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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA
FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
"ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em
AMBIENTES, ÁGUA E PORTADORES SADIOS E
DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS”.
Marcelo Lancellotti
Cirurgião Dentista
JABOTICABAL – SÃO PAULO – BRASIL
2006
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UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JÚLIO DE MESQUITA
FILHO” FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
"ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em
AMBIENTES, ÁGUA E PORTADORES SADIOS E
DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS”.
MARCELO LANCELLOTTI
ORIENTADOR: Prof. Dr. FERNANDO ANTONIO DE ÁVILA
Tese apresentada à Faculdade de Ciências
Agrárias e Veterinárias – UNESP, Campus
de Jaboticabal, como parte das Exigências
para a obtenção do título de Doutor em
Microbiologia, área de concentração
Microbiologia Agropecuária.
JABOTICABAL – SP
Setembro - 2006
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i
DADOS CURRICULARES DO AUTOR
MARCELO LANCELLOTTI, brasileiro, nascido em 25 de fevereiro de 1978,
em Barretos – SP, é Cirurgião – Dentista formado pela Fundação Educacional de
Barretos, Curso de Odontologia, na cidade de Barretos – SP, em janeiro de 2000 e
filiado ao Conselho Regional de Odontologia (CRO) desde 2000. Mestre em
Microbiologia pela Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias – UNESP,
Jaboticabal-SP, desde junho de 2002.
ii
“De tudo, ficaram três coisas:
a certeza de que estamos sempre começando...
a certeza de que é preciso continuar...
a certeza de que seremos interrompidos antes de terminar...
Portanto, devemos:
Fazer da interrupção um caminho novo...
Da queda, um passo de dança...
Do medo uma escada...
Do sonho, uma ponte...
Da procura um encontro.”
Fernando Pessoa
iii
DEDICATÓRIA
Aos meus pais José Geraldo e Maria Helena,
Que com amor, carinho e dedicação sempre compartilharam todas as
passagens da minha vida: tanto as vitórias como os maus momentos. Sempre me
mostrando os caminhos certos, orientando nas escolhas da vida e tornando as
coisas difíceis mais brandas. Em vocês, busco força para continuar a minha
caminhada, busco paz para tomar minhas decisões e acima de tudo, busco
sabedoria para tornar o mundo um pouco melhor do que eu encontrei...
O que eu digo à vocês é que no dia em que me torno DOUTOR descubro que os
meus maiores MESTRES são vocês... É por isso que lhes digo OBRIGADO por
tudo.
iv
OFERECIMENTO
Á minha família,
Que me deram o apoio e o carinho que sempre busquei na minha
caminhada. Que foi meu porto seguro, que me deram condições para que eu
realizasse com destreza minhas atividades e que me receberam calorosamente
após o término de cada jornada.
Aos meus irmãos, Marcos e Marina,
Saibam que muitas vezes busquei, em vocês, a serenidade e a
tranqüilidade para vencer meus obstáculos. Compartilho com vocês mais esta
conquista, que, com certeza, é nossa.
v
Agradecimentos especiais
Á Mônica Pereira de Oliveira (linda), pela ajuda na conclusão deste trabalho, e
por me mostrar que tudo vale a pena se a alma não é pequena.
Aos Professores Doutores: Izabel Yoko Ito e Fernando Antonio de Ávila,
Mestres queridos, que com certeza poderiam ser o motivo da inspiração de
Rubem Alves quando ele escreveu:
“Ensinar é um exercício de imortalidade, o professor de alguma maneira se
eterniza naqueles que aprenderam a ver o mundo pela magia de suas palavras, o
professor assim não morre jamais”.
vi
AGRADECIMENTOS
Á FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS – UNESP –
CAMPUS DE JABOTICABAL-SP pela pós-graduação em Microbiologia que
felizmente pude ter a honra de cursá-la.
Ao Amigo JOÃO LUIS QUINTANA, obrigado pelas conversas de apoio e pelos
conselhos, sempre sadios, que tivemos por todos esses anos.
Ao plano SANTA CASA SAÚDE ODONTOLOGIA, por permitir e incentivar a
minha formação profissional.
Aos meus amigos: Dra. Maria de Fátima Pereira Yunes, Dra. Márian Yunes, Dra.
Ana Beatriz Bastos e Dr. Fábio Marqueti, juntos somos vencedores. Com vocês
descobri que “Ao vencermos sem perigo, triunfamos sem glória”(PC).
As funcionárias do plano SANTA CASA SAÚDE ODONTOLOGIA, Kelem, Ana
Silvia, Silvana e Sandrinha.
À Dra. Ana Claudia de Oliveira, pela amizade e apoio durante todos estes anos.
À Prefeitura Municipal de Barretos, em nome do secretário da Saúde, Dr. José
Luis Yunes.
Aos professores e funcionários do Departamento de Microbiologia UNESP-
JABOTICABAL, que Deus abençoe cada um de vocês para que continuem sendo
essas pessoas extraordinárias.
Aos colegas de Laboratório: Ana Claudia, Ariel, Cibele e Renato
vii
Aos professores e funcionários do curso de Enfermagem e Biologia da
Faculdade de Educação São Luís - JABOTICABAL, obrigado pela
compreensão, amizade e carinho.
Aos Cirurgiões-Dentistas da cidade de Barretos, pelo apoio e compreensão e
por disponibilizarem seus consultórios para a realização das coletas.
À secretária do programa de pós-graduação em Microbiologia Edna Testa
D’Áquila, pela amizade, carinho e incentivo.
Agradeço a todos que confiaram no meu senso de pesquisador e que
contribuíram direta ou indiretamente para que este trabalho fosse realizado.
Agradeço a CAPES (Fundação de Coordenação de Aperfeiçoamento de
pessoa de nível superior) pela concessão de bolsa de estudo.
viii
SUMÁRIO
Página
1. INTRODUÇÃO........................................................................................ 01
2. REVISAO BIBLIOGRÁFICA.................................................................... 03
2.1. O gênero Staphylococcus.......................................................... 03
2.1.1. Staphylococcus coagulase positivo.................................... 04
2.1.2. Staphylococcus coagulase negativo.................................. 05
2.1.3. Identificação de Staphylococcus spp................................. 07
2.1.3.1. Métodos tradicionais................................................... 07
2.1.3.2. Métodos comerciais.................................................... 09
2.1.4. RESISTÊNCIA DE Staphylococcus spp AOS AGENTES
ANTIMICROBIANOS...........................................................
09
2.1.4.1. A Importância da Resistência a Oxacilina................. 12
2.1.4.2. Resistência a glicopeptídeos...................................... 14
2.2. Presença dos Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis no biofilme linha d’agua...........................................
15
2.3.Infecção Cruzada No Consultório Odontológico......................... 27
3. OBJETIVOS............................................................................................ 31
4. MATERIAIS E MÉTODOS.................................................................... 32
4.1. Local de colheita das amostras.................................................. 32
4.2. Amostragem de água................................................................. 33
4.2.1. Colheita das amostras de água..................................... 35
4.2.2. Analise bacteriológica quantitativa da água............... 36
4.3. Amostragem de fômite............................................................... 36
4.3.1. Colheita das amostras de fômites................................. 37
4.4. Amostragem dos profissionais, auxiliares e pacientes............... 38
4.4.1. Colheita das amostras dos profissionais, auxiliares e
pacientes......................................................................
39
4.5. Identificação das amostras de Staphylococcus spp................... 40
4.5. 1. Coloração de gram........................................................ 40
ix
4.5.2. Provas bioquímicas........................................................ 40
4.5.3. Prova da coagulase......................................................... 40
4.5.3.1. Prova da coagulase em tubo (coagulase livre)........ 40
4.5.3.2. Prova da coagulase em lâmina............................... 41
4.5.4. Prova da catalase............................................................
4.5.5. Prova da hemólise..........................................................
41
41
4.5.6. Prova da fermentação do manitol.................................... 42
4.5.7. Prova da desoxiribonuclease (DNase)........................... 42
4.6. Amostras de referencias positivas.............................................. 42
4.7. Teste de sensibilidade a antimicrobianos (antibiograma).......... 41
4.8. Análise estatística........................................................................ 43
5. RESULTADOS...................................................................................................
44
5.1. Amostragem de água................................................................. 44
5.2. Amostragem de fômites.............................................................. 48
5.2.1. Amostras dos consultórios de convênios...................... 49
5.2.2.Amostras de consultórios das unidades básicas de
saúde..............................................................................
51
5.2.3. Amostras de consultórios particulares............................ 53
5.3. Amostragem de dentistas, auxiliares e pacientes...................... 55
5.3.1. Amostras dos consultórios de convênios...................... 56
5.3.2. Amostras de consultórios das unidades básicas de
saúde..............................................................................
59
5.3.3. Amostras de consultórios particulares............................ 62
6. DISCUSSÃO............................................................................................ 65
7. CONCLUSÕES........................................................................................ 79
8. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS......................................................... 81
9. ANEXOS.................................................................................................. 100
ABSTRACT................................................................................................... 108
x
LISTA DE TABELAS
Página
Tabela 1. Número e porcentagem de amostras de água e tipo de
consultório, contaminados, por Staphylococcus spp, por local
de coleta, nos 40 consultórios odontológicos de Barretos-SP,
durante o período de janeiro a julho de 2005..............................
46
Tabela 2: Número de amostras de água contaminadas com cepas de
Staphylococcus spp, de acordo com os níveis de
contaminação, em ufc/mL, nos 40 consultórios odontológicos
de Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005...
47
Tabela 3: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos das
amostras de água contaminadas com cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
isoladas de 40 consultórios odontológicos da cidade de
Barretos-SP.................................................................................
48
Tabela 4. Número e porcentagem de amostras de fômites, contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, por
tipo de atendimento, colhidas de consultórios odontológicos de
Barretos-SP.................................................................................
49
Tabela 5. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis
colhidas de diferentes locais nos 14 consultórios odontológicos
tipo convênio da cidade de Barretos – SP, durante o período
de janeiro a julho de 2005...........................................................
50
xi
Tabela 6. Perfil de sensibilidade e resistência das cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
isoladas de 14 consultórios odontológicos, tipo convênio, da
cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005,
frente a diferentes antimicrobianos.............................................
51
Tabela 7: Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos nove consultórios
odontológicos das unidades básicas de saúde de Barretos-SP,
durante o período de janeiro a julho de 2005............................
52
Tabela 8: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das
cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis, isoladas de 9 consultórios odontológicos da
unidade básica de saúde da cidade de Barretos-SP, no
período de Janeiro a julho de 2005............................................
53
Tabela 9. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas
por Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 17 consultórios
odontológicos particulares de Barretos-SP, durante o período
de janeiro a julho de 2005...........................................................
54
Tabela 10. Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das
cepas de Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis, isoladas de 17 consultórios odontológicos
particulares da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a
julho de 2005..............................................................................
55
xii
Tabela 11: Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade
nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 14 consultórios
odontológicos, tipo convênio, de Barretos – SP, durante o
período de janeiro a julho de 2005.
57
Tabela 12 Perfil de resistência aos antimicrobianos, das cepas de
Staphylococcus spp, das mãos e cavidade nasal dos dentistas,
auxiliares e pacientes pesquisados, nos 14 consultórios
odontológicos tipo convênio da cidade de Barretos-SP, no
período de Janeiro a julho de 2005............................................
58
Tabela 13. Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade
nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos nove consultórios
odontológicos das unidades básicas de saúde da cidade de
Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de
2005............................................................................................
60
Tabela 14. : Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das
mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes
pesquisados, nos 9 consultórios odontológicos da unidade
básica de saúde da cidade de Barretos-SP, no período de
Janeiro a julho de 2005, frente a diferentes antimicrobianos.....
61
Tabela 15: Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade
nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 17 consultórios
odontológicos particulares de Barretos-SP, durante o período
de janeiro a julho de 2005...........................................................
63
xiii
Tabela 16: Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das
mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes
pesquisados, nos 17 consultórios odontológicos particulares
da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de
2005, frente a diferentes antimicrobianos...................................
64
xiv
LISTA DE FIGURAS
Página
FIGURA 1. Modelo de formação de biofilme, em fases seqüenciais.......... 17
FIGURA 2. Distribuição, por área, dos 40 consultórios odontológicos
selecionados para a coleta das amostras.....................................
32
FIGURA 3. Delineamento de estudo dos consultórios odontológicos, por
tipo de atendimento, localizados na cidade de Barretos – SP....
33
FIGURA 4. Tipos de reservatórios utilizados nos consultórios
odontológicos. A = reservatório de chão, B = garrafa tipo Pet.
34
FIGURA 5. Delineamento de estudo dos 40 consultórios odontológicos
analisados, em relação ao tipo de reservatório e fonte da água
utilizada para o abastecimento.....................................................
34
FIGURA 6. Colheita de amostra de água da Caneta de alta rotação (A),
seringa tríplice (B), torneira de lavagem das mãos (c) e do
reservatório de chão (D)...............................................................
36
FIGURA 7. Locais de colheitas de fômites: A = assento (encosto da
cabeça), B = refletor, C = maçaneta, D = seringa tríplice............
37
FIGURA 8. Locais de colheitas de fômites: A = caneta de alta rotação, B =
caneta de baixa rotação, C = fotopolimerizador, D = Prof –
Dent, E = aparelho de Rx.............................................................
38
FIGURA 9. Locais de colheitas das mãos direita e esquerda e da cavidade
nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes: A = Colheita entre
os dedos das mãos, B = colheita nas ranhuras das mãos, C =
colheita da cavidade nasal..........................................................
39
FIGURA 10. Número, porcentagem e tipo de reservatório analisado nos 40
consultórios odontológicos de Barretos-SP no período de
janeiro a julho de 2005.................................................................
44
FIGURA 11. Número, porcentagem e tipo de amostras de água colhidas
dos reservatórios dos 40 consultório odontológicos de Barretos-
SP e analisadas no período de janeiro a julho de 2005...............
45
C
xv
ESTUDO EPIDEMIOLÓGICO DE Staphylococcus spp Em AMBIENTES, ÁGUA
E PORTADORES SADIOS E DETERMINAÇÃO DA SENSIBILIDADE A
ANTIMICROBIANOS.
RESUMO
Este trabalho objetivou trazer uma contribuição aos estudos relacionados à
infecção cruzada, por Staphylococcus spp, dentro do ambiente dos consultórios
odontológicos, destacando as principais fontes de contaminação e o provável
risco a que os profissionais e pacientes estão expostos. Foram coletadas 160
amostras de água, 300 amostras de fômites e 360 amostras das mãos (direita e
esquerda) e da cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes em 40
consultórios. A determinação da contagem de Staphylococcus spp na água, pelo
método de filtração em Millipore
®
,mostrou que 28% não atenderam ao padrão de
potabilidade estabelecidos pela American Dental Association. Dentre os
consultórios estudados, os de atendimento de convênio apresentaram a maior
contaminação da água (62,5%) e os consultórios particulares (36%) e de
convênios (35%) apresentaram maior contaminação em relação aos fômites
pesquisados. As regiões de fômites mais contaminadas foram: assento (90%),
maçaneta (80%), aparelho de Rx (76%) e caneta de alta rotação (70%). A área
anatômica mais contaminada foi à cavidade nasal (66%) seguido da mão
esquerda (57%) e mão direita (42%). A correlação entre os isolados de
Staphylococcus spp nos fômites, água e áreas anatômicas significativa, podendo
ser sugerido que houve infecção cruzada nos consultórios odontológicos
estudados. As cepas de Staphylococcus spp, isoladas das águas de
abastecimento do equipamento odontológico, foram sensíveis aos antibióticos
ciprofloxacina (97%) e vancomicina (91%) e resistentes a oxacilina (78%),
enquanto, as cepas, isoladas de fômites, das mãos e cavidade nasal foram
sensíveis ao antibiótico ciprofloxacina (85%) e resistentes a oxacilina (88%).
Palavras chave: Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, infecção
cruzada, biofilme.
1
1. INTRODUÇÃO
Prevenir e controlar a infecção cruzada no consultório odontológico é, hoje,
exigência e direito do cliente e, sobretudo, uma declaração de respeito à equipe de
trabalho. Desta forma, é essencial que haja conscientização para que aconteçam
mudanças na conduta dos profissionais, levando-os a adotarem medidas mínimas de
segurança para todos os clientes atendidos e em todas as ocasiões de tratamento,
como forma de impedir que a própria equipe de saúde atue como vetor na propagação
de infecções, colocando em risco a sua saúde, a da equipe auxiliar e da população.
No entanto, na prática odontológica, a prevenção da disseminação de
microrganismos tem se mostrado precária, tornando os profissionais de Odontologia
como: Cirurgiões-Dentistas, Auxiliares de Consultório Odontológico, Higienistas e
Técnico de Higiene Dental, vulneráveis a muitas doenças infecciosas, por trabalharem
em contato direto com secreções e membranas mucosas.
Na odontologia, constata-se que existem dificuldades em associar o surgimento
de doenças infecciosas aos atendimentos realizados, devido ao período de incubação
observado em algumas doenças, levando alguns pesquisadores a afirmarem que a
transmissão de doenças, através dos contatos profissional-paciente-auxiliares deve ser
mais freqüente do que o registrado na literatura.
Comprovadamente, os microrganismos têm driblado as medidas de segurança
adotadas na atualidade, colocando em risco profissionais e pacientes, e a falta de
cuidados, em relação a biossegurança, tem propiciado a intensificação do ciclo de
infecções cruzadas.
A grande prevalência de doenças, no consultório, associadas ao tratamento
odontológico, como a hepatite B, AIDS, tuberculose e infecções estafilocócicas, motiva
os cirurgiões-dentistas a buscarem mais informações, na tentativa de minimizar as
chances de contaminação entre pacientes e profissionais envolvidos nos atendimentos.
2
Neste contexto, é importante utilizar protocolos que agrupem as recomendações
para prevenção, vigilância, diagnóstico e tratamento de infecções, visando à segurança
da equipe e dos pacientes, em quaisquer situações ou local, onde se prestem cuidados
de saúde.
Sendo assim, os diversos organismos internacionais, reguladores do exercício da
odontologia, lançaram normas de controle de infecção, introduzindo medidas para a
redução de riscos e garantia de um tratamento odontológico mais seguro.
Porém, um ponto importante, na prevenção da contaminação no consultório, tem
sido negligenciado: a cultura da valorização do homem e a valorização da sua
qualidade de vida, uma vez que, a cada segundo, substâncias químicas e
microrganismos estão sendo introduzidos no meio ambiente e que os resultados, dessa
verdadeira alquimia biotecnológica, ainda, são desconhecidos por uma grande parte da
população.
Por isso, não basta apenas à emissão de normas, protocolos e manuais de
biossegurança para que ocorram mudanças favoráveis. É preciso a realização do
diagnóstico da situação, investimento na formação do profissional, através da educação
continuada e da supervisão, destas, por pessoas ou instituições competentes, pois,
somente assim, se conseguira um progresso na prevenção da infecção cruzada dentro
do consultório odontológico.
3
2. REVISAO BIBLIOGRÁFICA
2.1. O GÊNERO Staphylococcus
São bactérias pertencentes à família Micrococcaceae, possuem células esféricas
(0,5 – 1,5 μm), Gram positivas que podem ser encontradas isoladas, aos pares e em
grupamentos irregulares. São imóveis e não esporuladas. São anaeróbias facultativas,
quimiorganotróficas com metabolismo fermentativo e respiratório. A temperatura ótima
de crescimento é de 30 – 37
o
C. Estão associadas à pele e membranas mucosas de
animais vertebrados de sangue quente, podendo ser, eventualmente, isolados de
produtos alimentares, poeira e água. Muitas espécies são patogênicas para o homem e
animais, uma vez que produzem toxinas extracelulares (HOLT et al., 1994).
O gênero Staphylococcus é composto atualmente por 35 espécies, S. aureus, S.
epidermidis, S. capitis, S. caprae, S. saccharolyticus, S. warneri, S. haemolyticus, S.
hominis, S. lugdunensis, S. auricularis, S. cohnii, S. saprophyticus, S. xylosus, S.
arlettae, S. equorum, S. kloosii, S. gallinarum, S. muscae, S. felis, S. simulans, S.
carnosus, S. piscifermentans, S. intermedius, S. delphini, S. schleiferi, S. hycus, S.
chromogenes, S. lentus, S. vitulinus, S. sciuri, S. pasteuri, S. succinus, S. condimenti, S.
lutrae, S. fleurettii. Também são encontradas subespécies, sendo elas S. aureus
subespécie aureus e subespécie anaerobius, S capitis subespécie capitis e subespécie
urealyticus, S. cohnii subespécie cohnii e subespécie urealyticus, S. schleiferi
subespécie schleiferi e subespécie coagulans, S. hominis subespécie hominis e
subespécie novobiosepticus, S. saprophyticus subespécie saprophyticus e subespécie
bovis, S. carnosus subespécie carnosus e subespécie utilis, S. sciuri subespécie sciuri e
subespécie carnaticus e subespécie rodentium (KLOOS & BANNERMAN, 1994;
BANNERMAN, 2003).
Dentre estas espécies e subespécies, oito são de grande importância clínica: S.
haemolyticus, S. lugdunensis, S. schleiferi subespécie schleiferi, S. saprophyticus, S.
intermedius e S. hyicus. Staphylococcus aureus é a espécie de maior importância e o
4
segundo em importância é Staphylococcus epidermidis mais isolado em amostras
clínicas (BANNERMAN, 2003).
Tradicionalmente, os estafilococos são divididos em duas categorias:
Staphylococcus aureus, denominado coagulase positivo e Staphylococcus epidermidis,
denominado coagulase negativo. Esta divisão baseia-se na produção de coagulase,
enzima que é capaz de coagular o plasma e que consiste um marcador de
patogenicidade entre estafilococos. Entre os coagulase positivos, S. aureus é,
geralmente, a espécie envolvida em infecções humanas, tanto de origem comunitária
quanto hospitalar. As espécies coagulase negativas têm merecido atenção especial,
devido à emergência de cepas resistentes a múltiplos antibióticos.
2.1.1. Staphylococcus COAGULASE POSITIVO
Várias espécies de Staphylococcus produzem coagulase livre e esta pode ser
detectada pelo teste de coagulase em tubo. Entre as espécies estão S. intermedius, S.
hycus, S. chleiferi subsp. coagulans, S. delphhini (BERGEYS, 1986). Entretanto, S.
aureus é a espécie coagulase positiva, freqüentemente, isolada em humanos.
O S. aureus está associado a doenças em humanos, é a espécie mais virulenta e
mais conhecida do gênero e, hoje, atua como o principal patógeno causador de
infecções tanto na comunidade como no ambiente hospitalar (BLACK, 2002;
KONEMAM et al., 2002).
Os S. aureus podem estar presentes na pele e mucosas de indivíduos sadios,
entretanto, sob condições apropriadas podem ser causa de infecções oportunistas.
Segundo KONEMAM (2002), estas condições estão relacionadas à debilidade do
sistema imunológico e outras situações, incluindo: problemas no mecanismo de
fagocitose, injúrias da pele, infecções por outros agentes (vírus), doenças crônicas,
alcoolismo, administração de antimicrobianos como medida profilática ou terapêutica e
presença de corpos estranhos no organismo (suturas, dispositivos protéticos).
Nestas circunstâncias, S. aureus pode causar uma variedade de processos
infecciosos, desde infecções de pele, relativamente, benignas (foliculite, impetigo,
5
furúnculos) até infecções profundas de caráter grave. Este microrganismo é isolado,
freqüentemente, em incisões cirúrgicas, as quais podem funcionar como foco para o
desenvolvimento de infecções sistêmicas. A ocorrência de endocardites, osteomielites,
meningite e formação de abscessos metastáticos em vários órgãos, após bacteremia
por S. aureus é comumente relatado. Muitas infecções causadas por esta bactéria
ocorrem como complicações de procedimentos invasivos comuns na odontologia
moderna (KONEMAN et al., 1997).
O principal mecanismo de defesa do hospedeiro frente a uma infecção
estafilocócica é representado pela fagocitose, já que os estafilococos são bactérias
tipicamente extracelulares. Os fatores de virulência produzidos por este microrganismo
interferem principalmente neste mecanismo de defesa e promovem aderência da
bactéria às células do hospedeiro, possibilitando o processo de colonização (ATLAS,
1996).
A parede celular de S. aureus contém uma proteína, a proteína A, que tem
habilidade de ligar-se à região FC das moléculas de imunoglobulina G (IgG). A proteína
A funciona como um fator de virulência por interferir com a opsonização e
desencadeamento a reação de hipersensibilidade do tipo imediata e tardia (TEIXEIRA e
SANTOS, 1999; BLACK, 2002; GRAZIANO et al., 2000; AIRES et al., 2003).
