ns ns
74
SILVA, R.C. B.
DIA-I 45 (32,17) 15 (27,82) 0,463 0,0004 ns 0,0005
OarCP20 12 (12,08) 38 (37,92) -0,002 Ns ns ns
UWCA46 16 (12,01) 34 (37,99) 0,106 Ns ns 0,0120
BM1824 11 (13,93) 39 (36,07) -0,082 Ns ns ns
Todos P=0,0015
Hb 43 (43,42) 7 (6,58) -0,065 Ns ns ns
EM 43 (43,42) 7 (6,58) -0,065 Ns ns ns
TF 8 (8,16) 26 (25,84) -0,006 Ns ns ns
PGD 45 (45,20) 5 (4,80) -0,043 Ns ns ns
DIA-I 22 (25,39) 28 (24,60) -0,140 Ns ns ns
OarCP20 15 (15,41) 34 (33,59) -0,012 Ns ns ns
UWCA46 20 (17,04) 29 (31,96) 0,093 0,0397 ns 0,0054
BM1824 15 (8,68) 34 (40,32) 0,158 0,0084 ns ns
Dorper
Todos P=0,2357
Hb 31 (29,67) 28 (29,33) 0,046 Ns ns ns
EM 26 (29,25) 33 (29,75) -0,110 Ns ns ns
TF 18 (19,48) 40 (38,52) -0,039 Ns ns ns
PGD 53 (53,25) 6 (5,74) -0,045 Ns ns ns
DIA-I 31 (30,69) 28 (28,31) 0,011 Ns ns ns
OarCP20 10 (12,21) 38 (35,79) -0,062 Ns ns ns
UWCA46 30 (22,25) 20 (27,74) 0,281 0,0274 ns ns
BM1824 18 (11,68) 32 (38,31) 0,166 Ns ns ns
Morada
Nova
Todos P=0,4544
ns = não significativo (P>0,05)
4.4. Índice de Diversidade
A tabela 28 apresenta os valores de proporção de locos polimórficos (P), número
médio de alelos por locos polimórficos (Ap) e Proporção de alelos contidos em cada
população (P
A
) para as cinco populações ovinas estudadas. Dos onze locos investigados no
presente estudo, oito apresentaram-se polimórficos. A porcentagem de locos polimórficos
foi de 73% (alelo mais freqüente com freqüência igual ou superior a 99%), nas cinco
populações estudadas. Esse critério foi sugerido por NEI (1987) para situações em que o
tamanho da amostra é superior a 50 indivíduos.
75
SILVA, R.C. B.
Com relação aos valores P
A,
as maiores estimativas foram obtidas para as populações
nativas (Barriga Negra, Cara Curta e Cariri), cujos valores foram 86,36%; 84,10% e
84,10%, respectivamente, sugerindo maior variabilidade genética para essas populações em
relação às raças Dorper e Morada Nova, cujos valores de P
A
foram 77,27% e 72,27%,
respectivamente, provavelmente devido a intensa seleção que vem sendo feita nessas duas
raças principalmente na raça Dorper.
Tabela 28. Proporção de locos polimórficos (P), número médio de alelos por locos
polimórficos (Ap) e proporção de alelos contidos em cada população (P
A
) para
as cinco populações ovinas com base na variação observada em oito locos de
proteínas e três microssatélites
População N° de animais P (%) Ap P
A
(%)
Cara Curta 60 73 3,36 84,10
Dorper 50 73 3,09
77,27
Cariri 60 73 3,36 84,10
Barriga Negra 60 73 3,45
86,36
Morada Nova 59 73 3,09
77,27
Com relação ao Ap, pode-se observar que os maiores valores foram estimados para
as populações nativas (Barriga Negra, Cara Curta e Cariri), variando de 3,45 (Barriga
Negra) a 3,36 (Cara Curta e Cariri), sugerindo que essas populações ainda mantêm um pool
gênico que as tornam capazes de sobreviver às condições adversas do semi-árido nordestino.
Os menores valores de Ap foram observados para as raças Dorper (3,09) e Morada Nova
(3,09), provavelmente porque essas raças, principalmente a Dorper, vêm sendo submetidas a
processos de seleção artificial e isso, possivelmente estaria diminuindo a variabilidade
genética e conseqüentemente fixando determinados alelos.
