( PDF ) Contribuição ao conhecimento químico de plantas do nordeste do Brasil: Bauhinia ungulata L. (Leguminoseae)

UNIVERSIDADE FEDERAL DO CEARÁ

CENTRO DE CIÊNCIAS

DEPARTAMENTO DE QUÍMICA ORGÂNICA E INORGÂNICA

CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO QUÍMICO DE

PLANTAS DO NORDESTE DO BRASIL:

Bauhinia ungulata L. (LEGUMINOSEAE)

Moisés Maia Neto

DISSERTAÇÃO DE MESTRADO

Fortaleza – Ceará

2006

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CONTRIBUIÇÃO AO CONHECIMENTO QUÍMICO DE PLANTAS DO

NORDESTE DO BRASIL: Bauhinia ungulata L. ( LEGUMINOSEAE)

Moisés Maia Neto

Dissertação submetida à coordenação do curso de Pós-Graduação em Química

Orgânica como requisito parcial para a obtenção do Grau de Mestre

Universidade Federal do Ceará – Centro de Ciências

Departamento de Química Orgânica e Inorgânica

Fortaleza – Ceará

2006

Este trabalho foi realizado sob a orientação da Profª Mary Anne Sousa Lima do

Departamento de Química Orgânica e Inorgânica da Universidade Federal do Ceará

Dedico este trabalho á três pessoas especiais:

Maria de Fátima Barros

pelas oportunidades de vida e realização, pelo exemplo, pelo incentivo e por admiração.

Francisco José Lourenço

(Vô “Chico”)

(Em Memória)

Moisés Maia da Silva

(Vô “Pai Moisés”)

(Em Memória)

Cada um deles pai de treze filhos, e que enfrentaram enormes dificuldades no sertão,

mas foram vitoriosos pois deixaram para mim e outros tantos netos

exemplos de fé, trabalho, superação e honestidade.

Onde estiverem: Obrigado! Amo vocês!

AGRADECIMENTOS

Á Profª Mary Anne Sousa Lima pelo empenho em tornar este trabalho possível e

pelas cobranças sempre tão necessárias.

Ao Prof. Edilberto Silveira pela dedicação exemplar à pesquisa e esforço em nos

tornar mais preparados para enfrentar as dificuldades da vida. Certamente será

lembrado como peça fundamental na formação de todos seus alunos.

Ao Prof. Francisco José de Abreu Mattos pela atenção e palavras de incentivo que

vieram na hora exata. Pelos exemplos de humildade e amor à pesquisa que ficarão

registrados em minha memória.

Ao Prof. Manuel Andrade Neto que nos concedeu este projeto de pesquisa.

A Gizelle, Sávio, Dávila, Henrique, Cláudio, Bartolomeu, Arthur, Érica, Luciana,

João Carlos, Daniel e Kirley, entre outros colegas, pelas incontáveis e imprescindíveis

ajudas desde o início desse trabalho.

Aos demais amigos Edângelo, Rudy, Antônia, Cristiane, Norberto, Alexandre,

Glauber, Lobinha, Jackson e Jéferson entre outros que conheci no curso de pós-

graduação e que espero permaneçam por toda a vida.

Aos meus irmãos Cinthia e Emanuel pela convivência e paciência diária que mesmo

imperceptivelmente foram essenciais.

Aos meus amigos Fábio, Alencar e Valmir por fazerem parte desta jornada e tornarem

todos os problemas mais fáceis de superar.

Ficha catalográfica elaborada pela Bibliotecária Ana Cristina Azevedo U. Melo CRB-3/572

M

187c

Ma

ia Neto , Moisés

Contribuição ao conhecimento químico de plantas do nordeste do

Brasil : Bauhinia ungulata / Moisés Maia Neto.

169 f., il. color., enc.

Dissertação (Mestrado) - Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, 2006.

Área de Concentração: Química Orgânica

Orientadora: Profa. Dra. Mary Anne Sousa Lima

1.β – Carbolinas 2. Hipoglicemiante 3. Quercetina 4. Pinitol 5. Harmano

I. Lima, Mary Anne Sousa (orient.) II.Universidade Federal do Ceará – Pós-

Graduação em Química Orgânica III.

Título

CDD 547

VI

SUMÁRIO

LISTA DE FIGURAS IX

LISTA DE TABELAS XIII

LISTA DE FLUXOGRAMAS XV

LISTA DE ABREVIATURAS XV

RESUMO XVI

ABSTRACT XVIII

Capítulo 1: INTRODUÇÃO 01

Capítulo 2: CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS 04

2.1. Sobre o Gênero Bauhinia. 05

2.1.1. Série Cansenia. 05

2.1.2. Folha 06

2.1.3. Pétalas 08

2.1.4. Legume e Sementes 09

2.2. Sobre a espécie Bauhina ungulata. 09

2.2.1. Descrição Botânica específica para a espécie B. ungulata: 10

Capítulo 3: LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO 15

Alcalóides β-carbolínicos: 16

3.1. Estrutura e nomenclatura química 16

3.2. Biossíntese e classificação 17

3.3. Ocorrência 19

3.4. Atividades Farmacológicas 20

3.5. Alcalóides isolados do gênero Bauhinia 21

3.6. Alcalóides β-carbolínicos Isolados em plantas entre 1979 e 2005 22

Capítulo 4: DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL 33

4.1. Determinação estrutural dos constituintes químicos voláteis de B. ungulata 34

4.2. Determinação estrutural dos constituintes não voláteis de B. ungulata 44

VII

4.2.1. Determinação Estrutural de BU-1 44

4.2.2. Determinação Estrutural de BU-2 53

4.2.3. Determinação Estrutural de BU-3 64

4.2.4. Determinação Estrutural de BU-4 75

4.2.5. Determinação Estrutural de BU-5 84

4.2.6. Determinação Estrutural de BU-6 94

Capítulo 5: PARTE EXPERIMENTAL 104

5.1. METODOLOGIA EMPREGADA: 105

5.1.1. Métodos Cromatográficos: 105

5.1.1.1. Cromatografia Líquida em Camada Delgada (CCD) 105

5.1.1.2. Cromatografia Líquida de Adsorção em Coluna Aberta (Filtrante) 105

5.1.1.3. Cromatografia Líquida de Adsorção sob pressão (FLASH) 106

5.1.1.4. Cromatografia Líquida de Exclusão Molecular (SEPHADEX) 106

5.1.1.5. Cromatografia Gasosa acoplada a detectores EM e DIC (CG/EM e

CG/DIC) 106

5.1.2. Métodos Espectroscópicos: 107

5.1.2.1. Espectroscopia na Região do Infravermelho (IV) 107

5.1.2.2. Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN) 107

5.1.3. Métodos Físicos: 108

5.1.3.1. Determinação do Ponto de Fusão (P.F.): 108

5.1.3.2. Determinação da Rotação óptica (α) e específica [α]

D

20

: 108

5.2. Identificação e Coleta do Material Vegetal. 109

5.3. Estudo dos Constituintes Voláteis de B. ungulata 109

5.3.1. Extração do óleo essencial 109

5.3.2. Análise do óleo 109

5.3.3. Identificação dos Constituintes do Óleo 110

5.4. Estudo dos Constituintes não Voláteis de B. ungulata 111

5.4.1. Obtenção dos Extratos 111

5.4.2. Fracionamento preliminar do extrato hexânico de B. ungulata 111

5.4.3. Fracionamento preliminar do extrato etanólico de B. ungulata 112

5.4.4. Fracionamento de EEBU-FAc e Isolamento dos compostos: 112

5.4.4.1. Isolamento de BU-1 114

5.4.4.2. Isolamento de BU-2 114

VIII

5.4.4.3. Isolamento de BU-3 115

5.4.4.4. Isolamento de BU-4 117

5.4.5. Preparo da Fração alcaloídica e Isolamento dos compostos: 117

5.4.5.1. Isolamento de BU-5 117

5.4.5.2. Isolamento de BU-6 119

Capítulo 6: CONCLUSÕES 121

Capítulo 7: CONSTANTES FÍSICAS E DADOS ESPECTROMÉTRICOS DAS

SUBSTÂNCIAS ISOLDAS DE Bauhinia ungulata L. 123

Capítulo 8: REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS. 130

IX

LISTA DE FIGURAS

Figura I – Estrutura dos principais constituintes do OEBU XVII

Figura II – Estrutura dos compostos não voláteis isolados do EEBU XVII

Figura 1 – Folha de Bauhinia sp. 06

Figura 2 – Flor de B. ungulata 08

Figura 3 – Legume e Semente de B. ungulata 08

Figura 4 – Folha de Bauhinia ungulata L. 10

Figura 5 – Flores, Botão, Folhas e Caule de B. ungulata 12

Figura 6 – Desenho de Bauhinia ungulata var. ungulata ( Ramo e Folha). 13

Figura 7 – Desenho de Bauhinia ungulata var. ungulata: (Flor e Fruto) 14

Figura 8 – Processo biossintético de β-carbolinas simples 18

Figura 9 – Processo biossintético de β-carbolinas complexas 19

Figura 10 – Alcalóides isolados do gênero Bauhinia. 21

Figura 11 – Cromatograma OEBU-1 (CG/EM) dos constituintes voláteis do óleo

essencial das folhas de Bauhinia ungulata. 37

Figura 12 – Cromatograma OEBU-2 (CG/EM) dos constituintes voláteis do óleo

essencial das folhas de Bauhinia ungulata. 37

Figura 13 – Espectro de massa do α-copaeno 38

Figura 14 – Espectro de massa estrutura do β-elemeno 38

Figura 15 – Espectro de massa e estrutura do Trans-(β)-Cariofileno 38

Figura 16 – Espectro de massa do β-cubebeno 38

Figura 17 – Espectro de massa do γ-elemeno 39

Figura 18 – Espectro de massa do (cis)-Muurola-3,5-dieno 39

Figura 19 – Espectro de massa do γ-gurjuneno 39

Figura 20 – Espectro de massa e estrutura do α-humuleno 39

Figura 21 – Espectro de massa do allo-aromadendreno 40

Figura 22 – Espectro de massa do α-amorfeno 40

Figura 23 – Espectro de massa e estrutura do germacreno D 40

Figura 24 – Espectro de massa e estrutura do biciclogermacreno 40

Figura 25 – Espectro de massa do α-muroleno 41

Figura 26 – Espectro de massa do isoledeno 41

Figura 27 – Espectro de massa do γ-cadineno 41

X

Figura 28 – Espectro de massa do δ-cadineno 41

Figura 29 – Espectro de massa do germacreno B 42

Figura 30 – Espectro de massa do Espatulenol 42

Figura 31 – Espectro de massa do Óxido de cariofileno 42

Figura 32 – Espectro de massa do Viridiflorol. 42

Figura 33 – Espectro de massa do Epóxido Humuleno II 43

Figura 34 – Espectro de massa do 1-epi-Cubenol 43

Figura 35 – Espectro de massa do β-Eudesmol 43

Figura 36 – Espectro de massa do α-Cadinol 43

Figura 37 – Espectro de massa do E-Bisabol-11-ol. 43

Figura 38 – Estrutura de 5,7,3’,4’-tetrahidroxiflavon-3-ol (Quercetina) 47

Figura 39 – Espectro de absorção na região do I.V. de BU-1 em pastilhas de KBr. 49

Figura 40 – Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-1 49

Figura 41 – Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-1 50

Figura 42 – Espectro de RMN

13

C Expansão entre δ 90-190 (MeOD, 125 MHz)

de BU-1 50

Figura 43 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-1. 51

Figura 44 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) de BU-1 52

Figura 45 – Estrutura do alfa-D-arabinofuranosídio 56

Figura 46 – Estrutura do composto Quercetina-3-O-arabinofuranosídio (BU-2). 56

Figura 47 – Espectro de absorção na região do I.V. de BU-2 em pastilhas de KBr. 59

Figura 48 – Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-2 59

Figura 49 – Espectro de RMN COSY (500 MHz, MeOD) de BU-2 60

Figura 50 – Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-2 61

Figura 51 – Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (MeOD, 125 MHz) de BU-2 61

Figura 52 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-2. 62

Figura 53 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC)

de BU-2 63

Figura 54 – Estrutura do alfa-L-ramnopiranosídio 67

Figura 55 – Estrutura do composto Quercetina -3-O-raminopiranosídio (BU-3) 67

XI

Figura 56 – Espectro de absorção na região do I.V. de BU-3 em pastilhas de KBr. 70

Figura 57 – Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-3 70

Figura 58 – Espectro de RMN COSY (500 MHz, MeOD) de BU-3 71

Figura 59 – Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-3 72

Figura 60 – Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (MeOD, 125 MHz) de BU-3 72

Figura 61 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-3. 73

Figura 62 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC)

de BU-3 74

Figura 63 – Estrutura do composto D-3-O-metil-quiroinositol (BU-4) 77

Figura 64 – Espectro de absorção na região do I.V. de BU-4 em pastilhas de KBr. 79

Figura 65 – Espectro de RMN

1

H (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 79

Figura 66 – Espectro de RMN COSY (300 MHz, D

2

O) de BU-4 80

Figura 67 – Espectro de RMN

13

C-BB (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 81

Figura 68 – Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 81

Figura 69 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-4. 82

Figura 70 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC)

de BU-4 83

Figura 71 – Estrutura do 1-metil-9H-pirido[3,4-b]indol (Harmane) BU-5. 86

Figura 72 – Espectro de absorção na região do I.V. de BU-4 em pastilhas de KBr. 89

Figura 73 – Espectro de RMN

1

H (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 89

Figura 74 – Espectro de RMN

13

C-BB (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 90

Figura 75 – Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 90

Figura 76 – Espectro de RMN COSY (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 91

Figura 77 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC)

(500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 92

Figura 78 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio

(HMBC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 93

Figura 79 – Estrutura do 1,2,3,4-Tetrahidroharmano (Eleagnina) 96

XII

Figura 80 – Espectro de RMN

1

H (D

2

O, 300 MHz) de BU-6 99

Figura 81 – Espectro de RMN

13

C-BB (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6 100

Figura 82 – Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6 100

Figura 83 – Espectro de RMN COSY (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6 101

Figura 84 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC)

(500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6 102

Figura 85 – Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio

(HMBC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6 103

Figura 86 – DRX-500 – Bruker. 107

XIII

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 – Exemplos de β-carbolinas simples 17

Tabela 2 – Estruturas químicas de alcalóides β-carbolinicos isolados 22

Tabela 3 – Alcalóides β-carbolinicos isolados listados por espécies vegetais 27

Tabela 4 – Comparação entre a composição do óleo essencial

de Bauhinia ungulata em OEBU-1 e OEBU-2 36

Tabela 5 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz)

de BU-1 por padrão de hidrogenação. 45

Tabela 6 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-1 47

Tabela 7 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-1 (125 MHz, MeOD)

com os descritos na literatura para a quercetina (25,15 MHz, DMSO-d

6

) 48

Tabela 8 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz)

de BU-2 por padrão de hidrogenação 54

Tabela 9 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-2 (125 MHz, MeOD)

com os descritos na literatura para a Quercetina-3-O-arabinose

(25,15MHz, DMSO-d

6

). 57

Tabela 10 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-2: 58

Tabela 11 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz)

de BU-3 por padrão de hidrogenação. 65

Tabela 12 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-3 68

Tabela 13 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-3 (125 MHz, MeOD)

com os da literatura para a Quercetina-3-O-ramnopiranosídio

(25,15MHz, DMSO-d

6

). 69

Tabela 14 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 por

padrão de hidrogenação. 76

Tabela 15 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-4 77

Tabela 16 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-4 (125 MHz, D

2

O)

com os da literatura para o D-3-O-metil-quiroinositol (300 MHz, ). 78

Tabela 17 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (DMSO-d

6

, 500 MHz)

de BU-5 por padrão de hidrogenação. 85

Tabela 18 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-5 87

Tabela 19 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-5 (500 MHz, DMSO-d

6

)

XIV

com os descritos na literatura para a quercetina (600 MHz, DMSO-d

6

). 88

Tabela 20 – Deslocamentos químicos de RMN

13

C (DMSO-d

6

, 500 MHz)

de BU-6 por padrão de hidrogenação. 95

Tabela 21 – Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-6 97

Tabela 22 – Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-6 (500 MHz, DMSO-d

6

)

com os descritos na literatura (50 MHz, CDCl

3

). 98

Tabela 23 – Extração do óleo essencial de Bauhinia ungulata. 110

Tabela 24 – Coluna Filtrante de EHBU 112

Tabela 25 – Partição Líquido-Líquido de EEBU 112

Tabela 26 – Coluna Filtrante de EEBU-FAc

1

113

Tabela 27 – Coluna Filtrante de EEBU-FAc

2

113

Tabela 28 – Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

2

-F2 114

Tabela 29 – Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

1

-F3 115

Tabela 30 – Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

2

-F3 115

Tabela 31 – Cromatografia FLASH de EEBU-FAc

2

-F3-(28-34) 116

Tabela 32 – Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FA 118

Tabela 33 – Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22) 118

Tabela 34 – Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22)24-39 118

Tabela 35 – Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22)6-15

+ EEBU-FA(18-22)24-39(3-4) 119

XV

LISTA DE FLUXOGRAMAS

Fluxograma 1 – Extração do óleo essencial de Bauhinia ungulata. 110

Fluxograma 2 – Obtenção dos extratos EHBU e EEBU de B. ungulata. 111

Fluxograma 3 – Processo de isolamento dos constituinte químicos não

voláteis das folhas de Bauhinia ungulata. 120

LISTA DE ABREVIATURAS

EEBU – Extrato Etanólico de Bauhinia ungulata.

OEBU – Óleo Essencial de Bauhinia ungulata

EHBU – Extrato Hexânico de Bauhinia ungulata

FAc – Fração Acetato de Etila

EEBU-FA – Fração Alcaloídica do Extrato Etanólico de Bauhinia ungulata

BB – Broad-Band

CCD – Cromatografia em Camada Delgada

CG/EM – Cromatografia Gasosa acoplada a espectrometria de Massas

DEPT – Distortionless Enhancement by Polarization Transfer

HMBC – Heteronuclear Multiple Bond Coherence

HMQC – Heteronuclear Multiple Quantum Coherence

RMN

1

H – Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio

RMN

13

C – Ressonância Magnética Nuclear de Carbono-13

IV – Espectroscopia de Infra Vermelho

MeOD – Metanol Deuterado.

SNC – Sistema Nervoso Central.

XVI

RESUMO

O gênero Bauhinia, família Leguminosae, compreende mais de 300 espécies

distribuídas nas áreas tropicais do planeta, onde são utilizadas na medicina popular no

tratamento do diabetes. Estudos farmacológicos preliminares [1] indicaram ação

hipoglicemiante de Bauhinia ungulata L., conhecida popularmente como “Pata-de-

vaca”, porém nenhum estudo fitoquímico havia sido realizado para a espécie[2]. Desta

forma, o presente estudo se propôs ao isolamento e determinação estrutural dos

constituintes voláteis e não-voláteis das folhas de Bauhinia ungulata, e a posterior

realização de testes farmacológicos com os compostos isolados para a comprovação

da sua atividade farmacológica.

O estudo dos constituintes voláteis das folhas de Bauhinia ungulata (Figura I)

foi realizado através de um acompanhamento da composição química do óleo

essencial. Os principais constituintes encontrados no óleo de B. ungulata foram: (E)-

β-Cariofileno (1), α-Humuleno (2), Germacreno D (3), Óxido de Cariofileno (4), α-

Copaeno (5), Germacreno B (6), δ-Cadineno (7) e Biciclogermacreno (8). Foram

observadas alterações no teor do óleo das 9:00 para às 12:00 hs com aumento dos

constituintes 4 e 8 e redução de 2, 3, 5, 6 e 7 além do surgimento de sesquiterpenos

oxigenados exclusivamente às 12:00 hs.

Para o estudo dos constituintes não-voláteis (Figura II) foram utilizados os

extratos hexânico (EHBU) e etanólico (EEBU) das folhas de B. ungulata. Após

sucessivos tratamentos cromatográficos, o extrato EEBU forneceu 4 metabólitos

secundários identificados como os flavonóides 3,5,7-tri-hidroxi-2-(3’,4’-di-

hidroxifenil)-4H-cromen-4-ona (Quercetina) (BU-1), Quercetina-3-O-

arabinofuranosídio (BU-2) e Quercetina-3-O-α-Rhamnopiranosídio (Quercitrina)

(BU-3) além do inositol metoxilado 3-O-metil-quiroinositol (D-pinitol) (BU-4). A

partir da fração alcaloídica do EEBU foram obtidos os alcalóides β-carbolínicos

harmano (BU-5) e eleagnina (tetrahidroharmano) (BU-6).

A identificação e quantificação dos constituintes químicos voláteis foram

realizadas através de cromatografia gasosa acoplada a espectrometria de massa

(CG/EM).

XVII

A caracterização estrutural dos compostos não-voláteis foi realizada através de

técnicas espectroscópicas, incluindo RMN-1D (

1

H,

13

C, DEPT), RMN-2D (COSY,

HMQC, HMBC, NOESY) e espectroscopia de infravermelho (IR).

H

7

8

Figura I: Estrutura dos principais constituintes do OEBU.

Figura II: Estrutura dos compostos não voláteis isolados do EEBU.

H

5

H

1

2

3

6

H

O

4

O

OOH

HO

OH

HO

H

OH

H

O

H

OH

H

O

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

1''

2''

3''

4''

5''

6''

BU-3

O

OOH

HO

OH

1

2

3

45

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

BU-1

BU-4

OH

HO

OCH

3

OH

6

5

4

3

2

1

BU-2

O

OOH

HO

OH

H

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

BU-5

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

BU-6

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

XVIII

ABSTRACT

The Bauhinia genus possess 300 species distributed in tropical area of the planet.

Species of this genus have been used in popular medicine on the diabetes treatment.

Preliminary pharmacological studies showed hypoglicemic action of Bauhinia ungulata

L. [1], popularly known on the northeast of Brazil as “pata-de-vaca”, however, no

phytochemical study has been reported yet [2].

This work reports the isolation and structural charactherization of the volatile and

non-volatile constituents from the leaves of Bauhinia ungulata, for the accomplishment

of pharmacological tests with the isolated compounds.

A circadian study of the chemical composition of the leaves of B. ungulata was carry

out with its essential oil. The main constituents were: (E)-β-caryophyllene (1), α-

humulene (2), germacrene D (3), cariilene (4), α-copaene (5), germacrene B (6), δ-

cadimene (7) e byciclogermacrene (8). Changes were observed at 9:00 to 12:00 a.m.

with the increase of contents of the constituents 4 and 8, and reduction of contents of

compounds 2, 3, 5, 6, 7, besides of appearance of oxygenated terpenes only at 12:00

a.m.

