ads:
UNIVERSIDADE REGIONAL DE BLUMENAU - FURB
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM QUÍMICA
MESTRADO ACADÊMICO EM QUÍMICA
ESTUDO DA BIORREDUÇÃO DE COMPOSTOS CARBONÍLICOS
POR LINHAGENS DE Saccharomyces cerevisiae sp.
MARLA REGINA VIEIRA
BLUMENAU
2006
ads:
MARLA REGINA VIEIRA
ESTUDO DA BIORREDUÇÃO DE COMPOSTOS CARBONÍLICOS
POR LINHAGENS DE Saccharomyces cerevisiae sp.
Dissertação apresentada ao programa de Pós-
Graduação em Química, Centro de Ciências, da
Universidade Regional de Blumenau – FURB, como
requisito parcial para a obtenção do grau de Mestre
Acadêmico em Química.
Prof. Renato Wendhausen Jr., Dr - Orientador
BLUMENAU
2006
MARLA REGINA VIEIRA
ESTUDO DA BIORREDUÇÃO DE COMPOSTOS CARBONÍLICOS
POR LINHAGENS DE Saccharomyces cerevisiae sp .
Esta Dissertação foi julgada e aprovada para a obtenção do grau de Mestre em Química no
Programa de Pós-Graduação em Química da Universidade Regional de Blumenau.
Blumenau, 08 de junho de 2006.
___________________________________________________
Prof. Dr. Ricardo Andrade Rebelo
Coordenador do PPGQ – FURB
BANCA EXAMINADORA
___________________________________________________
Prof. Dr. Renato Wendhausen Jr -FURB
Orientador
___________________________________________________
Prof. Dr. Paulo César De Jesus - FURB
Examinador
____________________________________________________
Prof Dr. Carlos Henrique Lemos Soares - UFSC
Examinador
ads:
À minha família um
agradecimento muito especial
pelo carinho, disposição e apoio
em toda a trajetória.
A você Ana Clara...
AGRADECIMENTOS
Todos nós precisamos acreditar que algo só é possível se é feito com amor, dedicação e
força de espírito. Essas forças nos vêm de muitas fontes. E é a elas que este trabalho é
inteiramente dedicado.
Em primeiro lugar ao apoio do Orientador Prof. Dr. Renato Wendhausen Júnior, sem o
qual nenhuma pesquisa teria sido possível. O incentivo e a dedicação fizeram de meu crescimento
algo melhor e mais duradouro.
À minha filha, ANA CLARA, que mesmo em seus poucos anos de vida, já sabe que é
importante colaborar. Seu amor me faz acreditar nas coisas como possibilidades.
Aos meus pais, pessoas que cada vez mais me ensinam que surpresas boas na vida sempre
acontecem quando a gente menos espera ou quando menos julga merecer. Seu amor sempre me
ensinou e sempre ensinará.
Aos meus amigos que estiveram sempre ao meu lado para amparar, incentivar com suas
palavras, suas contribuições com minhas dificuldades e com minhas angústias.
Enfim, a todos àqueles que de algum modo estão nas entrelinhas dessa pesquisa, que
fizeram e fazem parte de meus projetos, registro o eterno agradecimento pela compreensão e pelo
amor dedicado.
“Não aprendemos de qualquer um,
aprendemos daqueles a quem outorgamos
confiança e direito de ensinar”.
Fernandez
RESUMO
A Biocatálise atualmente é de grande relevância na produção de substâncias opticamente puras,
sendo amplamente utilizada para sínteses assimétricas. As bioconversões ocorrem com alta
especificidade e eficiência por serem catalisadas com enzimas, formando assim somente um dos
isômeros a partir de um substrato pró-quiral. A utilização dos microrganismos de espécie
Saccharomyces cerevisiae tem sido amplamente explorada para sínteses assimétricas, pois
apresenta a capacidade de regeneração do cofator NADH do álcool desidrogenase responsável
pela redução, através do metabolismo celular. O presente trabalho teve como objetivo geral
estudar diferentes linhagens de microrganismos Saccharomyces cerevisiae para a biorredução
enantiosseletiva de diferentes substratos carbonílicos. Foram utilizadas as culturas puras
Saccharomyces cerevisiae, CCT 0294, CCT 0472 e CCT 3174 e fermento de pão comercial que é
uma mistura de linhagens. Foi testada a ação destes microrganismos sobre os substratos, 4-
aminoacetofenona, 4-hidroxiacetofenona e acetoacetato de etila. Os produtos foram purificados
através de cromatografia em coluna e identificados por espectros de infravermelho. Foi observado
biorredução para todos os substratos. Os rendimentos químicos variaram entre 10% para a 4-
hidroxiacetofenona, 20% para a 4-aminoacetofenona e 60% para o acetoacetato de etila. O
excesso enantiomérico foi obtido em cromatógrafo gasoso equipado com uma coluna quiral
obtendo-se separação apenas para os isômeros da 4-hidroxiacetofenona com um excesso
enantiomérico de 80%. Conclui-se que de forma geral os microrganismos apresentaram boa
capacidade de redução dos compostos carbonílicos testados.
Palavras-chave: Biocatálise; síntese assimétrica; biorreduções.
ABSTRACT
Nowadays biocalisys is very important in the production of optically pure substances and have
been largely used in asymmetric synthesis. Stereo selective reduction of prochiral ketones is a
useful method to produce chiral compounds. This method can be overcome by isolated
dehydrogenises with high enantiomeric excess. These enzymes are NADH dependent and these
expensive coenzymes have to be regenerated continuously. Alternatively a whole cell system can
be used to avoid coenzyme addition or regenerator system as the cells can regenerate the cofactor
trough its metabolism. Bioreduction of prochiral ketones mediated by Saccharomyces cerevisiae
is now recognized as a very efficient method to these bioreductions. The present work was
focused on the investigation of some strain of Saccharomyces cerevisiae sp. for the bioreduction
of pro chiral ketones. It was tested the capacity of Saccharomyces cerevisiae, CCT 0294, CCT
0472 e CCT 3174 and commercial baker’s yeast to reduce 4-aminoacetofenone, 4-
hidroxiacetofenone and ethyl acetoacetate. The products were purified through column
chromatografy and identified infra re spectroscopy. It was found positive results for all tested
precursors. Chemical yield changed from 10% for 4-hidroxiacetofenone, 20% for 4-
aminoacetofenone and 60% for ethyl acetoacetate. The enantiomeric excess was obtained by
chiral chromatography just for 4-hidroxiacetofenone showing 80% ee. As a general conclusion all
microorganism showed a good capacity of reduction intheterted carbony compounds.
Key words: Biocatalisys; asymmetric synthesis; bioreductions.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1-Modelos de catálise por Oxirredutases..................................................................... 17
Figura 2-Modelos de catálise por Transferases....................................................................... 18
Figura 3-Modelos de catálise por Hidrolases.......................................................................... 18
Figura 4-Modelos de catálise por Liases................................................................................. 18
Figura 5-Modelos de catálise por Isomerases.......................................................................... 19
Figura 6-Modelos de catálise por Ligases............................................................................... 19
Figura 7-Lactato desidrogenase............................................................................................... 20
Figura 8-Transferência estereosseletiva catalisada por ADHs................................................ 20
Figura 9-Cofator NAD(P)H..................................................................................................... 21
Figura 10- a)Modelo (chave-fechadura b) Modelo encaixe induzido..................................... 22
Figura 11-Representação esquemática da discriminação enzimática dos enantiômeros......... 24
Figura 12-Diagrama de energia para uma reação enantiosseletiva catalisada por enzimas.....25
Figura 13-Equação para determinar o excesso enantiomérico dos produtos........................... 26
Figura 14-Cinética para reações em uma única etapa ............................................................. 27
Figura 15-Resolução cinética para reação irreversível.............................................................28
Figura 16-Equações para determinar a eficiência de uma resolução cinética......................... 28
Figura 17-Métodos para imobilização dos biocatalisadores.................................................... 36
Figura 18-Estrutura da crisotila............................................................................................... 37
Figura 19-Reação de adição nucleofílica................................................................................. 38
Figura 20-Redução de cetonas com NaBH
4
............................................................................ 40
Figura 21-Redução da carbonila pró-quiral............................................................................. 40
Figura 22-Compartimento de produção................................................................................... 42
Figura 23-Compartimento de regeneração.............................................................................. 42
Figura 24-Redução de cetonas catalisadas por ADHS............................................................ 43
Figura 25-Via de transferência de hidrogênio......................................................................... 43
Figura 26-Regra de Prelog para redução assimétrica de cetonas ............................................ 44
Figura 27-Redução de carbonila com substratos carbonílicos ................................................ 45
Figura 28-Mecanismo de redução da Álcool Desidrogenase.................................................. 46
Figura 29-Colônia de Saccharomyces cerevisiae.................................................................... 49
Figura 30-Colônia e Célula de Saccharomyces cerevisiae...................................................... 50
Figura 31-Posição correta para flambagem da alça de platina................................................ 56
Figura 32-Remoção do tampão de algodão............................................................................. 56
Figura 33-Fluxograma de biorredução.................................................................................... 63
Figura 34-Técnica de diluição para contagem de viáveis........................................................ 66
Figura 35-Macro fotografia Sc0294 e Macro fotografia Sc3174 ........................................... 67
Figura 36-Microfotografia Sc 0294 e Microfotografia Sc 3174 ............................................. 67
Figura 37-Curva de calibração para o Sc CCT 0294............................................................... 70
Figura38-Curva de crescimento para o Sc CCT 0294............................................................. 70
Figura 39-Curva de calibração para o Sc CCT 3174............................................................... 71
Figura 40-Curva de crescimento para o Sc CCT 3174............................................................ 72
Figura 41-Curva de crescimento para o Sc CCT 0472............................................................ 72
Figura 42-Espectro infravermelho para redução da 1(4-aminofenil)etanol em filme............. 73
Figura 43-Espectro infravermelho para redução da 1(4-hidroxifenil)etanol em filme ........... 74
Figura 44-Espectro infravermelho para a redução da 3-hidroxi-butanoato de etila................ 74
Figura 45-Espectro infravermelho da biotransformação da 4- aminoacetofenona.por Sc CCT
0294..........................................................................................................................................76
Figura 46-Espectro infravermelho da biotransformação da 4- aminoacetofenona por Sc CCT
3174 ........................................................................................................................................ 77
Figura 47-Espectro infravermelho do Sc CCT 3174 para a 4-hidroxiacetofenona................. 78
Figura 48-Espectro Infravermelho do SC CCT 0294 para 4-hidroxiacetofenona................... 79
Figura 49-Cromatograma CG para o álcool obtido via biocatálise a partir da 4-hidroxiaceto-
fenona com Sc CCT 3174........................................................................................................ 80
Figura 50-Espectro Infravermelho da mistura da biotransformação do acetoacetato de etila por
Sc CCT 0294 .......................................................................................................................... 80
Figura 51-Espectro Infravermelho da mistura da biotransformação do acetoacetato de etila por
Sc CCT 3174............................................................................................................................82
Figura 52-Espectro Infravermelho da mistura de biotransformação do acetoacetato de etila por
Sc CCT 0472 ........................................................................................................................... 82
Figura 53-Espectro Infravermelho do fermento biológico em acetoacetato de etila................82
Figura 54-Faces de ataque de um composto carbonílico..........................................................84
Figura 55-Provável estrutura 3-hidroxi butanoato de etila obtido por biorredução do aceto-
acetato de etila utilizando-se fermento biológico.....................................................................85
LISTA DE TABELAS
Tabela 1-Relação entre os valores de ∆∆G ° e os excessos enantioméricos dos produtos..... 26
Tabela 2-Vantagens e desvantagens das reações com enzimas isoladas e com células
de microrganismos .................................................................................................................. 34
Tabela 3-Relação dos solventes e reagentes utilizados com as respectivas procedências e grau
de pureza.................................................................................................................................. 53
Tabela 4-Relação dos equipamentos utilizados com as respectivas marcas e modelos.......... 54
Tabela 5-Quantidades trabalhadas como os meios de manutenção de microrganismos...........56
Tabela 6-Diluições realizadas das suspensões de células........................................................ 59
Tabela 7-Determinação da massa celular microbiana (meio aerado) ..................................... 68
Tabela 8-Determinação da massa celular microbiana (meio sem aeração) ............................ 68
Tabela 9-Bandas de Infravermelho do álcool de redução do 4-aminoacetofenona................. 77
Tabela 10-Bandas Infravermelho do álcool de redução do 4-hidroxiacetofenona.................. 79
Tabela 11-Bandas Infravermelho do álcool de redução do acetoacetato de etila.................... 83
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO....................................................................................................................16
1.1 Biocatálise..........................................................................................................................16
1.1.1 Classificação das enzimas.............................................................................................17
1.1.2 Álcool desidrogenase....................................................................................................19
1.2 Aspectos mecanísticos das reações enzimáticas............................................................. 21
1.3 Cinética das reações enzimáticas.................................................................................... 24
1.4 Vantagens e desvantagens do uso de biocatalisadores..................................................29
1.5 Principais considerações a serem observadas nas reações de biocatálise.................. 31
1.6 Biocatalisadores imobilizados.........................................................................................35
1.7 Reações de redução biocatalisadas em compostos carbonílicos.................................. 37
1.7.1 Estrutura da carbonila em cetonas.................................................................................. 37
1.7.2 Sínteses assimétricas (via química)................................................................................ 39
1.7.3 Redução assimétrica de cetonas por microrganismos.................................................... 43
1.8 Utilização de microrganismo Saccharomyces cerevisiae sp. e fermento biológico
para redução de compostos carbonílicos........................................................................... 47
1.9 Justificativa do trabalho................................................................................................. 51
2 OBJETIVOS.................................................................................................................... 52
2.1 Objetivo geral...................................................................................................................52
2.2 Objetivos específicos........................................................................................................52
3 METODOLOGIA...............................................................................................................53
3.1 Materiais.......................................................................................................................... 53
3.1.1 Solventes e Reagentes.....................................................................................................53
3.1.2 Equipamentos.................................................................................................................54
3.1.3 Microrganismos............................................................................................................ 54
3.2 Metodologia utilizada com os Microrganismos.......................................................... 55
3.2.1 Abertura de ampola com microrganismo liofilizado.....................................................55
3.2.2 Reativação do microrganismo.......................................................................................55
3.2.3 Teste de pureza microbiológica.................................................................................... 57
3.2.4 Preparo do inóculo........................................................................................................58
3.2.5 Preparo do meio de crescimento para obtenção de massa celular.................................58
3.2.6 Determinação da massa celular.....................................................................................59
3.2.7 Curva de calibração.......................................................................................................59
3.2.8 Curva de crescimento....................................................................................................60
3.3 Redução via química dos substratos: 4-aminoacetofenona, 4-hidroxiacetofenona e
acetoacetato de etila.............................................................................................................60
3.4 Biorredução dos compostos carbonílicos.....................................................................61
3.4.1 Preparo do meio de crescimento...................................................................................61
3.4.2 Preparo do meio de biorredução...................................................................................61
3.4.3 Extração do meio reacional..........................................................................................62
3.4.4 Purificação dos produtos obtidos na biorredução........................................................63
3.4.4.1 Cromatografia em coluna.........................................................................................63
3.5 Critérios de Análises para caracterização do produto.............................................64
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO...................................................................................66
4.1 Teste de pureza microbiológica..................................................................................66
4.2 Determinação da massa celular microbiana.............................................................67
4.3 Curvas de crescimento das linhagens de Saccharomyces cerevisiae.......................69
4.4 Redução via química dos substratos: 4-aminoacetofenona, 4-hidroxiacetofenona e
acetoacetato de etila..........................................................................................................73
4.5 Biorredução dos compostos carbonílicos..................................................................75
5. CONCLUSÕES ............................................................................................................86
6. Publicações originadas deste trabalho........................................................................88
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................89
16
1 INTRODUÇÃO
1.1 Biocatálise
A biocatálise desenvolve trabalhos sobre o aproveitamento do potencial catalítico
de microrganismos e enzimas para desenvolvimento de produtos energéticos, alimentícios e
farmacêuticos (STINSON, 1994).