Os próprios constituintes da parede celular de S. aureus (peptidoglicano e ácido
teicóico) apresentam atividades biológicas que contribuem para sua virulência, além de
conferirem rigidez à parede celular. Estas atividades incluem habilidade para ativar
complemento e inibição de quimiotaxia de células inflamatórias (MADIGAN et al., 1997).
2.1.2. Staphylococcus COAGULASE NEGATIVO.
Durante as duas últimas décadas, estafilococos coagulase negativo (SCN) foram
reconhecidos como agentes de infecções humanas (S. epidermidis, S. haemolyticus, S.
saprophyticus) (GEARY et al., 1997). Entre os SCN, S. epidermidis é o organismo mais
freqüentemente isolado, sendo responsável por 50 a 80% das infecções (ARCHER et
al., 1994). Os tipos de infecções associadas ao S. epidermidis são bastante variados e
6
incluem bacteremias, infecção de válvulas cardíacas, infecção de próteses de válvulas
cardíacas, osteomielites, pioartrites, peritonites durante processos de hemodiálises
ambulatoriais, mediastinites, prostatites, infecção de marcapassos permanentes,
cateteres intravasculares, líquido cefalorraquidiano, uma grande variedade de aparelhos
ortopédicos e infecções do trato urinário entre outras (KLOOS e BANNERMAN, 1994;
KONEMAN et al., 1997, BANNERMAN, 2003).
Estudos, utilizando microscopia eletrônica e exames imunológicos de cepas de
S. epidermidis, isolados de processos infecciosos têm mostrado que esta bactéria
produz na superfície celular e extracelular, macromoléculas que permitem a adesão do
microrganismo a substratos. A aderência de algumas cepas de S. epidermidis a
biomateriais é mediada por um polissacarídeo capsular adesivo (PSA) e esta
capacidade pode explicar a relação entre a infecção por este organismo e a
implantação de próteses e utilização de cateteres.
A patogênese da infecção por S. epidermidis, aparentemente, envolve interação
especifica com vários componentes do soro e tecido do hospedeiro. Interação com
proteínas do tecido conjuntivo do hospedeiro (fibronectinas e vitronectinas)
provavelmente estão entre os passos iniciais para colonização do tecido e
estabelecimento da infecção na ausência de corpos estranhos (cateteres e similares)
(MADIGAN, MARTINKO e PARKER, 1997).
A produção de adesinas por estafilococos é caracterizada por materiais
extracelulares conhecidos por biofilme, o qual é composto por uma mistura complexa de
monossacarídeos, principalmente por galactose e glicosamina, capaz de fornecer a
estes microrganismos a capacidade de adesão a materiais sintéticos. O principal SCN
produtor de biofilme é S. epidermidis. A produção desta adesina é muito comum entre
os SCN encontrados e isolados de infecções clínicas significantes provocando,
principalmente, endocardites podendo chegar a 47% dos casos de infecções de
corrente sangüínea, sugerindo que este mecanismo é o responsável pela persistência
bacteriana e a manutenção da infecção no hospedeiro (ENRIGHT, et al., 2002).
Após aderência inicial, S. epidermidis pode produzir uma substância extracelular
viscosa (ESS) ou glicocálice, formando biofilme no substrato, contendo camadas de
7
bactérias. Esta matriz pode servir para proteger o microrganismo de agentes
antimicrobianos, sendo necessária sua remoção para curar a infecção (MADIGAN,
MARTINKO e PARKER, 1997).
O biofilme é caracterizado como um fator de virulência de Staphylococcus, sendo
altamente resistente a tratamentos com antimicrobianos, revelando microrganismos
refratários ao tratamento devido ao consórcio formado nesta matriz polissacarídica,
demonstrando a capacidade destes isolados em inibir a proliferação de linfócitos T,
interações com a gênese de linfócitos B com conseqüente diminuição da produção de
imunoglobulinas, interferindo até mesmo com a fagocitose e a morte intracelular
(KLOOS e BANNERMAN, 1994).
A localização de S. epidermidis nos diferentes sítios anatômicos pode estar ou
não envolvido em processos patológicos no hospedeiro. Análises de amostras clínicas,
tais como trato respiratório, trato genito-urinário, pele, trato gastrintestinal, ouvido e olho
demonstram que estes microrganismos são comumente encontrados em amostras
clínicas e, quando presentes, ocasionalmente, podem estar envolvidos na produção de
doenças (BANNERMAN, 2003).
Outros SCN como S. saprophyticus podem causar cistite aguda ou pielonefrite
principalmente em mulheres jovens; S. haemolyticus infectam válvulas cardíacas,
causam septicemias, peritonites, infecções de articulações, feridas, ossos e infecções
do trato urinário; S. hominis causam endocardites, peritonites, septicemias e artrites; S.
warneri causam osteomielite vertebral, infecções de válvulas cardíacas, infecções do
trato urinário; S. simulans podem causar osteomielite crônica e pioartrites (KLOOS e
BANNERMAN, 1994; BANNERMAN, 2003).
2.1.3. IDENTIFICAÇÃO DE Staphylococcus spp
2.1.3.1. Métodos tradicionais
Estafilococos podem produzir uma variedade de proteases, nucleases e lipases
que atuam despolimerizando, respectivamente, proteínas, ácidos nucléicos e gorduras.
Estas enzimas propiciam maior poder invasivo às bactérias que as produzem.
8
Staphylococcus spp, com maior significação clínica, são identificados,
tradicionalmente, através de suas características fenotípicas, como pigmentação da
colônia, produção de coagulase, fator “clumping”, termonuclease, atividade de
fosfatase, pirrolidonil arilamidase (PYR), DNase, produção de urease, β-galactosidase,
produção de acetoína, resistência a novobiocina, resistência a polimixina B, Catalase,
produção de ácido a partir de uma variedade de carboidratos, tais como trealose,
manitol, manose, turanose, xilose, celobiose, maltose e sacarose (BANNERMAN,
2003).
O diagnóstico laboratorial dos S. aureus é realizado, através da bacterioscopia e
da análise das características culturais das colônias e da hemólise em meio de cultura
como o ágar sangue. Vários meios seletivo-indicadores, entre os quais se inclui o Agar
manitol-salgado, podem ser empregados com a finalidade de isolamento. Para
diferenciá-los das outras espécies, é necessário o teste de produção de coagulase
(BOYD, 1995; KONEMAM et al., 2002; BLACK, 2002).
Muitas cepas de S. aureus apresentam uma coagulase ligada ou “fator clumping”
na superfície da parede celular. Este fator reage diretamente, com o fibrinogênio no
plasma, causando rápida aglutinação da célula. A pesquisa de “fator clumping” não
deve ser a prova de escolha para caracterizar S. aureus, pois usualmente cepas
deficientes deste fator produzem coagulase livre, que é pesquisada no teste de
coagulase em tubo. A chamada coagulase livre é secretada extracelularmente e reage
com uma substância no plasma chamada “fator de reação da coagulase” (FRC),
formando um complexo que reage com o fibrinogênio com subseqüente formação de
fibrina (MADIGAN et al., 1997).
Ambas, coagulase livre e conjugada, atuam formando uma película envolvente
ao redor da célula bacteriana, fornecendo proteção contra opsonização, fagocitose e
dificultando a atuação de agentes antimicrobianos. Por outro lado, a formação desta
película pode limitar a infecção a um determinado local. Fibrinolisinas produzidas por S.
aureus podem, no entanto, lisar esta fibrina e permitir que a infecção se espalhe para os
tecidos adjacentes (MADIGAN et al., 1997).
9
A produção de catalase por este organismo tem a função de inativar peróxido de
hidrogênio (H
2
O
2
), composto tóxico que é produzido dentro de células fagocíticas após
a fagocitose do microrganismo. Como produto da ação desta enzima sobre o peróxido
de hidrogênio ocorre a formação de substâncias que não são nocivas à bactéria (água e
gás oxigênio).
Outra prova de interesse clínico é a dexorribonuclease (Dnase), prova muito
recomendada para a caracterização de S. aureus. ARCHER (1994) sugeriu que podia
ser utilizada a atividade de Dnase para identificar esta espécie, depois de estabelecer
elevada correlação com a produção de coagulase.
2.1.3.2. Métodos comerciais
Uma variedade de “Kits” comerciais está disponível, tais como API STAPH –
IDENT (bioMérieux Vitek), API STAPH-IDENT, STAPH Trac System e ID 32 STAPH
(bioMérieux Vitek), Gram Positive Identification Card (bioMérieux Vitek), painel
MicroScan Pos ID, painel MicroScan Rapid Pos ID e Pos Combo tipo 6 e Rapid Pos
Combo tipo 1 (Dade MicroScan, Inc., West Sacramento, Califórnia), Minitek Gram-
Positive Set e Crystal rapid Gram-Positive Identification System (Becton Dickinson
Bioscience). Estes testes apresentam rapidez na identificação e uma acurácia de
aproximadamente 70 a 90% (BANNERMAN, 2003).
2.1.4. RESISTÊNCIA DE Staphylococcus spp AOS AGENTES
ANTIMICROBIANOS
O aumento da resistência aos antimicrobianos tem se tornado um grave
problema nas duas últimas décadas, em que, principalmente as bactérias Gram
positivas têm contribuído de maneira muito significativa para este aumento.
Um microrganismo é resistente a um determinado antimicrobiano, quando ele é
capaz de crescer “in vitro” na concentração que esta droga atinge no sangue. O
10
conceito de resistência e sensibilidade esta intimamente associado à concentração que
o antibiótico ou quimioterápico atinge no local de sua ação (TAVARES, 1996).
A resistência natural faz parte das características biológicas dos microrganismos
e pode ser observada em determinadas espécies bacterianas em relação a diferentes
antimicrobianos. Esta resistência pode existir devido à falta de estrutura alvo ou o
microrganismo pode ser impermeável a determinado antibiótico. Este tipo de resistência
é previsível e tem importância clínica menor devido à multiplicidade de substâncias
químicas, atualmente, disponíveis para tratamento de infecções bacterianas (MADIGAN
et al., 1997).
Os antibióticos não parecem ser agentes mutagênicos, portanto, não são causa
direta do surgimento de resistência; eles apenas selecionam os microrganismos
resistentes que existem em uma população bacteriana. Entretanto, os antibióticos
podem ter a capacidade de induzir resistência em determinadas espécies bacterianas.
Este fenômeno é observado no gênero Staphylococcus, o qual ocorre produção da
enzima β-lactamase, induzida pela presença dos antibióticos β-lactâmicos (TAVARES,
1996).
Com a evolução da ciência médica promovida pela melhora do diagnóstico das
diversas enfermidades, melhora dos equipamentos médicos e por conseqüente melhora
dos procedimentos realizados, abriu-se um novo campo para atuação da
antibioticoterapia, sendo esta desenvolvida para tratar infecções provocadas por
microrganismos emergentes e re-emergentes. Neste sentido, a adaptação dos
microrganismos às diferentes drogas antimicrobianas empregadas passa pelos
diferentes mecanismos de resistência desenvolvidos e caracterizados, principalmente,
por métodos moleculares.
Os mecanismos de resistência a antimicrobianos podem ser gerados por pressão
seletiva e uso excessivo de antibióticos, principalmente em ambientes hospitalares,
aumento de pacientes imunocomprometidos, erros no controle de infecção hospitalar,
aumento de processos cirúrgicos invasivos e uso indiscriminado de antibióticos (FILE
Jr., 1999).
11
Nos anos 50 a 70 ocorreu o aparecimento de Staphylococcus spp resistentes à
penicilina, nos anos 60 a 80 verificou-se o aparecimento de Staphylococcus spp
resistentes a meticilina. No presente, encontram-se Staphylococcus spp resistentes à
meticilina e em um futuro próximo espera-se o surgimento de Staphylococcus spp
resistentes à vancomicina, tais como S. aureus isolado no Japão e nos Estados Unidos
(CDC, 2005).
A resistência a antibióticos β-lactâmicos é causada pela alteração das proteínas
de ligação das penicilinas (PBPs), relacionada à baixa afinidade deste antimicrobiano a
estas proteínas, ou pela produção de enzimas de β-lactamases. No caso de
fluoroquinolonas a resistência é causada pela alteração da DNA girase, nos
macrolídeos a resistência é causada pela presença de enzimas metilantes e, para os
glicopeptídeos a resistência é causada pela alteração de alvo (FILE Jr., 1999).
O antimicrobiano oxacilina é um antibiótico β-lactâmico (Penicilina M) sintético (3-
fenil-5-metil-4-isoxazolilpenicilina) muito utilizado na prática médica para tratamento
hospitalar de infecções causadas por Staphylococcus spp (GILBERT et al., 2003).
Para que os antibióticos β-lactâmicos atuem é necessário que estes penetrem na
célula bacteriana, através de sua parede celular, inativando alvos específicos
localizados na superfície interna da parede celular bacteriana. Se este mecanismo não
estiver afetado, o antibiótico deverá ligar-se às Proteínas de Ligação das Penicilinas
(PBP). Os antibióticos possuem afinidades variáveis as PBPs, onde alterações dessas
afinidades ou aquisição de PBPs suplementares sem afinidades pelo antibiótico
resultarão em uma resistência adquirida via mutação, a qual poderá ser transmitida
verticalmente(AMATO NETO et al., 1994).
Quando o antibiótico β-lactâmico se liga a um ou mais receptores de penicilina, a
reação de transpeptidação é inibida e a síntese do peptidoglicano é bloqueada e, na
seqüência, ocorre a inativação das enzimas autolíticas da parede celular. No caso de
Staphylococcus spp o principal mecanismo de resistência para oxacilina é a alteração
das PBPs (AMATO NETO et al., 1994; CHAMBERS, 1997).
A resistência a oxacilina em Staphylococcus spp é heterogênea, conferida
principalmente pelo gene mecA, correlacionado a baixa afinidade deste antimicrobiano
12
à proteína PBP 2a. Um segundo mecanismo de resistência, independente do gene
mecA, é o fenótipo denominado “borderline” promovido pela hiperprodução de β-
lactamases (MARTINEAU et al., 2000a). Um terceiro mecanismo de resistência descrito
é a alteração de outras PBPs (PETERSSON et al., 1999; PETINAKI et al., 2001).
2.1.4.1. A IMPORTÂNCIA DA RESISTÊNCIA À OXACILINA
A epidemiologia das infecções nosocomiais, causadas por S. aureus, passou a
ser bem estudada a partir das décadas de 50 e 60, quando este foi considerado o
agente que predominava no ambiente hospitalar, proporcionando o aumento de casos
de infecção (WANG et al., 2002; MONTESINOS et al., 2003).
Até o meio da década de 70, cepas de cepas de S. aureus resistentes à oxacilina
(SARO) ocorriam esporadicamente e não constituíam problema clínico sério (TAMBIC
et al., 1999; ARCHER e NIEMEYER, 1998; SAMY et al., 2003). Mais recentemente,
muitos estudos de vigilância têm mostrado aumento da prevalência de SARO, entre
cepas de S. aureus (SIMOR et al., 2001; SOLA et al., 2002; AIRES et al., 2003;
MIRAGAIA et al., 2003). Estudos americanos mostraram que esse patógeno foi a
principal causa de infecções em diversas unidades hospitalares, destacando um
aumento na incidência de 2,4% para 29% entre 1975 a 1991. Atualmente, encontra-se
em torno de 40% (ARCHER e NIEMEYER, 1998; LOUREIRO et al., 2000).
Na Inglaterra, os índices aumentaram de 1,5% para 13,2% entre 1989 e 1995
(AIRES et al., 2000; MELTER et al; 2003).
No Brasil, a situação não é muito diferente. O SARO é reconhecido como um dos
principais causadores de surtos nosocomiais, embora com grande variação em diversos
hospitais do país, em proporção de 26,6 a 71% (SADER et al., 1995; LOUREIRO et al.,
2000). A letalidade atribuída às infecções causadas por SARO é na ordem de 4,5 a
50%, (MIRAGAIA et al., 2003).
O mecanismo de disseminação dos SARO dentro dos hospitais, durante surtos
epidêmicos, não está bem definido (SOLA et al., 2002); sabe-se que principal forma de
transmissão ocorre através do pessoal da saúde, durante o atendimento direto prestado
13
aos pacientes, nas diferentes áreas. Durante os surtos, os pacientes colonizados ou
infectados pelo SARO agem como reservatórios e a infecção cruzada acontece
mediada pelos médicos, enfermeiros e outros profissionais da saúde que entram em
contato com os pacientes (ENRIGHT et al., 2002; SOLA et al., 2002).
A escolha de oxacilina como tratamento primário, em pacientes hospitalizados, é
sempre recomendada nos casos de infecções causadas por Staphylococcus spp, como
endocardite infecciosa, sepse e para pacientes com próteses. Quando do encontro de
Staphylococcus spp coagulase negativos resistentes a oxacilina, a escolha terapêutica
fica muito restrita e neste caso deverá ser utilizado um esquema alternativo, com
especial atenção a pacientes portadores de próteses; o principal esquema alternativo é
o uso de vancomicina (GILBERT et al., 2003).
Os SCN apresentam aproximadamente 75 % dos isolados resistentes a
oxacilina. Estes microrganismos são os principais causadores de infecções
nosocomiais, principalmente para pacientes imunocomprometidos, neonatos e em
pacientes com próteses internas. Esses microrganismos apresentam o gene mecA que
codifica a proteína PBP 2ª responsável pela resistência a oxacilina. A análise da
presença deste gene serve como diagnóstico e ajuda na escolha da melhor terapia
antimicrobiana (YORK et al., 1996).
Para pacientes de risco específico, como os portadores do vírus HIV, os índices
de infecção hospitalar variam de 9 a 16 %. As infecções de corrente sangüínea
correspondem à cerca de 35 % destas. O agente de maior freqüência é S. aureus com
40 % onde, mais de 90 % destes isolados são meticilina resistente. Os SCN
correspondem a 21 % dos isolados. Nestes casos, o uso de vancomicina é
recomendado para tratamento de sepse nosocomial (OLIVEIRA JUNIOR et al., 1999).
O uso excessivo de vancomicina leva a uma pressão seletiva, causando o
aumento de isolados resistentes. Os SCN juntamente com S. aureus são as maiores
causas de mortalidade e morbidade nos hospitais estudados na última década (VON
EIFF et al., 2000).
14
2.1.4.2. RESISTÊNCIA A GLICOPEPTIDEOS
Os primeiros relatos de sensibilidade diminuída a vancomicina foram descritos,
primeiramente, em S. haemolyticus (SCHWALBE; STAPLETON e GILLIGAN, 1987), em
seguida para S. aureus (CDC, 1997) e em S. epidermidis, demonstrando resistência
heterogênea (SIERADZKI et al., 1999), onde o mecanismo de resistência envolvido foi
um espessamento da parede celular destes isolados, uma vez que este isolados não
apresentaram gene de resistência a glicopeptídeos envolvidos, mas todos estes
isolados eram oxacilina resistentes (TENOVER et al., 2001).
Os primeiros relatos de resistência a vancomicina e teicoplanina foram descritos
em 1988 em isolados de Enterococcus spp (LECLERCQ et al., 1988) portadores do
gene vanA, o qual codifica a resistência a esta classe de drogas. A disseminação clonal
de Enterococcus faecalis resistentes a vancomicina, através do genótipo vanA já é uma
realidade em nosso meio (MORETTI et al., 2004) e uma das principais recomendações
e preocupações do CDC, em 1995, era a possibilidade da transferência deste gene de
resistência para Staphylococcus spp (CDC , 1995). Com o primeiro relato em 2002 e,
até a data deste estudo são relatados 3 casos de S. aureus vancomicina resistentes na
literatura (CDC, 2004) os quais eram resistentes a oxacilina e a
vancomicina/teicoplanina, sendo portadores do gene mecA e do gene vanA
respectivamente.
Com o aumento da prevalência de Staphylococcus spp de uma maneira geral em
amostras clínicas e o seu elevado grau de resistência a antimicrobianos de escolha
primária, se faz necessário o uso empírico de vancomicina para tratamento das
diversas infecções causadas por estes microrganismos. Embora o seu uso seja, muitas
vezes, necessário, o emprego deste antibiótico em larga escala pode acarretar o efeito
da pressão seletiva, levando ao aparecimento de isolados, principalmente SCN, com
sensibilidade diminuída ou mesmo com perfil de resistência a este grupo de drogas. Os
SCN podem ser considerados como reservatórios de genes de resistência a diversos
antibióticos no ambiente hospitalar podendo, portanto, transferir esses fatores a outros
patógenos hospitalares (TENOVER et al., 1998; SIERADZKI et al., 1999).
15
2.2. PRESENÇA DOS Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis
NO BIOFILME LINHA D’AGUA
Por muitos séculos, as doenças de veiculação hídrica, ou seja, as doenças
adquiridas pela água, foram um persistente flagelo para a humanidade. A
endemicidade de doenças como a cólera e a febre tifóide eram mantidas pela falta de
condições sanitárias e pelo desconhecimento de como as doenças eram transmitidas
(MILLS, 2003).
As regulamentações sobre a qualidade da água para o consumo humano, no Brasil,
determinam que o número de unidades formadoras de colônias de bactérias
heterotróficas mesófilas por mililitro (ufc/mL) não seja superior a 500 (BRASIL, 2004),
mesmo valor adotado nos EUA (UNITED STATES OF AMERICA, 2000), enquanto que
no Japão (JAPAN, 1999) e União Européia (EUROPEAN UNION, 1998), é fixado em
100 ufc/mL.
Embora o consultório odontológico possa parecer um local improvável para se
adquirir uma doença de veiculação hídrica, a água que vem sendo dispensada na
cavidade oral do paciente tem apresentado níveis alarmantes de contaminação em todo
o mundo.
Em 1999, MEILLER et al., constataram a presença de contaminação na ordem de
10
5
ufc/mL na água proveniente de equipos de uma clínica da Universidade de
Maryland nos Estados Unidos. WALKER et al., em 2000, verificaram que 95 % das
amostras de água coletadas de 55 consultórios ingleses apresentavam contaminação
superior ao permitido no país, variando de 500 a 1,0x10
5
ufc/mL, resultado que não
diferiu do encontrado por MILLS (2000) na Suíça, que examinando 175 consultórios,
detectou que somente em 10% a água se encontrava dentro dos padrões de
potabilidade.
No Brasil ITO et al. (2000), WATANABE et al. (2001) e AGOSTINHO et al. (2003)
detectaram níveis de contaminação na água coletada de equipamentos odontológicos
da Faculdade de Odontologia de Ribeirão Preto da USP, que excediam a 1,0x 10
5
16
ufc/mL, o que representa mais de 2.000 vezes a contaminação permitida para a água
de beber no país.
Segundo PREVOST et al.
(1995), a qualidade da água empregada no
abastecimento do equipamento odontológico não pode servir como indicativo da
qualidade da água afluente, já que a água utilizada para abastecer o equipo
apresentava média de 15 ufc/mL, enquanto que a efluente de 5,6x10
4
a 9,0x10
6
ufc/mL.
WATANABE et al. (2001) observaram problema semelhante, uma vez que a
contaminação máxima da água da torneira não ultrapassou 90 ufc e a água dos equipos
apresentou média de 1,8x10
5
microrganismos. KOHNO et al. (2004), verificaram que
apesar da água de abastecimento apresentar excelente qualidade, a coletada a partir
de seringas tríplice e caneta de alta rotação excederam em mais de cinco vezes a
contaminação tolerada para o consumo humano.
A principal causa, para que a água de boa qualidade colocada no equipamento
odontológico seja dispensada com um padrão tão elevado de contaminação, tem sido
indicada como a formação de biofilme no interior das mangueiras (MILLS, 2003;
ROWLAND, 2003). Esta água é levada do reservatório até a seringa tríplice e caneta de
alta rotação por um sistema multicanal, composto por mangueiras de poliuretano de
cerca de 1,0mm de diâmetro e que apresentam em media 10m de comprimento (MILLS,
2003).
MILLS (2003) cita que as linhas de água dos equipamentos odontológicos se
apresentam como um meio ideal para colonização e proliferação microbiana, devido à
extensa superfície e, ainda, um suave fluxo dentro da tubulação.
De acordo com COSTERTON et al. (2002), biofilme é uma comunidade
microbiana séssil formada por células que estão irreversivelmente aderidas a um
substrato ou umas as outras e embebidas em uma matriz de substâncias poliméricas
produzidas por elas e apresentam um fenótipo alterado com relação à taxa de
crescimento e à transcrição de genes. Ainda segundo COSTERTON et al. (1999), o
biofilme não é uma massa compacta, mas uma massa de microrganismos desenvolvida
em colunas e andares, com canais “primitivos”, onde circulam líquidos contendo
nutrientes, biocidas, subprodutos e gases.