The phytochemical study of the non-volatile constituents was accomplished by the

investigation of the hexane (EHBU) and ethanol (EEBU) extracts. From the EHBU

traicontanol was obtained in high contents. Sucessive chromatographies from the

EEBU yielded 4 metabolites charactherized as the flavonoids quercetine, quercetine-3-

O-arabinofuranoside and quercitrine, besides the methoxy inositol 3-O-metil- D-pinitol.

The alkaloid fraction yielded the β-carbolines harmane e eleagnine.

XIX

The identification of the volatile compounds was done by GLC/MS. Structure

charactherization of the non-volatile was made by spectroscopic methods such as IR and

two and one dimensional

1

H and

13

C NMR (COSY, HMQC, HMBC),

Capítulo 1: Introdução

2

1. INTRODUÇÃO

O interesse científico sobre a composição química de espécies vegetais e de seu

uso medicinal fundamenta-se, em grande parte, em seu uso na medicina popular. Entre

as inúmeras espécies vegetais de interesse medicinal, encontram-se as plantas do gênero

Bauhinia (Leguminosae-Caesalpinioideae), compreendendo 300 espécies que se

encontram distribuídas principalmente nas áreas tropicais do planeta.

As espécies do gênero Bauhinia são popularmente utilizadas no Brasil e em outros

países em forma de chás e de outras preparações fitoterápicas como hipoglicemiante,

hipercolesterolêmico, expectorante, depurativo, diurético, antidiarréico, antiinfeccioso,

em processos dolorosos e etc [2]. A literatura relata a atividade hipoglicemiante em

várias espécies de Bauhinia, entre elas: B. Cheilantha, B. purpurea, B. retusa, B.

variegata, B. candicans, B. divaricata, B. monandra, B. megalandra e principalmente B.

forficata e os estudos fitoquímicos realizados indicaram principalmente a ocorrência de

glicosídios esteroídicos, triterpenos, lactonas e flavonóides [2].

Estudos recentes, com ratos diabéticos induzidos por estreptozotocina, mostraram

significativa redução dos níveis plasmáticos de glicose após infusão intravenosa

contínua dos extratos aquoso e etanólico de Bauhinia ungulata em comparação aos

padrões de D-quiroinositol (DCI), pinitol (3-metóxi-D-quiroinositol) e insulina [1]. A

Secretaria de Saúde do Município de Maracanaú, no Ceará, realizou em 1995 um

acompanhamento clínico do uso da tintura a 20% das folhas secas de B. ungulata em

pacientes diabéticos. Destes pacientes 40% responderam satisfatoriamente apresentando

o nível de glicemia controlado [3].

Diante do exposto, aliada à ausência de estudos fitoquímicos para a espécie, o

presente estudo se propôs ao isolamento e determinação estrutural dos constituintes

voláteis e não-voláteis das folhas de Bauhinia ungulata.

Capítulo 1: Introdução

3

Este trabalho encontra-se então dividido em oito capítulos:

• Capítulo 1: Introdução

• Capítulo 2: Considerações Botânicas – Descreve os aspectos botânicos

da espécie estudada.

• Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico – Características gerais dos

alcalóides β-Carbolínicos e levantamento bibliográfico sobre o isolamento

destes alcalóides em plantas entre 1979 e 2005.

• Capítulo 4: Determinação Estrutural – Constitui-se dos dados físicos e

espectrométricos dos compostos isolados, descrevendo os procedimentos

aplicados na elucidação de suas estruturas químicas.

• Capítulo 5: Parte Experimental – Divide-se em duas partes: as técnicas

empregadas ao longo do trabalho e os procedimentos experimentais

realizados.

• Capítulo 6: Conclusões

• Capítulo 7: Constantes Físicas e Dados Espectrométricos das

Substâncias Isoldadas de Bauhinia ungulata.

• Capítulo 8: Referências Bibliográficas

A confecção desta dissertação de mestrado foi baseada nas normas estabelecidas

pelo curso de Pós-Graduação em Química Orgânica da UFC.

Capítulo 2: Considerações Botânicas

5

2. CONSIDERAÇÕES BOTÂNICAS

2.1. Sobre o Gênero Bauhinia:

Bauhinia Plum. ex L. (família Leguminosae, subfamília Caesalpinioideae, tribo

Cercideae) é um gênero pantropical, com cerca de 300 espécies. Noventa e oito espécies

de Bauhinia do Brasil enquadram-se em seis seções: Amaria, Bauhinia, Benthamia,

Caulotretus, Pauletia e Schnella. A seção Pauletia pode ser reconhecida pela

combinação dos seguintes caracteres: androceu apresentando filetes conados na base,

formando internamente uma coluna irregular, curta e com apêndices ligulares

conspícuos ou rudimentares (obsoletos) até ausentes; grãos de pólen, em geral, com

sexina reticulada e com processos gemóides supratectais. Foram estabeleidas ainda 5

novas séries sob a seção Pauletia, no subgênero Bauhinia: Cansenia, Acuminatae,

Ariaria, Pentandrae e Perlebia. [4]

2.1.1. Série Cansenia:

Esta série é composta por cerca de 35 espécies no Brasil. A seguir encontram-se

descritos os caracteres específicos que identificam e diferenciam as espécies da série

Cansenia a qual pertence à espécie B. ungulata, em estudo neste trabalho:

Arvoretas ou arbustos multicaules, ou ainda subarbustos xilopodíferos com ramos

inermes. Nectários extraflorais presentes, cônicos a subulados, 0,5-1,5 mm compr.

Folhas inteiras, bilobadas a bifolioladas, às vezes inteiras e bilobadas no mesmo

indivíduo, 0,9-20x0,5-17 cm. Pseudo-racemo terminal áfilo, brácteas foliáceas

presentes, inflorescências parciais 1-3- floras, eixo parcial ausente; botão floral linear,

subclavado, subclavado-pentagonal, clavado ou clavadoacuminado, liso a estriado ou

costado até alado, ápice nunca corniculado ou cristado, às vezes cuspidado (B.

longicuspis), anteantese 3-20,5 cm compr.; hipanto cilíndrico, internamente tomentoso

ou glabro; cálice na antese fendido em 2-5 lobos parcialmente unidos no ápice ou

livres, nunca espatáceo; pétalas lineares, linear-lanceoladas, linearoblanceoladas ou

obovadas (B. cheilantha), unguiculadas, 1,3-4,5(-8)x0,1-0,3-(2,5) cm, glabras ou

pilosas externamente, nunca lanosas externamente e na unha; 10 estames férteis,

estaminódios ausentes, filetes conatos na base formando coluna irregular obsoleta até

Capítulo 2: Considerações Botânicas

6

altura máxima de 8 mm, internamente com apêndice ligular laciniado (B. cheilantha),

obsoleto a ausente, interna e externamente com indumento variado ou glabra; grãos de

pólen 3-colpados, angulo-aperturados, raramente com 4 colpos, colpos elíticos, com

membrana do colpo evidente, com processos supratectais gemóides; estipe (1,2-)2,5-5(-

16) cm, livre, estigma assimetricamente clavado. Legume estreitamente oblongo, valvas

8-20(-40)x1-2(-2,7) cm, internamente não divididas em compartimentos, externamente

sem sutura elevada; semente sem apêndice unciforme encobrindo o hilo, sem linhas

fraturais. [4]

As espécies de Bauhinia ser. Cansenia são lenhosas e eretas, às vezes, com ramos

flexíveis apoiantes, mas nunca são lianas com gavinhas. A casca das formas arbóreas é

pardoacinzentada, geralmente com manchas liquênicas, longitudinalmente fissurada,

com estrias transversais pouco nítidas não chegando a formar escamas. Em formações

florestais os indivíduos adultos apresentaram o hábito de arvoretas, correspondendo a

microfanerófitos, comumente entre 5 e 15 metros de altura. A tendência à redução do

porte, expressa pela forma de subarbusto com xilopódio (xeromórfito) em algumas

espécies é evidenciada como um caráter exclusivo para a série Cansenia, portanto

ausente nas demais séries e, possivelmente, em todo o gênero Bauhinia.

2.1.2. Folha

A folha no gênero Bauhinia é inconfundível por

apresentar nervação palmatinérvea, associada ao

pecíolo com duas articulações: uma articulação basal

(pulvino primário) e uma articulação apical junto à

lâmina (pulvino secundário). Além de uma

articulação na base da lâmina, denominada almofada

motora (“special motile cushions” or “laminar

joints”), responsável pelos movimentos nictinásticos

singulares; e ainda um mucro-apical ou situado entre

os folíolos, no caso de separação total destes. Uma

maneira prática de distinguir Bauhinia de outros

Figura 1: Folha de Bauhinia sp. [5]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

7

gêneros com folha bifoliolada, é que em Bauhinia nunca há peciólulos perfeitamente

individualizados, como ocorre em Hymenaea e Peltogyne. Alguns autores adotam os

termos:

1) folhas innteiras – correspondentes a folhas aparentemente simples, devido ao

fusionamento total de ambos os folíolos;

2) folhas bilobadas – folíolos concrescidos (fusionados) em mais de 1/3 até 2/3 ou

menos do comprimento total do folíolo;

3) folhas bifolioladas – quando o pecíolo apresenta o mucro situado no ápice do

pulvino, separando totalmente os folíolos.

As espécies do primeiro grupo podem apresentar ápice emarginado ou muito

curtamente bilobado, as espécies do terceiro grupo podem apresentar os folíolos

concrescidos na base, geralmente em um comprimento menor que 1/3 do comprimento

total do folíolo. O caráter grau de bipartição deve ser aplicado com ressalvas, pois

algumas espécies com folha inteira podem apresentar, no mesmo espécime, folhas

emarginadas a curtamente bilobadas. Do mesmo modo, as espécies com folhas

bifolioladas podem apresentar folhas com lobos concrescidos apenas na base.

O comprimento das folhas em Bauhinia ser. Cansenia varia desde cerca de 1 cm,

em B. tenella, até o de 32 cm em B. bombaciflora. No entanto, as espécies com folhas

bifolioladas apresentam folhas menores, por exemplo B. tenella, B. curvula e B.

dumosa. De modo geral, espécimes procedentes da floresta amazônica, de área úmidas e

sombrias, apresentam folhas tênue-cartáceas, com ápice acuminado e nervação pouco

proemimente na face inferior. Por outro lado, espécimes procedentes de áreas

campestres e de cerrado aberto apresentam folhas coriáceas, com ápice obtuso a

arredondado ou subtruncado. As espécies de Bauhinia ser. Cansenia podem ser

divididas em três grupos quanto a nervação na face inferior da folha:

1) Espécies com nervação primária (“nervos”), nervação secundária (“veias”) e

nervação terciária (“vênulas”) todas muito proeminentes a proeminentes, como

em B. bombaciflora e B. cupulata.

Capítulo 2: Considerações Botânicas

8

2) Espécies com nervação secundária e terciária mais ou menos proeminentes a

pouco proeminentes, como em B. acuruana e B. cheilantha.

3) Espécies com nervação primárias secundárias e terciárias pouco proeminentes a

imersas, como em B. curvula, B. tenella, B. ungulata. Em B. ungulata var.

ungulata as estípulas são também únicas, e apresentam formato ovado-

lanceolado, oblanceolado ou falcado-oblongo, mas, também podem faltar ou

serem precocemente caducas.

2.1.3. Pétalas

As pétalas são ungüiculadas e quase

iguais, exceto pela superior que é

geralmente menor em relação às laterais e

inferiores. São totalmente brancas e, nunca

com estrias de outras cores, caráter este,

compartilhado com as demais espécies da

seção Pauletia. A forma das pétalas tem

valor taxonômico para agrupar séries e/ou

identificar algumas espécies. As pétalas são

lineares com razão comprimento/ largura

entre 15 e 180, na maioria das espécies. Também, podem ser do tipo linear-lanceoladas

ou linear-oblanceoladas, quando a razão comprimento/ largura se encontra entre 8,3 e

15, por exemplo em B. brevipes e B. ungulata.

2.1.4. Legume e Sementes

O legume na série Cansenia, assim

como nas demais séries da seção Pauletia é

longamente estipitado, plurisseminado e, tem

deiscência elástica. As valvas são coriáceas e

têm entre 8 e 29 cm de comprimento e o

estípite varia, entre 1,5 e 6cm de

comprimento.

Figura 2: Flor de B. ungulata [6]

Figura 3: Legume e Semente de B. ungulata [7]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

9

2.2. Sobre a espécie Bauhinia ungulata:

Bauhinia ungulata é uma espécie com grande amplitude de distribuição, correndo

na faixa neotropical, desde o México até Amazônia periférica e corredor seco até 23° de

latitude Sul. No Brasil ocorre na floresta amazônica e nas florestas refúgio do Ceará.

Habita em floresta de terra firme, vegetação secundária ao longo de estradas e margens

de pastos, floresta semidecídua, afloramento de granito e floresta circundante, margem

de floresta com campo, margem de rios, floresta seca de savana, campo alagado

periodicamente. No nordeste, habita em área de carrasco, caatinga arbórea, em floresta,

cerrado, cerradões e vegetação secundária. Floresce a partir de maio/junho/julho.

Exemplares frutíferos são coletados a partir de agosto.

Observações realizadas em indivíduos adultos de B. ungulata mostraram que o

desenvolvimento dos ramos novos segue o rítmo das estações seca ou chuvosa. Durante

a estação chuvosa, ocorre a reativação das gemas adventícias apical e/ou laterais e

observa-se o início do desenvolvimento de ramos novos. Em um dado momento, após o

alongamento dos entrenós, da expansão e crescimento de uma série de novas folhas,

sem solução de continuidade, as gemas superiores passam a emitir a parte fértil do ramo

com uma sucessão de botões florais formando um tipo de inflorescência afila,

denominada pseudo-racemo. O desenvolvimento das folhas é drasticamente reduzido,

ou cessa, ou são produzidas apenas folhas atrofiadas (vestígios foliares) até,

paulatinamente, serem emitidas brácteas de primeira ordem (brácteas foliáceas). Na

estação seca, após a floração, maturação dos frutos e liberação das sementes a parte

fértil dos ramos, desenvolvida na estação chuvosa anterior, transformada em raque do

pseudo-racemo, definha, seca e cai, enquanto a parte estéril inferior do ramo sofre

caducifólia gradativa. No início da estação chuvosa seguinte, novas gemas adventícias

são reativadas originando novos ramos, que sofrerão os mesmos processos de floração,

frutificação e definhamento na estação seca posterior. As arvoretas de B. ungulata

apresentaram um período de floração entre seis e sete meses de duração. Neste período,

inclui-se cerca de 3 meses correspondentes ao intervalo entre o desenvolvimento dos

botões muito jovens até a abertura das duas primeiras flores. [4]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

10

2.2.1. Descrição Botânica da espécie B. ungulata:

A espécie Bauhinia ungulata

Linnaeus apresenta-se como arbusto ou

arvoreta ou subarbusto. Entrenó distal

0,5-3 cm comprimento. Folhas bilobadas,

lâmina (1,1-)2,6-13(-18)x(1,2-)3-8(-9,5-

12,5) cm, tênue cartácea a subcoriácea,

base subtruncada a cordada, 7-9-sub 11-

nérvea, nervura marginal inconpícua,

lobos concrescidos em 1/2 a 2/3,

raramente menos de 1/3 ou mais de 2/3 do comprimento total, ovado-oblongos a

oblongo-triangulares, retos e no ápice paralelos ou um pouco convergentes ou ainda

um pouco divergentes, até elíticos ou suborbiculados, ápice longamente acuminado ou

agudo a obtuso ou arredondado; face superior glabra, não impressas, face inferior

cano- ou ferrugíneo- ou fusco-pubescente a tomentela em toda a superfície, em maior

ou menor grau a ferrugíneo-pubescente, especialmente nas nervuras, tricomas

glandulares presentes, abundantes ou não, nervuras primárias mais ou menos

proeminentes, secundárias pouco proeminentes a imersas e terciárias imersas; pecíolo

0,9-3 cm compr., delgado, cano- ou ferrugíneo ou fuscotomentelo. Estípulas ovado-

lanceoladas a oblanceoladas ou falcado-oblongas, 3-25x2-8 mm, quebradiças até

rudimentares, sub-milimétricas; nectários extraflorais rudimentares, raramente

ovóides, 1 mm comprimento, em geral totalmente encobertos pelas estípulas até

rudimentares, submilimétricos. Inflorescência até 37 cm compr., curto-pedunculada;

pedúnculo 0,2-3 cm compr.; eixo racemiforme, delgado, cano- ou ferrugíneo- ou fusco-

tomentela, às vezes 1-2 ou mais eixos simultâneos; inflorescências parciais 2-floras;

folhas opositifloras/alternifloras ausentes, brácteas foliáceas falcado-oblongas a

rudimentares, submilimétricas, mucron às vezes presentes. Botões 4,5-5x0,4 cm na

antese, subclavados, ápice obtuso a reentrante-espessado, fusco- ou ferrugíneo- ou

fulvo-tomentelos e lisos ou canoestriados e, então, desde obscuramente 5-estriado até

multiestriados, com tricomas glandulares. Flores, pedicelo (0,3-0,4-)0,5-1,1 cm compr.,

bractéolas oblongo-lanceoladas a ovadas, hipanto cilíndrico a suburceolado, 0,5-

1,5x(0,3-)0,4-0,7 cm, internamente glabro; cálice fendido na antese em 3-5 lobos

reflexos, ondulados a retorcidos, 1,7-3,5 cm compr.; pétalas linear-lanceolada,

Figura

4

:

Folha de Bauhinia ungulata L.

[

8

]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

11

caudada, ca.1,6-3x0,1-0,2 cm, externamente glabras; estaminódios 0, estames 10,

anteras iguais, lineares, não loce-ladas, filetes (1,3-1,7-) 2,5-3 cm compr., filetes

alternipétalos pilosos externamente; coluna estaminal rudimentar, até ca.1 mm altura

máxima, apêndices rudimentares, internamente com tufos de tricomas, extermente

pilosa; gineceu (2-4,2-)4,5cm compr., estigma oblíquo-clavado, ovário tomentoso,

estipe 1,5-2 cm compr., tomentoso a quase glabro. Legume deiscente, valvas 11,5-

20x0,9-1,2 cm, tomentelas a glabrescentes, estipe 2-3 cm compr.; lobos funiculares

uncinado-lobados. Sementes 5-7x5-6 mm. [4]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

12

Figura 5: Flores, Botão, Folhas e Caule de B. ungulata. Campus do Pici, UFCE, Março de 2005 [8].

Capítulo 2: Considerações Botânicas

13

Figura 6: Bauhinia ungulata var. ungulata a, ramo; b, contorno foliar; c, detalhe do indumento na face

inferior da folha; d, fruto. Desenho G. Gonçalves 1998.[4]

Capítulo 2: Considerações Botânicas

14

Figura

7

:

Bauhinia ungulata

var.

ungulata

(a-e, Vaz 1178; f-

g, Conti s/n, RB 267728): a, botão; b,

gineceu, onde se vê a inserção do ginóforo no hipanto; c, det

alhe do estigma; d, coluna estaminal em

continuidade com a face interna do hipanto; e, pétala na antese; f, detalhe da valva com semente; g,

semente em vista lateral; h, semente vista de perfil. Desenho G. Gonçalves, 1998.[4]

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

16

3. LEVANTAMENTO BIBLIOGRÁFICO

Alcalóides β-Carbolínicos:

3.1. Estrutura e Nomenclatura Química:

As carbolinas são compostos em que um anel indólico encontra-se condensado a um

anel piridínico. De acordo com a posição do heteroátomo de Nitrogênio da piridina em

relação ao Nitrogênio do indol as carbolinas podem ser classificadas em α [10], β, γ[11-14] e

δ[15]:

Os alcalóides β-carbolínicos são classificados como indólicos e apresentam como

esqueleto básico um sistema tricíclico do tipo pirido[3,4-b]indol (Estrutura A, abaixo)

pondendo o anel piridínico encontrar-se dihidrogenado (dihidrocarbolinas) (Estrutura B) ou

tetrahidrogenado (tetrahidrocarbolinas) (Estrutura C)[9]. O Harmano (1-metil-9H-pirido[3,4-

b]indol) (1, Tabela 1) é o representante mais comum, e seu nome é incorporado a

nomenclatura trivial destes alcalóides que são também chamados de Alcalóides do tipo

Harmano ou “Derivados do Harmano”. Alguns compostos β-carbolínicos simples, e de fácil

ocorrência, são exemplificados na Tabela 1.

Tipos de Carbolinas

δ

γ

β

α

5H-pirido[3,2-b]indol

Carbolinas

1

2

3

4

5

6

N

δ

δδ

δ

γ

β

α

5H-pirido[4,3-b]indol

Carbolinas

N

δ

γ

γγ

γ

β

α

1

2

3

4

5

6

9H-pirido[3,4-b]indol

Carbolinas

N

δ

γ

β

ββ

β

α

1

2

3

4

5

6

9H-pirido[2,3-b]indol

Carbolinas

N

δ

γ

β

α

αα

α

1

2

3

4

5

6

N

[i,j-a]

N

[i,j-b]

Carbolinas

e

Anel

Piridínico

N

1

2

3

4

5

6

Face b

N

Anel

Indólico

Face a

N

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

N

A

B

C

β

-

Carbolinas

Dihidro

-

β

-

Carbolinas

Tetrahidro

-

β

-

Carbolinas

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

17

Tabela 1: Exemplos de β-Carbolinas Simples.

3.2. Biossíntese e Classificação:

Os alcalóides β-carbolinicos são biossintetizados a partir do aminoácido L-Triptofano

(13), devendo-se a formação do anel piridínico à condensação da triptamina (14) com um

aldeído ou cetoácido (Fig. 8, pág. 17)[16].

Trabalhos anteriores demonstram a ocorrência de β-carbolínas simples em plantas [9],

excluindo-se os compostos β-carbolínicos com anéis adicionais condensados a estrutura

básica, geralmente nas posições C1-N2 ou N9-C1-N2. As β-carbolinas complexas são

alcalóides indólicos monoterpênicos formados pela condensação do aldeído secologalina

(secoiridóide glicosilado) com a triptamina (Figura 9, pág. 19). Estes compostos são

classificados de acordo com o esqueleto monoterpênico precursor, como do tipo: Corinano,

Ibogano ou Aspidospermano e a numeração é baseada na estrutura da Ioimbina (Fig. 9, pág.

19) [17].

N

o

Nomes Triviais

Sistema de

Anéis

Substituinte

em C-1

Substituinte

em C-7

1

Harmano

Passiflorina

A Me -

2 Harmalano

B Me -

3

Tetrahidroharmano

Eleagnina

C Me -

4 Norharmano

A - -

5 Norharmalano

B - -

6

Tetrahidronorharmano

Noreleagnina

C - -

7 Harmol

A Me OH

8 Harmalol

B Me OH

9 Tetrahidroharmalol

C Me OH

10

Harmina

Banisterina

A Me MeO

11

Harmalina

Harmidina

B Me MeO

12

Tetrahidroharmina

Leptaflorina

C Me MeO

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

18

Figura 8: Processo biossintético de β-carbolinas simples.