Teve sua origem nos primórdios da nossa civilização quando povos primitivos
utilizavam processos fermentativos para transformar uma matéria em outra, como fabricação
de pães, de bebidas alcoólicas e de derivados do leite.
Atualmente os estudos científicos das biotransformações estão sendo
impulsionados como um suporte para sínteses químicas, ou seja, para ampliações,
degradações ou resoluções racêmicas de compostos naturais ou sintéticos (STINSON, 1994).
A química orgânica moderna está predominantemente fundamentada em métodos sintéticos
altamente seletivos, especialmente os enantiosseletivos, os quais dependem de reagentes e/ou
catalisadores quirais (ELIEL; WILEN; MANDER, 1994).
A biocatálise envolve transformações químicas usando enzimas, tanto as isoladas
como as que fazem parte de microrganismos vivos, e vem se mostrando como uma tecnologia
competitiva e não agressiva ao meio ambiente para produção de substâncias bioativas com
alto grau de pureza enantiomérica.
As enzimas são proteínas responsáveis pela química da vida. A ação enzimática
de uma proteína está sempre associada a um sítio ativo ou a um ponto para “prender”
substratos através de forças intermoleculares, conferindo a esta proteína uma especificidade
catalítica (LEHNINGER, 2000).
17
A aplicação de enzimas em síntese representa uma alternativa viável, chamada
“química ecologicamente correta” (green chemistry), principalmente pelo controle ambiental.
A versatilidade de reações catalisadas por enzimas e microrganismos é de particular interesse
devido às várias vantagens apresentadas à Biocatálise. A grande diversidade de processos
metabólitos, condições brandas de reações, natureza régio, quimio e enantiosseletiva, número
não limitado de microrganismos na natureza são alguns privilégios evidentes em sínteses
orgânicas.
1.1.1 Classificação das enzimas
Em1961 a Comissão para enzimas (Enzyme Commission – EC) da União
Internacional de Bioquímica (IUB), estabeleceu uma classificação e dividiu em seis classes,
de acordo com a reação catalisada (CABRAL, 2003).
São elas:
1º Oxidorredutases: São enzimas que catalisam reações de transferência de
elétrons, ou seja, reações de oxi-redução (Figura 1). As mais conhecidas são as
Desidrogenases e as Oxidases.
FIGURA 1. Modelo de catálise por Oxirredutases
FONTE: www.enq.ufsc.br/ 2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
2° Transferases: São enzimas que intervém em reações de transferência de
diversos grupos funcionais, como aldeído, cetona, acila, amina, carboxila, etc. (Figura 2).
18
FIGURA 2. Modelo de catálise por Transferases
FONTE: www.enq.ufsc.br/ 2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
3º Hidrolases: São enzimas que catalisam reações de hidrólise (Figura 3). A
extensão de grupos hidrolisáveis é muito grande, e incluem ésteres, amidas, peptídeos e outras
funções que contem grupos C-N, anidridos e muitos outros.
FIGURA 3. Modelo de catálise por Hidrolases
FONTE: www.enq.ufsc.br /2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
4º Liases: Catalisam as reações de remoção ou fixação de grupos químicos,
envolvendo ligações C=C, C=N e C=O de forma não hidrolítica (Figura 4). São bons
exemplos as Dehidratases e as Descarboxilases.
FIGURA 4. Modelo de catálise por Liases
FONTE: www.enq.ufsc.br/ 2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
5º Isomerases: Catalisam diversos tipos de isomerização (Figura 5), incluindo a
racemização.
19
FIGURA 5. Modelo de catálise por Isomerases
FONTE: www.enq.ufsc.br/2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
6º Ligases: São enzimas que catalisam reações de formação e novas moléculas a
partir de duas já existentes (Figura 6). Nesta classe são denominadas frequentemente
síntetases, que produzem a formação C-O, C-S e C-N.
FIGURA 6. Modelo de catálise por Ligases
FONTE: www.enq.ufsc.br/2003/ const_microorg/enzimas-htm-31K
As oxidorredutases e as hidrolases são as mais empregadas em síntese na área de
catálise enzimática.
1.1.2 Álcool desidrogenase
São as enzimas responsáveis pela catálise na redução estereosseletiva de
compostos carbonílicos e derivados (WONG; WHITESIDES, 1994).
O processo de atuação das ADHs (Figura 7) requer a presença de cofatores e
coenzimas que são responsáveis pela transferência de hidrogênio, no caso das biorreduções
20
(Figura 8). Devido ao alto custo, estes cofatores não são utilizados em quantidades
estequiométricas, sendo necessário um sistema de regeneração in situ.
FIGURA 7. Lactato desidrogenase
FONTE: VOET, D, VOET, J. Biochemistry. 2. ed. New York: John Wiley & Sons,
INC, 1995. p. 465-469.
FIGURA 8. Transferência estereosseletiva catalisada por ADHs
FONTE: SOTOMAYOR, M.D.P. T; KUBOTA, L.T. Enzyme Biosensors: Uma nova
área para o desenvolvimento de sensores amperométricos. Química Nova, Vol.25. N°1.
Campinas, SP, 2002, p.126
A maioria das ADHs utilizam como cofatores as piridimicas( nicotinamidas
NAD(P)H ), (Figura 9) que podem ser reciclados através de métodos químicos ou
enzimáticos. Outro aspecto que deve ser analisado é a relação substrato e sítio ativo da
enzima. Uma fração da molécula, denominada sítio ativo é responsável pela ligação da
enzima ao substrato ou substratos, e essa fração determina a especificidade enzimática.
21
P O
-
O
O
O
OXOH
P O
-
O
O
N
N
N
N
NH
2
X= H Nicotinamida adenina dinucleotídeo (NAD
+
)
X= PO
3
-2
Nicotinamida adenina dinucleotídeo Fosfato (NADP
+
)
N
NH
2
O
O
OXOH
O
FIGURA 9. Cofator NAD(P)H
FONTE: WENDHAUSEN, R. Estudo Sobre Utilização De Crisotila Como
Suporte De Células De Saccharomyces Cerevisiae Para Uso Em Processo
Contínuo De Fermentação Alcoólica E Biorreduções. Tese de doutorado
Campinas: 1998, p.15.
1.2 Aspectos mecanísticos das reações enzimáticas
Um dos pontos intrigantes que envolvem as reações químicas é como elas atuam,
ou seja, o mecanismo destas transformações. O avanço atual das técnicas cristalográfica
(raios-X), espectroscópica (RMN) e espectrométrica (EM) tem repercutido e auxiliado na
determinação estrutural e conformacional das enzimas, permitindo conhecer os mecanismos
das reações enzimáticas. Entre várias teorias para explicar o mecanismo de ação de uma
enzima os mais ilustrativos são:
O mecanismo para reações enzimáticas proposto por Fisher em 1894. Neste
mecanismo, conhecido como “chave-fechadura” (Figura 10 a), a enzima e o substrato
interagem semelhantes a uma chave e fechadura. Apesar de este mecanismo ter sido aceito
por muitas décadas, hoje não é mais utilizado, pois assume que a estrutura tridimensional da
enzima é completamente rígida.
22
O mecanismo proposto por Koshland (1960) é conhecido como “encaixe
induzido” (Figura 10 b). É estabelecido neste mecanismo que a estrutura molecular da enzima
não é inteiramente rígida, isto é, a enzima poderá alterar a sua conformação durante a
aproximação do substrato ao seu sítio catalítico, formando o complexo enzima-substrato. O
substrato será encaixado ao sítio catalítico, através de uma nova conformação adquirida pela
enzima.
FIGURA 10. a) Modelo chave-fechadura b) Modelo encaixe induzido
FONTE: www.ciagri.usp.br/~luagallo/Enzimas2.htm
Outra teoria é a “solvatação-substituição e dessolvatação” proposta por M.J.S.
Dewar (1986), a qual tem como objetivo o estudo das altas velocidades de conversão das
reações enzimáticas que são mais rápidas que as catálises químicas. Nesta teoria supõe-se que
as cinéticas das reações enzimáticas têm muito em comum com as reações em fase gasosa.
Assim, quando um substrato se aproxima do sítio ativo da enzima, este substitui as moléculas
de água. Portanto, cineticamente, substratos menores são convertidos, mais lentamente que
seus análogos maiores. Posteriormente, a teoria da “dessolvatação”, foi substituída pela teoria
(a)
(b)
23
da “solvatação-substituição” proposta por Warshel e colaboradores (1989). Nesta teoria
supõe-se que a enzima não seja capaz de remover as moléculas de água que estão ao redor do
substrato, tornando este fenômeno energicamente desfavorável. Mas, é sugerido que
substratos hidrofóbicos substituam moléculas de água, tornando o sítio ativo da enzima
hidrofóbico, fazendo com que a solvatação-substituição ocorra.
Para explicar a enantiosseletividade das reações enzimáticas, A.G.Ogston (1948),
propôs a “regras dos três pontos”. O alto grau de enantiosseletividade obtido durante as
catálises enzimáticas deve-se ao substrato estar bem encaixado num espaço tridimensional.
Pela “regra dos três pontos”, o substrato tem três pontos distintos através dos quais pode
encaixar-se no sítio ativo da enzima, isto pode ser exemplificado pela descriminação entre os
enantiômeros de um substrato racêmico, com a quiralidade centrada em um carbono sp
3
. Os
compostos que possuem uma quiralidade axial ou plana envolvendo carbono sp ou sp
2
a regra
dos três pontos pode ser racionalizada.
Na Figura 11, (caso I) a interação dos grupos A, B e C do enantiômero A são
complementares aos grupos A’, B’ e C’ do sítio da enzima e com o operador químico D.
Portanto, a disposição espacial destes grupos leva a uma maior velocidade de reação,
propiciando uma reação estereosseletiva. Nos casos II, III e IV, observa-se que no
enantiômero B as interações dos grupos A, B e C, não são complementares com os grupos A’,
B’ e C’ do sítio ativo da enzima. Portanto, a catálise enzimática será menos favorecida
cinética e estereoquímicamente.
24
FIGURA 11. Representação esquemática da discriminação enzimática dos enantiômeros
FONTE: BARALDI, P.TCORREA. A.G. Química Nova vol27 nº3. São Paulo May/June 2004
1.3 Cinética das reações enzimáticas
Para as de enzimas puras, é possível obter informações importantes a partir de
suas estruturas tridimensionais e de estudos das cinéticas das reações. A cinética estuda as
velocidades das reações em função dos parâmetros experimentais, como por exemplo, a
concentração do substrato, mudanças na temperatura e no pH (BORZANI, 2001).
Quando uma reação é catalisada por uma enzima, (E), há uma diminuição da
barreira de energia (energia de ativação, E
a
) na transformação do substrato (S) em produto,
(P). O poder catalítico da enzima, ou seja, o aumento da velocidade de reação é atribuído à
estabilização do estado de transição. A interação catalítica é, portanto mais importante no
estado de transição (LAIDLER; BUNTING, 1973).
A estereosseletividade das reações enzimáticas decorrem da diferença de energia
do complexo enzima-estado-de-transição, [ES]
#
. Em uma reação enzimática enantiosseletiva,
ambos os substratos (enantiômeros ou pró quirais), competem pelo sítio ativo da enzima,
25
formando complexos diastereoisoméricos, enzima-substrato, os quais atingem os estados de
transição [EA]
#
e [EB]
#
com diferentes valores de energia livre, (∆G). O resultado final é uma
diferença de energia da ativação para ambos os substratos enantioméricos (ou orientações
enantioméricas), conseqüentemente, um enantiômero é catalisado mais rapidamente que o
outro (Figura 12). O valor da diferença de energia livre, ∆∆G
#
, é uma medida direta da
seletividade da reação, que é governada pela razão entre os enantiômeros P e Q (Figura 13).
Alguns valores significativos de excesso enatiomérico (ee), correlacionados ao ∆∆G
#
da
reação, estão na Tabela 1.
FIGURA 12. Diagrama de energia para uma reação enantiosseletiva catalisada por enzima. E = Enzima,
A e B substratos enantioméricos, P e Q produtos enantioméricos, [EA] e [EB] complexos enzima-
substrato,
#
estado de transição, ∆∆G
#
= diferença de energia livre.
FONTE: FERREIRA, J.P. M, Segredos da catálise enzimática. Boletim de Biotecnologia. Universidade Católica
Portuguesa, p.22, 2002.
26
Tabela 1. Relação entre os valores de ∆∆G
#
e os excessos enantioméricos dos produtos.
FONTE: LAIDLER,K.J & BUNTING, P.S. The Chemical Kinetics of Enzyme, 1973.
∆∆G
#1
(Kcal / mol) ee
2
(%)
0,118 10
0,651 50
1,74 90
2,17 95
3,14 99
4,50 99,99
1
Variação de energia livre de Gibbs.
2
ee Excesso enantiomérico.
#
Estado de transição.
[P] – [Q]
ee (%) = ___________ x 100
P + Q
FIGURA 13. Equação para determinar o excesso enantiomérico dos produtos.
FONTE: FERREIRA, J.P. M, Segredos da catálise enzimática. Boletim de Biotecnologia.
Universidade Católica Portuguesa, p.23, 2002.
Quando uma reação de primeira ordem é catalisada enzimaticamente, o substrato,
S, é transformado em produtos enantioméricos, P e Q, com constantes de velocidades k
1
e k
2
,
respectivamente (Figura 14). A seletividade ( ) desta reação é governada somente pela razão
das constantes de velocidades, k
1
/k
2
, a qual permanece constante no decorrer da reação.
Portanto, o excesso enantiomérico do produto independe da extensão da conversão. No
entanto, a seletividade nestas reações pode ser melhorada alterando-se as condições
reacionais, modificando-se o substrato, escolhendo-se uma outra enzima, adicionando-se
cossolventes orgânicos.
27
FIGURA 14. Cinética para reações em uma única etapa. ee Excesso enatiomérico. P e Q
Produtos. Alfa ( ) = Seletividade.
FONTE FERREIRA, J.P. M, Segredos da catálise enzimática. Boletim de Biotecnologia.
Universidade Católica Portuguesa, p.24, 2002.
Quando uma resolução cinética enzimática envolve um substrato racêmico, ambos
enantiômeros competem pelo sítio ativo da enzima, seguindo a cinética de Michaelis-Menten
(Figura 15). A determinação das constantes de velocidade para cada um dos enantiômeros
pode ser trabalhosa. Por outro lado, pode-se ter acesso às velocidades relativas, através da
seletividade ou da razão enantiomérica (E). A razão enantiomérica, matematicamente
correlaciona em uma única equação à conversão e o excesso enatiomérico, cujos parâmetros
são mais fáceis de serem determinados, como mostra as Figuras 15 e 16. A reação apresentará
um valor de excesso enatiomérico alto se a razão enantiomérica for superior a 30 (E> 30) para
conversão próxima de 50%. A razão enantiomérica é confiável, exceto para valores muito
extremos de conversão (FABER, 1995).
P
k
1
k
1
k
2
S alfa – 1 P - Q
alfa + 1 P + Q
k
2
Q
alfa =
ee (%) =
=
28
FIGURA 15. Resolução cinética enzimática para reação irreversível. A e B =
Substratos enantioméricos. P e Q = Produtos enantioméricos.
k
1
-k
6
= Constantes de velocidades.