17
O desenvolvimento do biofilme pode ser dividido, didaticamente, em cinco
estágios distintos: adesão reversível, adesão irreversível, desenvolvimento inicial,
maturação e desprendimento (Figura 1). As células em diferentes fases são,
fisiologicamente, diversas umas das outras e num mesmo biofilme são encontradas
áreas em variados estágios (STOODLEY et al., 2002).
Na formação do biofilme inicial, macromoléculas orgânicas e moléculas de baixo
peso molecular adsorvem em uma superfície, formando um filme condicionante que
altera as características da superfície e melhora a adesão bacteriana (ROWLAND,
2003).
Células
Planctônicas
Aderência primária
a superfície
Formação de
monocamada celular
Adesão cél-cél
e proliferação
Biofilme maduro Desmembramento
Superfície não revestida de PIA Superfície revestida de de PIA
Mangueira linha de água
Células
Planctônicas
Aderência primária
a superfície
Formação de
monocamada celular
Adesão cél-cél
e proliferação
Biofilme maduro Desmembramento
Superfície não revestida de PIA Superfície revestida de de PIA
Mangueira linha de água
Figura 1. Modelo de formação de biofilme, em fases seqüenciais.
Fonte: STOODLEY et al., 2002
Bactérias planctônicas que apresentam estruturas de adesão como fimbrias,
flagelos ou adesinas de superfície respondem a estímulos químicos, reconhecem esta
superfície e fixam-se a ela. As células aderidas crescem e se dividem ao mesmo tempo
em que recrutam células planctônicas adicionais, através de um complexo sistema de
18
comunicação por substâncias químicas, chamado quorum sensing (ROWLAND, 2003).
Esta fase é chamada de adesão reversível e sofre influência de variáveis importantes
como o substrato de adesão (textura ou rugosidade, hidrofobicidade e presença de
filme condicionador); fluído no qual está imersa a superfície (temperatura, pH, presença
de cátions, agentes antimicrobianos e velocidade) e o microrganismo (hidrofobicidade,
superfície celular, presença de fímbrias ou fibrilas, produção de exopolissacárides)
(SZYMANSKA, 2003).
Estas bactérias aderidas migram da superfície de adesão, à medida em que
secretam polissacárides que servem de matriz para o biofilme e tornam a adesão
irreversível. Os polissacárides extracelulares (PEC) são polímeros biossintéticos
compostos de polissacárides, proteínas, fosfolipídios e ácidos nucléicos que envolvem
as bactérias (STOODLEY et al., 2002) e podem corresponder a mais de 90% do peso
seco do biofilme (SUTHERLAND, 1983).
A arquitetura do biofilme se desenvolve com a formação de grupos de células
com formato semelhante a pilares e cogumelos, com canais de água entre eles nos
quais os nutrientes podem fluir, assim como os subprodutos do metabolismo são
removidos e que funcionam como um verdadeiro sistema circulatório primitivo
(COSTERTON, 1995).
O desprendimento das células ocorre, através da produção de enzimas, que
dissolvem a matriz extracelular, ou enzimas associadas à superfície celular, que
modulam a produção de adesinas. As células desprendidas retornam ao padrão de
crescimento planctônico, fechando assim o ciclo de vida do biofilme (PARSEK; SINGH,
2003).
As linhas de água de equipamentos odontológicos são um ambiente propício
para a formação e proliferação do biofilme (MILLS, 2003). Vários são os fatores
responsáveis por esta característica:
• A água permanece estagnada por 99% do tempo (MARAIS & BRÖZEL,
1999), o que permite a adesão microbiana e promove, com o passar do
tempo, um aumento no número de microrganismos planctônicos
(BARBEAU, 2000);
19
• Existe uma grande área de superfície para a adesão de microrganismos.
Quanto menor o diâmetro da mangueira, maior é a área de superfície para
um mesmo volume de água (MILLS, 2000);
• As bactérias têm a adesão inespecífica inicial, favorecida em tubos
plásticos de material polimérico, como é o caso do poliuretano de que são
feitas as mangueiras de água, devido sua hidrofobicidade, quando
comparadas a vidro e metal (MLLS, 2003);
• o padrão hidrodinâmico, conhecido como fluxo laminar, faz com que na
proximidade das paredes das mangueiras o movimento da água seja
reduzido por forças friccionais, gerando uma condição de estagnação da
água nesta região, mesmo quando o equipo está em funcionamento
(PETERS, 1996);
• a análise da superfície interna dos tubos mostra que ela não é lisa e sim
ondulada e com imperfeições, o que pode contribuir para a formação do
biofilme (SZYMANSKA, 2003).
A organização do biofilme requer um sofisticado sistema de sinalização célula a
célula e especialização celular (STOODLEY et al., 2002). Sua estrutura física e
atividade metabólica produzem gradientes químicos e de nutrientes que resultam em
vários micronichos e diferentes pressões seletivas. Estas pressões seletivas podem
gerar uma grande diversidade de genótipos e, conseqüentemente, fenótipos, fazendo
com que as células do biofilme expressem genes num padrão, profundamente, diferente
das células planctônicas (STOODLEY et al., 2002).
O biofilme funciona como verdadeira fonte de infecção/reservatório de
microrganismos, sendo mais de mil vezes resistentes a biocidas, incluindo antibióticos e
à fagocitose (MONTEBUGNOLI & DOLCI, 2002; SMITH et al., 2002). Esta resistência
aumentada é causada pela combinação de vários fatores, como a seleção de
microrganismos mais resistentes, adaptações fisiológicas, como a baixa taxa de
multiplicação e a produção de exopolímeros que podem desativar alguns desinfetantes,
ou agir como barreira a sua difusão (SZYMANSKA, 2003).
20
Os microrganismos, detectados no biofilme das linhas de água do equipamento
odontológico, são os mesmos encontrados no sistema de abastecimento e incluem
bactérias, fungos, protozoários, algas e nemátodes, sendo que os vírus não podem
sobreviver e se multiplicar nas mangueiras (SHEARER, 1996).
A relação de microrganismos, já identificados na água de abastecimento do
equipamento odontológico, é longa e variável:
Aeromonas, Bacillus subtilis, Bacteróides
ssp
, Enterecoccus ssp, Fusobacterium spp, Klebsiella aerogines, Klebsiella
pneumoniae, Lactobacillus
ssp, Legionella bozemanii, Pausteurella haemolytica,
Pseudomonas aeruginosas, Pseudomonas acidovorans, Pseudomonas capacia,
Pseudomonas fluorescens, Staphylococcus aureus, Staphylococcus capitus,
Staphylococcus saprophyticus, Staphylococcus warneri, Cephalosporium, Actinomyces,
leveduras do gênero Candida e amebas dos gêneros Acanthamoeba, Hartmanela e
Naegleria (BARBEAU et al., 1996).
BARBEAU et al (1996), relatam que os
Staphylococcus ssp não fazem parte do
biofilme destas linhas de água, mas o refluxo destes microrganismos pode atuar como
contaminante da água do equipamento odontológico, já que o fluído aspirado será
lançado para fora das mangueiras, quando o pedal do equipamento for novamente
acionado. Uma vez contaminada, a superfície do lúmem do equipamento pode atuar
como um reservatório, facilitando a contínua recontaminação (SOUZA-GULGELMIN,
2003).
Há tempos,
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis vêm sendo
relacionados com infecções nosocomiais, mas somente, agora, despertaram o interesse
dos cirurgiões-dentistas no controle de infecções cruzadas no consultório odontológico,
por serem persistentes, reincidentes e de difícil erradicação (SOUZA-GULGELMIN,
2003).
.
Segundo MILLS (2000), S. epidermidis, com freqüência se encontra relacionado
com infecções crônicas ou tardias em implantes, como válvulas cardíacas,
marcapassos e implantes dentários; Por outro lado, microrganismos, como
S. aureus,
estão associados à colonização e generalização de infecções agudas.
21
Um grande número de evidências científicas sugere que a característica
intrínseca dos
Staphylococcus aliada à sua capacidade de adesão e colonização de
biomateriais faz com que estes agentes sejam, potencialmente, de risco no ambiente
odontológico, por associarem-se a doenças cardiovasculares, neurovasculares e
pulmonares (WALKER et al., 2004).
Para BARBEAU (2000), os
Staphylococcus, normalmente, participantes da
microbiota normal do hospedeiro, podem tornar-se patógenos oportunistas, diante de
um quadro de desequilíbrio sistêmico; logo, no indivíduo que apresenta uma saúde
bucal precária, há um aumento 10 vezes maior de bactérias patogênicas nas
superfícies e no biofilme dentário. Tal fato pode favorecer a introdução de bactérias nos
tecidos orais lesionados, assim como aumentar o refluxo destes microrganismos para a
mangueira linha d’água, que, quando acionados pela seringa tríplice e caneta de alta
rotação, contaminam a superfície do equipamento odontológico, predispondo ao risco
de contaminação cruzada entre pacientes e equipe de trabalho pela formação de
aerossóis
(FIEHN & HERIKSEN, 2002).
Embora os riscos de aquisição de infecções, a partir da água do equipamento
odontológico, não tenham sido pouco calculados, razões para preocupações
permanecem, uma vez que a carga microbiana presente é sempre excessiva, podendo
em alguns casos ser visível a olho nu, pelo desprendimento de fragmentos do biofilme
(BARBEAU, 2000) e microrganismos, potencialmente, patogênicos podem estar
presentes (SZYMANSKA, 2003).
Relacionar uma infecção sistêmica ao tratamento odontológico é difícil, devido à
falta de uma conexão óbvia entre o período variável de incubação das doenças e a
inexistência de programas de vigilância que registrem complicações pós-operatórias
(MILLS, 2001). Entretanto, vários casos têm sido relatados na literatura: em 1987, foram
descritos dois casos de pacientes com câncer que receberam tratamento odontológico
e apresentaram infecção. Em um período de cinco dias após o atendimento, os
pacientes retornaram ao consultório, apresentando como queixa principal dor e edema
na região em que foi posicionada a matriz para restauração de amálgama. O exame
clínico revelou a presença de abscessos na área e a cultura microbiológica comprovou
22
a infecção por P. aeruginosa, que apresentava a mesma piocina-tipagem das P.
aeruginosa
isoladas da água do equipo, em que estes pacientes foram atendidos
(MARTIN, 1987).
MILLS relatou em 2000, mais dois casos em que a contaminação da água do
equipo foi apontada como a causa de infecções em pacientes, com implicações legais.
O primeiro caso resultou em processo judicial movido pelo paciente contra a indústria
fabricante do equipo. O paciente, em questão, apresentou um quadro de endocardite
microbiana, que resultou na necessidade de colocação de uma prótese de válvula
cardíaca. O outro caso refere-se a um paciente que apresentou abscesso cerebral,
após tratamento odontológico e relacionou sua doença à água contaminada do equipo
odontológico de seu dentista.
Os profissionais de saúde, também, estão sob risco, principalmente, de adquirir
patologias respiratórias em função da aspiração de aerossol contaminado. Microbiota
nasal alterada ou taxas elevadas de anticorpos contra patógenos são alguns dos
achados freqüentes em profissionais (ORGANIZATION FOR SAFETY AND ASSEPSIS
PROCEDURES, 2004).
Em 1994, foi relatada a morte de um dentista contaminado por Legionelose, que
determina sintomas como febre, cefaléia e problemas respiratórios. Verificou-se que a
cepa de
Legionella pneumophila, que infectou o profissional, apresentava a mesma
tipagem de DNA que as cepas presentes na água do equipamento odontológico
(MILLS, 2000).
Testes sorológicos realizados por Reinthaler, Mascher e Stunzner, em 1988,
mostraram uma prevalência de anticorpos contra Legionella spp de 50% em dentistas e
38% em auxiliares, contra apenas 5% em pessoas de outras profissões.
SCHULZE-ROBBECKE et al., em 1995, coletaram 43 amostras de água de
seringas tríplices e caneta de alta rotação para a detecção de micobactérias não-
tuberculose e verificaram a presença de 365 ufc/mL contra a média de 91 ufc/mL na
água da torneira, ressaltando que a exposição ao microrganismo, durante um minuto de
uso da caneta de alta rotação, corresponderia ao número presente em quarenta litros
de água, com o agravante de que no tratamento odontológico a água pode não ser só
23
ingerida ou inalada, mas também inoculada nos tecidos lesionados e corrente
sanguínea, quando, por exemplo, da abertura de acesso a condutos radiculares para
tratamento endodôntico.
A contaminação da água do equipamento odontológico foi descrita, pela primeira
vez, na década de 60, por BLAKE, que alertou para a contaminação da água utilizada
para o resfriamento de dentes, durante o preparo com a caneta de alta rotação. ABEL
et al., (1971) demonstraram que a água coletada de seringa tríplice e caneta de alta
rotação de dez equipamentos odontológicos apresentava contaminação media de
1,8x10
5
ufc/mL e consideravam-na, imprópria para o tratamento odontológico, porque
excedia os valores propostos para a água de consumo.
WILLIANS et al. (1993) realizaram uma análise microbiológica em amostras de
água de seringas tríplices e canetas de alta rotação. Observaram que 72% das
amostras continham população bacteriana, qualificando a água como imprópria para o
consumo humano.
WILLIANS et al. (1994) examinaram a qualidade da água proveniente de
equipamentos odontológicos e a aceitação pelos dentistas do protocolo de desinfecção
recomendado pela American Dental Association (ADA). As amostras de água foram
coletadas de seringas tríplices e dos reservatórios. Das 24 amostras analisadas, 23
apresentaram elevados índices de contaminação bacteriana e os autores acreditaram
que isso ocorreu, não por deficiência nas unidades, mas por desatenção às normas de
desinfecção.
GAETTI-JARDIM JUNIOR e AVILA-CAMPOS (1997) isolaram
Fusobacterium ssp
de cuspideiras e seringas tríplices de equipamentos odontológicos. Foram identificados
como
Fusobacterium nucleatum 63,3% e como Fusobacterium sp 16,6%. Bactérias
anaeróbias, como
F. nucleatum, são importantes no desenvolvimento da doença
periodontal. É possível que essas anaeróbias possam sobreviver em nichos extra-orais,
isto é, cuspideiras e seringas tríplices. E, também, esses instrumentos podem ser
veículos para a transmissão de bactérias orais entre pacientes.
CARDOSO et al. (1999) avaliaram o grau de contaminação da água usada na
refrigeração de brocas antes e depois do uso das canetas de alta rotação em três
24
condições clínicas: equipamentos convencionais de clínica odontológica, cuja água
provinha da rede de abastecimento público; equipamentos com sistema “flush”;
equipamentos cujos reservatórios de água permitiram esterilização e abastecimento
com água destilada e esterilizada. Demonstraram que a contaminação das turbinas de
alta rotação ocorre não somente na sua superfície, mas também no seu interior, em
decorrência do refluxo da água e da qualidade microbiológica própria da água. Existem
métodos capazes de alterar, significativamente, a contaminação da tubulação dos
equipamentos odontológicos, entre eles, o Sistema Flush e o Bio System; entretanto, a
prevenção do biofilme e o controle duradouro da qualidade microbiana da água
precisam ser melhor investigados; sendo importante a adoção de medidas padrão para
todos os pacientes, que assegurarão ao profissional plenas condições de oferecer à
população tratamento odontológico seguro e eficaz, independentemente das condições
imunológicas dos pacientes.
AGUIAR e PINHEIRO (1999) avaliaram a qualidade da água utilizada em
equipamentos odontológicos, por meio de análises bacteriológicas e observaram que a
água não satisfazia aos critérios de potabilidade estabelecidos pelo Ministério da
Saúde, podendo ser considerada uma fonte potencial de infecção cruzada, uma vez
que apresentava elevados índices de microrganismos patogênicos. A água de melhor
qualidade era a que procedia de reservatórios situados no interior da caixa de comando
do equipamento odontológico, sobre o piso do consultório. Não observaram supostos
efeitos bactericidas dos equipamentos com sistema de anti-sepsia, sugerindo que o
tempo, pelo qual a solução entra em contato com as paredes das tubulações, é
insuficiente.
BASTOS e ALVES (2000) avaliaram a qualidade bacteriológica da água utilizada
nos equipamentos das clínicas odontológicas da Universidade Estadual de Feira de
Santana, procurando avaliar a sua potabilidade; e, também, das diferentes fontes de
abastecimento das clínicas odontológicas, procurando evidenciar possíveis diferenças
nos níveis de contaminação da fonte e dos equipamentos. Os resultados obtidos
demonstraram que a água utilizada nos equipamentos odontológicos estava, em sua
maioria, de acordo com os padrões de qualidade bacteriológica estabelecidos pela
25
legislação em vigência no Brasil, a exceção de um dos grupos que não satisfez aos
critérios; e apenas uma das fontes de abastecimento dos equipamentos odontológicos
estava contaminada, porém não foi observada relação entre a contaminação do
equipamento com a contaminação da fonte.
RUSSO et al. (2000) pesquisaram a intensidade de contaminação pela
microbiota bucal, de pontas de seringas tríplices. Foram usadas pontas descartáveis
estéreis, sendo que em todas as pontas analisadas logo após o uso em pacientes,
observou-se um número incontável de ufc (maior que 300), revelando intensa
contaminação. Nas pontas desinfetadas com álcool etílico 70% P/V, verificou-se
apreciável redução na contagem de colônias (1a 100 ufc), mas incompatível com a
segurança biológica. Portanto, como condição ideal, sugerem o uso de pontas
descartáveis nas seringas tríplices.
Segundo WATANABE et al. (2001), a mangueira/linha d’água é a segunda maior
fonte de infecção, em virtude da formação de biofilme. Avaliaram o nível de
contaminação da água de equipamentos odontológicos com o emprego de método
convencional de contagem de ufc/ml em placas, com meio padrão e pelos métodos
rápidos.
Em 1978, a American Dental Association (ADA) publicou um artigo sobre controle
de infecção, no qual, pela primeira vez, a descontaminação das linhas de água do
equipamento odontológico foi mencionada. As instruções se baseavam na drenagem
das mangueiras de seringa tríplice, caneta de alta rotação e aparelho de ultra-som, por
dois minutos antes e após o atendimento de pacientes e por tempo maior após longos
períodos de inatividade.
A partir da década de 70, diversos trabalhos, relatando o elevado número de
microrganismos presentes na água do equipamento odontológico, foram realizados,
mas, foi no inicio dos anos 90 que a profissão odontológica foi sensibilizada pela
necessidade do controle de infecção cruzada e manutenção da qualidade da água
utilizada no tratamento, o que levou organizações internacionais a se manifestarem
novamente sobre o assunto.
26
O Centers for Disease Control and Prevention (CDC) abordou, pela primeira vez,
em 1995, a questão da qualidade da água em seu guia de controle de infecção.
Em 1996, a ADA publicou recomendações específicas para a manutenção da
qualidade da água do tratamento odontológico, que se resumiram em:
• drenagem de água, no começo do dia de trabalho, para reduzir as bactérias
que se desenvolvem durante a noite ou finais de semana;
• drenagem de 20 a 30 segundos, entre o atendimento de pacientes, para
eliminar qualquer material que pudesse ter sido aspirado;
• cumprimento das orientações dos fabricantes do equipo odontológico;
• uso de solução fisiológica ou água esterilizada em procedimentos
cirúrgicos, o que levou ao desenvolvimento de reservatórios e dispositivos
autoclaváveis, acoplados ao equipo (MILLS, 2000);
• utilização de opções comerciais para melhorar a qualidade da água
(reservatórios de água independentes, tratamento químico, filtros, válvulas
anti-retracão).
Neste mesmo guia, a ADA lançou um desafio à comunidade odontológica para
que até o ano 2000, a água do equipamento odontológico utilizada para procedimentos
não cirúrgicos apresentasse um numero máximo de 200 ufc/mL. A seleção deste nível
máximo de contaminação se deve a vários motivos: a água com mais de 200 ufc/mL foi
relacionada a reações sistêmicas em pacientes submetidos a hemodiálise (ADA, 1996);
concentrações bacterianas maiores que 500 ufc/mL podem, por competição, mascarar
a presença de Coliforme, que são microrganismos indicadores de condições higiênico-
sanitárias (PREVOST et al., 1995) e se a água utilizada para preparar o fluído de diálise
contiver mais que 200 ufc/mL, pode haver, rapidamente, a colonização da unidade de
hemodiálise e uma amplificação da contaminação (SHEARER, 1996).
Mas, apesar de pesquisadores e indústria de equipamentos odontológicos
estarem estudando, intensamente, métodos físicos, químicos e físico-químicos para
reduzir esta contaminação, níveis elevados de microrganismos ainda são detectados e
uma solução definitiva ainda não foi apresentada (AGOSTINHO, 2003).
27
VELANO et al. (2001) avaliaram o efeito do gás ozônio, dissolvido em água,
sobre o
Staphylococcus aureus em dois grupos, colocando em contato suspensões
bacterianas. Esse material foi preparado em diluições seriadas, inoculado em Tryptic
Soy Agar, incubadas a 37°C por 24 horas, procedendo à contagem de ufc. Os
resultados obtidos mostraram que o tempo máximo para a inativação total das bactérias
tratadas com água previamente ozonizada (0,6 mg/l) foi de 5’25’’e, para a água não
previamente ozonizada, foi de 23’45’’, indicando um efeito antibacteriano mais rápido da
água previamente ozonizada, frente ao
S. aureus.
Considerando-se a possibilidade da formação de um biofilme na tubulação de
água, com populações bacterianas oriundas de diferentes fontes, como caixas d’água
sem manutenção, reservatórios contaminados, e dos próprios pacientes com o refluxo
de água para o interior das mangueiras durante o ato operatório, é importante a
preocupação com o controle da qualidade da água dos equipamentos odontológicos,
reduzindo o risco de infecção cruzada.
2.3. INFECÇÃO CRUZADA NO CONSULTÓRIO ODONTOLÓGICO
O aumento alarmante dos casos de doenças infecto-contagiosas trouxe ao
Cirurgião-Dentista a necessidade do conhecimento sistemático dos riscos biológicos e
das condutas de controle de infecção na pratica odontológica (GUIMARÃES Jr., 2001).
A aparência de um consultório limpo, em cores neutras ou brancas, bem
decorado, nem sempre implica que ele esteja, devidamente, desinfetado e os
equipamentos esterilizados. Um consultório odontológico eficiente é aquele que
incorporou à sua rotina o uso permanente do protocolo de controle de infecção
(FERREIRA, 2001).
Segundo MEDEIROS et al. (1998), os consultórios odontológicos podem se
transformar em verdadeiros focos de disseminação, provocando uma reação de cadeia
denominada infecção cruzada.
28
Segundo GUIMARÃES Jr. (2001), infecção cruzada consiste na transmissão do
agente infeccioso entre paciente e equipe, dentro de um ambiente clínico, podendo
resultar do contato pessoa-pessoa ou do contato com objeto contaminado.
Prevenir infecção cruzada no consultório odontológico tem sido um grande
desafio para o Cirurgião-Dentista (CD) e pesquisadores, pois no exercício de sua
profissão, o CD entra em contato com os tecidos da cavidade bucal, saliva e extensa
microbiota bucal e, na maioria das vezes, com sangue de seus pacientes. São
freqüentes, também, contatos profissionais com pacientes infectados, portadores de
doenças graves, como a hepatite B e Aids. Portanto, todo o individuo atendido no
consultório odontológico deve ser considerado como um provável portador de doença
infecciosa pelas seguintes razões: possibilidade de transporte assintomático de
patógenos, natureza subclínica de várias enfermidades, em que se evidencia clínica e
laboratorialmente a presença de patógenos e o individuo pode estar contaminado sem
haver ainda conversão imunológica e portanto não apresentar anticorpos circulantes
(SAMARANAYAKE, 1993; MILLER, 1996).
Ao adquirir o agente potencialmente infectante, o organismo pode comportar-se
de duas maneiras fundamentais: revelando-se como caso declarado ou clínico, com
sinais e sintomas da moléstia, clinicamente, diagnosticável, ou então como,
assintomático, conhecido como portador são, quando no momento do exame encontra-
se destituído de sintomatologia, apesar de estar colonizado.
Albergando o microrganismo em locais de fácil acesso e disseminação, o
portador de
S. aureus pode se constituir em problema, quando em ambientes
específicos, como hospitais, maternidades, ambulatórios e consultórios odontológicos
(AUTIO et al., 1980; ANDRADE, 1987), de modo que as estafilococcias adquiram
características de doença profissional, sendo bastante comuns as infecções clínico-
odontológicas causadas por este microrganismo (BUSATO et. al., 1998).
