( PDF ) Produção de mudas de bananeira (Musa sp. AAB) em função da poda e doses de nitrogênio e boro

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UNIVERSIDADE FEDERAL DA PARAÍBA

CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS

DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA

MESTRADO EM AGRONOMIA

PRODUÇÃO DE MUDAS DE BANANEIRA (Musa sp. AAB) EM

FUNÇÃO DA PODA E DOSES DE NITROGÊNIO E BORO

JOSÉ PIRES RIBEIRO NÓBREGA

AREIA – PARAÍBA

2006

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UNIVERSIDADE FEDERAL DA PARAÍBA

CENTRO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS

DEPARTAMENTO DE FITOTECNIA

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA

MESTRADO EM AGRONOMIA

PRODUÇÃO DE MUDAS DE BANANEIRA (Musa sp. AAB) EM

FUNÇÃO DA PODA E DOSES DE NITROGÊNIO E BORO

JOSÉ PIRES RIBEIRO NÓBREGA

AREIA – PARAÍBA

2006

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JOSÉ PIRES RIBEIRO NÓBREGA

PRODUÇÃO DE MUDAS DE BANANEIRA (Musa sp. AAB) EM

FUNÇÃO DA PODA E DOSES DE NITROGÊNIO E BORO

Dissertação apresentada ao Centro de

Ciências Agrárias, Universidade Federal

da Paraíba, como requisito parcial para

a obtenção do título de Mestre em

Agronomia, área de concentração

Agricultura Tropical.

Orientador: Prof. Dr. Walter Esfrain Pereira

Co-orientador: Prof. Dr. Roberto Wagner Cavalcante Raposo

AREIA - PARAÍBA

2006

N 754p Nóbrega, José Pires Ribeiro.

Produção de mudas de bananeira (Musa sp. AAB) em função da poda e doses de

nitrogênio e boro / José Pires Ribeiro Nóbrega. – 2006.

98 f.: il.; 30 cm.

Dissertação (Mestrado em Agronomia)- Centro de Ciências Agrárias, Universidade

Federal da Paraíba, Areia – PB, 2006.

Bibliografia: f. 71-90.

Orientador: Walter Esfrain Pereira.

Co-orientador: Roberto Wagner Raposo Cavalcante.

1. Bananeira – mudas. 2. Bananeira - crescimento. 3. Bananeira - nutrição. 1. Título.

Palavras-chave: Banana Pacovan

Mudas

Poda

Nitrogênio

Boro

CDU: 634.773

JOSÉ PIRES RIBEIRO NÓBREGA

PRODUÇÃO DE MUDAS DE BANANEIRA (Musa sp. AAB) EM

FUNÇÃO DA PODA E DOSES DE NITROGÊNIO E BORO

Dissertação aprovada em 29 de maio de 2006

BANCA EXAMINADORA

______________________________________

Prof. Dr. Walter Esfrain Pereira

Orientador

______________________________________

Prof. Dr. Roberto Wagner Cavalcante Raposo

Co-orientador

______________________________________

Prof. Dr. Francisco Assis de Oliveira

Examinador

______________________________________

Profa. Dra. Raunira da Costa Araújo

Examinadora

AREIA – PARAÍBA

2006

À minha esposa:

Maria Aleuda de Oliveira Nóbrega;

Aos meus pais:

Lourival Ribeiro da Nóbrega, “in memorian” e

Maria do Céu Pires Ribeiro;

Aos meus avós paternos, “in memorian”:

Joaquim Ribeiro Dias e Severina Nóbrega da

Silva;

Aos meus avós maternos, “in memorian”:

Bianor Pires e Epifânia Dantas Sobral Pires;

Aos meus afilhados e afilhadas

Ofereço.

AGRADECIMENTOS

Fim de uma etapa vencida. Dedicação, determinação, dias e noites a fio.

Hoje, sensação de um dever cumprido, realização de um desejo. Trabalho realizado,

produto final: uma dissertação.

Uma dissertação não é só um produto final de uma ação individual de um

pesquisador. É trabalho coletivo, construção partilhada entre diversas pessoas que

contribuíram de forma direta e indireta para a sua elaboração e que prefiro chamá-

los de co-autores.

Fatigado, cansado pela intensa dedicação, com risco de esquecer alguém,

peço minhas desculpas, mas mesmo correndo esse risco, gostaria de agradecer:

A DEUS, pela vida e por tudo;

À Universidade Federal da Paraíba (UFPB), em especial ao Centro de

Ciências Agrárias (CCA), pela oportunidade e realização do Curso de Pós-

Graduação em Agronomia;

Ao Centro de Formação de Tecnólogos (CFT) e Colégio Agrícola Vidal de

Negreiros (CAVN) da UFPB, pelo apoio e condições favoráveis que proporcionaram

a minha participação como estudante de Pós-Graduação e ,conseqüente, realização

deste trabalho;

Ao Professor Dr. Walter Esfrain Pereira, meus sinceros agradecimentos

pela excelente e valiosa orientação, estímulo, fidalguia e dedicação;

Ao Professor Dr. Roberto Wagner Cavalcante Raposo pela valiosa co-

orientação, estímulo e compreensão;

Aos Diretores do CFT e CAVN da Universidade Federal da Paraíba,

Professores Antônio Eustáquio R. Travassos e Genival Alves de Azeredo, pelo

irrestrito apoio, estímulo e consideração;

Aos meus Professores dos Programas de Pós-Graduação em Agronomia

e Manejo e Conservação do Solo e Água do CCA/UFPB, pelos inestimáveis

ensinamentos, incentivo e dedicação ao ensino e à pesquisa. São eles: Ademar

iii

Pereira de Oliveira, Walter Esfrain Pereira, Roberto Wagner Cavalcante Raposo,

Francisco Assis de Oliveira, Ítalo de Sousa Aquino, Jacinto de Luna Freire, Napoleão

Esberard de Macedo Beltrão, Antônio Lucineudo Freire, Luciana Cordeiro e Julita M.

F. C. Carvalho;

Aos caros colegas e contemporâneos de Pós-Graduação, em especial a

Severino do Ramo (Professor Raminho), João Filinto dos Santos, Noelma Miranda

de Brito, Harlan Fonseca, Ailton Melo de Moraes, Carlos Henrique de Brito, Maria

Elessandra, Luciene Arruda, Mônica Porto, Cynthia M. de Lyra, Valéria Ribeiro,

Gibran Alves, Maurício Melo, Carlos Ganthus, Ovídio Dantas Júnior, Valdemir de

Lima, João Damasceno, Mácio Farias, Aldeni Barbosa, Hélio Beretta; George

Ribeiro, Felipe, Cícero e Hipólito;

Aos Professores Dr. Francisco Assis de Oliveira (Departamento de Solos

do CCA/UFPB) e Dra. Raunira da Costa Araújo (Departamento de Agropecuária do

CFT/UFPB), que tão gentilmente aceitaram o convite para participarem da nossa

Banca Examinadora, abrilhantando-a com valiosas e lúcidas sugestões;

Aos Professores do CCA/UFPB, que muito me incentivaram: Ademar

Pereira de Oliveira, Leila Rocha Sarmento Coelho, Silvanda de Melo e Silva, Djail

Santos, Adailson Pereira, Lourival F. Cavalcante, Rejane Nunes, José Ferreira C.

Filho, Ivandro de França, Mauro Nóbrega, Antônio O. Galvão e Leonaldo Andrade;

Ao ex-Coordenador e à atual Coordenadora do Programa de Pós-

Graduação em Agronomia do CCA/UFPB, Professores Dr. Genildo Bandeira Bruno,

“in Memorian”, e Dra. Riselane de Lucena Alcântara B. Bruno, pela distinta atenção e

dedicação;

À Secretária do Programa de Pós-Graduação em Agronomia, Cícera

Eliane de Araújo, que sempre presente, dedicada e prestativa, muito colaborou;

À Secretária do Programa de Pós-Graduação em Manejo e Conservação

do Solo e Água, Cláudia Oliveira, pela distinta atenção;

Aos funcionários do Programa de Pós-Graduação em Agronomia e do

Departamento de Fitotecnia do CCA, pelos bons préstimos e dedicação, em especial

a José R. D. Filho (Seu Zezinho), Severino J. Numeriano (Nino) e Solon;

Aos Técnicos e funcionários do Laboratório de Solos e Laboratório de

Análises de Plantas e Tecidos Vegetais do CCA/UFPB, pelo apoio e valioso auxílio

nas análises. São eles: Maria Cristina Pereira, Ednaldo Jerônimo, Gilson Batista,

Montesquieu, Sebastião de S. Primeiro (Seu Castor) e o Engenheiro Agrônomo José

do Patrocínio Alves;

À estudante de Pós-graduação e estagiária dos Laboratórios de Solos e

de Análises de Plantas e Tecidos Vegetais do CCA/UFPB, Selma Feitosa, que

gentilmente me auxiliou nas análises;

Aos funcionários da Biblioteca Setorial do CCA, pela distinta atenção e

dedicação: Elisabete Sirino da Silva e Márcia Maria Marques (Bibliotecárias); João

Pequeno de Souza, Heronides Elias da Silva, Paulo Gomes da Silva, Gentil Dias,

Admilson Gomes, Maria das Mercês B. Santos, Maria das Vitórias F. Lima, Maria

Isabel O. Silva, Jorge Luiz e Pedro Raimundo Ribeiro;

Aos funcionários da Estação Agrometeorológica do CCA, Senhores Lula e

Benedito, pela presteza e colaboração no fornecimento de dados climatológicos;

Aos funcionários do Departamento de Ciências Fundamentais do CCA, em

especial a Antônia Barbosa (Dona Toinha), “Pequeno”, “Seu” Antônio e Eduardo;

Aos funcionários do Setor de Olericultura do CCA, Genival Gomes, José

Barbosa, Francisco de Castro e Francisco S. Nascimento;

Ao proprietário e funcionários do Setor de Reprografia do CCA, em

especial a Paulo Ricardo, Carlos Alberto e André Ribeiro, pela distinta atenção e

colaboração;

Aos funcionários da Casa de Hóspedes do CCA, em especial à Raimunda

Félix, Saulo Alves, Marielza Rodrigues, Maria Cícera Souza e Nazareno Vieira;

Aos Professores do CFT-CAVN/UFPB, que sempre me incentivaram:

Arinaldo Frazão, Silvestre Fernández Vásques, José Humberto Vilar, Gerson

Azeredo Alves, Marcos Barros de Medeiros, Otávio do Carmo de Oliveira Neto, Ítalo

de Sousa Aquino, João Argenaldo, Raunira da Costa Araújo, Ana Cláudia

Rodrigues, Terezinha Domiciano, Edson Cavalcanti da Silva, Marcelo Ribeiro,

Chateaubriand Pinto Bandeira, Cléber Brito, José Iran Costa, José Eduardo

Espínola, Alcides Marcelino, Roberto Germano, Laésio Martins, Elenice Duarte e

Inaldo dos Anjos;

Ao chefe do Setor de Agricultura do CFT/UFPB, Prof. Ivan Teixeira Maia,

pelo irrestrito apoio e colaboração;

Aos funcionários do Setor de Agricultura do CFT/UFPB – Bananeiras, pela

colaboração. São êles: Raimundo Nonato da S. Barbosa, Eliab Pessoa, Maria Lúcia

da Silva e Thatiana M. B. Silva;

Aos incansáveis trabalhadores rurais, pela inestimável colaboração nos

trabalhos de implantação e tratos culturais da cultura estudada, em especial a

Compadre Plácido Pereira da Silva, João Batista Alves da Silva (Jotinha), Adauto

Rodrigues (Operador de máquinas), José Vanderley L. Silva (Peba), José Carlos

Duarte (Xiola), Elício Borges, Antônio Eugênio Pereira, Marcosuel Bruno Neves,

Carlos Antônio Magari, Edmilson Pereira, Ginaldo Pereira, João Ribeiro (Seu Doca),

Jurandir de Dito, “Menininho”, Zé Carlos e Marciano;

Ao Técnico do Laboratório de Análises de alimentos do CFT/UFPB,

Jerônimo Galdino dos Santos e ao Sr. José Paulo Alves da Silva, pelo apoio e

valioso auxílio nas análises ali realizadas;

Ao funcionário do Setor de Avicultura do CFT/UFPB, Fabiano Dantas;

Aos funcionários da Biblioteca Setorial do CFT/UFPB – Bananeiras, pela

distinta atenção e colaboração: Maria do Socorro Azevedo Fernández Vásques e

Geisa Câmara (Bibliotecárias), Maria do Socorro Silva, Francisco França do Amaral,

“in memorian”; Celso Cosmo, Luiz Cavalcante, Rubens Souza e “Novato”;

Aos funcionários do CFT/CAVN – UFPB, pela colaboração e presteza, em

especial à Cláudia de Lima Silva (Secretária da Direção do CFT), Maria de Fátima

Aragão (Secretária do CAVN), Maria do Socorro Dantas Germano (Secretária do

DAP); Maria José Cirne, Edjane Maria G. Rocha, Liliane Farias R. Guimarães,

Francisco Edvaldo C. Silva (Manga), Mário Cardoso de Moura, José Miguel Luciano,

Tadeu Amaro, Edson Lindolfo e aos eletricistas Delsinho e Djalma;

Aos vigilantes do CFT/UFPB e da Empresa de Vigilância Elforte, pelo

inestimável apoio e constante colaboração, em especial a Antônio Soares (Antônio

de Lero), Luiz Moreira da Silva, Francisco Enéas da Silva, José de Arimatéia

(Mateinha), Daniel Pereira, Josimilson G. do Nascimento (Dorge), Francisco A. Leal,

Manoel Pedro, Alexandre Belarmino de Souza, José Humberto de Oliveira (Maestro

Humberto), Rafael Euriques de Vasconcelos, Edvaldo Luciano (Vavá), Ronilson

Batista Fontes, João Batista Estanislau, Glaucus Varagnat, Fernando Luiz da Silva,

Gerson Euriques, Joseilton Martins, André Mendes e Anísio;

Aos estudantes do CFT/CAVN – UFPB, pela colaboração, em especial a

Valdimar Emídio de Jesus e Edna Alencar (Administração de Empresas); Valério

Damásio (Licenciatura em Ciências Agrícolas); Antoniel Tertuliano (Toninho)

(Técnico em Agroindústria); Christiane Marques, Joseilton de Macena, Roberto

Santos Moura, Manoel Ferreira e José Genuíno de M. Nóbrega (Técnico em

Agropecuária);

Pela colaboração e presteza, agradeço à Maria Helena, Francisco Edvaldo

S. Sousa (Felipe), José Jordão Filho, Alberto de Giane, Dé da oficina, Edílson de

Sousa, Moisés Alves (“irmão” Moisés), Manoel Bananeiras do Tabuleiro (CCA),

Aleksandro Marques, Diniz, Novinho, Antônio Cobrinha, Everaldo, Evandro, Dino,

Lucélio Barros, Paulo da cantina (SINTESPB /CCA), Ricardo da New Editoração,

Francisco, Romário, Sylas, Ísis e Júnior;

Aos funcionários da Emepa – PB, Engenheiros Agrônomos Edson Batista

Lopes e Élson Soares dos Santos, pela inestimável colaboração e presteza; e à Sra.

Maria da Conceição, pela distinta atenção;

À funcionária da EMATER de Solânea – PB, Maria das Neves M. Carvalho

(Mara), pela presteza e colaboração no fornecimento de dados climatológicos;

Aos caríssimos amigos, pelo apoio e colaboração, em especial a Plácido

Cunegundes e Jandira Cirne Cunegundes, Chagas Sarmento e Zelita Nóbrega

Sarmento, João Batista de Medeiros e Alzira Cunegundes de Medeiros (Tatiana),

Plácido Pereira da Silva e Maria do Socorro Lima (Mariinha) (meus compadres),

Braz Torres e Terezinha Flor Dantas (meus compadres), Luciano Renê Sarmento

Coelho, Lara Maria Sarmento Coelho, Professor Severino do Ramo (Raminho),

Professores Francisco Xavier Pereira e Rosilene Pereira, Leão Carlos Moreira, Maria

de Fátima Moreira; Videlma Moreira, Dr. Airton Gonçalves de Abrantes, João

vii

Pinheiro Sobrinho, Professores Gilvando Cavalcante e Magna de F. Ribeiro

Cavalcante, Professores Josemar Batista de Sena e Maria Goreth D. Guerra Batista,

Jackson Tiago de Sousa, Damiana Tertuliano, Jackeline Tertuliano, Mariza Sousa,

Marcílio Ramalho e Professora

Marizelha P. Vieira, Evanilson Nunes, Naldo e Rosani

Lourenço dos Santos, Vitória Nunes, Emanuelle Azeredo, Tiago Azeredo, Fabiano

Azeredo, Luanna Ramalho, Pollyanna Ramalho, Professora Socorro Melo, Mary de

Fátima, Livramento de Araújo (nena), José M. Porto e Rita de Cássia Porto, Genilson

Azeredo e Lúcia Azeredo, Herculano Neto, Dyana Ramalho e Wagner H. Leite;

Às pessoas de minha família, pelo inestimável apoio e estímulo, em

especial aos meus tios: Antônio M. da Nóbrega (Tozinho) e Valdelice Ribeiro da

Nóbrega, Irismar Ribeiro de Sousa (tia Dé), Luiz Ribeiro da Nóbrega; à minha sogra

Maria Fernandes de Santana; aos meus cunhados: comadre Lenira de Oliveira Pires

e compadre Airton Pires de Sousa, Sônia Fernandes e Agamenon Fernandes; ao

meu Sobrinho Surrelyson P. Oliveira; aos meus primos: Rosângela Moreira Ribeiro e

João Jácome de Araújo Filho, Padre Alberto Antônio Moreira, Antônio Batista

Ribeiro, Normando Nóbrega da Silva, comadre Derivan Ribeiro Jerônimo e

compadre Adriano Jerônimo Dias;

Aos meus afilhados, pela colaboração: Laisson Lourenço Sarmento

Coelho, Victor de Saulo Dantas Torres; Max Mason Ribeiro Fernandes, Felipe

Fernandes Moreira, Tamires de Albuquerque Oliveira e Diana Trindade;

Agradeço também de uma maneira toda especial, em sinal do meu

reconhecimento, a algumas pessoas que colaboraram mais diretamente e muito me

incentivaram, sem as quais certamente este trabalho não teria sido concretizado.

São elas os queridos amigos: Maria Aleuda de Oliveira Nóbrega, minha esposa;

João Batista Alves da Silva (Jotinha); Walter Esfrain Pereira; Genival Alves de

Azeredo; Derivanyr Ribeiro de Sousa, minha prima; José Alberto Santos e Rosa

Guedes de Medeiros Santos, meus compadres; Luciano Lourenço Coelho e Leila

Rocha Sarmento Coelho, meus compadres.

viii

SUMÁRIO

LISTA DE TABELAS .................................................................................................x

LISTA DE QUADROS................................................................................................xi

LISTA DE FIGURAS ................................................................................................xii

RESUMO .................................................................................................................xiv

ABSTRACT ..............................................................................................................xv

1 INTRODUÇÃO .........................................................................................................1

2 REVISÃO DE LITERATURA ...................................................................................3

2.1 A cultura da bananeira (Musa spp.)...................................................................3

2.1.1 Origem e distribuição geográfica ...................................................................3

2.1.2 Botânica e morfologia......................................................................................3

2.1.3 Exigências edafoclimáticas.............................................................................5

2.1.3.1 Condições edáficas.......................................................................................5

2.1.3.2 Condições climáticas....................................................................................6

2.1.3.2.1 Temperatura................................................................................................6

2.1.3.2.2 Precipitação pluvial....................................................................................6

2.1.4 Métodos de propagação da bananeira. ..........................................................7

2.1.4.1 Propagação sexuada.....................................................................................7

2.1.4.2 Propagação vegetativa .................................................................................7

2.1.4.2.1 Propagação convencional .........................................................................8

2.1.4.2.2 Fracionamento do rizoma..........................................................................9

2.1.4.2.3 Propagação in vitro ..................................................................................10

2.1.4.2.4 Propagação rápida in vivo ou ferimento de gemas...............................12

2.1.5 Qualidade das mudas ....................................................................................15

2.1.6 Dominância apical..........................................................................................16

2.1.7 Nutrição mineral, N e B .................................................................................18

2.1.7.1 Interação entre nutrientes. .........................................................................18

2.1.7.2 Marcha de absorção....................................................................................18

2.1.7.3 Diagnose foliar ............................................................................................19

2.1.7.3.1 Procedimentos de amostragem ..............................................................20

2.1.7.3.2 Interpretação dos resultados ..................................................................20

2.1.7.4 Nitrogênio ....................................................................................................22

2.1.7.5 Boro..............................................................................................................24

3 MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................27

3.1 Localização do experimento ............................................................................27

3.2 Características do clima ...................................................................................27

3.3 Características do solo.....................................................................................28

3.4 Origem e aclimatização das mudas.................................................................30

3.4.1 Origem.............................................................................................................30

3.4.2 Aclimatização .................................................................................................30

3.5 Delineamento experimental..............................................................................31

3.6 Implantação do experimento e manejo da cultura no campo .......................32

3.6.1 Preparo do solo e adubações .......................................................................32

3.6.2 Plantio e tratos culturais................................................................................34

3.7 Adubações aplicadas e poda ...........................................................................35

3.7.1 Adubações .....................................................................................................35

3.7.2 Poda.................................................................................................................37

3.8 Coleta dos perfilhos ou rebentos ....................................................................38

3.9 Características avaliadas..................................................................................38

3.9.1 Características vegetativas ...........................................................................38

3.9.2 Determinação de clorofila e teores foliares de nutrientes..........................39

3.10 Análise estatística ...........................................................................................40

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO .............................................................................42

4.1 Número de Perfilhos .........................................................................................42

4.2 Altura do Pseudocaule dos perfilhos ..............................................................46

4.3 Diâmetro do Rizoma dos perfilhos ..................................................................49

4.4 Peso da Matéria Seca Foliar dos perfilhos......................................................52

4.5 Clorofila total .....................................................................................................55

4.6 Nutrientes...........................................................................................................58

4.6.1 Macronutrientes .............................................................................................58

4.6.2 Boro.................................................................................................................64