N

H

N

CO

2

H

β

R C

O

H

CO

2

H

O

Cetoácido

Aldeído

N

CO

2

H

NH

2

H

HO

N

CO

2

H

NH

2

H

HO

5-hidróxi-triptamina(5-HT)

(Serotonina)

N

NMe

2

H

N,N-diMe-Trp

N

NHMe

H

N-Me-Trp

N

H

N

R

- Carbolinas Complexas

(monoterpênicos)

N

H

N

Harmano

N

H

N

Harmalano

N

H

N

Eleagnina

harmina

N

H

N

MeON

H

N

MeO

Tetrahidroharmina

N

H

N

MeO

Harmalina

-CO

2

oxidação

-CO

2

L-Triptofano

N

CO

2

H

NH

2

H

N-metilação

oxidação

N

NMe

2

H

OH

N

NH

2

H

Triptamina(Trp)

Fosforilação

Psilocina

N

NMe

2

H

OP

Psilocibina

Reação de Mannich

Descarboxilação

Oxidativa

Redução

Oxidação

Redução

Oxidação

1

3

2

10

11

12

13

14

15

16

17

18

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

19

Figura 9: Processo biossintético de β-carbolinas complexas.

3.3. Ocorrência:

Os alcalóides β-carbolínicos apresentam uma vasta distribuição taxonômica nos

organismos vivos, sendo isolados desde fungos [18-21], algas[22], vegetais [23-138],

esponjas, cnidários e tunicados [139-179], anfíbios [180-181], artrópodes [182-183] até em

fluidos de ratos e seres humanos (urina, plasma, líquor)[186-187]. Há também vários estudos

sobre alcalóides β-Carbolínicos presentes em alimentos e condimentos[186,192-197],

bebidas[186,198-199], fumo[186] entre outros.

III

18

N

NH

O

H

O Glicose

CH

3

O

H

Estrictosidina

(Classe Vincosano)

II

Esqueletos Carbônicos Básicos dos monoterpenóides precursores:

Tipo Aspidospermano

Tipo Corinano

Tipo Ibogano

I

II

III

+

Secologanina

O

H O

H

O Glicose

CH

3

O

N

NH

2

H

Triptamina(Trp)

Ioimbina

(numeração)

N

H

CH

3

O

H

H H

OH

21

20

17

16

15

14

13

12

11

10

9

8 7

6

5

4

3

2

1

18

19

II

3

17

14

21

N

O

H

OCH

3

H

O

Valesiachotamina

(Classe Valesiachotamano)

II

N

O

H

CH

3

CH

3

O

H

H H

1

2

3

4

5

6

78

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

Ajmalicina

(Classe Corinanteano)

I

3

14

18

21

16

N

NH

CH

3

O

HO

H

Vincamina

(Classe Eburnano)

21

18

15

14

3

16

N

NH

CH

3

O

HO

H

Tacamina

(Classe Tacamano)

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

20

3.4. Atividades Farmacológicas:

Algumas das atividades relacionadas a compostos β-carbolínicos já relatadas incluem:

alucinógena e inibidor da MAO [9,184,185,199], tremor e doença de Parkinson [186],

hipoglicemiante e diabetes [220], genotoxicidade e citotoxicidade [23,118,123,140,190],

antitumoral [119,137,165,167,175], antioxidante [14], antibacteriana [141], Anti-HIV

[116,118,137,160] e em doenças tropicais como malária[22,45,117,123,130], tripanossomíase

[104] e leishimaniose [139, 159,161, 172, 191].

A N,N-diMe-Trp (presente em Psychotria viridis) (15, Figura 8, pág. 18) apresenta

marcante atividade alucinógena e encontram-se associada a harmina (10) e harmalina (11)

(presentes em Banisteriopsis caapi e B. inebrians) em bebidas indígenas como a Ayahuasca

(Santo daime) [95, 184, 185, 189]. Estas β-carbolinas inibem a atividade da enzima MAO

A

(Monoamino-oxidase tipo A) responsável pelo metabolismo de monoaminas no SNC e assim

potencializam os efeitos alucinógenos. Outros alucinógenos quimicamente relacionados são a

Psilocina (16) e Psilocibina (17), encontradas no cogumelo Psilocybe mexicana, e alcalóides

isolados do gênero Ipomoea como a α-hidróxi-etilamina do ácido lisérgico. Todos estes

compostos são quimicamente relacionados a 5-hidróxi-Triptamina (5-HT) ou serotonina (18),

uma importante monoamina endógena neurotransmissora, devendo-se assim seus efeitos

alucinógenos a associação destes com receptores 5-HT

2A

no cérebro [184,185 e 17].

Foram atribuídos aos alcalóides β-carbolínicos harmano (1) e norharmano (4) a

capacidade de aumentar a secreção de Insulina pelas ilhotas de Langerhans em 3 a 4 vezes.

Esta atividade foi atribuída a interação destes compostos com receptores imidazólicos I

3

presentes em células β-pancreáticas [220].

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

21

.5. Alcalóides Isolados do gênero Bauhinia

Trabalhos anteriores haviam relatado o isolamento do alcalóide piridínico Trigonelina

(19) em B. candicans [209]. Recentemente foram também isolados os alcalóides N-

naftilanilina (20), mahanimbina (21), girinimbina (22) e bicicloamhanimbina (23) em B.

variegata [125] (Figura 10). No entanto, não existe na literatura nenhum relato de isolamento

de alcalóides β-carbolínicos, no gênero Bauhinia.

Figura 10: Alcalóides isolados do gênero Bauhinia.

N

O

H

Girinimbina

N

O

Bicicloamhanimbina

N

O

H

Mahanimbina

Alcalóides Isolados de

Bauhinia Variegata

NH

N-naftilanilina

Alcalóide Isolado de

Bauhinia Candicans

Trigonelina

N

COO

CH

3

19

20

21

22

23

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

22

3.6. Alcalóides β-carbolinicos isolados em plantas entre 1979 e 2005:

Tabela 2: Estruturas químicas de alcalóides β-carbolinicos isolados.

β-Carbolinas Simples

N

H

N

O

R

1

R

3

R

4

R

2

N

H

O

R

1

O

R

2

R

3

N

H

N

NH

2

O

R

N

H

N

R

1

R

3

R

2

N

H

N

R

1

O

R

2

R

3

N

H

N

H

2

N

R

N

R

2

R

3

R

1

24: R

1

=R

3

=OCH

3

; R

2

=R

4

=H

25: R

1

=R

2

=R

3

=R

4

=H

26: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=R

4

=H

27: R

1

=R

3

=R

4

=H; R

2

=OH

28: R

1

=R

2

=R

3

=H; R

4

=n-Propil

29: R

1

=R

2

=R

3

=H; R

4

=CH

3

30: R

1

=R

2

=R

3

=H

31: R

1

=CH

3

; R

2

=R

3

=H

32: R

1

=CH

3

; R

2

=OH; R

3

=H

33: R

1

=R

2

=H; R

3

=OH

34: R

1

=nPentil; R

2

=R

3

=H

35: R

1

=Etil; R

2

=R

3

=H

36: R=H

37: R=OCH

3

38: R

1

=R

2

=R

3

=H

39: R

1

=OCH

3

; R

2

=H; R

3

=OH

40: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=OH

41: R

1

=H; R

2

=OH; R

3

=OCH

3

42: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=H

43: R

1

=R

3

=H; R

2

=OCH

3

44: R

1

=R

3

=H; R

2

=OH

45: R

1

=R

2

=H; R

3

=OCH

3

46: R=OCH

3

47: R=H

48: R

1

=CHO; R

2

=CH

3

; R

3

=H

49: R

1

=R

3

=H; R

2

=CHO

50: R

1

=H; R

2

=CHO; R

3

=OCH

3

N

H

N

R

O

N

H

N

O

R

1

R

2

N

R

4

R

1

R

3

R

2

N

H

N

R

1

R

3

R

2

N

H

R

2

R

2

R

1

R

3

N

H

R

2

R

1

R

3

N

H

R

2

R

1

51: R=(CH

2

)

2

CO

2

Et

52: R=Et

53: R

1

=H; R

2

=OH

54: R

1

=R

2

=H

55: R

1

=CO

2

Me; R

2

=H

56: R

1

=CO

2

H; R

2

=H

57: R

1

=R

3

=OCH

3

; R

2

=R

4

=H

58: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=R

4

=H

59: R

1

=R

2

=R

3

=H; R

4

=OCH

3

60: R

1

=OCH

3

; R

3

=OH; R

2

=R

4

=H

61: R

1

=R

4

=OCH

3

; R

2

=R

3

=H

62: R

1

=R

2

=R

3

=R

4

=H

185: R

1

=OCH

3

; R

2

=OH; R

3

=R

4

=H

63: R

1

=R

2

=H; R

3

=OH

64: R

1

=OCH

3

; R

2

=OH; R

3

=H

65: R

1

=R

2

=R

3

=H

66: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=H

67: R

1

=R

2

=OCH

3

; R

3

=H

68: R

1

=R

2

=R

3

=OCH

3

69: R

1

=R

2

=H; R

3

=OCH

3

70: R

1

=CO

2

Et; R

2

=R

3

=H

71: R

1

=R

3

=H; R

2

=OCH

3

72: R

1

=CH(OH)CH

3

; R

2

=CO

2

H

73: R

1

=CH(OH)CH

2

OH; R

2

=CO

2

H

74: R

1

=CH(OH)CH

2

OH; R

2

=CO

2

CH

3

75: R

1

=CH(OH)CH

2

OH; R

2

=CO

2

nBut.

76: R

1

=CH(OH)CH

3

; R

2

=CONH(CH)

2

CO

2

CH

3

77: R

1

=COCH

3

; R

2

=CONH(CH

2

)

2

CO

2

CH

3

78: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=H

79: R

1

=R

2

=H; R

3

=OH

80: R

1

=CH

2

OH; R

2

=R

3

=H

81: R

1

=OCH

3

; R

2

=CO

2

H; R

3

=H

182: R

1

=CH

3

;R

2

=H; R

3

=OH

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

23

Tetrahidro-β-Carbolinas Simples e Outros

N

H

O

HO

N

H

N

H

N

H

3

CO

OH

N

H

CH

3

CH

3

+

N

H

OH

HO

O

N

H

N

CH

3

H

3

CO

H

3

CO

N

OMe

MeO

H

OMe

O

N

H

N

O

R

2

N

H

R

2

R

3

N

NH

H

CO

2

H

R

N

NH

R

3

R

1

R

1

O

H

R

N

H

R

H

3

CO

OH

H

3

CO H

N

NH

H

3

CO

CH

3

H

3

CO

N

O

CH

3

N

NH

O

R

H

82: R=H

83: R=CH

3

84: R=

HN

S

85: R

1

=R

3

=H; R

2

=OCH

3

86: R

1

=R

2

=H; R

3

=OCH

3

87: R

1

=CH

3

; R

2

=R

3

=H

88: R

1

=CH

3

; R

2

=CO

2

Et; R

3

=H

89: R

1

=R

2

=CH

3

; R

3

=OH

90: R

1

=R

3

=H; R

2

=CH

3

91: R

1

=H; R

2

=CH

3

; R

3

=OCH

3

92: R=H

93: R=CH

3

94: R=CH

3

95: R=H

96: R=H

97: R=OCH

3

98: R=H

186: R=OCH

3

99

100

101

102

103

104

106

107

N

H

OH

O

H

3

CO

180

O

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

24

β-Carbolinas Complexas

N

O

R

2

N

O

R

1

R

2

R

3

R

4

R

5

R

6

R

7

R

8

1

2

3

4

5

6

78

9

10

11

N

O

R

1

R

3

R

2

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

N

O

R

1

108: R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

109: R

1

=OH; R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

110: R

1

=OCH

3

; R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

111: R

1

=OH; R

6

=OCH

3

; R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

7

,R

8

=H

112: R

2

=OH; R

1

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

113: R

3

=OH; R

1

,R

2

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

114: R

3

=R

4

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

115: R

3

=OCH

3

; R

4

=OH; R

1

,R

2

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

116: R

3

=OCH

3

; R

4

=OCOCH

3

; R

1

,R

2

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

117: R

4

=OH; R

1

,R

2

,R

3

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

118: R

4

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

119: R

4

=CH

2

OH; R

1

,R

2

,R

3

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

120: R

4

=CH

2

OH; R

6

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

5

,R

7

,R

8

=H

121: R

4

= O-β-D-Glic.(1-6)-β-D-Glic.; R

1

,R

2

,R

3

,R

5

,R

6

,R

7

,R

8

=H

122: R

5

=OH; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

6

,R

7

,R

8

=H

123: R

5

=OH; R

6

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

7

,R

8

=H

124: R

6

= OH; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

7

,R

8

=H

125: R

6

=R

7

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

8

=H

126: R

6

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

7

,R

8

=H

127: R

6

=O-β-D-Glic.; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

7

,R

8

=H

128: R

7

=OCH

3

; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

8

=H

129: R

8

=O-β-D-Glic.(1-6)-β-D-Glic.; R

1

,R

2

,R

3

,R

4

,R

5

,R

6

,R

7

=H

130: R

1

=R

2

=R

3

=H

131: R

1

=OCH

3

; R

2

=R

3

=H

132: R

2

=OH; R

1

=R

3

=H

133: R

1

=R

2

=H; R

3

=OCH

3

181: R

1

=R

2

=H; R

3

=OH

134: R

1

=H; R

2

=OH

135: R

1

=OCH

3

; R

2

=H

136

N

H

O

H

OGlc

N

H

R

1

H

R

2

OH

OMe

N

RO

N

H

O

COO

-

H

OGlc

H

+

144: H16-α

145: H16-β

137: R

1

= β-H, R

2

= β-CO

2

Me

138: R

1

= α-H, R

2

= β-CO

2

Me

139: R

1

= β-H, R

2

= α-CO

2

Me

140: R

1

= α-H, R

2

= α-CO

2

Me

141: R=CH

3

142: R=H

143: R=CH

3

, 3,4-dihidro

146

N

CH

3

OH

HO H

N

H

O

MeO

O

Me

H

147

148

N

O

Cl

-

+

149

N

OH

HO

150

N

O OCOCH

3

OCH

3

188

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

25

N

H

O

OH

N

H

OHC

O

N

H

O

OHC

N

NH

N

HO

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

N

H

O

H

3

CO

R

N

H

MeO

O

H

HO

H

N

H

N

Me

O

HO

N

H

N

O

N

H

N

Me

O

N

H

OH

151

N

H

N

H

N

105

+

152

153

154

155

156

157

158

159

160: R=H

161: R=CH3

CH

2

OH

CH

3

H H

H

N

CH

2

OH

CH

3

H H

162

163

164

165

N

O

166

β-Carbolinas diméricas e glicosiladas

N

H

MeO

H

OH

N

H

HO

OMe

H

OH

N

H

O

R

2

O

OH

HO

N

R

MeO

H

R

OMe

+

Cl

-

170: R = H

189: R = OMe

190: R=OH

167

168

R

1

169: R

1

=H; R

2

=CO

2

H

183: R

1

=OH; R

2

=CO

2

H

184: R

1

=R

2

=H

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

26

N

H

O

OMe

N

MeO

H

OMe

N

H

O

N

MeO

OMe

H

O

OMe

N

MeO

OMe

H

R

O

N

H

O

OH

O

HO

OH

CO

2

H

N

NH

H

CO

2

H

O

OMe

O

H

O

HO

H

OH

N

NH

H

O

OMe

O

H

O

HO

H

OH

OMe

O

N

H

O

OH

N

MeO

OMe

H

N

H

O

N

MeO

H

OMe

N

H

N

H

N

H

HO

H

3

C

CH

3

H

171: R=OCH

3

187: R=H

172

173

174

175

176

177

178

179

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

27

ESPÉCIES

[Referência(s)]

Alcalóides β-Carbolínicos Isolados

(Nomes químicos e/ou triviais)

Ailanthus altissima

[36]

1-metóxicarbonil-4,8-dimetóxi-β-carbolina (24),

1-metóxicarbonil-β-carbolina (25)

[61]

2-hidróxicantin-6-ona (112), 4-hidróxicantin-6-ona (113), 4,5-dihidrocantin-6-ona (136).

cantin-6-ona (108), 1-metóxicantin-6-ona(110), cantin-6-ona-3N-óxido(130), 1-metóxicantin-6-

ona-3N-óxido(131), 1-hidróxicantin-6-ona(109), 5-hidróxicantin-6-ona(117), Ácido β-carbolin-1-

propiônico (30), e 1-metóxicarbonil-4-metóxi-β-carbolina (26).

[86]

Ácido β-carbolin-1-propiônico(30), 1-carbometóxi-β-carbolina(25) e 1-carbamoil-β-carbolina (36)

[96]

1-hidróxicantin-6-ona (I) e 1-(1’,2’-dihidróxietil)-4-methóxi-β-carbolina (40)

[105]

1-(2'-hidróxietil)-4-metóxi-β-carbolina (39), 1-Acetil-4-metóxi-β-carbolina (42), 1-metóxicantin-6-

ona (110), cantin-6-ona(108), cantin-6-ona-3N-óxido(130), 1-(1',2'-dihidróxietil)-4-metóxi-β-

carbolina (40) e 1-metóxicantin-6-one-3N-óxido(131).

[106]

cantin-6-ona(108), 1-metóxicantin-6-ona(110), 6-metóxi-β-carbolin-1-carboxilato de Metila(27)

Alangium lamarckii

[66]

10-demetiltubolosina(167)

Alangium vitiense

[66]

9-demetiltubulosina (168)

Allium tuberosum

[42]

Ácido 1,2,3,4-tetrahIdro-β-carbolin-3-carboxílico (82)

Alstonia venenata

[92]

5-metóxi-1-oxo-tetrahidro-β-carbolina (85) e venenatina (137), alstovenina(138), 16-

epivenenatina(139) e 16-epialstovenine(140).

Annona montana

[98] e [90]

annomontina ou 4-(9H-pirido[3,4-b]indol-1-il)pirimidin-2-amina (47) e metóxiannomontina ou 4-

(6-metóxi-9H-pirido[3,4-b]indol-1-il)pirimidin-2-amina (46)

Arenaria

kansuensis

[38]

Arenarinas A (45), B (41), C (43), e D (44),

Brucea mollis

[121]

11-O-β-D-glicopiranosil-(16)-β-D-glicopiranosilcantin-6-ona(129), 5-O-β-D-glicopiranosil-

(16)-β-D-glicopiranosilcantin-6-ona(121), 11-hidróxicantin-6-ona-3N-óxido(132), Cantin-6-ona

(108) e cantin-6-ona-3N-óxido(130).

Catharanthus

roseus

[76]

Ajmalicina (148), Vincaina(147) e norharmano(4)

Codonopsis

lanceolata

[65]

9N-Formilharmano (48), 1-carbometóxi-β-carbolina(25), perlolirina(103) e norharmano(4)

Codonopsis

pilosula

[41]

Perlolirina(103)

Commelina

communis

[33]

1-carbometóxi-β-carbolina(25), Norharmano(4) e Harmano(1)

Cortinarius

infractus

[84]

Infractina (31), 6-hidróxi-infractina (32) e infractopicrina (149)

Croton

moritibensis

[223]

2N-etóxicarboniltetrahidroharmano (88) e 6-hidróxi-2N-metiltetrahidroharmano(89)

Tabela 3: Alcalóides β-carbolinicos isolados listados por espécies vegetais.

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

28

Cyathobasis

fruticulosa

(Bunge) Aellen.

[111]

Harmina e N-metiltetrahidro-β-carbolina (90)

Datura stramonium

L.

[79]

5,6-dihidro-9-hidróxi-3H-pirido-[1,2,3-l,m]-β-carbolina-3-ona ou 1,2-dehidrofluorodaturina(134)

[100]

fluorodaturatina ou 2,3,5,6-tetrahidro-9-hidróxi-1H-pirido-[1,2,3-l,m]-β-carbolina-3-ona(150) e

homofluorodaturatina ou 1,2,3,4,6,7-hexahidro-10-hidróxiazepino-[1,2,3-l,m]-β-carbolina-4-

ona(151).

Drymaria diandra.

[116]

Drimaritina (135) e 1-metóxi-cantin-6-ona (110)

Dutaillyea

oreophila

[102]

2N-metil-6-metóxi-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(91)

Eurycoma

harmandiana

[132]

9-O--β-glicopiranosídeocantin-6-ona(127), Ácido 7-hidróxi-β-carbolin-1-propiônico(33)

Eurycoma

longifolia

[23]

1-hidróxi-9-metóxicantin-6-ona (111), 5-hidróximetil-

9-metóxicantin-6-one (120), β-carbolina-1-propionato de pentila (34)

9-metóxicantin-6-one (126) canthin-6-ona (108), metil

β-carbolina-1-carboxilato(25), 4, 5-dimetóxicantin-6-ona,(114)

10-metóxicantin-6-ona(128), 8-hidróxi-9-metóxicantin-

6-ona(123), 9,10-dimetóxicantin-6-ona(125), 5-metóxicantin-

6-ona(118), 9-hidróxicantin-6-ona(124), 5-hidroximetilcantin-

6-ona(119), cantin-6-ona 3N-oxido(130), 9-metóxicantin-6-ona

3N-oxido(133), picrasidina Q, Ácido β-carbolina-1-propionico(30),

Ácido 7-metóxi-β-carbolina-1-propionico(180), 9-O-

β-glicopiranosidiocantin-6-ona(127), 9-hidróxicantin-6-ona 3N-oxido(181), picrasidina L, e 1-

hidróxicantin-6-ona(109)

Evodia rutaecarpa

(Juss.) Benth

[112]

evodianinine (152), rutaecarpine (153), hydroxyevodiamine (154).

Flueggea

microcarpa

[72]

2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90)

Geissospermum

sericeum

[131]

Flavopereirina

Guiera

senegalensis

[130]

Harmano(1) e Tetrahidroharmano(3)

Haloxylon

articulatum

[120]

2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90), Carnegina e N-metilisosalsolina

Hammada

articulata ssp.

Scoparia

[29]

Carnegina e N-metilisosalsolina

Tetrahidroharmano(3)

Hannoa klaineana

[73]

Ácido β-carbolina-1-propiônico(30)

[85]

β-carbolina-1-proprionato de etila(29), Ácido β-carbolina-1-propriônico(30), 1-etil-β-

carbolina(38), 1-metóxicantin-6-ona(110), β-carbolina-2N-óxido-1-proprionato de etila(51), 1-

etil-2N-óxido-β-carbolina(52)

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

29

Hypodematium

squamuloso-

pilosum

[138]

1-acetil-8-hidróxi-β-carbolina(53) e 1-acetil-β-carbolina(54)

Hippophae

rhamnoides L

[71]

Harmalina(11) e Harmano(1)

Hovenia dulcis

[32]

Perlolirina(103)

Leitneria floridana

[137]

1-metóxicantin-6-ona(110) e 5-metóxicantin-6-ona(118)

Lepidium meyenii

[128]

Ácido (1R,3S)-1-metiltetrahidro--β-carbolin-3-carboxílico (83)

Lolium perenne L.