A heterozigosidade de um marcador é a probabilidade de um indivíduo ser
heterozigoto para o loco marcador e depende do número de alelos e da freqüência do mesmo
76
SILVA, R.C. B.
na população. Segundo SUSOL et al. (2000), valores para heterozigosidade acima de 70%
são considerados muito informativos, cujas estimativas são consideradas muito eficientes
em estudos de variabilidade intra-populacional.
Na tabela 29 estão apresentados os valores de heterozigosidade observada H(o) e
esperada H(e), índices de fixação (F) e conteúdo de informação polimórfica (PIC). Na
população Barriga Negra, todos os locos apresentaram valores de H(o) inferiores a 0,70,
sendo PGD o loco menos informativo. Já nas demais populações alguns locos apresentaram
valores Ho igual ou superiores a 0,70, destacando os locos Tf, OarCP20 e UWCA46 (Cara
Curta), OarCP20 e BM1824 (Cariri), Tf (Dorper) e OarCP20 (Morada Nova).
Em geral, as estimativas de heterozigosidade observada H(o) foram maiores em
relação às esperadas H(e). Os valores de H(o) variaram de 0,100 (Dorper e Barriga Negra) a
0,800 (Cara Curta) enquanto que H(e), de 0,096 (Dorper e Barriga Negra) a 0,8230
(Dorper).
Com relação aos índices de fixação, pode-se observar que na maioria dos locos os
valores de F foram negativos. Os valores de F negativo poderiam indicar excesso de
heterozigotos, embora esse parâmetro esteja intimamente relacionado com o tamanho da
amostra, número de locos investigados, freqüências alélicas, etc. Devido a estes fatores, o
índice de fixação foi interpretado em conjunto com os resultados do teste de equilíbrio
genético, apresentado anteriormente (Tabela 27).
Como podem ser visto na tabela 29, os maiores valores de PIC foram estimados para
locos que apresentaram os maiores valores de H(o) e H(e). Nas cinco populações
investigadas, os marcadores de DNA (OarCP20, UWCA46 e BM1824) apresentaram
valores de PIC superiores a 0,50. Resultados semelhantes foram observados para o
marcador de proteína (Tf) nas populações Cara Curta, Dorper e Morada Nova, sendo esses
locos os mais eficientes para quantificar a variabilidade existente dentro das referidas
populações.
77
SILVA, R.C. B.
Tabela 29. Valores da heterozigosidade observada (Ho) e esperada (He), índice de fixação
médio (F) e conteúdo de informação polimórfica (PIC) estimados com base em
cinco locos de proteínas e três microssatélites
População Marcador H(o) H(e) F PIC
Tf 0,500 0,463 - 0,080 0,410
EM 0,533 0,484 - 0,101 0,365
PGD
0,100 0,096 - 0,042 0,090
DIA-I
0,417 0,402 - 0,037 0,319
Hb
0,650 0,487 - 0,335 0,366
OarCP20
0,563 0,712 0,209 0,662
UWCA46
0,600 0,621 0,034 0,574
Barriga Negra
BM1824 0,571 0,762 0,250 0,717
Tf 0,712
0,636 - 0,119 0,574
EM 0,483 0,493 0,020 0,369
PGD 0,283 0,245 - 0,155 0,214
DIA-I
0,433 0,378 - 0,145 0,305
Hb 0,600 0,499 - 0,202 0,372
OarCP20 0,800
0,802 0,002 0,763
UWCA46 0,700
0,671 -0,043 0,627
Cara Curta
BM1824 0,640 0,726 0,118 0,680
Tf 0,200 0,186 - 0,075 0,175
EM 0,283 0,245 - 0,155 0,214
PGD 0,117 0,111 - 0,054 0,104
DIA-I
0,250 0,464 0,461 0,354
Hb 0,650 0,504 - 0,290 0,375
OarCP20 0,760
0,758 -0,002 0,710
UWCA46 0,680 0,760 0,105 0,727
Cariri
BM1824 0,780
0,721 -0,082 0,667
Tf 0,765 0,760 - 0,006 0,702
EM 0,140 0,132 - 0,061 0,122
PGD 0,100 0,096 - 0,042 0,090
DIA-I
0,560 0,492 - 0,138 0,369
Hb 0,140 0,132 - 0,061 0,122
OarCP20 0,694 0,685 -0,013 0,625
UWCA46 0,592 0,652 0,092 0,613
Dorper
BM1824 0,694 0,823 0,156 0,788
Morada Nova
Tf 0,690 0,664 - 0,039 0,601
78
SILVA, R.C. B.