5 CONCLUSÕES......................................................................................................70

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS.........................................................................71

ANEXOS ...................................................................................................................91

LISTA DE TABELAS

Tabela 1. Características climáticas do período de aclimatização das mudas

(abril a 28 de junho/2005) e do período experimental (29 de

junho/2005 a 13 de fevereiro/2006).......................................................28

Tabela 2.Características químicas do solo da área experimental, nas

profundidades de 0 a 20 cm e de 20 a 40 cm .......................................29

Tabela 3. Teores de micronutrientes do solo da área experimental, nas

profundidades de 0 a 20 cm e de 20 a 40 cm........................................29

Tabela 4.Características físicas do solo da área experimental, nas

profundidadesde 0 a 20 cm e de 20 a 40 cm.........................................30

Tabela 5. Cronograma das atividades relativas às adubações aplicadas, poda

do pseudocaule com eliminação da gema apical do rizoma e coleta

de perfilhos para análises e avaliações.................................................37

Tabela 6. Média dos teores de macronutrientes na matéria seca foliar (MSF) de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, em função dos

tratamentos............................................................................................59

Tabela 7. Médias dos teores de boro na matéria seca foliar (MSF) de perfilhos

de plantas da bananeira ‘Pacovan', com e sem poda, por

tratamentos............................................................................................65

LISTA DE QUADROS

Quadro 1. Níveis e doses de Nitrogênio (N) e de Boro (B) combinados de acordo

com a matriz experimental Composto Central de Box...........................32

Quadro 2.Características químicas do esterco bovino aplicado na adubação de

fundação da bananeira...........................................................................34

xii

LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Número de perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, com e sem

poda, em três períodos pós-plantio..........................................................42

Figura 2. Efeito de doses de nitrogênio sobre o número de perfilhos de plantas

da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o plantio.............44

Figura 3. Efeito de doses de boro sobre o número de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 229 dias após o plantio..................46

Figura 4. Altura do pseudocaule de perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

com e sem poda, em três períodos pós-plantio .......................................47

Figura 5. Efeito de doses de boro sobre a altura do pseudocaule de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, sem poda, aos 229 dias após plantio ...48

Figura 6. Efeito de doses de boro sobre a altura do pseudocaule de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o

plantio.......................................................................................................49

Figura 7. Diâmetro do rizoma de perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

com e sem poda, em três períodos pós-plantio .......................................50

Figura 8. Efeito de doses de nitrogênio sobre o diâmetro do rizoma dos perfilhos

de plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o

plantio.......................................................................................................51

Figura 9. Efeito de doses de boro sobre o diâmetro do rizoma dos perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o

plantio.......................................................................................................52

Figura 10. Peso da matéria seca foliar (MSF) dos perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda, em três períodos pós-plantio ..53

xiii

Figura 11. Efeito de doses de nitrogênio sobre a matéria seca foliar (MSF) dos

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 173 dias

após o plantio ........................................................................................54

Figura 12. Efeito de doses de boro sobre a matéria seca foliar (MSF) dos

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias

após o plantio ........................................................................................54

Figura 13. Teor de clorofila total foliar de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, em função dos tratamentos com e sem poda, aos 229

dias após o plantio.................................................................................56

Figura 14. Teor de clorofila total foliar de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, com e sem poda, em dois períodos pós-plantio...................57

Figura 15. Efeito de doses de boro sobre o teor de clorofila total foliar de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 229 dias

após o plantio .........................................................................................58

Figura 16.Teor foliar de potássio em perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, sem poda, em função das doses de N.................................62

Figura 17. Teor foliar de boro em perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

sem poda, em função das doses de B...................................................66

xiv

PRODUÇÃO DE MUDAS DE BANANEIRA (Musa sp. AAB) EM FUNÇÃO DA

PODA E DOSES DE NITROGÊNIO E BORO. NÓBREGA, José Pires Ribeiro.

Dissertação (Mestrado em Agronomia. Área de concentração: Agricultura Tropical)-

CCA, UFPB, Areia – PB, 2006.

RESUMO

O Brasil é o segundo maior produtor mundial de banana (Musa spp.), sendo a região

Nordeste a maior produtora. Entretanto, a expansão da bananicultura encontra uma

série de entraves, dentre os quais a falta de mudas em quantidade e qualidade,

necessárias para implantação de novos bananais. Objetivou-se avaliar a influência

da poda no pseudocaule com eliminação da gema apical do rizoma e doses de

nitrogênio e boro, sobre a produção, crescimento e nutrição mineral de mudas de

bananeira (Musa sp. AAB). O experimento foi instalado em um Latossolo Amarelo de

textura média, no município de Bananeiras - PB. O delineamento foi em blocos

casualizados, com quatro blocos e nove plantas matrizes (originadas de cultura de

tecidos) por parcela, sendo duas plantas úteis. Os fatores avaliados foram doses de

N (0 a 240 g planta

-1

) e de B (0 a 2,2 g planta

-1

) combinados de acordo com a matriz

experimental Composto Central de Box, originando nove combinações, as quais

foram combinadas fatorialmente com poda e sem poda no pseudocaule da planta

matriz. Após calagem e adubação de fundação, fez-se o plantio nos espaçamentos

para viveiro, 1,5 x 1,5 m, e covas com 0,40 x 0,40 x 0,40 m. As doses de N e de B

foram parceladas em quatro e duas vezes, respectivamente. A poda com a

eliminação da gema apical do rizoma foram executadas aos 151 dias após o plantio.

As avaliações foram feitas aos 145, 173, 201 e 229 dias após o plantio. Foram

avaliadas, nos perfilhos coletados, as seguintes características: número de perfilhos;

altura do pseudocaule; diâmetro do rizoma; massa da matéria seca foliar; e teores

foliares de clorofila, N, P, K, Ca, Mg e B. Os dados obtidos foram submetidos à

análise de variância e de regressão. A poda do pseudocaule da planta principal, com

a eliminação da gema apical do rizoma promoveu aumento do número de perfilhos,

com maior crescimento, exceto do diâmetro do rizoma o qual diminuiu. Os teores

foliares de clorofila total e de B também foram diminuídos, nos perfilhos das

bananeiras podadas. O aumento das doses de N, nas plantas com poda no

pseudocaule, aumentou o número e a massa da matéria seca foliar e diminuiu o

diâmetro do rizoma dos perfilhos. Nas folhas dos perfilhos das plantas sem poda,

diminuiu o teor de K. O incremento das doses de B, nas plantas não podadas,

aumentou a altura do pseudocaule dos perfilhos. Nas plantas com poda, diminuiu o

número de perfilhos os quais apresentaram menor crescimento. Por outro lado,

aumentou o teor foliar de clorofila total. Para a produção de mudas da bananeira

‘Pacovan’, recomenda-se a poda do pseudocaule da planta principal, com a

eliminação da gema apical do rizoma e a aplicação do N.

PRODUCTION OF SUCKERS OF BANANA (Musa sp. AAB) IN FUNCTION OF

THE PRUNING AND DOSES OF NITROGEN AND BORON. NÓBREGA, José Pires

Ribeiro. Dissertation (Master's degree in Agronomy. Concentration area: Tropical

agriculture)- CCA, UFPB, Areia – PB, 2006.

ABSTRACT

Brazil is the second world producing largest of banana (Musa spp.), being the

Northeast region the largest producer. However, the expansion of the banana culture

finds a series of difficulty, among the ones which the lack of suckers in amount and

quality, necessary for implantation of new banana plantations. It was aimed at to

evaluate the influence of the pruning in the pseudostem with elimination of the

meristem apical of the rhizome and doses of nitrogen and boron, about the

production, growth and mineral nurition of banana (Musa sp. AAB) suckers. The

experiment was installed in a Yellow Latossolum of medium texture, in Bananeiras -

City (PB). The delineation was in randomized blocks, with four blocks and nine

mother plants (original of tissue culture) for portion, being two useful plants. The

valued factors were doses of N and of B combined in agreement with the

experimental matrix ‘Composto Central of Box’, originating nine combinations, which

were combined factorially with pruning and without pruning in the pseudostem of the

mother plant. After foundation manuring, it was made the planting in the spacings for

nursery, 1,5 x 1,5 m, and holes with 0,40 x 0,40 x 0,40 m. The doses of N (0 a 240 g

plant

-1

) and of B (0 a 2,2 g plant

-1

) were parceled out in four and twice, respectively.

The pruning with elimination of the meristem apical of the rhizome it was executed to

the 151 days after the planting. The evaluations were made to the 145; 173; 201; and

229 days. It was evaluated, in the collected perfilhos, the following characteristics:

perfilhos number; height of the pseudostem; diameter of the rhizome; mass of the dry

matter of the leaves; and chlorophyll contents, N, P, K, Ca, Mg and B. The data were

submitted the variance analysis and of regression. The pruning in the pseudostem of

the mother plant with elimination of the meristem apical of the rhizome propitiated

increase of the perfilhos number, with larger growth, except of the diameter of the

rhizome which it reduced. The contents of total chlorophyll and B also were reduced.

The increase of the doses of N, in the banana plants with pruning in the pseudostem,

increased the perfilhos number and the mass of the dry matter of the leaves, but it

reduced the diameter of the rhizome of the perfilhos. In the plants without pruning, it

reduced the K content in the leaves of the perfilhos. The increase of the doses of B,

In the plants without pruning, increased the height of the pseudostem of the perfilhos.

In the plants with pruning, it reduced the perfilhos number which presented smaller

growth. On the other hand, it increased the content of total chlorophyll. For the

production of 'Pacovan' banana suckers, is recommended the pruning in the

pseudostem of the mother plant with elimination of the meristem apical of the

rhizome and the application of the N.

1 INTRODUÇÃO

A cultura da bananeira (Musa spp.) ocupa, no mundo, área de quatro

milhões de hectares, estimando-se uma produção anual de sessenta milhões de

toneladas de banana (EMBRAPA, 2005). Principal produto do comércio internacional

de frutas frescas movimenta, aproximadamente, US$ 5,00 bilhões anuais. A Índia,

Equador, Brasil e Filipinas são os maiores produtores. Entretanto, o comércio

exportador de banana é liderado por Equador, Costa Rica, Colômbia e Filipinas

(SILVA e CORDEIRO, 2000), apesar do Brasil ser o segundo maior produtor da fruta

e possuir a maior área plantada do planeta (560.000 ha) (EMBRAPA, 2005).

A banana ocupa, no Brasil, o segundo lugar em volume de frutas

produzidas (CORDEIRO, 2000; EMBRAPA, 2005; SILVA e CORDEIRO, 2000),

perdendo apenas para a laranja (CORDEIRO, 2000; SILVA e CORDEIRO, 2000).

Assim como acontece no mundo, é cultivada predominantemente em pequenas

propriedades, onde são colhidos 60% da produção nacional (EMBRAPA, 2005),

sendo de grande importância por fixar o homem no campo e gerar emprego e renda,

especialmente para as camadas carentes da população e com menor grau de

qualificação.

No Brasil, a bananicultura representa uma importante atividade agrícola,

ocupando, em 2003, área cultivada de 514.647 ha, com produção de 6.422.855

toneladas e produtividade de 12,48 t ha

-1

(BRAZILIAN FRUIT YEARBOOK, 2004). A

despeito dessa grande produção, a produtividade é baixa e as exportações têm

oscilado, nos últimos anos, em torno de apenas 1% do total produzido internamente.

Barros e Pizzol (2001) sugerem que este baixo índice pode estar relacionado ao

elevado consumo interno, além de outros fatores.

Trata-se de fruta saborosa que, segundo Soto Ballestero (1985 apud

BORGES et al., 1994) apresenta, em sua parte comestível, água, fibra, gordura,

proteína, amido, açúcar, calorias, vitaminas (principalmente a vitamina C) e sais

minerais, destacando-se o potássio. A banana é, portanto, a fruta mais consumida

no mundo (ALMEIDA et al., 2000; TORRES, 1999) e no Brasil (ALMEIDA et al.,

2000; CORDEIRO, 2000; SILVA e CORDEIRO, 2000), contudo, ainda é baixo o

consumo per capita nacional, estimado em torno de 20 kg hab.

-1

ano

-1

(ALMEIDA et

al., 2000; CORDEIRO, 2000). Assume importância essencialmente como alimento

de consumo interno, onde participa da dieta alimentar de todas as classes sociais e

faixas de idade, sendo consumida, em especial, sob a forma in natura, ou na forma

de doces e passas, além de assada, frita e cozida.

A produção de banana é distribuída por todas as regiões do Brasil, sendo

a região Nordeste a maior produtora (ALMEIDA et al., 2000; IBGE, 2003), com 2,27

milhões de toneladas, representando cerca de 30% da produção nacional (IBGE,

2003). Apesar disso, a região ainda é caracterizada, de um modo geral, pelo baixo

nível tecnológico empregado nos cultivos e, conseqüentemente, baixa produtividade

e qualidade dos frutos (EMBRAPA, 2003).

No Brasil, além dos genótipos do subgrupo Cavendish, diversas

variedades “regionais” são consideradas de interesse comercial, levando-se em

conta a preferência do consumidor (SOUTO et al., 1999). Nas últimas décadas, tem

sido crescente a ampliação da área plantada com a bananeira cultivar Pacovan

(Musa sp. AAB, subgrupo Prata), a qual ocupa uma expressiva fatia do mercado

Nordestino, parte desta antes ocupada pela bananeira ‘Prata’ (Musa sp. AAB),

variedade semelhante, mas menos produtiva que aquela. Linden (1985) afirma que,

na microrregião do Brejo Paraibano, a cultivar Pacovan destaca-se em termos de

área plantada em relação às demais, sendo considerada uma variedade “regional”.

Essa predominância ainda perdura na atualidade.

Não obstante a grande produção nacional, o crescimento da bananicultura

encontra uma série de obstáculos, que têm contribuído para os baixos índices de

produtividade e qualidade do fruto. Dentre esses entraves, encontra-se a falta de

mudas em quantidade e qualidade necessárias para implantação de novos bananais

(RUGGIERO et al., [entre 1986 e 1996]). A grande expansão desta cultura, ocorrida

nos últimos anos, concorreu para uma forte demanda por mudas, muitas vezes de

origem e qualidade duvidosas (SILVA, C. R. de R. e. et al., 1999). Todavia, a

qualidade da muda é de suma importância, pois está relacionada à precocidade de

produção, uniformidade do material, vigor, sanidade das plantas, custos de produção

e produtividade (COUCEIRO et al., 2001).

Elaborou-se esta pesquisa com o objetivo de avaliar a influência da poda

do pseudocaule, com aplicação de doses de nitrogênio e boro sobre a produção,

crescimento e nutrição mineral de perfilhos (mudas) da bananeira ‘Pacovan’.

2 REVISÃO DE LITERATURA

2.1 A cultura da bananeira (Musa spp.)

2.1.1 Origem e distribuição geográfica

Não é possível precisar com exatidão, mas admite-se que a bananeira

(Musa spp.) seja oriunda do Oriente, do sul da China ou da Indochina. Há

referências da sua presença na Índia, na Malásia e nas Filipinas, onde tem sido

cultivada há mais de 4.000 anos (MOREIRA, 1999).

A bananeira é uma espécie tipicamente tropical exigindo, para um bom

desenvolvimento, calor constante, umidade elevada e adequada distribuição de

chuvas. Essas condições são registradas entre os paralelos de 30

de latitude norte

e sul, nas regiões onde as temperaturas situam-se entre os limites de 15

C e 35

Desde que a temperatura e o regime de precipitação pluvial sejam adequados, é

possível, entretanto, o seu cultivo em latitudes superiores a 30

de latitude norte e

sul (MOREIRA, 1987). A bananeira está presente em quase todos os países

tropicais (DANTAS e SOARES FILHO, 2000).

2.1.2 Botânica e morfologia

As bananeiras que produzem frutos comestíveis pertencem à classe

Monocotyledoneae, ordem Scitaminales, família Musaceae, subfamília Musoideae,

gênero Musa, série ou seção (Eu-)Musa (SIMMONDS, 1973).

A classificação proposta por Cheesman (1948 apud DANTAS e SOARES

FILHO, 2000) para o gênero Musa, aceita atualmente em todo o mundo, baseia-se

no número básico de cromossomos dividido em dois grupos: as espécies com n = 10

cromossomos; e as com n = 11 cromossomos que integram as seções

Rhodochlamys e (EU-)Musa. Estas duas seções englobam as espécies com

potencialidade como germoplasma útil para o melhoramento genético das

variedades cultivadas.

A bananeira ‘Pacovan’ (Musa sp. AAB, subgrupo Prata) é uma mutação

da cultivar Prata e apresenta pseudocaule um pouco mais alto do que a sua forma

ancestral. As folhas são menos eretas, o engaço tem cor verde clara, a

inflorescência é posicionada a 45

, a ráquis masculina é compacta, mais ou menos

vertical e suas cicatrizes são proeminentes e limpas (ALVES et al., 1999).

A ‘Pacovan’, apresenta, entre outras, as seguintes características

agronômicas e tecnológicas, em condições de sequeiro: porte alto; bom

perfilhamento; ciclo vegetativo: 500 dias; peso do cacho: 16 kg; número de frutos por

cacho: 85; número de pencas: 7,5; comprimento do fruto: 14 cm; peso do fruto: 122

g; fruto apresentando cinco quinas bem visíveis, polpa de cor creme rosada,

excelente para o consumo in natura ou sob a forma de doces; rendimento: 15 t ha

-1

ciclo

-1

(BORGES et al., 1994); resistente a ‘nematóides’; moderadamente resistente

à ‘broca do rizoma’; moderadamente susceptível ao ‘mal-do-Panamá’; susceptível ao

‘moko’, à ‘sigatoka amarela’ e à ‘sigatoka negra’ (BORGES et al., 1994; EMBRAPA-

CNPMF, 1996 apud SILVA e ALVES, 1999; EMBRAPA MANDIOCA E

FRUTICULTURA, 1999 apud DANTAS e SOARES FILHO, 2000). Sob irrigação e

em cultivos bem manejados, esta cultivar pode alcançar 35 a 40 t ha

-1

ciclo

-1

(ALVES

et al., 1999).

A bananeira (Musa spp.) é um vegetal herbáceo completo, pois apresenta

raiz, caule (rizoma), folhas, flores, frutos e sementes (MOREIRA, 1987). O sistema

radicular é fasciculado, cujas raízes primárias saem do caule subterrâneo, em

grupos de três ou quatro, totalizando 200 a 500 raízes. Constituem um sistema

superficial, sendo que cerca de 80% delas se encontram nos primeiros 20 a 30 cm

de profundidade (RUGGIERO, 1984). Segundo Borges e Oliveira (2000),

concentram-se ao redor de 30 cm a 60 cm do pseudocaule.

O rizoma, caule verdadeiro da bananeira, é subterrâneo e atrofiado

(RUGGIERO, 1984), emitindo brotações laterais denominadas rebentos

(CHAMPION, 1975). Apresenta na região inferior forma semi-esférica e, na porção

superior, uma forma cônica que se alonga à medida que a planta torna-se mais

velha. Todas as demais estruturas se apóiam nele e, no centro do cilindro central do

rizoma, existe um conjunto de células meristemáticas denominado gema apical de

crescimento, responsável pelo desenvolvimento aéreo da planta (PADOVANI, 1986).

Inicialmente, o rizoma dá origem a um número de 30 a 70 folhas e,

simultaneamente a cada uma, forma também os primórdios de uma gema lateral

(MOREIRA, 1987). Portanto, o número de gemas laterais é idêntico ao de folhas

produzidas e, teoricamente, é possível a formação de rebentos em igual número ao

das folhas, mas em condições de campo, apenas de 15 a 20 se desenvolvem

(MOREIRA, 1995).

O pseudocaule da bananeira é formado pelas bainhas das folhas

(MOREIRA, 1987, 1999; SOTO BALLESTERO, 1992) e pode alcançar até 8 metros

de altura (MOREIRA, 1987).

O desenvolvimento das folhas é iniciado a partir do ponto de crescimento

do rizoma, sendo que cada uma se desloca por todo o interior do pseudocaule,

emergindo enrolada na forma de vela (SIMMONDS, 1966). O aparecimento de uma

nova folha ocorre a cada sete a onze dias (BORGES et al., 2000) e cada folha tem

uma vida útil de 100 a 200 dias (RUGGIERO, 1984), sendo composta de bainha,

pecíolo, limbo foliar, nervuras e aguilhão (MOREIRA, 1987).

A quantidade de folhas varia, segundo a cultivar, de 30 a 70, e é tanto

maior quanto maior for a fertilidade do solo e a temperatura ambiente. Próximo ao

lançamento da inflorescência, a bananeira emite de três a quatro folhas menores

(MOREIRA, 1987) e, após a emissão do cacho, produz uma última folha atrofiada

denominada “pitoca”, a qual tem função de protegê-lo.

Apesar da ausência de sementes em frutos de cultivares comerciais

(SHEPHERD et al., 1986), há ocorrência de sementes em espécies de bananeira, as

quais são muito usadas para o melhoramento genético (MOREIRA, 1987).

2.1.3 Exigências edafoclimáticas

2.1.3.1 Condições edáficas

Para a bananeira, a fertilidade e a estrutura física do solo são fatores

fundamentais. A parte superficial do solo deve possuir boas qualidades química e

física, haja vista que a maior porcentagem das raízes está nos primeiros 40 cm de

profundidade (CAVALCANTE et al., 1983) ou, segundo Ruggiero (1984),

aproximadamente 80% estão concentrados nos primeiros 20 a 30 cm.

A bananeira é uma planta com grande adaptabilidade a valores de pH,

pois chega a desenvolver-se em solos com pH entre 4,0 e 8,0. Contudo, obtém

maiores rendimentos numa faixa de pH entre 6,0 e 6,5.

A estrutura e a presença ou a ausência de elementos tóxicos são fatores

que determinam a aptidão de um solo para o cultivo da bananeira (CAVALCANTE et

al., 1983). São também importantes a topografia, profundidade e aeração do solo

(BORGES et al., 2000).