Os
S. aureus pode ser encontrado em várias partes do corpo, como fossas
nasais, garganta, intestinos e pele, sendo que a cavidade nasal tem sido apontada
como a área mais freqüentemente positiva e a mais importante fonte do mesmo
(OLIVEIRA SANTOS, 1987). As taxas de portadores nasais situam-se entre 20 a 50%
29
dos indivíduos normais, podendo ser influenciadas pela técnica da colheita e análise
bacteriológica das amostras e pela duração do período de observação.
As mãos também têm sido consideradas uma importante fonte de amostras de
Staphylococcus aureus e tem sido um dos principais meios de transmissão da bactéria,
no ambiente hospitalar, de um paciente infectado para outro suscetível, de um paciente
infectado para o executor dos cuidados e do executor dos cuidados para um paciente
suscetível, contribuindo sensivelmente para o aumento das fontes e reservatórios de
amostras resistentes (BUSATO et. al., 1998).
Estudo do papel epidemiológico das mãos, na transmissão de infecções entre
profissionais que exercem atividade odontológica, tem reconhecido a importância
potencial das mesmas como fonte de eventuais infecções dentro do consultório
odontológico (OLIVEIRA SANTOS, 1990), bem como a possível relação entre as
amostras isoladas de diferentes áreas anatômicas de um mesmo individuo,
principalmente entre as da cavidade nasal e mãos, sugerindo que a maior parte dos
estafilococos das mãos é de origem nasal (OLIVEIRA SANTOS, 1987).
De acordo com ANDERSON, ARNSTEIN & LESTER (1965), o portador é
considerado a mais silenciosa, porém, a mais perigosa fonte de microrganismos
responsáveis por infecções, não havendo outra forma de reconhecê-lo, se não a
adoção de métodos laboratoriais. Distingue-se, entre esses indivíduos, os que nunca
apresentaram os sintomas da doença (portadores passivos) e aqueles que já os
apresentaram no passado ou poderão vir a tê-los no futuro (portadores ativos)
(FORATTINI, 1986).
A transmissão do
Staphylococcus pode se dar pelo contato direto que pressupõe
uma superposição, ou pelo indireto, através de aerossóis, secreções, poeira, fômites,
água e alimentos, cuja transferência envolve um intermediário no qual o microrganismo
permanece ate ser transferido ao hospedeiro. A transmissão de pessoa a pessoa
(infecção cruzada) é uma forma de contato direto e as portas de entrada para o acesso
do agente infeccioso no novo hospedeiro são os orifícios naturais, as mucosas, a pele
ou solução de continuidade existente nesta.
30
Outra fonte de contaminação importante, no ambiente odontológico, é a
superfície da cadeira odontológica, devido aos agentes patogênicos serem transferidos
da cavidade bucal do paciente para esta superfície, através do contato direto dos
dedos, instrumentos e respingos de sangue e saliva (AUTIO, 1980). Esta contaminação
agrava-se, no consultório, pelo uso de equipamentos que produzem aerossóis, através
dos quais os microrganismos podem ser lançados e espalhados até aproximadamente
um metro ao redor do campo operatório. Assim, equipamentos odontológicos (refletor,
cadeira, sugador, aparelho de Rx, etc) e acessórios (caneta de alta rotação, caneta de
baixa rotação, seringa tríplice, ponta de ultra-som e foto polimerizador), dentro e ao
redor da área operatória podem se tornar contaminados (NORO, 1998).
Prevenir e controlar a infecção cruzada no consultório odontológico são hoje
exigências e direitos do cliente e, sobretudo, uma declaração de respeito à equipe de
trabalho. Dessa forma, é essencial que haja conscientização para que aconteçam
mudanças na conduta dos profissionais, levando-os a adotarem medidas de
biossegurança para todos os clientes atendidos e em todas as ocasiões de tratamento,
como forma de impedir que a própria equipe de saúde atue como vetor de propagação
de infecção, colocando em risco a sua saúde, da auxiliar e da comunidade (CARMO,
2003).
31
3. OBJETIVOS
Este trabalho objetiva trazer uma contribuição aos estudos relacionados à
infecção cruzada, por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, dentro do
ambiente dos consultórios odontológicos, destacando as principais fontes de
contaminação e o provável risco a que os profissionais e pacientes estão expostos.
O alcance desta meta terá como base:
1. Pesquisar cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis em
tubulação de água de consultórios odontológicos.
2. Determinar a contagem total em UFC/mL de
Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis, isoladas da tubulação de água, utilizando filtro
Millipore
®
de 0,55µm de porosidade.
3. Isolar e identificar cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis em fômites (assento (encosto da cabeça), refletor, maçaneta,
seringa tríplice, caneta de alta rotação, caneta de baixa rotação, Profi – dent,
aparelho de Rx e fotopolimerizador) de consultórios odontológicos.
4. Isolar e identificar cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis nas mãos direita e esquerda e cavidade nasal de dentistas,
auxiliares e pacientes.
5. Determinar a suscetibilidade das cepas de
Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis isoladas frente a diferentes antibióticos.
32
4. MATERIAIS E MÉTODOS
4.1. LOCAL DE COLHEITA DAS AMOSTRAS
Para a realização deste estudo de levantamento epidemiológico, de caráter
descritivo, foram selecionados aleatoriamente, 40 consultórios odontológicos,
localizados nos diferentes bairros da cidade de Barretos, SP, situados em pontos
estratégicos, de modo que a amostragem de água, fômites e áreas anatômicas
analisadas, representassem todo o município, durante o período de janeiro a julho de
2005 (Figura 2).
Unidade básica de
saúde
Convênios
Particular
Unidade básica de
saúde
Convênios
Particular
Figura 2. Distribuição, por área, dos 40 consultórios odontológicos selecionados para a
Colheita das amostras.
Os consultórios analisados foram divididos conforme a quantidade presente em
cada região e da autorização do cirurgião-dentista para a realização da coleta. Do total
33
dos consultórios pesquisados, 14 pertenciam a convênios, nove ao Sistema Único de
Saúde (SUS) e 17 a consultórios particulares (Figura 3).
CIDADE DE BARRETOS
40 CONS ULTÓRIOS ODONTOLÓGICOS
14 CONVÊNIOS 9 UBS 17 PARTICULARES
CIDADE DE BARRETOS
40 CONS ULTÓRIOS ODONTOLÓGICOS
14 CONVÊNIOS 9 UBS 17 PARTICULARES
Figura 3. Delineamento de estudo dos consultórios odontológicos, por tipo de
atendimento, localizados na cidade de Barretos – SP.
4.2. AMOSTRAGEM DE ÁGUA
Foram analisadas 160 amostras de águas distribuídas em quatro pontos distintos
(caneta de alta rotação, torneira de lavagem das mãos, reservatório e seringa tríplice),
sendo que os equipos não foram submetidos à desinfecção prévia e as coletas foram
realizadas no período da tarde, após quatro horas de uso do equipo. Em cada
consultório escolhido para a pesquisa, foram analisados: tipo de reservatório (sobre o
chão ou garrafa de plástico tipo Pet), fonte da água (filtrada, sistema de abastecimento
municipal ou destilada), e tempo de uso do equipo (Figura 4 e Anexo 5).
34
Figura 4. Tipos de reservatórios utilizados nos consultórios odontológicos. A =
reservatório de chão, B = garrafa tipo Pet.
CIDADE DE BARRETOS
40 CONS ULTÓRIOS ODONTOLÓGICOS
14 CONVÊNIOS 9 UBS 17 PARTICULARES
11 garrafa Pet 3 reservatório de chão
8 água filtrada 6 água da torneira
9 reservatório de chão
9 água da torneira
17 garrafa tipo Pet
17 água filtrada
CIDADE DE BARRETOS
40 CONS ULTÓRIOS ODONTOLÓGICOS
14 CONVÊNIOS 9 UBS 17 PARTICULARES
11 garrafa Pet 3 reservatório de chão
8 água filtrada 6 água da torneira
9 reservatório de chão
9 água da torneira
17 garrafa tipo Pet
17 água filtrada
Figura 5. Delineamento de estudo dos 40 consultórios odontológicos analisados, em
relação ao tipo de reservatório e fonte da água utilizada para o
abastecimento.
35
4.2.1. Colheita Das Amostras De Água
Foram colhidas 200mL de cada amostra, que foram acondicionadas em frascos
com capacidade de 250 mL, previamente esterilizados, com tampa rosqueável e
identificados. As amostras foram colhidas pelo mesmo pesquisador e no mesmo
período. Para colher as águas dos reservatórios sobre o chão foram utilizadas seringas
descartáveis de 20mL estéreis, e as garrafas Pet foram esvaziadas no próprio frasco de
coleta até completar o volume de 200 mL. As amostras de águas colhidas das canetas
de alta rotação foram realizadas, acionando o pedal e vertendo o fluxo no frasco de
coleta, sendo que o primeiro fluxo foi desprezado por 30 segundos. A água da seringa
tríplice foi drenada, diretamente, dentro do frasco de coleta após o acionamento da
mesma, sendo que as amostras da torneira foram colhidas, diretamente, no frasco. Em
todas as amostras de água foram adicionados 0,5 mL de tiossulfato de sódio, na
concentração final de 10mg/L para que houvesse precipitação dos sais e íons da água
(APHA-AWWA-WEF, 1999) (Figura 6). Em momento algum, os frascos de coleta,
tocaram as superfícies dos pontos de coleta. As amostras foram armazenadas em
caixas de isopor com gelo e transportadas, em um período de duas horas, para o
laboratório de microbiologia do Departamento de Patologia Veterinária da FCAVJ-
UNESP.
No laboratório, todo o experimento foi realizado em câmara de fluxo laminar. As
amostras de água foram filtradas em filtro Millipore® de 0,55 µm, num total de 200mL
(APHA-AWWA-WEF, 1999). Em seguida, cada filtro foi depositado no centro de placas
de Petri, contendo
Ágar Staphylococcus medium 110 que foram incubadas em estufa à
temperatura de 37ºC por 24- 48 horas.
Após a incubação das placas, contendo os filtros das amostras de água, foi
realizada a contagem de bactérias na forma de unidades formadoras de colônia
(ufc/mL). Para a contagem, utilizou-se um contador de colônias modelo EC. 550A
(Phoenix).
36
Figura 6. Colheita de amostra de água da Caneta de alta rotação (A), seringa tríplice
(B), torneira de lavagem das mãos (c) e do reservatório de chão (D).
CD
4.2.2. Análise bacteriológica quantitativa da água
As análises, bacteriológicas quantitativas da água em ufc/mL, foram feitas,
utilizando filtro Millipore
®
de 0,55µm e seguiram as recomendações do Standard
Methods for the Examination of Water and Wastewater (1999).
4.3. AMOSTRAGEM DE FÔMITES
Foram analisadas 300 amostras de fômites distribuídas em nove pontos distintos:
assento (encosto da cabeça), refletor, maçaneta, seringa tríplice, caneta de alta
rotação, caneta de baixa rotação, Profi – dent, aparelho de Rx e fotopolimerizador,
37
sendo que os equipos não foram submetidos à desinfecção prévia e as coletas foram
realizadas no período da tarde, após quatro horas de uso do equipamento.
4.3.1. Colheita das amostras de fômites
D
Para a colheita das amostras, foi utilizado suabe umedecido em 3 mL de caldo
BHI (Brain Heart Infusion) esterilizado, contido em tubo de ensaio com tampa
rosqueável, para cada amostra. Em seguida, o suabe era passado, por três vezes em
linhas distintas, sobre a superfície do assento (encosto da cabeça), refletor, maçaneta,
seringa tríplice, caneta de alta rotação, caneta de baixa rotação, Profi – dent, aparelho
de Rx e fotopolimerizador, sendo em seguida acondicionado no tubo de ensaio (figura 7
e 8). Após a colheita, os tubos com as amostras foram colocados em caixa de isopor, e
transportadas, em um período de duas horas, para laboratório de microbiologia do
Departamento de Patologia Veterinária da FCAVJ-UNESP.
B
Os tubos de ensaio, contendo os suabes, foram incubados a 37ºC por 24 horas.
Após este período de incubação, os tubos com crescimento bacteriano foram semeados
pela técnica de esgotamento em placas, contendo Ágar
Staphylococcus medium 110
que foram incubadas a 37
o
C por 24-48 horas. Três colônias típicas de cada uma das
placas foram usadas para fazer esfregaços em lâminas para a realização da coloração
de Gram.
A
C
B
D
A
C
B
D
Figura 7. Locais de colheitas de fômites: A = assento (encosto da cabeça), B = refletor,
C = maçaneta, D = seringa tríplice.
38
A
B
C
DE
A
B
C
DE
Figura 8. Locais de colheitas de fômites: A = caneta de alta rotação, B = caneta de
baixa rotação, C = fotopolimerizador, D = Prof – Dent, E = aparelho de Rx.
4.4. AMOSTRAGEM DOS PROFISSIONAIS, AUXILIARES E PACIENTES.
Foram analisadas, também, 360 amostras das mãos (direita e esquerda) e da
cavidade nasal de 41 dentistas, 47 auxiliares e 50 pacientes que se encontravam nos
consultórios no dia e na hora das coletas, sendo que as áreas anatômicas não foram
submetidas à anti-sepsia prévia e as coletas foram realizadas no período da tarde, após
quatro horas de trabalho dos profissionais (anexo5).
Para a realizacao das coletas foi aplicado um termo de autorização para a coleta
das amostras dos dentistas (anexo 2), auxiliar (anexo3) e paciente (anexo4).
39
4.4.1. Colheita das amostras dos profissionais, auxiliares e pacientes.
As amostras das mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes
foram obtidas, sempre, pelo mesmo pesquisador, sendo que as amostras da cavidade
nasal foram colhidas com zaragatoas estéreis, umedecidas em solução fisiológica,
através de atrito com movimentos circulares em ambos os vestíbulos nasais, por três
vezes e as amostras das mãos, foram colhidas com suabe embebido em caldo BHI,
friccionando-se por três vezes entre os dedos e ranhuras das palmas das mãos (figura
9).
B
Após a colheita, os tubos com as amostras foram colocados em caixa de isopor,
e transportadas, em um período de duas horas, para laboratório de microbiologia do
Departamento de Patologia Veterinária da FCAVJ-UNESP.
Os tubos de ensaio, contendo os suabes, foram incubados a 37ºC por 24 horas.
Após este período de incubação, os tubos com crescimento bacteriano foram semeados
pela técnica de esgotamento em placas, contendo Ágar
Staphylococcus medium 110
que foram incubadas a 37
o
C por 24-48 horas. Três colônias típicas de cada uma das
placas foram usadas para fazer esfregaços em lâminas para a realização da coloração
de Gram.
A
AB
C
AB
C
B
Figura 9. Locais de colheitas das mãos direita e esquerda e da cavidade nasal dos
dentistas, auxiliares e pacientes: A = Colheita entre os dedos das mãos, B =
colheita nas ranhuras das mãos, C = colheita da cavidade nasal.
40
4.5. IDENTIFICAÇÃO DAS AMOSTRAS DE Staphylococcus spp
Todos os meios de cultura utilizados, neste estudo, estão descritos, com
sua formulação e modo de preparo, no anexo 1.
4.5.1. Coloração de Gram
Colônias suspeitas de pertencerem ao gênero
Staphylococcus, com pigmentação
branca ou amarela e com colônias brilhantes, formadas sobre o meio de cultura foram
coradas pelo método de Gram, para observação de suas características morfotintoriais.
Com uma alça de platina, foi colhido um pequeno inóculo da cultura estocada e
feito um esfregaço em lâmina de vidro e fixado pelo calor. Em seguida, o esfregaço foi
corado pelo método de Gram. Após o esfregaço corado, a lâmina foi observada em
microscópio óptico com objetiva de imersão (10x).
4.5.2. Provas bioquímicas
As colônias, com características morfotintoriais positivas para o gênero
Staphylococcus foram submetidas a testes de identificação bioquímica por meio das
provas de coagulase, catalase, hemólise, fermentação do manitol e Dnase.
4.5.3. Prova da coagulase
4.5.3.1. Prova da coagulase em tubo (coagulase livre)
A prova de coagulase livre foi realizada pela técnica descrita por SPERBER &
TATINI (1975).
Uma alçada de cada cultura estoque foi repicada em tubos de ensaio, contendo
2 mL de caldo BHI (Oxoid) e incubado a 37
o
C durante 24 horas. Em seguida, foram
misturados 0,5 mL do caldo incubado e 0,5 mL de plasma de coelho com EDTA em
41
tubos de hemólise. Os tubos, após homogeneização, foram colocados em banho-maria
a 37
o
C. A leitura foi realizada após 2, 4, 6 e 24 horas de incubação. A formação de
fibrina ou qualquer grau de coagulação foi considerado resultado positivo para esta
prova.
4.5.3.2. Prova da coagulase em lâmina.
Sobre uma lâmina de microscopia, limpa e seca, foram depositadas uma alçada
da cultura e uma gota de plasma de coelho com EDTA e misturadas. Uma reação
positiva, demonstrando a presença de coagulase ligada ou fator de aglutinação “fator
clumping” na superfície bacteriana, foi indicada pela aglutinação das bactérias no
intervalo de 1 minuto (QUINN et al., 2005).
4.5.4.. Prova da catalase
Sobre uma lâmina de microscopia, limpa e seca foi depositada uma gota de água
oxigenada a 10% e misturada a uma alçada da cultura estocada. O desprendimento de
gás com formação de bolhas foi considerado resultado positivo para esta prova. Para
melhor visualização do desprendimento de gás, as lâminas foram colocadas sobre um
fundo escuro (PALAZZO, 2000).
Visto que algumas bactérias são capazes de decompor o peróxido de hidrogênio
mais rápida, a formação de algumas bolhas diminutas, após 20 a 30 segundos, não foi
considerada uma prova positiva.
4.5.5. Prova da hemólise
Três a quatro colônias foram semeadas por picada em Ágar sangue, contendo
sangue de carneiro desfibrinado. As placas foram incubadas a 37
o
C por 24-48 horas. A
formação de um halo ao redor das colônias foi considerada como resultado positivo
para esse teste.
42
4.5.6. Prova da fermentação do manitol
As colônias positivas ao teste da catalase foram repicadas em tubos de hemólise
contendo 2 mL de Ágar Sal Manitol (Oxoid), distribuído de forma inclinada e, incubados
por 24-48 horas em estufa a 37
o
C. A mudança da cor vermelha para a cor amarela foi
considerada como resultado positivo para esse teste.
4.5.7. Prova da desoxiribonuclease (Dnase)
Uma alçada da cultura estoque foi repicada em placas de Petri contendo 20 mL
de Dnase Test Ágar (Biolife). Em cada placa foram semeadas quatro amostras de
cultura estoque e, após incubação a 37
o
C por 24 horas, a placa foi inundada por 5 mL
de uma solução de HCl 1 N, visando a precipitação do DNA íntegro. As leituras foram
realizadas após 10 minutos. A formação de um forte halo claro, ao redor da colônia, foi
considerado resultado positivo (BOERLIN & KUHNERT, 2001).
4.6. AMOSTRAS DE REFERÊNCIAS POSITIVAS
As amostras de referências positivas utilizadas neste trabalho foram:
S. aureus
ATCC 6538 e S. epidermidis ATCC 12228 (Fundação André Tosello – Campinas – SP).
4.7. TESTE DE SENSIBILIDADE A ANTIMICROBIANOS (ANTIBIOGRAMA)
Para a seleção dos antibióticos utilizados, neste estudo, foi aplicado um
questionário aos Cirurgiões-Dentistas responsáveis pelo consultório (Anexo 4).
Todos os isolados foram testados pelo método de difusão em disco, de acordo
com as recomendações da NCCLS (National Committee for Clinical Laboratory
Standards) (2002) para a susceptibilidade dos seguintes antibióticos: ampicilina (10µg),
amoxicilina (20µg), amoxicilina + ácido clavulânico (10µg), azitromicina (15µg),
43
cefazolina (30µg), clindamicina (2µg), cloranfenicol (30µg), ciprofloxacina (5µg),
novobiocina (10µg), oxacilina (6µg) e vancomicina (30µg).
Todas as cepas foram inoculadas em tubos contendo 2 mL de caldo BHI e
incubados à temperatura de 37°C por 6 horas, seguindo a escala de Malfahlan. Em
seguida, o caldo era vertido sobre uma placa de Pétri contendo ágar Muller-Hinton,
tomando-se o cuidado de espalhar todo o conteúdo sobre a superfície do ágar e
removendo o excesso do inóculo com filtro de papel. Sobre o ágar de cada placa
semeada foram depositados três discos de antibióticos, tomando-se o cuidado de deixar
um espaço eqüidistante entre eles. Essas placas foram incubadas a 37°C por 24 horas.
Após esse período, foi medido o diâmetro dos halos e comparados com a tabela do
fabricante dos discos.
4.8. ANÁLISE ESTATÍSTICA
Todos os resultados foram submetidos ao “Teste exato de Fisher”, aos níveis de
1 e 5% de probabilidade para determinar se as diferenças observadas eram
significativas (SAS, 1999).
44
5. RESULTADOS
5.1. AMOSTRAGEM DE ÁGUA
Foram estudadas de janeiro a julho de 2005, 160 amostras de água de
consultórios odontológicos. Do total de amostras analisadas, foram isoladas 91 (57%)
cepas de
Staphylococcus ssp. Destas amostras isoladas, 77 (85%) foram positivos para
S. aureus e 14 (15%) para S. epidermidis.
Dos 14 consultórios pertencentes a convênios, oito utilizavam água filtrada e seis
utilizavam água da torneira da rede de abastecimento municipal, 11 utilizavam garrafa
Pet de 500 mL e três utilizavam reservatórios sobre o chão. Os nove consultórios do
sistema único de saúde utilizavam água da torneira proveniente da rede de
abastecimento municipal e reservatórios individuais sobre o chão, de 2000 mL. Os 17
consultórios particulares utilizavam água filtrada e garrafa Pet de 500 mL como
reservatório.
Dos 40 consultórios estudados, 15 (38%) utilizavam reservatório de chão e 25
(62%) utilizavam garrafas tipo Pet (figura 10). Dentre os reservatórios, 19 (47%) foram
abastecidos com água da torneira, 17 (43%) com água filtrada e 4 (10%) água destilada
(Figuras 10 e 11).
N
Chão
Pet
25
62%
15
38%
Figura 10. Número, porcentagem e tipo de reservatório analisado nos 40 consultórios
odontológicos de Barretos-SP no período de janeiro a julho de 2005.
45
N
Torneira
Filtrada
destilada
17
43%
4
10%
19
47%
Figura 11. Número, porcentagem e tipo de amostras de água colhidas dos reservatórios
dos 40 consultório odontológicos de Barretos-SP e analisadas no período
de janeiro a julho de 2005.
Não foi observada diferença, estatisticamente, significativa entre as amostras
colhidas dos reservatórios de chão e garrafa tipo Pet, sendo que a contaminação deste
local independe da água utilizada (torneira, filtrada ou destilada) (tabela 1).
Em relação ao tempo de uso dos consultórios, oito (20,0%) tinham menos de
cinco anos de uso e 32,0 (80%) mais de cinco anos. Assim é coerente afirmar, pelo
Teste Exato de Fisher, que a contaminação dos equipos pela água independe do tempo
de uso do consultório.
Quanto à procedência das 91 cepas analisadas, foram isoladas 32 (35%)
amostras de caneta de alta rotação, 24 (26%) de seringa tríplice, 19 (21%) de água de
torneira para lavagem das mãos e 16 (18%) amostras de reservatório de chão e garrafa
PET. Os locais mais contaminados foram os consultórios de atendimento de convênio,
seguido das unidades básicas de saúde e consultórios particulares (tabela 1).
46
Tabela 1. Número e porcentagem de amostras de água e tipo de consultório,
contaminados, por
Staphylococcus spp, por local de coleta, nos 40
consultórios odontológicos de Barretos-SP, durante o período de janeiro a
julho de 2005.
Amostras analisadas Local de coleta
Número %
Caneta de alta rotação
*
:
Convênios
UBS
Particular
12/14
7/9
13/17
86
77
76
Torneira:
Convênios
UBS
Particular
7/14
4/9
8/17
50
44
47
Reservatório:
Convênios
UBS
Particular
6/14
4/9
6/17
43
45
35
Seringa tríplice
*
:
Convênios
UBS
Particular
10/14
5/9
9/17
71
56
53
*
Significativos pelo Teste Exato de Fisher, p < 0,01
47
Na tabela 2, observam-se os resultados da contagem de Staphylococcus spp em
ufc/mL das amostras de água que foram comparadas ao padrão máximo de 200 ufc
/mL recomendadas pela American Dental Association (ADA). Do total de amostras
analisadas, 65 (72%) estavam dentro dos padrões preconizados pela ADA e 26 (28%)
não atenderam aos padrões de potabilidade.