FONTE CABRAL, J.M.S. Engenharia Enzimática. Lisboa: Lidel, 2003, p.41
Substrato Produto
ln[(1-c). (1-ee
s
)] ln[1-c.(1+ ee
p
)]
ln [(1-c). (1+ ee
s
)] ln[1-c.(1-ee
p
)]
onde c= ee
s
/ (ee
s
+ee
p
)
FIGURA 16. Equações para determinar a eficiência de uma resolução cinética. c= Conversão, ee
s
=
excesso enantiomérico do substrato. ee
p
= Excesso enantiomérico do produto. E
s
Razão
enantiomérica do substrato. E
p
Razão enantiomérica do produto.
FONTE: FERREIRA, J.P. M, Segredos da catálise enzimática. Boletim de Biotecnologia.
Universidade Católica Portuguesa, p.24,2002.
Termodinamicamente as enzimas abaixam seletivamente as energias de ativação das
reações, onde à reação catalisada pode se processar em torno de 10
11
vezes mais rapidamente
que uma reação não catalisada.
As enzimas não afetam o ∆G (energia livre de Gibbs) ou o K (constante de
equilíbrio), elas simplesmente aceleram a velocidade com a qual a reação alcança o
equilíbrio.
E
s
=
E
p
=
k1 k3
Enzima + A Enzima-A Enzima + P
k2
k4 k6
Enzima + B Enzima-B Enzima + Q
k5
29
1.4 Vantagens e desvantagens do uso de biocatalisadores
Atualmente a química orgânica moderna está fundamentada em métodos
sintéticos altamente seletivos e vem utilizando cada vez mais enzimas e microrganismos, pois
agem de forma catalítica e podem conduzir elevados excessos enantioméricos do isômero
desejado.
Os biocatalisadores apresentam vantagens como:
• São catalisadores muito eficientes: catalisam reações freqüentemente 10
6
–
10
14
vezes mais rápido do que a correspondente reação não catalisada, que é um valor
bastante acima dos obtidos através de catalisadores comuns (FERREIRA, 2002),
transformando de 100 a 1000 moléculas de substrato em produto por minuto de reação.
• São ecologicamente corretos: não geram resíduos de alta toxidade (metais
pesados) e são degradados pelo meio ambiente.
• Atuam sob condições reacionais suaves: efetuam a catálise na faixa de 5-8 de
pH e em temperaturas de 20°C a 40°C em pressão atmosférica.
• Possuem alta tolerância aos substratos: aceitam uma grande variedade de
substratos não naturais.
• Apresentam atividade catalítica em meios não convencionais (VERMUÊ;
TRAMPER, 1995; GUTMAN, 1995): muitas enzimas e até mesmo células tem demonstrado
retenção da atividade catalítica em meios não convencionais como solventes orgânicos.
• Podem catalisar uma ampla faixa de reações químicas.
• Apresentam três tipos de seletividade: Alguns biocatalisadores podem
realizar reações difíceis de obter por métodos tradicionais em química orgânica, tornando-os
recomendáveis na síntese de compostos enantioméricamente puros. Isto se deve a aspectos de
seletividade das reações enzimáticas (FABER, 2004). São elas:
30
• Quimiosseletividade – atuam sobre um determinado grupamento químico. Isto
proporciona produtos reacionais “mais limpos”, facilitando, o processo de purificação.
• Regiosseletividade ou Diastereosseletividade – devido a sua estrutura
tridimensional complexa, as enzimas podem distinguir entre grupos funcionais que estão
situados em diferentes regiões da mesma molécula do substrato.
• Enantiosseletividade – Quase todas as enzimas são formadas de L-
aminoácido, portanto, são catalisadores quirais. Como conseqüência, qualquer tipo de
quiralidade presente na molécula do substrato é reconhecida na formação do complexo
(enzima-substrato). Assim, um substrato pró-quiral será transformado num produto
opticamente ativo e ambos os enantiômeros de um substrato racêmico podem reagir a
diferentes velocidades, promovendo uma resolução cinética. Estas últimas propriedades se
constituem na especificidade de uma enzima e representam a mais importante de suas
capacidades, podendo promover importantes sínteses quirais.
As enzimas são catalisadores privilegiados na síntese de moléculas com atividade
biológica, em conseqüências de sua regiosseletividade e estereoespecificidade, que não tem
paralelo na síntese química (CABRAL; BARROS; GAMA, 2003).
Algumas desvantagens são apresentadas nas reações biocatalisadas, como:
• São sensíveis a condições energéticas: requerem sempre condições brandas
de operação.
• São normalmente caros e de difícil recuperação após reação.
• Possuem atividade máxima em água: a maioria dos substratos orgânicos é
insolúvel ou bem pouco solúvel em água.
• Muitas enzimas isoladas necessitam cofatores: os cofatores são caros e de
difícil recuperação.
31
O alto custo dos cofatores faz com que sejam utilizados em quantidades catalíticas
e necessitem de reciclagem in situ. Os cofatores constituem um fator limitante nas reações de
biocatálise.
Deste modo, a utilização de enzimas isoladas, especialmente as intracelulares, que
requerem a adição destas moléculas, torna estas reações menos atrativas do ponto de vista
econômico. Por outro lado, as reações com células íntegras de microrganismos, representam
uma alternativa mais acessível, uma vez que seu sistema enzimático contém os cofatores
necessários, bem como os caminhos metabólicos para a sua regeneração (NAKAMURA,
NAKAJIMA, OHNO, 1991).
1.5 Principais considerações a serem observadas nas reações de biocatálise
O interesse por este tipo de síntese promovendo enzimas e microrganismos para
obtenção de produtos de pureza enantiomérica é crescente e principalmente conhecido pela
indústria farmacêutica.
Alguns procedimentos devem ser seguidos ao realizar uma reação biocatalítica,
como:
• Estabelecer o tipo de reação de interesse (oxidação, redução, hidrólise,
transesterificação, etc.).
• Avaliar a atividade enzimática dos(s) microrganismo(s) ou da(s) enzima(s).
• Determinar as condições de reação (temperatura, tempo, pH, solvente,
concentração de substrato).
• Determinar o método de caracterização do produto (CG, CG-EM, CLAE,
RMN, etc.).
32
• Determinar a conversão (c), o excesso enantiomérico (ee), a razão
enantiomérica (E).
• Estabelecer o método para determinar a configuração absoluta dos compostos.
• Determinar as condições necessárias para produzir os compostos em escala
substancial.
As reações de biocatálise podem empregar enzimas isoladas ou microrganismos
(células íntegras). No caso de microrganismos, particularmente são mais vantajosos, pois
apresentam uma taxa de crescimento rápida e um sistema multienzimático de fácil formação.
A escolha da metodologia para utilização de células íntegras de microrganismos
em biocatálise pode variar de acordo com as condições requeridas como: a estabilidade do
substrato, pH do meio, viabilidade do sistema enzimático microbiano.
O passo considerado mais difícil é a escolha do microrganismo para a biocatálise.
A seleção do microrganismo deve ser realizada, analisando resultados já obtidos em outras
reações na literatura para compostos semelhantes. As cepas devem ser obtidas junto a outros
pesquisadores ou em coleções de culturas de instituições de pesquisa. Caso não existam dados
claros na literatura que indique o sistema enzimático desejável a reação em estudo, podem-se
isolar microrganismos da natureza (solo, ambientes marinhos, plantas), e testá-los através de
um processo empírico de seleção, conhecido como triagem.
Segundo GLAZER & NIKALDO (1995), para a seleção de microrganismos
realizam-se experimentos em pequena escala com os microrganismos disponíveis e analisam-
se os extratos brutos obtidos do caldo de fermentação, comparando-os a um controle ao qual
não foi adicionado o substrato. Se houver formação de novos metabólitos significa que aquele
microrganismo realizou alguma transformação no substrato.
33
Depois de definido o microorganismo deve-se escolher a forma adequada à adição
ao substrato, isto é, pode-se adicioná-lo durante ou depois a fase de crescimento da cultura
(YAMADA, SHIMIZU, 1988).
As metodologias mais comumente empregadas são:
• Células em crescimento: Os substratos e a inoculação são adicionados
simultaneamente ao meio de cultura ou os substratos são adicionados durante a fase de
crescimento do microrganismo. Durante a fase de crescimento do microrganismo ocorre a
formação do seu complexo enzimático capaz de metabolizar os nutrientes. Se o composto de
partida for adicionado nessa fase ele pode induzir a formação de enzimas normalmente não
produzidas pelo microorganismo, aumentando assim os resultados positivos na biocatálise.
• Células em repouso: O microorganismo é inicialmente cultivado sob
condições ótimas até seu crescimento e posteriormente a biomassa é separada por filtração ou
centrifugação. Em seguida as células são transferidas para um outro meio de cultura como,
água e glicose e o substrato é então adicionado. A composição do meio de cultura facilita o
isolamento do produto, porém a transformação depende de enzimas já formadas (HANSON,
1992).
• Células imobilizadas: A imobilização é definida como o processo em que o
movimento de enzimas, células, organelas etc. apresentam-se completa ou severamente
restrita no espaço. Este processo foi implantado na indústria com o objetivo de suprir
dificuldades tecnológicas na utilização dos biocatalisadores.
Cada uma das metodologias citadas apresenta vantagens e desvantagens, e a
escolha de uma delas dependerá dos objetivos da reação. Uma rápida apreciação disto pode
ser feita analisando-se a Tabela 2.
34
Tabela 2. Vantagens e desvantagens das reações com enzimas isoladas e com células de microrganismos
FONTE: FABER, K. Biotransformations in Organic Chemistry Berlin, 1995.
Enzimas Isoladas
Tipo Vantagens Desvantagens
Geral Aparelhagem simples,
melhor produtividade, maior
tolerância de concentração.
É necessário reciclar o
cofator
Suspensas em meio
aquoso
Alta atividade enzimática Partes das reações são
realizadas, substratos
lipofílicos são insolúveis.
Suspensas em solventes
orgânicos
Facilidade para realizar,
substratos lipofílicos são
solúveis, as enzimas são
recuperadas facilmente.
Baixa atividade
Imobilizadas As enzimas são recuperadas
facilmente
Atividade enzimática diminui
durante a imobilização
Células íntegras
Geral Não é necessário reciclar o
cofator
Equipamento é caro, baixa
produtividade, baixa
tolerância a solventes
orgânicos, subprodutos e
presença de metabólitos.
Células em crescimento Alta atividade enzimática Grande quantidade de
biomassa, mais subprodutos.
Células em repouso Facilidade para realizar,
menos subprodutos.
Baixa atividade enzimática
Células imobilizadas As células podem ser
reutilizadas
Baixa atividade enzimática
Outro fator a ser considerado para que a biocatálise ocorra é a necessidade do
substrato entrar em contato com as enzimas produzidas pelo microrganismo. As enzimas
podem ser extracelulares, neste caso esta dispenso o meio de fermentação, ou intracelulares,
no interior da célula. Nesse último caso, o substrato deve ser capaz de atravessar a membrana
celular do microrganismo. Em casos que o substrato é insolúvel em água é necessário realizar
uma dispersão no meio líquido da melhor forma possível. Para isso o substrato é dissolvido
em solventes hidrossolúveis e adicionado à cultura do microrganismo. A dispersão
conseguida é, na maioria dos casos, suficiente para que o composto orgânico entre em contato
direto com a enzima que irá transformá-lo (CRUEGER&CRUEGER, 1993). Os produtos
35
finais da biocatálise são normalmente extracelulares e são encontrados em suspensão no caldo
da fermentação. Normalmente não se separam as bactérias nem leveduras previamente do
caldo de fermentação, enquanto o micélio dos fungos é eliminado por filtração. Nesse caso, o
material celular deve ser lavado muitas vezes com água e solvente orgânico, pois, uma parte
significativa dos produtos formados pode estar adsorvida nas células do micélio. Dependendo
da solubilidade dos produtos a recuperação pode ser feita por extração com solventes
apropriados, precipitação, adsorção em trocadores de íons ou, para substâncias voláteis
destilação direta a partir do meio de cultivo. Para purificação dos metabólitos se utilizam as
diversas técnicas de cromatografia (CRUEGER & CRUEGER, 1993).
1.6 Biocatalisadores imobilizados
As enzimas e os microrganismos estão sujeitos à inativação por fatores químicos,
físicos ou biológicos como decorrência da estocagem ou mesmo durante o uso. Há assim, uma
necessidade de estabilizar estes biocatalisadores. Portanto, para a manutenção da atividade
catalítica e do potencial de estereosseletividade, é necessário o desenvolvimento de métodos
preventivos específicos.
A técnica de imobilização em diferentes suportes é utilizada na biocatálise. O
processo consiste em restringir a mobilidade do biocatalisador confinando-o em um material
por afinidade de natureza química, física ou por aprisionamento do retículo.
A imobilização do biocatalisador em um suporte, sem prejuízo de sua atividade
por um razoável período de tempo, pode assegurar sua repetida utilização resultando
economia nos processos industriais (SCOTT, 1987; DERVAKOS, 1991). Além de diminuir
custos, aumenta a rapidez e a exatidão do processo.
36
Na Figura 17, os processos mais comuns de imobilização se enquadram em uma
das seguintes formas (FABER, 1997; CABRAL, 2003).
FIGURA 17. Métodos para imobilização dos biocatalisadores
FONTE: CABRAL, J.M.S. Engenharia Enzimática. Lisboa: Lidel, 2003, p.125
Um dos suportes utilizados para imobilizar os microrganismos é a crisotila.
A crisotila é um silicato de magnésio, da família das serpentinas, originada a partir
de rochas muito básicas ou de calcário dolomítico, via transformações hidrotermais
(PARISOTTO, 1995).
Sua fórmula é Mg
3
Si
2
O
5
(OH)
4
, apresentando a forma de um silicato lamelar
(JESUS,1998;WENDHAUSEN,2005). Sua estrutura consiste de uma camada de sílica
tetraédrica (tridimita) coberta com uma camada de hidróxido de magnésio (brucita) enroladas
coaxialmente as quais formam uma fibrila (Figura 18).
A crisotila apresenta-se como suporte, pois tem um alto poder de adsorção, não é
combustível, e é um isolante térmico, possui resistência mecânica superior ao aço, é resistente
ao ataque de microrganismos, tem grande durabilidade e flexibilidade.
Imobilização de Biocatalisadores
Insolúvel Solúvel
Reticulação Ligação suporte
Adsorção
física
Ligação
iônica
Ligação
covalente
Modificação do
microambiente
Sem modificação
do microambiente
Gel Microencapsulação
Microcápsulas
Micelas
invertidas
Membranas
de
ultrafiltração
37
COMERLATO (1995) estudou a adsorção das enzimas invertase e hidrolase sobre
a crisotila atuando sobre a hidrólise de sacarose. Estudos iniciais sobre adsorção de células de
fermento de pão sobre a crisotila e aproveitamento para a fermentação alcoólica foram
executadas por PARIZOTTO (1989).
Estudos recentes mostram que a imobilização de biocatalisadores em suporte
apropriado proporciona um melhor desempenho do biocatalisador bem como possibilita a sua
reutilização (VIEIRA, 2003).
FIGURA 18. Estrutura da crisotila
FONTE: WENDHAUSEN. R.Jr. 1998.
1.7 Reações de redução em compostos carbonílicos
1.7.1 Estrutura da carbonila em cetonas
Na estrutura do grupo carbonila em cetonas, o átomo de carbono tem hibridação
sp
2
e se liga ao átomo de oxigênio por uma ligação sigma e outra . A dupla ligação carbono –
oxigênio é uma ligação forte cuja, energia de ligação é de aproximadamente 750 kJ/mol,
enquanto que a energia da dupla ligação etilênica é de aproximadamente 610 kJ/mol. No
entanto, o grupo carbonila é bastante reativo, devido principalmente, à ressonância.
38
O átomo de carbono da carbonila tem carga parcial positiva e o átomo de oxigênio
da carbonila tem carga parcial negativa, ou seja, é um átomo com alta densidade eletrônica.