2.1.3.2 Condições climáticas

2.1.3.2.1 Temperatura

A temperatura ambiente é importante no desenvolvimento da bananeira,

influenciando direta ou indiretamente nos processos respiratórios e fotossintéticos da

planta. A temperatura ótima está em torno de 26°C, podendo a faixa ideal variar de

15°C a 35°C. Temperaturas abaixo de 15°C resultam na paralisação das atividades

vitais da planta e, acima de 35°C, seu desenvolvimento é inibido, devido à

desidratação dos tecidos (MARINATO, 1980).

No Brasil, a maioria das microrregiões produtoras de banana se enquadra

nos limites de 18°C a 35°C. Estas são temperaturas essencialmente tropicais

encontradas nas regiões Norte e Nordeste, assim como em parte das regiões

Sudeste e Centro-Oeste (BORGES et al., 2000).

2.1.3.2.2 Precipitação pluvial

A bananeira se caracteriza por ser altamente exigente em água, exigindo

constante disponibilidade de umidade no solo. A deficiência de água é altamente

prejudicial no início da inflorescência ou formação dos frutos. Chuvas em torno de

100 mm a 180 mm por mês, bem distribuídas, são satisfatórias, desde que o solo

não seja excessivamente arenoso (FIGUEIREDO, 1998). Quando a deficiência

hídrica anual é superior a 80 mm, a cultura não se desenvolve de maneira

satisfatória, afetando, conseqüentemente, a produtividade e a qualidade dos frutos

(BORGES et al., 2000).

Em regiões de escassa pluviosidade torna-se necessário complementar

sua necessidade de água com irrigação, do contrário, haverá diminuição nos

rendimentos. Em condições favoráveis, uma bananeira emite uma folha por semana.

Entretanto, a deficiência de água no solo pode levar a planta a emitir uma folha por

mês, sendo ainda de menor comprimento e largura. Um período seco retarda o

desenvolvimento da planta e dos rebentos, influindo diretamente na produção

(CAVALCANTE et al., 1983).

São também importantes para o crescimento e desenvolvimento da

bananeira, os seguintes fatores: umidade relativa do ar, ventos (BORGES et al.,

2000), luminosidade (BORGES et al., 2000; DOOREMBOS e KASSAM, 1994) e

altitude (ALVES et al., 1995; BORGES et al., 2000; FIGUEIREDO, 1998).

2.1.4 Métodos de propagação da bananeira

2.1.4.1 Propagação sexuada

A bananeira pode ser propagada sexuadamente e por via assexuada ou

vegetativa. A produção de mudas por via sexuada é o processo mais

freqüentemente usado para serem obtidas novas variedades, ou para o

melhoramento genético (MOREIRA, 1987).

2.1.4.2 Propagação vegetativa

A propagação da bananeira tem sido vegetativa, devido à bem conhecida

esterilidade das bananas comestíveis (SOUZA et al., 2000). As cultivares comerciais

não tëm sementes, em face da inexistência de pólen viável, ou, talvez, de

polinizadores naturais eficientes (SHEPHERD et al., 1986). Nos plantios comerciais

de bananeira, são usados como material de propagação o caule subterrâneo, a partir

do qual se originam as mudas, que são gemas vegetativas (GOMES, 1984).

De acordo com as tecnologias atualmente disponíveis, Cordeiro e

Mesquita (2000) citam que as mudas podem ser obtidas por quatro métodos

diferentes: mudas convencionais, mudas obtidas por fracionamento do rizoma,

mudas produzidas in vitro e mudas obtidas por ferimentos de gemas. Segundo esses

autores, não há método que apresente apenas vantagens, por isso, em qualquer um

deles é preciso tomar os devidos cuidados, para reduzir os riscos que podem estar

embutidos na produção da muda.

2.1.4.2.1 Propagação convencional

A propagação convencional da bananeira dá-se através de mudas, que

são gemas vegetativas desenvolvidas, brotadas do rizoma (ALVES, 1986 apud

SOUZA et al., 2000; BORGES et al., 1994; MARTINEZ et al., 1986). Essas mudas

são obtidas a partir da sua separação do rizoma-mãe (SOUZA et al., 2000).

É comum o agricultor usar mudas retirando-as de bananais já velhos,

quase sempre decadentes. Neste caso, mesmo com rigorosa seleção, a sanidade da

cultura fica comprometida (SILVA, 1992). A utilização própria de mudas provenientes

de lavouras comerciais, muitas vezes para a expansão da área, traz consigo uma

série de desvantagens, contribuindo para a disseminação de pragas e doenças na

mesma propriedade (MARTINEZ et al., 1986).

No caso da inexistência de viveiros, que seria o ideal, as mudas devem

ser oriundas de bananal com plantas bem vigorosas e em ótimas condições

fitossanitárias, cuja idade não seja superior a quatro anos e que não apresentem

mistura de variedades e presença de ervas infestantes de difícil erradicação, a

exemplo da tiririca (Cyperus rotundus) (ALVES, 1986 apud SOUZA et al., 2000;

BORGES et al., 1994). Estas mudas do sistema convencional, são encontradas, em

geral, em diferentes estágios ou tamanho, recebendo uma denominação que as

diferencia (“chifrinho”, “chifre”, “chifrão”, “adulta”, “pedaço de rizoma”, “rizoma com

filho aderido” e “guarda-chuva” ou “orelha de elefante”) conforme o seu estádio de

desenvolvimento (BORGES et al., 1994; SOUZA et al., 2000).

Destaca-se, dentre elas, a do tipo “chifrão” (SOUZA et al., 2000), muda

vigorosa, de formato cônico, com 60 cm a 150 cm de altura, a qual deve ser a

preferida na seleção para plantio (CHAMPION, 1975). Inversamente, a muda do tipo

“guarda-chuva” é pequena e com rizoma diminuto, mas com folhas típicas de planta

adulta. Deve ser evitada, pois além de possuir pouca reserva, aumenta a duração do

ciclo vegetativo da bananeira (BORGES et al., 1994; SOUZA et al., 2000).

O uso de um ou outro tipo exerce influência direta sobre a precocidade do

primeiro ciclo de produção e peso médio do cacho (BELALCÁZAR CARVAJAL et al.,

1991; BORGES et al., 1994; SOUZA et al., 2000). O efeito do tamanho da muda de

bananeira sobre componentes do desenvolvimento e rendimento da cultura foi bem

descrito por Belalcázar Carvajal et al. (1991), quando avaliaram 10 tamanhos de

muda de 0,25 m a 1,95 m de altura, cujos pesos variaram de 0,66 kg a 5,6 kg. Os

autores verificaram que nos dois primeiros ciclos de produção as mudas pequenas,

de menor peso, apresentaram período do plantio ao florescimento mais longo,

devido à emissão de maior número de folhas, no entanto, o período do florescimento

à colheita diminuiu. Os cachos dessas plantas (mudas de menor peso e tamanho)

apresentaram–se com maior peso, embora o seu ciclo de produção – plantio a

colheita - fosse mais longo. Esses autores afirmaram que as mudas de folhas

estreitas são mais fáceis de serem arrancadas, preparadas, transportadas e

plantadas, apresentando como única desvantagem a sua escassa disponibilidade.

As técnicas de propagação vegetativa disponíveis, foram melhoradas,

como o sistema convencional, em que as mudas são retiradas de bananais em

produção, na forma de “chifrinho”, “chifre”, etc, e também as técnicas mais modernas

em que as mudas são produzidas em laboratórios de cultura de tecidos,

possibilitando a produção de mudas de bananeira em maior quantidade e melhor

qualidade, isentas de problemas fitossanitários (SILVA, C. R. de R. e. et al., 1999).

Souto et al. (1999) comentam que as cultivares Pacovan, Prata, Maçã, Nanica e

Nanicão apresentam bom perfilhamento e nelas as brotações laterais começam a

surgir 30 a 45 dias após o plantio.

A despeito destes relatos, Souza et al. (2000) ressaltam que o sistema de

propagação convencional da bananeira é lento e apresenta baixa taxa de

multiplicação, além de permitir a disseminação de pragas e doenças para novas

áreas. Barker (1959 apud MENENDEZ e LOOR, 1979) relata que o melhor método

para estimular o desenvolvimento de gemas, no campo, produziu apenas 20 mudas

transplantáveis após um ano do plantio.

Apesar do rizoma poder produzir 40 ou mais brotos, nem todos se

desenvolvem satisfatoriamente. Devido a esse baixo rendimento no sistema

convencional, outros métodos de propagação começaram a ser trabalhados

(DANTAS et al., 1986; SOUZA et al., 2000).

2.1.4.2.2 Fracionamento do rizoma

A propagação baseada no fracionamento do rizoma é uma técnica

bastante simples, indicada para qualquer cultivar de bananeira (SOUZA et al., 2000).

Consiste, inicialmente, na limpeza do rizoma e exposição de suas gemas,

eliminando-se parte das bainhas do pseudocaule. A seguir, fraciona-se o rizoma em

tantos pedaços quantas forem as gemas nele existentes. Os pedaços são postos

para germinarem em canteiros cuidadosamente preparados, usando o espaçamento

de plantio de aproximadamente 20 cm x 5 cm (BORGES et al., 1994).

Afirmam Cordeiro e Soares Filho (1991) que, usando esta técnica, as

mudas estarão prontas para plantio no campo quatro a seis meses após o

encanteiramento dos pedaços de rizoma. O índice de pegamento é na faixa de 70%

e o rendimento apresentado é de 1:10, em bananeiras com nove a dez meses de

idade. A transferência das mudas para campo é feita com todo o sistema radicular.

São necessários oito meses do plantio para que, com a reaplicação desta

técnica, possam ser obtidas dez mudas a partir de uma touceira, confirmando,

portanto, relação média de 1:10 em bananeiras próximas à floração (BORGES et al.,

1994). As mudas resultantes de rizomas fracionados são desuniformes em tamanho

e peso e o uso excessivo de mão-de-obra no seu processo de formação as tornam

antieconômicas (ALVES e LIMA, 2000a).

2.1.4.2.3 Propagação in vitro

A propagação in vitro de plantas, também denominada micropropagação,

é uma técnica para propagar plantas dentro de tubos de ensaio ou similares de

vidro, sob adequadas condições de assepsia, nutrição e fatores ambientais como

luz, temperatura, O

e CO

(BARRUETO CID, 2001). Utilizada, segundo Bajav (1993

apud CARVALHO, 1999), principalmente naquelas espécies vegetais de difícil

propagação pelos métodos convencionais, possibilitando a obtenção de grande

número de plantas sadias e geneticamente uniformes, em curto espaço de tempo.

Para se fazer a propagação in vitro, utilizam-se várias metodologias ou

técnicas dentre as quais algumas são usadas com maior ou menor sucesso na

reprodução e melhoramento genético da bananeira, tais como: cultivo de anteras

(ASSANI et al., 2002; KERBELLEC, 1993; PEREA-DALLOS, 1992), cultivo de

embriões (SHEPHERD et al., 1994) e cultivo de meristemas (BORGES et al., 1994;

RUGGIERO et al., [entre 1986 e 1996]; Souza et al., 2000). A micropropagação

consiste no cultivo de explantes, segmentos muito pequenos de plantas, em meio

artificial e sob condições de luminosidade, temperatura e fotoperíodo totalmente

controladas em laboratório (BORGES et al., 1994; SOUZA et al., 2000).

Fontes de explantes as mais variadas são utilizadas na propagação in vitro

da bananeira, tais como: ápices caulinares, gemas laterais e gemas florais. O cultivo

in vitro de ápices caulinares é hoje a técnica mais utilizada e esses ápices,

preferivelmente, devem ser retirados de mudas do tipo “chifrinho” (SOUZA et al.,

2000).

A propagação in vitro possibilita a introdução rápida de novas cultivares ou

outras variedades de interesse comercial (KRIKORIAN e CRONAUER, 1984), a

conservação e o intercâmbio de germoplasma e a seleção in vitro (SOUZA et al.,

2000). Origina matrizes sadias, livres de bactérias, nematóides e fungos, apesar de

existir a possibilidade de propagar doenças vasculares ou sistêmicas, como ‘mal-do-

Panamá’, ‘moko’ e ‘viroses’ (ANGARITA e PEREA, 1991; MARCIANI-BENDEZÚ et

al., 1988). A tecnologia de detecção de vírus, em bananeira, carece de alguns

avanços, não podendo ainda oferecer garantias absolutas de limpeza viral

(CORDEIRO e MESQUITA, 2000).

Existem vários protocolos para micropropagação de bananeira, devido aos

tipos de explantes utilizados, aos meios de cultura e à forma de multiplicação (DE

GUZMAN et al., 1980). Contudo, ainda não estão bem definidos alguns aspectos,

haja vista que as respostas morfogênicas da planta variam com diversos fatores, tais

como: cultivar utilizada, balanço de nutrientes e hormônios do meio de cultura

(COUCEIRO et al., 2001).

Outro importante aspecto a considerar na escolha de mudas produzidas in

vitro é o problema de variação somaclonal. O controle dependerá, basicamente, da

idoneidade do laboratório (CORDEIRO e MESQUITA, 2000). É necessário um rígido

controle sobre a fidelidade genética das mudas de híbridos de bananeira obtidos

principalmente via propagação in vitro, a serem destinados aos campos de

produção, de forma a evitar a distribuição de variantes somaclonais que poderiam

trazer sérios prejuízos aos bananicultores (VILARINHOS et al., 1998).

Trabalhando com uma grande população de bananeiras micropropagadas

da variedade Grande Naine, Stover (1987) encontrou aproximadamente 25% de

plantas atípicas ou variantes. Segundo seus relatos, alguns tipos de variação foram

manifestar-se 5 ou 6 meses após o plantio e a maioria deles próximo à floração. A

variação mais comum encontrada em suas avaliações foi com relação ao porte,

variando desde um porte baixo até o gigantismo. De acordo com Smith (1988), a

taxa de variação deverá permanecer de 3 a 5%, para que essa técnica venha a ser

utilizada pelos produtores.

Mudas de bananeira produzidas in vitro apresentam preços elevados os

quais têm sido um dos maiores entraves ao seu uso. Vários são os fatores que

oneram o seu preço final, entre eles estão a necessidade de mão-de-obra

especializada, de laboratórios bem equipados, de estrutura de aclimatização

apropriada e também a baixa taxa de multiplicação de algumas variedades (LEMOS

et al., 2000).

2.1.4.2.4 Propagação rápida in vivo ou ferimento de gemas

Como exemplo de técnicas de propagação rápida, podem ser citadas a

cultura de meristemas, a cultura de tecidos e a propagação rápida propriamente dita

(RUGGIERO et al., [entre 1986 e 1996]). A propagação rápida in vivo é um método

de propagação da bananeira intermediário entre a propagação convencional e a

propagação in vitro nos laboratórios de cultura de tecidos (GODINHO, 1994). É um

método simples, mas requer pelo menos um telado para sua execução (SOUZA et

al., 2000).

Conforme Cordeiro e Mesquita (2000), mudas obtidas por ferimento de

gemas são conseguidas a partir das gemas laterais presentes no rizoma, mediante

subdivisão do meristema apical, formação de calo e conseqüente desenvolvimento

de mudinhas, que são retiradas e enraizadas em sacos plásticos sob condições de

câmara úmida. O cuidado principal está na escolha de rizomas de plantas livres de

doenças e pragas e no estabelecimento das mudas em substrato estéril.

O método de propagação rápida in vivo aproveita a tendência natural da

bananeira em produzir mudas adventícias, a partir de ferimentos em meristemas de

gemas laterais. A sua difusão surgiu da necessidade de suprir de mudas livres de

doenças e em números mais elevados os plantios em áreas virgens, como no caso

da bananeira ‘Maçã’ (DANTAS et al., 1986).

Este método propicia a produção, em áreas menores, de grande

quantidade de mudas livres de doenças e de ciclo mais curto (SAÚCO GALÁN e

CABRERA CABRERA, 1992). Apresenta como principal vantagem, a produção de

mudas em maior quantidade que o método convencional e o do fracionamento de

rizoma, além da obtenção de mudas isentas de problemas fitossanitários, desde que

os rizomas utilizados estejam livres deles (SOUZA et al., 2000).

Todavia, apesar de usualmente empregada, a propagação rápida in vivo é

um método limitado seriamente por sua baixa taxa de multiplicação, com cinco a 10

mudas por ano (VUYLSTEKE e DE LANGLE, 1985). Poderia proporcionar em torno

de seis a 18 mudas aos 4 a 5 meses de idade, embora faltando alguns ajustes

como, por exemplo, influência da cultivar e peso do rizoma utilizado (RUGGIERO et

al., [entre 1986 e 1996]).

Trabalhando com a propagação rápida da bananeira, cultivares Prata,

Mysore, Figo e Nanicão, Gottardi (1996) sugere também que a metodologia utilizada

precisa de aprimoramento. Dentre esses ajustes, destacam-se: a idade do rizoma,

preparo do rizoma, ferimento da gema apical, época do ano, recipientes de

multiplicação e substratos e reguladores do crescimento.

O período transcorrido do plantio ao florescimento da bananeira é,

aproximadamente, de oito a nove meses. Como os rizomas a serem utilizados no

método de propagação rápida devem ser obtidos antes do florescimento, dispõe-se

de um período muito longo, significando que podem ser utilizados rizomas com

grande variação de idade quando estes forem obtidos diretamente no campo

(GODINHO, 1994).

O diâmetro inicial dos rizomas revelou-se fator de grande importância no

método de propagação in vivo. Na variedade Maçã, rizomas com diâmetro de 8 a 11

cm produziram número baixo de brotos, enquanto que os diâmetros entre 17 e 20

cm originaram um maior número (TULMANN NETO et al., 1989). O ideal seria

utilizar rizoma, o mais uniforme possível, de plantios de, no máximo, 6 a 10 meses

de idade e com diâmetro entre 15 a 20 cm (GOTTARDI, 1996). A vida útil do rizoma

(do plantio a sua eliminação) é de 164 dias, sendo variável de acordo com a

variedade, de 116,3 a 280 dias (RUGGIERO et al., [entre 1986 e 1996]).

Utilizando um método de propagação rápida in vivo, Hamilton (1965 apud

MENENDEZ e LOOR, 1979) obteve 150 plantas de um único rizoma, num período

de cinco a sete meses. Este método proposto por Hamilton foi, de acordo com Silva,

G. D. da. (2000), adaptado e aplicado, no Brasil, por Dantas et al. (1986), Tulmann

Neto et al., (1989), Godinho (1991), Silva (1992) e Menegucci (1993).

Após compararem ‘Grande Naine’, ‘Figo-Cinza’, ‘Padath’, ‘Imperial’,

‘Nanicão’, ‘Maçã’ e ‘Prata-Anã’, Dantas et al. (1986) observaram que estas

variedades de banana produziram 72,8; 57,5; 45,0; 36,4; 17,0; 12,6; e 2,0 brotos

vigorosos por rizoma, respectivamente. O período médio utilizado no processamento

das diferentes fases do método de propagação rápida com a ‘Grande naine’,

variedade com maior produção de brotos vigorosos, foi de 176 dias, contados do dia

do plantio até a retirada dos últimos brotos e conseqüente eliminação do rizoma.

Esse mesmo período, para a ‘Prata-Anã’, variedade com menor produção de brotos

vigorosos, foi de 135 dias e, para a ‘Figo Cinza’ e ‘Padath’, foi de 201,5 e 280 dias,

respectivamente. O período compreendido entre o início dos tratamentos do rizoma

(ferimento do meristema) e o início da retirada dos brotos, em termos médios,

mostrou uma duração de 44,4 dias e, do plantio do rizoma ao início de retirada dos

brotos, gastou-se, aproximadamente, 111,8 dias.

Rizomas com diâmetros maiores apresentam um número superior de

gemas e brotos, mas, de modo geral, o diâmetro médio das gemas não exerce

influência muito acentuada sobre a produção final de brotos. Esses autores ainda

relataram que nem todas as gemas emergidas dos rizomas chegam a produzir

brotos, mesmo quando tratadas adequadamente. Este fato foi observado em

rizomas da variedade Prata-Anã, quando apenas 30% do total de gemas

conseguiram êxito (DANTAS et al., 1986).

Buscando métodos de propagação da bananeira que produzissem maior

número de mudas, Barker (1959) utilizou brotos jovens de 700 g de peso, oriundos

de plantas adultas, e, forçando a brotação pela retirada das bainhas das folhas

velhas, conseguiu um rendimento de 20,6 brotos por rizoma após seis meses.

Também em seis meses, De Langle (1961) obteve uma produção de seis a oito

mudas de 20 a 30 cm de altura da variedade Bosua, após ter decepado o

pseudocaule ao nível do solo e eliminado a gema apical do rizoma.

Foram obtidos da planta matriz da bananeira ‘Gros Michel’ 15,5 brotos,

em média, após nove meses do plantio (ASCENSO, 1967). Usando rizomas de

‘Grande Naine’, próximo à emissão da inflorescência, Arias (1987) realizou

descapamento dos brotos laterais com seis a sete cm de diâmetro na base e

conseguiu uma média de 6,3 mudas adventícias por broto tratado, o que resultou em

média de 29 mudas adventícias por rizoma. Trabalhando com propagação rápida

sob condições de cobertura com tela plástica com 50% de luminosidade, Menegucci

(1993) e Silva (1992) conseguiram 8,68 e 11,76 mudas por rizoma, respectivamente,

com as cultivares Prata e Mysore.

Em trabalhos utilizados por diferentes autores, constata-se que as

variações obtidas neste processo de propagação rápida podem ser atribuídas à

época do ano. Essas observações estão evidenciadas em vários estudos

desenvolvidos em diferentes regiões do Brasil, como por exemplo, em Minas Gerais

(DANTAS et al., 1986), na Bahia (FARIA e RODRIGUES, 1991) e em São Paulo

(GOTTARDI, 1996).

Correlacionando as características vegetativas da bananeira, Iuchi et al.

(1979) e Siqueira (1984) comentam que o diâmetro do rizoma é a que mais se

correlaciona positivamente com as características de produção. Esses autores

encontraram correlações positivas entre diâmetro do rizoma e peso do cacho, para a

variedade Prata, aos 12 meses após o plantio.