[58]

Norharmano (4)

Melia Azedarach

[133]

4,8-dimetóxi-1-vinil-β-carbolina(57) e 4-metóxi-1-vinil-β-carbolina(58)

Melicope

leptococca.

[88]

2N-metil-6-metóxi-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(91)

Mimosa scabrella

[28]

2N-Metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90)

Nauclea officinalis

[78]

Naucleficina (155), Nauclefidina (156) e Nauclefolina (157).

Neisosperma

kilneri

[69]

1-carbamoil-β-carbolina (36), 1-carbamoil-7-metóxi-β-carbolina (37)

Nectandra

megapotamica

[104]

6-metóxi-2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina (91)

Nitraria komarovii

[80]

komaroina ou 1-(3'-propilfenil)-β-carbolina (102)

[91]

Isokomarovina (158) e komarovidinina (159)

[107]

komarovina ou 5,6-dihidro-3-(8'-quinolil)-β-carbolina(105)

Nitraria schoberi

[124]

Nazilinina

Odyendea

gabonensis

[94]

cantin-6-ona(108), 5-metóxicantin-6-ona(118), 4,5-dimetóxicantin-6-ona(114), 8-hidróxicantin-6-

ona(122), 1-hidroximetil-β-carbolina(80) e 1-carboxamida-β-carbolina(36)

Ophiorrhiza

japonica

[59]

Harmano(1), 6-hidróxiharmano(182), lialosido(184), Ácido lialosidico(169), ophiorina A(144) e

B(145), Ácido 10-Hidróxilialosídico(183), ophiorina A metil ester, e ophiorina B metil ester

[64]

Ácido lialosidico (169) e Ácido 10-Hidróxilialosídico(183)

Ophiorrhiza

kuroiwai

[59]

Harmano(1), Ácido lialosidico(169), ophiorina A(144) e B(145).

Ophiorrhiza

Liukiuensis

[103]

Ácido lialosídico(169), Ophiorina A (144) e B (145), Harmano(1) e Strictosamida (146)

Oxalis tuberosa

[136]

Harmina(10) (7-metóxi-1-metil-

β

-carbolina) e Harmalina (11) (3,4-dihidroharmina)

Palicourea

marcgravii

[126]

2-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90)

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

30

Panax ginseng

[47]

Norharmano(4) e Harmano(1)

[68]

9N-formilharmano(48), β-carbolina-1-carboxilato de etila(29), e perlolirina(103)

Papaver

pavoninum

[43] e [57]

2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90)

Papaver rhoeas

var. chelidonioides

[37]

2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90)

Peganum harmala

[39]

Harmalacinina(161) and Norharmina(69),

[54]

Harmalicina(93)

[44]

Harmalanina(160) e Harmalacidina(86)

[55]

Harmalina(11), 11-metóxi-harmalidina (141), 11-hidróxi-harmalidina(142), 11-metóxi-3,4-

dihidroharmalidina (143)

Phalaris

coerulescens

[25]

2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90) e 6-metóxi-2N-metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-

carbolina(91)

Picrasma excelsa

[110]

Cantin-6-ona(108), 5-metóxicantin-6-ona(118), 4-metóxi-5-hidróxicantin-6-ona(115) e 9N-

metóxi-1-vinil-β-carbolina (59).

Picrasma javanica

[34] [51]

1-etenil-4-metóxi-9H-pirido[3,4-b]indol-8-ol (8-hidróxidehidrocrenatina) (60) e 1-etil-4-

metóxi-9H-pirido[3,4-b]indol-8-ol (8-hidróxicrenatina) (64),

[48]

1-etil-β-carbolina (65), crenatina (66), picrasidina-I (60), picrasidina-J (64), crenatidina (67),

cantin-6-ona(108) e picrasidina-T-HCl (190)

[46]

4-metóxi-1-vinil-β-carbolina(58), 6-hidróxi-4-methóxi-1-vinil-β-carbolina(185)

Picrasma

quassioides

[31]

3-etóxicarbonil-β-carbolina (70), 1,2,3,4-tetrahidro-1,3,4-trioxo-β-carbolina(98), -8-metóxi-

1,2,3,4-tetrahidro-1,3,4-trioxo-β-carbolina ou picrasidina V (186) e 4,8-dimetóxi-β-carbolina ou

picrasidina P (71)

[42]

Picrasidina U (171), Picrasidina M (187), 5-acetóxi-4-metóxicantin-6-one (188) e 4,8-dimetóxi-1-

vinil-β-carbolina (57)

[45]

Kumujansina (170) e Kumujantina (189)

[49]

Picrasidina T(190) e S (Kumujantina) (189)

[50]

Picrasidina S(189) e G (Kumujansina)(170)

[62]

Picrasidina H(172) e R(173)

[74]

Picrasidinas I(60), J(64) e K (106)

[75]

1-(β-carbolin-1-il)-2-metóxi-4-(4,8-dimetóxi-β-carbolin-1-il)butan -1-ona(174)

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

31

[81]

Picrasidina E (104) 1-metóxicarbonil-β-carbolina(25), 1-etóxicarbonil-β-carbolina(29), 1-formil-β-

carbolina(49), 1-hidróximetil-β-carbolina(80), Ácido β-carbolina-1-propiônico(30), 4,5-

dimetóxicantin-6-ona(114) e 5-hidróxi-4-metóxicantin-6-ona(115).

[82]

Kumajancine(50), and kumujanrine (31), 1-vinIl-4-metóxi-β-carbolina(58) e 3-metilcantin-2,6-

diona(166).

[89]

4,9N-dimetóxi-1-vinil-β-carbolina(61), 1-(β-carbolin-1-il) 4-(4,8-dimetóxi-β-carbolin-1-il)-2-

metóxibutan-1-ona(174), 1-etil-4-metóxi-β-carbolina(66), 4-metóxi-1-vinil-β-carbolina(58), 4,8-

dimetóxi-1-vinil-β-carbolina(57), cantin-6-ona(108) e 5-metóxicantin-6-ona(118)

[97]

1-Acetil -β-carbolina(54), 4,8- dimetóxi -1-etil -β-carbolina(67), e 4,8-dimetóxi-1-(2-metóxietil)-β-

carbolina (68), β-carbolin-1-il 4,8- dimetóxi -β-carbolin-1-il-etilcetona (175), e 3-metilcantin-2,6-

diona (166)

Polygala tenuifolia

[122]

1-carbobutóxi-β-carbolina (28), 9N-formilharmano(49), 1-carboetóxi-β-carbolina(29), 1-

carbometóxi-β-carbolina(25), perlolirina(103), harmano(1) e norharmano(4).

Quassia africana

[63]

cantin-6-ona(108), 4,5-dimetóxicantin-6-ona(111), Ácido β-carbolina-1-propiônico(30)

Quassia amara

[52]

1-vinil-4,8- dimetóxi -β-carbolina(57), 1-metóxicarbonil-β-carbolina(25), e 3-metilcantin-2,6-

diona(166)

[60]

4-metóxi-5-hidróxicantin-6-ona(115)

Raphanus sativus

L.

[35]

Ácido 1-(2'-pirrolidinetion-3'-il)-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina-3-carboxílico(84)

Rauwolfia

serpentina

[26]

2-deoxi-1-C-9H-pirido[3,4-b]idol-1-il (107), Norharmano(4),1-metóxicarbonil-β-carbolina(25), 1-

acetil-β-carbolina(54), Strictosidina (177), Rhazimanina (162), Ácido 1-[[3-etenil-1-O-(β-D-

glicopiranosil)-3,4-dihidro-5-(metóxicarbonil)-2H-piran-4-il]metil]-2,3,4,9-tetrahidro-1H-Pirido[3,4-

b]indol-3-carboxílico (178).

Roemeria hybrida

[27]

(-)-roecarbolina (94) e (+)-norroecarbolina (95),

roeharmina (100) e (-)-1,2,3,4-tetrahidroroeharmina (99)

Simira glaziovii

[135]

Harmano(1)

Soulamea

fraxinifolia

[70]

1-(2'-hidroxietil)-β-carbolina(63) e Pavetina (1-vinil-β-carbolina)(62)

Stellaria dichotoma

[113]

glucodichotomina B(179)

[114]

Dichotominas A (72), B (73), C (74) e D (75)

Dichotomidas I (77) e II (76)

Strychnos

elaeocarpa

[108]

Estricnocarpina (87)

Strychnos hirsuta

Spruce ex Bentham

[101]

estricnohirsutina (163) e tetradehidroestricnohirsutina (164)

Capítulo 3: Levantamento Bibliográfico

32

Strychnos

melinoniana

[87]

Melinonina F (101)

[203]

Melimonina E (165)

Strychnos

usambarensis

[56] e [117]

isoestricnopentamina (176) = 2-[(1',2',3',4'-tetrahidro-2'-metil-β-carbolin-1'-il)metil]-11-(1''-metil-

pirrolidin-2''-il)-3-vinil-1,2,3,4,6,7,12,12b-octahidro-indolo[2,3-a]quinolizin-10-ol

[2(S),3(R),12b(S),1'(S),2''(S)]

Taraxacum

formosanum

[24]

taraxacina-A (78), taraxacina-B (81)

Uncaria tomentosa

[127] e [134]

3,4-dehidro-5(S)-carboxistrictosidina (177)

Virola calophylla

Warb

[53]

2-metil-6-metóxitetrahidro-β-carbolina (91)

Vestia lycioides

Willd

[99]

1-acetil-3-carbometóxi-β-carbolina(55)

[109]

1-Acetil-3-carbóxi-β-carbolina(56) e 1-acetil-3-carbóxi-β-carbolina metil éster(55)

Virola sebifera

[77]

2-Metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina(90) e 2-Metil-1,2,3,4-tetrahidro-β-carbolina-9N-óxido(96)

Zanthoxylum

chiloperone

[67] e [129]

Cantin-6-ona(108), 5-metóxicantin-6-ona(118)

Capítulo 4: Determinação Estrutural

34

4. DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL

4.1. DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL DOS CONSTITUINTES QUÍMICOS

VOLÁTEIS DE BAUHINIA UNGULATA:

O estudo dos constituintes voláteis foi realizado através de um acompanhamento

da composição química do óleo essencial das folhas de Bauhinia ungulata. Para isso

foram coletadas 500g de folhas frescas nos horários: 9:00 e 12:00 no Campus do Pici da

Universidade Federal do Ceará, Fortaleza, no dia 02 de agosto de 2004.

Os óleos essenciais foram extraídos através do processo de hidrodestilação

utilizando um aparelho doseador de óleo essencial do tipo Clevenger e modificado por

Gottlieb. A análise qualitativa foi realizada através do uso de cromatografia gasosa

acoplada a espectrometria de massa (CG/EM). Os óleos essenciais obtidos foram

denominados OEBU-1 (9:00 hs) e OEBU-2 (12:00 hs) respectivamente.

A identificação dos constituintes dos óleos essenciais foi efetuada através de

determinação e correção dos índices de Kovats simulados e comparação com espectros

de massa de substâncias sugeridos pelo banco de dados (espectroteca), além da

comparação com dados da literatura [202]. A correção dos índices de Kovats foi

efetuada através de regressão linear do gráfico construído com os tempos de retenção e

índices de Kovats tabelados, de quatro picos obtidos no cromatograma OEBU-2. Os

picos escolhidos foram os de tempo de retenção: 27,03(α-copaeno); 30,97(α-humuleno);

34,55(δ-cadimeno) e 37,27(óxido de cariofileno), identificados com maior segurança. A

equação da reta de regressão obtida no procedimento foi: Y = 20,2X + 829 com fator de

correção (R

2

) de 0,9997.

O cromatograma de OEBU-1(Fig. 11, pág. 37) exibiu 20 picos, dos quais 17 foram

identificados por espectrometria de massa, representando 96,45% da constituição

química total do óleo essencial. O cromatograma de OEBU-2 (Fig. 12, pág. 37) exibiu

30 picos, dos quais 26 foram identificados por espectrometria de massa, representando

94,17% da constituição química total do óleo essencial.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

35

O óleo essencial de B. ungulata mostrou-se exclusivamente constituído de

sesquiterpenos. Destes apenas 2 eram oxigenados (óxido de cariofileno e E-bisabol-11-

ol) em OEBU-1 (5,2 %) e 9 (óxido de cariofileno, viridiflorol, epóxido de humuleno II,

1-epi-cubenol, β-eudesmol, α-cadinol e E-bisabol-11-ol) em OEBU-2 (20,77%). Os

principais constituintes encontrados nos óleos de B. ungulata foram: (E)-β-Cariofileno,

α-Humuleno, Germacreno D, Óxido de Cariofileno, α-Copaeno, Germacreno B, δ-

Cadimeno e Biciclogermacreno. Nas duas coletas foram observados os mesmos

constituintes principais, porém ocorreram algumas variações nos teores dos mesmos em

função do horário. No horário de 9:00 Hs os constituintes majoritários, em ordem

decrescente de teor no óleo, foram (E)-β-Cariofileno (25,65%), Germacreno D

(14,08%), α-Humuleno (12,49%), α-Copaeno (8,2%), Germacreno B (6,41%) e δ-

Cadimeno (5,57%). No horário de 12:00 Hs observou-se um incremento de 4,16% no

teor de Óxido de Cariofileno, além do surgimento de vários sesquiterpenos oxigenados

presentes exclusivamente neste horário com considerável redução nos teores dos demais

constituintes. O (E)-β-Cariofileno manteve-se como constituinte majoritário nas duas

coletas, tendo seu teor pouco variado (Tabela 4).

O levantamento bibliográfico revelou a inexistência de trabalhos relacionados à

constituição do óleo essencial de Bauhinia ungulata, sendo este o primeiro registro do

mesmo.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

36

Tabela 4: Comparação entre a composição do óleo essencial de Bauhinia

ungulata em OEBU-1 e OEBU-2.

Teor no Óleo (%)

Componentes I.K.

OEBU-1 OEBU-2

α-copaeno 1377 8,20 3,95

β-elemeno 1391 2,48 1,65

trans-(β)-cariofileno 1419 25,65 24,82

β-cubebeno 1388 1,47 0,93

γ-elemeno 1437 1,24 0,71

(cis)-muurola-3,5-dieno 1450 1,68 0,74

γ-gurjuneno 1477 1,70 0,83

α-humuleno 1455 12,49 9,98

alloaromadendreno 1641 2,33 1,96

α-amorfeno 1485 2,02 2,02

germacreno D 1485 14,08 9,45

biciclogermacreno 1500 3,86 3,93

α-muuroleno 1500 - 1,02

isoledeno 1376 - 0,81

γ-cadineno 1514 1,19 1,25

δ-cadineno 1523 5,57 4,38

germacreno B 1561 6,41 4,05

ledol 1569 - 0,78

spathulenol 1578 - 2,10

óxido de cariofileno 1583 2,87 7,03

viridiflorol 1593 - 0,88

epóxido de humuleno II 1608 - 1,53

1-epi-cubenol 1629 - 1,37

β-eudesmol 1651 - 1,52

α-cadinol 1654 - 1,69

E-bisabol-11-ol 1668 3,21 4,79

Percentual Identificado 96,45% 94,95%

*Compostos listados por ordem de eluição numa coluna capilar de dimetilsiloxano do tipo DB-5.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

37

Figura 11: Cromatograma OEBU-1 (CG/EM) dos constituintes voláteis do óleo

essencial das folhas de Bauhinia ungulata.

Figura 12: Cromatograma OEBU-2 (CG/EM) dos constituintes voláteis do óleo

essencial das folhas de Bauhinia ungulata.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

38

Figura 13: Espectro de massa estrutura do α-copaeno

Figura 14: Espectro de massa do β-elemeno

Figura 15: Espectro de massa e estrutura do trans-(β)-cariofileno

Figura 16: Espectro de massa do β-cubebeno

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

39

Figura 17: Espectro de massa do γ-elemeno

Figura 18: Espectro de massa do (cis)-Muurola-3,5-dieno

Figura 19: Espectro de massa do γ-gurjuneno

Figura 20: Espectro de massa e estrutura do α-humuleno

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

40

Figura 21: Espectro de massa do allo-aromadendreno

Figura 22: Espectro de massa do α-amorfeno

Figura 23: Espectro de massa e estrutura do germacreno D

Figura 24: Espectro de massa e estrutura do biciclogermacreno

O

H

O

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

41

Figura 25: Espectro de massa do α-muroleno

Figura 26: Espectro de massa do isoledeno

Figura 27: Espectro de massa do γ-cadineno

Figura 28: Espectro de massa do δ-cadineno

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

42

Figura 29: Espectro de massa do germacreno B

Figura 30: Espectro de massa do espatulenol

Figura 31: Espectro de massa do óxido de cariofileno

Figura 32: Espectro de massa do viridiflorol.

H

O

H

O

HO

H

HO

H

HO

H

HO

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

43

Figura 33: Espectro de massa do epóxido Humuleno II

Figura 34: Espectro de massa do 1-epi-Cubenol

Figura 35: Espectro de massa do β-eudesmol

Figura 36: Espectro de massa do α-cadinol

Figura 37: Espectro de massa do E-bisabol-11-ol.

HO

O

OH

H

OH

H

H OH

H

HO

H

HO

Capítulo 4: Determinação Estrutural

44

4.2. DETERMINAÇÃO ESTRUTURAL DOS CONSTITUINTES

QUÍMICOS NÃO-VOLÁTEIS DAS FOLHAS DE BAUHINIA UNGULATA.

4.2.1. Determinação Estrutural de BU-1:

Tratamentos cromatográficos da fração EEBU-FAc

2

-F2 (757,2 mg) (pág. 114,

tabela 28) levaram a obtenção de um sólido amorfo de coloração amarela intensa, p.f.

293,7-295,9

o

C, denominado BU-1.

A análise do espectro de absorção de BU-1 na região do infravermelho (Fig. 39,

pág. 49) mostrou uma banda larga em 3293 cm

-1

, correspondente à deformação axial da

ligação O-H (

υ

OH

), caracterizando-se a presença de hidroxila. A banda fina de

intensidade média em 1661 cm

-1

foi atribuída à deformação axial da ligação C=O de

uma carbonila,

υ

C=O

, e a banda de absorção em 1615 cm

-1

foi associada à deformação

axial da ligação C=C de alqueno,

υ

C=C.

As bandas em 1557,1513,1457 cm

-1

corresponderam a vibrações de deformação axial das ligações C=C de anéis aromáticos

(

υ

C=C

) enquanto que as bandas de absorção entre 1300 e 1000 cm

-1

foram atribuídas às

deformações axiais de ligações C-O (

υ

C-O

).

A análise do espectro de RMN

1

H (MeOD, 500MHz) de BU-1 (fig. 40, pág. 49)

mostrou a presença de seis sinais, todos na faixa de

δ

6,18-7,73, os quais foram

associados à hidrogênios de sistemas aromáticos. Dentre estes, os sinais em

δ

6,18 (1H,

d, J= 2,0 Hz),

δ

6,38 (1H, d, J= 2,1 Hz) e 7,73 (1H, d, J= 2,1 Hz) corresponderam à

hidrogênios em posição meta em função de suas multiplicidades (dubletos) e constantes

de acoplamento (~ 2 Hz). Seguindo-se o mesmo raciocínio, o sinal em

δ

6,88 (1H, d, J=

8,6 Hz) foi atribuído a um hidrogênio com acoplamento do tipo orto e desta forma

concluiu-se que ele encontra-se vizinho ao hidrogênio em

δ

7,62 (1H, dd, J= 2,1/8,6

Hz).

A análise do espectro de RMN

13

C-BB (125 MHz) de BU-1 (Fig. 41, pág. 50)

mostrou a presença de quinze linhas espectrais. De acordo com a teoria do

deslocamento químico pôde-se atribuir que o sinal em

δ

177,4 tratava-se de um carbono

Capítulo 4: Determinação Estrutural

45

carbonílico. Todos os demais sinais encontram-se localizados na faixa de δ 94,5-165,7,

e desse modo, foram associados a carbonos sp

2

. Dentre estes, pôde-se propor ainda, com

base em seus deslocamentos químicos, que sete estariam oxigenados.

A associação do espectro de RMN

1

H com o espectro de RMN

13

C HMQC (Fig.

43, pág. 51) revelou que dos 15 carbonos, 10 eram não hidrogenados e 5 eram metínicos

(Tabela 5).

Tabela 5: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz)

de BU-1 por padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

104,66 94,56

124,29 99,38

137,37 116,14

146,36 116,37

148,15 121,83

148,91

158,37

162,64

165,72

177,47

10 C 5 CH 0 0

Subtotal = C

5

H

15

1 ( C=O) 5 (–OH) 1 (C–O–C)

Subtotal = H

5

O

7

*

Total = C

15

H

10

O

7

A reunião dos dados espectroscópicos de BU-1 permitiu sugerir então a fórmula

molecular C

15

H

10

O

7

, com índice de deficiência de hidrogênio igual a onze,

correspondendo a um provável esqueleto flavonoídico.

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 43, pág. 51) nos permitiu a

Capítulo 4: Determinação Estrutural

46

associação inequívoca dos sinais de todos os hidrogênios e seus respectivos carbonos

(Tabela 4).

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a mais de

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 44, pág. 52), mostrou

os acoplamentos à longa distância entre hidrogênios e carbonos (

2

J

CH

e

3

J

CH

,). A

correlação do sinal de hidrogênio em δ 6,18 (H6) com o carbono em δ 94,5 (C8) (

3

J

CH

,)

e com os carbonos em δ 162,6 (C5) e 165,7 (C7) (

2

J

CH

), e ainda a do sinal de hidrogênio

em δ 6,38 (H8) com os carbonos em δ 99,3 (C6) (

3

J

CH

,), δ 165,7 (C7) e 158,3 (C9)

(

2

J

CH

), indicaram as posições 6 e 8 no anel A para estes hidrogênios, respectivamente.

O padrão de hidrogenação do anel B foi determinado pelas correlações do

hidrogênio em δ 7,62 (H6’) com os carbonos em δ 116,1 (C2’), 148,1 (C2) e 148,9

(C4’) à 3 ligações e com o carbono em δ 116,3 (C5’) à duas ligações. Do mesmo modo

o hidrogênio em δ 7,73 (H2’) acopla com os carbonos em δ 121,8 (C6’), 148,1 (C2) e

148,9 (C4’) à 3 ligações e com o carbono em δ 146,3 (C3’) à duas ligações. Desta

forma, foram atribuídos aos hidrogênios em δ 6,88, 7,62 e 7, 73 as posições 5’, 6’e 2’,

respectivamente, e chega-se a conclusão de que as posições 3’e 4’encontram-se

substituídas por grupamentos hidroxilas.