O grupo carbonila pode reagir como ácido de Lewis (no carbono que é deficiente
de elétrons) ou como uma base de Lewis (no oxigênio que possui alta densidade eletrônica).
O átomo de carbono da carbonila reage com reagentes nucleofílicos, onde a sua
reatividade é influenciada pelos grupos que estão ligados a ele.
Os grupamentos alquila diminuem a reatividade da carbonila, em relação a
reagentes nucleófilos, porque exercem um ligeiro efeito indutivo +I, aumentando a densidade
eletrônica do átomo de carbono e exercendo um certo impedimento estérico para a
aproximação do reagente nucleofílico. Os grupos arila diminuem ainda mais a reatividade dos
compostos carbonílicos em relação aos reagentes nucleofílicos porque aumentam
acentuadamente a densidade eletrônica do carbono carbonílico, por ressonância, além de
exercerem impedimento estérico.
Na carbonila ocorre polarização e as reações são de adição nucleofílica (Figura
19).
Reação característica Adição nucleofílica
R
1
R
2
O
:Z
R
1
Z
R
2
O
C
R
1
Z
R
2
O
-
C
Z
R
2
O
H
C
R
1
Reagente Estado de transição Resultante
FIGURA 19. Reação de adição nucleofílica
FONTE: MORRISON, R.; BOYD, R. Química Orgânica.11. ed. Rio de Janeiro: LTC, 1994.
A redução da carbonila origina um centro quiral facilitando a formação de um
álcool assimétrico.
39
O grupo carbonila também pode reagir com uma base de Lewis. O átomo de
oxigênio reage com íons que sejam deficientes em elétrons.
A basicidade da carbonila de cetonas é bastante pequena onde sua constante de
basicidade é da ordem de 10
-7
(SYKES, 1969; AMARAL, 1981).
1.7.2 Sínteses assimétricas (via química)
Os avanços na síntese orgânica vêm possibilitando a preparação de vários
compostos onde se pode destacar a síntese de compostos quirais.
Na redução de compostos carbonílicos é comum à utilização de hidretos de boro e
de alumínio, complexos de ródio, rutênio e outros para sínteses orgânicas (CODO , 2002).
Na redução com NaBH
4
, a cetona é exposta ao íon tetrahidretoborato e este vai
doar um H
-
ao carbono do grupo carbonil, devido ao caráter polar, que possui uma deficiência
eletrônica (eletrófilo). Assim, o NaBH
4
é a espécie nucleófila, com protonação simultânea do
oxigênio do grupo carbonil por parte do solvente. O etanol ou o metanol, álcool a ser
utilizado, ao perder um hidrogênio do grupo (OH
-
) dá origem a um etóxido que se combina
com os restantes fragmentos de boro, formando etóxihidretoborato de sódio. O
etóxihidretoborato de sódio pode reduzir mais três grupos carbonila, antes de todos os átomos
de hidrogênio do reagente inicial, “usados”. O reagente de boro é finalmente convertido a
tetraetóxiborato e consequentemente o NaBH
4
é convertido em NaB(OCH
2
CH
3
)
4
.
A reação de redução de uma cetona pelo tetrahidretoborato é traduzida pela Figura
20.
40
FIGURA 20. Redução de cetonas com NaBH
4
.
FONTE: SILVA, M.A;MORRISON,R;BOYD,R.;Química Orgânica 13º Edição, Fundação
Calouste Gulbenkian, Lisboa, 1996.
A redução de uma carbonila pró-quiral por métodos químicos e catalíticos produz
uma mistura racêmica de álcoois quirais. Isto é visto na Figura 21 onde R
1
é diferente de R
2
.
FIGURA 21. Redução da carbonila pró-quiral
FONTE: CODO TEMBA, Eliane; OLIVEIRA, Ione; DONICCI, Cláudio. Álcoois quirais:
Métodos químicos e catalíticos de obtenção por redução assimétrica: Belo Horizonte, 2002, p.113.
É freqüente produzir uma mistura racêmica e então separar os enantiômeros por
métodos físicos (CREAGH,1994). Por exemplo, membranas líquidas contendo éteres coroa
quirais têm resolvido enantiômeros de DL-fenilglicina (YAMAGUCHI,1995). Entretanto,
aplicações industriais desta tecnologia têm sido limitadas devido ao longo tempo gasto.
Outra grande área em desenvolvimento para produção de fármacos quirais puros é
a separação da mistura racêmica por métodos de cromatografia líquida (STINSON, 1994). A
desvantagem está na perda econômica do processo, ou seja, 50% de material é perdido
(isômero indesejável). Uma alternativa, se não for achado outro uso para este enantiômero
indesejável, é racemizá-lo e tentar reciclá-lo para poder diminuir a perda econômica
(STINSON, 1994). Outro problema que desfavorece o uso de métodos cromatográficos é a
41
grande quantidade de solvente usada, o que também inviabiliza economicamente o processo
de grande escala (STINSON, 1994).
Existem alguns catalisadores químicos modernos, especialmente compostos
organometálicos, que são usados em sínteses assimétricas. Neste caso, eles produzem apenas
um estereoisômero, ou seja, a reação tem um alto excesso enantiomérico, porém está limitada
pelo alto custo e pela sua grande ação empírica (BOSNIK; FRYZUK, 1981; KAGAN;
WILKINSON, 1982).
Além dos organometálicos, existem outros catalisadores altamente
estereoespecíficos: são as enzimas, que hoje estão despontando como uma solução para
sínteses assimétricas.
Na maioria das vezes, o preço destes biocatalisadores também é alto, porém o seu
uso na forma imobilizada torna possível a sua reutilização e facilita a separação do produto.
Isto torna viável o seu uso a nível industrial.
As enzimas da classe das desidrogenases é que substituem o borohidreto de sódio
(NaBH
4
) na reação da Figura 22(STINSON, 1992). Para tal, elas requerem como cofator
NADH (nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato – forma reduzida), que têm um alto custo.
Para contornar este problema, empresas americanas de química fina, que produzem síntons
quirais para indústria farmacêutica, têm conseguido reciclar estes cofatores de maneira
simples e de baixo custo como é visto na Figura 22. Neste caso, o sínton produzido é o –
cetobutirato pela enzima L – lactato desidrogenase, que o faz oxidando uma molécula de
NADH. A reciclagem deste último é feita através do álcool desidrogenase tipo II, a partir da
oxidação de etanol que é convertido a acetaldeído. Este acetaldeído atravessa a membrana e
passa para o “compartimento de regeneração” (Figura 23) onde é reduzido novamente a etanol
por boriidreto (STINSON, 1994). Se ele não fosse reciclado desta maneira, a fabricação deste
sínton seria economicamente inviável. O reator tem que ser estéril, ou seja, livre de
42
microrganismos oportunistas que podem degradar estas enzimas, pois na verdade elas são
proteínas e como conseqüência uma boa fonte de alimento para estes microrganismos
invasores.
FIGURA 22. Compartimento de produção
FONTE: PEREIRA, R.S Fermento Biológico de padaria ( Saccharomyces cerevisiae) e
seu uso em sínteses assimétricas. Campinas, SP: Química Nova, 1995, p.453.
FIGURA 23 Compartimento de Regeneração
FONTE: PEREIRA, R.S Fermento Biológico de padaria (Sc) e seu
uso em sínteses assimétricas. Campinas, SP: Química Nova, 1995, p.453.
43
1.7.3 Redução assimétrica de cetonas por microrganismos
As reduções microbiológicas de cetonas empregando Saccharomyces cerevisiae
são biotransformações muito utilizadas em síntese orgânica. O mecanismo de redução
envolve uma transferência estereosseletiva de hidrogênio a uma das faces da carbonila pró-
quiral e o processo de regeneração de NAD(P)H utilizando açúcar como fonte de energia
(Figura 24).
O
NAD(P)H
NAD(P)
+
OH
ADH
H
R
2
R
1
R
2
R
1
FIGURA 24. Redução de cetonas catalisada por ADHs
FONTE: PEREIRA, R.S Fermento Biológico de padaria ( Saccharomyces cerevisiae) e
seu uso em sínteses assimétricas. Campinas, SP: Química Nova, 1995, p.453.
Em 1964, Prelog (FABER, K. 1997) observou que a estereosseletividade da
biorredução de cetonas dependia do tamanho dos grupamentos ligados a carbonila,
representado na Figura 25.
P
O
P
NAD(P)H
NAD(P)
+
OH
Desidrogenase
H
F
a
c
e
s
i
Face re
G G
FIGURA 25. Via de transferência de hidrogênio
FONTE: PRELOG, V. Specification of the stereoespecificity of some oxido-redutases
by diamond lattice sections Pure Appl.Chem.9,119p.1964.
44
A carbonila da Figura 24 é reduzida assimetricamente com biocatalisadores para
render o álcool. Se o volume de G (grupo grande; mais volumoso) não é tão diferente de P
(grupo menor), o produto teria baixa pureza ótica. Logo seria possível obter ambos os
enantiômeros de um álcool pela mudança de tamanho dos dois substituintes ligados no grupo
carbonila com um rendimento ótico desejavelmente alto podendo ajustar o volume dos
substituintes na condição desejada (MORI; MORI, 1985).
A estereosseletividade na redução de carbonilas com Saccharomyces cerevisiae
pode ser visualizada pela regra de Prelog (BRENELLI, E. 2002) como mostra a Figura 26.
FIGURA 26.Regra de Prelog para redução assimétrica de cetonas
FONTE: BRENELLI, Eugênia. Aplicações da Biocatálise em Química Orgânica, Uff, 2002
No caso do Saccharomyces cerevisiae o curso estereoquímico da reação ocorre
via transferência de hidrogênio à cetona pró-quiral pela “face re“ (NAKAMURA;
NAKAJIMA; KAWAI; OHNO, 1991).
O uso de microrganismos vivos íntegros, para catalisar reações é denominado
biotransformação. A escolha de microrganismos mais adequados para cada síntese é
influenciada pela reação que se deseja obter e na especificidade do microrganismo ao
Regra de O Transferência de HO H
Prelog Hidreto
G P Para a face re G P
Microorganismos Fermento Sistema
de Pão Multienzimático
Enzimas isoladas Saccharomyces
Cerevisiae Aditivos
Oxirredutases Coenzimas
NAD(P)H
45
substrato. Um exemplo da utilização do microrganismo Saccharomyces cerevisiae como
biocatalisador na redução de carbonilas com os precursores estudados (acetoacetato de etila,
4-aminoacetofenona e 4 - hidroxiacetofenona) é apresentada na Figura 27.
FIGURA 27. Redução de carbonilas com substratos carbonílicos
FONTE: PERREIRA, R.S, Projeto e construção de um bioreator para síntese orgânica
assimétrica catalisada por Saccharomyces cerevisiae(fermento biológico de padaria),
Universidade Estadual Paulista,SP,1997,p.552.
É interessante notar que ocorre geração de um centro assimétrico nas moléculas
reduzidas. Estas reações são catalisadas por enzimas (no interior da célula do fermento)
pertencentes à classe das desidrogenases. Estas enzimas são a L (S) Lactato desidrogenase
(E.C. = 1.1.1.27) e a álcool desidrogenase (E.C. = 1.1.1.1.), (VOET; VOET, 1990). Como
estes biocatalisadores estão no interior dos microrganismos, os compostos químicos a serem
biotransformados tem que penetrar nestas células e depois sair. A viabilidade celular pode ser
testada por consumo de oxigênio através do eletrodo de Clark (PEREIRA, 1990) ou por
contagem do número total de células (BORZANI, 2001). As enzimas reduzem o substrato
H
2
N
O
H
2
N
OH
S. cerevisiae
NAD(P)H
NAD(P)
+
H
2
N
+
OH
4
-
a
m
i
n
o
a
c
e
t
o
f
e
n
o
n
a
1
-
(
4
-
a
m
i
n
o
f
e
n
i
l
)
e
t
a
n
o
l
HO
O
HO
OH
S. cerevisiae
NAD(P)H
NAD(P)
+
HO
+
OH
4
-
h
i
d
r
o
x
i
a
c
e
t
o
f
e
n
o
n
a
1
-
(
4
-
h
i
d
r
o
x
i
f
e
n
i
l
)
e
t
a
n
o
l
46
utilizando como cofator NADH (nicotinamida adenina dinucleotídeo na forma reduzida). O
NADH entrega seus equivalentes redutores para o substrato e sai na forma oxidada (NAD
+
),
como é demonstrado no mecanismo a seguir quando estas enzimas reduzem seus substratos
naturais (estão mostrados apenas os aminoácidos que participam do sítio ativo da enzima),
segundo VOET, 1990.
Nota-se que o piruvato, que é o substrato natural desta enzima, é muito
semelhante ao acetoacetato (difere apenas por um CH
2
). A enzima atua sobre o substrato
artificial devido ele ser semelhante ao substrato natural, e o mecanismo de ação para ambos,
provavelmente, é semelhante.
O álcool desidrogenase depende de íons zinco e é por isto que alguns
pesquisadores adicionam zinco ao meio com Saccharomyces cerevisiae sp. (MACLEOD,
1964).
O seu mecanismo (VOET, 1990) representado na Figura 28.
FIGURA 28. Mecanismo de Redução do Álcool Desidrogenase
FONTE: PEREIRA, R.S. Fermento Biológico de padaria (Saccharomyces
cerevisiae) e seu uso em sínteses assimétricas. Campinas, SP: Química Nova,
1995, p.455.
47
1.8 Utilização de microrganismo Saccharomyces cerevisiae sp. e fermento biológico
para redução de compostos carbonílicos
A célula de Saccharomyces cerevisiae (fermento biológico), que utiliza glicose ou
sacarose como fonte de energia, é um dos biocatalisadores mais versáteis e de baixos custos.
A facilidade de manuseio, que não requer nenhum cuidado especial, o faz alvo de escolha
quando se deseja conduzir reações de oxidação-redução (FANTIN,1994). É preferencialmente
utilizado na forma de célula inteira, ao invés de enzimas isoladas, evitando dessa forma, o
problema da dificuldade de reciclar o cofator, um passo necessário quando se usa a enzima
pura. As células inteiras apresentam uma grande variedade de atividades enzimáticas. Por
isso, o maior problema encontrado neste tipo de biocatálise é a baixa seletividade, devido à
ação simultânea das várias enzimas presentes, que geralmente apresentam diferentes cinéticas
e velocidades de conversão para um mesmo substrato (KAGAN; WILKINSON, 1982). No
entanto, quando o processo não é satisfatoriamente seletivo, modificações simples nas
condições experimentais podem ser realizadas no sentido de influenciar tanto a
estereoquímica como a enantiosseletividade (WARD; YOUNG, 1990). Algumas das
modificações mais comuns são: o uso de solventes orgânicos, a adição de inibidores ou co-
substratos (CSUK; GLANZER, 1991) e as técnicas de imobilização (BOSNIK; FRYZUK,
1981) entre outras.
Segundo, PEREIRA, 1998, existe vantagens na utilização do Saccharomyces
cerevisiae (fermento biológico) em reações de Biotransformação (Figura 25). São elas:
1. Baixo custo.
2. Fácil de adquirir.
3. Fácil de manipular.
48
4. Não é necessário preparar meio de cultura, o que exigiria, do químico orgânico,
conhecimento de microbiologia.
5. Reações são executadas à temperatura ambiente (25°C).
6. Não é tóxico.
7. Em condições adequadas (meio com nutriente), as reações ocorrem mais
rapidamente do que com catalisadores químicos convencionais.
8. Não é patogênico.
No entanto, algumas desvantagens são apresentadas no uso do fermento biológico
de padaria, como a pouca solubilidade em água do substrato orgânico; presença de um sistema
multienzimático intra e extracelular; existência de diferentes cepas entre outras (BARALDI;
CORREA; ZARBIN; VIEIRA, 2002).