EM 0,559 0,504 - 0,109 0,375
PGD 0,102 0,097 - 0,052 0,092
DIA-I
0,475 0,480 0,010 0,363
Hb 0,475 0,497 0,044 0,371
OarCP20 0,792
0,746 -0,061 0,696
UWCA46 0,400 0,555 0,279 0,515
BM1824 0,640 0,766 0,164 0,727
Os valores de heterozigosidade e Conteúdo de Informação Polimórfica (PIC)
refletem o polimorfismo do marcador nas populações estudadas. Segundo a literatura,
valores de (PIC) superiores a 0,5 podem ser considerados muito informativos, entre 0,25 e
0,5 medianamente e inferiores a 0,25, pouco informativos para estimativas de variabilidade
intra-populacional. .
Na tabela 30 estão apresentadas os valores médios de PIC e probabilidades de
exclusão (Excl-1 e Excl-2) estimados com base em oito locos de proteínas e três
microssatélites para as cinco populações ovinas.
Observa-se que os locos investigados no presente estudo, em geral, apresentaram um
alto grau de polimorfismo, sendo o maior valor observado para o grupo genético Cara Curta
(0,355) e, o menor valor, para a raça Cariri (0,302), esses resultados mostram a eficiência
desses locos nos estudos de caracterização genética.
De acordo com GÜNDEL e REETZ (1981) e JAMIESON (1994) a probabilidade de
detecção de falso parentesco depende do número de locos investigados, do número de alelos
por loco e das freqüências dos mesmos na raça ou população, a qual o animal pertence. No
presente estudo, as probabilidades de exclusão, quando apenas um parental foi considerado
(Excl1) na análise, variaram de 77,60% (Barriga Negra) a 83,90% (Cara Curta). No entanto,
esses valores aumentaram quando ambos parentais foram considerados (Excl2) na análise,
sendo estimados valores que variaram de 94,00% (Barriga Negra) a 96,40% (Cara Curta).
79
SILVA, R.C. B.
Esses valores foram superiores aos estimados por LARA et al. (2004), quando analisaram
apenas locos de proteínas em ovinos das raças Suffolk, Ile de France, Poll Dorset e Santa
Inês, cujas probabilidades de exclusões foram 76,9; 68,0; 61,3 e 84,8% respectivamente. Os
resultados obtidos no presente estudo demonstram que o conjunto de marcadores
investigados foi eficiente, podendo ser considerado muito informativo para a identificação e
investigação de paternidade de ovinos dos grupos raciais Barriga Negra e Cara Curta e, para
as raças Cariri, Dorper e Morada Nova. No entanto, a substituição de alguns locos de
proteínas por outros marcadores, que possam revelar índices maiores de variabilidade intra-
populacional, permitiria aumentar a eficiência das análises de identificação genética para
100%, reduzindo o número de locos em estudos de caracterização genética e na investigação
de paternidade para as referidas raças.
Tabela 30. Estimativas de índice do conteúdo de informação polimórfica (PIC) e
probabilidades de exclusão Excl (1) e Excl (2) obtidas com base em oito locos
de proteínas e três microssatélites para as cinco populações ovinas
População PIC Excl1 Excl2
Cara Curta 0,355
0,839
0,964
Dorper 0,312 0,823 0,958
Cariri 0,302
0,791 0,944
Barriga Negra 0,319 0,776
0,940
Morada Nova 0,340 0,820 0,955
Excl (1) – quando apenas um parental for considerado na investigação de paternidade,
Excl (2) - quando ambos parentais forem considerados na investigação de paternidade
Na tabela 31 estão apresentados os valores de PIC, H(o), H(e) e probabilidades de
exclusão Excl (1) e Excl (2) para os onze locos investigados.
Com relação ao PIC, os locos Tf, OarCP20, UWCA46 e BM1824 apresentaram
valores superiores a 0,50, podendo ser considerados os mais informativos para o conjunto
das cinco populações investigadas. Em oposição, os locos Hb, EM e DIA-I revelaram pouca
80
SILVA, R.C. B.
variabilidade, sendo considerados medianamente informativos e, PGD, o loco de menor
informação sobre a variabilidade intra-populacional. Esses resultados complementam as
estimativas de heterozigosidade, refletindo a eficiência de cada marcador e do conjunto,
cujas probabilidades de exclusão foram iguais a 86,30% (Excl1) e 97,20% (Excl2).