2.1.5 Qualidade das mudas

Da qualidade das mudas, depende, em grande parte, o sucesso do

empreendimento bananícola (BORGES e ALVES, 1999; BORGES et al., 1994;

CORDEIRO e MESQUITA, 2000; SOUZA et al., 2000). Preferencialmente, devem

ser escolhidas mudas de bananeira procedentes de cultura de tecidos (BORGES e

ALVES, 1999) ou de viveiros com plantas em idade não superior a três anos (ALVES

et al., 1986), ou seja, mudas originárias de áreas estabelecidas com a finalidade

exclusiva de produção de material propagativo ou mudas de superior qualidade

(ALVES et al., 1986; BORGES e ALVES, 1999; BORGES et al., 1994; SOTO

BALLESTERO, 1992).

Na bananicultura, não existem viveiristas nem bananicultores que

multipliquem o material em suas propriedades. Os bananais já velhos ou muito

jovens é que têm fornecido as mudas para a expansão da cultura e as reformas de

bananais, o que é totalmente desaconselhável (COUCEIRO et al., 2001). A

propósito, Moreira (1987) cita que, por não haver no Brasil tradição de se adquirir

mudas de bananeira de viveiristas (por que não há viveiristas e, também, pelo fato

do bananicultor não querer pagar o real valor das mudas), é que esta atividade ainda

não se desenvolveu.

A medida que os novos métodos de propagação da bananeira

(fracionamento de rizoma, propagação rápida e os métodos de cultura de tecidos)

forem sendo aperfeiçoados e ajustados, será incrementada a produção de mudas de

melhor qualidade e elevada a taxa de multiplicação, contribuindo assim para o

desenvolvimento da bananicultura. Enfim, é de fundamental importância que a

fidelidade genética do material seja garantida e que produtos de melhor qualidade

sejam disponibilizados aos agricultores a preços cada vez mais baixos (SOUZA et

al., 2000).

2.1.6 Dominância apical

Uma característica de várias espécies de plantas é o desenvolvimento

relativamente muito limitado de muitos meristemas laterais. Estes aparentemente

permanecem como reserva para o caso de destruição da gema apical de

crescimento. Esta pode exercer um controle forte ou fraco sobre os meristemas

laterais. À medida que aumenta a distância da gema apical, em relação às laterais,

sua influência sofre uma redução progressiva (AWAD e CASTRO, 1983).

A dominância apical se manifesta por inibição do crescimento das gemas

axilares, ou laterais, pela presença da gema apical, sendo os meristemas apicais e

folhas jovens os principais sítios de síntese de auxinas na parte aérea da planta,

ocorrendo uma ação indireta na dominância de gemas e brotos (PHILIPS, 1969).

Um método simples de eliminar essa dominância seria a remoção da

porção apical, fazendo com que ocorra o crescimento vigoroso das gemas laterais

(HILLAMAN, 1984). O corte da gema apical resulta em uma rápida retomada da

divisão celular e do desenvolvimento dos meristemas laterais (AWAD e CASTRO,

1983). O efeito da poda depende da região de crescimento, parte da planta, tipo e

época de poda (MIKA, 1986).

Quando as bananeiras emitem 60% das suas folhas totais, ocorre a

diferenciação da gema apical de crescimento, dando origem à inflorescência. A partir

daí há paralisação da produção de folhas. O desenvolvimento da gema floral

resultará na formação do cacho. A diferenciação da gema provavelmente iniciou-se

em torno do sexto mês após o plantio, o que também corresponde à máxima taxa de

emissão de folhas, confirmando o possível dreno dos nutrientes, a partir daí, também

para a parte produtiva (MOREIRA, 1987 apud PEREIRA et al., 1999).

O controle da gema apical sobre os meristemas laterais é exercido através

de uma auxina, possivelmente o ácido indolacético, sintetizada na região apical e

transportada para os meristemas laterais (AWAD e CASTRO, 1983). Os hormônios

vegetais estão diretamente relacionados com os fatores que afetam a dominância

apical e a hipótese do controle hormonal do desenvolvimento de gemas laterais pelo

meristema apical sempre esteve entre as mais aceitas, sendo a auxina o principal

hormônio envolvido nesse processo (DEBIASI et al., 2000).

As citocininas, assim denominadas por promoverem, juntamente com a

auxina, a citocinese (PERES, 2002), ao contrário das auxinas e giberelinas, segundo

Ferri (1985), concorrem para a quebra da dominância apical, se aplicadas em gemas

laterais. A utilização da maioria das citocininas produzidas pela raiz no rápido

crescimento da gema apical poderia provocar uma deficiência deste hormônio

vegetal nas gemas laterais. A retirada da gema apical resultaria no aumento da

disponibilidade de citocininas nos meristemas laterais (AWAD e CASTRO, 1983).

As citocininas são indispensáveis para quebrar a dominância apical e

induzir a proliferação de gemas axilares (GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998). De

acordo com Cline (1994), a maior relação auxina/citocinina tende a formar brotos

apicais e, a relação citocinina/auxina sendo maior, a tendência é formar brotos

laterais. A propósito, Skoog e Miller (1957) postularam que as concentrações

absolutas destes dois fitohormônios são menos importantes que suas concentrações

relativas na indução de organogênese.

Na bananeira, os brotos somente iniciam o desenvolvimento a partir do

surgimento dos primórdios da 9

à 11

folha, estando sujeitos a uma forte

dominância apical (DANTAS e PEREIRA, 1988). Esses autores acrescentam: vários

fatores indicam que as auxinas têm um papel preponderante no controle das

brotações. A forte dominância apical dessa Musaceae é quebrada quando ocorre a

decepa da planta principal, reduzindo o teor de auxinas. Enquanto essa planta

principal não florescer ou não for decapitada, a citocinina produzida no ápice das

raízes dirige-se ao ápice principal. Após estes fatos, o fitohormônio segue para o

“chifre”, que se desenvolve até o estado de muda adulta.

2.1.7 Nutrição mineral, N e B

2.1.7.1 Interação entre nutrientes

O potencial produtivo do solo está na dependência do equilíbrio de

diversos fatores (PRIMAVESI e PRIMAVESI, 1971). Esses fatores incluem os

minerais básicos à nutrição da planta, a sua disponibilidade no solo, a absorção e

metabolização por parte do vegetal.

Um elemento mineral quando tratado em seu nível de absorção difere

quando é estudado em relação à absorção de outros nutrientes (BUCKMAN e

BRADY, 1976; ORUKO,1976). A esse respeito, alguns autores (BAUR, 1971;

SPENCER, 1966) têm mostrado o comportamento antagônico na absorção de um

nutriente em relação a outro. No entanto, outros autores (DRAYCOOT e DURRANT,

1976; FALADE, 1973; MOUKNTAR et al., 1974) encontraram que em muitos casos

um mineral pode influenciar favoravelmente a absorção de outro.

A aplicação de fertilizantes resulta em efeitos de sinergismo ou

antagonismo na absorção de nutrientes pela planta (ROBINSON, 1996). O

crescimento e desenvolvimento das plantas são dependentes do fornecimento de

quantidades proporcionais entre os nutrientes, pois à medida que ocorre aumento

isolado de um elemento, os outros podem se tornar limitantes (GOMES, 1988). A

interação entre nutrientes em cultivos de banana pode ser positiva (sinergismo) ou

negativa (antagonismo) (SILVA, J. T. A. da. et al., 1999).

A bananeira é muito exigente em nutrientes, principalmente potássio,

nitrogênio, cálcio e magnésio. Todavia, o equilíbrio entre esses elementos no solo é

essencial para o desenvolvimento desta cultura. O excesso de um nutriente pode

induzir à deficiência de outro (‘antagonismo’), o que acarretaria o aparecimento de

distúrbios fisiológicos na planta, inclusive tornando-a mais susceptível ao ataque de

pragas e organismos causadores de moléstias (SILVA, J. T. A. da. et al., 1999).

2.1.7.2 Marcha de absorção

A bananeira é uma planta muito exigente em nutrientes, não só por

produzir grande massa vegetativa, mas também por apresentar elevadas

quantidades de elementos absorvidos pela planta e exportados pelos frutos (SILVA,

S. de O. e. et al., 1999). A pequena absorção de macronutrientes, que ocorre até o

quinto mês, dá-se, certamente, em face do crescimento lento da bananeira,

conforme constatado em trabalho realizado em Porto Rico (SAMUELS et al., 1978

apud SILVA, J. T. A. da. et al., 1999) com cultivar do grupo genômico AAB.

A marcha de absorção dos macro e micronutrientes pela bananeira é

maior após o quinto mês, quando há maior acúmulo de matéria seca (e,

conseqüentemente, de nutrientes), até o florescimento, estabilizando-se até a

colheita, exceção feita ao zinco e potássio, este último por acumular grande

quantidade nos frutos (BORGES e OLIVEIRA, 2000; SILVA, J. T. A. da. et al., 1999).

O nitrogênio exerce grande importância do início do desenvolvimento da

bananeira até a emissão da inflorescência, havendo, a partir dai, diminuição da sua

absorção até a colheita (MARTIN-PRÉVEL, 1977). Twyford e Walmsley (1968)

constataram, em bananeira ‘Robusta’ (Musa sp. AAA), aumento pequeno na

absorção de boro, após o quinto mês (um a dois meses antes do florescimento). A

maior absorção de boro ocorre, portanto, após o quinto mês até o florescimento,

estabilizando-se até a colheita (BORGES e OLIVEIRA, 2000; SILVA, J. T. A. da. et

al., 1999).

2.1.7.3 Diagnose foliar

A análise foliar consiste na utilização da planta como solução extratora

dos elementos disponíveis no solo. Como as folhas são os órgãos da planta em que

ocorre maior atividade química, essa análise tem por objetivo determinar deficiências

e, ou toxidez de nutrientes, notadamente quando sintomas visuais semelhantes

podem confundir o diagnóstico ou quando várias deficiências se manifestam

simultaneamente (BORGES e OLIVEIRA, 2000; SILVA, J. T. A. da. et al., 1999).

As folhas são consideradas como o foco das atividades fisiológicas dentro

das plantas. Variações na nutrição mineral, são de algum modo, refletidas nas

concentrações dos nutrientes nas folhas. O uso da análise foliar como critério

diagnóstico é respaldado na premissa de existir uma relação significativa entre o

suprimento de nutrientes no meio de crescimento e os teores dos elementos nas

folhas. Aumentos ou decréscimos nas concentrações se relacionam com produções

mais altas ou mais baixas, respectivamente (EVENHUIS e WAARD, 1980). Muitos

experimentos têm mostrado o relacionamento entre o conteúdo mineral nas folhas e

no meio de crescimento ou substrato (DECHEN et al., 1995).

2.1.7.3.1 Procedimentos de amostragem

Grande parte dos erros cometidos na interpretação de análises químicas

de plantas se deve aos procedimentos de amostragem. Esses procedimentos,

devido aos vários fatores que atuam sobre a planta, precisam ser completamente

padronizados a fim de que as variações de concentração que acontecem no interior

da própria planta, e mesmo por alguns efeitos exógenos como a sazonalidade e

outros, tenham sua influência minimizada (DECHEN et al., 1995).

Na literatura nacional e internacional existe ampla divulgação de

procedimentos de amostragem para diagnose foliar de muitas espécies, inclusive da

bananeira, que podem ser seguidos, destacando-se, entre outras, as publicações de

Malavolta (1981), Trani et al. (1983), Martin-Prével et al. (1987) e Malavolta et al.

(1989).

A análise foliar dá boas indicações do estado nutricional da bananeira e, a

folha analisada, deve ser a terceira mais nova totalmente aberta na época da plena

emissão do cacho ou perto da iniciação floral. Dessa folha deve-se retirar um

retângulo de tecido perto da nervura central, no terço médio, e que corresponda a

metade da largura da folha (MALAVOLTA, 1993).

Segundo norma internacional, a folha de bananeira a ser amostrada é a

terceira a contar do ápi,ce, coletando-a com a inflorescência no estádio de todas as

pencas femininas e não mais de três pencas de flores masculinas descobertas, isto

é, sem brácteas. Coleta-se 10 a 25 cm da parte interna mediana do limbo foliar,

eliminando a nervura central. Recomenda-se fazer amostras compostas,

amostrando-se 10 a 20 plantas em plantio com área entre 1,0 e 10,0 ha (BORGES e

OLIVEIRA, 2000).

2.1.7.3.2 Interpretação dos resultados

Faixas de concentrações de nutrientes foram observadas em folhas de

bananeira adulta em diferentes estudos (e em regiões geográficas distintas), a

saber: Macronutrientes e Cl (g kg

-1

): N: 27 a 36; P: 1,6 a 2,7; K: 32 a 54; Ca: 6,6 a

12; Mg: 2,7 a 6; S: 1,6 a 3; Cl: 9 a 18. Micronutrientes (mg kg

-1

): B: 10 a 25; Fe: 80 a

360; Mn: 200 a 1800; Zn: 20 a 50; Cu: 6 a 30 (TEIXEIRA et al., 1997);

Macronutrientes (g kg

-1

): N: 26; P: 2,2; K: 28; Ca: 6; Mg: 3; S: 2. Micronutrientes (mg

-1

): B: 15; Fe: 100; Mn: 88; Zn: 20; Cu: 8 (RIBEIRO et al., 1999);

Macronutrientes (g kg

-1

): N: 35 a 45; P: 2 a 4; K: 38 a 50; Ca: 8 a 15; Mg: 2,5 a 8; S:

2,5 a 8. Micronutrientes, (mg kg

-1

): B: 10 a 50; Fe: 76 a 300; Mn: 100 a 1000; Zn: 20

a 200; Cu: 6 a 25 (JONES JR. et al. 1991).

Não obstante serem influenciados pela cultivar, pelas condições climáticas

e de cultivo, pela fertilização, etc (BORGES e OLIVEIRA, 2000), podem ser usados

como referência os seguintes teores-padrão de nutrientes na terceira folha da

bananeira ‘Prata’: Macronutrientes (g kg

-1

): N: 27 a 36; P: 1,8 a 2,7; K: 30 a 54; Ca:

2,5 a 12; Mg: 3 a 6; S: 2 a 3. Micronutrientes (mg kg

-1

): B: 10 a 25; Fe: 80 a 360; Mn:

20 a 200; Zn: 20 a 50; Cu: 6 a 30 (PREZOTTI, 1992).

Os teores foliares de nutrientes considerados adequados para a

bananeira são os seguintes: Macronutrientes (g kg

-1

): N: 27 a 36; P: 1,8 a 2,7; K: 35

a 54; Ca: 2,5 a 12; Mg: 3 a 6; S: 2 a 3. Micronutrientes (mg kg

-1

): B: 10 a 25; Fe: 80 a

360; Mn: 200 a 2000: Zn: 20 a 50; Cu: 6 a 30 (MALAVOLTA et al., 1989). Os teores-

padrão internacionais considerados ótimos para análise das folhas da bananeira, na

iniciação floral, são os seguintes: Macronutrientes (g kg

-1

): N: 33 a 37; P: >1,4; K: 45

a 50; Ca: 8 a 13; Mg: 3 a 4; S: >2,5. Micronutrientes (mg kg

-1

): B: 11; Fe: >100; Mn:

160 a 2500; Zn: >20; Cu: 9 (MALAVOLTA, 1993).

Os níveis críticos de deficiência de nutrientes para a bananeira são os

seguintes: Macronutrientes (g kg

-1

): N: 26; P: 2,2; K: 28; Ca: 6; Mg: 3; S: 2.

Micronutrientes (mg kg

-1

): B: 15; Fe: 70; Zn: 20; Cu: 8 (DECHEN et al., 1995),.

Os nutrientes na matéria seca foliar da bananeira ‘Prata-Anã, avaliados

em dois ciclos de produção, obedeceram a seguinte ordem decrescente de

concentração: K > N > Cl > Ca > Mg > S > P > Mn > Fe > B > Zn > Cu, na planta

“mãe” ou primeiro ciclo de cultivo. K > N > Cl > Ca > Mg > P > S > Mn > Fe > B > Zn

> Cu, na planta “filha” ou segundo ciclo de produção (FONTES et al., 2003).

A grande quantidade de cloro absorvida pela bananeira é função das

elevadas doses de cloreto de potássio aplicadas na cultura (SILVA, J. T. A. da. et al.,

1999). Segundo Lahav e Turner (1983) a bananeira absorve, em ordem decrescente

de concentração, os seguintes nutrientes: K > N > Ca > Mg > S > P > Cl > Mn > Fe >

Zn > B > Cu.

Observa-se, portanto, que a bananeira é uma espécie muito exigente em

nutrientes, principalmente potássio e nitrogênio. Ocorrem diferenças entre

variedades nas quantidades absorvidas, até mesmo entre cultivares de um mesmo

grupo genômico. Isto se deve, principalmente, às características da variedade, aos

teores de nutrientes no solo, ao manejo adotado, etc (BORGES e OLIVEIRA, 2000).

Avaliando cinco genótipos de banana, Faria (1997) ratificou diferenças nas

quantidades de nutrientes absorvidas entre os materiais, inclusive dentro do mesmo

grupo genômico.

2.1.7.4 Nitrogênio

A adubação mineral é indiscutivelmente um fator de produção agrícola

importante e, dos elementos minerais fornecidos via adubação química, o nitrogênio

é o que recebe maior atenção. Em razão da sua importância no crescimento e

desenvolvimento das plantas, é o nutriente que mais limita a produção das culturas

(MALAVOLTA, 1981) e o que tem maior interferência na composição da planta

(MARSCHNER, 1995), sendo, do ponto de vista quantitativo, o elemento mais

importante (RAIJ, 1981).

O nitrogênio é um dos componentes mais importantes na célula viva,

participando das funções vitais da planta como produção de nucleotídeos,

coenzimas e um grande número de outros compostos nos vegetais (MEYER et al.,

1983), tais como: aminas, amidas, aminoaçúcares, purinas e pirimidinas, alcalóides,

vitaminas, pigmentos e outros (MALAVOLTA et al., 1979 apud DECHEN et al.,

1995).

A principal fonte de nitrogênio é a matéria orgânica, embora pequenas

quantidades sejam fixadas (ALLISON, 1973; RUSSEL e RUSSEL, 1968). O

nitrogênio do solo encontra-se na forma orgânica em 95% ou mais, daí a sua baixa

disponibilidade, sendo somente uma pequena parte mineralizada pelos

microrganismos do solo durante o ciclo de determinada cultura (CAMARGO et al.,

1999).

O nitrogênio é absorvido predominantemente pelas raízes, nas formas de

amônio (NH

) e principalmente de nitrato (NO

). Também podem ser absorvidos o

(pelas leguminosas via nódulos radiculares), aminoácidos, amônia e uréia.

Normalmente o NO

é a fonte preferencial, mas a dependência da espécie vegetal e

alguns fatores ambientais devem ser considerados. Entre estes fatores destacam-se

o pH, a temperatura e o teor de carboidratos nas raízes (MARSCHNER, 1986;

MENGEL e KIRKBY, 1987). Malavolta et al. (1997) acrescentam que a absorção

deste elemento é feita quase na sua totalidade por fluxo de massa, na forma de NO

e NH

, embora a máxima absorção ocorra quando ambos estão presentes.

A bananeira não armazena nitrogênio, por isso, quando ela está com

deficiência deste nutriente, os sintomas logo aparecem (SILVA, J. T. A. da. et al.,

1999). O nitrogênio normalmente é o elemento cuja carência aparece mais cedo na

bananeira, podendo manifestar efeitos da carência ainda no primeiro mês e refletir

durante todo o ciclo da cultura (BENDEZÚ e GOMES, 1980).

O nitrogênio é o segundo elemento mais exigido pela cultura, sendo

superado apenas pelo potássio (SILVA, J. T. A. da. et al., 1999; SILVA et al., 2003).

Borges e Oliveira (2000) ratificam, quando citam que a bananeira é muito exigente

em nutrientes e, em ordem decrescente, absorve os seguintes elementos:

Macronutrientes: K > N > Ca > Mg > S > P. Micronutrientes: Cl > Mn > Fe > Zn > B >

Cu.

As fontes de nitrogênio mais utilizadas são a uréia (44% de N) e o sulfato

de amônio (20% de N). A primeira aplicação de nitrogênio deve ser feita cerca de 30

a 45 dias após o plantio. Em condições de sequeiro, o adubo deve ser aplicado

durante o período chuvoso. Sob irrigação, as aplicações devem ser parceladas

mensal ou quinzenalmente (SILVA, J. T. A. da. et al., 1999).

Avaliando o estado nutricional da bananeira ‘Prata-Anã’ em função da

aplicação de cinco doses de nitrogênio, Fontes et al. (2003) constataram que, com o

incremento das doses de nitrogênio, que variaram de 0 a 600 kg ha

-1

ano

-1

equivalentes a 0 a 540 g de N família

-1

ano

-1

, houve aumento de Mn, nas plantas da

primeira e segunda gerações, e diminuição do Cl, nas plantas da primeira geração.

No entanto, não provocou variação no teor de nitrogênio e nem dos demais

elementos, na folha analisada e, no primeiro ciclo de cultivo, não influenciou a altura

da roseta foliar e nem o intervalo entre o plantio e o florescimento. Observou-se

também, nesse experimento, que “houve diminuição na emissão de filhotes com o

incremento das doses de N”.

Nas regiões bananicultoras de todo o mundo, as doses de nitrogênio

recomendadas para a bananeira variam de 100 a 600 kg ha

-1

ano

-1

, dependendo do

solo e do clima de cada área (LOPEZ e ESPINOSA, 1995; SILVA et al., 2003). No

Oriente médio (Israel), Ásia (Índia e Formosa) e Austrália são empregados 110 a 600

kg ha

-1

ano

-1

de N; Na África (Costa do Marfim e Ilhas Canárias) são aplicados, por

ha ano, entre 300 e 800 kg de N (MALAVOLTA, 1993).

No Brasil, as recomendações de nitrogênio variam de 90 a 300 kg ha

-1

ano

(BORGES et al., 1997). Por outro lado, Borges e Oliveira (2000), afirmam que a

deficiência de nitrogênio pode ser corrigida com 50 a 300 kg do nutriente ha

-1

ano

-1

Malavolta (1993) cita que as doses anuais recomendadas por órgãos oficiais do

Brasil estão entre 111 e 266 kg N

-1

, dependendo dos teores do solo.

