ads:
FERNANDA CRISTINA MASSARO
Estudos Ecotoxicológicos com Hydra viridissima
(Cnidaria: Hydrozoa)
Dissertação apresentada à Escola de
Engenharia de São Carlos da Universidade
de São Paulo, como parte dos requisitos
para a obtenção do Título de Mestre em
Ciências da Engenharia Ambiental.
Orientadora: Profa. Dra. Odete Rocha
São Carlos – SP
2006
ads:
Livros Grátis
http://www.livrosgratis.com.br
Milhares de livros grátis para download.
Aos meus pais, Luís
e Suely, por sempre
acreditarem em
mim.
ads:
AGRADECIMENTOS
À minha orientadora, professora Dra. Odete Rocha, pela orientação, apoio,
confiança e, principalmente, pelos valiosos ensinamentos durante o desenvolvimento
deste trabalho.
Aos meus pais, Luís e Suely, que me ensinaram a ser o que sou e que sempre
confiaram em mim.
Ao meu irmão, Júnior, pelo carinho e amizade em todos os momentos.
Ao meu querido Leonardo, pelo amor, companheirismo e compreensão sempre.
Aos amigos do Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva
(DEBE/UFSCar): Denise, Renata, Emanuela, Patrícia, Ana Lúcia, Roberta, Rosana,
Kátia, Magno, Paulo, Zezinho, Raphael, Fábio, Fábio Matheus e Fernando, que muito
me ajudaram e, principalmente, tornaram mais agradáveis as horas de trabalho.
A todos os funcionários e alunos do Departamento de Ecologia e Biologia
Evolutiva (DEBE/UFSCar) e do Centro de Recursos Hídricos e Ecologia Aplicada
(CRHEA/EESC/USP) pelo constante apoio e colaboração.
À CAPES e ao CNPq pelas bolsas concedidas.
A todos os meus amigos que sempre estiveram ao meu lado.
A todos que de alguma forma contribuíram para a realização deste trabalho.
“O mundo está nas mãos daqueles que
têm coragem de sonhar, e correr o
risco de viver seus sonhos. Cada qual
com seus talentos”.
Paulo Coelho
SUMÁRIO
RESUMO..........................................................................................................................i
ABSTRACT.....................................................................................................................ii
LISTA DE FIGURAS....................................................................................................iii
LISTA DE TABELAS ....................................................................................................v
1. INTRODUÇÃO...........................................................................................................1
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA...................................................................................4
2.1 Ecotoxicologia Aquática........................................................................................4
2.2 Filo Cnidaria – Classe Hydrozoa........................................................................10
3. OBJETIVOS..............................................................................................................13
4. MATERIAL E MÉTODOS......................................................................................14
4.1 Coleta dos Organismos........................................................................................14
4.2 Cultivo e Manutenção..........................................................................................15
4.3 Curva de Crescimento Populacional..................................................................16
4.4 Curva de Crescimento Individual......................................................................18
4.5 Testes de Toxicidade com Dicromato de Potássio e Sulfeto de Sódio.............20
4.6 Testes de Toxicidade com Amostras de Água e Sedimento .............................22
5. RESULTADOS..........................................................................................................26
5.1 Crescimento Populacional...................................................................................26
5.2 Crescimento Individual.......................................................................................27
5.3 Testes de Toxicidade com Dicromato de Potássio.............................................30
5.4 Testes de Toxicidade com Sulfeto de Sódio.......................................................35
5.5 Testes de Toxicidade com Amostras de Água e Sedimento .............................41
6. DISCUSSÃO..............................................................................................................43
6.1 Cultivo e Manutenção..........................................................................................43
6.2 Crescimento Populacional e Individual.............................................................45
6.3 Sensibilidade de Hydra viridissima.....................................................................52
7. CONCLUSÕES.........................................................................................................60
8. PERSPECTIVAS FUTURAS ..................................................................................62
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS....................................................................63
ANEXO A ......................................................................................................................76
ANEXO B.......................................................................................................................78
APÊNDICE A................................................................................................................80
APÊNDICE B................................................................................................................82
APÊNDICE C................................................................................................................85
i
RESUMO
MASSARO, F. C. (2006). Estudos ecotoxicológicos com Hydra viridissima (Cnidaria:
Hydrozoa). Dissertação (Mestrado) – Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade
de São Paulo, São Carlos, 2006.