Tabela 2: Número de amostras de água contaminadas com cepas de
Staphylococcus
spp, de acordo com os níveis de contaminação, em ufc/mL, nos 40
consultórios odontológicos de Barretos-SP, durante o período de janeiro a
julho de 2005.
Nível de contaminação em ufc/mL
Local de coleta
0 – 200 ufc/mL
Número %
201 – 2000 ufc/mL
Número %
Alta Rotação 22 24 10 10
Torneira 13 15 6 7
Reservatório 12 13 4 4
Seringa Tríplice 18 20 6 7
TOTAL 65 72 26 28
Em relação ao perfil de sensibilidade e resistência aos antibióticos, pode-se
observar que 97% das amostras de
S. aureus foram sensíveis à Ciprofloxacina, 92% ao
amoxil + ácido clavulânico e 91% à Vancomicina e 78% das amostras foram resistentes
à oxacilina e à clindamicina (tabela 3).
Para o perfil estudado de
S. epidermidis, os antibióticos vancomicina e
ciprofloxacina apresentaram maior eficiência (100%), sendo que a oxacilina (79%) e a
clindamicina (71%) foram os antibióticos que apresentaram menor eficiência.
48
Tabela 3: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos das amostras de água
contaminadas com cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis,
isoladas de 40 consultórios odontológicos da cidade de Barretos-
SP.
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Antimicrobiano S % R % S % R %
Ampicilina 28 36 49 64 7 50 7 50
Amoxicilina 33 43 44 57 4 29
10
71
Cloranfenicol 57 74 20 26 10 71 4 29
Novobiocina 46 60 31 40 8 57 6 43
Oxacilina 17 22
60
78 3 21
11
79
Vancomicina 70 91 7 9
14
100 0 0
Clindamicina 17 22
60
78 4 29
10
71
Azitromicina 65 84 12 14 8 57 6 43
Ciprofloxacina
75
97 2 3
14
100 0 0
Cefazolina 63 82 14 18 10 71 4 29
Amoxil + Acido
Clavulânico
71
92 6 8 10 71 4 29
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência.
5.2. AMOSTRAGEM DE FÔMITES
Foram estudadas 300 amostras de fômites, distribuídas em nove pontos distintos
de 40 consultórios odontológicos. Do total de amostras analisadas, foram isoladas 218
(73%) cepas de
Staphylococcus spp. Destas amostras isoladas, 201 (92%) foram
positivos para
S. aureus e 17 (8%) para S. epidermidis.
Dentre os consultórios analisados, os de atendimento particular apresentaram o
maior nível de contaminação (39%) seguido dos consultórios de atendimento de
convênio (36%) e unidades básicas de saúde (25%) (tabela 4).
49
Tabela 4. Número e porcentagem de amostras de fômites, contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, por tipo de
atendimento, colhidas de consultórios odontológicos de Barretos-SP.
Amostras contaminadas
Tipo de Atendimento
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
Convênio 76 35 2 1
UBS 45 21 8 4
Particular 80 36 7 3
Total 201 92 17 8
5.2.1. Amostras dos consultórios de convênios
Quanto à procedência das cepas isoladas de
Staphylococcus aureus analisadas
nos consultórios tipo convênio, foram observados índices de contaminação,
estatisticamente, significativos, pelo Teste Exato de Fisher, nos seguintes fômites:
assento (100,0%), aparelho de Rx (100,0%), fotopolimerizador (100,0%) e laser
(100,0%), sendo que 78% das superfícies do refletor, maçaneta e caneta de alta
rotação apresentaram contaminação.
Os locais mais contaminados por
Staphylococcus epidermidis foram: refletor
(7,0%) e seringa tríplice (7,0%) (Tabela 5).
50
Tabela 5. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis colhidas de diferentes
locais nos 14 consultórios odontológicos tipo convênio da cidade de
Barretos – SP, durante o período de janeiro a julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
Assento
*
14/14 100 0/14 0
Refletor 11/14 78 1/14 7
Maçaneta 11/14 78 0/14 0
Seringa tríplice 7/14 50 1/14 7
Alta rotação 11/14 78 0/14 0
Baixa rotação 10/14 71 0/14 0
Prof - dent 6/9 67 0/14 0
Rx
*
4/4 100 0/14 0
Fotopolimerizador
*
1/1 100 0/14 0
Caneta de laser
*
1/1 100 0/14 0
• Significativos pelo Teste Exato de Fisher, p < 0,01
Em relação ao perfil de sensibilidade e resistência aos antibióticos das cepas
isoladas de fômites, pode-se observar que 95,0% das amostras de
S. aureus foram
sensíveis à Ciprofloxacina, 80% à Vancomicina e 68% ao amoxil + ácido clavulânico e
79% das amostras foram resistentes à oxacilina, 78% à ampicilina e 70% à amoxicilina
(Tabela 6).
51
Para o perfil estudado de S. epidermidis, os antibióticos vancomicina e
ciprofloxacina apresentaram maior eficiência (100%), sendo que a oxacilina (100,0%) e
a clindamicina (100,0%) foram os antibióticos que apresentaram menor eficiência
(Tabela 6).
Tabela 6:
Perfil de sensibilidade e resistência das cepas de Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis, isoladas de 14 consultórios odontológicos, tipo
convênio, da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005,
frente a diferentes antimicrobianos.
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Antimicrobiano S % R % Total S % R % Total
Ampicilina 17 22
59
78 76 1 50 1 50 2
Amoxicilina 23 30
53
70 76 1 50
1
50 2
Cloranfenicol 51 77 25 33 76 1 50 1 50 2
Novobiocina 31 41 45 59 76 1 50 1 50 2
Oxacilina 16 21
60
79 76 0 0
2
100 2
Vancomicina
61
80 15 20 76
2
100 0 0 2
Clindamicina 24 32 52 68 76 0 0
2
100 2
Azitromicina 49 65 27 35 76 1 50 1 50 2
Ciprofloxacina
72
95 4 5 76
2
100 0 0 2
Cefazolina 43 57 33 43 76 1 50 1 50 2
Amoxil + Acido
Clavulânico
52
68 24 32 76 1 50 1 50 2
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência
5.2.2. Amostras de consultórios das unidades básicas de saúde
Quanto à procedência das cepas isoladas de
Staphylococcus aureus analisadas
nos consultórios das unidades básicas de saúde, foram observados índices de
contaminação, estatisticamente, significativos, pelo Teste Exato de Fisher, nos
52
seguintes fômites: aparelho de Rx (100%), maçaneta (78%), refletor (67%) e seringa
tríplice (67%).
Os locais mais contaminados por
Staphylococcus epidermidis foram: refletor
(22%), assento (11%), seringa tríplice (11%), caneta de alta rotação (11%) e caneta de
baixa rotação (11%). (Tabela 7).
Tabela 7. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de
diferentes locais, nos nove consultórios odontológicos das unidades básicas
de saúde de Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
Assento
5/9 56 1/9 11
Refletor 6/9 67 2/9 22
Maçaneta
*
7/9 78 0/9 0
Seringa tríplice 6/9 67 1/9 11
Alta rotação 4/1 45 1/9 11
Baixa rotação 5/9 56 1/9 11
Prof - dent 4/6 67 0/6 0
Rx
*
6/6 100 0/9 0
Fotopolimerizador
*
2/4 50 2/4 50
*
Significativos pelo Teste Exato de Fisher, p < 0,01
Quanto ao perfil de sensibilidade e resistência aos antibióticos das cepas
isoladas de fômites, pode-se observar que 91,0% das amostras de
S. aureus foram
sensíveis à Ciprofloxacina e 87% à Vancomicina. Em relação a resistência, 80% das
amostras foram resistentes à oxacilina e 67% à amoxicilina (Tabela 8).
53
Para o perfil estudado de S. epidermidis, os antibióticos ciprofloxacina (100,0%)
e vancomicina (88,0%) apresentaram maior eficiência, sendo que a oxacilina (62,0%) foi
o antibiótico que apresentou menor eficiência (Tabela 8).
Tabela 8: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, isoladas de 9
consultórios odontológicos da unidade básica de saúde da cidade de
Barretos-SP, no período de Janeiro a julho de 2005.
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Antimicrobiano S % R % Total S % R % Total
Ampicilina 16 35 29 65 45 6 75 2 25 8
Amoxicilina 15 33
30
67 45 7 88 1 12 8
Cloranfenicol 34 66 11 24 45 6 75 2 25 8
Novobiocina 25 36 20 44 45 6 75 2 25 8
Oxacilina 9 20
36
80 45 3 38
5
62 8
Vancomicina
39
87 6 13 45 7 88 1 12 8
Clindamicina 16 36 29 64 45 5 63 3 37 8
Azitromicina 30 67 15 33 45 6 75 2 25 8
Ciprofloxacina
41
91 4 9 45
8
100 0 0 8
Cefazolina 31 69 14 31 45 7 88 1 12 8
Amoxil + Acido
Clavulânico
29 65 16 35 45 7 88 1 12 8
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência.
5.2.3. Amostras de consultórios particulares
Quanto à procedência das cepas isoladas de
Staphylococcus aureus analisadas
nos consultórios particulares, foram observados índices de contaminação,
estatisticamente, significativos, pelo Teste Exato de Fisher, nos seguintes fômites:
aparelho de Rx (100%), assento (88%), fotopolimerizador (80%) e maçaneta (76,0%).
54
Os locais mais contaminados por Staphylococcus epidermidis foram: seringa
tríplice (18%), caneta de alta rotação (18%) e maçaneta (6%) (Tabela 9).
Tabela 9. Número e porcentagem de amostras de fômites contaminadas por
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de
diferentes locais, nos 17 consultórios odontológicos particulares de
Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
Assento
*
15/17 88 0/17 0
Refletor 9/17 53 0/17 0
Maçaneta
*
13/17 76 1/17 6
Seringa tríplice 8/17 47 3/17 18
*
Alta rotação 9/17 53 3/17 18
*
Baixa rotação 10/17 59 0/17 0
Prof - dent 6/11 55 0/11 0
Rx
*
6/6 100 0/6 0
Fotopolimerizador
*
5/4 80 0/4 0
*
Significativos pelo Teste Exato de Fisher, p < 0,01
Quanto ao perfil de sensibilidade e resistência aos antibióticos das cepas
isoladas de fômites, pode-se observar que 99,0% das amostras de
S. aureus foram
sensíveis a Ciprofloxacina e 88% a Vancomicina. Em relação à resistência, 69% das
amostras foram resistentes à oxacilina e 60% à clindamicina (Tabela 10).
As amostras de
S. epidermidis isoladas apresentaram 100% de sensibilidade aos
antibióticos ciprofloxacina amoxil + ácido clavulânico e 57% das amostras foram
resistentes aos antibióticos ampicilina, amoxicilina e clindamicina (Tabela 10).
55
Tabela 10: Perfil de sensibilidade e resistência aos antimicrobianos, das cepas de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus epidermidis, isoladas de 17
consultórios odontológicos particulares da cidade de Barretos-SP, no período
de Janeiro a julho de 2005.
Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Antimicrobiano S % R % Total S % R % Total
Ampicilina 38 47 42 53 80 3 43
4
57 7
Amoxicilina 39 49 41 51 80 3 43
4
57 7
Cloranfenicol 64 80 16 20 80 5 71 2 29 7
Novobiocina 56 70 24 30 80 5 71 2 29 7
Oxacilina 25 31 55 69 80 4 57 3 43 7
Vancomicina
70
88 10 12 80 6 86 1 14 7
Clindamicina 32 40
48
60 80 3 43
4
57 7
Azitromicina 61 76 19 24 80 6 86 1 14 7
Ciprofloxacina
79
99 1 1 80
7
100 0 0 7
Cefazolina 51 64 29 36 80 5 71 2 29 7
Amoxil + Acido
Clavulânico
61 76 19 24 80
7
100 0 0 7
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência
5.3. AMOSTRAGEM DE DENTISTAS, AUXILIARES E PACIENTES.
Foram estudadas 360 amostras de áreas anatômicas, distribuídas em mãos
direita e esquerda e cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes de 40
consultórios odontológicos . Do total de amostras analisadas, foram isoladas 255 (70%)
cepas de
Staphylococcus spp. Destas amostras isoladas, 227 (89%) foram positivos
para
S. aureus e 28 (11%) para S. epidermidis.
56
5.3.1. Amostras dos consultórios de convênios
Na tabela 11,
observa-se o número e a porcentagem de amostras de mãos e
cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus
aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de diferentes locais nos 14 consultórios
odontológicos tipo convênio de Barretos-SP.
Do total de cepas pesquisadas de
Staphylococcus aureus, 93% foram isoladas
da cavidade nasal dos dentistas, 64% da cavidade nasal das auxiliares e 78% da
cavidade nasal dos pacientes.
Para as cepas de
Staphylococcus epidermidis pesquisadas, 14% foram isoladas
da mão direita dos dentistas e 7% das mãos direita e esquerda da auxiliar.
Em relação ao perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
dentistas, pode-se observar que tanto as amostras da mão direita (36,0%), da mão
esquerda (57%) quanto da cavidade nasal (93%) foram resistentes a oxacilina (Tabela
12).
Em relação ao perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas das
auxiliares, pode-se observar que 43% das amostras isoladas da mão direita foram
resistentes à amoxicilina e oxacilina. Para a mão esquerda, 50% das amostras foram
resistentes para a clindamicina e oxacilina, já em relação à cavidade nasal, 79% das
amostras foram resistentes a amoxicilina e 64% a oxacilina (Tabela 12).
Em relação ao perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
pacientes, pode-se observar que tanto as amostras da mão direita (50,0%), da mão
esquerda (57%), quanto da cavidade nasal (71%) foram resistentes a clindamicina
(Tabela 12).
57
Tabela 11. Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade nasal de dentistas,
auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 14 consultórios
odontológicos, tipo convênio, de Barretos – SP, durante o período de janeiro
a julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
MD 6/14 43 2/14 14
Dentistas
*
ME 8/14 57 0/14 0
CN 13/14 93 1/14 7
MD 5/14 36 1/14 7
Auxiliares ME 7/14 50 1/14 7
CN
*
9/14 64 0/14 0
MD 5/14 36 0/14 0
Pacientes ME 8/14 57 0/14 0
CN
*
11/14 78 0/14 0
MD = mão direita ME = mão esquerda CN = cavidade nasal
*
Significativos pelo Teste
Exato de Fisher, p > 0,01.
58
Tabela 12: Perfil de resistência aos antimicrobianos, das cepas de Staphylococcus spp,
das mãos e cavidade nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes pesquisados,
nos 14 consultórios odontológicos tipo convênio da cidade de Barretos-SP, no
período de Janeiro a julho de 2005.
Antibiótico Dentista Auxiliar Paciente
MD ME CN MD ME CN MD ME CN
R % R % R % R % R % R % R % R % R %
Amp 2 14 6 43
11
79 5 36 5 3
6
7 50 5 36 5 3
6
6 43
Amo 2 14 6 43
11
79
6
43 5 3
6
11 79
4 29 5 3
6
6 43
Clo 2 14 1 7 5 36 1 7 3 2
1
1 7 2 14 4 2
9
3 21
Nov 4 29 3 21 10 71 2 14 2 1
4
7 50 3 21 2 1
4
5 36
Oxa
5
36
8
57
13
93
6
43 7 5
0
9 64 7
50 5 3
6
7 50
Van
0
0 1 7 2 14 4 29 1 7 2 14 1 7 2 1
4
2 14
Clin 5 36 6 43 10 71 5 36 7 5
0
8 57 7
50
8
5
7
10
71
Azi 3 21
0
0 8 57 2 14 4 2
9
2 14 2 14 2 1
4
3 21
Cip
0
0
0
0 1 7 1 7 0 0 0 0 0 0 1 7 0 0
Cef 3 21 2 14 6 43 3 21 4 2
9
5 36 3 21 5 3
6
5 36
Amoxil + Ac.
clav.
1 7 1 7 2 14 1 7 5 3
6
6 43 2 14 3 2
1
3 21
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência; MD =
mão direita; ME = mão esquerda; CN = cavidade nasal. Amp = ampicilina; Amo= amoxicilina;
Clo = cloranfenicol; Nov = novobiocina; Oxa = oxacilina; Van = vancomicina; Clin = clindamicina;
Azi = azitromicina; Cip = ciprofloxacina; Cef = cefalosporina; Am + Ac. clav = amoxicilina + ácido
clavulânico.
59
5.3.2. Amostras dos consultórios de unidade básica de saúde
Na tabela 13,
observa-se o número e a porcentagem de amostras de mãos e
cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus
aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de diferentes locais, nos nove
consultórios odontológicos das unidades básicas de saúde de Barretos-SP.
Do total de cepas pesquisadas de
Staphylococcus aureus, 90% foram isoladas
da cavidade nasal dos dentistas, 80% das mãos esquerdas dos dentistas, 56% das
mãos direita e esquerda da auxiliar e 63% da mão esquerda dos pacientes.
Para as cepas de
Staphylococcus epidermidis pesquisadas, 20% foram isoladas
da mão direita dos dentistas, 19% da cavidade nasal das auxiliares e 16% das
cavidades nasais dos pacientes.
Em relação ao perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
dentistas, pode-se observar que as amostras colhidas da mão direita (60,0%) foram
resistentes à amoxicilina, da mão esquerda (70,0%) foram resistentes à ampicilina e
amoxicilina, quanto a cavidade nasal 70,0% foram resistentes à ampicilina e 60% à
amoxicilina (Tabela 14).
Para o perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas das auxiliares,
pode-se observar que 50% das amostras isoladas da mão direita foram resistentes à
oxacilina. Para a mão esquerda, 69% das amostras foram resistentes à ampicilina,
amoxicilina e oxacilina, já em relação à cavidade nasal, 44% das amostras foram
resistentes à ampicilina (Tabela 14).
Ao analisar o perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
pacientes, pode-se observar que 32% das amostras colhidas da mão direita, foram
resistentes a amoxicilina e a oxacilina, 42% das amostras da mão esquerda foram
resistentes à ampicilina e 47% à oxacilina. Quanto as amostras da cavidade nasal, 58%
foram resistentes à clindamicina e 53% à oxacilina (tabela 14).
60
Tabela 13. Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade nasal de dentistas,
auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos nove
consultórios odontológicos das unidades básicas de saúde da cidade de
Barretos-SP, durante o período de janeiro a julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
MD 5/10 50 2/10 20
Dentistas ME
*
8/10 80 1/10 10
CN
*
9/10 90 1/10 10
MD 9/16 56 1/16 6
Auxiliares ME 9/16 56 0/16 0
CN
*
7/16 44 3/16 19
MD 8/19 42 1/19 6
Pacientes ME 12/19 63 1/19 6
CN
*
11/19 58 3/19 16
MD = mão direita ME = mão esquerda CN = cavidade nasal
*
Significativos pelo Teste
Exato de Fisher, p > 0,01.
61
Tabela 14: Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das mãos e cavidade
nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes pesquisados, nos 9 consultórios
odontológicos da unidade básica de saúde da cidade de Barretos-SP, no
período de Janeiro a julho de 2005, frente a diferentes antimicrobianos.
Antibiótico Dentista Auxiliar Paciente
MD ME CN MD ME CN MD ME CN
R % R % R % R % R % R % R % R % R %
Amp 5 50
7
7
0
7
70 6 37 11 69
7
4
4
5 2
6
8
42 9 47
Amo
6
60
7
7
0
6 60 6 37 11 69 5 3
1
6
3
2
6 32 8 42
Clo 3 30 2 2
0
2 20 2 12 4 25 2 1
2
3 1
6
2 11 3 16
Nov 3 30 1 1
0
3 30 4 25 4 25 6 3
7
3 1
6
3 16 8 42
Oxa 5 50 4 4
0
6 60
8
50 11 69 6 3
7
6
3
2
9
47
10
53
Van 1 10 3 3
0
1 10 1 6 1 6 4 2
5
2 1
1
1 5 3 16
Clin 5 50 5 5
0
5 50 5 31 6 37 5 3
1
5 2
6
7 37 11 58
Azi 3 30 1 1
0
2 20 2 12 2 12 4 2
5
2 1
1
2 11 5 26
Cip 0 0 2 2
0
1 10 1 6 0 0 1 6 2 1
1
0 0 3 16
Cef 5 50 5 5
0
4 40 4 25 8 50 4 2
5
2 1
1
6 32 6 32
Amoxil + Ac.
clav.
3 30 1 1
0
1 10 2 12 4 25 4 2
5
2 1
1
4 21 2 11
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência; MD =
mão direita; ME = mão esquerda; CN = cavidade nasal. Amp = ampicilina; Amo= amoxicilina;
Clo = cloranfenicol; Nov = novobiocina; Oxa = oxacilina; Van = vancomicina; Clin = clindamicina;
Azi = azitromicina; Cip = ciprofloxacina; Cef = cefalosporina; Am + Ac. clav = amoxicilina + ácido
clavulânico.
62
5.3.3. Amostras dos consultórios particulares
Na tabela 15,
observa-se o número e a porcentagem de amostras de mãos e
cavidade nasal de dentistas, auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus
aureus e Staphylococcus epidermidis, colhidas de diferentes locais, nos 17 consultórios
odontológicos particulares de Barretos-SP.
Do total de cepas pesquisadas de
Staphylococcus aureus, 73% foram isoladas
da cavidade nasal dos dentistas e das auxiliares, 67% da mão esquerda dos dentistas,
53 % da mão esquerda da auxiliar e 60% da mão esquerda do paciente.
Para as cepas de
Staphylococcus epidermidis pesquisadas, 13% foram isoladas
da mão direita dos dentistas, 20% da cavidade nasal das auxiliares e 20% da mão
direita dos pacientes.
Em relação ao perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
dentistas, pode-se observar que tanto as amostras colhidas da mão direita (41,0%)
quanto da mão esquerda (59,0%) foram resistentes à oxacilina, quanto à cavidade
nasal 41,0% foram resistentes à novobiocina (tabela 16).
Para o perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas das auxiliares,
pode-se observar que 41% das amostras isoladas da mão direita foram resistentes à
amoxicilina. Para a mão esquerda, 29% das amostras foram resistentes à oxacilina e
clindamicina, já em relação à cavidade nasal, 59% das amostras foram resistentes à
oxacilina (tabela 16).
Ao analisar o perfil de resistência aos antibióticos das cepas isoladas dos
pacientes, pode-se observar que 41% das amostras colhidas da mão direita foram
resistentes à clindamicina, 53% das amostras da mão esquerda foram resistentes à
oxacilina. Quanto às amostras da cavidade nasal, 41% foram resistentes à ampicilina,
amoxicilina e oxacilina (tabela 16).
63
Tabela 15. Número e porcentagem de amostras de mãos e cavidade nasal de dentistas,
auxiliares e pacientes contaminadas por
Staphylococcus aureus e
Staphylococcus epidermidis,
colhidas de diferentes locais, nos 17 consultórios
odontológicos particulares de Barretos-SP, durante o período de janeiro a
julho de 2005.
Amostras contaminadas
Local de colheita Staphylococcus aureus Staphylococcus epidermidis
Número % Número %
MD 5/17 33 2/17 13
Dentistas
*
ME 10/17 67 0/17 0
CN 11/17 73 0/17 0
MD 7/17 47 1/17 7
Auxiliares ME 8/17 53 0/17 0
CN
*
11/17 73 3/17 20
MD 8/17 53 3/17 20
Pacientes ME 9/17 60 1/17 7
CN
*
5/17 33 2/17 13
MD = mão direita ME = mão esquerda CN = cavidade nasal
*
Significativos pelo Teste
Exato de Fisher, p > 0,01.
64
Tabela 16: Perfil de resistência das cepas de Staphylococcus spp, das mãos e cavidade
nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes pesquisados, nos 17 consultórios
odontológicos particulares da cidade de Barretos-SP, no período de Janeiro a
julho de 2005, frente a diferentes antimicrobianos.
Antibiótico Dentista Auxiliar Paciente
MD ME CN MD ME CN MD ME CN
R % R % R % R % R % R % R % R % R %
Amp 6 35 9 53 6 35 6 35 4 24 8 47 4 24 8 47
7
41
Amo 6 35 9 53 6 35
7
41 3 18 6 35 5 29 8 47
7
41
Clo 4 24 4 24 3 18 3 18 2 12 3 18 1 6 2 12 3 18
Nov 2 12 3 18
7
41 1 6 2 12 6 35 3 18 2 12 3 18
Oxa
7
41
10
59 6 35 6 35
5
29
10
59 6 35
9
53
7
41
Van 0 0 0 0 2 12 1 6 2 12 2 12 3 18 2 12 0 0
Clin 5 29 7 41 6 35 6 35
5
29 5 29
7
41 8 47 6 35
Azi 3 18 4 24 3 18 1 6 0 0 3 18 1 6 3 18 1 6
Cip 0 0 2 12 0 0 1 6 0 0 2 12 0 0 0 0 0 0
Cef 6 35 7 41 4 24 6 35 1 6 4 24 4 24 3 18 3 18
Amoxil +
Ac. clav.