A exploração da atividade genética e metabólica dos microrganismos visando
obtenção de produtos biotecnológicos ou para transformação de substratos em produtos de
maior valor agregado vem sendo realizado há algum tempo (BRENELLI, 1994). Entretanto
para que isso aconteça, culturas viáveis, puras devem estar prontamente disponíveis para o
consumo.
As culturas “puras” de microrganismos são mais apreciadas, devido a algumas
características gerais (STANBURY; WHITAKER; HALL, 1995), como:
♦ Apresentar elevada conversão do substrato em produto;
♦ Permitir o acúmulo do produto no meio, de modo a se ter elevada
concentração de produto no caldo fermentado;
♦ Não produzir substâncias incompatíveis com o produto;
♦ Apresentar constância quanto ao comportamento fisiológico;
♦ Não ser patogênico;
♦ Não exigir meios de cultura dispendiosos;
49
♦ Permitir a rápida liberação do produto para o meio;
A morfologia da colônia pode indicar se a cultura encontra-se pura ou não.
Segundo AMORIN (2005), as leveduras selvagens apresentam colônias de superfície rugosa
ou bordas irregulares. A levedura de panificação (Saccharomyces cerevisiae) forma colônias
lisas ,brilhantes e bordas regulares como mostra a Figura 29.
FIGURA 29. Colônia de Saccharomyces cerevisiae
FONTE: AMORIN, H.V. Fermentação alcoólica: ciência e tecnologia. Piracicaba, 2005.
Além dessas características, outros fatores interferem também para a obtenção de
bons resultados como, a linhagem empregada, a composição do meio de cultivo e condições
impostas como pH, temperatura e outras (KOMETANI, 1989).
Para manter uma cultura pura, é necessário que o meio de cultura que se pretende
utilizar seja mantido desprovido de qualquer organismo vivo contaminante. Para a
preservação de contaminação durante a manipulação de culturas puras, recorre-se a técnicas
de assepsias (BORZANI, 2001). Após a obtenção de uma “cultura pura” deverá ser adotado
um método de conservação destas culturas vivas por um período de tempo de acordo com o
objetivo do estudo a ser realizado. Se a conservação é por um curto período (dias e meses), a
armazenagem deverá ser a temperatura de refrigeração (4°C a 10°C) ou repiques freqüentes.
Caso a conservação seja por um longo período, utiliza-se nitrogênio líquido (- 196°C), freezer
50
(-70°C/-120°C) ou liofilização (congelamento a seco – as amostras são congeladas,
desidratadas e fechadas a vácuo, o que possibilita a viabilidade das culturas por muitos anos).
Todas essas considerações trazem um alerta sobre a importância de sempre
procurar buscar melhores condições, em termos de microrganismo e meios, para obtenção de
bons resultados. Culturas “puras” de Saccharomyces cerevisiae (Figura 30) proporcionam às
reações de biocatálise, uma maior seletividade, influenciando assim diretamente na
estereoquímica da reação. Na literatura poucos resultados são encontrados dessa linhagem
pura favorecendo uma nova gama de estudos cada vez mais promissores.
A.
B.
FIGURA 30. Colônia Saccharomyces cerevisiae
(a) macrofotografia e (b)microfotografia com ampliação 400 vezes.
FONTE: AMORIN, H.V. Fermentação alcoólica: ciência e tecnologia.
Piracicaba, 2005.
51
1.9 Justificativa do trabalho
Atualmente a biocatálise encontra-se em amplo desenvolvimento. A demanda por
compostos enantioméricamente puros tem crescido notavelmente, tendo em vista o efeito da
especificidade de cada isômero presente em uma mistura racêmica.
A busca de culturas “puras” mais eficientes como a utilização de microrganismos
em síntese orgânica, tem aumentado devido à alta versatilidade e as condições suaves de
temperatura e pH em que se realizam as reações.
Os microrganismos por serem identificados como catalisadores muito eficientes e
ecologicamente corretos se adaptam bem a novos ambientes e apresentam altas velocidades
de crescimento, o que facilita o seu cultivo e uso em grande escala com baixo custo.
Em particular as reduções enantiosseletivas catalisadas por células de
Saccharomyces cerevisiae sp. e fermento biológico em compostos carbonílicos, promovem
um crescente interesse por esse tipo de síntese tornando-os novos alvos para produtos de
elevada pureza enantiomérica.
Na literatura encontram-se estudos de Saccharomyces cerevisiae com resultados
significativos. Sabendo que, culturas “puras” propiciam uma elevada seletividade, buscou-se a
obtenção de álcoois com elevado excesso enantiomérico a partir de diferentes linhagens
purificadas de Saccharomyces cerevisiae e fermento biológico com diferentes precursores
carbonílicos.
52
2 OBJETIVOS
2.1 Objetivo geral
Avaliar o potencial de diferentes linhagens de microrganismos da espécie
Saccharomyces cerevisiae para a biorredução enantiosseletiva de diferentes substratos
carbonílicos.
2.2 Objetivos específicos
§ Fazer um levantamento bibliográfico sobre biorredução.
§ Aprender técnicas de manipulação, reativação, crescimento celular e
manutenção de microrganismos.
§ Estudar o crescimento das diferentes linhagens de Saccharomyces cerevisiae.
§ Comparar o poder de redução de células de fermento biológico de padaria com
as linhagens puras de Saccharomyces cerevisiae.
§ Avaliar a eficiência do método de crescimento microbiano, através de um
sistema de aeração comparando com o sistema não aerado.
§ Promover a redução química dos substratos 4-aminoacetofenona, 4-
hidroxiacetofenona e acetoacetato de etila utilizando borohidreto de sódio.
§ Estudar a redução de diferentes substratos utilizando diferentes linhagens de
Saccharomyces cerevisiae como biocatalisador.
§ Purificar e caracterizar os produtos obtidos.
53
3. METODOLOGIA
Os experimentos foram realizados no LPC do Instituto de Pesquisas Tecnológicas
de Blumenau - Universidade Regional de Blumenau (FURB) - Santa Catarina.
3.1 Materiais
3.1.1 Solventes e Reagentes
Os reagentes e solventes utilizados no desenvolvimento do trabalho estão
representados na Tabela 3.
Tabela 3. Relação dos reagentes e solventes utilizados com as respectivas procedências
e grau de pureza.
FONTE: Dados primários (2004)
REAGENTE PROCEDÊNCIA PUREZA
Ácido Acético Merck P.A
Ácido Clorídrico Merck P.A
Acetato de Etila Merck P.A
Acetato de sódio Nuclear P.A
Aceto acetato de etila Merck P.A
Agar-Ágar Vetec P.A
4-amino acetofenona Aldrich P.A
4-hidroxi acetofenona Aldrich P.A
Borohidreto de sódio Merck P.A
Cloreto de sódio Vetec P.A
Clorofórmio Merck P.A
Etanol absoluto Vetec P.A
Éter etílico Vetec P.A
Extrato de Levedura Vetec P.A
Extrato de Malte Vetec P.A
Glucose anidra Vidrotech P.A
Hexano Vetec P.A
Metanol Synth P.A
Sílica Gel 60 GF 254 Merck P.A
Sílica Gel 60 (0,063-0,200nm) Merck P.A
Sulfato de Magnésio Vetec P.A
Peptona de carne Vetec P.A
54
3.1.2 Equipamentos
Os equipamentos utilizados estão representados na Tabela 4.
Tabela 4-Relação dos equipamentos utilizados com as respectivas marcas e modelos.
FONTE: Dados primários (2004)
EQUIPAMENTO MARCA MODELO
Agitador magnético Microquímica MQAMA -301
Aquecedor Microquímica MQ AMA – 301
Autoclave Vertical Phoenix -
Balança semi-analítica Gehaka BG-200
Balança Analítica -------- GR-200
Centrífuga Fanem 206-BL
Coluna de separação quiral Beta Dex 120
Cromatógrafo gasoso Shimadzu GC 14B
Espectrofotômetro de UV-
Vis
Varian Cary 50
Espectrofotômetro
de
Infravermelho
Shimadzu Prestige 21
Estufa de Secagem Fanem 315 D
Evaporador Rotatório RE 120
Microscópio binocular
biológico
Instrutherm MBB-200
Shaker (incubadora com
agitação orbital)
Tecnal TG-420
Ultra-Som de 25 KHz Odontobras 2840-D
Vortex (agitador de tubos) Microquímica MQAMA 301
3.1.3 Microrganismos
Os microrganismos utilizados para as biorreduções foram: Saccharomyces
cerevisiae sp. linhagem CCT 0294, lote LY/YMA T 30°C, Saccharomyces cerevisiae sp.
linhagem CCT 3174, lote LY/YMA T 30°C, Saccharomyces cerevisiae sp. linhagem CCT
0472, lote LY/YMA T 30°C, fornecidas pela Fundação André Tosello, Campinas, SP e
Saccharomyces cerevisiae (fermento biológico de padaria) da marca Fleishmann.
55
3.2 Metodologia utilizada com os Microrganismos
3.2.1 Abertura de ampola com microrganismo liofilizado
Com o auxílio de uma serra de vidro ou alicate, foi aberta a ampola e colocado
todo o seu conteúdo em um tubo de ensaio contendo água deionizada e peptona onde
permaneceu no Shaker (1-2 horas, 130 rpm, 30°C). Este procedimento é realizado para
rehidratar os microrganismos. Sempre em meio estéril e os materiais utilizados devem estar
autoclavados.
3.2.2 Reativação do microrganismo
Os meios nutrientes e de manutenção dos microrganismos (YMA) foram
preparados com, extrato de levedura 3g/L, extrato de malte 3g/L, peptona 5g/L, glicose 10g/L
e 20g/L de Agar. Os meios preparados foram autoclavados, colocados em placas de petri e
tubos de ensaios (slants). Em seqüência os microrganismos foram semeados com o auxílio de
uma alça de platina sobre o meio de manutenção, conforme Figura 31. Alguns cuidados foram
tomados nesse processo, como, a flambagem da alça de platina antes e depois de ser usada
para não haver contaminação, não tocar na rolha com a mão e nem pousar sobre a bancada,
como mostra a Figura 32. Após a retirada do material com a alça, flambar a boca do
erlenmeyer e colocar o tampão novamente. Toda a semeadura deve ser feita em meio estéril.
As placas de petri foram abertas próximo ao bico de bunsen para evitar contaminação do ar.
As placas foram incubadas a 30°C por 24 horas e depois guardadas na geladeira
para o procedimento do trabalho.
56
FIGURA31. Posição correta para flambagem da alça de platina
FONTE: BORZANI,W. Biotecnologia industrial. São Paulo:
Editora Edgard Blucher LTDA, 2001, p.40
FIGURA 32. Remoção do tampão de algodão
FONTE: BORZANI,W. Biotecnologia industrial. São Paulo:
Editora Edgard Blucher LTDA, 2001, p.40
Outras quantidades foram também preparadas no decorrer do trabalho, e podem
ser observadas na Tabela 5.
Tabela 5 - Quantidades trabalhadas dos meios de manutenção de microrganismos
FONTE: Dados Primários (2004)
Comp. /quant.
1000 mL
500 mL
300 mL
250 mL
200 mL
100 mL
50 mL 25 mL
Extr. Levedura(g) 3,0 1,5 0,9 0,75 0,6 0,3 0,15 0,075
Extr. Malte (g) 3,0 1,5 0,9 0,75 0,6 0,3 0,15 0,075
Peptona (g) 5,0 2,5 1,5 1,25 1,0 0,5 0,25 0,125
Glicose (g) 10,0 5,0 3,0 2,5 2,0 1,0 0,5 0,25
Agar (g) 20,0 10,0 6,0 5,0 4,0 2,0 1,0 0,5
57
As linhagens purificadas de Saccharomyces cerevisiae utilizadas foram CCT
0294, CCT 3174, CCT 0472 e o Fermento biológico.
3.2.3 Teste de pureza microbiológica
Foi avaliado o crescimento microbiano em placas de petri após reativação, para
verificar a formação de colônias. Os microrganismos foram analisados em microscópio ótico
e foram feitas microfotografias e macro fotografias das placas que continham os
microrganismos.
A estimativa do número de células viáveis comumente é verificada através de
diluições seriadas de uma cultura microbiana, em solução salina, seguido da semeadura de
uma alíquota de cada diluição em placas de Petri contendo meio sólido. Esta técnica baseia-se
na hipótese de que, no espalhamento, células microbianas individuais ocuparão posições
separadas na superfície do meio de maneira que cada uma dê origem a uma colônia bacteriana
isolada. As colônias crescendo no meio de cultura podem ser visualizadas e contadas pelo
experimentador.
Como cada colônia supostamente originou-se da multiplicação de um único
indivíduo, o resultado da contagem das colônias multiplicado pela quantidade de diluições
decimais é a estimativa do número de microrganismos presentes em um mL da cultura
original. A célula individual que originou uma colônia é denominada de "Unidade Formadora
de Colônia" ou UFC.
Esse procedimento é repetido em diferentes intervalos de tempo e com os
resultados pode-se construir um gráfico representando o progresso do crescimento.
58
3.2.4 Preparo do inóculo
Para cada linhagem de Saccharomyces cerevisiae, foi preparado 50 mL do meio
YMA líquido (sem Ágar) e esterilizado na autoclave por 20 minutos. O mesmo foi resfriado a
temperatura ambiente e em seguida com uma alça de platina uma pequena quantidade de
células foi retirada de uma placa de petri e semeada neste meio. Na seqüência, foram
mantidos no Shaker por 24 horas (130 rpm, 30º C). Esse procedimento ocorreu em meio
estéril.
3.2.5 Preparo do meio de crescimento para obtenção de massa celular
Foram preparados 200mL do meio YMA líquido, autoclavados e resfriados a
temperatura ambiente. Para este meio foi transferido 5 mL do inóculo que foi mantido por 48
horas, 30°C no Shaker. Este procedimento ocorreu em meio não aerado.
No sistema aerado os microrganismos foram colocados em um litro de meio de
crescimento YMA onde foi adaptada uma corrente de ar com vazão de 20vvm, sendo que a
aeração possibilitou uma maior concentração de massa celular.
Os meios foram centrifugados e das suspensões obtidas foram retiradas alíquotas
para calcular a massa celular microbiana que em seguida foi para uma estufa a 80°C.
3.2.6 Determinação da massa celular
De cada linhagem de Saccharomyces cerevisiae foram preparadas três amostras
de 0,5 mL da suspensão de células obtidas e foram colocadas em pedaços de papel alumínio
previamente pesado e seco por 24 horas na estufa a 80°C.
A massa de células hidratadas foi determinada a partir da massa seca levando-se
em consideração que 70% do conteúdo celular é formado de água (WENDHAUSEN, 1998).
Para esta determinação de massa seca, as células necessitam estar separadas do seu meio de
59
cultura, por isso devem ser filtradas ou centrifugadas. Quando o meio trabalhado foi o aerado,
necessitou-se centrifugar removendo o meio de cultura por decantação. A suspensão foi
colocada em um recipiente previamente pesado. A secagem foi realizada na estufa onde o
sedimento foi transferido em papel alumínio até peso constante.
3.2.7 Curva de calibração
Preparou-se 30 mL do inóculo (20g/L glicose, 2g/L de extrato de levedura e 2g/L
de extrato de malte), onde depois de 24 horas no shaker foi transferido uma alíquota de 5 mL
para o meio de crescimento de 200mL (20g/L de glicose, 2g/L de extrato de levedura e 2g/L
de extrato de malte) que permaneceu por 48 horas.
Foram realizadas diluições com água destilada da suspensão de células obtidas
como mostra a Tabela 6, onde efetuamos a análise dos dados de absorbância a 600nm em
cada uma das amostras.