Tabela 31. Locos estudados, número de alelos detectados, média de alelos por loco,
conteúdo de informação polimórfica (PIC), heterozigosidade esperada (He) e
observada (Ho)
Locos
Número de
alelos
PIC H
E
H
0
Excl (1)
Excl (2)
HB
2 0,361 0,473 0,516 0,112 0,180
Pep-B
1 0 0 0 0 0
EM
2 0,338 0,432 0,408 0,093 0,169
Tf
4 0,541 0,589 0,569 0,187 0,351
PGD
2 0,123
0,132
0,142
0,009
0,062
DIA-I
2 0,370 0,491 0,422 0,120 0,185
DIA-II
1 0 0 0 0 0
Alb
1 0 0 0 0 0
OarCP20
7 0,761 0,795 0,722
0,412 0,590
UWCA46
13 0,643 0,668 0,594 0,282 0,471
BM1824
9 0,774
0,803
0,665 0,435
0,612
Média
4 0,356 0,398 0,367 0,863 0,972
Excl (1) – quando apenas um parental for considerado na investigação de paternidade,
Excl (2) - quando ambos parentais forem considerados na investigação de paternidade
4.5. Análise da diversidade em populações subdivididas
A análise de diversidade de NEI (1973), que considera a subdivisão nas populações,
foi realizada com base nas informações referentes aos onze locos, cujos resultados estão
apresentados na tabela 32. Em média, a divergência entre as cinco populações foi de 8,10%.
Este resultado reflete que 8,10% da diversidade total decorrem de diferenças na distribuição
81
SILVA, R.C. B.
dos alelos entre as populações, e, 91,90%, em virtude da variabilidade existente dentro das
populações.
A pequena proporção da variação genética devido às diferenças entre populações
resulta das pequenas alterações nas freqüências alélicas, provavelmente causadas pelo baixo
número de animais destinados à reprodução e pelos cruzamentos dirigidos em cada raça.
Dessa forma, a maior parte da diversidade genética observada foi devido a diferenças intra-
populacionais. Tais resultados poderiam sugerir a existência de deriva genética ou efeitos de
seleção entre as populações, principalmente para os grupos raciais Barriga Negra, Cara
Curta e Cariri, os quais não se encontravam em desequilíbrio segundo Hardy-Weinberg
(Tabela 27).
Como pode ser visto na tabela 32, a grande variabilidade que os valores de G
ST
por
locos podem assumir evidenciando a importância da análise de um grande número de locos
para uma correta estimativa de diferenciação genética inter e intra-populacional.
Os marcadores que mais contribuíram nas estimativas de diferenciação (G
ST
) entre as
populações analisadas foram os locos EM (0,1346), Tf (0,1096), DIA-I (0,1031) e Hb
(0,1007). Em oposição, os locos polimórficos PGD, OarCP20, UWCA46 e BM1824, por
apresentarem um padrão semelhante na distribuição dos alelos nas diferentes populações,
foram os que menos contribuíram para as estimativas de diferenciação.
Tabela 32. Estimativas de H
T
, H
S
e G
ST
para os cinco locos de proteínas e três
microssatélites
Índice de Diversidade de NEI
Locos
H
T
H
S
G
ST
Hb
0,4673 0,4202 0,1007
EM
0,4257 0,3684 0,1346
Tf
0,6020 0,5360 0,1096
PGD
0,1302
0,1276
0,0199
82
SILVA, R.C. B.
DIA-I
0,4898 0,4393 0,1031
OarCP20
0,7927 0,7331 0,0753
UWCA46
0,6668 0,6453 0,0322
BM1824
0,8020
0,7519
0,0623
Todos
0,3979 0,3656 0,0810
4.6. Estimativa da distância genética
Com base nas freqüências gênicas estimadas para as cinco populações ovinas, foi
possível calcular as distâncias genéticas padrões (D
A
) e as corrigidas para pequenas
amostras (D
S
). As estimativas foram obtidas para todos os pares de populações investigadas.
Na tabela 33 estão apresentados os valores de D
A
e D
S
que foram estimadas com o
emprego do programa DISPAN (KUMAR et al., 1993), segundo as metodologias de NEI
(1972 e 1978), respectivamente. Em geral, as distâncias genéticas padrão (D
A
) foram
superiores às distâncias corrigidas (D
S
).