HO

OH

H

6

H

8

6,38

165,7

99,38

158,3

HO

OH

H

6

H

8

6,18

162,6

165,7

94,5

Sub-estruturas, com acoplamentos

1

H-

13

C, para H6 e H8 do anel A

7,62

116,1

148,9

116,3

O

H

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

148,1

O

H

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

148,9

148,1

121,8

146,3

7,73

Sub-estruturas, com acoplamentos

1

H-

13

C, para H5’,H6’e H2’do anel B

Capítulo 4: Determinação Estrutural

47

A análise em conjunto dos dados espectroscópicos e a posterior comparação destes

com dados registrados na literatura [224] confirmaram que BU-1 trata-se do flavonóide

5,7,3’,4’-tetrahidroxiflavon-3-ol (Quercetina) já isolado em outras espécies do gênero

Bauhinia como: B. purpúrea, B.reticulata, B. splendens, B. tomentosa e B. vahlii [2].

Figura 38: Estrutura do 5,7,3’,4’-tetrahidroxiflavon-3-ol (Quercetina)

Tabela 6: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-1:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C

δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

2 148,15 H2’e H6’

3 137,37

4 177,47

5 162,64 H6

6 99,38 6,18 (1H, d, J= 2,0Hz) H8

7 165,72 H8 e H6

8 94,56 6,38 (1H, d, J= 2,1Hz) H6

9 158,37 H8

10 104,66 H6 e H8

1’ 124,29 H5’

2’ 116,14 7,73 (1H, d, J= 2,1Hz) H6’

3’ 146,36 H2’ H5’

4’ 148,91 H5’ H2’ e H6’

5’ 116,37 6,88 (1H, d, J= 8,6Hz) H6’

6’ 121,83 7,62 (1H, dd, J= 2,1/8,6Hz) H2’

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

Capítulo 4: Determinação Estrutural

48

Tabela 7: Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-1 (125 MHz, MeOD) com

os descritos na literatura [224] para a Quercetina (25,15 MHz, DMSO-d

6

).

BU-1 Quercetina

N

o

C

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

)

2 148,1 147,5

3 137,3 136,5

4 177,4 176,5

5 162,6 161,0

6 99,3 99,5

7 165,7 166,0

8 94,5 94,5

9 158,3 156,7

10 104,6 104,0

1’ 124,2 123,0

2’ 116,1 116,0

3’ 146,3 145,7

4’ 148,9 148,1

5’ 116,3 116,5

6’ 121,8 121,0

Capítulo 4: Determinação Estrutural

49

Figura 39: Espectro de absorção na região do I.V. de BU-1 em pastilhas de KBr.

Figura 40: Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-1

6

’

2’

5’

8

6

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

Capítulo 4: Determinação Estrutural

50

Figura 41: Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-1

Figura 42: Espectro de RMN

13

C Expansão entre δ 90-190 (MeOD, 125 MHz) de BU-1

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

C

-

8

C

-

6

C

-

10

C

-

2’

C

-

5’

C

-

6’

C

-

1’

C

-

3

C

-

3’

C

-

4’

C

-

2

C

-

9

C

-

5

C

-

7

C

-

4

Capítulo 4: Determinação Estrutural

51

Figura 43: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-1.

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

BU-1

H

-

8

H

-

6

H

-

5’

H

-

2’

H

-

6’

C

-

2’

C

-

5’

C

-

6’

C

-

10

C

-

6

C

-

8

Capítulo 4: Determinação Estrutural

52

Figura 44: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC)

O

OOH

HO

OH

H

10

9

1

2

3

45

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

O

OOH

HO

OH

H

10

9

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

H

-

2’

H

-

6’

H

-

5’

H

-

8

H

-

6

C

-

8

C

-

6

C

-

10

C

-

2’

C

-

5’

C

-

6’

C

-

1’

C

-

3

C

-

3’

C

-

4’

C

-

2

C

-

9

C

-

5

C

-

7

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

Capítulo 4: Determinação Estrutural

53

4.2.2. Determinação estrutural de BU-2

Tratamento cromatográfico da fração EEBU-FAc

1

-F3 (188,6 mg) (pág. 115,

tabela 29) forneceu um sólido amorfo de coloração amarela intensa, p.f. 199,2-203,4

o

C,

denominado BU-2.

A análise do espectro de absorção na região do infravermelho de BU-2 (Fig. 47,

pág. 59) mostrou uma banda larga em 3445,2 cm

-1

, correspondente à deformação axial

da ligação O-H (

υ

OH

), caracterizando-se a presença de hidroxila na molécula. A banda

de absorção em 1653 cm

-1

foi relacionada à deformação axial da ligação C=O de uma

carbonila,

υ

C=O

e a banda fina de intensidade média em 1613 cm

-1

correspondeu à

deformação axial da ligação C=C de alqueno,

υ

C=C.

As bandas em 1501, 1480 e 1363

cm

-1

corresponderam à vibrações de deformação axial das ligações C=C de anéis

aromáticos (

υ

C=C

) e as bandas de absorção entre 1266,5 e 1006 cm

-1

à deformações

axiais de ligações C-O (

υ

C-O

).

A análise do espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-2 (fig. 48, pág. 59)

mostrou a presença de dez sinais espectrais, dos quais cinco deles na região de

hidrogênios aromáticos semelhantes àqueles observados para BU-1 em δ

6,18 (1H, d, J=

2,0 Hz), δ 6,38 (1H, d, J= 2,1 Hz), δ 6,88 (1H, d, J= 8,6 Hz), δ 7,62 (1H, dd, J= 2,1/8,5

Hz) e δ 7,73 (1H, d, J= 2,1 Hz). Os outros cinco sinais na região de hidrogênios ligados

à carbonos oxigenados foram sugestivos da presença de uma glicona (pentose). De

maneira análoga a BU-1, os sinais em

δ

6,21 (1H, d, J= 1,9 Hz),

δ

6,4 (1H, d, J= 1,8

Hz) e 7,53 (1H, d, J= 1,9 Hz) foram associados à acoplamentos do tipo meta em função

de suas multiplicidades e constantes de acoplamento, e o sinal em

δ

6,9 (1H, d, J= 8,5

Hz) foi atribuído a um acoplamento do tipo orto,

A análise do espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-2 (Fig. 50, pág.

61) mostrou a presença de vinte linhas espectrais. Avaliando-se os deslocamentos

químicos pôde-se atribuir que o sinal em

δ

180,1 trata-se de um carbono carbonílico

conjugado. Os quatorze sinais compreendidos na faixa entre δ 94,9-165,7 foram

associados a carbonos sp

2

, enquanto que o carbono em δ 109,6 foi relacionado a um

Capítulo 4: Determinação Estrutural

54

carbono anomérico e outros quatro sinais remanescentes na faixa entre δ 83,4 - 62,7

foram atribuídos a carbonos sp

3

oxigenados.

A associação do espectro de RMN

13

C BB com o espectro de RMN

13

C DEPT 135

(Fig. 51, pág. 61) revelou que dos 20 carbonos analisados, 10 eram não-hidrogenados, 9

eram metínicos e apenas 1 era metilênico (Tabela 8).

Tabela 8: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz) de BU-2 por

padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

105,7 78,8 62,7

123,2 83,4

135,1 88,1

146,5 94,9

150,0 100,0

158,7 109,6

159,5 116,5

163,2 116,9

166,2 123,1

180,1

10 C 9 CH 1 CH

2

0

Subtotal = C

20

H

11

1 ( C=O) 7 (–OH) 3 (C–O–C)

Subtotal = H

7

O

11

Total = C

20

H

18

O

11

A reunião dos dados espectroscópicos de BU-2 permitiu sugerir a fórmula

molecular C

20

H

18

O

11

, com índice de deficiência de hidrogênio igual a doze. A análise

comparativa de BU-2 com os dados obtidos para BU-1 nos leva a sugestão de uma

Quercetina glicosilada.

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 52, pág. 62) permitiu a

Capítulo 4: Determinação Estrutural

55

associação inequívoca dos sinais de todos os hidrogênios aos seus respectivos carbonos.

(Tabela 10, pág. 58)

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C a mais de

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 53, pág. 63),

confirmou a sugestão através dos acoplamentos a mais de uma ligação entre hidrogênios

e carbonos (

2

J

CH

e

3

J

CH

). A correlação do sinal de hidrogênio em δ 6,21 com o carbono

em δ 94,9 (

3

J

CH

,) e com os carbonos em δ 163,2 e 166,2 (

2

J

CH

), e ainda a do sinal de

hidrogênio em δ 6,4 com os carbonos em δ 100,0 (

3

J

CH

,), δ 166,2 e 158,7 (

2

J

CH

) ,

indicaram para estes hidrogênios as posições 6 e 8, respectivamente, no anel A.

O padrão de hidrogenação do anel B foi determinado através de correlações do

hidrogênio em δ 7,5 com os carbonos em δ 116,9, 146,5 e 159,5 (

3

J

CH

,) e com o carbono

em δ 116,5 (

2

J

CH

). Do mesmo modo o hidrogênio em δ 7,53 acopla com os carbonos em

δ 123,1, 146,5 e 159,5 (

3

J

CH

,) e com o carbono em δ 150,0 (

2

J

CH

). Desta forma foram

atribuídos aos hidrogênios em δ 6,9, 7,5 e 7,53 as posições 5’, 6’e 2’, respectivamente.

As posições 3’e 4’encontram-se substituídas por grupos hidroxilas.

HO

OH

H

6

H

8

6,4

166,2

100,0

158,7

HO

OH

H

6

H

8

6,21

163,2

166,2

94,9

7,5

116,9

116,5

159,5

150,0

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

150,0

146,5

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

159,5

123,1

7,53

Sub

-

estrut

uras, com acoplamentos

1

H

-

13

C, para H6 e H8 do anel A em BU

-

2

Sub-estruturas, com acoplamentos

1

H-

13

C, para H2’, H5’ e H6’ do anel B em BU-2

Capítulo 4: Determinação Estrutural

56

A análise do espectro RMN

1

H COSY ( MeOD, 500 MHz) em concordância com

os espectros bidimensionais (HMQC e HMBC) nos permitiu propor a estrutura da

glicona, que compõe o heterosídio flavonoídico, já que foi possível estabelecer a

sequência de hidrogênios vizinhos a partir do H ligado ao carbono anomérico (sinal de

hidrogênio mais desprotegido) ou do carbono metilênico (sinal de hidrogênio mais

protegido). Os acoplamentos ocorrem na seqüência δ 5,47 δ 4,33 δ 3,91 δ 3,87

δ 3,5 sendo assim atribuídos respectivamente aos hidrogênios 1”, 2”, 3”, 4” e 5” (Fig.

49, pág. 60). A estrutura da glicona, que compõe o heterosídio flavonoídico, foi então

proposta com base na comparação com dados da literatura [205], os quais nos levaram a

estrutura de uma Arabinose (Arabinofuranosídeo).

Figura 45: Estrutura do alfa-D-arabinofuranosídio

A análise em conjunto dos dados espectroscópicos e a posterior comparação destes

com dados registrados na literatura [211] confirmaram que BU-2 trata-se do composto

Quercetina-3-O-arabinofuranosídio (Fig. 46). Apesar de bastante difundida no reino

vegetal, o isolamento deste composto é inédito para o gênero Bauhinia [2].

Figura 46: Estrutura do composto Quercetina-3-O-arabinofuranosídio (BU-2).

C

CH

2

OH

HO

OH

O

H OH

1''

2''

3''

4''

5''

H

OH

CH

2

OH

O

H

BU-2

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

Capítulo 4: Determinação Estrutural

57

Tabela 9: Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-2 (125 MHz, MeOD) com

os descritos na literatura [211] para a Quercetina-3-O-arabinose (25,15 MHz, DMSO-

d

6

).

BU-2 Quercetina-3-O-Arab.

N

o

C

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

)

2 159,5 156,4

3 135,1 133,5

4 180,1 177,8

5 163,2 161,2

6 100,0 98,7

7 166,2 164,1

8 94,9 93,5

9 158,7 156,8

10 105,7 104,1

1’ 123,2 121,1

2’ 116,9 115,6

3’ 146,5 145,0

4’ 150,0 148,4

5’ 116,5 115,8

6’ 123,1 121,6

1’’ 109,6 109,4

2’’ 83,4 83,8

3’’ 78,8 78,0

4’’ 88,1 86,8

5’’ 62,7 61,7

Capítulo 4: Determinação Estrutural

58

Tabela 10: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-2:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

2 159,5 H2’

3 135,1

4 180,1

5 163,2 H6

6 100,0 6,18 (1H, d, J= 2,0Hz) H8

7 166,2 H8 e H6

8 94,9 6,38 (1H, d, J= 2,1Hz) H6

9 158,7 H8

10 104,7 H6 e H8

1’ 123,2 H2’ H5’

2’ 116,9 7,73 (1H, d, J= 2,1Hz) H6’

3’ 146,5 H2’ H5’

4’ 150,0 H5’ H2’ e H6’

5’ 116,5 6,88 (1H, d, J= 8,6Hz)

6’ 123,1 7,62 (1H, dd, J= 2,1/8,5Hz) H2’

1” 109,6 5,47 (1H, s)

2” 83,4 4,33 (1H, d, J= 2,52Hz)

3” 78,8 3,91 (1H, dd, J= 3,0/5,0Hz) H2” H1”

4” 88,1 3,87 (1H, dd, J= 4,3/8,8Hz) H1”

5” 62,7 3,5 (2H)

Capítulo 4: Determinação Estrutural

59

Figura 47: Espectro de absorção na região do I.V. de BU-2 em pastilhas de KBr.

Figura 48: Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-2

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

Capítulo 4: Determinação Estrutural

60

Figura 49: Espectro de RMN COSY (500 MHz, MeOD) de BU-2

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

1''

2''

3''

4''

5''

O

OOH

HO

OH

H

OH

HO

H

O

H

OH

H

10

9

1

2

3

45

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

5

4

3

2

1

2

1

3

4

5

Capítulo 4: Determinação Estrutural

61

Figura 50: Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-2

Figura 51: Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (MeOD, 125 MHz) de BU-2

C4

C7 C5

C2

C9

C4’

C3

C3’ C1’

C6’

C2’

C5’

C1’’

C10

C6 C8 C4’’

C2’’ C3’’ C5’’

C6’

C2’ C1’’

C6 C8

C4’’

C2’’

C3’’

C5’’

C5’

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

Capítulo 4: Determinação Estrutural

62

Figura 52: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-2.

C1’

C6’ C2’

C5’

C1’’

C10

C6

C8 C4’’

C2’’

C3’’

C5’’

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’ H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

Capítulo 4: Determinação Estrutural

63

Figura 53: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) de BU-2.

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’ H8 H6

C1’

C6’

C2’

C5’

C1’’

C10

C6 C8 C4’’

C2’’

C3’’

C5’’

C3 C3’ C4’ C9

C2

C5

C7

2

1

3

4

5

6

7

1''

2''

3''

4''

5''

O

OOH

HO

OH

H

OH

HO

H

O

H

OH

10

9

1

2

3

45

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1

3

5

8

11

18

20

21

19

O

OOH

HO

OH

H

OH

HO

H

O

H

OH

10

9

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

5''

4''

3''

2''

1''

12

9

14

10

2

17

13

8

16

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

Capítulo 4: Determinação Estrutural

64

4.2.3. Determinação estrutural de BU-3

Sucessivos tratamentos cromatográficos da fração EEBU-FA

2

-F3 (pág. 116,

tabela 31) levaram a obtenção de um sólido amorfo de coloração amarela intensa, p.f.

200,2-200,3

o

C, denominado BU-3.

A análise do espectro de absorção na região do infravermelho de BU-3 (Fig. 56,

pág. 70) mostrou uma banda larga em 3425,3 cm

-1

, correspondente à deformação

axial de ligações O-H (

υ

OH

), caracterizando-se a presença de hidroxilas na molécula.

A banda de absorção em 1653 cm

-1

foi associada à deformação axial da ligação C=O

de uma carbonila,

υ

C=O

, e a banda fina de intensidade média em 1607 cm

-1

correspondeu à deformação axial da ligação C=C de alqueno (

υ

C=C

). As bandas em

1551, 1502 e 1456 cm

-1

corresponderam a vibrações de deformação axial das ligações

C=C de anéis aromáticos (

υ

C=C

) e as bandas de absorção entre 1306,1 e 1004,4 cm

-1

à

deformações axiais de ligações C-O (

υ

C-O

).

A análise do espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-3 (fig. 57, pág. 70)

mostrou a presença de onze sinais espectrais. Foram observados cinco sinais na região

de hidrogênios aromáticos em δ 6,20 (1H, d, J= 1,8 Hz), δ 6,36 (1H, d, J= 1,8 Hz), δ

7,33 (1H, d, J= 2,0 Hz), δ 6,91 (1H, d, J= 8,2 Hz) e δ 7,31 (1H, dd, J= 2,0/8,2 Hz),

cinco sinais na região de hidrogênios ligados a carbonos oxigenados em δ 5,35 (1H, d,

J= 1,5 Hz), δ 4,21 (1H, q, J= 1,5 Hz), δ 3,74 (1H, dd, J= 1,5/9,5 Hz), δ 3,34 (1H, d, J=

9,5 Hz), δ 3,42 (1H, m) e um sinal na região de hidrogênios alifáticos em δ 0,94 (3H,

d, 6,0Hz). Diante da semelhança destes dados de RMN

1

H com aqueles encontrados

para BU-2 e BU-1, pôde-se propor para BU-3 a estrutura de uma quercetina

glicosilada. De forma análoga a BU-1 os sinais em δ 6,20 (H-6), δ 6,36 (H-8) para o

anel A, e δ 7,33 (H-2’) para o anel B, foram associados à acoplamentos do tipo meta,

e o sinal em δ 6,91 (1H, d, J= 8,3 Hz) foi atribuído acoplamento do tipo orto no anel

B.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

65

A associação do espectro de RMN

13

C-BB (Fig. 59, pág. 72) com o espectro de

RMN

13

C DEPT 135 (Fig. 60, pág. 75) revelou que dos 21 carbonos, 10 eram não-

hidrogenados, 10 eram metínicos e apenas 1 era metílico (Tabela 11).

Tabela 11: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (MeOD, 500 MHz) de BU-3

por padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

105,9 72,06 17,8

123,12 72,18

136,36 72,27

146,5 73,41

149,9 94,92

158,7 100,0

159,4 103,7

163,3 116,5

166,3 117,0

179,7 123,0

10 C 10 CH 0 1 CH

3

Subtotal = C

21

H

13

1 ( C=O) 8 (–OH) 3 (C–O–C)

Subtotal = H

8

O

12

Total = C

21

H

21

O

12

A reunião dos dados espectroscópicos de BU-3 permitiu sugerir então a fórmula

molecular C

21

H

11

O

12

, com índice de deficiência de hidrogênio igual a onze.

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 61, pág. 73) nos

permitiu a associação inequívoca dos sinais de todos os hidrogênios aos seus

respectivos carbonos (Tabela 10).

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C à longa

distância com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 62, pág. 74), mostrou

os acoplamentos a mais de uma ligação entre hidrogênios e carbonos (

2

J

CH

e

3

J

CH

,). A

Capítulo 4: Determinação Estrutural

66

análise dos acoplamentos referentes aos hidrogênio da aglicona flavonoídica se

mostrou análoga ao apresentado para BU-2, dentre os quais podemos destacar a

correlação do sinal de hidrogênio em δ 6,20 (H-6) com o carbono em δ 94,9 (C-8)

(

3

J

CH

,) e com os carbonos em δ 163,3 (C-5) e δ 166,3 (C-7) (

2

J

CH

), e ainda a do sinal

de hidrogênio em δ 6,36 (H-8) com os carbonos em δ 100,0 (C-6)(

3

J

CH

,), δ 166,3 (C-

7) e 158,7 (C-9) (

2

J

CH

) , revelando as posições destes hidrogênios no anel A.

O padrão de hidrogenação do anel B foi determinado pelas correlações do

hidrogênio em δ 7,31 (H-6’) com os carbonos em δ 117,0 (C-2’), 149,9 (C4’) e 159,4

(C-2) (

3

J

CH

,) e com o carbono em δ 116,5 (C-5’) (

2

J

CH

). Do mesmo modo o hidrogênio

em δ 7,33 (H-2’) acoplou com os carbonos em δ 123,0 (C-6’), 149,9 (C-4’) e 159,4

(C-2) (

3

J

CH

) e com os carbonos em δ 123,1 (C-1’) e 146,5 (C-3’) (

2

J

CH

). Desta forma

foram atribuídos aos hidrogênios em δ 6,91, 7,31 e 7,33 as posições 5’, 6’e 2’,

respectivamente. As posições 3’e 4’encontram-se substituídas por grupamentos

hidroxilas.

A análise do espectro RMN

1

H COSY (500 MHz, MeOD) em concordância com

os espectros bidimensionais (HMQC e HMBC), permitiu a elucidação da estrutura do

heterosídio, através da visualização da sequência de hidrogênios vicinais a partir do H

7,3

117,0

116,5

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

159,4

149,9

OH

H

2

'

H

6

'

H

5

'

149,9

159,4

123,0

146,5

7,33

HO

OH

H

6

H

8

6,3

166,3

100,0

158,7

HO

OH

H

6

H

8

6,2

163,3

166,3

94,9

Sub-estruturas, com acoplamentos

1

H-

13

C, para H6 e H8 do anel A em BU-3

Sub-estruturas, com acoplamentos

1

H-

13

C, para H2’, H5’ e H6’ do anel B em BU-3

Capítulo 4: Determinação Estrutural

67

ligado ao carbono anomérico (sinal mais desprotegido) ou da metila (sinal mais

protegido). A seqüência de acoplamentos a partir do H anomérico foi observada da

sequinte forma: δ 5,35 (H-1”), δ 4,21 (H-2”), δ 3,74(H-3”), δ 3,34 (H-4”), δ 3,42 (H-

5”) e δ 0,94 (H-6”) (Fig. 58, pág. 74).

A posterior comparação destes dados com dados da literatura nos levaram a

propor a estrutura do

α

-L-ramnopiranosídio [205].

Figura 54: Estrutura do

α

-L-ramnopiranosídio

O acoplamento do hidrogênio δ 5,35 (H-1”) da ramnose com o carbono δ 136,3

(C3) da estrutura flavonoídica nos permitiu estabelecer inequivocamente que a hexose

encontra-se substituindo a hidroxila na posição 3 do anel C da quercetina. Desse

modo a análise em conjunto dos dados espectroscópicos e a posterior comparação

destes com dados registrados na literatura [211], confirmaram que BU-3 trata-se do

composto quercetina-3-O-

α

-ramnopiranosídio. Este composto já foi relatado no

gênero Bauhinia para a espécie B. uruguayensis [2].