Na condução de viveiro de mudas de bananeira, em regime de irrigação,

Silva, C. R. de R. e. et al. (1999) recomendam a aplicação anual de 230 g e 360 g de

nitrogênio e potássio, respectivamente, em cobertura, por família, parceladas em 12

vezes, sendo, portanto, 10 g de N e 30 g de K

0 na primeira aplicação e 20 g de N e

30 g de K

0 nas demais. Sugerem ainda, que os adubos sejam colocados 10 a 15

cm de distância dos brotos laterais e, em solos arenosos, a adubação deverá ser

parcelada quinzenal ou semanalmente.

2.1.7.5 Boro

Embora a essencialidade do boro para o crescimento e desenvolvimento

de plantas seja bem conhecida, as suas funções principais ainda permanecem

desconhecidas (CAKMAK e RÖMHELD, 1997). O boro tem função no transporte de

açúcares e na síntese de ácidos nucléicos (MENGEL e KIRKBY, 1978) e tem um

papel importante na formação da parede celular da planta e, como conseqüência, é

crítico para o seu crescimento (MATOH, 1997). Este elemento participa dos

processos de divisão celular (SILVA, J. T. A. da. et al., 1999), organização e

funcionamento de membranas (POLLARD et al., 1977; TANADA, 1983), germinação

de grão de pólen e crescimento de tubo polínico (AGARWALA et al., 1981),

elongação celular, divisão e metabolismo de ácidos nucléicos (KOUCHI e

KUMAZAWA, 1976), metabolismo das auxinas (AIA), fenóis e lignificação da parede

(LEWIS, 1980) e transporte de auxinas (GAUCH, 1972; TANG e FUENTE, 1986).

Aparentemente, o boro em solução move-se para as raízes através do

fluxo massal, até que ocorra um equilíbrio entre as concentrações do nutriente nas

raízes e na solução. Em razão desta absorção passiva, quantidades tóxicas são

absorvidas pelos vegetais quando, na solução, a concentração de boro é alta

(MONTEIRO et al., 1995). O boro é absorvido pelos vegetais na forma de ácido

bórico ou de borato (MENGEL e KIRKBY, 1987).

Historicamente, o boro tem sido considerado em ter mobilidade limitada

somente no floema (OERTLI e RICHARDSON, 1970). É aceito que o boro, bem

como o cálcio, não são móveis ou têm mobilidade muito limitada no floema (RAVEN,

1980). A sua remoção do meio de crescimento freqüentemente resulta em rápida

inibição do crescimento da planta (LOOMIS e DURST, 1992). Como o boro não pode

ser prontamente redistribuído dentro da planta na maioria das espécies, até uma

breve interrupção de suprimento do nutriente do solo resulta na depressão do

crescimento e perda de produção, cuja extensão depende da duração de deficiência

e o estágio de crescimento da planta no qual ocorre (DELL e HUANG, 1997).

O boro é considerado móvel no floema apenas em espécies de plantas

que utilizam polióis (açúcares simples) como um metabólito fotossintético primário,

pois nessas espécies (macieiras e nectarinas, por exemplo) um complexo poliol-B-

poliol é formado nos tecidos fotossintéticos e transportado no floema para drenos

ativos, como meristemas vegetativos ou reprodutivos. Porém, o mesmo não ocorre

nas plantas (milho, por exemplo) que não produzem quantidades significativas de

polióis. Nessas, o boro é transportado pelo xilema, através do fluxo transpiratório,

até um determinado órgão da planta onde permanece imóvel, não se redistribuindo

para outras partes (BROWN e HU, 1998). O movimento do boro junto com o fluxo

transpiratório explica o fato de sintomas de deficiência ocorrerem nos pontos de

crescimento (RAVEN, 1980).

As diferenças no local de acúmulo de boro nas plantas, a qual é

determinada pela mobilidade do elemento no floema, determinam em quais tecidos

(jovens ou velhos) serão mais evidentes os sintomas de deficiência e de fitotoxidez

(YAMADA e LOPES, 1998). Portanto, em espécies em que o boro é imóvel e não se

redistribui das partes mais velhas da planta para tecidos meristemáticos (raízes ou

extremidades das partes aéreas), os sintomas de deficiência são observados

primeiramente nas partes mais jovens, sendo caracterizado pela interrupção do

crescimento das partes terminais e pela secagem de folhas novas (RAIJ, 1991).

Uma das mais rápidas respostas à deficiência de boro é a inibição ou

paralisação do crescimento dos tecidos meristemáticos da parte aérea e das raízes.

Gupta (1979) observou que é necessário um contínuo suprimento de boro para a

manutenção da atividade meristemática.

A carência de boro em bananeira promove a dificuldade de brotação de

mudas e deformações morfológicas nas folhas novas. Essas deformações são

limbos estreitos com ondulações nos bordos; às vezes, permanece somente a

nervura central. Promove ainda outros sintomas tais como necrose nas margens das

folhas sem clorose prévia, principalmente na ponta a qual se encarquilha, clorose

internerval e estrias perpendiculares às nervuras secundárias na face inferior e

aparecimento de muitos filhotes com os sintomas ainda mais acentuados. Em

carência aguda há paralisação do crescimento. Por outro lado, excesso de boro

pode acarretar, na folha, clorose marginal seguida de necrose (LAHAV, 1995).

Para suprir a falta desse micronutriente, podem ser aplicados, no primeiro

ano de produção, 5,0 kg de bórax/ha (equivalentes a 0,55 kg de B/ha) e, nos ciclos

seguintes, 1,0 kg de bórax/ha ou, por outra, corrigir a sua deficiência, aplicando-se

ao solo 10,0 a 20,0 g de bórax por planta, ou então com a pulverização das folhas na

concentração de 1,0 a 3,0 g de bórax por litro de água. Além do bórax (11% de B),

são citadas também, como fontes de boro, o ácido bórico e o FTE BR12 (17% e

2,17% de B, respectivamente) (BORGES e OLIVEIRA, 2000).

3 MATERIAL E MÉTODOS

3.1 Localização do experimento

Este experimento foi instalado em condições de campo no período de

junho de 2005 a fevereiro de 2006, em área do Setor de Agricultura do Centro de

Formação de Tecnólogos (CFT) da Universidade Federal da Paraíba (UFPB), no

município de Bananeiras - PB, microrregião do Brejo Paraibano, localizado próximo

ao ponto de coordenadas geográficas de 6

46’ latitude sul e 35

38’ longitude oeste

de Greenwich (BRASIL, 1972).

3.2 Características do clima

A área do experimento se encontra a uma altitude de 552 metros.

Apresenta clima quente e úmido que, de acordo com a classificação de Köpen, é do

tipo As’, o qual corresponde ao clima submediterrâneo (BRASIL, 1972).

Os índices pluviométricos correspondentes ao período de execução do

experimento, 29/06/2005 a 13/02/2006, totalizaram 268 mm. As variáveis climáticas

ocorridas durante o período de aclimatização das mudas de bananeira mais o

período de realização do experimento estão condensadas na Tabela 1, cujos dados

foram obtidos no Posto Meteorológico do Escritório Regional da Emater de Solânea -

PB (distante cerca de 0,5 km da área experimental) e, por inexistência de dados,

nesse Posto, relativos à temperaturas e umidade relativa do ar, também foram

incluídos dados da Estação Agrometeorológica do Centro de Ciências Agrárias

(CCA) da UFPB, em Areia - PB, a qual dista, aproximadamente, 40 km da área

experimental.

Tabela 1. Características climáticas do período de aclimatização das mudas (abril

a 28 de junho/2005) e do período experimental (29 de junho/2005 a 13

de fevereiro/2006)

Temperaturas

Máxima

Média

Compensada

Mínima

Precipitação

pluvial

Umidade

relativa do

Mês/Ano

(°C) (mm) (%)

abr./2005

maio/2005

jun./2005

jul./2005

ago./2005

set./2005

out./2005

nov./2005

dez./2005

jan./2006

fev./2006

28,9

26,4

23,6

24,1

23,9

25,9

27,9

29,4

29,1

29,8

30,0

25,2

23,4

21,6

20,5

21,2

22,4

23,8

24,8

25,8

25,1

25,5

21,5

20,4

19,6

18,5

18,2

18,6

19,2

19,8

20,3

20,2

21,0

0,0

189,8

355,4 *

72,1

129,0

13,6

5,5

0,0

27,1

3,4

0,0 **

Fontes: Estação Agrometeorológica do CCA/UFPB, Areia - PB (Temperaturas máxima, média e

mínima e Umidade Relativa do ar); Posto Meteorológico do Escritório Regional da EMATER,

Solânea - PB (Precipitação pluvial).

Obs.: * A partir do dia do plantio das mudas (29.06.2005), na área experimental, até o dia

30.06.2005 a precipitação pluvial foi de apenas 17,3 mm. Este valor somado às

precipitações dos meses subseqüentes (até 13.02.2006), resultou em 268 mm de chuvas

ocorridas durante o período do experimento.

** A Precipitação pluvial relativa ao mês de fevereiro de 2006 (igual a zero), refere-se ao

período compreendido entre 01 e 13.02.2006 (data da última coleta de perfilhos para

análises e avaliações).

3.3 Características do solo

O solo da área experimental corresponde a um Latossolo Amarelo

Distrófico (EMBRAPA, 1999). Apresenta relevo suave ondulado, perfil muito

profundo, bem drenado, com capacidade de retenção de umidade moderada e

classe textural franco-argilo-arenosa.

Antes do preparo do solo para implantação do experimento, em março de

2005, foram coletadas amostras compostas às profundidades de 0 a 20 cm e de 20

a 40 cm utilizando-se um trado “holandês”. As análises químicas e físicas do solo

foram realizadas no Laboratório de Solos do CCA/UFPB, Areia - PB, cujos

resultados estão apresentados nas Tabelas 2, 3 e 4.

Tabela 2. Características químicas do solo da área experimental, nas profundidades

de 0 a 20 cm e de 20 a 40 cm

Profundidade pH P S-SO

-2

+ Al

SB CTC M.O. V

--cm-- (1:2,5) ------------------------------------cmol

/dm

-------------------------------- -g/kg- -%-

0-20 6,2 0,06 0,03 0,20 0,12 2,48 0,00 3,75 1,55 5,62 8,10 37,89 69,38

20-40 5,0 0,01 0,13 0,19 0,10 4,79 0,50 0,85 0,75 1,89 6,68 19,05 28,29

P, K, Na : Extrator Mehlich 1;

H + Al : Extrator Acetato de Cálcio 0,5 M, pH 7,0;

Al, Ca, Mg : Extrator KCl 1M;

SB : Soma de Bases Tocáveis. SB = K

+ Ca

+ Mg

+ Na

;

CTC : Capacidade de Troca Catiônica. CTC = SB + H

+ AL

(CHAPMAN, 1965);

M.O. : Materia Orgânica – Walkley-Black;

(%) :Saturação em bases do solo. V

(%) = SB/CTC x 100.

Tabela 3. Teores de micronutrientes no solo da área experimental, nas

profundidades de 0 a 20 cm e de 20 a 40 cm

Profundidade B Fe Cu Mn Zn

---cm--- ------------------------------------mg/kg---------------------------------------

0-20 0,17 43,04 1,04 29,36 15,62

20-40 0,52 42,97 0,11 3,81 14,85

Tabela 4. Características físicas do solo da área experimental, nas profundidades de

0 a 20 cm e de 20 a 40 cm

Areia Silte Argila Argila Grau de Densidade Densidade Porosidade

Profundidade Grossa Fina dispersa floculação do solo de partícula total

--cm-- ---------------------------g/kg------------------------ ------------g/cm

----------- --m

0-20 408 197 41 354 51 856 1,31 2,60 0,50

20-40 324 191 69 416 82 803 1,23 2,61 0,53

3.4 Origem e aclimatização das mudas

3.4.1 Origem

Para implantação do experimento, foram utilizadas mudas (plantas

matrizes) de bananeira da cultivar Pacovan (Musa sp. AAB, subgrupo Prata),

originárias de cultura de tecidos de ápices caulinares e adquiridas, com cerca de 6 a

7 cm de altura, junto à Empresa privada “PAN-FLORA”, em Fortaleza, Ceará. Foram

transportadas para o local do experimento na forma de raiz nua, acondicionadas em

caixa de isopor.

3.4.2 Aclimatização

A etapa intermediária entre o Laboratório e o plantio das mudas no

campo, denominada de “aclimatização”, foi conduzida em dois viveiros, no Setor de

Agricultura do CFT/UFPB, em Bananeiras - PB, os quais estão a cerca de 250 m de

distância da área experimental. Ao chegarem, as mudas de bananeira foram

repicadas para sacos plásticos pretos de 20 cm de diâmetro x 30 cm de altura,

sanfonados e perfurados em seu terço inferior, contendo substrato peneirado e

solarizado (KATAN et al., 1976; RICCI et al., 1999) e sem fertilizantes químicos. O

mesmo foi preparado com terra argilo-arenosa de superfície mais composto orgânico

vegetal, na proporção, respectivamente, de 3:1, pesando em torno de 4,50 kg saco

-1

antes de ser regado. A repicagem foi efetuada ao entardecer, estando o substrato

úmido e as mudas túrgidas, com aproximadamente 6 a 7 cm de altura.

O tempo de aclimatização das mudas foi de 81 dias, sendo um período de

61 dias sob telado, com 50% de luminosidade, e outro de 20 dias em viveiro a céu

aberto, para completarem o seu “endurecimento”, até o plantio no campo.

Durante o desenvolvimento das mudas, foi feita uma adubação em

cobertura, via solo, aos 42 dias, aplicando-se por planta, em círculo e bem nas

bordas dos recipientes, uma mistura composta por 2,5 g de uréia, 4,0 g de

superfosfato simples e 1,2 g de cloreto de potássio. Com o objetivo também de

fornecer nutrientes, realizou-se quatro adubações via aplicação foliar, a alto volume,

sendo as duas primeiras com uréia mais sulfato de magnésio (2,5 g + 2,5 g,

respectivamente, para cada litro de água); uma com uréia mais sulfato de zinco (3,0

g + 2,0 g, respectivamente, para cada litro de água); e a última com sulfato de cobre

mais cal hidratada (2,5 g + 5,0 g, respectivamente, para cada litro de água). A

primeira aplicação (uréia + sulfato de magnésio) foi efetuada aos 35 dias após a

repicagem e todas a intervalos de aproximadamente 15 dias.

Inspeções fitossanitárias, nas mudas ainda em viveiro, eram realizadas

quase que diariamente e, em algumas ocasiões, foram capturadas manualmente e

destruídas várias lagartas desfolhadoras e pequenos gafanhotos.

Irrigações periódicas, seis capinas e algumas escarificações manuais

foram executadas, com o objetivo de manter o substrato úmido, livre de ervas

infestantes e arejado. Nos primeiros 15 dias de aclimatização as regas eram mais

freqüentes, porém usando-se uma menor lâmina de água. Foram inicialmente

executadas com pulverizador costal manual, para simular uma nebulização sobre as

folhas, em intervalos de aplicação de aproximadamente uma hora, os quais foram

sendo elastecidos a medida em que os dias se passavam. Posteriormente, passou-

se a utilizar o sistema de irrigação por microaspersão, a intervalos menos

freqüentes, dependentes da ocorrência de chuvas.

3.5 Delineamento experimental

O experimento foi instalado de acordo com o delineamento em blocos

casualizados, com quatro blocos e nove plantas matrizes por parcela (composta por

três linhas com três plantas cada), sendo duas plantas úteis (na linha central) por

unidade experimental. Os fatores avaliados foram doses de nitrogênio (N) e de boro

(B) combinados de acordo com a matriz experimental Composto Central de Box,

originando nove combinações (Quadro 1), as quais foram combinadas fatorialmente

com dois tipos de poda no pseudocaule: poda a 10 cm acima da superfície do solo e

sem poda, totalizando 18 tratamentos.

Quadro 1. Níveis e doses de Nitrogênio (N) e de Boro (B) combinados de

acordo com a matriz experimental Composto Central de Box

Níveis Doses (g/planta ou família)

N B N B

-1 -1 35 0,32

-1 1 35 1,88

1 -1 205 0,32

1 1 205 1,88

-1,41 0 0 1,1

0 -1,41 120 0

1,41 0 240 1,1

0 1,41 120 2,2

0 0 120 1,1

3. 6 Implantação do experimento e manejo da cultura no campo

3.6.1 Preparo do solo e adubações

O solo da área experimental, o qual não era cultivado com a cultura da

bananeira por mais de 10 anos, estava em pousio por mais de 12 meses quando foi

arado e gradeado no mês de março e novamente em maio de 2005. Em seguida,

marcou-se as covas no terreno e as mesmas foram abertas com enxadecos, 30 dias

antes do plantio, nas dimensões de 40,0 cm x 40,0 cm x 40,0 cm (ALVES e LIMA,

2000a; BELALCÁZAR CARVAJAL et al., 1991; BORGES et al., 1994), obedecendo

espaçamentos de viveiro de 1,5 x 1,5 m (SILVA, C. R. de R. e. et al., 1999), em

configuração quadrangular (SOTO BALLESTERO, 1992). Cada bloco e suas

respectivas unidades experimentais foram constituídos por três linhas de plantio.

A terra escavada na abertura das covas, proveniente das camadas

superficial (0 a 20 cm) e inferior (20 a 40 cm) do solo, foi posta, em montículos, um

de cada lado da cova, para, após misturados em separado e respectivamente com

os fertilizantes minerais de fundação (P

+ K

O) e o calcário + esterco, serem

repostos para dentro das respectivas covas de forma invertida (ALVES et al., 1986).

Nessa adubação de fundação, executada 20 dias antes do plantio da

bananeira, foram aplicadas 715 g cova

-1

de calcário dolomítico (PRNT 65%) mais 5,0

L cova

-1

de esterco bovino curtido, misturados ao solo da camada de 20 a 40 cm.

Juntos com o solo da camada superficial, foram aplicadas 80 g cova

-1

de P

, na

forma de superfosfato simples, mais 40 g cova

-1

de K

O, na forma de cloreto de

potássio.

A aplicação do calcário, a adubação mineral de fundação (P

+ K

O) e

as de cobertura com o potássio foram realizadas de acordo com a recomendação de

calagem e adubação respaldada na interpretação dos resultados das análises

químicas do solo (Tabela 2). Entretanto, as doses de nitrogênio e de boro não foram

aplicadas baseando-se nessas análises, haja vista esses elementos fazerem parte

deste estudo como fatores avaliados.

A quantidade de calcário aplicada foi determinada com base nos

resultados das análises químicas do solo relativas à profundidade de 20 a 40 cm

(Tabela 2). Usou-se o método para recomendação de calagem baseado na elevação

da saturação por bases do solo, pretendendo-se elevar essa saturação (e,

conseqüentemente, o pH e diminuir a saturação em alumínio) ao valor desejado (V

)

de 60%, pois, para a cultura da bananeira, este valor está dentro da faixa de valores

de saturação por bases mais adequada que é de 60 a 70%. Fórmula aplicada:

Calcário, em t/ha = (V

-V

) x CTC / PRNT (RAIJ et al., 1992 apud VITTI e

PROCHNOW, 1995).

Devido à falta de calcário calcítico (o mais recomendável, neste caso), no

mercado regional, usou-se calcário dolomítico. Esta aplicação foi feita na cova, em

face da inexistência de um distribuidor de calcário que fizesse uma uniforme

distribuição desse corretivo, no solo da área experimental. Para tanto, dividiu-se o

total determinado por ha (2120 kg de calcário com PRNT 100% = 3180 kg de

calcário com PRNT 65%) pelo número total de covas por ha (4445 covas, nos

espaçamentos de 1,5 m x 1,5 m), resultando, aproximadamente, em 715 g cova

-1

Fracionou-se em duas parcelas iguais, aos 78 e 117 dias após o plantio,

as 220 g planta

-1

ou família

-1

restantes do K

O recomendado (para cobertura) para

formação da bananeira. Utilizou-se a enxada para incorporar o cloreto de potássio,

aplicado em círculo e a 20 cm de distância da base do pseudocaule,

concomitantemente com as aplicações das doses estudadas de nitrogênio + boro

(segunda adubação em cobertura) e nitrogênio (terceira adubação em cobertura).

Antes do esterco bovino, ser aplicado em fundação, coletou-se uma

amostra composta do mesmo (com auxílio de um trado “holandês”) a qual foi

embalada em sacola plástica, etiquetada e enviada ao Laboratório de Análises de

Plantas e Tecidos Vegetais do CCA/UFPB onde foram feitas as análises químicas.

Os resultados estão apresentados no Quadro 2.

Quadro 2. Características químicas do esterco bovino aplicado na adubação de

fundação da bananeira

C N P K Ca Mg S B

----------------------------------------g/kg------------------------------------------ -- mg/kg--

14,29 8,75 3,47 3,01 10,95 5,28 3,13 22,99

3.6.2 Plantio e tratos culturais

As mudas (plantas matrizes) de bananeira foram plantadas, em solo

úmido, com torrão aderido às raízes, no dia 29 de junho de 2005, quando

apresentavam cerca de 30 a 35 cm de altura. Foram conduzidas durante um mês

sob condições de irrigação, com regador manual, a intervalos de aproximadamente 5

dias (a depender da ocorrência de chuvas), aplicando-se 10 L de água por planta em

cada ocasião. Posteriormente, regas suplementares passaram a ser realizadas com

auxílio de um sistema localizado de irrigação (microaspersão), haja vista que no final

do período chuvoso houve ocorrência de chuvas irregulares (Tabela 1). Ao chegar o

período seco, as regas tornaram-se mais freqüentes (devido os baixos índices de

precipitação, conforme descritos na Tabela 1), mas ainda aquém da estimativa de

consumo da bananeira nas condições brasileiras, 100 a 150 mm/mês (LIMA e

MEIRELES, 1986 apud OLIVEIRA et al., 2000).

Por motivo do então escasso volume de água acumulado para irrigação,

só foi possível aplicar, via microaspersão, aproximadamente 220 mm de água (bem

distribuídos) no período de 10.10.2005 a 11.02.2006 (dois dias antes de ser

efetuada a última coleta de perfilhos), o que equivale à média de apenas 55 mm/mês

(irrigados), no período supracitado.