As menores divergências foram observadas entre as populações Morada Nova e Cara
Curta, cujas estimativas de D
A
e
D
S
foram 0,0084 e 0,0219, respectivamente. Esses baixos
valores podem ser explicados pelos possíveis cruzamentos entre grupos, uma vez que esses
animais são criados juntos.
Em oposição, os maiores valores de distância foram estimados para pares em que
uma das populações era formada por ovinos nativos, e a outra, de origem africana, sendo as
maiores distâncias (D
A
e D
S
) estimadas entre os pares de populações: Barriga Negra e
Dorper (0,0883 e 0,0733, respectivamente); Cariri e Dorper (0,0849 e 0,0867,
respectivamente). Estes resultados eram esperados, pois a raça Dorper tem origem africana,
diferindo das populações nativas que têm origem ibérica trazidas pelos colonizadores
portugueses e espanhóis.
83
SILVA, R.C. B.
Tabela 33. Estimativa da distância genética entre as cinco populações ovinas investigadas,
pelo método de NEI (1972 e 1978), a partir das freqüências gênicas para os
cinco locos de proteínas e três microssatélites. A distância genética padrão
(D
A
) de NEI (1972) está representada acima da diagonal e, a distância corrigida
para amostras pequenas, (NEI, 1978) abaixo da diagonal
Cara curta Dorper Cariri Barriga negra Morada nova
Cara curta -- 0,0671 0,0444 0,0384 0,0084
Dorper 0,0624 -- 0,0849
0,0883
0,0623
Cariri 0,0516 0,0867
-- 0,0480 0,0635
Barriga negra 0,0347 0,0733 0,0544 -- 0,0297
Morada nova 0,0219
0,0608 0,0712 0,0289 --
4.7. Análise de Grupamento (Clusters)
O dendrograma gerado pelo método UPGMA a partir das distâncias genéticas de
NEI (1972), calculadas com base nas freqüências alélicas, estimadas para cinco locos de
proteínas e três microssatélites, apresentou dois clusters principais: um agrupando todas as
populações nativas e o outro, os rebanhos Dorper (Figura 19).
No primeiro cluster, pode-se observar as populações Cara Curta e Morada Nova
mais próximas, tal resultado pode estar refletindo os possíveis cruzamentos que ocorrem
entre as referidas populações, uma vez que os animais são criados numa mesma propriedade
em sistema extensivo, sem controle de reprodução. A grande proximidade observada entre
os grupos Barriga Negra e Morada Nova era esparada, pois existem relatos históricos de que
o Barriga Negra surgiu por segregação na raça Morada Nova. Já a raça Cariri apesar de
compartilhar o mesmo cluster encontra-se distante das demais, sugerindo pertencer a grupo
distinto.
84
SILVA, R.C. B.
O segundo cluster foi formado com a raça Dorper, mostrando ser distinta das raças e
grupos nativos. Além disso, como já eram esperados, os resultados confirmaram a distância
genética entre a raça comercial Dorper e os animais nativos estudados por ser uma raça
pura, pertencente a tronco diferente das demais.
87
80
CARA CURTA
MORADA NOVA
BARRIGA NEGRA
CARIRI
DORPER
Figura 19. Dendrograma construído com base no método UPGMA, a partir da distância
genética de NEI (1972), demonstrando as relações genéticas entre as cinco
populações ovinas investigadas
85
SILVA, R.C. B.
5. CONCLUSÕES
As populações Barriga Negra, Cariri e Cara Curta não se encontravam em equilíbrio
de Hardy-Weinberg, sugerindo a existência de deriva genética ou efeitos de seleção entre as
populações.
Dentre as populações investigadas, a Barriga Negra foi a que apresentou a maior
variabilidade intra-populacional.
Os locos Tf, OarCP20, UWCA46 e BM1824 foram os mais informativos para o
conjunto das cinco populações investigadas.
O conjunto de marcadores investigados foi eficiente, podendo ser considerado muito
informativo para a identificação e investigação de paternidade de ovinos dos grupos raciais
Barriga Negra, Cara Curta, Cariri, Dorper e Morada Nova.
Os locos EM, Tf, DIA-I, e Hb foram os que mais contribuíram nas estimativas de
diferenciação entre as cinco populações analisadas por apresentarem padrões distintos de
distribuição dos alelos nas diferentes populações.
86
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6. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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