Figura 55: Estrutura do composto quercetina -3-O-ramnopiranosídio (BU-3)

O

HO

OH

CH

3

OH

1"

2"

3"

4"

5"

6"

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

6''

BU-3

A

B

C

Capítulo 4: Determinação Estrutural

68

Tabela 12: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-3:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

2 159,4 H2’, H6’

3 136,6 H1”

4 179,7 H8*

5 163,3 H6

6 100,0 6,20 (1H, d, J= 1,8 Hz) H8

7 166,3 H8 e H6

8 94,9 6,36 (1H, d, J= 1,8 Hz) H6

9 158,7 H8

10 105,9 H6 e H8

1’ 123,1 H2’ H5’

2’ 117,0 7,33 (1H, d, J= 2,0 Hz) H6’

3’ 146,5 H2’ H5’

4’ 149,9 H5’ H2’ e H6’

5’ 116,5 6,91 (1H, d, J= 8,2 Hz) H6’

6’ 123,0 7,31 (1H, dd, J= 2,0/8,2 Hz) H5’ H2’

1” 103,7 5,35 (1H, d, J= 1,5 Hz) H2” H5”

2” 72,1 4,21 (1H, q, J= 1,5 Hz) H1” e H3” H4”

3” 72,3 3,74 (1H, dd, J= 1,5/9,5 Hz) H2” e H4” H1”

4” 73,4 3,34 (1H, d, J= 9,5 Hz) H3” e H5” H2”

5” 72,2 3,42 (1H, m) H4” H1”

6” 17,8 0,94 (3H, d, J = 6,0 Hz) H5” H4”

*

(

4

J

CH

) – Acoplamento W a longa distância por um sistema π conjugado.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

69

Tabela 13: Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-3 (125 MHz, MeOD) com os

da literatura [211] para a Quercetina-3-O-ramnopiranosídio (25,15 MHz, DMSO-d

6

).

BU-3 Quercetina-3-O-Rham.

N

o

C

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

)

2 159,4 156,4

3 136,6 134,4

4 179,7 177,7

5 163,3 161,2

6 100,0 98,6

7 166,3 164,0

8 94,92 93,5

9 158,7 157,0

10 105,9 104,2

1’ 123,12 121,0

2’ 117,0 115,4

3’ 146,5 145,1

4’ 149,9 148,3

5’ 116,5 115,8

6’ 123,0 121,0

1’’ 103,7 101,9

2’’ 72,06 70,4

3’’ 72,27 70,6

4’’ 73,41 71,5

5’’ 72,18 70,1

6” 17,8 17,3

Capítulo 4: Determinação Estrutural

70

Figura 56: Espectro de absorção na região do I.V. de BU-3 em pastilhas de KBr.

Figura 57: Espectro de RMN

1

H (MeOD, 500 MHz) de BU-3

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

1''

2''

3''

4''

5''

6''

H2’’

H3’’ H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8 H6

H6”

Capítulo 4: Determinação Estrutural

71

Figura 58: Espectro de RMN COSY (500 MHz, MeOD) de BU-3

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

H

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

6''

1

2

3

4

5

6

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

”

6

1

2

3

4

5

Capítulo 4: Determinação Estrutural

72

Figura 59: Espectro de RMN

13

C-BB (MeOD, 125 MHz) de BU-3

Figura 60: Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (MeOD, 125 MHz) de BU-3

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

1''

2''

3''

4''

5''

6''

C4

C7

C5

C2

C9

C4’ C3

C3’

C1’

C6’ C2’

C5’

C1’’

C10

C6

C8

C4’’ C2’’

C3’’

C5’’

C6’’

C6’ C2’

C5’

C1’’

C6

C8

C4’’ C2’’

C3’’

C5’’

C6’’

Capítulo 4: Determinação Estrutural

73

Figura 61: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-3.

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

1''

2''

3''

4''

5''

6''

C2’

C5’

C1’’

C6

C4’’

C2’’

C3’’

C5’’

C6’

C8

C6”

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

”

Capítulo 4: Determinação Estrutural

74

Figura 62: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) de BU-3

C4

C7

C5

C2

C9

C4’

C3

C3’

C1’

C2’

C5’

C1’’

C10

C6

C8

C4’’

C2’’

C3’’

C5’’

C6’

C6

”

H2’’

H3’’

H4’’

H5’’

H1’’

H2’

H6’

H5’

H8

H6

”

2

1

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

10

9

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

1''

2''

3''

4''

5''

6''

10

9

12

11

19

24

22

21

17

18

15

24

7

1

14

4

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

26

27

28

29

30

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

9

10

1''

2'' 3''

4''

5''

6''

28

26

29

27

30

20

23

15

7

3

13

5

6

4

8

Capítulo 4: Determinação Estrutural

75

4.2.4. Determinação estrutural de BU-4:

Recristalização em metanol da fração EEBU-FAc

2

-F7 (1,075 g) (pág. 117)

forneceu um precipitado sólido cristalino incolor, p.f. 185,8-186,3

o

C e [α]

D

20

= -153

o

,

denominado BU-4.

A análise do espectro de absorção na região do infravermelho de BU-4 (Fig. 64,

pág. 79) mostrou uma banda larga em 3400 cm

-1

, correspondente à deformação axial

da ligações O-H (

υ

OH

), caracterizando-se a presença de hidroxila. As bandas de

absorção entre 2950 e 2700 cm

-1

corresponderam a vibrações de deformação axial de

ligações C-H(

υ

CH

). Um aglomerado de bandas de absorção entre 1132 e 1002

caracterizaram deformações axiais de ligações C-O (

υ

C-O

), enquanto que um outro

aglomerado de bandas entre 750 e 500 cm

-1

foram relacionados à deformações

angulares de ligações O-H (

δ

O-H

) .

A análise do espectro de RMN

1

H (D

2

O, 300 MHz) de BU-4 (fig. 65, pág. 79)

mostrou a presença de sete sinais espectrais em

δ

4,02 (1H, t, J = 5,7 Hz), 3,83 (1H,

dd, J = 9,9/2,4Hz), 3,36 (1H, t, J = 9,4 Hz), 3,66 (1H, t, J = 9,2 Hz), 3,78 (1H, dd, J =

9,8/2,3 Hz), 4,02 (1H, t, J = 5,7 Hz) e 3,61 (3H, s), os quais foram associados à

hidrogênios ligados a carbonos sp

3

oxigenados, provavelmente de uma unidade

glicosídica. O sinal simples e intenso em

δ

3,61 (3H, s) foi relacionado a um grupo

metoxila.

A análise dos espectros de RMN

13

C-BB (125 MHz) e DEPT 135 de BU-4 (Fig

67 e 68, pág. 81) mostrou a presença de seis sinais espectrais, sendo cinco deles de

carbonos metínicos e um de carbono metílico. Como todos os sinais encontram-se na

faixa entre δ 59,8 e δ 83,0 do espectro, a sugestão de um provável carboidrato

metoxilado foi confirmada.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

76

Tabela 14: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (D

2

O, 300 MHz) de BU-4

por padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

70,0 59,8

70,8

71,7

71,9

72,3

83,0

0 6 CH 0 1 CH

3

Subtotal = C

7

H

9

0 ( C=O) 5 (–OH) 1 (C–O–C)

Subtotal = H

5

O

6

Total = C

7

H

14

O

6

A reunião dos dados espectroscópicos de BU-4 nos permitiu sugerir a fórmula

molecular C

7

H

14

O

6

. O índice de deficiência de hidrogênio é igual a um e devido a

ausência de carbonos sp

2

na molécula, BU-4 trata-se de composto cíclico. Com base

na análise comparativa dos dados expostos com dados da literatura, pôde-se propor

que BU-4 trata-se de um composto pertencente ao grupo dos derivados inositóis-O-

metilados. Através de dados da literatura, é de conhecimento que o hidrogênio mais

blindado nos inositóis metoxilados está ligado ao carbono da metoxila e a ele é

atribuída a numeração 3 [206]. A partir daí a análise do espectro bidimensional RMN

1

H COSY (D

2

O, 300 MHz) em concordância com os espectros HMQC e HMBC

permitiu a elucidação da sequência de hidrogênios vicinais acoplados na seguinte

ordem: δ 3,36 (H-3), δ 3,66 (H-4), δ 3,78 (H-5), δ 4,02 (H-6) e δ 4,02 (H-1), δ 3,83

(H-2) e novamente a δ 3,36 (H-3) (Fig. 66, pág. 80).

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 69, pág. 82) nos

permitiu a associação dos sinais de hidrogênios aos seus respectivos carbonos,

(Tabela 15, pág. 77).

Capítulo 4: Determinação Estrutural

77

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C à longa

distância, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 70, pág. 83), mostrou

os acoplamentos a mais de uma ligação entre hidrogênios e carbonos (

2

J

CH

e

3

J

CH

,) ,

corroborando as informações já obtidas nos espectros de COSY e HMQC (Tabela 15).

Considerando-se que o valor das constantes de acoplamento (J) entre 8-10 Hz

correspondem à acoplamentos entre hidrogênios axiais, enquanto que acoplamentos

com valores entre 0-5 Hz estão relacionados à presença de acoplamento com um

hidrogênio equatorial, aliado aos dados descritos na literatura para carboidratos [200 e

206], nos levaram a propor a estrutura do D-3-O-metil-quiroinositol (D-Pinitol) para o

composto BU-4. Este composto já foi citado no gênero Bauhinia a partir da espécie B.

candicans [2 e 209].

Figura 63: Estrutura do composto D-3-O-metil-quiroinositol (BU-4)

Tabela 15: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-4:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

1 71,9 4,02 (1H, m)

2 70,0 3,83 (1H, dd, J = 9,8/2,4Hz) H1 e H3 H6

3 83,0 3,36 (1H, t, J = 9,5Hz) H2 e H4 H1 e H7

4 72,3 3,66 (1H, t, J = 9,5Hz) H5 e H3 H6 e H2

5 70,8 3,78 (1H, dd, J = 9,8/2,4Hz) H6 e H4

6 71,7 4,02 (1H, m)

7 59,8 3,61 (3H, s)

OH

HO

OCH

3

OH

7

6

5

4

3

2

1

Capítulo 4: Determinação Estrutural

78

Tabela 16: Comparação dos dados de RMN 13C de BU-4 (125MHz, D

2

O) com os

da literatura [206] para o D-3-O-metil-quiroinositol (300 MHz, D

2

O).

BU-4

D-3-O-metil-

quiroinositol

BU-4

D-3-O-metil-

quiroinositol

N

o

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

) δ

H

(ppm) δ

H

(ppm)

1 71,9 71,5 4,02 (1H, m) 4,10 (1H,m)

2 70,0 69,7

3,83 (1H, dd, J =

9,8/2,4Hz)

3,91 (1H, dd, J =

9,7Hz)

3 83,0 82,7 3,36 (1H, t, J = 9,5Hz) 3,43 (1H, t, J = 9,7Hz)

4 72,3 72,0 3,66 (1H, t, J = 9,5Hz) 3,74 (1H, t, J = 9,8Hz)

5 70,8 70,4

3,78 (1H, dd, J =

9,8/2,4Hz)

3,86 (1H, dd, J =

9,8/2,7Hz)

6 71,7 71,3 4,02 (1H, m) 4,10 (1H, m)

7 59,8 59,6 3,61 (3H, s) 3,69 (3H, s)

Capítulo 4: Determinação Estrutural

79

Figura 64: Espectro de absorção na região do I.V. de BU-4 em pastilhas de KBr.

Figura 65: Espectro de RMN

1

H (D

2

O, 300 MHz) de BU-4

OH

HO

OCH

3

OH

7

6

5

4

3

2

1

OH

HO

OCH

3

OH

7

6

5

4

3

2

1

H4

H1

H2

H3 H5

H7 H6

Capítulo 4: Determinação Estrutural

80

Figura 66: Espectro de RMN COSY (300 MHz, D

2

O) de BU-4

H4

H1

H2

H3 H5

H7

H6

OH

HO

OCH

3

OH

H

7

6

5

4

3

2

1

2

3

4

5

4

1

2

3

5

Capítulo 4: Determinação Estrutural

81

Figura 67: Espectro de RMN

13

C -BB (D

2

O, 300 MHz) de BU-4

Figura 68: Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (D

2

O, 300 MHz) de BU-4

OH

HO

OCH

3

OH

7

6

5

4

3

2

1

C4

C7

C5

C2

C3

C1

C6

Capítulo 4: Determinação Estrutural

82

Figura 69: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) de BU-4.

H4

H1

H2 H3 H5

H7

H6

C1

C6

C3

C4’

C2 C5

C7

OH

HO

OCH

3

OH

H

1

2

3

4

5

6

7

Capítulo 4: Determinação Estrutural

83

Figura 70: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a

mais de uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) de BU-4

C1

C6

C3

C4

C2 C5

C7

H4

H1

H2 H3 H5

H7

H6

OH

HO

OCH

3

OH

H

7

6

5

4

3

2

1

2

6

8

7

10

5

3

9

OH

HO

OCH

3

OH

H

1

2

3

4

5

6

7

11

12

13

14

4

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12 13 14

Capítulo 4: Determinação Estrutural

84

4.2.5. Determinação estrutural de BU-5

A partir do fracionamento do extrato etanólico das folhas Bauhinia ungulata foi

possível o isolamento de um sólido cristalino incolor, p.f. 190-191,2 °C, que foi

denominado BU-5.

A análise do espectro de absorção na região do infravermelho de BU-5 (Fig. 72,

pág. 89) mostrou uma banda larga em 3402 cm

-1

a qual foi associada à deformação axial

de ligações N-H (

υ

NH

). As bandas finas de intensidade média em 2922 e 2851 cm

-1

foram relacionadas à deformações axiais de ligações C-H de anéis aromáticos (

υ

CH

),

enquanto que a banda de intensidade média em 1632 cm

-1

foi relacionada à deformação

axial de ligações N=C. Foram, também visualizadas bandas em 1541, 1507 e 1458 cm

-1

que foram relacionadas a vibrações de deformação axial das ligações C=C de anéis

aromáticos (

υ

C=C

), e bandas de absorção entre 1390 e 1072 cm

-1

relacionadas à

deformações angulares de ligações C-H de grupamento metila (

δ

C-H

).

A análise do espectro de RMN

1

H (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-5 (fig. 73, pág.

89) mostrou a presença de oito sinais. Dentre estes, seis encontram-se na faixa de

hidrogênios ligados a carbonos sp

2

aromáticos entre

δ

7,2-8,3 [ 8,21 (1H, d, J = 5,2 Hz);

8,17 (1H, d, J = 7,6 Hz); 7,91 (1H, d, J = 5,2 Hz); 7,6 (1H, d, J = 8,2 Hz); 7,52 (1H, t, J

= 7,6 Hz); 7,22 (1H, t, J = 7,6 Hz) ]. O sinal em δ 2,78 (3H, s) foi atribuído a um

grupamento metila, enquanto que o sinal em δ 11,57 (1H, s) correspondeu a um

hidrogênio ligado à nitrogênio.

A análise do espectro de RMN

13

C-BB (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5 (Fig. 74,

pág. 90) mostrou a presença de doze linhas espectrais. Os onze sinais na região de

δ

111,8 - 142,1 foram relacionados a carbonos sp

2

aromáticos e o sinal em

δ

20,4

remanescente foi atribuído a uma metila ligada à anel aromático. Os 4 sinais em região

de campo baixo em

δ

142,1; 140,3, 137,5 e 134,5 foram associados a carbonos sp

2

ligados diretamente a heteroátomos de nitrogênio.

Capítulo 4: Determinação Estrutural

85

A associação do espectro de RMN

13

C DEPT (Fig. 75, pág. 90) com o espectro de

RMN

13

C -2D HMQC (Fig. 83, pág. 74) revelou que dos 12 carbonos presentes, 5 eram

não-hidrogenados, 6 metínicos e 1 metílico, segundo a Tabela 17.

Tabela 17: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-5

por padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

121,1 111,9 20,4

126,8 112,5

134,5 119,1

140,3 121,6

142,1 127,7

137,5

5 C 6 CH 0 1 CH

3

Subtotal = C

12

H

9

1 N-H 1 =N-

Subtotal = N

2

H

Total = C

12

H

10

N

2

A reunião dos dados espectroscópicos nos permitiu sugerir a fórmula molecular

C

12

H

10

N

2

, com índice de deficiência de hidrogênio igual a seis.

A análise do espectro bidimensional RMN

1

H-COSY (DMSO-d

6

, 500 MHz), em

concordância com os espectros HMQC e HMBC, permitiu a visualização de

acoplamentos vicinais entre sinais em δ 8,21 (H-3) e δ 7,91 (H-4), e entre os sinais em δ

8,17 (H-5), δ 7,22 (H-6), δ 7,52 (H-7) e δ 7,6 (H-8) (Fig. 76, pág. 91).

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 77, pág. 92) possibilitou

associar todos os sinais de hidrogênios aos seus respectivos carbonos de forma

inequívoca, de acordo com a Tabela 16.

A posterior análise no espectro de RMN bidimensional de correlação

heteronuclear

1

H,

13

C, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 78, pág. 93),

revelou os acoplamentos à longa distância entre o sinal do hidrogênio em δ 2,78 (H-10)

Capítulo 4: Determinação Estrutural

86

com os carbonos em δ 134,5 (H-9a) (

3

J

CH

,) e em δ 142,1 (C-1) (

2

J

CH

), e ainda

acoplamentos do sinal de hidrogênio em δ 7,91 (H-4) com os carbonos em δ 126,8 (C-

4a), 137,5 (C-3) (

2

J

CH

) e δ 134,5 (C-9a) (

3

J

CH

,). Desta forma, foi possível a construção

da sub-estrutura de uma piridina metilada e condensada a um anel pirrolidínico (sub-

estrutura I). Dentre os 4 carbonos ligados diretamente ao átomo de nitrogênio, apenas o

sinal em

δ

140,3 (C-8a) apresentou acoplamento com os hidrogênios em

δ

7,52 (H-7) e

8,17 (H-5) (

3

J

CH

,) nos permitindo propor a sub-estrutura II, em acordo com um

esqueleto indólico.

A análise dos dados espectroscópicos obtidos e a posterior comparação com dados

registrados na literatura para alcalóides indólicos [218], nos levou a propor que BU-5

trata-se do composto 1-metil-9H-pirido[3,4-b]indol, um alcalóide β-carbolínico

conhecido como Harmano (Fig. 71). O Harmano é um alcalóide de ampla ocorrência em

plantas, incluindo espécies da família Leguminoseae, porém o seu isolamento é inédito

em espécies do gênero Bauhinia [9].

Figura 71: Estrutura do 1-metil-9H-pirido[3,4-b]indol (Harmano).

Subestrutura II

N

H

7,52

8,17

121,6

119,1

140,3

121,1

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Subestrutura I

2,78

7,91

134,5

142,1

137,5

126,8

N

H CH

3

H

Capítulo 4: Determinação Estrutural

87

Tabela 18: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-5:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C/N δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

e

4

J

CH

1 142,1 H10 H3 e H4

3 137,5 8,21 (1H, d, J = 5,2Hz) H4 H10

4 112,5 7,91 (1H, d, J = 5,2Hz) H3 H10

4a 126,8 H4 H3 e H5

4b 121,1 H5 H4, H8, H6, H3

5 121,6 8,17 (1H, d, J = 7,6Hz) H7

6 119,1 7,22 (1H, t, J = 7,6 Hz) H7 H8

7 127,7 7,52 (1H, t, J = 7,6 Hz) H6 H5

8 111,9 7,6 (1H, d, J = 8,2 Hz) H6 e H5

8a 140,3 H5, H6 e H7

N9 - 11,57 (1H, s)

9a 134,5 H4, H3 e H10

10 20,4 2,78 (3H, s)

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

88

Tabela 19: Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-5 (500 MHz, DMSO-d

6

) com os

descritos na literatura [218] para o Harmano (600 MHz, DMSO-d

6

).

BU-5 Harmano

N

o

C

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

)

1 142,1 142.1

3 137,5 137.5

4 112,5 112.6

4a 126,8 126.9

4b 121,1 121.1

5 121,6 121.7

6 119,1 119.2

7 127,7 127.8

8 111,9 111.9

8a 140,3 140.4

9a 134,5 134.5

10 20,4 20.4

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

89

Figura 72: Espectro de absorção na região do I.V. de BU-5 em pastilhas de KBr.

Figura 73: Espectro de RMN

1

H (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-5

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

H3 H4

H7

H5

H8

H6

H10

H9

Capítulo 4: Determinação Estrutural

90

Figura 74: Espectro de RMN

13

C-BB (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5.

Figura 75: Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5.

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

C3

C4

C7

C5

C8

C6

C10

C9a

C8a

C4a

C4b

C1

C3

C4

C7

C5

C8

C6 C10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

91

Figura 76: Espectro de RMN COSY (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5.

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

1

2

3

4

5

6

1

2

3

4

5

6

H3

H4

H7 H5

H8 H6

Capítulo 4: Determinação Estrutural

92

Figura 77: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-5.

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

H3 H4 H7 H5 H8 H6

H10

C3

C7

C5

C8

C6

C4

C10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

93

Figura 78: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C a mais

e uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de

BU-5 (com expansões).

N

H CH

3

H

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

5

3

4

6

8

9 10

11

12

13

19

21

23

26

N

H CH

3

H

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

5

1

2

5

7

14

15

16

17

18

20

22

24

25

27

28

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

24 20

21

22

23

16

17

18

19

25

26

27

28

H3

H4

H7 H5

H8

H6

H3 H4

H7

H5

H8 H6

C3

C7

C5

C8

C6

C4

C7

C5

C8

C6

C4

H10

C3

C4

C9a

C1

C8a

C1

C4a

C4b

C9a

C4a

C4b

Capítulo 4: Determinação Estrutural

94

4.2.6. Determinação estrutural de BU-6

Após sucessivos tratamentos cromatográficos da fração alcaloídica extraída a

partir do extrato etanólico das folhas de Bauhinia ungulata, foi possível o isolamento de

um sólido cristalino amarelo-claro, denominado BU-6 (pág. 119).

A análise do espectro de RMN

1

H (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-6 (Fig. 80, pág.

99) revelou a presença de dez sinais. Quatro encontram-se na faixa entre δ 6,9-8,4 e

foram associados à hidrogênios ligados a carbonos sp

2

aromáticos [δ 7,34 (1H, d, J =

7,7 Hz); 7,27 (1H, d, J = 7,9 Hz); 6,99 (1H, t, J = 7,0 Hz); 6,92 (1H, t, J = 7,0 Hz)].

Outros quatro sinais remanescentes encontram-se na faixa de δ 2,5-4,0 e foram

associados a hidrogênios ligados a carbonos nitrogenados ou oxigenados. O sinal em δ

10,68 (1H,s) foi atribuído à um hidrogênio ligado a nitrogênio sp

2

, e o sinal em δ 1,36

(d, 3H) a um grupamento metila ligado a carbono sp

2

.