As curvas de calibração foram obtidas através de medidas de absorbância e da
massa seca.
TABELA 6: Diluições realizadas das suspensões de células
FONTE: Dados primários (2006)
Frasco
Vol. de suspensão (mL)
Vol. de água (mL)
1 2,75 0,25
2 2,50 0,50
3 2,25 0,75
4 2,00 1,00
5 1,75 1,25
6 1,50 1,50
7 1,25 1,75
8 1,00 2,00
9 0,75 2,25
10 0,50 2,50
11 0,25 2,75
60
3.2.8 Curva de crescimento
As curvas de crescimento nos mostram através de representações gráficas o
aumento do crescimento microbiano em um determinado período de tempo.
Foram preparados 200 mL de um meio de crescimento onde depois de 24 horas
foi inoculado com 1 mL de suspensão de células , sendo que, após inoculação foi analisada a
absorbância a 600 nm. Em seguida o meio foi colocado no Shaker a 30°C sendo que a cada 2
horas uma alíquota desse meio era retirada e determinada à absorbância. As curvas de
crescimento dos Saccharomyces cerevisiae CCT 0294, CCT 3174 e CCT 0472 foram
construídas através das curvas de calibração onde os valores de absorbância foram
transformados em valores de massa de células.
3.3 Redução via química dos substratos reagentes: 4-aminoacetofenona, 4-
hidroxiacetofenona e acetoacetato de etila.
Foram utilizados os seguintes métodos na redução via química dos substratos:
1º) Foram dissolvidos 1,65g de cada substrato em 20 mL de etanol a quente. Sob
agitação e aquecimento foram adicionados 0,60g de borohidreto de sódio em pequenas
porções durante 5 minutos. Após a adição à mistura foi agitada por mais 5 minutos em
temperatura ambiente. Foram adicionados 15 mL de água e a mistura foi aquecida até o ponto
de ebulição por 1 minuto. Depois de resfriada a temperatura ambiente o etanol foi evaporado
no rota evaporador. O produto obtido foi extraído em funil de separação com três porções de
2mL de éter etílico. O excesso de água foi retirado da fase orgânica com sulfato de magnésio
anidro e depois de filtrado com funil simples. O éter for evaporado no rota evaporador e o
61
produto obtido foi purificado em cromatografia de coluna, cujo eluente utilizado foi 50% de
acetato de etila e 50% de hexano.
2º)Foram dissolvidos de cada substrato 1,5g em 50 mL de metanol. Resfriou-se a
0°C e manteve-se esta temperatura durante a adição do NaBH
4
em porções de 0,5g durante
aproximadamente 10 minutos, sob agitação magnética. A mistura foi mantida sob agitação
por 1 hora. Foram adicionados aos poucos uma solução de HCl (ácido clorídrico) 2M ( 16,5
mL para 100 mL de solução) em excesso.Foram evaporados os solventes no rota evaporador
sendo adicionado depois 30 mL de água. O produto da reação foi extraído com três porções de
30 mL de éter etílico e seco com sulfato de magnésio anidro. Após filtração e evaporação, os
produtos foram purificados através de cromatografia em coluna, cujo eluente foi 50% de
acetato de etila e 50% de hexano.
3.4 Biorredução dos compostos carbonílicos
3.4.1 Preparo do meio de crescimento
Em erlenmeyer de 500 mL foram preparados 300 mL do meio YMA líquido e
esterilizados na autoclave por 20 minutos. Esperou-se até que o meio ficasse a temperatura
ambiente onde foi transferido 25 mL do inóculo previamente preparado para o meio e
mantido no Shaker por 48 horas, 130 rpm e 30°C
3.4.2 Preparo do meio de biorredução
Em erlenmeyer de 250 mL foram colocados 5g/L de glicose e 0,3g de substrato
(compostos carbonílicos) para a biorredução. Os substratos foram dissolvidos em 3 mL de
etanol e colocados no ultra-som 25 kHz por 5 minutos. O volume final do meio de
biorredução foi 200mL onde o mesmo foi esterilizado em autoclave por 20 min. Em seguida o
meio de crescimento foi centrifugado, obtendo-se a biomassa (possível microrganismo) e
62
transferido para o meio de biorredução. A concentração do biocatalisador em meio reacional
ficou em torno de10g/L.
As biorreduções foram mantidas no Shaker a 30°C por um período de 72 horas.
3.4.3 Extração do meio reacional
O meio obtido na biorredução foi extraído com solvente orgânico (éter etílico)
através de um funil de separação. Utilizou-se o éter como solvente, pois dificulta as
formações de emulsões por apresentar ponto de ebulição baixo facilitando assim a extração.
Em alguns casos podem ocorrer emulsões, então se procura salinizar o meio e baixar o pH.
Foi adicionado NaCl P.A (cloreto de sódio) ao sistema e também HCl (ácido clorídrico)
para baixar o pH. Introduziu-se o caldo fermentado e o solvente (éter etílico) no funil para a
extração. Repetiram-se as extrações em pelo menos três porções do solvente orgânico e
secou-se a solução etérea com sulfato de magnésio anidro para eliminação da água. Filtraram-
se os resíduos de sulfato de magnésio e a solução foi submetida ao evaporador rotatório para
eliminação de todo solvente, obtendo-se assim o extrato bruto da biorredução.
Os processos utilizados para biorredução estão representados na Figura. 33.
63
FIGURA 33. Fluxograma de biorredução
FONTE:CHARTRAIN, M; Asymmetric bioredations: application to
the synthesis of pharmaceuticals, Journal of Molecular Calalysis B: Enzymatic11 (2001) p.504.
3.4.4 Purificação dos produtos obtidos na biorredução
3.4.4.1 Cromatografia em coluna
A cromatografia em coluna consiste numa técnica simples que não exige
instrumentação esmerada. É constituída por um tubo de vidro (bureta), em posição vertical
que permite o controle da vazão da fase móvel.
a) Preparo da coluna
Empacotou-se a coluna com sílica gel 60 para cromatografia em coluna
(suspensão em hexano). Deixou-se escoar o solvente até um cm acima da sílica.
b) Preparo do extrato a ser separado
No balão contendo o extrato colocou-se um pouco de sílica até formar uma massa
homogênea. Esta “massa” foi colocada delicadamente na coluna e em seguida adicionou-se o
eluente (50% hexano e 50% acetato de etila).
InóculoLevedura
Meio de
Crescimento
Meio de
Biotransformação
Análise por
CCD
Identificação por IV
Extração
InóculoLevedura
Meio de
Crescimento
Meio de
Biotransformação
Análise por
CCD
Identificação por IV
Extração
64
c) Separação do extrato
Foram coletadas amostras em tubos de ensaio e realizou-se a cromatografia em
placas para verificação de possíveis produtos obtidos.
Todas as alíquotas de massa composta de produto foram colocadas em um frasco,
para posteriormente realizar as análises.
3.5 Critérios de Análises para caracterização do produto
Para identificação do produto formado através da biorredução foram feitas análises
como: Cromatografia de camada delgada (CCD), Espectroscopia de Infravermelho (IV), e
Cromatografia Gasosa (Coluna de separação Quiral).
A cromatografia em camada delgada consiste na separação dos componentes de uma
mistura através da migração diferencial sobre uma camada delgada de adsorvente retido sobre
uma superfície plana. Esta técnica apresenta várias vantagens como fácil compreensão e
execução, separações em breve espaço de tempo, versatilidade, grande reprodutividade e
baixo custo (HEFTMANN, E. 1967).
a) Preparo das placas.
Em um béquer preparou-se uma solução de sílica e clorofórmio e em seguida
tomaram-se duas placas com as faces justapostas e mergulhou-se na suspensão, segurando
com uma pinça e retirando lentamente. As placas foram separadas, o solvente foi evaporado e
a camada de adsorvente foi exposta ao ar para secar.
b) Preparo de Padrão
Em um frasco pequeno colocou-se uma pequena quantidade dos substratos
dissolveu-se com o solvente utilizado na extração (aproximadamente 15 mL).
c) Padronização externa
65
Em uma placa de cromatografia colocou-se, com ajuda de um tubo capilar, uma
pequena alíquota da substância e ao lado uma alíquota do padrão. O solvente utilizado nesta
cromatografia é 50% hexano e 50% acetato de etila. Feito a “corrida” revelou-se em com
tempo de retenção em iodo ressublimado e analisou-se em câmara de UV (luz ultravioleta).
Foi verificada na cromatografia a formação dos produtos.
Através do Infravermelho identificaram-se os álcoois produzidos por comparação
com um padrão. Uma correlação pico a pico é uma excelente evidência para identidade de
amostras (CONLEY, 1972).
O excesso enantiomérico foi determinado comparando-se o álcool racêmico
obtido por redução química com o obtido por biorredução em cromatógrafo gasoso Modelo:
Shimadzu GC 14B com detector de ionização por chama (DIC) equipada com coluna de
separação quiral Modelo: Beta Dex 120 (Supelco) de 30 m x 0,25 mm com filme de 0,25
mm, com as seguintes condições de operação:
Temperatura do injetor a 250 ºC
Temperatura do detector a 280°C
Fluxos do detector: Ar sintético 300 mL.min
-1
• H
2
30 mL.min
-1
• Make up 25 mL.min
-1
Fluxo do gás de arraste (N
2
) : 100 kPa de pressão
Razão de split 1:25
Fluxo na coluna ≈ 1 a1,5mL.min
-1
Temperatura do forno: 100 °C (5 min) para 200 °C a 3 °C.min
-1
(10 min)
66
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Teste de pureza microbiológica
Para o teste de pureza microbiológica foram utilizadas placas de petri com
microrganismos reativados, conforme mostra a Figura 34.
FIGURA 34. Técnica de diluição para contagem de viáveis
FONTE: Adaptado de Madigan et al, Brock Biology of Microorganisms, 2003.
www.unb.br/microbiologia/crescimento
Nos resultados obtidos, constatou-se que não ocorreu contaminação com outros
microrganismos e que apresentou a formação de colônias isoladas, indicando assim pureza
microbiológica.
As macro fotografias e microfotografias mostram a pureza das linhagens Sc CCT
0294 e CCT 3174. As análises realizadas podem ser visualizadas nas Figuras 35 e 36.
67
FIGURA 35. Macro fotografia Sc 0294 Macro fotografia Sc 3174
FONTE: Dados primários (2006)
FIGURA 36. Microfotografia Sc 0294 Microfotografia Sc 3174
FONTE: Dados primários ( 2006) Ampliação 400 vezes
4.2 Determinação da massa celular microbiana
Segundo BORZANI (2001), as medidas de massa de matéria celular seca têm sido
mais utilizadas para verificar o crescimento celular microbiano, pois fornecem dados precisos
e proporcionais à quantidade de biomassa. Este tipo de procedimento é realizado quando não
é necessário determinar o número preciso de microrganismos presentes.
Com o propósito de avaliar o crescimento celular nas três linhagens de
Saccharomyces cerevisiae foram obtidos resultados segundo a Tabela 7 realizados em meio
68
de aeração com vazão de 20vvm e na Tabela 8 os resultados do meio sem aeração para
determinação da massa celular.
TABELA 7-Determinação da massa celular microbiana (meio aerado)
FONTE: Dados Primários (2005)
Linhagens
Saccharomyces
cerevisiae
Alíquotas
(0,5 mL)
Volume obtido na
centrifugação
Massa seca (g/L) Massa hidratada
(g/L)
CCT 0294 19 mL 0,3296 13,264
CCT 3174 20 mL 0,3316 12,578
CCT 0472 16 mL 0,3315 10,547
TABELA 8- Determinação da massa celular microbiana (meio sem aerado)
FONTE: Dados Primários (2005)
Linhagens
Saccharomyces
cerevisiae
Alíquotas
(0,5 mL)
Volume obtido na
centrifugação
Massa seca (g/L) Mas
sa hidratada
(g/L)
CCT0294 13 mL 0,2260 8,606
CCT 3174 14 mL 0,2320 9,284
CCT 0472 10 mL 0,2060 6,591
Portanto, pode-se concluir que as diferentes linhagens de Saccharomyces
cerevisiae apresentam crescimento celular semelhante por se tratarem de linhagens puras do
mesmo microrganismo. No meio sem aeração observou-se que a concentração celular
microbiana é inferior do que no meio aerado. Isto confirma os dados da literatura sobre a
dependência de aeração do Saccharomyces cerevisiae durante a fase de crescimento
(BORZANI, 2003).
69
4.3 Curvas de crescimento das linhagens de Saccharomyces cerevisiae
O crescimento de uma população microbiana pode ser determinado de várias
formas.
Analisando as curvas de crescimento de várias linhagens de microrganismos
diferentes na literatura, observa-se que podemos verificar quatro fases características, quando
se inocula uma população microbiana num frasco contendo uma quantidade inalterável de
meio de cultura (sistema fechado), dependendo do ponto no qual o processo possa ser
interrompido pelo experimentador. Inicialmente a fase denominada “lag”, onde não ocorre um
aumento significativo da massa do microrganismo, devido ser uma fase de adaptação
fisiológica da célula. A segunda fase, chamada de “crescimento exponencial”, fase “log”, o
microrganismo se encontra na plenitude de suas capacidades. Na terceira fase a velocidade de
crescimento vai diminuindo “fase estacionária” onde o microrganismo atinge o ponto de
crescimento máximo. A duração dessa fase depende do balanço entre a taxa de divisão celular
e o número de células que vão se tornando inviáveis por morte celular ou incapacidade de se
dividir devido às condições do sistema se apresentar desfavorável. Ao fim do processo a fase
de declínio, onde a taxa de morte celular é maior do que a taxa de divisão, o número de
células viáveis entra em declínio até completa extinção da população.
Para construção das curvas de crescimento, mede-se o aumento da biomassa total
de uma cultura em crescimento em meio líquido através de medidas da densidade óptica da
cultura. Em determinados intervalos de tempos são retiradas alíquotas da cultura em
crescimento e mede-se a absorbância da cultura contra um comprimento de onda de 600nm.
Para o processo utilizou-se um espectrofotômetro e cada medida obtida corresponde à
70
densidade óptica da cultura em um dado momento do crescimento. A absorbância aumenta
proporcionalmente ao aumento do número de células na população. A partir das curvas de
calibração onde foram feitas diluições adequadas da suspensão de células e medidas suas
absorbâncias (Figuras 37e 39).
De acordo com resultados obtidos podemos representar as curvas de crescimento
das diferentes linhagens de Saccharomyces cerevisiae estudadas (Figuras 38, 40 e 41).
CCT 0294 (calibração)
y = 0,5396x + 0,2303
R
2
= 0,9946
0
1
2
3
4
5
6
7
8
0 5 10 15
massa (g/L)
ABS. (nm)
FIGURA 37. Curva de calibração para o Sc CCT 0294
FONTE: Dados Primários (2005)
0 5 10 15 20 25 30
0
2
4
6
8
10
12
Massa (g/L)
Tempo (h)
FIGURA 38. Curva de crescimento para o Sc CCT 0294
FONTE: Dados Primários (2005)
71
CCT 3174 (calibração)
y = 0,6165x + 0,2303
R
2
= 0,9976
0
2
4
6
8
10
0 5 10 15
massa (g/L)
ABS. (nm)
FIGURA 39. Curva de calibração para o Sc CCT 3174
FONTE: Dados Primários (2005)
0 5 10 15 20 25 30
0
2
4
6
8
10
Concentração de células (g/L)
Tempo (h)
FIGURA 40. Curva de crescimento para o Sc CCT 3174
FONTE: Dados Primários (2005)
Não foram obtidos dados coerentes para a confecção da curva de calibração para a
linhagem CCT 0472, por este motivo optou-se por utilizar a curva padrão da linhagem CCT
3174 uma vez que, as linhagens apresentaram resultados bastante semelhantes para esta
aproximação.