2 12 3 18 2 12 3 18 1 6 2 12 1 6 2 12 0 0
S = Sensibilidade; R = resistência; % = Porcentagem de sensibilidade ou resistência; MD =
mão direita; ME = mão esquerda; CN = cavidade nasal. Amp = ampicilina; Amo=
amoxicilina; Clo = cloranfenicol; Nov = novobiocina; Oxa = oxacilina; Van = vancomicina;
Clin = clindamicina; Azi = azitromicina; Cip = ciprofloxacina; Cef = cefalosporina; Am + Ac.
clav = amoxicilina + ácido clavulânico.
65
6. DISCUSSÃO
Relacionar uma infecção sistêmica ao tratamento odontológico é difícil, devido à
falta de uma conexão óbvia entre o período variável de incubação das doenças e a
inexistência de programas de vigilância que registrem complicações pós-operatórias
(MILLS, 2003).
De acordo com a literatura, a água de abastecimento do equipo é uma das fontes
de contaminação cruzada dentro do consultório odontológico, pois pode servir como
meio de disseminação/veiculação de microrganismos
(WATANABE, 2003).
A ADA (2004) estabeleceu como meta para os cirurgiões-dentistas, uma carga
bacteriana máxima de 200 ufc/mL na água das saídas de seringas tríplices e canetas
de alta rotação (CARDOSO et al., 1999).
Nesta pesquisa, das 91 amostras de água analisadas positivas para
Staphylococcus spp, 65 estavam dentro dos padrões de potabilidade preconizados pela
ADA e 26 não atenderam aos padrões, podendo ser consideradas fonte potencial de
infecção cruzada e pós-operatória, sendo que o local mais contaminado foi a caneta de
alta rotação, seguido da seringa tríplice, torneira de lavagem das mãos e reservatório.
Estes dados são similares aos de AGUIAR e PINHEIRO (1999)
que afirmaram
que a água de melhor qualidade era a que procedia de reservatórios situados no interior
da caixa de comando do equipo. Porém, WILLIANS et al. (1994)
mostraram, em seu
trabalho, que a maior fonte de contaminação da água procedia das seringas tríplices e
dos reservatórios, uma vez que das 24 amostras por eles analisadas, 23 apresentaram
elevados índices de contaminação bacteriana.
Segundo PREVOST et al. (1995), a qualidade da água empregada no
abastecimento do equipo não pode servir como indicativo da qualidade da água
afluente, já que a água utilizada para abastecer o equipo apresentava média de 15
ufc/mL, enquanto que a efluente de 5,6x10
4
a 9,0x10
6
ufc/mL. Estes dados foram
confirmados, também, neste trabalho, já que a maioria das amostras de águas
contaminadas da torneira e do reservatório não ultrapassaram 200 ufc /mL.
66
WATANABE (2003) observou problema semelhante, uma vez que a
contaminação máxima da água da torneira não ultrapassou 90 ufc e a água dos equipos
apresentou média de 1,8x10
5
microrganismos. KOHNO et al (2004), verificaram que
apesar da água de abastecimento apresentar excelente qualidade, a coletada, a partir
de seringas tríplice e caneta de alta rotação, excedeu em mais de cinco vezes a
contaminação tolerada para o consumo humano.
Estes dados foram confirmados neste trabalho, em relação à procedência das 91
cepas analisadas, foram isoladas 32 (35%) amostras de caneta de alta rotação, 24
(26%) de seringa tríplice, 19 (21%) de água de torneira de lavagem das mãos e 16
(18%) das amostras de reservatório de chão e garrafa PET.
Entretanto, CARDOSO et al. (1999) observaram que o reservatório situado no
chão, por suas condições de fabricação torna impossível a limpeza no interior dele. Este
resultado pode ser explicado pelo fato da água do reservatório vir direto da rua, sem
passar pela caixa d’água, embora WILLIANS et al. (1994)
afirmem que com a
contaminação da água de abastecimento público, mesmo com pequeno número de
bactérias, pode haver adesão e formação de um biofilme nas paredes do reservatório,
elevando o número de bactérias na saída da seringa tríplice e alta rotação.
No presente estudo, tanto o reservatório de chão, quanto a garrafa Pet, não
apresentaram diferenças, quanto à contaminação da água, mesmo sendo esta, filtrada.
Este fato leva a crer que o biofilme, formado na parede interna da mangueira linha de
água, seja a causa da contaminação da seringa tríplice (21%) e caneta de alta rotação
(35%), visto que a água utilizada era potável, confirmando os dados relatados por
WILLIANS et al. (1994). Foi observado ainda, que a contaminação dos equipos pela
água independe do tempo de uso do consultório, o que está em concordância com o
relatado por WATANABE (2003).
TALL et al. (1995) tentaram solucionar este problema, substituindo as
mangueiras de equipos para monitorar a dinâmica da formação do biofilme e
constataram que, em oito horas, já, se observava colonização bacteriana. BARBEAU et
al. (1996) verificaram que, menos de uma semana após a instalação de equipos novos
67
na Universidade de Montreal, a água afluente de equipos já apresentava contaminação
superior a 2,0x10
5
ufc/mL.
Considerando-se a possibilidade da formação de um biofilme na tubulação de
água, com populações bacterianas oriundas de diferentes fontes, BARBEAU et al.
(1996) afirmaram que os
Staphylococcus spp não fazem parte do biofilme destas linhas
de água, mas o refluxo destes microrganismos para o interior das mangueiras, durante
o ato operatório, pode atuar como contaminante da água do equipo, uma vez que o
fluído aspirado será lançado para fora das mangueiras, quando o pedal do equipo for
novamente acionado.
Neste estudo, os locais, onde a água apresentou o maior nível de contaminação,
foram os consultórios de atendimento de convênio, seguidos das unidades básicas de
saúde e consultórios particulares. Este fato pode decorrer da maioria dos convênios
serem médico-odontológicos e os pacientes serem os mesmos que freqüentam o
ambiente hospitalar (BARBEAU et al., 1996; WATANABE, 2003; AIRES et al., 2003).
Acredita-se ainda, que o paciente conveniado possui um número maior de
freqüência de atendimento, pois geralmente segue uma seqüência de tratamento,
enquanto os pacientes da unidade básica de saúde e particular vão ao pronto
atendimento para resolver um problema emergencial, o que torna o usuário de convênio
mais susceptível à contaminação.
Outras fontes de contaminação cruzada, dentro do consultório odontológico, são
as mãos e cavidade nasal dos profissionais de saúde, uma vez que, são os principais
veículos disseminadores de infecções, por
S. aureus, no ambiente de trabalho. Dentre
os microrganismos isolados destes sítios anatômicos destaca-se a presença de
Staphylococcus spp, apresentando médias entre 16,8 a 56,1%, incluindo a presença de
S. aureus meticilina resistentes (MRSA) (FERREIRA, 1999).
Entretanto, COSTA (1997) relata que o MRSA é uma cepa predominantemente
hospitalar, porém deve ser pesquisada, no âmbito científico, em diferentes regiões
geográficas, de diferentes localidades, de modo que possa ser controlada a
disseminação desta espécie.
68
Neste estudo, o grande índice de contaminação, em fômites, por Staphylococcus
spp (73%), foi preocupante, pois embora sejam membros da microbiota normal da pele
e das mucosas de seres humanos, também, provocam supurações, formações de
abscessos, várias infecção piogênica e até mesmo septicemia (JORGE et al., 1997).
GUIMARÃES Jr (2001) relata que os surtos de infecção por
S. aureus, no
ambiente odontológico, está aumentando consideravelmente, devido a sua freqüência
elevada e a sua patogenicidade, que o capacita a produzir doenças tanto em indivíduos
imunocomprometidos, quanto em sadios por sua fácil disseminação e resistência a
antibióticos.
MARTINS (2001), mostrou em seu estudo, a importância do problema levantado
por GUIMARÃES Jr, uma vez que o paciente que adquire
S. aureus no consultório
odontológico, pode apresentar-se apenas colonizado na mucosa nasal, ou boca, mas
pode apresentar, também, infecções de todo nível de gravidade, desde superficiais
limitadas até infecções sistêmicas graves.
De acordo com a AMERICAN ACADEMY OF PEDIATRICS (2000), os
estafilococos coagulase negativos, passaram a ser identificado como agentes
patogênicos de uma variedade de infecções nosocomiais dentro do consultório
odontológico como: bacteriemias, infecções urinárias, osteomielites, pioartrites e
peritonites.
MARSHALL et al. (1995), relatam ainda, que existe uma correlação entre o
isolamento de
Staphylococcus epidermidis no ambiente clínico com infecções em
articulações prostéticas, válvulas de desvio do sistema nervoso central e no tecido
subcutâneo, além de causar infecções do trato urinário, principalmente, em mulheres
jovens sexualmente ativas, porém, ressaltam que estudos mais detalhados deveriam
ser realizados.
No presente estudo, das amostras analisadas de fômites, foram isoladas 218
(73%) cepas de
Staphylococcus spp. Destes isolados, 201 (92%) foram positivos para
S. aureus e 17 (8%) para S. epidermidis, sendo que, dentre os consultórios analisados,
os de atendimento particular apresentaram o maior nível de contaminação (39%)
(tabela 4).
69
MARTINS (2001) relatou isolamento de bactérias do gênero Staphylococcus em
92% das cavidades bucais dos indivíduos examinados, sendo 41 cepas (63%)
Staphylococcus epidermidis e nove Staphylococcus aureus.
SANTOS (2001) relatou a presença de
Staphylococcus na cavidade bucal de
43% dos pacientes examinados e verificou alto percentual de resistência aos
antimicrobianos nestas bactérias. Sua presença, em superfícies do equipamento
odontológico, pode indicar falta de higienização (HOLT et al., 1994).
Por outro lado, bactérias do gênero
Staphylococcus spp, também, são
encontradas nas mãos (MARTINS, 2001), apesar de seu nicho ecológico principal ser
em cavidades nasais (FERNANDES, 2000).
FISHBAN et al. (2003) analisou a presença de
S. aureus nas cavidades nasais e
na saliva de 53 acadêmicos de Odontologia e de 55 pacientes submetidos ao
tratamento com penicilina, constatando que 29 (55%) dos odontólogos e 43 (78%) dos
pacientes eram portadores nasais desta bactéria. Posteriormente, em 1962, verificou a
incidência de
S. aureus, em amostras de saliva estimulada e de cavidades nasais de 74
acadêmicos de odontologia, foi detectada a presença de 46% desta espécie na
cavidade nasal.
Quando foi analisada a relação da colonização pelo
Staphylococcus nas
diferentes colheitas, por área anatômica estudada, observou-se, neste estudo, uma
maior freqüência de colonização na cavidade nasal, confirmando que a mesma tem sido
a área anatômica mais, freqüentemente, positiva e que, na maioria dos adultos, a
colonização nasal é que garante a colonização da superfície cutânea. Estes dados são
concordantes com os relatados por OLIIVEIRA SANTOS (1990) e GRAZIANO et al.
(2000).
Para o perfil de isolamento de cepas pesquisadas de
Staphylococcus aureus em
consultórios de convênio, 93% foram isoladas da cavidade nasal dos dentistas, 64% da
cavidade nasal das auxiliares e 78% da cavidade nasal dos pacientes, sendo que 93%
das amostras foram resistentes à oxacilina (tabela 6).
70
Em relação às unidades básicas de saúde, 90% das amostras de
Staphylococcus aureus foram isoladas da cavidade nasal do dentista (Tabela 13),
sendo que 70% foram resistentes à ampicilina e 60% à amoxicilina (Tabela 14).
Nos consultórios particulares, 73% das amostras de
Staphylococcus aureus
foram isoladas da cavidade nasal dos dentistas, sendo 41% das cepas resistentes a
novobiocina e auxiliares 20% das amostras de
Staphylococcus epidermidis foram
isoladas da cavidade nasal das auxiliares (tabela 15), sendo 59% das amostras
resistentes à oxacilina (tabela 16).
Segundo CHINELLATO e SCHEIDT (1993); os dados obtidos, no presente
estudo, são relevantes uma vez que, os cirurgiões-dentistas tornam-se vulneráveis ao
contágio por estafilococos, provenientes de secreções salivares, sangüíneas e buco -
faríngeas durante o ato operatório.
FISHBAN et al., (2003) analisaram a habilidade de
S. aureus, isolados da
cavidade nasal de pacientes hospitalizados em produzir enterotoxinas estafilocócicas e
constataram que 54% das cepas isoladas destes pacientes produziram a enterotoxina.
Uma observação, feita neste estudo, foi a de que houve uma variação nas taxas
de positividade nas diferentes áreas anatômicas e colheitas realizadas, cujos resultados
não evidenciaram diferença entre os pacientes que freqüentavam os consultórios de
convenio, UBS e particulares.
A análise dessas variações fica difícil de ser realizada, considerando que durante
a obtenção das amostras, mesmo que em momentos diferentes, algumas pessoas
poderiam ter se comportado como portadores ocasionais, não estando colonizados no
momento da colheita.
Porém, esses fatos são relevantes para alertar sobre a importância das vias
aéreas superiores na aquisição e transmissão de microrganismos, sobre a necessidade
de educação continuada e controle bacteriológico periódico das pessoas que trabalham
no consultório odontológico e aplicação de boas práticas de controle de infecção
durante a prestação de assistência aos pacientes.
As mãos, também, têm sido consideradas uma importante fonte de amostras de
Staphylococcus aureus e um dos principais meios de transmissão da bactéria, no
71
ambiente odontológico, de um paciente infectado para outro susceptível, de um
paciente infectado para o executor dos cuidados e do executor dos cuidados para um
paciente susceptível, contribuindo sensivelmente para o aumento das fontes e
reservatórios de amostras resistentes (NORO et al., 1998).
Estudo do papel epidemiológico das mãos, na transmissão de infecções, entre
profissionais de enfermagem, tem mostrado a importância potencial das mesmas como
fonte de eventuais infecções dentro do consultório odontológico (OLIVEIRA SANTOS,
1990), bem como a possível relação entre as amostras isoladas de diferentes áreas
anatômicas de um mesmo indivíduo, principalmente, entre as da cavidade nasal e
mãos, sugerindo que a maior parte dos estafilococos das mãos é de origem nasal
(OLIVEIRA SANTOS, 1987).
Neste estudo, depois da cavidade nasal, a mão esquerda do dentista, auxiliar e
paciente foram as que apresentaram o maior nível de contaminação.
De acordo com OLIVEIRA SANTOS et al. (1990) há de se ponderar o fato do
prestador de cuidados ser destro ou sinistro, uma vez que, habitualmente, na execução
das tarefas, o dentista destro-manual destina a mão direita à apreensão do material/
instrumental e a esquerda para tocar determinada região anatômica, para apoiar ou
fixar alguma coisa ou região, caracterizando assim, um contato direto com outro
individuo ou superfície. O inverso é verdadeiro, para os dentistas que demonstram
preferência pela utilização da mão esquerda (sinistro manual).
Neste estudo houve uma correlação significativa entre as amostras colhidas da
cavidade nasal dos pacientes e da mão esquerda do profissional, confirmando o estudo
realizado por MEDEIROS et al. (1998), acrescentando, ainda, que as mãos são
consideradas uma importante área para obtenção de amostras ambientais, além de
refletirem a exposição a vários microrganismos.
OLIVEIRA SANTOS (1990) realizou o reconhecimento de 499 cepas de
S aureus
isoladas da cavidade nasal, mão direita e mão esquerda do pessoal de enfermagem e
detectou 5,6% de portadores manuais sinistros e 95% de destros, dentre esses, 40%
albergavam a bactéria em uma ou duas mãos, mostrando uma tendência à maior
positividade da mão esquerda, entre os indivíduos destros.
72
Foi confirmado ainda, nesta pesquisa, que 79% dos profissionais abrigavam o
microrganismo, simultaneamente, nas cavidades nasais e mãos, confirmando, que o
portador nasal é, quase sempre, portador, também, nas mãos.
A contaminação agrava nos consultórios pelo uso de equipamentos que
produzem aerossóis, através dos quais os microrganismos podem ser lançados e
espalhados até, aproximadamente, um metro do campo operatório. Assim,
equipamentos odontológicos e acessórios dentro e ao redor da zona operatória podem
tornar-se contaminados (NORO et al., 1998). O aerossol salivar é considerado um
importante veículo nas transmissões de doenças infecciosas em consultórios
odontológicos (SIGNORETTO, 1994). As mãos dos profissionais, contaminadas pela
saliva e sangue, também, são de fundamental importância no processo de infecção
cruzada, quando não ocorre por parte do profissional uma anti-sepsia minuciosa ao
término de atendimento de um paciente e início de atendimento a outro (JORGE, 1997;
MILLER, 1993).
Nas superfícies dos assentos e refletores analisadas neste trabalho, observou-se
a presença de
S. aureus, possivelmente, lançados pela utilização de instrumentos
geradores de aerossol bucal.
Foi constatado, ainda, neste trabalho que as mãos contaminadas do profissional
em contato com diversas superfícies, também, podem contribuir para espalhar
estafilococos, proporcionando o aumento do risco no processo de transmissão desses
microrganismos entre pacientes e membros da equipe odontológica, o que esta de
acordo com NORO (1998).
É importante ressaltar, que houve uma correlação, estatisticamente, significativa
entre as amostras de
Staphylococcus spp isoladas das mãos dos dentistas e auxiliares
e as superfícies dos fômites analisados.
Os resultados obtidos neste estudo demonstraram que os locais mais
contaminados por
Staphylococcus aureus dentro do consultório odontológico são os
aparelhos de Rx, assento, refletor e maçaneta, (tabela 5, tabela 9 e 13).
De acordo com as observações realizadas neste trabalho, assim como na
literatura descrita por PARKS, (1992) e PACKOTA, (1992), as superfícies com maior
73
probabilidade de contaminação em radiologia odontológica, incluem as mãos do
dentista e os locais por ele tocados, entre os quais, o cabeçote do aparelho de Rx.
CAMPOS et al., em 1988, analisando procedimentos utilizados no controle de
infecção em consultórios odontológicos de Belo Horizonte, constataram que, apenas
4,8% dos cirurgiões-dentistas faziam uso rotineiro de luvas, 52,4% nunca as utilizam e
42,8% as utilizavam em algumas circunstâncias, como cirurgias, pacientes
desconhecidos, indivíduos portadores de alguma patologia de risco reconhecido, e
quando da presença de ferimentos nas próprias mãos.
COUTO et al. (1994), observando o controle da contaminação nos consultórios
odontológicos, verificaram que, quanto às barreiras de proteção individual, a mais
difundida é o uso de máscaras (44%), vindo a seguir a utilização de óculos de grau
(37%), de avental (28%) e luvas para todos os procedimentos (18%).
Já MEDEIROS et al. (1998), analisando o uso das normas de controle de
infecção na prática odontológica, observaram que, quanto ao uso de luvas, 97,4% dos
profissionais as utilizavam para todos os pacientes, e 100% deles descartavam-nas
após o uso, sendo esta a barreira de proteção mais utilizada, seguida da máscara
(96%), e do jaleco (83,4%). Os óculos de proteção (51,7%) e o gorro (21,2%) foram as
barreiras menos utilizadas.
Durante o atendimento de um paciente, vários itens do consultório tornam-se
contaminados com a microbiota proveniente da pele, dos cabelos e da cavidade bucal
do mesmo. Desta forma, a cadeira odontológica torna-se contaminada por
microrganismos residentes na microbiota do paciente, assim como por microrganismos
do meio ambiente e/ou potencialmente patogênicos que porventura estejam sendo
carreados por ele.
SILVA (2001) encontrou
Staphylococcus epidermidis no apoio de cabeça da
cadeira odontológica, nos refletores, seringa tríplice e caneta de alta rotação. Estes
dados coincidem com os encontrados neste trabalho.
Os resultados do presente trabalho demonstraram que logo após o paciente
levantar-se da cadeira odontológica, ela apresentou aumento na quantidade de
microrganismos. A média da quantidade de microrganismos encontrada nesta situação
74
foi, estatisticamente, superior ao encontrado na literatura. Estes resultados comprovam,
portanto, a necessidade de ser realizada uma limpeza rigorosa e a seguir desinfecção
na superfície da cadeira após atendimento odontológico.
A prévia limpeza das superfícies do consultório, incluindo a cadeira, é um item
que não deve ser negligenciado, pois pode determinar o sucesso do controle de
infecção. SAMARANAYAKE (1993) demonstraram a eficácia da limpeza da cadeira
odontológica com água e detergente, tendo em vista redução de 71,96% quando
comparado com o número de UFC/placa logo após atendimento. Apenas a limpeza
rigorosa da cadeira foi suficiente para diminuir, estatisticamente, a quantidade de
microrganismos presentes nela após atendimento do paciente.
Para que a disseminação de agentes infecciosos seja reduzida, é dever do
cirurgião-dentista cobrir as superfícies que podem ser contaminadas, principalmente
aquelas de difícil desinfecção e, desinfetar superfícies descobertas que serão
contaminadas. Superfícies e itens (cabo e interruptor do refletor, aparelho de raio X,
unidade auxiliar, pontas, encosto de cabeça, botoneira da cadeira sem controle de pé,
entre outros) devem ser cobertos com papel impermeável, folha de alumínio ou plástico.
Superfícies a serem desinfetadas devem passar por processo de limpeza (água e
sabão líquido, neutro, biodegradável e com ação antimicrobiana ou com desincrostante)
e desinfecção (hipoclorito de sódio a 1% ou álcool etílico a 70%). No intervalo entre o
atendimento de dois pacientes, essas barreiras de proteção devem ser removidas e
descartadas, sendo que novas barreiras de proteção de superfícies devem ser
colocadas (TEIXEIRA; SANTOS, 1999).
Importante salientar que a presença de sujidades do meio ambiente, assim como
resíduos de sangue, saliva e demais secreções do paciente, contendo substâncias
orgânicas (proteínas e lipídeos) dificultam a ação dos desinfetantes sobre os
microrganismos (SILVA, 2001).
O isolamento repetido de microrganismos de uma mesma espécie, obtidos de
espécimes clínicos de diferentes pacientes e locais, pode representar transmissão de
paciente para paciente ou paciente para fômite, partindo-se de uma fonte comum, como
a água, ou mesmo pelos cirurgiões dentistas (YORK et al., 1996).
75
Neste sentido, torna-se importante verificar a resistência desses microrganismos,
encontrados no ambiente clínico odontológico, frente a diferentes antibióticos (GILBERT
et al., 2003). YORK et al. (1996)
encontraram, aproximadamente, 75,0 % dos isolados
de
Staphylococcus spp resistentes à oxacilina. Estes microrganismos são os principais
causadores de infecções nosocomiais, principalmente, para pacientes
imunocomprometidos, neonatos e em pacientes com próteses internas.
A escolha da oxacilina, como tratamento primário, em pacientes hospitalizados, é
recomendada nos casos de infecções causadas por
Staphylococcus spp, como
endocardite infecciosa, sepse e para pacientes com próteses. Quando do encontro de
S. epidermidis resistentes à oxacilina, a escolha terapêutica fica muito restrita e neste
caso deverá ser utilizado um esquema alternativo, como o uso de vancomicina e
ciprofloxacina (AIRES et al., 2003; MIRAGAIA et al., 2003).
Mais recentemente, muitos estudos de vigilância têm mostrado aumento da
prevalência de
S. aureus resistentes à oxacilina (SARO) (CHANG et al., 2003). O SARO
é reconhecido como um dos principais causadores de surtos nosocomiais, embora com
grande variação em diversos hospitais do país, em proporção de 26,6 a 71,0%
(MIRAGAIA et al., 2003; CHANG et al., 2003). A letalidade atribuída às infecções
causadas por SARO é na ordem de 4,5 a 50% (CHANG et al., 2003).