A análise do espectro de RMN

13

C-BB (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-6 (Fig. 81,

pág. 100) revelou a presença de doze linhas espectrais. Foram observados oito sinais na

região entre

δ

110 - 140 que foram associados a carbonos sp

2

aromáticos e quatro sinais

em

δ

47,8; 42,2; 22,3 e 20,5 atribuídos a carbonos sp

3

.

A associação do espectro de RMN

13

C DEPT (Fig. 82, pág. 100) com o espectro

de RMN

13

C (Fig. 81, pág. 100) revelou que dos 12 carbonos, 4 eram não-hidrogenados,

5 eram metínicos, 2 metilênicos e 1 metílico de acordo com a Tabela 20.

A análise do espectro bidimensional RMN

1

H-COSY (DMSO-d

6

, 500 MHz) (Fig.

83, pág. 101), em concordância com os espectros HMQC e HMBC, permitiu a

visualização de acoplamentos vicinais entre sinais em δ 3,15 (H-3) e δ 2,55 (H-4), e

entre os sinais em δ 7,34 (H-5), δ 6,92 (H-6), δ 6,99 (H-7) e δ 7,27 (H-8).

Capítulo 4: Determinação Estrutural

95

Tabela 20: Deslocamentos químicos de RMN

13

C (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-6

por padrão de hidrogenação.

C CH CH

2

CH

3

106,6 47,8 22,3 20,5

127,0 110,7 42,2

135,5 117,3

138,3 118,0

120,1

4 C 5 CH 2 CH

2

1 CH

3

Subtotal = C

12

H

9

2 -NH-

Subtotal = N

2

H

2

Total = C

12

H

14

N

2

A reunião dos dados espectroscópicos de BU-6 nos permitiu sugerir a fórmula

molecular C

12

H

10

N

2

, com índice de deficiência de hidrogênio igual a seis.

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (Fig. 84, pág. 102) nos permitiu

associar todos os sinais de hidrogênios aos seus respectivos carbonos (Tabela 19).

O espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C, com

detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (Fig. 85, pág. 103), mostrou os acoplamentos

à longa distância entre hidrogênios e carbonos (

2

J

CH

e

3

J

CH

,). Foram observadas as

correlações entre os sinais de hidrogênio em δ 1,36 (H-10) com os carbonos em δ 138,3

(C-9a) (

3

J

CH

,) e em δ 47,8 (C-1) (

2

J

CH

), e ainda a do sinal de hidrogênio em δ 2,55 (H-4)

com os carbonos em δ 106,6 (C-4a) e δ 42,2 (C-3) (

2

J

CH

) e δ 138,3 (C-9a) (

3

J

CH

,). As

correlações do sinal de hidrogênio em δ 4,0 (H-1) com os carbonos δ 138,3 (C-9a) e δ

20,5 (C-10) (

2

J

CH

), e ainda do hidrogênio em δ 2,83 (H-2) com os carbonos δ 47,8 (C-1)

e δ 22,3 (C-4) possibilitou a construção da sub-estrutura I. Por outro lado, o sinal em

δ

135,5 (C-8a) apresentou acoplamento com os hidrogênios em

δ

6,99 (H-7) e 7,34 (H-5)

(

3

J

CH

,) e ainda com δ 10,68 (H-9) (

2

J

CH

), possibilitou a construção da sub-estrutura II

abaixo:

Capítulo 4: Determinação Estrutural

96

A análise do conjunto dos dados espectroscópicos obtidos e a posterior

comparação destes com dados registrados na literatura para alguns derivados [222 e

223] nos levou a propor para BU-6 a estrutura de um alcalóide β-carbolínico

denominado 1,2,3,4-Tetrahidroharmano e também conhecido como Eleagnina (Fig. 79).

Assim como BU-5 (Harmano), BU-6 é um composto de ampla ocorrência em plantas,

incluindo espécies de Leguminoseae, porém não há relatos do isolamento deste no

gênero Bauhinia [9].

Figura 79: Estrutura do 1,2,3,4-tetrahidroharmano (Eleagnina)

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Subestrutura I

N

H

CH

3

H

2,83

4,0

138,3

106,6

20,5

22,3

Subestrutura II

N

H

10,68

6,99

7,34

135,5

Capítulo 4: Determinação Estrutural

97

Tabela 21: Correlação Heteronuclear

1

H e

13

C (HMQC e HMBC) de BU-6:

13

C-BB HMQC HMBC

N

o

C/N δ

C

δ

H

2

J

CH

3

J

CH

1 47,8 4,0 (1H, q, J = 7,0 Hz) H2 e H10 H3

N2 - 2,83 (1H, m)

3 42,2 3,15 (2H, m) H4

4 22,3 2,55 (2H, m) H3 H2

4a 106,6 H4

H5, H6,

H9, H1, H3

4b 127,0 H5

H8, H6,

H7, H9, H4

5 117,3 7,34 (1H, d, J = 7,7Hz) H6 H7 e H8

6 118,0 6,92 (1H, t, J = 7,0Hz) H5, H7 H8

7 120,1 6,99 (1H, t, J = 7,0Hz) H6 H5

8 110,7 7,27 (1H, d, J = 7,9Hz) H7 H6 e H5

8a 135,5 H9 H5,H7 e H6

N9 - 10,68 (1H, s)

9a 138,3 H9 e H1 H4 e H10

10 20,5 1,36 (3H, d, J = 7,0 Hz) H1

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

98

Tabela 22: Comparação dos dados de RMN

13

C de BU-6 (500 MHz, DMSO-d

6

) com os

descritos na literatura [222] para o derivado 1-(p-Tolylsulfinylmethyl)-Eleagnina (50

MHz, CDCl

3

).

BU-6

Literatura

N

o

C

13

C-BB (δ

C

)

13

C-BB (δ

C

)

1 47,8 50,0

3 42,2 42.5

4 22,3 22.2

4a 106,6 108.9

4b 127,0 130.2

5 117,3 118.1

6 118,0 119.2

7 120,1 121.9

8 110,7 111.4

8a 135,5 135.5

9a 138,3 140.2

10 20,5 -

N

H

CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 4: Determinação Estrutural

99

Figura 80: Espectro de RMN

1

H (DMSO-d

6

, 500 MHz) de BU-6

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

H3

H4

H7

H5

H8 H6

H10

H9

H1

H2

Capítulo 4: Determinação Estrutural

100

Figura 81: Espectro de RMN

13

C-BB (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6.

Figura 82: Espectro de RMN

13

C DEPT 135 (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6.

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

C3

C4

C7

C5

C8 C6

C10

C9a

C8a

C4a

C4b

C1

C3

C4

C7

C5

C8 C6

C10

C1

Capítulo 4: Determinação Estrutural

101

Figura 83: Espectro de RMN COSY (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6.

N

H

CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

1

2

34

5

6

7

5

H8

1

2

3

4

6

H3

H4

H7

H5 H6 H1

H10

H2

7

Capítulo 4: Determinação Estrutural

102

Figura 84: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H,

13

C a uma

ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMQC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de BU-6.

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

H3

H4

H7

H5

H8

H6

H1

H10

H2

C3

C4

C10

C7

C5

C8

C6

C1

C4a

Capítulo 4: Determinação Estrutural

103

Figura 85: Espectro de RMN bidimensional de correlação heteronuclear

1

H -

13

C a mais

e uma ligação, com detecção no canal de hidrogênio (HMBC) (500 MHz, DMSO-d

6

) de

BU-6.

N

H

CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

1

4

12

11

14

15

16

17

18

19

26

27

28

32

34

35

36

37

38

39

N

H

CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

2

3

5

6

7

8

9

10

13

20

21

22

23

24

25

29

30

31

33

H3

H4

H7

H5

H8 H6

C3

C7

C5

C8

C6

C4

H10

C8a

C1

C9a C4a

C4b

C10

H1 H2

H9

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

24

20

21

22

23

25

26

27

28

H7 H5 H8 H6

C7

C5

C8

C6

C8a

C9a

C4a

C4b

34

29

30

32

33

35

31

37

38

36

39

Capítulo 5: Parte Experimental

105

5. PARTE EXPERIMENTAL:

5.1. MÉTODOLOGIA EMPREGADA:

5.1.1. Métodos Cromatográficos:

5.1.1.1. Cromatografia Líquida de Adsorção em Camada Delgada (CCD):

Foram utilizadas cromatoplacas da Merck de gel de sílica 60 (ø 63-200 µm) sobre

suporte de alumínio (com indicador de fluorecência na faixa de 254 nm). Para os

procedimentos de CCD preparativa foram utilizadas placas de vidro (20 X 20 cm).

A revelação das substâncias nas cromatoplacas analíticas foi obtida por exposição

à luz ultravioleta nos comprimentos de onda de 254 e 365 nm realizada em aparelho

Spectroline modelo ENF 240 C/F; por contato com vapores de iodo (I

2

), e por aspersão

com solução de vanilina e ácido perclórico em etanol, seguida de aquecimento em

estufa a 100

o

C por aproximadamente 3 minutos. Para a revelação dos compostos

alcaloídicos (BU-5 e BU-6) foi utilizada uma solução de nitrato de bismuto e iodeto de

potássio em solução de ácido acético (Reagente de Dragendorff).

5.1.1.2. Cromatografia Líquida de Adsorção em Coluna Aberta (Filtrante):

As cromatografias de adsorção em coluna aberta foram desenvolvidas utilizando-

se gel de sílica 60 da VETEC (ø mm 0,063 – 0,02 – 70-230 mesh). O comprimento e

diâmetro das colunas variaram de acordo com as alíquotas e quantidades de adsorventes

utilizados.

Durante a eluição foram utilizados solventes como hexano, diclorometano,

clorofórmio, acetato de etila e metanol, puros e em misturas binárias obedecendo

sempre uma ordem crescente de polaridade.

Capítulo 5: Parte Experimental

106

5.1.1.3. Cromatografia Líquida de Adsorção sob pressão (FLASH):

Para cromatografias de adsorção em coluna flash foi utilizada sílica gel 60 (0,04-

0,063 mm; 230-400 mesh) da Merck. O comprimento e o diâmento das colunas

variaram conforme as alíquotas das amostras e quantidade de sílica utilizados. Na

eluição foram utilizados os solventes hexano, clorofórmio, acetato de etila e metanol,

puros e em misturas binárias ou ternárias em ordem crescente de polaridade.

5.1.1.4. Cromatografia Líquida de Exclusão Molecular:

Os fracionamentos por cromatografia de exclusão foram efetuados em gel de

dextrana Sephadex LH-20 da Pharmacia Fine Chemicals, utilizando-se metanol puro

como fase móvel. A quantidade de amostra a ser cromatografada foi determinante para

definição do comprimento e diâmetro da coluna bem como a quantidade de fase

estacionária.

5.1.1.5. Cromatografia Gasosa (CG/EM):

No caso do CG/EM o equipamento utilizado foi um SHIMADZU GCMS QP5050

com coluna capilar DB-1 (30 m de comprimento x 0,25 mm de diâmetro interno x filme

de 0,25 µm), empregando-se metodologia para óleos voláteis previamente padronizada

(Temperatura de injeção de 250

o

C, fluxo na coluna de 0,7 ml/min, pressão de 21,2 KPa,

tempo de equilíbrio de 1 min, com razão de aquecimento do injetor de 40-

180

o

C/4

o

C/min e 180-280

o

C/20

o

C/min), e utilizando-se do banco de dados Wiley 229

library na identificação dos compostos.

5.1.2. Métodos Espectroscópicos:

5.1.2.1. Espectroscopia na região do Infravermelho (IV):

Os espectros na região do infravermelho foram obtidos em Espectrômetro Perkin

Elmer, modelo FT-IR Espectrum 1000, da central analítica do Departamento de

Capítulo 5: Parte Experimental

107

Química Orgânica e Inorgânica da Universidade Federal do Ceará. Foram utilizadas

pastilhas de brometo de potássio (KBr) para análise das amostras sólidas e filme sobre

disco de KBr para as amostras líquidas ou oleosas.

5.1.2.2. Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN):

Os espectros de Ressonância Magnética Nuclear de Hidrogênio (RMN

1

H) e

Ressonância Magnética Nuclear de Carbono-13 (RMN

13

C), uni e bidimensionais,

foram obtidos em espectrômetros Bruker, modelo Advance

DPX-300 e/ou modelo Advance DRX-500, pertencentes ao

Centro Nordestino de Aplicação e Uso da Ressonância

Magnética Nuclear da Universidade Federal do Ceará

(CENAUREMN-UFC), operando na freqüência do

hidrogênio a 300,13 MHz e a 500,13 MHz, e a freqüência

do carbono a 75,47 MHz e a 125,75 MHz. Foi utilizada

uma sonda dual de 5mm para experimentos

unidimensionais (

1

H e

13

C), bidimensionais de correlação

homonuclear (1H-COSY), heteronuclear ( HMQC e

HMBC) e com gradiente (GS-COSY, GS-HMQC e GS-

HMBC).

Os solventes utilizados nas dissoluções das amostras para obtenção dos espectros

foram: metanol deuterado (CD

3

OD), água deuterada (D

2

O) e dimetil-sulfóxido

deuterado (DMSO-d

6

).

Os deslocamentos químicos (δ) foram expressos em partes por milhão (ppm) e

referenciados, no caso dos espectros de hidrogênio, pelos picos dos hidrogênios

pertencentes às moléculas não-deuteradas residuais dos solventes utilizados: água (4,8

ppm), metanol (4,78 e 3,31 ppm) e dimetil-sulfóxido (2,49 ppm). Nos espectros de

RMN

13

C os deslocamentos químicos foram referenciados pelo pico do solvente: Como

no metanol (49,3 ppm) e dimetil-sulfóxido (39,5 ppm).

Figura 86: DRX-500 – Bruker.

Capítulo 5: Parte Experimental

108

As multiplicidades dos sinais de hidrogênio nos espectros de RMN

1

H foram

indicadas segundo a convenção: s (singleto), d (dubleto), dd (duplo dubleto), t (tripleto),

q (quarteto) e m (multipleto).

A técnica DEPT (Distortionless Enhancement by Polarization Transfer), foi

utilizada na determinação do padrão de hidrogenação dos carbonos em RMN

13

C,

descrito segundo a convenção: C (carbono não-hidrogenado), CH (carbono metínico),

CH

2

(carbono metilênico) e CH

3

(carbono metílico). Os carbonos não hidrogenados (C)

foram caracterizados pela subtração do espectro de RMN

13

C DEPT 135

o

do espectro de

RMN

13

C BB.

5.1.3. Métodos Físicos:

5.1.3.1. Determinação do Ponto de Fusão (P.F.):

Os pontos de fusão foram obtidos utilizando um equipamento de

microdeterminação digital da Mettler Toledo, provido de placa aquecedora, modelo

FP82HT e uma unidade de processamento FP90. As determinações foram realizadas a

uma velocidade de aquecimento de 2-5

o

C/min.

5.1.3.2. Determinação da Rotação óptica (α) e específica [α]

D

20

:

As rotações óptica e específica foram determinadas em Polarímetro digital Perkin

Elmer modelo 341. As medidas foram feitas em um comprimento de onda de 589 nm e

a 20

o

C. Foram realizadas medidas para duas concentrações (1:5 e 1:20) e dada a média

aritimética das rotações específicas observadas. A rotação específica foi recalculada

com base na equação:

[

α

]

D

20

=

α

C

(g/100ml) .

L

(dm)

Capítulo 5: Parte Experimental

109

5.2. IDENTIFICAÇÃO E COLETA DO MATERIAL

A coleta das folhas de

Bauhinia ungulata

foi realizada no dia 02 de Agosto de

2004 no Campus do Pici da Universidade Federal do Ceará, Fortaleza-CE. Visando-se

identificar possíveis alterações nos constituintes do óleo foram realizadas coletas nos

horários de 09:00 e 12:00Hs.

O espécime vegetal coletado foi identificado pelos professores Francisco José de

Abreu Mattos e Manuel Andrade Neto do Departamento de Química Orgânica e

Inorgânica da UFC. A exsicata da espécie encontra-se depositada no Herbário Prisco

Bezerra/UFC, sob o número 35.771.

5.3. ESTUDO DOS CONSTITUINTES VOLÁTEIS DE B. ungulata:

5.3.1. Extração do óleo essencial:

As folhas frescas (500.0 g) foram acomodadas em um balão (5 litros) ao qual

foram adicionados aproximadamente 2 litros de água destilada. Foi acoplado ao sistema

um doseador de óleo do tipo Clevenger e um condensador, e o sistema foi então

submetido ao processo de hidrodestilação para a obtenção do óleo essencial por

aproximadamente 3 horas. O óleo (fase superior) foi separado do hidrolato (fase

inferior), desidratado com sulfato de sódio anidro, filtrado, pesado e denominado OEBU

(Tabela 16 e Fluxograma 1).

5.3.2. Análise do óleo:

A análise qualitativa de OEBU foi realizada através de Cromatografia Gasosa

acoplada a espectrometria de massa (CG/EM).

Capítulo 5: Parte Experimental

110

5.3.3. Identificação dos Constituintes do Óleo:

Os constituintes químicos de OEBU foram identificados através da determinação

dos índices de Kovats simulados, pesquisa em espectroteca e comparação com dados

descritos na literatura [195].

Tabela 23:

Extração do óleo essencial de

Bauhinia ungulata

.

Óleo essencial

Horários Sigla Folhas (g)

Volume

(ml)

Massa (mg)

Teor (%)

9:00 hs OEBU-1 500.0 g 0,2 51,1 0,01

12:00 hs OEBU-2 500.0g 0,1 38,1 0,0076

Fluxograma 1:

Extração do óleo essencial de

Bauhinia ungulata

.

Folhas + Decoto

Óleo + Hidrolato

Fase Aquosa Fase Orgânica

Óleo Essencial

Identificação dos Constituintes

Separação

1. Desidratação por NaSO

4

Anidro

2. Filtração

Análise por CG/EM

Hidrodestilação

Material Vegetal

(Folhas)

Capítulo 5: Parte Experimental

111

5.4. ESTUDO DOS CONSTITUINTES NÃO VOLÁTEIS DE B. ungulata

5.4.1. Obtenção dos Extratos:

As folhas de

B. ungulata

(5,15 Kg), foram inicialmente moídas e submetidas ao

processo de extração exaustiva com hexano à frio. O extrato hexânico foi destilado sob

pressão reduzida em evaporador rotativo, obtendo-se um extrato pastoso de coloração

verde escuro denominado

EHBU

(34,9 g).

A torta proveniente do primeiro processo extrativo foi submetida à nova extração

exaustiva com etanol à frio. O solvente foi destilado, obtendo-se um extrato viscoso

escuro denominado de

EEBU

(290,7 g).

O processo de isolamento está resumido nos fluxogramas 2 (abaixo) e 3 (pág.120).

Fluxograma 2:

Obtenção dos extratos

EHBU

e

EEBU

de

B. ungulata

.

5.4.2. Fracionamento Preliminar do Extrato Hexânico de B. ungulata (EHBU):

EHBU

(34,9 g) foi submetido à cromatografia em coluna filtrante em sílica gel

(160 g) utilizando-se os eluentes hexano, clorofórmio, acetato de etila e metanol, em

seqüência crescente de polaridade.

EHBU

34,9 g

Torta

EEBU

146,7 g

Torta

Material Vegetal

5,15 Kg

Capítulo 5: Parte Experimental

112

Tabela 24:

Coluna Filtrante de

EHBU

Eluentes Frações Obtidas Massa Aspecto

Hexano EHBU-FH 6,46 g Pastoso alaranjado

Clorofórmio EHBU-FC 21,9 g Pastoso esverdeado

Acetato de etila EHBU-FA 0,95 g Pastoso esverdeado

Metanol EHBU-FM 40,3 mg Sólido marrom

5.4.3. Fracionamento preliminar do extrato etanólico de B. ungulata (EEBU):

EEBU

(

146,7 g

) foi submetido à cromatografia de partição líquido-líquido. O

extrato foi previamente dissolvido em 500 ml de uma solução H

2

O/Metanol 1:1 em um

funil de separação. A extração foi realizada utilizando os solventes orgânicos hexano,

clorofórmio, acetato de etila, n-butanol adicionados em ordem de polaridade, de acordo

com a Tabela abaixo.

Tabela 25:

Partição Líquido-Líquido de EEBU

Solvente

Volume

Empregado

Fração obtida Massa

Hexano 750 ml EEBU-FH 15,86 g

Clorofórmio 500 ml EEBU-FC 11,05 g

Acetato de etila 800 ml EEBU-FAc 18,35 g

n-Butanol 500 ml EEBU-FB 11,98 g

Água/Metanol 500 ml EEBU-FM 89,0 g

TOTAL

146,2 g

5.4.4. Fracionamento de EEBU-FAc e Isolamento dos compostos BU-1, BU-2, BU-3

e BU-4:

A fração EEBU-FAc foi separada inicialmente em duas alíquotas: A primeira

denominada

EEBU-FAc

1

(5,2 g) e a segunda denominada

EEBU-FAc

2

(13,12 g), as

quais foram submetidas à cromatografia em coluna filtrante com sílica gel

separadamente (proporção em massa de 1:5 amostra:sílica). Foram empregados como

eluentes diferentes misturas de solventes em ordem crescente de polaridade (Tabelas 26

e 27).

Capítulo 5: Parte Experimental

113

Tabela 26:

Coluna Filtrante de

EEBU-FAc

1

ELUENTES VOLUME (ml) FRAÇÕES MASSA

CHCl

3

/ AcOEt 1:1 100 F1 104,7 mg

CHCl

3

/ AcOEt 1:1 150 F2 291,2 mg

CHCl

3

/ AcOEt 80% 100 F3 188,6 mg

AcOEt 150 F4 206 mg

AcOEt/MeOH 10% 100 F5 458 mg

AcOEt/MeOH 20% 100 F6 1,3348 g

AcOEt/MeOH 20% 120 F7 949,6 mg

AcOEt/MeOH 20% 120 F8 367,5 mg

AcOEt/MeOH 1:1 100 F9 526,1 mg

MeOH 100 F10 166,4 mg

Tabela 27:

Coluna Filtrante de

EEBU-FAc

2

ELUENTES VOLUME (ml) FRAÇÕES MASSA

CHCl

3

/ AcOEt 1:1 100 F1 13,5 mg

CHCl

3

/ AcOEt 80 % 150 F2 757,2 mg

AcOEt 100 F3 1,2311 g

AcOEt 150 F4 1,158 g

AcOEt 100 F5 464 mg

AcOEt/MeOH 10% 100 F6 490,2 mg

AcOEt/MeOH 1:1 120 F7 1,075 g

AcOEt/MeOH 1:1 120 F8 5,3887 g

AcOEt/MeOH 1:1 100 F9 569,4 mg

MeOH 150 F10 537,4 mg

MeOH 50 F11 167,8 mg

MeOH/H

2

O 200 F12 699,7 mg

Capítulo 5: Parte Experimental

114

5.4.4.1. Isolamento de BU-1:

A fração

EEBU-FAc

2

-F2

(757,2 mg) foi recromatografada em cromatografia de

exclusão molecular em matriz de Sephadex (Coluna com 20 cm de altura/ 2,5 cm de

diâmetro), de onde se obteve 51 frações. As frações obtidas foram posteriormente

reunidas após análise comparativa em CCD da seguinte forma:

Tabela 28:

Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

2

-F2

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-5 185,9

6-8 62,2

9-11 32,9

12-14 31,8

18-20 25,7

21-23 7,0

24-26 12,7

27-29 6,9

30-32 2,7

33-36 4,9

37 4,7

38-42 47,3

43-44 2,1

42-51 4,9

A fração 38-42 apresentou-se como um sólido amarelo intenso e homogêneo em

CCD sendo denominada de

BU-1

, e identificado posteriormente como o flavonóide

quercetina

.