72
0 5 10 15 20 25 30
0
2
4
6
8
10
Massa (g/L)
Tempo (h)
FIGURA 41. Curva de crescimento para o Sc CCT 0472
FONTE: Dados Primários (2005)
Analisando as Figuras 38, 40 e 41 acima, pode-se observar que independente da
linhagem de Saccharomyces cerevisiae utilizada elas iniciam a fase exponencial em torno de
10 horas e um crescimento máximo em torno de 20 horas formando de 8 g/L a 10 g/L de
massa celular. De acordo com a análise das Figuras apresentadas para as biorreduções optou-
se por utilizar os microrganismos crescidos, ou seja, na “fase estacionária”, pois assim
obtivemos uma maior concentração de biocatalisador. Nesta fase em particular os
microrganismos estão em manutenção e utilizam a respiração anaeróbica via formação de
etanol, utilizando as desidrogenases que deverão atuar mais sobre os substratos que são
moléculas com grupamento carbonila semelhante ao piruvato (WENDHAUSEN, 1998).
73
4.4 Redução via química dos substratos: 4-aminoacetofenona, 4-hidroxiacetofenona e
acetoacetato de etila
Realizou-se a redução via química utilizando borohidreto de sódio com os
diferentes precursores. Essas reduções forneceram álcoois racêmicos que serviram como
referência nas análises das biorreduções com as linhagens de Saccharomyces cerevisiae para
identificação posterior no infravermelho da banda característica do álcool formado, bem como
para análise dos excessos enantioméricos. As Figuras 42,43 e 44 apresentam os espectros de
infravermelho dos álcoois racêmicos.
FIGURA 42. Espectro Infravermelho para a redução da 1-(4-aminofenil) etanol em filme
FONTE: Dados Primários (2006)
74
FIGURA 43.Espectro infravermelho para a redução da 1-(4- hidroxifenil) etanol em filme
FONTE: Dados Primários (2006)
FIGURA 44. Espectro infravermelho para a redução da 3-hidroxi- butanoato de etila em filme
FONTE: Dados Primários (2006)
75
Pelas análises dos espectros, observou-se a banda característica da função álcool, em
torno de 3500 cm
-1
mostrando assim a ocorrência da redução via química para todos os
substratos testados. Pela ordem das Figuras obteve-se os álcoois: 1-(4-aminofenil)etanol
derivado da 4-aminoacetofenona (Figura 42);1-(4-hidroxifenil)etanol derivado da 4-
hidroxiacetofenona (Figura 43) e o 3 -hidroxi butanoato de etila derivado do acetoacetato de
etila (Figura 44).
4.5 Biorredução dos compostos carbonílicos
As biorreduções foram realizadas com uma concentração de 7mM (em torno de
0,9 g.L
-1
) de substrato com uma quantidade de biocatalisador em torno de 10 g/L. A
quantidade de substrato utilizada foi baseada na literatura que é de 7mM para substratos com
baixa solubilidade em água (BRENELLI, 1994). Os produtos formados nas biorreduções
foram extraídos com éter etílico obtendo-se o extrato bruto que em seguida foi purificado em
colunas cromatográficas, utilizando uma mistura eluente de 50% hexano e 50% acetato de
etila.. Os produtos isolados foram caracterizados por espectroscopia de infravermelho
identificando a banda característica de hidroxila (OH) de álcool alifático, em torno de 3500
cm
-1
. Na seqüência foram analisados em cromatógrafo gasoso, equipado com uma coluna
quiral, o excesso enantiomérico. Na seqüência serão descritos os resultados obtidos com
cada substrato com as três linhagens de Saccharomyces cerevisiae e fermento biológico.
A 4-aminoacetofenona mostrou resultados positivos para as linhagens CCT 0294
com um rendimento químico de 35% e CCT 3174 com um rendimento de 20%. O rendimento
químico da biorredução foi calculado por massa de produto obtido comparado a massa inicial
de substrato. Os espectros de infravermelho podem ser vistos nas Figuras 45 e 46. O produto
formado pertence à classe dos amino-álcoois bastante citado na literatura como substrato de
fármacos quirais (CHARTRAIN, 2001). A ausência de biorredução para a linhagem CCT
76
0472 e fermento biológico pode ser devido a fatores reportados por LIMA e ANGNES
(1999). Segundo estes autores as enzimas presentes nos microrganismos apresentam a
capacidade de catalisar reações em meio aquoso, em condições adequadas de viabilidade, mas
em contrapartida, o meio aquoso apresenta limitações quanto à estabilidade operacional e a
pouca solubilidade de alguns substratos. A 4-aminoacetofenona é dos substratos testados, o
mais insolúvel em água.
FIGURA 45. Espectro infravermelho do produto da redução da 4-aminoacetofenona por Sc 0294
FONTE: Dados Primários (2006)
77
FIGURA 46. Espectro infravermelho do produto da redução da 4-aminoacetofenona por Sc 3174
FONTE: Dados Primários (2006)
A Tabela 9 mostra os resultados obtidos para a 4-aminoacetofenona.
TABELA 9. Bandas de Infravermelho do álcool da redução da 4-aminoacetofenona
FONTE: Dados Primários (2006)
Saccharomyces
cerevisiae
Banda da hidroxila de
álcool (cm
-1
)
1-(4-aminofenil) etanol
Rendimento (%)
CCT 0294 3485.52 35
CCT 3174 3495.16 20
CCT 0472 ........... ...........
Fermento biológico ............ ............
NAKAMURA e col. (1993) apontam à quantidade de água num sistema como
tendo forte influência sobre a atividade catalítica das enzimas, isto é, a estabilidade
enzimática, normalmente diminui com o aumento de água. O uso exclusivo de água como
solvente restringe uma gama de aplicações da biocatálise (BARROS, 2002).
78
Atualmente existem contribuições para as reduções mediadas com Fermento
biológico em solventes orgânicos (NASCIMENTO e col. 2001) com bons resultados. O uso
de solvente orgânico é vantajoso devido à solubilidade do substrato, à capacidade que
possuem de impedir reações laterais com a água e o isolamento de seus produtos não aquosos
é bem mais fácil do que em meios aquosos (LIMA; ANGNES, 1999).
Para a 4-hidroxiacetofenona, verificou-se que somente a linhagem de
Saccharomyces cerevisiae CCT 3174 comprovou a redução da carbonila produzindo o 1-(4-
hidroxifenil) etanol com um rendimento de 10%, como mostra a Figura. 47. O espectro de
infravermelho deste substrato precisa ser cuidadosamente analisado, pois existe o OH ligado
ao anel aromático e que também produz uma banda larga de deformação axial próxima a 3500
cm
-1
, no entanto devido a ligação ao anel aromático, esta banda se desloca para a direita e se
apresenta de forma menos simétrica em torno de 3270,46 cm
-1
como pode ser observado na
Figura 48 para a linhagem CCT 0294 que não apresentou resultados positivos.
FIGURA 47. Espectro infravermelho do Sc CCT 3174 para a 4-hidroxiacetofenona
FONTE: Dados Primários (2006)
79
FIGURA 48. Espectro infravermelho do Sc CCT 0294 em 4-hidroxiacetofenona
FONTE: Dados Primários (2006)
Outra abordagem bastante discutida e utilizada em processos de biorredução que
podem afetar no rendimento da mesma tem sido a imobilização dos microrganismos. Apesar
de ser um processo laborioso e bastante demorado
apresenta vantagens que podem auxiliar na
biocatálise (KENNEDY; CABRAL, 1987).
A Tabela 10 mostra os resultados dos espectros da hidroxila da 4-
hidroxiacetofenona. Para o 1-(4-hidroxifenil) etanol foram obtidos os dados de excesso
enantiomérico que serão mostrados a seguir.
TABELA 10. Bandas de Infravermelho do álcool da redução da 4-hidroxiacetofenona
FONTE: Dados Primários (2006)
Saccharomyces
cerevisiae
Banda da hidroxila de
álcool (cm
-1
)
1-(4-hidroxifenil)etanol
Rendimento (%)
CCT 0294 .......... ..........
CCT 3174 3467.20 10
CCT 0472 ........... ...........
Fermento biológico ........... ...........
80
As análises de excesso enantiomérico para o álcool 1-(4-hidroxifenil)etanol
mostraram resultados positivos para a separação dos isômeros como pode ser visto na Figura
49 . Para o tempo de retenção relativo ao álcool sintetizado via biorredução pode-se observar
a formação preferencial do isômero a 40,666 min contra o que sai a 38,800 min o que sugere
um excesso enantiomérico de 80%. Com base em dados da literatura sobre redução de
derivados da acetofenona por microrganismos, entretanto (PATEL, 2004), podemos sugerir
que o isômero formado seja o ( R )- (4-hidroxifenil)etanol.
FIGURA 49. Cromatograma CG obtido para o álcool obtido via biocatálise
a partir da 4-hidroxiacetofenona, com Sc 3174.
FONTE: Dados Primários (2006)
Para o acetoacetato de etila foram verificados resultados positivos para as três
linhagens de Saccharomyces cerevisiae e inclusive com fermento biológico. Além disso, para
esse substrato observou-se os maiores rendimentos químicos. Os espectros de infravermelho
confirmam as biorreduções ocorridas (Figuras 50 a 53).
81
FIGURA 50. Espectro infravermelho da mistura de biotransformação do acetoacetato de etila
por Sc 0294
FONTE: Dados Primários (2006)
FIGURA 51. Espectro infravermelho da mistura de biotrasformação do acetoacetato de etila
por Sc 3174
FONTE: Dados Primários (2006)
82
FIGURA 52. Espectro infravermelho da mistura de biotransformação do acetoacetato de etila
por Sc 0472
FONTE: Dados Primários (2006)
FIGURA 53. Espectro infravermelho do Fermento biológico em acetoacetato de etila
FONTE: Dados Primários (2006)
83
A Tabela 11 mostra os valores dos espectros das bandas de hidroxila de álcool do
acetoacetato de etila.
TABELA 11. Bandas de Infrafravermelho do álcool da redução do acetoacetato de etila
FONTE: Dados Primários (2006)
Saccharomyces cerevisiae Banda da hidroxila de
álcool (cm
-1
)
-hidroxi butirato de
etila
Rendimento (%)
CCT 0294 3433,29 60
CCT 3174 3467,20 40
CCT 0472 3468,61 60
Fermento biológico 3453,79 70
Não se obteve resultados positivos para a separação enantiomérica dos isômeros
dos álcoois formados para a 4-aminoacetofenona. No entanto encontramos na literatura dados
relativos à redução de derivados da acetofenona (RODRIGUES, 2004). Segundo os autores
existe uma preferência pelo ataque a carbonila pela face re, seguindo a regra de Prelog
(Figura 54) uma vez que temos um grupamento maior que é o grupamento arila e o outro um
grupamento metila, ligados a carbonila. Isto nos permite sugerir que o isômero formado seja o
álcool R-(4-aminofenil)etanol.
84
FIGURA 54. Faces de ataque de um composto carbonílico
FONTE: RODRIGUES, 2004
A biorredução do acetoacetato de etila já tem sido estudada com Fermento
biológico de padaria (MORAN , 1994) e muitos resultados desta reação servem como modelo
considerando-se que o valor de excesso enantiomérico do álcool produzido pode ser
facilmente monitorado por cromatografia gasosa e apresenta um rendimento apreciável
(NAKAMURA, 1989). Na análise feita dos espectros de infravermelho verificou-se que o
acetoacetato de etila é um bom substrato devido aos resultados obtidos. Um dos fatores que
pode ter afetado o baixo rendimento dos outros substratos é a baixa solubilidade dos mesmos
em água. O acetoacetato de etila é líquido em temperatura ambiente o que possivelmente
aumenta a sua disponibilidade para a ação dos microrganismos.
De acordo com os resultados observados na literatura (WENDHAUSEN, 1998)
podemos fazer uma previsão com relação a provável estrutura do álcool -hidroxi butirato
de etila obtido por ação do fermento biológico. A estrutura pode ser vista na Figura 55.
85
H
OH
6 (S)-(+) ee = 95%
FPI
4
O
O
O
O
O
FIGURA 55. Provável estrutura do -hidroxi butirato de etila obtido por biorredução do acetoacetato de
etila utilizando-se Fermento biológico.
FONTE: WENDHAUSEN, 1998
Acetoacetato de etila (S)-(+) ee = 80%
86
5. CONCLUSÕES
Os dados obtidos com o presente trabalho nos permitem concluir que:
§ As linhagens de Saccharomyces cerevisiae sp. utilizadas neste trabalho foram
reativadas com sucesso e constatou-se uma pureza nas linhagens estudadas.
§ O estudo do crescimento microbiano apresentou um comportamento de acordo
com a literatura, ocorrendo em média o seguinte: fase de adaptação (“lag”) em torno de 0 a 7
horas, a fase de crescimento exponencial (‘log”) em torno de 7 a 20 horas e a fase
“estacionária “ 20 horas após o início do crescimento. Não foi observada a fase de declínio
no tempo experimentado.
§ A obtenção de massa celular testada para meio aerado e não aerado apresentou
diferenças, sendo o meio aerado mais apropriado para as linhagens de Saccharomyces
cerevisiae, obtendo-se em torno de 13 g/L contra 10 g/L para o meio não aerado.
§ As reduções químicas dos susbstratos (4-aminoacetofenona, 4-
hidroxiacetofenona e acetoacetato de etila) com borohidreto de sódio mostraram-se positivas
para produzir os álcoois racêmicos correspondentes.
§ A metodologia utilizada para a biorredução mostrou-se eficiente na obtenção
de álcoois a partir dos susbstratos cetônicos testados.
§ Com base na literatura, sugerimos que o álcool formado a partir da 4-
aminoacetofenona seja o isômero R-(4-aminofenil)etanol .
87
§ O rendimento químico da biorredução variou de 10 a 70% de acordo com o
microrganismo e susbstrato testado.
§ A mistura mais apropriada utilizada como eluente para purificação do extrato
bruto foi o hexano: acetato de etila (1:1) que se mostrou eficiente no processo.
§ O meio aquoso onde foram realizadas as biorreduções mostrou-se pouco
apropriado para os substratos 4-aminoacetofenona e 4-hidroxiacetofenona em relação ao
rendimento dos produtos obtidos. Este fato pode estar associado à baixa solubilidade destes
substratos em água ou ainda a um efeito de desativação da carbonila oferecida pelos
substituintes da acetofenona.
§ O acetoacetato de etila foi o substrato que apresentou melhores resultados com
as linhagens de Saccharomyces cerevisiae sp. e o fermento biológico, verificada na análise
dos espectros de infravermelho para redução da carbonila e formação do álcool desejado tanto
quanto pelo rendimento dos produtos formados.
§ Os microrganismos provenientes de fermento biológico foram os que
apresentaram menor ação sobre os precursores testados, mostrando ação apenas sobre o
acetoacetato de etila.
§ A cromatografia gasosa em coluna de separação quiral mostrou-se eficiente
para separar os isômeros do álcool 1-(4-hidroxifenil)etanol formado a partir da 4-
hidroxiacetofenona. Pela área dos picos calculou-se um excesso enantiomérico de 80%.
Dados complementares de análises polarimétrica confirmariam a configuração exata do
isômero formado em maior proporção. No entanto baseado nas mesmas conclusões sobre o
álcool 1-(4-aminofenil) etanol, sugerimos que o isômero formado seja o R -(4-
hidroxifenil)etanol.