Os testes de susceptibilidade para oxacilina apresentaram resultados similares
com a literatura, 78% das cepas isoladas foram resistentes a este antimicrobiano, com
prevalência um pouco acima dos verificados na literatura, os quais apresentam 50 a
70% dos isolados resistentes (CHANG et al., 2003)., dados nacionais relatam 66 a 68 %
de isolados resistentes à oxacilina e dados multicêntricos nacionais informam um total
de 87% de resistência para
S. epidermidis (MIRAGAIA et al., 2003).
O mecanismo de disseminação dos SARO dentro dos hospitais durante surtos
epidêmicos não está bem definido (TENOVER e GAYNES, 2000; SOLA et al., 2002),
sabe-se que a principal forma de transmissão ocorre através do pessoal da saúde,
durante o atendimento direto prestado aos pacientes, nas diferentes áreas. Durante os
surtos, os pacientes colonizados ou infectados pelo SARO agem como reservatórios e a
infecção cruzada acontece mediada pelos médicos, enfermeiros e outros profissionais
76
da saúde que entram em contato com os pacientes (ENRIGHT et al., 2002; SOLA et al.,
2002).
Azitromicina, Ciprofloxacina e o Amoxil + Ácido clavulânico, também, têm sido
muito utilizados no tratamento de infecções odontogênicas, devido à resistência dos
microrganismos aos antibióticos amoxicilina, clindamicina e oxacilina. No estudo de
MIRAGAIA et al. (2003), a azitromicina demonstrou ser mais eficiente que outros
antibióticos em pacientes com doença periodontal agressiva. A freqüência de
resistência microbiana apresentada pela azitromicina foi de 18%.
CHANG et al. (2003) relataram que dentre as cepas de
S. aureus estudadas,
apenas 3 % (6/193), apresentaram resistência à ciprofloxacina. Neste episódio, a cepa
clínica de
S. epidermidis apresentou multi-sensibilidade a antimicrobianos e não
produção de biofilme.
Com o aumento da prevalência de
Staphylococcus spp de uma maneira geral,
em amostras clínicas e o seu elevado grau de resistência a antimicrobianos de escolha
primária, se faz necessário o uso empírico de vancomicina para tratamento das
diversas infecções causadas por estes microrganismos. Embora o seu uso seja muitas
vezes necessário, o emprego deste antibiótico em larga escala pode acarretar o efeito
da pressão seletiva, levando ao aparecimento de isolados, principalmente SCN, com
sensibilidade diminuída ou mesmo com perfil de resistência a este grupo de drogas. Os
SCN podem ser considerados como reservatórios de genes de resistência a diversos
antibióticos no ambiente odontológico, podendo, portanto, transferir esses fatores a
outros patógenos hospitalares (CERCENADO et al., 1996; TENOVER et al., 1998;
SIERADZKI et al., 1999).
Todas as superfícies do equipamento odontológico nas quais o pessoal
odontológico tocou, no atendimento anterior, ou que foram contaminadas com os
aerossóis devem ser desinfetadas. Na desinfecção de superfície podem ser utilizados:
álcool 70% (ou 770 GL), compostos sintéticos do iodo, solução alcoólica de clorexidine
(2 a 5% em álcool a 70%), compostos fenólicos ou hipoclorito de sódio (0,5%) de
acordo com o material da superfície. Preconiza-se a técnica spray-wipe-spray (MILLER,
1993; SAMARANAYAKE, 1993) que inclui a pré-limpeza e a desinfecção, e consiste em
77
aplicar o desinfetante na superfície com auxílio de um borrifador; a seguir, limpar a área
com toalha de papel e realizar nova aplicação do desinfetante.
Durante o atendimento odontológico, muitos objetos, superfícies, instrumentos e
equipamentos tornam-se contaminados. O mínimo de aparelhos e objetos necessários
devem ser colocados próximo ao paciente ou incluídos na sala de atendimento. Deve
ser previamente estabelecido, quais itens do consultório serão cobertos, esterilizados
ou desinfetados após cada atendimento.
O uso de barreiras mecânicas que protegem as superfícies (folhas de alumínio
ou plástico, campos cirúrgicos) é eficaz no controle da infecção cruzada e deve ser
adotado sempre que possível.
Importante também, o controle de pé ou eletrônicos nas cadeiras e torneiras.
Pacientes com história médica de febre reumática, endocardite, próteses ou disfunções
de válvulas cardíacas, são mais susceptíveis à aquisição de infecções no consultório,
devendo ser atendidos sob cobertura antibiótica. Pacientes com diabetes e
imunodeficiências, também, são mais susceptíveis às infecções, devendo receber
cuidados adicionais.
A anti-sepsia da cavidade bucal pode reduzir de 50 a 75% a quantidade de
microrganismos na boca do paciente. Uma correta anti-sepsia pré-cirúrgica ou pré-
tratamento é altamente satisfatória, caracterizando uma medida muito eficiente no
controle da infecção cruzada no consultório odontológico. Na anti-sepsia podem ser
utilizados: solução de clorexidina (de 0,12 a 0,2%), compostos de iodo (Povidona-
Iodine, PVP-I, de 1 a 1,5%) e água oxigenada a 10 volumes.
Bochecho com anti-sépticos, antes do atendimento do paciente, representa
medida eficaz para diminuir a quantidade de microrganismos da cavidade bucal. Pode-
se utilizar gluconato de clorexidina (0,12 a 0,2%) e água oxigenada a 10 volumes.
O uso de óculos protetores para prevenir contaminação ocular do paciente deve
ser utilizado, rotineiramente, durante procedimentos odontológicos, principalmente,
quando do uso de aparelhos de alta rotação.
Diante dos resultados obtidos neste trabalho, é relevante ressaltar que a cultura
da valorização do homem e da sua qualidade de vida torna-se o fator preponderante
78
para satisfazer os requisitos básicos de qualquer atendimento ao cliente, que é a união
da alquimia biotecnológica com a satisfação e contentamento da equipe de saúde e do
paciente frente ao tratamento realizado.
79
7. CONCLUSÕES
• A fonte de contaminação da água da seringa tríplice e caneta de alta rotação
pode ser em função da presença de
Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis no biofilme formado na tubulação de água.
• A determinação da contagem de Staphylococcus spp na água, pelo método de
filtração em Millipore
®
,mostrou que 28% não atenderam ao padrão de
potabilidade estabelecidos pela American Dental Association.
• Dentre os consultórios estudados, os de atendimento de convênio apresentaram
a maior contaminação da água que entra e sai do equipo odontológico e os
consultórios particulares e de convênios apresentaram maior contaminação em
relação aos fômites pesquisados.
• As regiões de fômites mais contaminadas por Staphylococcus aureus foram: Rx,
assento, maçaneta e refletor e por
Staphylococcus epidermidis foram: seringa
tríplice e caneta de alta rotação.
• A área anatômica mais contaminada foi a cavidade nasal dos dentistas,
auxiliares e pacientes, seguido da mão esquerda e mão direita.
• A correlação entre os isolados de Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis nos fômites, água e áreas anatômicas dos dentistas, auxiliares e
pacientes foi significativa, podendo ser sugerido que houve infecção cruzada
nos consultórios odontológicos estudados.
80
• As cepas de Staphylococcus spp, isoladas das águas de abastecimento do
equipamento odontológico, foram sensíveis aos antibióticos ciprofloxacina,
amoxil + ácido clavulânico e vancomicina e resistentes aos antibióticos
clindamicina e oxacilina.
• As cepas de Staphylococcus spp, isoladas de fômites, das mãos e cavidade
nasal dos dentistas, auxiliares e pacientes, foram sensíveis aos antibióticos
ciprofloxacina e vancomicina e resistentes aos antibióticos oxacilina, amoxicilina
e clindamicina.
Diante desses fatos, torna-se relevante sugerir que os órgãos competentes pelo
exercício da odontologia, como o Conselho Federal de Odontologia (CFO) e Conselho
Regional de Odontologia (CRO), assim como, as Faculdades de Odontologia, adotem
medidas de controle de infecção cruzada dentro do consultório odontológico para
garantir melhores condições de segurança aos dentistas, auxiliares e pacientes, através
do treinamento especializado e valorização da sua qualidade de vida.
81
8. REFERÊNCIAS
ABEL, L.C.; MILLER, R.L.; MICIK, R.E. Studies on dental aerobiology. IV. Bacterial
contamination of water delivered by dental units. J. Dent. Res., v.50, n.6, p.1567-1569,
1971.
AGOSTINHO, A M, WATANABE, E, MATSUMOTO, W, ITO, IY. Dental unit water: the
effect of flushing in old and new dental units. J. Dent. Res. 2003; 82: 79.
AGUIAR, C. M.; PINHEIRO, J. T. Avaliação bacteriológica da qualidade de água
utilizada nos equipos odontológicos.
Rev. Assoc. Paul. Cir. Dent. São Paulo, v. 53, n. 3,
p. 228-235, maio/jun. 1999.
APHA-AWWA-WEF, STANDARD METHODS FOR EXAMINATION OF WATER AND
WASTEWATER. American Public Health Association, American Water Works
Association, Water Environ. 1998 Fed. 20
th
Edition, 9.29-9.30.
AIRES DE SOUSA, M.; CRISOSTOMO, M.I.; SANTOS SANCHES, I.; WU, J.S.;
FUZHONG, J.; TOMASZ, A. Frequent Recovery of a Single Clonal Type of Multidrug-
Resistant
Staphylococcus aureus from Patients in Two Hospitals in Taiwan and China.
Journal of Clinical Microbiology, 41:159-163, 2003.
AMATO NETO, V.; LEVI, G. C.; LOPES, H. V.; MENDONÇA, J. S.; BALDY, J. L. S.
Antibióticos na prática médica. 4a ed. São Paulo: Roca, 1994. 283p.
AMERICAN ACADEMY OF PEDIATRICS. Comitê de Doenças Infecciosas. Red. Book
2000:
relato do comitê de doenças infecciosas. Rio de Janeiro: EPUC, 2001. v. 3. p.
514-526.
82
AMERICAN DENTAL ASSOCIATION. Council on Dental Materials and Devices.
Council on dental therapeutics. Infection control recommendations in the dental office. J.
Am. Dent. Assoc., v.97, n.4, p.673-677, 1978.
AMERICAN DENTAL ASSOCIATION. Council on Scientific Affairs and ADA council on
dental practice. Infection control recommendations in the dental office. J. Am. Dent.
Assoc., v.127, n.5, p.672-680, 1996.
AMERICAN DENTAL ASSOCIATION. ADA statement on dental unit waterlines. Jul.
2004.Disponível em:
http://www.ada.org/prof/resources/positions/statments/lines.asp.
Acesso em 16 set. 2004.
ANDERSON, G.W.; ARNSTEIN, M.G.; LESTER, M.R. Infeccinones por estafilococo.
Control de Enfermidades Transsmissibles, 4 ed., 1965, p.330-39.
ANDRADE, G.P. Verificação de portadores assintomáticos de staphylococcus aureus,
da existência do ciclo boca-fezes-maos, de cepas enterotoxigenicas. São
Paulo, 1987, 58p., Dissertação apresentada ao Instituto de ciências Biomédicas, USP,
São Paulo- SP.
ARCHER, G. L.; CLIMO, M.W. Antimicrobiol susceptibility of coagulase negative
Staphylococci., Antimicrob. Agents Chemother, v.38, n.10, p. 2231-37, 1994.
ARCHER, G. L.; NIEMEYER, D. M. Origin and evolution of DNA associated with
resistance to methicillin in
Staphylococci. Trends Microbiol, 2: 343-347, 1998.
83
ATLAS, R.M. Principles of microbiology. 2ed New york: Mc Graw-hill, 1996, 1298p.
AUTIO, K.L.; ROSEN, S.; REYNOLDS, N.J.; BRIGHT, J.S. Studies on cross-
contamination in the dental clinic. J. Am Dent Assoc, v.100, p.358-361, 1980.
AZEVEDO, R.V.P.; ITO, I.Y.; SOUZA-GUGELMIN, M.C.M.; VANZO, S.P. Detection of
multiresistant Staphylococcus aureus in future professionals of health area. Eur. J. of
Pharm. Sci., v.13, , spp1, p.12-17, 2001
BANNERMAN, T. L. Staphylococcus, Micrococcus, and other catalase-positive cocci
that grow aerobically. In: MURRAY, P. R.; BARON, E. J.; JORGENSEN, J. H.;
PFALLER, M. A.; YOLKEN, R. H.
Manual of clinical microbiology. 8a ed. Washington,
DC: ASM Press, 2003. p. 384-404.
BARBEAU, J, TANGUAY, R, FAUCHER, E, AVEZARD, C, TRUDEL, L, CÔTÉ L,
PRÉVOST, A P. Multiparametric analysis of waterline contamination in dental units.
Appl. Environ. Microbiol
.1996, 62(11):3954-3959.
BARBEAU, J. Waterborne biofilms and dentistry: the changing face of infection control.
J Can Dent Assoc
.2000, 66 (10):539-541.
BASTOS, G. D.; ALVES, T. D. B. Avaliação bacteriológica da água utilizada nos
equipos odontológicos das clínicas da UEFS. 2000. 62 f. Monografia (Curso de
Odontologia)-Universidade Estadual de Feira de Santana, Feira de Santana.
BERGEY’S Manual of Sustematic Bacteriology. Peter H. A. Sneath (editor) et al.
Baltimore: Willians & Wilkins, 1986, v.2, p.1013-35.
84
BLAKE, G.C. The incidence and control of bacterial infection in dental spray reservoirs.
Br. Dent. J., v.115, n.3, p.413-416, 1963.
BLACK, J. G. - Microbiologia: Fundamentos e Perspectivas. 4ª ed., Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2002. p.370-419.
BOYD, R.F.
- The Gram-positive Cocci. Basic Med Microbiol, 5ª ed. Boston, Little, Brow
and Company, cap. 17. p. 246-262. 1995.
BOERLIN, P.; KUHNERT, P. Transmission of oppotunistic pathogens in a veterinary
teaching hospital. Veterinary Microbiol, v. 82, p.347-359, 2001.
BRASIL. Ministério da Saúde. Portaria n
o
518 de 25 de março de 2004. Estabelece os
procedimentos e responsabilidades relativos ao controle e vigilância da qualidade da
água para consumo humano e seu padrão de potabilidade e dá outras providencias.
Disponível em: http:// e-legis.bvs.br/leisref. Acesso em:13 abr de 2004.
BUSATO, C.R.; CARNEIRO-LEÃO, M.T. Staphylococcus aureus nasopharyngeal
carriage rates and antgimicrobial susceptibility patterns among health care workers and
their household contacts. Braz J. Infect Dis, v.2, p.78-84, 1998.
CAMPOS, H. et al. Procedimentos utilizados no controle de infecção em consultórios
odontológicos de Belo Horizonte.
Arq. Cent. Estud. Curso Odontol. Belo Horizonte v.
25/26, n. 1/2, p.4 6-52, jan./dez. 1988.
CARDOSO, M. L. et al. Qualidade microbiológica da água utilizada em turbinas de alta
rotação em três condições clínicas diferentes.
Rev. Assoc. Paul. Cir. Dent. São Paulo, v.
53, n. 5, p. 387-393, set./out. 1999.
85
CARMO, M.R.C. Equipamentos de protecao individual. Disponível no site:
http://www.efoa.br/extensao/biossegurancaodonto> Acesso em: 8 jul de 2003.
CDC. Centers for Diseases Control and Prevention. Recommendation for preventing
the spread of vancomycin resistance recommendations of the hospital infection control
practices advisory committee (HICPAC). Morb. Mortal. Wkly Rep., 44(RR12): 1-13,
1995.
CDC. Centers for Diseases Control and Prevention. Interim guidelines for prevention
and control of staphylococcal infection associated with reduced susceptibility to
vancomycin. Morb. Mortal. Wkly Rep., 46(27): 626-628, 635, 1997.
CDC. Centers for Diseases Control and Prevention. Staphylococcus aureus resistant
to vancomycin ---United States, 2002. Morb. Mortal. Wkly Rep
., 51(26): 565-7, 2002.
CDC. Centers for Diseases Control and Prevention. Epi Info 2002. Division of public
health surveillance and informatics. Disponível em
<http://www.cdc.gov/epiinfo/downloads.htm>. Acesso 22 Maio 2005.
CERCENADO, E.; GARCÍA-LEONI, M. E.; DÍAZ, M. D.; SÁNCHEZ-CARRILLO, C.;
CATALÁN, P.; BERNALDO DE QUIRÓS, J. C. L.; BOUZA, E. Emergence of
teicoplanin-resistant coagulase-negative staphylococci.
J. Clin. Microbiol., 34(7): 1765-
8, 1996.
CHAMBERS, H. F
. Methicillin resistance in staphylococci: Molecular and biochemical
basis and clinical implications. Clin. Microbiol. Rev
., 10(4): 781-91, 1997.
CHANG, M. R.; CARVALHO, N. C. P.; OLIVEIRA, A. L. L.; MONCADA, P. M. F.;
MORAES, B. A.; ASENSI, M. D.
Surveillance of pediatric infections in a teaching
hospital in Mato Grosso do Sul, Brazil. Braz. J. Infect. Dis., 2003, 7(2): 149-160.
86
CHINELLATO, L. E. M. SCHEIDT, W. A. Estudo e avaliação dos meios de
biossegurança para o cirurgião-dentista e auxiliares contra doenças infecto-contagiosas
no consultório odontológico.
Rev. FOB v. 1, n. 1/4, p. 60-66, 1993.
CHRISTENSEN, G. D.; PARISI, J. T.; BISNO, A. L.; SIMPSON, W. A.; BEACHEY, E.
H. Characterization of clinically significant strains of coagulase negative staphylococci.
J. Clin. Microbiol
., 18(2), 1983.
COSTA, C. R; FUNARI, S. Odontologia In: RODRIGUES, E. A. C. et. al. Infecções
hospitalares:
prevenção e controle. 3. ed. São Paulo: Sarvier, 1997. cap. 10, p. 296-303.
COSTERTON, J.W. Overview of microbial biofilms. J. Ind. Microbiol., Amsterdan, v.15,
n.3, p.137-140, 1995.
COSTERTON, J.W.; LEWANDOWISKI, Z.;CALDWELL, D.E.; KORBER, D.R.
Microbial biofilms. Annu. Rev. Microbiol., v.49, n.3, p.711-745, 1999.
COSTERTON, J.W.; LEWANDOWISKI, Z.;CALDWELL, D.E.; KORBER, D.R.
Bacterial biofilms in nature and disease. Annu. Rev. Microbiol., v.41, n.3, p.435-464,
2002.
COUTO, J. L. et al. Controle da contaminação nos consultórios odontológicos. RGO, v.
42, n. 6, p. 347-355, 1994.
DONLAN, R. M. Biofilms and device-associated infections. Emerg. Infect. Dis., 7(2):
277-81, 2001.
EUROPEAN UNION. Council directive 98/83/EC on the quality of water intended for
human consumption. Adopted by the council on November 3 1998. Disponivel em: http://
www.dwi.gov.uk/papers/newreg.htm. Acesso em 14 set de 2003.
87
ENRIGHT, M. C.; ROBINSON, D. A.; RANDLE, D. A.; FEIL, E. J.; GRUNDMANN, H.;
SPRATT, G. B.
- The evolutionary history of methicillin-resistant Staphylococcus aureus
(MRSA) PNAS, 99(11):7687 -7692, 2002.
FERNANDES, A. T. et al. Bactérias aeróbias. In:_______Infecção hospitalar e suas
interfaces na área de saúde.
São Paulo: Atheneu, 2000. cap. 14, p. 336-341.
FERREIRA, R.A. Barrando o invisível. Rev. Assoc. Paul. Cir. Dent., v.9, n.6, p.417-427,
1991.
FERREIRA, G.P.; NUNES, I.F.S.E.; ALBUQUERQUE, W.F. Perfil microbiológico dos
microrganismos causadores de DTA’s em restaurantes self services na cidade de
Teresina – PI, anais do XXI Congresso brasileiro de Microbiologia, Foz do Iguaçu – PR,
p.377, 2001.
FIEHN, N.Ç HENRIKSEN, K. The effect of drying dental unit waterline biofilms on the
bacterial load of dental unit water. Int. Dent. J., London, v.52, n.4, p.251-254, 2002.
FILE Jr., T. M. Overview of resistance in the 1990s. CHEST, 115: 3s-8s. Supplement,
1999.
FINKELSTEIN, R.; FUSMAN, R.; OREN, I.; KASSIS, I.; HASHMAN, N. Clinical and
epidemiologic significance of coagulase-negative staphylococci bacteremia in a tertiary
care university Israeli hospital. Am. J. Infect. Control, 30: 21-5, 2002.
FISHBAN, J.T.; LEE, J.C.; NGUYEN, H.D.; MIKITA, J.A.; MIKITA, C.P.; UYEHARA,
C.F. Nosocomial transmission of methicillin-resistant Staphylococcus aureus: a blinded
study to establish base line acquisition rates.
Infect Control Hosp Epidemiol., 24 (6):415-
421, 2003.
88
FORANTINI, O.P. As doenças transmissíveis. Epidemiologia Geral. São-Paulo, 1986,
p.191-205.
GAETTI-JARDIM JUNIOR, E.; AVILA-CAMPOS, M. J. Isolation, identification and
antimicrobial susceptibility of oral
Fusobacterium species from spittoons and air-water
syringes.
Rev. Odontol. Univ. São Paulo, São Paulo, v. 11, n. 1, p. 1-4, jan./mar. 1997.
GEARY, C. et al. Epidemiological typing of coagulase negative staphylococci from
nosocomial infections. J. Med. Microbiol., v.46, p.195-203, 1997.
GILBERT, D. N.; MOELLERING Jr., R. C.; SANDE, M. A. The Sanford: Guia para
terapia antimicrobiana.
33a ed. Rio de Janeiro: EPUC, 2003. 150p.
GUIMARÃES JÚNIOR, J. Biossegurança e controle de infecção cruzada em
consultórios odontológicos.
São Paulo: Santos, 2001. 536p.
GRAZIANO, K. U. et. al. Serviço de odontologia. In: FERNANDES, A. T. et al. Infecção
hospitalar e suas interfaces na área de saúde. São Paulo: Atheneu, 2000. cap. 42, p.
861-880.
HOLT, J. G.; KRIEG, N. R.; SNEATH, P. H. A.; STALEY, J. T.; WILLIAMS, S. T.
Bergey’s manual of determinative bacteriology.
9a ed. Baltimore: Williams & Wilkins,
1994. 787p.
ITO, I.Y.; MIAN, H.; PIMENTA, F.C.; GON©ALVES, M.; AGOSTINHO, A.M. “Petrifilm”:
evaluation of dental water quality. J.Dent. Res., v. 79, n.5, p.1069, 2000.
89
JAPAN. Ministry of Healtg, Labour and Welfare. Annual report on health and welfare
1998-1999. Disponível em:
http://www.jwwa.org.jp/water-e07.htlm. Acesso em 14 set de
2003.
JORGE, A.O.C., KOGA-ITO, C.Y.; GONÇALVES, C.R., FANTINATO, V. Presença de
leveduras do gênero Cândida na saliva de pacientes com diferentes fatores
predisponentes e de indivíduos controle. Rev. Odontol Univ São Paulo, v.11, p. 279-
285, 1997.
KOHNO, S et al. Bactericidal effects of acidic electrolyzed water on dental unit waterline.
Jpn J Infect Dis, 2004 57 (2): 52-54.
KONEMAN, E. W.; ALLEN, S. D.; JANDA, W. M.; SCHRECKENBERGER, P. C.;
WINN Jr., W. C. Color atlas and textbook of diagnostic microbiology. 5a ed.
Philadelphia: Lippincott, 1997. 1395p.
KONEMAN, E.W.; ALLEN, S. D.; JANDA, W. M.; SCHRECKENBERGER, P. C.; WINN
JR, W. C. - Diagnóstico Microbiológico: texto e atlas colorido. 5. ed. Guanabara Koogan
: Rio de Janeiro, 2002.
KLOOS, W. E.; BANNERMAN, T. L. Update on clinical significance of
coagulasenegative staphylococci. Clin. Microbiol. Rev
., 7(1): 117-40, 1994.
KUSSANO, E. J. U. ; GRINBAUM, R. S. Estafilococos coagulase – negativa e
Enterococos. In: RODRIGUES, E. A. C.
et al. Infecções hospitalares: Prevenção e
controle. 3. ed. São Paulo: Sarvier, 1997. cap. 2, p. 559-607.
90
LECLERCQ, R.; DERLOT, E.; DURVAL, J.; COURVALIN, P. Plasmid-mediated
resistance to vancomycin and teicoplanin in
Enterococcus faecium. N. Engl. J. Med.,
319: 157-61, 1988.
LOUREIRO, B. A.; DE MORAES, B. A.; QUADRA, M.R.R.; PINHEIRO, G. S.;
SUFFYS, P. N.; ASENSI, M.D. - Molecular Epidemiology of Methicillin Resistant
Staphylococcus aureus Isolated from newborns in a Hospital in Rio de Janeiro, Brazil.
Mem Inst Oswaldo Cruz, 95(6):777-782, 2000.