As ervas infestantes foram controladas manualmente com o uso da

enxada (BORGES et al., 1994; ALVES e LIMA, 2000b). Foram executadas sete

capinas, sendo as duas primeiras em coroa (nos primeiros 47 dias após o plantio),

obedecendo a projeção da copa, e as demais em faixa contínua, a intervalos de 33

dias, aproximadamente (SEEYAVE e PHILLIPS, 1970 apud DURIGAN, 1984).

Duas desfolhas foram efetuadas nas plantas matrizes, com uso de faca

desinfetada com água clorada, aos quatro e seis meses após o plantio, eliminando-

se, através de corte do pecíolo rente ao pseudocaule, e de baixo para cima, as

folhas secas, mortas e aquelas cujo pecíolo estavam quebrados ou dobrados para

baixo (BELALCÁZAR CARVAJAL et al., 1991; BORGES et al., 1994; MANICA, 1997;

MOREIRA, 1987, 1999).

Inspeções fitossanitárias eram realizadas duas vezes por semana. Com o

objetivo de controlar a broca do rizoma (Cosmopolites sordidus (Germ.)), algumas

capturas, com eliminação do inseto adulto por esmagamento, foram feitas através do

uso de iscas atrativas tipo “telha” (BORGES et al., 1994; FANCELLI, 2000;

FANCELLI e MESQUITA, 2000; MANICA, 1997; MARTINEZ, 1975; MOREIRA,

1981, 1999), sem inseticidas e trocadas cada 12 dias, utilizando-se pedaços de

pseudocaule oriundos de outros plantios de bananeira.

3.7 Adubações aplicadas e poda

3.7.1 Adubações

As adubações estudadas foram todas aplicadas em cobertura, via solo,

com nitrogênio (N) e boro (B), sendo as fontes dos mesmos a uréia e o ácido bórico,

respectivamente. Esses fertilizantes, com auxílio de enxadas, foram incorporados

superficialmente no solo após serem aplicados em faixa circular com cerca de 10 cm

de largura, na primeira adubação em cobertura (aos 40 dias), e 20 cm de largura,

nas demais, e a uma distância aproximada de 20 cm da base do pseudocaule da

planta matriz e, ou da brotação lateral (BORGES e OLIVEIRA, 2000).

As doses foram fracionadas em quatro e duas parcelas iguais, para o N e

o B, respectivamente. A primeira parcela (25% do N e 50% do B) foi aplicada aos 40

dias após o plantio das mudas na área experimental; a segunda (25% do N e 50%

do B), aos 78 dias; a terceira (25% do N), aos 117 dias; e a quarta (25% do N), aos

148 dias. A Tabela 5 resume o cronograma das atividades relativas às adubações

estudadas, poda do pseudocaule com eliminação da gema apical do rizoma e

coletas de perfilhos ou rebentos para análises e avaliações.

3.7.2 Poda

Com o objetivo de quebrar a dominância apical, favorecendo a brotação

lateral e produção de mudas, fez-se, com uso de uma faca desinfetada com água

clorada, aos 151 dias após o plantio (seis dias após a primeira coleta de perfilhos e

três dias após o último parcelamento - do N - em cobertura (Tabela 5), a poda no

pseudocaule das plantas matrizes correspondentes aos tratamentos com poda (em

“bisel” e a 10 cm acima do nível superficial do solo) (SILVA, C. R. de R. e. et al.,

1999). Imediatamente após essa poda, foi feita a eliminação da gema apical de

crescimento do rizoma, com auxílio da ferramenta denominada “lurdinha” (ALVES e

MACEDO, 1986; ALVES et al., 1986; BORGES et al., 1994; MOREIRA, 1981, 1987,

1999), desinfetada também com água clorada.

Tabela 5. Cronograma das atividades relativas às adubações aplicadas, poda do

pseudocaule com eliminação da gema apical do rizoma e coleta de

perfilhos para análises e avaliações

Atividades Dias após

o plantio

Primeira adubação em cobertura (N + B) 40

Segunda adubação em cobertura (N + B) 78

Terceira adubação em cobertura (N) 117

Primeira coleta de perfilhos (avaliou-se apenas o número de perfilhos) 145

Quarta adubação em cobertura (N) 148

Poda do pseudocaule com eliminação da gema apical do rizoma 151

Segunda coleta de perfilhos 173

Terceira coleta de perfilhos 201

Quarta coleta de perfilhos 229

3.8 Coleta dos perfilhos ou rebentos

Com auxílio de cavador (“ferro de cova”), desinfetado com água clorada, e

de régua graduada em mm, foram separados da planta matriz (coletados), na data

programada para cada coleta aqueles perfilhos ou rebentos com altura igual ou

superior a 15,0 cm, determinada entre a distância da superfície do solo ao ponto de

interseção das duas últimas folhas (SANTOS, 2002). Com intervalos de 28 dias,

foram realizadas quatro coletas: aos 145; 173; 201; e 229 dias após o plantio

(Tabela 5).

Já separados da planta matriz, através de corte bem rente a mesma, os

rizomas foram lavados com água e, com uso de canivete, descorticados. Após

embalados em sacolas plásticas etiquetadas, os perfilhos foram transportados, em

caixas de isopor, para o Laboratório de Controle de Qualidade de Alimentos do

CFT/UFPB, onde foi dado início às análises.

3.9 Características avaliadas

3.9.1 Características vegetativas

Nos perfilhos coletados aos 145 dias após o plantio (primeira coleta), foi

avaliado apenas o número de perfilhos produzidos. Naquela oportunidade ainda não

havia sido feito o último parcelamento de nitrogênio em cobertura e nem a poda com

eliminação da gema apical do rizoma (Tabela 5).

Quando todas as atividades relativas aos tratamentos já haviam sido

concluídas (Tabela 5), foram avaliadas, nos perfilhos coletados aos 173; 201; e 229

dias após o plantio, as seguintes características: número de perfilhos; altura do

pseudocaule; diâmetro do rizoma; e peso da matéria seca foliar.

O número médio de perfilhos produzidos por planta matriz, por cada

tratamento, foi obtido contando-se os perfilhos “desmamados” (coletados) das

plantas úteis e dividindo o resultado desta contagem por dois, que é o número de

plantas matrizes úteis na parcela.

A altura média do pseudocaule desses perfilhos foi obtida somando-se,

por cada tratamento, as alturas de todos os perfilhos coletados das duas plantas

úteis e dividindo o resultado desta soma pelo número total de perfilhos coletados

nessas plantas úteis. A altura do pseudocaule foi determinada, com auxílio de régua

graduada em mm, entre a distância da base do pseudocaule e o ponto de interseção

das duas últimas folhas. Compreende-se como base do pseudocaule, a região

limítrofe entre a base das bainhas foliares externas e a região superior do rizoma,

onde essas bainhas estão inseridas. Essa medida foi tomada pelo lado do corte de

“desmame”, isto é, o lado em que o rizoma do perfilho estava aderido à planta

matriz.

O diâmetro médio do rizoma desses perfilhos foi obtido somando-se, por

cada tratamento, os diâmetros de todos os rizomas dos perfilhos coletados das duas

plantas úteis e dividindo o resultado desta soma pelo número total de perfilhos

coletados nessas plantas úteis. O diâmetro do rizoma foi determinado, com auxílio

de um paquímetro de aço, entre a distância de um pólo a outro, tomada essa medida

aproximadamente no centro do terço médio transversal (horizontal) do rizoma.

O peso médio da matéria seca foliar desses perfilhos foi obtido somando-

se, por cada tratamento, as pesagens de matéria seca foliar referentes a todos os

perfilhos coletados das duas plantas úteis e dividindo o resultado desta soma pelo

número total de perfilhos coletados nessas plantas úteis. Esse material vegetal

(folhas) foi picado com estiletes, acondicionado em sacos de papel e posto para

secar, até peso constante, em estufa de circulação e renovação de ar a temperatura

de 65ºC, no Setor de Avicultura do CFT/UFPB.

3.9.2 Determinação de clorofila e teores foliares de nutrientes

Os teores foliares de clorofila total foram avaliados nos perfilhos coletados

aos 201 e 229 dias após o plantio. Avaliou-se, também, na matéria seca foliar

desses perfilhos, os teores de N, P, K, Ca, Mg e B, tomando-se para análises uma

amostra composta com material dessas duas coletas.

A clorofila foi determinada pelo método de ARNON (1949), no Laboratório

de Controle de Qualidade de Alimentos do CFT/UFPB. Para essa finalidade, foram

utilizadas amostras frescas compostas de tecidos do terço médio do limbo das folhas

de número 2; 3; e 4 dos perfilhos coletados, contadas depois da “vela” ou “cartucho”.

Quando o material dessas folhas era escasso para determinar o teor de clorofila,

usava-se também material de outras folhas, dando preferência sempre as mais

próximas daquelas.

Na obtenção do extrato de clorofila, adicionou-se 10 ml de acetona a 80%

quando a amostra pesava igual ou mais que uma grama. Quando este peso era

menor que uma grama, foram adicionados apenas 5 ml. Utilizou-se,

respectivamente, balança analítica e espectrofotômetro para pesagem das amostras

e leitura da solução cuja diluição foi 0,2 ml do extrato + 0,8 ml de acetona a 80%.

Com o objetivo de realizar a determinação de nutrientes na matéria seca

foliar, o material vegetal (folhas dos perfilhos) foi secado, até peso constante, em

estufa de circulação e renovação de ar a temperatura de 65ºC, no Setor de

Avicultura do CFT/UFPB. Após secagem, esse material foi moído em moinho tipo

Wiley com peneira de 40 Mesh, no Laboratório de Análises de Plantas e Tecidos

Vegetais do CCA/UFPB, onde se processou também a determinação de nutrientes.

Utilizou-se amostra composta de matéria seca proveniente do terço médio do limbo

das folhas de número 2, 3 e 4 (contadas depois da “vela”), excluindo-se a nervura

central. Quando o material dessas folhas era escasso para a determinação de

elementos, usava-se também material de outras folhas, dando sempre preferência

às mais próximas daquelas.

Após a digestão sulfúrica, o N-orgânico foi dosado pelo método de

Kjeldahl (TEDESCO et al., 1995). Para a determinação dos demais macroelementos,

foi utilizada digestão nítrico-perclórica (JOHNSON e ULRICH, 1959). O fósforo foi

dosado em espectrofotômetro numa alíquota do extrato após adição de molibdato de

amônio e ácido aminonaftolsulfônico. O potássio foi dosado em fotômetro de chama

após diluição do extrato, ajustando-se a sensibilidade do aparelho com os padrões

adequados conforme as amostras. O cálcio e o magnésio foram determinados por

espectrofotometria de absorção após diluição do extrato e adição de lantânio (La) ou

estrôncio (Sr) em solução ácida. O boro foi determinado por colorimetria

(colorimétrico-azometina H) (TEDESCO et al., 1995).

3.10 Análise estatística

Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância e de regressão.

Os efeitos do N e do B foram avaliados mediante regressão polinomial, enquanto os

efeitos das podas foram avaliados pelo teste F. Em face da heterogeneidade das

variâncias, transformou-se os dados referentes à variável número de perfilhos em

1+X

4 RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1 Número de Perfilhos

Constatou-se efeito significativo de poda sobre o número de perfilhos

produzidos por planta matriz, aos 173, 201 e 229 dias após o plantio. Não foi

verificada influência significativa da combinação N e B nem da interação entre N e B

e poda (Tabela 1, Anexos).

Não foi constatada, em plantas sem poda, influência significativa das

doses de N nem de B sobre o número de perfilhos (Tabela 2, Anexos). Em plantas

podadas, houve efeito significativo de N apenas aos 201 dias após o plantio e de B,

aos 229 dias, sobre o número de perfilhos.

Pela Figura 1, observa-se que a partir de 173 dias após o plantio, as

plantas podadas produziram significativamente mais perfilhos do que as plantas não

podadas. O maior número de perfilhos foi observado aos 173 dias após o plantio, em

plantas podadas.

1,2

1,0

1,2

2,2

1,8

1,4

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

173 201 229

Dias após o plantio

Perfilhos (Un./planta

)

Sem poda Com poda

Médias com letras diferentes diferem significativamente, em cada período pós-

plantio (F, P < 0,01) e (F, P < 0,05; aos 229 dias após o plantio).

Figura 1. Número de perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

com e sem poda, em três períodos pós-plantio.

Perfilhos (un./planta)

O maior número de perfilhos produzido pelas plantas podadas em relação

às não podadas ratifica a hipótese do controle hormonal de desenvolvimento de

gemas laterais pelo meristema apical, sendo a auxina o principal hormônio envolvido

nesse processo (DEBIASI et al., 2000). Trata-se, possivelmente, do ácido

indolacético, sintetizado na região apical e transportado para os meristemas laterais

(AWAD e CASTRO, 1983). A dominância apical se manifesta por inibição do

crescimento das gemas axilares, ou laterais, pela presença da gema apical, sendo

os meristemas apicais e folhas jovens os principais sítios de síntese de auxinas na

parte aérea da planta, ocorrendo uma ação indireta na dominância de gemas e

brotos (PHILIPS, 1969).

Por outro lado, a retirada da gema apical possivelmente resultou no

aumento da disponibilidade de citocininas nos meristemas laterais (AWAD e

CASTRO, 1983). As citocininas são indispensáveis para quebrar a dominância apical

e induzir a proliferação de gemas axilares (GRATTAPAGLIA e MACHADO, 1998). A

maior relação auxina/citocinina tende a formar brotos apicais e, a relação

citocinina/auxina sendo maior, há tendência a formar brotos laterais (CLINE, 1994).

A forte dominância apical da bananeira é eliminada quando faz-se a

decepa ou poda da planta principal, diminuindo o teor de auxinas. Enquanto a planta

principal não florescer ou não for decapitada, a citocinina produzida no ápice das

raízes dirige-se para o ápice principal (DANTAS e PEREIRA, 1988). Isso poderia

provocar uma deficiência de citocinina nas gemas laterais (AWAD e CASTRO,

1983). Essa remoção da porção apical resultaria em uma rápida retomada da divisão

celular (AWAD e CASTRO, 1983) e do crescimento vigoroso dos meristemas laterais

(HILLAMAN, 1984).

Para número de perfilhos produzidos por planta podada, aos 201 dias

após o plantio, pode-se verificar que foi significativa a regressão linear (Figura 2),

indicando que à medida que aumentaram as doses de N, maiores foram os valores

para produção de perfilhos por planta, cujo incremento foi de 0,002 perfilhos por

cada 1 g planta

-1

de N adicionada ao solo.

y = 1,5057 + 0,002*x

= 0,772

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

60 120 180

240

N (g/planta)

Perfilhos

(

un./

lanta

)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 2. Efeito de doses de nitrogênio sobre o número de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

com poda, aos 201 dias após o plantio.

Esses resultados são compatíveis com relatos de vários autores, tais

como Silva, J. T. A. da.

et al. (1999) e Borges e Oliveira (2000), os quais afirmam

que o N é o segundo elemento mais importante para a bananeira e favorece a

emissão e o crescimento de filhotes ou rebentos. A despeito disso, Fontes

et al.

(2003) obtiveram resultados contraditórios, concluindo que “houve diminuição na

emissão de filhotes com o incremento das doses de N”.

Contando também com os perfilhos produzidos na primeira coleta,

efetuada aos 145 dias após o plantio (Tabela 5) e cuja produção foi de 1,2 perfilhos

por planta matriz, os tratamentos “com” poda produziram, em média, 6,6 perfilhos

por planta após 229 dias (7,6 meses) do plantio, ou seja, cumulativamente nas

quatro coletas realizadas, aos 145, 173, 201 e 229 dias. Já os tratamentos sem

poda, produziram, no mesmo período, apenas 4,6 perfilhos por planta.

Vale notar que, na avaliação feita aos 145 dias, as plantas matrizes dos

tratamentos “com” poda ainda não tinham sido podadas e nem eliminados os seus

respectivos meristemas apicais do rizoma, fatos que, se previamente executados,

provavelmente teriam resultado em maior número de perfilhos emitidos, conforme os

resultados desta pesquisa a partir de 173 dias após o plantio (Figura 1; Tabela 1,

Anexos), além dos relatos citados na literatura especializada sobre dominância

apical. Ainda aos 145 dias após o plantio, também não havia sido executado o

quarto (último) parcelamento da adubação, com N, o qual foi feito aos 148 dias

(Tabela 5).

Portanto, aos 145 dias após o plantio, não foi verificado efeito de poda

sobre o número de perfilhos, até porque a poda só veio a ser efetuada aos 151 dias,

conforme pode ser observado na Tabela 5. Os valores desta variável, produzidos

pelos tratamentos “com” e sem poda, naquela primeira avaliação, foram

rigorosamente iguais, totalizando, em média, 1,2 perfilhos por planta.

Os resultados desta pesquisa referentes ao número de perfilhos

produzidos por planta matriz da bananeira ‘Pacovan’, nos tratamentos com poda (e

eliminação da gema apical do rizoma), estão em consonância com relatos e

resultados obtidos por vários autores, em trabalhos com propagação rápida

in vivo

da bananeira, a saber: De Langle (1961) obteve, em seis meses, uma produção de

seis a oito mudas de 20 a 30 cm de altura com a variedade Bosua, após ter

decepado o pseudocaule ao nível do solo e eliminado a gema apical do rizoma.

Behairy (1985) obteve máxima produção efetuando cortes a 20 cm da base do

rizoma, produzindo, após 10 meses, uma média de 5,9 mudas por planta matriz.

Trabalhando com propagação rápida sob condições de cobertura com tela

plástica, com 50% de luminosidade, Menegucci (1993) conseguiu 8,7 mudas por

rizoma, com a cultivar Prata. Gottardi (1996), praticando ferimentos no meristema

apical, com dois golpes em cruz a uma profundidade de aproximadamente 2 cm,

obteve de duas a 10 plantas por rizoma.

Vários outros autores conseguiram, através da propagação rápida

in vivo,

obter resultados melhores ou mais discretos que os desta pesquisa, lembrando que,

além das especificidades da metodologia usada por cada um, adubações e

condições edafoclimáticas locais, entre outras, existe o importante fator, variedade, o

qual, segundo constatações de vários autores (DANTAS

et al., 1986; FARIA, 1997;

SILVA, G. D. da., 2000; SILVA

et al., 2000), apresenta diferenças de performance na

emissão de rebentos ou perfilhos.

Estudo sobre a propagação da bananeira através de morfogênese indireta

in vivo resultou em número médio de 5,0; 4,0; 5,2; 5,0; 4,1; e 4,1 rebentos por

rizoma, após 150 dias, respectivamente, para as variedades Nanicão, Pioneira,

Maçã, Prata-Anã, Fhia-1 e Fhia-18, ratificando, assim, a existência de variedades

mais eficientes que outras, em relação à produção de mudas. Constatou-se também

que a primeira brotação, além de ser menos trabalhosa, resultou em uma maior

produção de rebentos (SILVA, G. D. da, 2000).

Em plantas com poda, aos 229 dias após o plantio, o B exerceu influência

linear decrescente sobre o número de perfilhos produzidos por planta, diminuindo o

número de perfilhos com o aumento das doses de B aplicadas (Figura 3).

Y = 1,53 - 0,156*X

= 0,557

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

Perfilhos (Un./planta)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 3. Efeito de doses de boro sobre o número de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

com poda, aos 229 dias após o plantio.

4.2 Altura do Pseudocaule dos perfilhos

Pelos resultados da análise de variância (Tabela 3, Anexos), verificou-se

efeito significativo de poda sobre a altura do pseudocaule dos perfilhos de plantas de

bananeira cultivar Pacovan, aos 173, 201 e 229 dias após o plantio. Não houve

efeito significativo da combinação N e B em nenhum período pós-plantio estudado.

Todavia, foi constatada interação significativa entre N e B e poda, indicando que

ambos os fatores atuaram dependentemente sobre esta variável, aos 173 e 201 dias

após o plantio. Aos 229 dias não foi constatada interação entre N e B e poda.

Houve efeito significativo de B sobre a altura do pseudocaule dos perfilhos

de plantas sem poda, apenas aos 229 dias após o plantio. Nas plantas com poda,

houve efeito significativo das doses de B apenas aos 201 dias. Não foi constatada

influência de doses de N em nenhum dos períodos avaliados (Tabela 4, Anexos).

Avaliando o estado nutricional e algumas características vegetativas de

crescimento da bananeira ‘Prata-Anã’, Fontes

et al. (2003) também constataram

que, o incremento das doses de nitrogênio, que variaram de 0 a 540 g de

N/família/ano, não influenciou a altura da roseta foliar, no primeiro ciclo de cultivo

dessa variedade. Tais resultados são compatíveis com os obtidos por Santos (2002)

quando verificou, no município de Areia - PB, que o incremento de N nas doses de

adubação da bananeira ‘Pacovan’ não resultaram em diferenças na altura do

pseudocaule de plantas adultas, nos primeiro e segundo ciclos de produção.

Na Figura 4, observa-se que, a partir de 173 dias após o plantio, os

perfilhos das plantas de bananeira ‘Pacovan’ com poda apresentaram pseudocaule

com maior altura do que os perfilhos das plantas sem poda. A maior altura do

pseudocaule dos perfilhos, 43 cm, foi observada aos 173 dias após o plantio, em

plantas com poda.

30,7

29,0

20,6

43,0

41,1

33,6

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

173 201 229

Dias após o plantio

Altura (cm)

Sem poda Com poda

Médias com letras diferentes diferem significativamente, em cada período

pós-plantio (F, P < 0,01).

Figura 4. Altura do pseudocaule de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda, em três

períodos pós-plantio.

Aos 229 dias após o plantio, a altura do pseudocaule dos perfilhos das

plantas não podadas comportou-se de maneira linear positiva em função das doses

de B testadas, apresentando aumento estimado de 1,78 cm para cada incremento

de 1 g planta

-1

de B adicionada ao solo (Figura 5).

Y = 18,5465 + 1,7777*X

= 0,914

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

Altura (cm)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 5. Efeito de doses de boro sobre a altura do

pseudocaule de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, sem poda, aos 229 dias

após o plantio.

Aos 201 dias após o plantio verificou-se efeito linear do B (Figura 6)

sobre

a altura do pseudocaule de perfilhos de plantas podadas, indicando que à medida

que aumentaram as doses de B, diminuíram os valores de altura do pseudocaule

dos perfilhos, cujo decréscimo foi de 4,93 cm para cada incremento de 1 g planta

-1

de B, resultado semelhante ao obtido para número de perfilhos produzidos por

planta.