88
6. PUBLICAÇÕES ORIGINADAS DESTE TRABALHO
VIEIRA, Marla Regina,; WENDHAUSEN, R.; LEHMKUL, Ana Lúcia, CARLI, Ivete Comunello de;
RISCH, Daniel Henrico . Estudo de Leveduras Nacionais Imobilizadas na Redução de Derivados de
Acetofenona. In: XXVI Congresso Latinoamericano de Química, 2004, Salvador. LIVRO DE
RESUMOS, 2004. v. 1. p. QO309
VIEIRA, Marla Regina; WENDHAUSEN, R. ; RISCH, Daniel Henrico . Reduções enantiosseletivas de
cetonas utilizando linhagens purificadas de leveduras imobilizadas em crisotila. In: XII Encontro de
Química da Região Sul, 2004, Guarapuava. Livro de Resumos, 2004. v. 01.
89
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AMORIN, H.V. Fermentação alcoólica: ciência e tecnologia. Fermentec, Piracicaba, 2005.
BARALDI, P. T.; CORRÊA, A.G.ZARBIN, P.H.G.; VIEIRA, P. C.;Enantioselective
synthesis of (R)-and(S)-2-methyl-4-octanol,the male-produced aggregation pheromone
of curulionidae species. Tetrahedron: Asymmetry 13, 621, 2002.
BARALDI, P. T; CORRÊA, A. G; O emprego de fermento de pão, Saccharomyces
cerevisiae, na síntese de feromônios. Química Nova, 27, 3,2004.
BARROS;M., Boletim de Biotecnologia; Biocatálise em solventes orgânicos, Instituto
Superior Técnico 1049-001 Lisboa, 2002.
BORZANI, W. SCHMIDELL, W. LIMA, U.A. AQUARONE, E. Biotecnologia Industrial,
v.1 Fundamentos, 2001.
BOSNIK, B.; FRYZUK, M. D.; Topics in Inorganic and Organometallic Stereochemistry,
Geoffroy, G. L., ed., New York, p. 119 1981.
BRENELLI, E. C.S. Redução de alguns compostos carbonílicos derivados de fenil cetonas
empregando fermento e pão. Tese de Doutorado, Campinas, SP, 1994.
BRENELLI, E. C.S. Aplicações da Biocatálise em Química Orgânica. Disponível em:
http://www.professores.uff.br/brenelli/semeugeniadez.2002.
Acesso em: 15 de dezembro de 2005.
CABRAL, J.M.S. AIRES-BARROS, M.R. GAMA, M. Engenharia Enzimática LIDEL-
Edições Técnicas, Lisboa PT, p.121-140, setembro 2003.
CHARTRAIN, M.; GREASHAM, R.; MOORE, J.; REIDER P.; ROBSON, D.;
BUCKLAND, B. Asymmetric Bioreductions: application To The Synthesis Of
Pharmaceuticals Journal of Moleculartalysis B: Enzymatic, 11, p. 503–512, 2001.
COMERLATO, M. H. Imobilização de enzimas no suporte crisotila. Tese de Doutorado,
UNICAMP, Campinas, SP, 1995.
CONLEY,R.T. Infrared Spectroscopy. 2
nd
ed. Boston: Allyn and Bacon, 1972.
90
CREAGH, A. L.; HASENACK, B. B. E.; VAN DER PADT, A.; SUDHÖLTER, E. J. R.;
VAN’T RIET K.; Biotechnology. Bioeng. 44, 690, 1994.
CRUEGER, W. CRUEGER, A. Biotecnologia: manual de microbiologia industrial,
3ºed.1993.4 ex.
CSUK, R.; GLÄNZER, B.I.; Baker s yeast mediated transformation in organic
chemistry.Chem. Rev, 49-97, 1991.
DERVAKOS, G. A., WEBB, C. O. On the merits of Viable-cell immobilization. Biotech.
Adv. 9, 559-621, 1991.
ELIEL,E,L,;WILEN,S.H.;MANDER,L.N.; Stereochemistry of Organic Compounds, John
Wiley& Sons Inc,: New York,1994, cap.12.
FABER,K.;Biotransformations in Organic Chemistry, 2º ed., Berlin.Springer-Verlang:
1995.
FABER, K. Biotransformations in Organic Chemistry, 3ª edição, Berlin, Springer- Verlag,
2004.
FANTIN, G.; FOGAGNOLO, M.; GUERZONI, M. E.; MEDICI, A.; PEDRINI, P.; POLI,
S.;Stereochemical control in Backer s yeast redox biotransformation of aryl methyl
ketone and carbinols.J. Org. Chem. 59,924-925,1994.
FERREIRA, J.P. M, Segredos da catálise enzimática. Boletim de Biotecnologia.
Universidade Católica Portuguesa, Porto, p.22, 2002.
FRIEDA.D,KOLOT,B. New trends in Yeast technology- Immobilized cells. Proc.
Biochem. Out./Nov, 3-8, 1980.
FURASAKI, S., SEKI, M. Use and Engineering Aspect’s of immobilized cells in
biotechnology. Adv. Biochem. Eng. Biotechnology. 46:161-185, 1992.
GALLO, L.A;Enzimas.Disponível em: http://www.ciagri.usp.br/~luagallo/Enzimas2.htm.
Acesso em: 20 de fevereiro de 2006.
91
GERSON, D. F., ZAYLC, Y.E., VENKATSUBRAMANIAN, K. The biophysics of cellular
adhesion. In: Immobilized microbial cells. ACS Simposium series 106 Washington 29-57.
Venkatsubramanian, K. 1979.
GLAZER,A.N.; NIKALDO,H. Biotechnology Microbial: fundaments of applied
microbiology.;2º ed., Nova York W.H Freeman & Co,1995.
GUTMAN, A.L. Synthetic applications of enzymatic reactions in organic solvents. A
Biotech. 52,88-128, 1995.
HANSON,J.R. An introduction to biotransformations in organic chemistry, 92 p, 1995.
JESUS, Paulo C. Enzimas Imobilizadas em Crisotila e Organo-gel: aplicação na Resolução
de Ácidos Racêmicos. 1998. Tese (Doutorado em Química)- Universidade Federal de Santa
Catarina, Florianópolis.
JOEKES, I., MORAN, P. J. S., RODRIGUES, J. A. R., WENDHAUSEN JR.; TONELLA, E.
CASSIOLA, F. Characterization of Saccharomyces Cerevisiae immobilized onto
chrysotile fibers for ethanol production. J. Chem. Technol. Biotecchechnol. Submitted.
1997.
KAGAN, H.; WILKINSON, G.: F.G.A.; Comprehensive Organometalic chemistry, Abel,
E.W., ed., Perganon; Oxford, vol.8, p.463 (1982).
KENNEDY,J.F.;CABRAL,J.M.; Immobilization of microbial cells on transition metal –
activated supports..In Biotechnology; Rehm.H.J.; ReedG.;Eds.;VCH; Weinheim, 135:357-
72,1987.
KIDA, K, MORIMURA, S.SONORA, Y. YA NOH, T. The importance of the surface
charge on Support media for microbial adhesión. J. Ferm. Bioreng. 73(4) : 323-325 , 1992.
KYAW, C.M. Crescimento Microbiano. Adaptado de Maldigam et al, Brock Biology of
Microorganismo, 2003. Disponível em:
http:// WWW.unb.br/ib/cel/microbiologia/crescimento/crescimento.html
Acesso em: 15 de março de 2006.
KOMETANI,T. Baker s yeast mediated biorreduction. A new procedure using ethanol as
the energy source. Chemistry Letters. 1989.
92
LAIDLER, K. J. ; BUNTING, P. S. The Chemical Kinetics of Enzyme Action, 2º edição,
Clarendon Press, Oxford, 1973.
LEHNINGER, A.L. N, D.L; Princípios da Bioquímica.2º ed., Sarvier, SP, 2000.
LIMA, A.W.O.; ANGNES, L. Biocatálise em meios aquo-restritos: Fundamentos e
aplicações em Química Analítica; Química Nova, 22,2,1999.
MACLEOD, R.; PROSSER H.; FIKENTSCHER, L.; LANYI, J.; MOSHER, H. S.
Asymmetric reductions.XII Stereoselective Ketone reductions by Fermenting yeast.
Biochemistry. 3, 838, 1964.
MEDSON,C.; SMALLRIDGE,A.J.; TREWHELLA,M.A.; J.Mol.Catal.B: Enzyme.
2001,11,897.
MORAN,P.J.S.;.; BRENELLI, E.C.S.;LEITE, R. A.; JOEKES, L.;RODRIGUES,
J.A.R.;Reduction of -azidopropiopheenone by immobilized baker s yeast. Biocatalysis ,
9, 321-328,1994.
MORI, K.Synthesis of optically active phenomones. Tetrahedron. 45, 3233, 1989.
MORI, K.;MORI,H.;SUGAI,T.O.; Biochemical preparations of both the enantiomers of
methyl 3-hydroxy pentanoate and their conversion to the enentiomers of 4-hexanolide,
the pheromone of trogoderma glabrum. Tetrahedron,41,919,1985.
MORRISON, R.; BOYD, R. Química Orgânica. 11. ed. Rio de Janeiro: LTC, 1994.
MOSHER, H. S. Asymmetric reductions.XII Stereoselective Ketone reductions by
Fermenting yeast. Biochemistry. 3, 838, 1964.
M.; LITJENS,
1
JOEKES, I., MORAN, P. J. S., RODRIGUES, J. A. R., WENDHAUSEN
JR.; TONELLA, E. CASSIOLA, F. Characterization of Saccharomyces Cerevisiae
immobilized onto chrysotile fibers for ethanol production. J. Chem. Technol.
Biotecchechnol. Submited. 1997.
NASCIMENTO, Maria da Graça.; ZANOTTO, Sandra patrícia.; MELEGARI, Silvia
Pedroso.; MORAN, Paulo J.S . Estudo de proteção da Célula de Saccharomyces cerevisiae
para utilização em reações de redução em meio orgânico. Instituto de Química,
Universidade Estadual de Campinas- Campinas –SP, 2001.
93
NAKAMURA,K.,KAWAI,Y.,OKA,S.,OHNO,A. Reduction of -ceto esters with baker s
yeast immobilized by magnesium alginate. Tetrahedron Lett. 30, 2245-2246, 1989.
NAKAMURA,K.; NAKAJIMA,;KAWAI,Y.;OHNO,A. Method for controlling the
enantioselectivity of reduction with baker s yeast. Journal of Organic Chemistry,56,15,
1991.
PARISOTTO, JR.O., Crisotilas brasileiras: caracterização dos sítios superficiais por
cromatografia inversa, microscopia de força atômica e espectroscopia no infravermelho.
Tese de Doutorado, UNICAMP, Campinas, SP, 1995.
PATEL, N. P., GOSWAMI, A., Enantioselective microbial reductions of substituted
acetophenones, Tetrahedron: Asymetry, 15 1247-1258, 2004
PEREIRA, R.S, Projeto e construção de um bioreator para síntese orgânica assimétrica
catalisada por Saccharomyces cerevisiae(fermento biológico de padaria), Universidade
Estadual Paulista,SP,1997,p,552
PEREIRA, R. S.; The use of molecular modelling in the understanding of
configuramental speciaficity (R ou S) in asymmetric reactions catalysed by
Saccharomyces cerevisiae or isolated dehidrogenases.Appl. Biochem. Biotechnol. 178, 1,
1998.
PRELOG,V. Specification of the stereoespecificity of some oxido-redutases by diamond
lattice sections Pure Appl.Chem.9,119,1964.
RODRIGUES, j. A. R., MORAN, P. J. S., Recent Advances In The Biocatalytic Asymetric
Reduction Of Acetophenones And α, β- Unsaturated Carbonyl Compounds. Food technology
Biotechnology, 42 (4) 295-303, 2004
SCOTT, C.D. Immobilized cells: a review of recent literature. Enzyme Microbiol.
Technol. 9, 66-73m 1987.
SILVA, M.A;MORRISON,R;BOYD,R.adaptado;Química Orgânica 13º Edição, Fundação
Calouste Gulbenkian, Lisboa, 1996.
SOTAMAYOR, M.D. P; KUBOTA, L.T. Enzymeless Biosensors: Uma nova área para o
desenvolvimento de sensores amperométricos. Química Nova, Nº1, Campinas, SP, 2002,
p.123-128.
STANBURY,P.F.; WHITAKER,A.; HALL,S.J. Principles of fermentation Technology.
2.ed. Reino Unido, Elsevier Science Ltd,1995.
94
STINSON, S. C.; Chiral drugs.Chem. And Eng. News. 20, 38, 1997.
STINSON, S. C.; Chiral Drugs.Chem. Eng. News. 28, 46, 1992.
STINSON, S.C. Chiral Drugs.Chem. Eng. News. 1992, 46 (set.); ibid, 1993, 38 (set.); ibid
1994, 40(set.).
SYKES, P. Guia de mecanismos da Química Orgânica, Rio de Janeiro, 1969.
TEMBA, E.S, OLIVEIRA, I.M; DONICCI, C.L. Álcoois Quirais : Métodos químicos e
catalíticos de obtenção por redução assimétrica. Química Nova, vol.26, Nº 1, 2003.
VERMUÊ, M.H., TRAMPER, J. Biocatalysis in non-conventional media: medium
engineering aspects. Pure and Aplle Chem.. 67(2): 345-373, 1995.
VIEIRA, M.R;LEHMKUHL, A.L; RISCH,D.H; WENDHAUSEN, R. Estudo de leveduras
imobilizadas na redução de derivados da Acetofenona. 26º Reunião Anual da Sociedade
Brasileira de Química-SBQ-26 a 29 de maio de 2003.
VOET, D; VOET J. G. Biochemistry, 2ºEd. John Wiley & Sons, p 445, 1990.
WARD, O. P.; YOUNG, C. S.; Reductive biotransformations of organic compounds by
cells or enzymes of yeast. Enzyme Microb. Technol. 12, 482, 1990.
WENDHAUSEN, Jr.R. Estudo sobre utilização de crisotila como suporte de células
Saccharomyces cerevisiae para uso em processo contínuo de fermentação alcoólica e
biorreduções. Tese de Doutorado, Campinas, SP, 1998.
WENDHAUSEN Jr. R.; CRUZ, A.; FRIGATO, M. E.; PINHEIRO, H.; FERNADES, P.;
CABRAL, J. M. S. Chrysotile as a support for the immobilization of Mycobacterium sp.
NRRL B-3805 cells for the bioconversion of beta-sitosterol in an organic-aqueous two-
liquid phase system. Journal Of Molecular Catalysis B-Enzymatic, Delft, v. 32, p. 61-65,
2005.
WENDHAUSEN Jr, R., RISCH, D. H., HODAPP, M. J. Bioredução da 4-Amino-
Acetofenona Intermediada Por Células De Saccharomyces cerevisiae CCT 3174.
Conduzida em Regime Contínuo em Biorreatores. In: 28. REUNIÃO ANUAL DA
95
SOCIEDADE BRASILEIRA DE QUÍMICA, Poços de Caldas MG. Livro de Resumos. p. TC
042, 2005.
WEIJERS, C. A. G. M.; LITJENS, M. J. J.; de BONT, J. A. M.; Synthesis of optically pure
1,2-epoxypropone by microbial asymmetric reduction of clorocetone.Appl. Microbiol.
Biotechnol. 38, 297, 1992
WONG, C.H.; WHITESIDES,G.M. “Enzimes in synthetic organic chemistry”, New
York:Elsevier Science,1994.
YAMADA,H.;SHIMIZU,S. Microbial and enzymatic processes for the production of
Biologically and chemicall useful compounds. Angew. Chemie International Edition in
English, 27,622,1988.
YAMAGUCHI, T.; NISHIMURA, K.; SHIMBO, T.; T.; SUGIURA, M.; Enantiomer
resolution of amino acids by a polymer-supported liquid membrane containing a
chiral.Chem. Lett. ,1985.
Enzimas. Disponível em:
http://www.enq.ufsc.br/labs/probio/disc_eng_bioq/trabalhos_pos2003/const-
microorg/enzimas.htm
Acesso em: 20 de novembro de 2005