MADIGAN, M.T.; MARTINKO, J.M.; PARKER, J. Biology of microorganism. 8ed. New
Jersey: Prentice-Hall, 1997, 986p.
MARANGONI, D. V. Staphylococcus aureus. In__ RODRIGUES, E. H. C . et al.
Infecções hospitalares: Prevenção e controle. São Paulo: Sarvier, 1997. cap. 1, p. 573-
589.
MARAIS, J.T.; BROZEL, V.S. Electro-chemically activated water in dental unit water in
dental unit water line, Br. Dent. J., v.187, n.3, p.154-158, 1999.
MARTINEAU, F.; PICARD, F. J.; LANSAC, N.; MÉNARD, C.; ROY, P. H.;
OUELLETTE, M.; BERGERON, M. G.
Correlation between the resistance genotype
determined by Multiplex PCR assays and the antibiotic susceptibility patterns of
Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Antimicrob. Agents
Chemother
, 44(2): 231-8, 2000a.
MARTIN, M.V.
The significance of the bacterial contamination of dental unit water
systems. Br. Dent. J., v.163, n.5, p.152-154, 1987.
91
MARTINS, C. A. P. Presença de microrganismos dos gêneros Staphylococcus e
Candida na cavidade bucal humana. 2001. 86 f. Dissertação (Mestrado em
Odontologia) – Faculdade de Odontologia, Universidade Estadual Paulista, São José
dos Campos.
MARSHALL, J. R. Manual de laboratório clínico: Microbiologia. São Paulo: Santos,
1995.
McDOUGAL, L. K.; STEWARD, C. D.; KILLGORE, G. E.; CHAITRAM, J. M.;
MCALLISTER, S. K.; TENOVER, F. C. - Pulsed-Field Gel Electrophoresis Typing of
Oxacillin-Resistant
Staphylococcus aureus Isolates from the United States: Establishing
a National Database.
J Clin Microbiol, 41:5113-5120; 2003.
MEDEIROS, U. V. et al. Uso das normas de controle de infecção na prática
odontológica. RBO,
v. 55, n. 1, p. 209-215, 1998.
MEILLER, T.F. et al. Dental unit waterlines: biofilms, disinfection and recurrence. J. Am.
Dent. Assoc., v. 130, n.1, p.65-72, 1999.
MELTER, O.; AIRES DE SOUSA, M.; URBASKOVA, P.; JAKUBU, V.; ZEMLICKOVA,
H.; DE LENCASTRE, H.
Update on the Major Clonal Types of Methicillin-Resistant
Staphylococcus aureus in the Czech Republic. J Clin Microbiol, 41: 4998-5005, 2003.
MILLER, C.H
. Cleaning, sterilization and disinfection: basics of microbial killing for
infection control. J. Amer. Dent. Assoc
., v. 124, p. 48-56, 1993.
MILLER, C.H. Infection control. Dent .Clin. North. Am.., v. 40, n.2, p. 437-456, 1996.
MILLS, SE
. The dental unit waterline controversy: defusing the myths, defining the
solutions, J Am Dent Assoc. 2000, 131 (9):1427-1441.
92
MILLS, SE. Waterborne pathogens and waterline. Dent Clin North Am, 2003, 47(3),
545-557.
MLYNARCZYK, G. et al. Coagulase negative variants of Methicillin resistant
Staphylococcus aureus subsp aureus strains isolated form hospital specimens.
Zentralbl. Bakteriol., v.288, p.373-81, 1998.
MIRAGAIA, M.; COUTO, I.; PEREIRA, S. F. F.; KRISTINSSON, K. G.; WESTH, H.;
JARLOV, J. O. Molecular Characterization of Methicillin-Resistant Staphylococcus
aureus Clones: Evidence of Geographic Dissemination. J Clin. Microbiol, 40:430-438
2003.
MONTEBUGNOLI, L.; DOLCI, G. A new chemical formulation for control of dental unit
water line contamination: an “in vitro”and “clinical” study. B.M.C. Oral Health, v.2, n.1,
p.1-4, 2002.
MONTESINOS, I.; SALIDO, E.; DELGADO, T.; LECUONA, M.; SIERRA, A.
Epidemiology of methicillin-resistant
Staphylococcus aureus at a university hospital in
the Canary Islands.
Infect Control Hosp Epidemiol, 24(9): 667-772 2003.
National Committee for Clinical Laboratory Standards. Approved Standard M2-A7,
2002. Performance standard for antimicrobial disk susceptibility test, vol. 15, n. 14,
Approved Standard NCCLS, Villanova, Pa.
NORO A., SUYAMA, Y.; TAKAHASHI, E.; CHATTIN, B.R.; HIRAI Y.; TAKAHASHI, K.
The effectiveness of the “clean-area-system”for infection control in the dental clinic. Bull
Tokyo Dent Coll, v.39, p.15-14, 1998.
OLIVEIRA JÚNIOR, F.; FONSECA, M.; RAMALHO, M.; BREDT, C.; ABBOUD, C.;
SILVA, A.; CAVALCANTE, N.
Infecções de corrente sangüínea em pacientes adultos
infectados pelo HIV. APECIH J
., 2, 1999.
93
OLIVEIRA SANTOS, B.M. Prevalência de portadores sãos de S. aureus em pessoal de
diferentes categorias de enfermagem de um hospital escola. Tese de doutorado, Escola
de Enfermagem de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, 201 p., 1987.
OLIVEIRA SANTOS, B.M.; UTHIDA TANAKA, A.M. Staphylococcus aureus em
portadores sãos de diferentes categorias de enfermagem do HCMRP-USP: fagótipos de
resistência a antibióticos. Rev. Microbiol. V.21, p.304-308, 1990.
OLIVEIRA SANTOS, B.M.; SCOCHI, C.G.S.; GARCIA-SOUZA, M.T. Marcadores
epidemiológicos de amostras de Staphylococcus aureus em pessoal de enfermagem de
unidades pediátricas de um hospital geral escola, Rev. Paul Hosp., v.38, p.53-57, 1990.
ORGANIZATION FOR SAFETY AND ASSEPSIS PROCEDURES. Biofilm and dental
unit waterlines. Infection control in practice, v.3, n.2, p.1-6, 2004.
PACKOTA, G.V.; KOMIYAMA, K. Surface desinfection of saliva-contaminated dental X-
ray film packets. J. Can. Dent. Assoc., v. 58, n.9, p. 747-751, 1992.
PALAZZO, I.C.V. Deteccao de estafilococos resistentes à meticilina e vancomicina em
portadores humanos em ambiente intra e extra hospitalar. 2000, 78p. Dissertação
(Mestrado em Microbiologia) – Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, UNESP,
Jaboticabal.
PARKS, E.T.; FARMAN, A.G. Infection control for dental radiographic procedures in US
dental hygiene programmmes. Dentomaxillofac. Radiol., v.21, n.1, p. 16-20, 1992.
PARSEK. M.R.; SINGH, P.K. Bacterial biofilm: an emerging link to disease
pathogenesis Annu. Rev. Microbiol., v.57, p.677-701, 2003.
94
PETERSSON, A. C.; KAMME, C.; MIÖRNER, H. Disk with high oxacillin content
discriminates between methicillin-resistant and borderline methicillin-susceptible
Staphylococcus aureus strains in disk diffusion assays using a low salt concentration. J.
Clin. Microbiol., 37(6): 2047-50, 1999.
PETERS, E. McGAW, W.T. Dental unit water contamination. J. Can. Dent. Assoc., v.
62, n.6, p.494-495, 1996.
PETINAKI, E.; DIMITRACOPOULOS, G.; SPILIOPOULOU, I. Decreased affinity of
PBP3 to methicillin in a clinical isolate of
Staphylococcus epidermidis with borderline
resistance to methicillin and free of the
mecA gene Microb. Drug Resist., 7(3): 297-300,
2001.
PREVOST, AP, ROBERT, M, CHARLAND, R, BARBEAU, J. Doctor, Would you drink
water from your dental unit? N.Y. State Dent J. 1995 61 (12): 22-28.
QUINN, P.J. et al. Microbiologia Veterinária e Doencas Infecciosas. Porto Alegre:
Artmed, 2005. 512 p.
ROWLAND, B.M.
Bacterial contamination of dental unit waterlinesÇ what is your dentist
spraying into your mouth: Clin. Microbiol Newsletter, v.25, n.10, p.73-77, 2003.
RUSSO, E. M. A. et al.
Avaliação da intensidade de contaminação de pontas de seringa
tríplice.
Pesqui. Odontol. Bras., São Paulo, v. 14, n. 3, p. 243-247, jul./set. 2000.
SADER, H. S.; PIGNATARI, A. C.; HOLLIS, R. J.; JONES, R. N. Evaluation of
Interhospital Spread of Methicillin-Resistant
Staphylococcus aureus in São Paulo, Brasil,
using Pulsed-Field Gel electrophoresis of Chromosomal DNA.
Infect Control Hosp
Epidemiol, 15(5):
320-323, 1995.
95
SAMY, A.; SHEHAB, EL-DIN.; EL-SAYED, I.; EL-SHAFEY.; MAMAD, R ; AHMAD
MODATHER, M
. Methicillin-Resistant Staphylococcus aureus: A Problem in the Burns
Unit.
Egyptian of Journal Plastic and Reconstructive Surgery, 27: 1-10, 2003.
SANTOS, S. S. F.; JORGE, A. O. J. Presença de Enterobacteraceae e
Pseudomonadaceae na cavidade bucal humana.
Rev. Odontol. UNESP, v. 27, n. 2, p.
473-484, 1998.
S.A.S. INSTITUTE INC. S.A.S/Stat – User’s guide, release 6, 12 TS level 0020. Cary.
1999, p.519-48.
SAMARANAYAKE, L.P. et al. Controle da infecção para a equipe odontológica. São
Paulo: Santos, 1993. cap. 6, 146 p.
SCHWALBE, R. S.; STAPLETON, J. T.; GILLIGAN, P. H. Emergence of vancomycin
resistance in coagulase-negative staphylococci. N. Engl. J. Med., 316(15): 927-31,
1987.
SIERADZKI, K.; ROBERTS, R. B.; SERUR, D.; HARGRAVE, J.; TOMASZ. A.
Heterogeneously vancomycin-resistant
Staphylococcus epidermidis strain causing
recurrent peritonitis in a dialysis patient during vancomycin therapy. J. Clin. Microbiol
.,
37(1): 39- 44, 1999.
SHEARER, B.G.
Biofilm and dental Office. J. Am. Denta. Assoc., v.127, n.2, p.181-189,
1996.
SIGNORETTO, C.; CANEPARI, P.; URBANI, G. Línquinament microbiológico
nell’ambulatorio odontoiatrico ed il suo possible abbttimento. Min Stomatol, v.43, p.263-
72, 1994.
96
SILVA, C.R.G. Avaliação de desinfetantes de superfície utilizados em odontologia,
2001. 93f. (Dissertação de Mestrado)- Faculdade de Odontologia, UNESP, São Jose
dos Campos.
SIMOR, A. E.; OFNER-AGOSTINI, M.; BRYCE, E.; GREEN, K.; McGEER, A.;
MULVEY, M. The Canadian Nosocomial Infection Surveillance Program. The evolution
of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in Canadian Hospitals: the results of five
years of national surveillance
. Can. Med. Assoc. J. 165:21-26, 2001.
SLOOS, J. H.; HORREVORTS, A. M.; VAN BOVEN, C. P.; DIJKSHOORN, L.
Identification of multiresistant Staphylococcus epidermidis in neonates of a secondary
care hospital using pulsed field gel electrophoresis and quantitative antibiogram typing.
J. Clin. Pathol., 51(1): 62-7, 1998.
SMITH, A.J.; McHUGH, S.; AITKEN, I.; HOOD, J. Evaluation of efficacy of Alpron
disinfectant for dental unit water lines. Br. Dent. J., London, v.193, n.10, p.593-596,
2002.
SOLA, C., GRIBAUDO, G., VINDEL, A., PATRITO, L., BOCCO, J. L. Identification of a
Novel Methicillin-Resistant
Staphylococcus aureus Epidemic Clone in Cordoba,
Argentina, Involved in Nosocomial Infections.
J Clin Microbiol, 40: 1427-1435, 2002.
SOLL, D. R.; LOCKHART, S. R.; PUJOL, C. Laboratory procedures for the
epidemiological analysis of microorganisms. In: MURRAY, P. R.; BARON, E. J.;
JORGENSEN, J. H.; PFALLER, M. A.; YOLKEN, R. H. Manual of clinical microbiology.
8a ed. Washington, DC: ASM Press, 2003. p. 139-61.
SOUZA-GUGELMIN, MC, LIMA CDT, LIMA, SM, MIAN H, ITO, I.Y.
Microbial
contamination in dental unit waterlines. Braz Dent J. 2003, 14(1):55-57.
97
SPERBER, W.H.; TATINI, S.R. Interpretation on the tube coagulase test for
identification of Staphylococcus aureus. Applied Microbiol, v.29, p.502-505, 1975.
STOODLEY, P.Ç SAUER, K.Ç DAVIES, G.G.,Ç COSTERTON, J.W. Biofilms as
complex differentiated communities. Annu. Rev. Microbiol, v.56, n.1, p.187-209, 2002.
SCHULZE-ROBBECKE, R.Ç FELDMANN, C. Dental units. An a environmental study of
sources of potentially pathogenic mycobacteria. Tuber. Lung Dis., v.76, n.4, p.38-323,
1995.
SUTHERLAND, I.W. Microbial exopolysaccharidesÇ their role in microbiol adhesion in
aqueous systems. Crit. Rev. Microbiol, v.10, n.2, p.173-201, 1983.
SZYMANSKA, J. Biofilm and dental unit waterlines. Ann. Agric. Environ. Med,,v.10, n.2,
p.151-157, 2003.
TALL, BD, WILLLIANS, HN, GEORGE, KS, GRAY, RT, WALCH, M. Bacterial
succession within a biofilm in water supply lines of dental air-water syringes. Can J
Microbiol
. 1995, 41(7): 647-654.
TAMBIC, A.; POWER, E. G. M.; TAMBIC, T.; SNUR, I.; FRENCH, G. L. -
Epidemiological analysis of Methicillin-Resistant
Staphylococcus aureus in a Zagreb
Trauma Hospital using a randomly Amplified Polymorphic DNA- typing method.
J Clin
Microbiol, 18:
335-340, 1999.
98
TAVARES, W. Manual de antibióticos e quimioterápicos antiinfecciosos, 2 ed. São
Paulo: Atheneu, 1996, 792p.
TEIXEIRA, M.; SANTOS, M. V. Responsabilidade no controle de infecção. Rev. Assoc.
Paulista Cirurgiões- Dentistas,
v. 53, n. 3, p. 177-189, 1999.
TENOVER, F. C.; LANCASTER, M. V.; HILL, B. C.; STEWARD, C. D.; STOCKER, S.
A.; HANCOCK, G. A.; O’HARA, C. M.; McALLISTER, S. K.; CLARK, N. C.;
HIRAMATSU, K. Characterization of staphylococci with reduced susceptibilities to
vancomycin and other glycopeptides.
J. Clin. Microbiol., 36(4): 1020-7, 1998.
TENOVER, F. C.; BIDDLE, J. W.; LANCASTER, M. V. Increasing resistance to
vancomycin and other glycopeptides in
Staphylococcus aureus. Emerg. Infect. Dis.,
7(2): 327-32, 2000.
TRINDADE, R. C.; BONFIM, A. C. R.; RESENDE, M. A. Conjunctival microbial flora of
clinically normal persons who work in a hospital environment.
Braz. J. Microbiol., 31:
12- 16, 2000.
UNITED STATES OF AMERICA. Environmental protection agency. Office of ground
water and drinking water. Current drinking water standards, 2000. Disponível em – http.
www.epa.gov. acesso em 14 de set de 2003.
VAN ELDERE, J.; PEETERMANS, W. E.; STRUELENS, M.; DEPLANO, A.;
BOBBAERS, H.
Polyclonal staphylococcal endocarditis caused by genetic variability.
Clin. Infect. Dis
., 31: 24-30, 2000.
VELANO, H. E. et al. Avaliação in vitro da atividade antibacteriana da água ozonizada
frente ao Staphylococcus aureus.
Pesqui. Odontol. Bras., São Paulo, v. 15, n. 1, p. 18-
22, jan./mar. 2001.
99
VON EIFF, C.; REINERT, R. R.; KRESKEN, M.; BRAUERS, J.; HAFNER, D.;
PETERS, G.
Nationwide German multicenter study on prevalence of antibiotic
resistance in staphylococcal bloodstream isolates and comparative in vitro activities of
quinupristindalfopristin. J. Clin. Microbiol
., 38(8): 2819-23, 2000.
WALKER, J.T. et al. Microbiological evaluation of a range of disinfectant products to
control mixed-species biofilm contamination in a laboratory model of a dental unit water
system. Appl. Environ. Microbiol., v.66, n.8, p.3363-3367, 2004.
WANG, J. T.; CHEN-CHUN, Y.; YANG , T. L.; CHANG, C. S. – Molecular epidemiology
and antimicrobial susceptibility of methicillin resistant
Staphylococcus aureus in Taiwan.
Diag Microbiol and Infec, Dis., 42: 199-203, 2002.
WATANABE, E. et al. Dental unit water contamination level assessment. J. Dent. Res.
Chicago, v.80, n.3, p.621, 2001.
WATANABE, E. Biofilme linha d’água: avaliação do nível de contaminação da água do
equipo odontológico. In: JORNADA ODONTOLÓGICA DE RIBEIRÃO PRETO, 22.
2000, Ribeirão Preto.
Anais. Ribeirão Preto: USP, 2003.
WILLIAMS, J. F. et al.
D. Microbial contamination of dental unit waterlines: prevalence,
intensity and microbiological characteristics.
J. Am. Dent. Assoc., Chicago, v. 124, n. 10,
p. 59-65, Oct. 1993.
WILLIAMS, H. N. et al. Assessing microbial contamination in clean water dental units
and compliance with desinfection protocol. J. Am. Dent. Assoc
. 1994, 125 (9):1205-
1211.
YORK, M. K.; GIBBS, L.; CHEHAB, F.; BROOKS, G.F. Comparison of PCR detection
of
mecA with standard susceptibility testing methods to determine methicillin resistance
in coagulase-negative staphylococci. J. Clin. Microbiol. 1996, 34(2): 249-253.
100
9. ANEXOS
Anexo 1.
Ágar Nutriente
Extrato de carne (Difco) ..............................................................................10,0g
Peptona (Difco) ............................................................................................10,0g
Cloreto de Sódio...........................................................................................5,0g
Agar-ágar (Fisher) ........................................................................................15,0g
Água destilada...............................................................................................1000mL
Final pH 7,5 ±0,2
Os componentes do meio de cultura foram diluídos em água destilada e o meio
foi esterilizado a 121
o
C por 30 minutos e resfriado à aproximadamente 50
o
C. A seguir a
solução (Alíquotas de 20,0 mL) foi distribuída em placas de Petri de 20x100 mm
esterilizadas.
BHI – Brain heart broth (Difco)
Infusão de cérebro bovino............................................................................200g
Infusão de coração bovino ...........................................................................250g
Protease peptona .........................................................................................10g
Bacto-dextrose .............................................................................................2g
Cloreto de sódio ...........................................................................................5g
Fosfato dissódico .........................................................................................2,5g
Água destilada...............................................................................................1000mL
101
Staphylococcus Medium Ágar 110 (Difco)
Triptona ........................................................................................................10,0g
Extrato de Levedura .....................................................................................2,5g
Gelatina........................................................................................................30,0g
Lactose.........................................................................................................2,0g
Cloreto de sódio ...........................................................................................7, 5g
Fosfato dipotássico ......................................................................................5,0 g
Agar-ágar (Fisher) ........................................................................................15,0g
Manitol..........................................................................................................10,0g
Água destilada...............................................................................................1000mL
Manitol Salt Ágar (Difco)
Extrato de carne...........................................................................................1,0g
Peptona (Difco) ............................................................................................10,0g
Manitol..........................................................................................................10,0g
Cloreto de sódio ...........................................................................................7, 5g
Vermelho de fenol ........................................................................................0,025 g
Agar-ágar (Fisher) ........................................................................................15,0g
Água destilada...............................................................................................1000mL
Ágar sangue para a prova da hemólise
Extrato de carne...........................................................................................10,0g
Peptona (Difco) ............................................................................................10,0g
Cloreto de sódio ...........................................................................................7, 5g
Sangue de ovino ..........................................................................................5%
Agar-ágar (Fisher) ........................................................................................15,0g
Água destilada...............................................................................................1000mL
102
Desoxyribonuclease test Medium (Difco)
Triptose ........................................................................................................20,0g
Ácido desoxirribonucleico.............................................................................2,0g
Cloreto de sódio ...........................................................................................15,0g
Ácido clorídrico.............................................................................................1 N
Agar-ágar (Fisher) ........................................................................................15,0g
Água destilada...............................................................................................1000mL
103
Anexo 2.
TERMO DE AUTORIZAÇÃO
Autorizo Marcelo Lancellotti, R.G. 24.246.267-4, a realizar neste consultório,
coleta de amostras das mãos e cavidade nasal dos dentistas
__________________________________________________para fins de pesquisa.
(Faça um X em sua resposta):
Sim ( )
Não ( )
Nome do dentista ou responsável:
Assinatura do dentista ou responsável:
Barretos, _____/_____/_____.
104
Anexo 3.
TERMO DE AUTORIZAÇÃO
Autorizo Marcelo Lancellotti, R.G. 24.246.267-4, realizar neste consultório
odontológico, a coleta de amostras das mãos e da cavidade nasal da auxiliar:
__________________________________________________para fins de pesquisa.
(Faça um X em sua resposta):
Sim ( )
Não ( )
Nome da auxiliar:
Assinatura da auxiliar:
Barretos, _____/_____/_____.
105
Anexo 4.
TERMO DE AUTORIZAÇÃO
Autorizo Marcelo Lancellotti, R.G. 24.246.267-4, realizar neste consultório
odontológico, a coleta de amostras das mãos e da cavidade nasal do paciente:
________________________________________________para fins de pesquisa.
(Faça um X em sua resposta):
Sim ( )
Não ( )
Nome do paciente ou responsável:
Assinatura do paciente ou responsável:
Barretos, _____/_____/_____.
106
Anexo 5.
QUESTIONÁRIO
1 – OCUPAÇÃO
( ) Cirurgião-Dentista ( ) Auxiliar ( ) Paciente
2- MÃO DE OCUPAÇÃO
( ) Destro ( ) Sinistro
3- Para os Cirurgiões-Dentistas:
3.1. Tempo de uso do consultório
( ) menos de cinco anos ( ) mais de cinco anos
3.2. Tipo de água utilizada no reservatório
( ) torneira ( ) filtrada ( ) destilada
3.3. Qual antibiótico você administra na rotina clínica do seu consultório?
a)__________________________________________________________________
b)__________________________________________________________________
c)__________________________________________________________________
d)__________________________________________________________________
107
108
"EPIDEMIOLOGICAL STUDY OF Staphylococcus aureus IN ENVIRONMENTS, WATER
AND HEALTHY CARRIERS AND DETERMINATION OF SENSIBILITY TO
ANTIMICROBIANS"
ABSTRACT
This work aimed at making a contribution to studies related to cross infection by
Staphylococcus spp in the environment of dental offices, focusing on main
contamination sources and possible risk for professionals and patients. There have been
collected 160 samples of water, 300 samples of fomites, and 360 samples from hands
(right and left) and nasal cavities of dentists, assistants, and patients in 40 dental offices.
The count determination of
Staphylococcus spp in water, through the Millipore
®
filtering
method, has shown that 28% did not meet the standard of potability established by the
American Dental Association. Among studied dental offices, dental care plan offices
have presented the highest rate of contamination of water (62,5%), and private offices
(36%) and dental care plan offices (35%) have presented the highest rate of
contamination as to researched fomites. The most contaminated fomites areas were:
chair (90%), door knob (80%), Rx device (76%), and high-speed handpiece (70%). The
most contaminated anatomical area was the nasal cavity (66%), followed by left (57%)
and right hands (42%). The correlation among isolated
Staphylococcus spp in fomites,
water, and anatomical areas was significant, therefore, it might be suggested that there
has been cross infection in the studied dental offices. Strains of
Staphylococcus spp,
which had been isolated from dental equipment water, were sensible to antibiotics
ciprofloxacin (97%) and vancomycin (91%), and they were resistant to oxacillin (78%);
on the other hand, strains isolated from fomites in hands and nasal cavities were
sensible to antibiotics ciprofloxacin (85%) and oxacillin (88%).
Keywords: Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, cross infection,
biofilm.
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