Y = 46,5488 - 4,926**X

= 0,909

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

Altura (cm)

**: Significativo a 1% pelo teste F.

Figura 6. Efeito de doses de boro sobre a altura do

pseudocaule de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias

após o plantio.

4.3 Diâmetro do Rizoma dos perfilhos

Verificou-se influência significativa da combinação N e B sobre o diâmetro

do rizoma dos perfilhos de bananeira ‘Pacovan’, apenas aos 201 dias após o plantio.

O efeito de poda foi significativo sobre o diâmetro do rizoma dos perfilhos, aos 173,

201 e 229 dias após o plantio. Contudo, não foi constatada interação significativa

entre N e B e poda em nenhum período pós-plantio estudado (Tabela 5, Anexos).

As doses de N e de B não exerceram influência significativa no diâmetro

do rizoma de perfilhos das plantas não podadas, em nenhum período pós-plantio

estudado (Tabela 6, Anexos). Já nas plantas podadas, a aplicação de N teve efeito

linear significativo aos 201 dias após o plantio. O efeito da aplicação de B foi

também significativo apenas aos 201 dias após o plantio.

As plantas que não foram podadas apresentaram perfilhos com maior

diâmetro de rizoma do que as plantas podadas, com diferenças significativas de 2,8;

4,2; e 3,0 cm aos 173, 201 e 229 dias após o plantio, respectivamente. Os maiores

diâmetros de rizoma dos perfilhos, 9,9 cm e 9,8 cm, foram observados,

respectivamente, aos 201 e 173 dias após o plantio, em plantas sem poda (Figura

7).

9,8

9,9

8,0

7,0

5,7

5,0

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0

173 201 229

Dias após o plantio

Diâmetro (cm)

Sem poda Com poda

Médias com letras diferentes diferem significativamente, em cada período

pós-plantio (F, P < 0,01).

Figura 7. Diâmetro do rizoma de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda, em três

períodos pós-plantio.

Observa-se na Figura 8,

que aos 201 dias após o plantio, à medida que

aumentaram as doses de N, diminuiu o diâmetro de rizoma dos perfilhos das plantas

com poda, à razão de 4,0 mm para cada incremento de 1 g planta

-1

de N adicionada

ao solo.

Y = 6,3077 - 0,004071*X

= 0,761

4,0

5,0

6,0

7,0

0 60 120 180 240

N (g/planta)

Diâmetro (cm)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 8. Efeito de doses de nitrogênio sobre o diâmetro do

rizoma de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o plantio.

De modo semelhante, o diâmetro do rizoma dos perfilhos das plantas

podadas diminuiu linearmente à medida que aumentaram as doses de B, cujo

decréscimo foi de 0,54 cm para cada incremento de 1 g planta

-1

de B adicionada ao

solo (Figura 9).

Y = 6,3054 - 0,5389**X

= 0,899

4,0

5,0

6,0

7,0

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

Diâmetro (cm)

**: Significativo a 1% pelo teste F.

Figura 9. Efeito de doses de boro sobre o diâmetro do

rizoma dos perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias após o

plantio.

4.4 Peso da Matéria Seca Foliar dos perfilhos

Foi constatada influência significativa de poda sobre o peso da matéria

seca foliar (MSF) dos perfilhos de plantas de bananeira, nos três períodos pós-

plantio estudados. Não foi verificado efeito da combinação N e B nem da interação

entre N e B e poda (Tabela 7, Anexos).

A aplicação das doses de N e de B não teve efeito significativo sobre o

peso da matéria seca foliar dos perfilhos das plantas sem poda. Nas plantas

podadas, a aplicação das doses de N e de B teve influência significativa sobre o

peso da MSF dos perfilhos aos 173 e 201 dias após o plantio, respectivamente

(Tabela 8, Anexos).

Verificou-se uma resposta positiva da poda sobre o peso da MSF dos

perfilhos. A partir de 173 dias após o plantio, os perfilhos das plantas com poda

apresentaram significativamente maiores pesos da matéria seca de folhas do que os

perfilhos das plantas sem poda (Figura 10). O maior peso da MSF dos perfilhos

ocorreu aos 201 dias após o plantio, nas plantas com poda. A poda, de modo geral,

aumentou o peso da MSF dos perfilhos de plantas da bananeira ’Pacovan’.

0,8

0,5

0,3

7,3

13,4

11,4

0,0

4,0

8,0

12,0

16,0

173 201 229

Dias após o plantio

MSF (g)

Sem poda Com poda

Médias com letras diferentes diferem significativamente, em cada período

pós-plantio (F, P < 0,01).

Figura 10. Peso da matéria seca foliar (MSF) dos perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda,

em três períodos pós-plantio.

Nas plantas com poda, houve aumento linear significativo do peso da

matéria seca foliar dos perfilhos à medida que aumentaram as doses de N, aos 173

dias após o plantio (Figura 11). O aumento observado foi de 15 mg para cada

incremento de 1 g planta

-1

de N adicionada ao solo. Esse aumento de matéria seca,

em perfilhos de bananeira ‘Pacovan’, favorecido pelo N, está em consonância com

relatos de Borges

et al. (1999), Silva, J. T. A. da. et al. (1999) e Borges e Oliveira

(2000), quando citam que o N é muito importante para o crescimento vegetativo da

bananeira e aumenta bastante a quantidade de matéria seca.

Aos 201 dias após o plantio, também nas plantas com poda, o peso da

matéria seca foliar dos perfilhos seguiu uma tendência linear negativa em função das

doses de B (Figura 12), sendo o decréscimo de 3,72 g para cada 1 g planta

-1

de B

adicionada ao solo.

MSF

erfilho

)

Y = 5,57289 + 0,01497*X

= 0,693

0,0

4,0

8,0

12,0

16,0

20,0

0 60 120 180 240

N (g/planta)

MSF (g)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 11. Efeito de doses de nitrogênio sobre a matéria

seca foliar (MSF) dos perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 173 dias

após o plantio.

Y = 17,7590 - 3,7184*X

= 0,861

0,0

4,0

8,0

12,0

16,0

20,0

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

MSF (g)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 12. Efeito de doses de boro sobre a matéria seca

foliar (MSF) dos perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, com poda, aos 201 dias

após o plantio.

MSF

erfilho

)

MSF

erfilho

)

MSF

erfilho

)

4.5 Clorofila total

Aos 201 dias após o plantio da bananeira constatou-se influência

significativa apenas de poda, não havendo influência da combinação N e B nem da

interação entre N e B e poda. Aos 229 dias após o plantio, foram verificados efeitos

significativos da combinação N e B, poda e interação entre N e B e poda sobre a

clorofila total foliar de perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’ (Tabela 9,

Anexos).

Aos 201 dias após o plantio, não houve efeito significativo de doses de N

nem de B sobre a clorofila total foliar de perfilhos de plantas de bananeira ‘Pacovan’

com e sem poda. Resultado similar foi observado aos 229 dias após o plantio, para

os perfilhos das plantas sem poda. Nos perfilhos das plantas de bananeira podadas

houve efeito linear significativo das doses de B sobre o teor de clorofila total foliar

(Tabela 10, Anexos).

Embora não tenha sido constatada influência das doses de N sobre o teor

de clorofila total foliar de perfilhos da bananeira ‘Pacovan’, pode-se afirmar com base

na literatura, que o N é um dos componentes mais importantes na célula viva,

participando das funções vitais da planta (MEYER, 1983); é constituinte de todas as

proteínas e protoplasmas, sendo essencial para os vegetais (RUSSEL e RUSSEL,

1968); e apresenta importante função como integrante da molécula de clorofila

(BÜLL, 1993), onde cada átomo de Mg está ligado a quatro átomos de N

(MONTEIRO

et al., 1995). Plantas deficientes em N têm baixa capacidade e

eficiência fotossintética. Doses elevadas prolongam a fase vegetativa e elevam o

período de fotossíntese (MARSCHNER, 1995).

O fato de ocorrer, neste trabalho, significativamente maior teor foliar de

clorofila total justamente naqueles perfilhos de plantas sem poda (Figura 14), os

quais apresentavam menores teores foliares de N que os perfilhos das plantas

podadas, contraria o postulado descrito no parágrafo anterior. Isso pode ser

atribuído, em parte, provavelmente ao fato de os perfilhos originados das plantas

com poda apresentarem maior expansão foliar (RONCHI

et al., 2001) o que teria,

conseqüentemente, resultado em uma maior diluição da clorofila nas suas folhas.

Pela Figura 13 verifica-se que os valores médios de clorofila total foliar,

aos 229 dias após o plantio, variaram de 0,51 a 0,74 mg g

-1

nos perfilhos das plantas

podadas e, de 0,69 a 2,17 mg g

-1

, nos perfilhos das plantas sem poda. O maior teor

de clorofila total foi observado no tratamento 7 (240 g planta

-1

de N + 1,1 g planta

-1

de B), seguido do tratamento 9 (120 g planta

-1

de N + 1,1 g planta

-1

de B), em

perfilhos de plantas sem poda.

0,69

2,17

0,85

1,58

0,56

0,52

0,74

0,51

0,57

0,62

0,56

0,64

0,62

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5

123456789

Tratamentos

Clorofila total (mg. g

-1

)

Sem poda Com poda

Figura 13. Teor de clorofila total foliar de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, em função dos tratamentos, com e

sem poda, aos 229 dias após o plantio.

Nos estádios de desenvolvimento das plantas de bananeira ‘Pacovan’ aos

201 e 229 dias após o plantio, os teores médios de clorofila total foliar foram

significativamente maiores nos perfilhos das plantas sem poda do que nos perfilhos

das plantas com poda (Figura 14). Este resultado expressa o efeito da poda sobre a

clorofila total foliar dos perfilhos das plantas de bananeira ‘Pacovan’. O maior teor

médio de clorofila total foliar, 1,29 mg g

-1

, foi observado nos perfilhos das plantas

sem poda, aos 229 dias após o plantio, independentemente dos tratamentos entre

doses de nitrogênio e de boro. Este resultado pode ser atribuído à redução da parte

aérea das plantas matrizes em decorrência do efeito da poda.

1,08

1,29

0,54

0,59

0,0

0,4

0,8

1,2

1,6

201 229

Dias após o plantio

Clorofifla total (mg g

-1

)

Sem poda Com poda

Médias com letras diferentes diferem significativamente, em cada período

pós-plantio (F, P < 0,01).

Figura 14. Teor de clorofila total foliar de perfilhos de plantas

da bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda, em dois

períodos pós-plantio.

Na Figura 15, observa-se que o B exerceu, aos 229 dias após o plantio,

influência linear positiva e significativa sobre o teor de clorofila total foliar dos

perfilhos de plantas podadas da bananeira ‘Pacovan’, indicando que a clorofila total

aumentou linearmente com o aumento das doses de B aplicadas, cujo incremento foi

de 0,07 mg g

-1

para cada 1 g planta

-1

de B adicionada ao solo.

Y = 0,51304 + 0,06893*X

= 0,812

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

0,00 0,55 1,10 1,65 2,20

B (g/planta)

Clorofila total (mg g

-1

)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 15. Efeito de doses de boro sobre o teor de clorofila

total foliar de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, com poda, aos 229 dias após o

plantio.

Este resultado expressa a importância do B para a fotossíntese (PILBEAM

e KIRKBY, 1983) e para a síntese de bases nitrogenadas como a uracila (ALBERT,

1968), a qual é componente essencial do RNA e, se ausente, afetará a

proteossíntese. A propósito, a deficiência deste micronutriente nas bananeiras causa

diversos sintomas, tais como: necrose nas folhas, listras amarelo-esbranquiçadas

espalhadas na superfície da folha, goma no pseudocaule (BORGES e OLIVEIRA,

2000; CORDEIRO e BORGES, 2000), paralisação do crescimento das partes

terminais e secagem das folhas novas (RAIJ, 1991).

4.6 Nutrientes

4.6.1 Macronutrientes

Constatou-se efeito significativo de poda sobre os teores dos

macronutrientes N, P, Ca e Mg, na matéria seca foliar (MSF) de perfilhos das plantas

da bananeira ‘Pacovan’ (Tabela 11, Anexos). No entanto, não foi verificada

influência da combinação N e B nem da interação entre N e B e poda sobre esses

nutrientes e sobre o potássio.

As doses de N e de B não exerceram influência significativa sobre os

teores de N, P, Ca e Mg na MSF dos perfilhos da bananeira ‘Pacovan’. Todavia, as

doses de N exerceram efeito linear significativo sobre os teores foliares de potássio,

nos perfilhos das plantas não podadas (Tabela 12, Anexos). As variações nos teores

dos nutrientes N, P, K, Ca e Mg na MSF dos perfilhos não foram significativas entre

tratamentos (Tabela 6).

Tabela 6. Médias dos teores de macronutrientes na matéria seca foliar (MSF) de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’, em função dos tratamentos

Nutrientes na MSF (g kg

-1

) Tratamentos

planta

-1

) N P K Ca Mg

1. 35 N + 0,32 B 27,07 3,13 54,67 3,85 6,11

2. 35 N +1,88 B 26,65 2,89 54,72 5,60 6,17

3. 205 N + 0,32 B 24,91 2,80 57,77 5,04 5,99

4. 205 N + 1,88 B 26,64 2,54 51,55 5,67 6,41

5. 0 N + 1,1 B 25,27 3,00 57,59 3,48 5,83

6. 120 N + 0 B 27,63 2,80 48,62 3,58 5,37

7. 240 N + 1,1 B 28,20 2,88 48,01 5,70 6,18

8. 120 N + 2,2 B 27,04 2,71 50,18 3,62 5,61

9. 120 N + 1,1 B 27,41 2,70 52,22 6,12 6,22

Média 26,76 2,82 52,81 4,74 5,99

Os teores médios de nitrogênio na MSF dos perfilhos variaram de 24,91 a

28,20 g kg

-1

, com média de 26,76 g kg

-1

(Tabela 6), valor ligeiramente superior ao

valor do nível crítico de deficiência de N, 26,0 g kg

-1

, citado por Dechen et al. (1995)

e próximo aos teores de 27 a 36 g kg

-1

, relatado por Prezotti (1992), World Fertilizer

Use Manual (1992), Teixeira

et al. (1997) e Malavolta et al. (1999). Porém foi inferior

aos teores de N citados por Jones Jr.

et al. (1991), 35 a 45 g kg

-1

; e ao teor padrão

internacional considerado ótimo para a análise foliar da bananeira, 33 a 37 g kg

-1

, na

iniciação floral (MALAVOLTA, 1993).

Não foram constatadas diferenças significativas nos teores de N na MSF

dos perfilhos de plantas da bananeira cv. Pacovan, em função das doses de N

(Tabela 12, Anexos). Resultados semelhantes foram obtidos, em MSF de plantas

adultas de bananeira das cultivares Pacovan e Prata-Anã, respectivamente, por

Santos (2002) e Fontes

et al. (2003), onde também não foram observadas variações

significativas, nos teores foliares de N, com o aumento das doses deste elemento.

Isso poderia ser atribuído, possivelmente, a perdas por lixiviação e, ou volatilização

do N, com base em explicações dadas por Fontes

et al. (2003). Em razão da sua

alta mobilidade no solo, e suas fontes serem altamente solúveis em água, o

nitrogênio pode apresentar perdas por lixiviação do nitrato (COELHO, 1994).

Pesquisas têm demonstrado que, na adubação convencional, apenas 1/3 dos

adubos nitrogenados e potássicos incorporados ao solo são aproveitados pelas

plantas. O restante é perdido por lixiviação, volatilização e escoamento superficial

(ALFAIA, 1997).

Poderia ainda, possivelmente, ser devido ao comprimento do sistema

radicular da bananeira. Este pode atingir além de 4 m de profundidade (PADOVANI,

1986) e até 5 m de extensão horizontalmente, embora 1 m a 2 m seja mais comum

(BORGES

et al., 2000). Assim, a dose de N aplicada num tratamento poderia ter

sido absorvida pelas plantas de outro(s) tratamento(s), “igualando” os resultados, de

acordo com Fontes

et al. (2003). Vale notar que, nesta pesquisa, os espaçamentos

de plantio foram adensados (1,5 x 1,5 m).

Além do N, não foram observadas variações significativas nos teores de P,

Ca e Mg, nas folhas dos perfilhos das plantas com e sem poda em função das doses

de N, bem como no teor de K nas folhas dos perfilhos das plantas podadas (Tabela

12, Anexos), sendo esses resultados compatíveis com os obtidos em bananeira

‘Prata-Anã’ adulta por Fontes

et al. (2003). Avaliando efeitos da redução nas doses

de nitrogênio e potássio aplicados via fertirrigação, em relação às doses

recomendadas para adubação convencional, Santos (2002) concluiu que as doses,

as quais variaram de 75 a 150 kg de N/ha e 104,5 a 209 kg de K

O/ha, no 1º ciclo; e

192,5 a 385 kg de N/ha e 150 a 300 kg de K

O/ha, no 2º ciclo, e as formas de

aplicação (convencional e fertirrigação) dos nutrientes não contribuíram para

diferenças ou variações nos teores de N, P e K, na matéria seca foliar da bananeira

‘Pacovan’.

Os teores médios de P nas folhas dos perfilhos da bananeira cv. Pacovan

variaram de 2,54 a 3,13 g kg

-1

, com média de 2,82 g kg

-1

(Tabela 6). Esses valores

foram superiores aos teores de P relatados por Malavolta

et al. (1989) e Prezotti

(1992): 1,8 a 2,7 g kg

-1

; Dechen et al. (1995) e Ribeiro et al. (1999): 2,2 g kg

-1

; e

Teixeira

et al. (1997): 1,6 a 2,7 g kg

-1

. Os valores constatados encontram-se na faixa

de concentração considerada ótima como padrão internacional para a análise de

folhas da bananeira (P > 1,4 g kg

-1

), segundo Malavolta (1993). Verificou-se

uniformidade entre os teores de P na MSF dos perfilhos nos diferentes tratamentos,

possivelmente em face das doses de adubação deste elemento terem sido iguais

para todos os tratamentos.

Os teores médios de potássio na MSF dos perfilhos da bananeira cv.

Pacovan variaram de 48,01 a 57,77 g kg

-1

, com média de 52,81 g kg

-1

(Tabela 6).

Estes valores foram superiores aos reportados por Malavolta

et al. (1989), 35 a 54 g

-1

; Jones Jr. et al. (1991), 38 a 50 g kg

-1

; Prezotti (1992), 30 a 54 g kg

-1

; Dechen et

al. (1995) e Ribeiro et al. (1999), 28 g kg

-1

; e Teixeira et al. (1997), 32 a 54 g kg

-1

. Os

teores de potássio constatados, na MSF dos perfilhos, foram também superiores ao

teor-padrão internacional deste elemento para análise foliar da bananeira, que varia

de 45 a 50 g kg

-1

, de acordo com Malavolta (1993).

Os teores de potássio verificados, antes do plantio, nas profundidades de

0 a 20 cm e de 20 a 40 cm do solo da área experimental, respectivamente 0,20 e

0,19 cmol

/dm

(Tabela 2), aliados à “adequada” fertilização do solo com o potássio

(em fundação e cobertura) e à calagem efetuada (na cova, o calcário foi misturado

ao solo da camada de 20 a 40 cm o qual apresentava, inicialmente, pH=5,0),

provavelmente contribuíram de maneira favorável à disponibilidade e absorção deste

macronutriente pelas plantas, refletindo nos elevados teores do mesmo constatados

na MSF dos perfilhos da bananeira ‘Pacovan’, conforme pode ser visto na Tabela 6.

O aumento das doses de nitrogênio aplicadas ao solo provocou o

decréscimo do teor foliar de potássio, nos perfilhos das plantas da bananeira

‘Pacovan’ não podadas (Figura 16). Este resultado não condiz com os obtidos por

Santos (2002) e por Fontes

et al. (2003), nos quais as doses crescentes de

nitrogênio não exerceram influência sobre o teor foliar de potássio, em bananeiras

adultas, respectivamente, das cultivares Pacovan e Prata-Anã.

y = 59,65 - 0,0532*x

= 0,861

0 60 120 180 240

N (g/planta)

K (g kg-1)

*: Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 16. Teor de potássio na matéria seca foliar (MSF)

dos perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’,

sem poda, em função das doses de nitrogênio.

Os teores médios de cálcio variaram de 3,48 a 6,12 g kg

-1

, com média de

4,74 g kg

-1

(Tabela 6), valor inferior aos teores de Ca em folhas de bananeiras

adultas reportados por Jones Jr.

et al. (1991), 8 a 15 g kg

-1

; Dechen et al. (1995) e

Ribeiro

et al. (1999), 6 g kg

-1

; e Teixeira et al. (1997), 6,6 a 12 g kg

-1

. Foi inferior

também ao teor-padrão internacional de Ca para análise foliar da bananeira, na

iniciação floral, 8 a 13 g kg

-1

, conforme Malavolta (1993). Por outro lado, os valores

constatados estão dentro do intervalo de 2,5 a 12,0 g kg

-1

de Ca, citados por

Malavolta

et al. (1989) e Prezotti (1992) como teores adequados e padrão,

respectivamente, para a bananeira.

Os teores médios de magnésio variaram de 5,37 a 6,41 g kg

-1

, com média

de 5,99 g kg

-1

(Tabela 6), sendo superiores aos citados por Malavolta et al. (1989) e

Prezotti (1992), 3 a 6 g kg

-1

; Teixeira et al. (1997), 2,7 a 6 g kg

-1

; e Ribeiro et al.

(1999), 3 g kg

-1

. Os teores constatados foram também superiores ao teor padrão

internacional de Mg para análise foliar da bananeira, 3 a 4 g kg

-1

, citado por

-1

)

Malavolta (1993), bem como ao valor do nível crítico de deficiência de Mg, 3 g kg

-1

(DECHEN

et al., 1995).

A bananeira é muito exigente em nutrientes, principalmente os macro-

elementos K, N, Ca e Mg (BORGES e OLIVEIRA, 2000; LAHAV e TURNER, 1983;

SILVA, J. T. A. da.

et al., 1999), por produzir grande quantidade de massa vegetativa

e apresentar elevadas quantidades de elementos absorvidos pela planta e

exportados pelos frutos (BORGES e OLIVEIRA, 2000; SILVA, J. T. A. da.

et al.,

1999).