5.4.4.2. Isolamento de BU-2:

A fração

EEBU-FAc

1

-F3

(188,6 mg) foi recromatografada em cromatografia de

exclusão por tamanho em matriz de Sephadex (Coluna com 26 cm de altura/ 2,5 cm de

diâmetro) utilizando-se metanol como eluente. Foram obtidas 41 frações, as quais foram

Capítulo 5: Parte Experimental

115

posteriormente reunidas após análise comparativa em CCD, de acordo com a Tabela

abaixo.

Tabela 29:

Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

1

-F3

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-4 50,3

5-8 89,3

9-13 11,1

14-16 6,9

17-18 11,5

19-20 5,6

21-25 2,6

26-31 5,2

32-41 2,3

A fração 19-20 apresentou-se na forma de um sólido amarelo escuro e homogênea

em CCD, sendo denominada de

BU-2

, e identificado posteriormente como o flavonóide

quercetina-3-O-arabinofuranosídio

.

5.4.4.3. Isolamento de BU-3:

A fração

EEBU-FAc

2

-F3

(1,23g) foi recromatografada em cromatografia de

exclusão por tamanho em matriz de Sephadex (Coluna com 20 cm de altura/ 2,5 cm de

diâmetro) utilizando-se metanol como eluente. Foram obtidas 53 frações, que foram

posteriormente reunidas após análise comparativa em CCD, de acordo com a Tabela

abaixo.

Tabela 30:

Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FAc

2

-F3

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-7 10,2

8-12 7,4

13-15 13,7

16-18 32,0

19-24 27,3

Capítulo 5: Parte Experimental

116

25-27 51,2

28-34 554,3

35-36 11.3

37-53 22,2

A fração

EEBU-FAc

2

-F3-(28-34)

(365,3 mg) foi em seguida recromatografada

em sílica gel sob pressão reduzida. Para a eluição foi utilizada uma mistura de

AcOEt/Acetona/CHCl

3

na proporção 4:3:3, aumentando-se gradativamente a polaridade

na seqüência AcOEt/Acetona 1:1, AcOEt, AcOEt/MeOH 10%, AcOEt/MeOH 1:1 e

Metanol puro. Neste processo foram obtidas 18 frações que foram reunidas após análise

comparativa em CCD:

Tabela 31:

Cromatografia FLASH de EEBU-FAc

2

-F3-(28-34)

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1 4,6 mg

2 16,3 mg

3-12 143,9 mg

13-18 52,3 mg

19-23 32,5 mg

24-35 50,5 mg

36-41 3,5 mg

42-43 11,7 mg

44-50 21,7 mg

50-101 21,4 mg

A fração

EEBU-FAc

2

-F3-(28-34) (3-12)

foi submetida à Cromatografia Líquida

de Alta Eficiência (CLAE). Neste procedimento uma alíquota da amostra foi dissolvida

em metanol e injetada em uma coluna analítica para a determinação dos parâmetros.

Posteriormente foram aplicados 48,0 mg da amostra dissolvida em metanol em uma

coluna semi-preparativa. Foram assim obtidos dois picos aos quais foram atribuídas os

algarismos I e II. A análise comparativa em CCD mostrou que o pico I tratava-se de

BU-2

, enquanto que II era o composto ainda não isolado que foi denominado de

BU-3

(

7,0 mg

), o qual foi Identificado posteriormente como o flavonóide quercetina-3-O-

α

-

rhamnopiranosídio.

Capítulo 5: Parte Experimental

117

5.4.4.4. Isolamento de BU-4:

A fração

EEBU-FAc-F7

(pág. 113) apresentou a formação de um precipitado

sólido cristalino incolor. O sólido foi filtrado e recristalizado em metanol, sendo

denominado de

BU-4 (50,7 mg),

o qual foi

i

dentificado posteriormente como o inositol

metoxilado D-pinitol.

5.4.5. Preparo da Fração Alcaloídica e Isolamento dos compostos:

O reagente de Dragendorff revelou em CCD a presença de compostos

nitrogenados nas frações EEBU-FAc-F6,F7 e F8 (pág. 113), nos levando a supor a

presença de alcalóides no EEBU. Desta forma, foi realizada a extração da fração

alcaloídica do EEBU (

EEBU-FA

).

Para isso 50,0 g de EEBU foram adicionados a 500ml de uma solução de HCl

10% e submetido a agitação por 4 horas. Ao final a solução aquosa foi então transferida

para um funil de separação de 1 litro onde foram adicionados 100 ml de Acetato de etila

(partição líquido-líquido). Este procedimento foi repetido 4 vezes até a obtenção de

500ml de fase orgânica não-alcaloídica. À fase aquosa remanescente foi adicionada

gradualmente uma solução de NH

4

OH 10M(100ml) até que ocorresse a mudança do pH

2,0 (ácido) para um pH 9,0 (básico). Novamente foram realizadas extrações da fase

orgânica, em funil de separação, com acetato de etila (200ml). Este procedimento foi

repetido 4 vezes com obtenção de 800ml de fase orgânica alcaloídica, que após seca e

pesada, foi denominada EEBU-FA (507,8 mg).

5.4.5.1. Isolamento de BU-5:

A fração

EEBU-FA

(507,8 mg) foi submetida a Cromatografia de Exclusão

Molecular em matriz de Sephadex LH-20 (Coluna com 20 cm de altura/ 2,5 cm de

diâmetro) utilizando-se metanol como eluente. Foram obtidas 51 frações, que foram

posteriormente reunidas após análise comparativa em CCD utilizando-se como eluente

AcOEt/CH

2

Cl

2

9:1.

Capítulo 5: Parte Experimental

118

Tabela 32:

Cromatografia em matriz de Sephadex de EEBU-FA

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-6 29,7

7-14 146,1

15-17 35,9

18-22 100,4

23-32 114,3

33-51 9,2

A fração

EEBU-FA(18-22)

(100,4 mg) foi recromatografada em sílica gel sob

pressão reduzida. Para a eluição foi utilizada uma mistura de AcOEt/CHCl

3

/MeOH na

proporção 8:1:1, aumentando-se gradualmente a polaridade. Neste processo foram

obtidas 39 frações que foram reunidas após análise comparativa em CCD:

Tabela 33:

Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22)

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-5 1,4

6-15 17,4

16-21 0,3

22-23 2,3

24-39 57,2

A fração

EEBU-FA(24-39)

(57,2 mg) foi recromatografada em sílica gel sob

pressão reduzida. Para a eluição foi utilizada uma mistura de AcOEt/CHCl

3

/MeOH na

proporção 8:1:1, aumentando-se gradualmente a polaridade. Neste processo foram

coletadas 30 frações que foram reunidas após análise comparativa em CCD:

Tabela 34:

Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22)24-39

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-2 1,0

3-4 14,1

5-6 2,8

7-20 30,4

21-30 3,1

Capítulo 5: Parte Experimental

119

As frações EEBU-FA(18-22)6-15 e EEBU-FA(18-22)24-39(3-4) foram reunidas

(

21,5 mg

) e recromatografadas em sílica gel sob pressão reduzida. Para a eluição foi

utilizada uma mistura isocrática de AcOEt/CHCl

3

/MeOH na proporção 6:2,0:1,5 (5%

de NH

4

OH). Neste processo foram coletadas 35 frações que foram reunidas após análise

comparativa em CCD.

Tabela 35:

Cromatografia FLASH de EEBU-FA(18-22)6-15 + EEBU-FA(18-

22)24-39(3-4):

FRAÇÕES

QUANTIDADE

(mg)

1-2 1,6

3-12 16,8

13-35 0,5

Dentre as frações obtidas a fração 3-13 apresentou-se homogênea em CCD e

apresentou-se na forma de um sólido cristalino incolor que foi denominado de

BU-5

,

sendo identificado como o alcalóide

β

-carbolinico harmano.

5.4.5.2. Isolamento de BU-6:

A Fração EEBU-FA(18-22)24-39(7-20) (Tabela 34) (

30,4 mg

) foi submetida a

Cromatografia em Camada Delgada Preparativa, utilizando-se como eluente uma

mistura de MeOH/AcOEt/CH

2

Cl

2

na proporção 1,5:6:2 (5% de NH

4

OH), de onde foram

obtidas as frações I (

4,6 mg

)(Fluorescência superior), II (

20,2 mg

)(Mancha amarela

interediária) e III (

4,9 mg

)(Mancha amarela inferior). Dentre as frações, II apresentou-

se homogênea em CCD e na forma de um pó amorfo amarelado, que foi denominado de

BU-6

e

identificado como o alcalóide

β

-carbolinico eleagnina.

Capítulo 5: Parte Experimental

120

Fluxograma 3:

Processo de isolamento dos constituintes químicos não voláteis das

folhas de

Bauhinia ungulata

.

Extração com Etanol

EHBU

(34,9 g)

EEBU

(290,7 g)

EEBU-FAc

(18,3 g)

Extração com Hexano

Cromatografia de Partição

Líquido-líquido

Coluna Filtrante

F2

BU-1

(47,3 mg)

Sephadex

F3

BU-2

(5,6 mg)

BU-3

(7,0 mg)

Sephadex

FLASH

CLAE

F7

BU-4

(50,7 mg)

Recristalização

Bauhinia ungulata

(Folhas) (

5,1

5 Kg

)

EEBU-FA

(507,8 mg)

BU-5

(16,8 mg)

BU-6

(20,2 mg)

CCD Preparativa

Sephadex

FLASH

Partição

Ácido/Base

122

6. CONCLUSÃO

O Estudo do óleo essencial das folhas de B. ungulata nos permitiu a

identificação de seus constituintes voláteis e, além disso, foi possível observar

alterações destes teores nas duas coletas. Foi possível observar apenas a presença de

sesquiterpenos em todas as amostras analisadas e um aumento do teor de constituintes

oxigenados de 9:00 para às 12:00 Hs.

O estudo dos constituintes não voláteis das folhas de B. ungulata foi realizado

através da investigação fitoquímica dos extratos hexânico e etanólico. O estudo do

extrato etanólico resultou no isolamento dos flavonóides: quercetina, quercetina-3-O-

arabinofuranosídio e quercetina-3-O-rhamnopiranosídio (quercitrina) e do inositol

metoxilado: 3-o-metil-chiroinositol (D-pinitol). O estudo da fração alcaloídica obtida

do extrato etanólico nos proporcionou o isolamento de dois alcalóides β-carbolínicos

identificados como harmano e eleagnina.

Dos flavonóides isolados apenas a quercetina-3-O-arabinofuranosídio ainda não

havia sido relatada para o gênero Bauhinia [213]. O D-pinitol já havia sido isolado de B.

candicans [203], enquanto que os alcalóides β-carbolínicos harmano e eleagnina são

compostos inéditos para o gênero.

É importante observar ainda que, apesar de trabalhos anteriores [1] terem

atribuído a ação hipoglicemiante do EEBU a presença de inositóis. E outros trabalhos

terem atribuído ao D-pinitol, isolado no EEBU, tal ação [221]. O isolamento dos

alcalóides harmano e eleagnina exige uma reavaliação desta perspectiva, tendo em vista

que estudos atribuem ao harmano e outras β-carbolinas a capacidade de estimular a

liberação de insulina[220].

Capítulo 7: Constantes Físicas

124

BU-1

3,5,7-trihydroxy-2-(3’,4’-dihidroxifenil)-4H-chromen-4-ona

(Quercetina)

Fórmula Molecular: C

15

H

10

O

7

;

Massa Molar Teórica (g/mol): 302,24

Aspecto: Sólido amarelo amorfo;

Ponto de fusão: 298,7-295,9°C;

Espectroscopia na Região do I.V., KBr (cm

-1

): 3.293, 1.161, 1.165, 1.557, 1.513,

1.457, 1.361, 1.318, 1.245, 1.212, 1.167, 1.093, 1.001, 932, 883, 791.

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, MeOD) – δ (Integração, Multiplicidade e

Constante de Acoplamento): δ 7,73 (1H, d, J = 2,1 Hz, H2’), δ 7,62 (1H,dd,J=2,1/8,5

Hz, H6’), δ 6,88 (1H, d, J = 8,6 Hz, H5’), δ 6,38(1H,d, J = 2,1 Hz, H8), δ 6,18 (1H, d, J

= 2,0 Hz, H6).

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, MeOD) – δ (Padrão de Hidrogenação e

Correlação estrutural): δ94,5 (CH, C8); δ 99,3(CH, C6); δ 104,6(C, C10); δ

116,1(CH, C2’); δ 116,3(CH, C5’); δ 121,8(CH, C6’); δ 124,2(C, C1’); δ 137,3(C, C3);

δ 146,3(C, C3’); δ 148,1(C, C2); δ 148,9(C, C4’); δ 158,3(C, C9); δ 162,6(C, C5); δ

165,7(C, C7) ; δ 177,4(C, C4).

O

OOH

HO

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5 4

3

2

1

Capítulo 7: Constantes Físicas

1

25

BU-2

(Quercetina-3-O-arabinofuranosídio)

Fórmula Molecular:; C

20

H

18

O

11

Massa Molar Teórica(g/mol): 434,35

Aspecto: Sólido amarelo amorfo;

Ponto de fusão: 199,2-203,4°C;

Espectroscopia na Região do I.V., KBr (cm

-1

): 3.445, 1.653, 1.613, 1.501, 1.480,

1.363, 1.302, 1.266, 1.006, 941, 800.

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, MeOD) – δ (Integração, Multiplicidade e

Constante de Acoplamento): δ 7,53(1H,d, J = 1,96, H2’); δ 7,50 (1H,dd, J = 8,45/1,64

Hz, H6’); δ 6,90(1H,d, J = 8,52 Hz, H5’); δ 6,40(1H,d, J = 1,84 Hz, H8), δ 6,21(1H,d, J

= 1,91 Hz, H6); δ 5,47(1H,s, H1’’); δ 4,33(1H,d, J = 2,52 Hz, H2’’); δ 3,91(1H,m, J =

3,0/5,0 Hz, H3’’); δ 3,87(1H,m, J = 4,3/8,8 Hz, H4’’); δ 3,5(2H, m, H5’’).

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, MeOD) – δ (Padrão de Hidrogenação e

Correlação estrutural): 180,1(C, C4), 166,2(C, C7), 163,2(C, C5), 159,5(C, C2),

158,7(C, C9), 150(C, C4’), 146,5(C, C3’), 135,1(C, C3), 123,2(C, C1’), 123,1(CH,

C6’), 116,9(CH, C2’), 116,5(CH, C5’), 109,6(CH, C1’’), 105,7(C, C10), 100(CH, C6),

94,9(CH, C8), 88,1(CH, C4’’), 83,4(CH, C2’’), 78,8(CH, C3’’), 62,7(CH

2

, C5’’).

H

O

OOH

HO

OH

HO

H

O

H

OH

6'

5'

4'

3'

2'

1'

8

7

6

5

4

3

2

1

Capítulo 7: Constantes Físicas

126

BU-3

Quercetina-3-O-α-Rhamnopiranosídio

(Quercitrina)

Fórmula Molecular: C

21

H

20

O

11

;

Massa Molar Teórica(g/mol): 448,38

Aspecto: Sólido amarelo amorfo;

Ponto de fusão: 200,2-203,8°C;

Espectroscopia na Região do I.V., KBr (cm

-1

):3.425, 1.653, 1.607, 1.551, 1.502,

1.456, 1.362, 1.306, 1.004, 947, 803.

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, MeOD) – δ (Integração, Multiplicidade e

Constante de Acoplamento): δ 7,33 (1H,d,J = 1,9 Hz), δ 7,31(1H,dd,J = 2/8,2 Hz), δ

6,91(1H,d,J = 8,3 Hz), δ 6,36(1H,d,J = 1,7 Hz), δ 6,2(1H,d,J = 1,85 Hz), δ 5,35(1H,d,J =

1,1 Hz), δ 4,21(1H,q,J = 1,5 Hz), δ 3,74(1H,dd,J = 3,3/9,4 Hz), δ 3,42(1H,m), δ

3,34(1H,d,J = 9,5 Hz), δ 0,94(1H,d,J = 6,0 Hz).

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, MeOD) – δ (Padrão de Hidrogenação e

Correlação estrutural): δ179,7(C, C4), δ166,3(C, C7), δ163,3(C, C5), δ159,4(C, C2),

δ158,7(C, C9), δ149,9(C, C4’), δ146,5(C, C3’), δ136,6(C, C3), δ123,1(C, C1’),

δ123,0(CH, C6’), δ117,0(CH, C2’), δ116,5(CH, C5’), δ105,9(C, C10), δ103,7(CH,

C1’’), δ100,0(CH, C6), δ94,9(CH, C8), δ73,4(CH, C4’’), δ72,2(CH, C3’’), δ72,1(CH,

C5’’), δ72,0(CH, C2’’), δ17,8(CH

3

, C6’’).

O

OOH

HO

OH

H

OH

H

O

H

OH

H

CH

3

O

1

2

3

4

5

6

7

8

1'

2'

3'

4'

5'

6'

1''

2''

3''

4''

5''

6''

Capítulo 7: Constantes Físicas

127

BU-4

(3-o-metóxi-D-inositol, D-pinitol)

Fórmula Molecular:; C

7

H

14

O

6

Massa Molar Teórica (g/mol): 194,18

Aspecto: Sólido branco cristalino,

Ponto de fusão: 185,8-186,3°C;

Rotação Óptica: α = -4,0°, [α]

20°

D

= -153

o

Espectroscopia na Região do I.V., KBr (cm

-1

): 3.400, 2.951, 2.906, 1.639, 1511,

1.452, 1.380, 1.342, 1.278, 1.251, 1.133, 1.105, 1.072, 1002, 1.022, 961, 751, 703.

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, MeOD) – δ (Integração, Multiplicidade e

Constante de Acoplamento): δ 4,0 (2H,t,J = 5,7 Hz), δ 3,83 (1H,dt,J = 9,9 Hz), δ 3,78

(1H,dt,J = 9,8 Hz), δ 3,66 (1H,t,J = 9,2 Hz), δ 3,61(3H,s), δ 3,36 (1H,t,J = 9,4 Hz);

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, MeOD) – δ (Padrão de Hidrogenação e

Correlação estrutural): 71,9(CH, C1), 71,7(CH, C6), 70,0(CH, C2), 70,8(CH, C5)

72,3 (CH, C4), 59,8(CH

3

, C7), 83,0(CH, C3).

OH

HO

OCH

3

OH

H

7

6

5

4

3

2

1

Capítulo 7: Constantes Físicas

128

BU-5

1-metil-9H-pirido[3,4-b]indol

(Harmano)

Fórmula Molecular: C

12

H

10

N

2

Massa Molar Teórica (g/mol): 182,2

Aspecto: Sólido incolor cristalino;

Ponto de fusão: 190-191,2°C

Espectroscopia na Região do I.V., KBr (cm

-1

): 3.402, 2.922, 2.851, 1.632, 1.541,

1.507, 1.458, 1.390, 1.337, 1.234, 1.072, 814, 754.

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, DMSO-d

6

) – δ (Integração,

Multiplicidade e Constante de Acoplamento): δ 2,78 (3H, s), δ 7,22 (1H, t, J = 7,2

Hz), δ 7,52 (1H, t, J = 7,6 Hz), δ 7,6 (1H, d, J = 8,2 Hz), δ 7,91 (1H, d, J = 5,2 Hz), δ

8,17 (1H, d, J = 7,8 Hz), δ 8,21 (1H, d, J = 5,2 Hz)

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, DMSO-d

6

) – δ (Padrão de Hidrogenação

e Correlação estrutural): δ 142,1(C, C1), δ 140,3(C, C8a), δ 137,5(CH, C3), δ

134,5(C, C9a), δ 127,7(CH, C7), δ 126,8(C, C4a), δ 121,6(CH, C5), δ 121,1(C, C4b), δ

119,1(CH, C6), δ 112,5(CH, C4), δ 111,9(CH, C8), δ 20,4(CH, C10).

N

H CH

3

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 7: Constantes Físicas

129

BU-6

2,3,4,9-tetrahydro-1-methyl-1H-pirido[3,4-b]índol

(Tetrahidroharmano ou Eleagnina)

Fórmula Molecular: C

12

H

14

N

2

Massa Molar Teórica (g/mol): 186,25

Aspecto: Sólido amarelo amorfo;

Espectroscopia de RMN

1

H (500 MHz, DMSO-d

6

) – δ (Integração,

Multiplicidade e Constante de Acoplamento): δ 1,38 (3H, d, J = 7,0 Hz), δ 2,55 (2H,

m), δ 2,83 (1H, m), δ 3,15 (2H, m), δ 4,0 (1H, q, J = 7,0), δ 6,92 (1H, t, J = 7,0 Hz), δ

6,99 (1H, t, J = 7,0 Hz), δ 7,27 (1H, d, J = 7,9 Hz), δ 7,34 (1H, d, J = 7,7 Hz), δ 10,68

(1H, s).

Espectroscopia de RMN

13

C (500 MHz, DMSO-d

6

) – δ (Padrão de Hidrogenação

e Correlação estrutural): δ 138,3(C, C9a), δ 135,5(C, C8a), δ 127,0(C, C4b), δ

120,1(CH, C7), δ 118,0(CH, C6), δ 117,3(CH, C5), δ 110,7(CH, C8), δ 106,6(C, C4a), δ

47,8(CH, C1), δ 42,2(CH

2

, C3), δ 22,3(CH

2

, C4), δ 20,5(CH, C10).

N

H CH

3

H

5

1

2

3

4

4a

9a

4b

8a

9

6

7

8

10

Capítulo 8: Referências Bibliográficas

131

8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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10. Helbecque, N.; Moquin, C.; Bernier, J. L.; Morel, Evelyne; Guyot, M.;

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Capítulo 8: Referências Bibliográficas

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