Os teores dos macroelementos analisados na MSF dos perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ obedeceram à seguinte ordem decrescente de

concentração: K > N > Mg > Ca > P (Tabela 6), divergindo com citação de Borges e

Oliveira (2000) e resultados obtidos, em plantas adultas, por vários autores tais

como Lahav e Turner (1983), Malavolta

et al. (1989), Jones Jr. et al. (1991), Prezotti

(1992), Teixeira

et al. (1997) e Fontes et al. (2003) apenas no posicionamento

invertido dos elementos Mg e Ca. Tal fato deve-se possivelmente, entre outros, aos

discretos teores de Ca

e “adequados” teores de Mg

constatados no solo da área

experimental (este último, especialmente no estrato superior do solo) (Tabela 2)

antes mesmo de ser efetuada a calagem para a qual foi usado o calcário dolomítico

(em cova), embora o recomendado para equilibrar a relação Ca/Mg fosse, neste

caso, o calcítico, que, por sua vez, não fora então encontrado no mercado regional.

O calcário dolomítico certamente também contribuiu para reduzir a relação

Ca/Mg do solo após a calagem. Esta relação, antes de aplicado o calcário, era igual

a 2,42 e apenas 1,13, nas profundidades do solo de 0 a 20 cm e 20 a 40 cm,

respectivamente, conforme pode-se calcular através de dados apresentados na

Tabela 2. Martin-Prével (1984) afirma que a relação entre cátions é muito importante

e a relação Ca/Mg deve ser situada entre 1,5/1 e 3/1. Por isso, é importante o cultivo

da bananeira em solos com elevada capacidade de troca catiônica (CTC).

Esses fatores provavelmente teriam concorrido de forma favorável para

uma maior disponibilidade e absorção de magnésio pelas plantas em relação ao

cálcio, elemento encontrado em teores mais discretos, principalmente à

profundidade do solo de 20 a 40 cm, onde se constatou 0,85 cmol

/dm

de Ca

(Tabela 2), considerados baixos (MANUAL INTERNACIONAL DE FERTILIDADE DO

SOLO, 1998). Foi justamente junto com este solo do estrato de 20 a 40 cm que o

calcário dolomítico foi misturado e, em seguida, a cova foi preenchida invertendo-se

as camadas de solo, ficando a partir dai, o solo dos primeiros 20 cm de profundidade

da cova ainda mais passível de uma redução da relação Ca/Mg. Sabe-se que cerca

de 80% das raízes da bananeira concentram-se nos primeiros 20 a 30 cm de

profundidade (RUGGIERO, 1984).

Outro fator que possivelmente favoreceu para o elevado teor de Mg na

MSF dos perfilhos foi o fato de terem sido efetuadas, nas plantas matrizes da

bananeira ‘Pacovan’, duas aplicações foliares com sulfato de magnésio, quando as

mesmas ainda se encontravam em viveiro.

A despeito dessas considerações, a ocorrência de diferenças nos teores

foliares pode também ser devida a fatores relatados por alguns autores (BORGES e

OLIVEIRA, 2000; RAIJ, 1981) como estádio de desenvolvimento das plantas (vale

notar que, nesta pesquisa, analisou-se perfilhos), variedades, condições

edafoclimáticas e época do plantio.

4.6.2 Boro

Não foi verificada influência da combinação N e B sobre os teores deste

nutriente. A influência da poda foi significativa sobre o teor de B na MSF dos

perfilhos. Foi também constatada interação entre a combinação N e B e poda,

indicando que ambos os fatores agiram dependentemente sobre o comportamento

do B nas folhas (Tabela 11, Anexos). Na Tabela 7, pode-se observar que apenas no

tratamento 1 (35 g planta

-1

de N + 0,32 g planta

-1

de B) não foi constatada influência

significativa da poda.

Tabela 7. Médias dos teores de boro na matéria seca foliar (MSF) de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, com e sem poda, por tratamentos

Poda Tratamentos

(g planta

-1

)

Sem Com

Teste F

Média

(mg kg

-1

)

1. 35 N + 0,32 B 33,95 36,58 2,74 34,98

2. 35 N + 1,88 B 77,94 20,45 21,20 ** 44,88

3. 205 N + 0,32 B 58,20 19,59 13,01 ** 39,94

4. 205 N + 1,88 B 76,60 32,61 14,84 ** 55,99

5. 0 N + 1,1 B 64,14 23,46 17,17 ** 40,41

6. 120 N + 0 B 68,97 22,95 16,15 ** 38,35

7. 240 N + 1,1 B 93,02 25,19 21,61 ** 38,57

8. 120 N + 2,2 B 70,92 28,91 14,98 ** 42,14

9. 120 N + 1,1 B 66,47 17,21 20,02 ** 32,85

Média 40,90

**: Significativo a 1% pelo teste F.

Nesta pesquisa, não houve resposta da bananeira ‘Pacovan’ às doses de

N sobre o teor de B na MSF dos perfilhos (Tabela 12, Anexos), resultado compatível

com os verificados por Fontes

et al. (2003) ao avaliarem o estado nutricional de

bananeiras adultas da cv. Prata-Anã em função da adubação nitrogenada. Para o

teor de B na MSF dos perfilhos de plantas não podadas verificou-se efeito quadrático

das doses de B com decréscimo inicial e posterior aumento (Figura 17).

= 59,543 – 14,611X + 12,827*x

= 0,772

100

0,44

0,88 1,32

1,76

2,2

B (g/planta)

B (mg kg

-1

)

*:Significativo a 5% pelo teste F.

Figura 17. Teor de boro na matéria seca foliar (MSF)

dos perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, sem poda, em função das doses

de boro.

Os teores médios de boro variaram de 32,85 a 55,99 mg kg

-1

, com média

de 40,90 mg kg

-1

(Tabela 7). Esta média apesar de superior quando comparada a

teores médios de B, no intervalo de 10 a 25 mg kg

-1

reportado por vários autores

(AZEREDO

et al., 1986; DECHEN et al., 1995; MALAVOLTA et al., 1989;

MALAVOLTA, 1993; RIBEIRO

et al., 1999; TEIXEIRA et al., 1997), apresenta-se

compatível com os teores de 10 a 50 mg kg

-1

, na MSF de plantas adultas de

bananeira, citados por Jones Jr. e

t al. (1991).

Os teores foliares de B nos perfilhos, apesar de terem sido diminuídos

com a poda da planta matriz, a exceção do tratamento 1 (35 g planta

-1

de N + 0,32 g

planta

-1

de B) (Tabela 7), não foram inferiores aos valores de referência ou padrão

para este elemento em bananeira adulta, tendo sido observados teores que variaram

de 17,2 a 36,58 mg kg

-1

(Tabela 7), condizentes com os valores atribuídos por Jones

Jr.

et al. (1991), 10 a 50 mg kg

-1

e até superiores ao valor do nível crítico de

deficiência deste elemento para a bananeira, 15 mg kg

-1

, conforme Dechen et al.

(1995).

Já os teores de B referentes aos perfilhos das plantas não podadas (58,2

a 93,02 mg kg

-1

) foram significativamente maiores, exceção feita ao Tratamento 1

(Tabela 7), superando consideravelmente teores de B entre 10 e 25 mg kg

-1

e igual a

11 mg kg

-1

, considerados padrão na MSF de plantas adultas de bananeira, de

acordo com World Fertilizer Use Manual (1992) e Malavolta (1993), respectivamente,

além dos teores reportados por Jones Jr.

et al. (1991).

A constatação dos elevados teores foliares de B pode ser, em parte,

possivelmente explicada pelo fato do material analisado nesta pesquisa ter sido

amostrado, em duas coletas, aos 201 e 229 dias após o plantio (equivalentes,

respectivamente, a 6,7 e 7,6 meses após o plantio), período que coincide com o de

maior consumo de B pela bananeira, isto é, a partir dos cinco meses até o seu

florescimento, segundo Twyford e Walmsley (1968) e Borges e Oliveira (2000).

Acrescente-se a isso, além da fertilização boratada feita em oito, dos nove

tratamentos (Tabela 7), a ocorrência de várias condições favoráveis à

disponibilidade de B no solo da área experimental, a exceção dos elevados teores

de ferro (Tabela 2), tais como pH no intervalo de 5,0 a 7,0 (LOPES, 1999) e outras.

A propósito, a disponibilidade de B, conforme Borges e Oliveira (2000), é diminuída

em solos com altos teores de ferro e, o que não é o caso, com pH elevado, baixo

teor em matéria orgânica e altos teores de cálcio, alumínio e areia.

O principal fornecedor de B para as plantas é a matéria orgânica da qual

se libera por mineralização efetuada pelos microrganismos (BERGER e PRATT,

1963), passando para a solução onde é absorvido, adsorvido ou perdido por

lixiviação e erosão. Há, por isso, uma correlação positiva entre teor de matéria

orgânica e de B (ADRIANO, 1986). Sabe-se que o teor de matéria orgânica do solo

da área experimental era de 1,91 a 3,79% (Tabela 2) nos primeiros 40 cm de

profundidade. Esse fato, aliado ao da aplicação de esterco bovino em fundação,

provavelmente também favoreceu à maior disponibilidade e absorção de B pela

cultura, principalmente levando-se em conta que a irrigação suplementar efetuada

provavelmente contribuiu para uma maior atividade microbiana e conseqüente maior

mineralização da matéria orgânica.

Sob condições de alta pluviosidade o B é lixiviado do solo como B(OH)

decrescendo sua disponibilidade. Esta também diminui em condições de estresse

hídrico, devido o decréscimo na mobilidade do B por fluxo de massa nas raízes

(MARSCHNER, 1995). Essas condições desfavoráveis, alta pluviosidade e estresse

hídrico, entretanto, não ocorreram na área experimental, em especial após o início

das aplicações de B (e N) no solo. Irrigações suplementares foram executadas,

conforme citado anteriormente.

Para a manutenção da atividade meristemática, é necessário um contínuo

suprimento de B às plantas (CASARIN, [1996 a 2006]; GUPTA, 1979). Uma das

funções do B está relacionada à divisão celular (formação de tecidos meristemáticos:

gemas apicais, axilares e radiculares). Em condições de deficiência desse elemento,

a divisão celular não é completada (CASARIN, [1996 a 2006]). Isso, provavelmente,

ajuda a explicar o fato dos menores teores de B terem sido constatados nas folhas

dos perfilhos das plantas com poda do pseudocaule. Para a formação desses

perfilhos, cujo número foi significativamente maior que os originados das plantas não

podadas, ocorreu, possivelmente, uma maior atividade meristemática (maior número

de gemas apicais, laterais e radiculares), aumentando, em conseqüência, a

competição por B e, portanto, diminuindo o B disponível para cada perfilho de

plantas podadas, induzindo a menores teores nas suas folhas.

Por outro lado, sabe-se que, neste experimento, os perfilhos das plantas

com poda ficaram mais expostos à alta intensidade luminosa que os das não

podadas. De acordo com Marschner (1995), esse fato aumenta a sensibilidade para

a deficiência de B pelos tecidos. Isto relaciona-se com um maior teor de fenol nos

tecidos da planta.

Vale ressaltar que, outros fatores podem exercer influência sobre as

quantidades de nutrientes absorvidas pela bananeira, tais como as condições

climáticas, manejo adotado e variedade (BORGES e OLIVEIRA, 2000), sendo certa

a existência de variações nessas quantidades absorvidas entre variedades, até

dentro do mesmo grupo genômico (FARIA, 1997). As respostas das plantas aos

nutrientes são dependentes das formas como os elementos estão disponibilizados

no solo, da capacidade de absorção dos mesmos pelas plantas, do estádio de

crescimento e das condições edafoclimáticas de cada local de cultivo (RAIJ, 1981).

Segundo Lahav (1995), o excesso de B pode causar, na folha da

bananeira, clorose marginal seguida de necrose. A despeito da constatação dos

elevados teores foliares, em especial nos perfilhos das bananeiras não podadas

(Tabela 7), não foi verificada nenhuma sintomatologia de fitotoxidez nos perfilhos

durante todo o período estudado.

5 CONCLUSÕES

1. A poda do pseudocaule com a eliminação da gema apical do rizoma

aumentou o número, a altura do pseudocaule e a massa da matéria seca foliar e

diminuiu o diâmetro do rizoma dos perfilhos.

2. Os teores de clorofila total e de boro, nas folhas dos perfilhos da

bananeira, diminuíram com a poda da planta matriz.

3. O incremento das doses de nitrogênio, aumentou o número e a massa

da matéria seca foliar e diminuiu o diâmetro do rizoma dos perfilhos das plantas

podadas.

4. O incremento das doses de nitrogênio diminuiu o teor de potássio nas

folhas dos perfilhos das plantas não podadas.

5. O aumento das doses de boro diminuiu o número, a altura do

pseudocaule, o diâmetro do rizoma e a massa da matéria seca foliar dos perfilhos

das plantas podadas e aumentou a altura do pseudocaule dos perfilhos das plantas

não podadas.

6. O incremento das doses de boro aumentou o teor foliar de clorofila total

dos perfilhos das plantas podadas.

7. Para a produção de mudas da bananeira ‘Pacovan’ recomenda-se a

poda no pseudocaule da planta matriz, com a eliminação da gema apical do rizoma

e a aplicação do nitrogênio, sendo necessárias outras pesquisas para determinar a

dose recomendada do mesmo.

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ANEXOS

Tabela 1. Resumo da análise de variância do número de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’ submetidas a diferentes tratamentos e poda, em três

períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Blocos 3 0,0110 0,0056 0,0513

Tratamentos = T 8 0,0140 0,0072 0,0190

Poda = P 1 1,7303 ** 1,1831 ** 0,0784 *

T x P 8 0,0125 0,0297 0,0193

Resíduo 51 0,0231 0,0309 0,0190

CV(%) - 9,37 11,47 9,12

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F;

Dados transformados em

1+X

Tabela 2. Resumo da análise de regressão do número de perfilhos de plantas da

bananeira ‘Pacovan’, em função de doses de nitrogênio e boro, em três

períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Sem poda

N Linear 1 0,0005 0,0195 0,0223

N Quadrático 1 0,0102 0,0117 0,0381

B Linear 1 0,0054 0,0013 0,0030

B Quadrático 1 0,0417 0,0001 0,0452

N x B 1 0,0298 0,0072 0,0087

Com poda

N Linear 1 0,0421 0,0823 * 0,0325

N Quadrático 1 0,0081 0,0082 0,0242

B Linear 1 0,0003 0,0510 0,0650 *

B Quadrático 1 0,0081 0,0126 0,0226

N x B 1 0,0103 0,0017 0,0271

N: nitrogênio; B: boro; * (P < 0,05), pelo teste F;

Dados transformados em

1+X

Tabela 3. Resumo da análise de variância da altura do pseudocaule de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ submetidas a diferentes tratamentos e

poda, em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Blocos 3 91,9388 ** 36,2735 51,2151

Tratamentos = T 8 31,9200 27,1227 52,5776

Poda = P 1 2.688,1556 ** 2.557,8667 ** 3.058,6628 **

T x P 8 35,6186 * 71,8226 * 26,3368

Resíduo 48 16,7553 29,7778 36,9636

CV(%) - 11,11 15,47 22,42

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 4. Resumo da análise de regressão da altura do pseudocaule de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ em função de doses de nitrogênio e boro,

em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Sem poda

N Linear 1 6,1826 9,5021 24,6715

N Quadrático 1 0,0116 3,8715 10,6781

B Linear 1 16,0958 9,9935 72,4430 *

B Quadrático 1 6,3931 3,0115 2,0571

N x B 1 39,4698 0,3160 0,6440

Com poda

N Linear 1 4,0763 126,6428 0,6619

N Quadrático 1 108,0726 32,5396 13,6015

B Linear 1 34,5947 373,3274 ** 23,4025

B Quadrático 1 36,8716 37,2432 241,9321

N x B 1 69,0146 113,5290 44,7227

N: nitrogênio; B: boro;

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 5. Resumo da análise de variância do diâmetro do rizoma de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ submetidas a diferentes tratamentos e

poda, em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Blocos 3 9,8350 0,6755 0,9297

Tratamentos = T 8 0,5213 2,4026 * 1,7752

Poda = P 1 137,3653 ** 295,5894 ** 167,2925 **

T x P 8 1,6649 0,9480 0,2705

Resíduo 48 0,8213 0,9469 1,0544

CV(%) - 10,83 12,59 15,81

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 6. Resumo da análise de regressão do diâmetro do rizoma de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ em função de doses de nitrogênio e boro,

em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Sem poda

N Linear 1 2,1221 1,1676 0,0068

N Quadrático 1 0,0960 0,3453 2,1625

B Linear 1 1,6876 0,0929 0,8121

B Quadrático 1 0,0040 0,2109 0,3186

N x B 1 0,6123 4,0189 0,5220

Com poda

N Linear 1 0,4592 3,7160 * 0,0985

N Quadrático 1 1,7272 1,3913 0,4545

B Linear 1 0,1689 4,4413 ** 0,4047

B Quadrático 1 0,5310 0,3879 1,7771

N x B 1 0,8883 0,8100 0,0506

N: nitrogênio; B: boro; * (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 7. Resumo da análise de variância do peso da matéria seca foliar (MSF) de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’ submetidas a diferentes

tratamentos e poda, em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

173 dias 201 dias 229 dias

Blocos 3 7,1146 * 3,0403 6,6689

Tratamentos = T 8 4,9275 20,5110 13,7830

Poda = P 1 747,6200 ** 2.910,6882 ** 2.222,6667 **

T x P 8 4,2417 23,7190 12,8913

Resíduo 48 2,5274 16,3592 22,0905

CV(%) - 39,47 55,69 80,24

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 8. Resumo da análise de regressão do peso da matéria seca foliar (MSF) de

perfilhos de plantas da bananeira ‘Pacovan’ em função de doses de

nitrogênio e boro, em três períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de

variação

173 dias 201 dias 229 dias

Sem poda

N Linear 1 0,1499 0,0004 0,0464

N Quadrático 1 0,0091 0,0003 0,0002

B Linear 1 0,0027 0,0027 0,0336

B Quadrático 1 0,1329 0,1501 0,0460

N x B 1 0,1332 0,1923 0,0046

Com poda

N Linear 1 31,7685 * 67,9977 2,1486

N Quadrático 1 4,7177 6,6722 7,6292

B Linear 1 0,1134 208,5339 * 12,1523

B Quadrático 1 2,7495 29,1681 118,9882

N x B 1 3,3124 21,5528 25,0000

N: nitrogênio; B: boro; * (P < 0,05), pelo teste F.

Tabela 9. Resumo da análise de variância da clorofila total foliar de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’ submetidas a diferentes tratamentos e

poda, em dois períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

201 dias 229 dias

Blocos 3 0,4235 * 0,0936

Tratamentos = T 8 0,0616 0,2114 **

Poda = P 1 5,1774 ** 2,0132 **

T x P 8 0,0705 0,7799 **

Resíduo 47 0,1180 0,0516

CV(%) - 43,25 32,17

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F.

Tabela 10. Resumo da análise de regressão da clorofila total foliar de perfilhos de

plantas da bananeira ‘Pacovan’, em função de doses de nitrogênio e

boro, em dois períodos pós-plantio

Quadrados Médios

Fontes de variação GL

201 dias 229 dias

Sem poda

N Linear 1 0,00608 0,97388

N Quadrático 1 0,09141 0,00717

B Linear 1 0,00104 1,73243

B Quadrático 1 0,05173 -

N x B 1 0,77441 -

Com poda

N Linear 1 0,00000 0,00023

N Quadrático 1 0,00084 0,00439

B Linear 1 0,00219 0,11311 *

B Quadrático 1 0,00468 0,00033

N x B 1 0,000281 0,01958

N: nitrogênio; B: boro;

* (P < 0,05), pelo teste F.

Tabela 11. Resumo da análise de variância dos nutrientes na matéria seca foliar (MSF) de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, submetidas a diferentes tratamentos e poda

Quadrados Médios Fontes de

variação

N P K Ca Mg B

Blocos 3 20,2191 ** 0,1171 857,0015 ** 3,8814 1,9619 1.692,2009 **

Tratamentos = T 8 8,1453 0,2369 103,7977 9,5180 0,8809 279,7526

Poda = P 1 8.857,7302 ** 27,6272 ** 4,9560 322,8764 ** 35,6309 ** 21.647,9134 **

T x P 8 6,3786 0,0929 190,7612 8,1143 0,7903 540,1893 *

Resíduo - 3,9485 0,1292 177,3950 6,9300 1,0843 186,3729

(45) (51) (51) (51) (51) (33)

CV(%) - 7,72 12,73 25,22 55,58 17,40 34,06

* (P < 0,05), ** (P < 0,01), pelo teste F;

GL do resíduo entre parênteses.

Tabela 12. Resumo da análise de regressão dos nutrientes na matéria seca foliar (MSF) de perfilhos de plantas da bananeira

‘Pacovan’, em função de doses de nitrogênio e boro, com e sem poda

Quadrados Médios Fontes de

variação

N P K Ca Mg B

Sem poda

N linear 1 3,2355 0,8252 627,3322 * 1,0578 1,6271 38,8780

N quadrático 1 3,5852 0,1585 148,4840 0,1399 0,0255 36,9220

B linear 1 0,0929 0,3416 136,3066 0,0009 0,1736 235,2150

B quadrático 1 0,2561 0,0028 72,3668 0,2484 0,1415 1.784,26 *

N x B 1 0,7613 0,1024 3,2942 0,0841 0,0441 468,3297

Com poda

N linear 1 3,3009 0,0808 35,3733 26,9964 0,1587 592,0801

N quadrático 1 0,8462 0,2428 1,6134 2,1446 2,6333 239,0196

B linear 1 0,1692 0,0876 38,0715 11,6856 2,4835 660,2897

B quadrático 1 1,6569 0,0556 139,3872 41,5430 1,8925 331,9193

N x B 1 8,0585 0,1260 201,3561 6,4389 0,2862 613,5719

* (P < 0,05), pelo teste F.

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