As hidras são os principais representantes de água doce do filo Cnidaria, e
quando são expostas a substâncias tóxicas podem manifestar mudanças graduais na
estrutura corporal, cuja expressão permite determinar as doses de efeitos letais e sub-
letais de uma substância tóxica. No presente estudo, a espécie nativa Hydra viridissima
foi cultivada em condições laboratoriais, determinando-se o crescimento populacional e
individual da espécie, o tempo de duplicação da população e o tempo de geração da
mesma. Além disso, esta espécie foi submetida a testes de toxicidade aguda com as
substâncias dicromato de potássio e sulfeto de sódio. Testes de toxicidade também
foram realizados com amostras ambientais de água e/ou sedimento de reservatórios do
Estado de São Paulo, visando a utilização desta espécie como organismo-teste para
estudos ecotoxicológicos. A taxa de crescimento individual (k) foi de 0,43; o
comprimento máximo da coluna das hidras foi de 2,53 mm e o tempo de geração foi, em
média, de 6,6 ± 1,5 dias. Para as condições de cultivo a taxa intrínseca de crescimento
populacional de H. viridissima foi de 0,0468 (r) e o tempo de duplicação da população
de 14,8 ± 2,63 dias. A faixa de sensibilidade de H. viridissima ao dicromato de potássio
situa-se entre 2,8 mg/L e 4,3 mg/L, com valor médio de 3,55 mg/L, sendo que esta
espécie é mais sensível a esta substância do que algumas espécies que já são
amplamente utilizadas em testes de toxicidade, incluindo a espécie Hydra attenuata.
Nos testes de toxicidade realizados com o sulfeto de sódio estabeleceu-se que a faixa de
sensibilidade para esta espécie situa-se entre 17,76 mg/L e 26,08 mg/L, com uma CL
50
-
96h de 21,92 mg/L, e observou-se uma diminuição ou perda de toxicidade desta
substância durante o período de realização dos testes. As amostras de água e de
sedimento dos reservatórios do Lobo (Broa), de Barra Bonita e de Promissão não
causaram toxicidade às hidras, enquanto que o sedimento do reservatório de Rasgão foi
tóxico. Concluiu-se que a espécie H. viridissima é de fácil cultivo em laboratório, tem
bom desempenho em cultivo nas condições testadas e sofre progressivas modificações
morfológicas sob condições de toxicidade, sendo, portanto, um potencial organismo-
teste para estudos ecotoxicológicos.
Palavras-chave: Hydra viridissima, ciclo de vida, ecotoxicologia, poluição de
reservatórios.
ii
ABSTRACT
MASSARO, F. C. (2006). Ecotoxicology studies with Hydra viridissima (Cnidaria:
Hydrozoa). MSc. Dissertation – Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de
São Paulo, São Carlos, 2006.
Hydras are the main freshwater representatives of Phylum Cnidaria, and when
exposed to toxic substances they can display gradual changes in the body structure,
whose expression allows determining the lethal and sub-lethal doses of a toxic
substance. In the present study, the native species Hydra viridissima was cultured in the
laboratory in order to determine its population and individual growth, the time of
duplication of the population and its generation time. This species was also submitted to
acute toxicity tests with the reference substances potassium dichromate and sodium
sulfide, and also to toxicity tests with samples of water and/or sediment of reservoirs of
the State of São Paulo, aiming to use this species as organism-test for ecotoxicological
studies. The main results were an individual growth rate (k) of 0.43; the maximum
length of the hydra column was 2.53 mm and the generation time averaged 6.6 ± 1.5
days. This species presented an intrinsic rate of population growth (r) of 0.0468 for the
adjusted curve and a time of duplication of the population of 14.8 ± 2.63 days. H.
viridissima has a sensitivity range for potassium dichromate varying between 2.8 mg/L
and 4.3 mg/L, with a mean value of 3.55 mg/L. This species is more sensible to this
substance than other species widely used in toxicity tests, including Hydra attenuata.
The sensitivity range of H. viridissima to sodium sulfide varies between 17.76 mg/L and
26.08 mg/L, with a LC
50
-96h of 21.92 mg/L. A reduction or loss of toxicity to this
substance was observed during the test accomplishment. The water and sediment
samples of Lobo, Barra Bonita and Promissão reservoirs were not toxic, nevertheless
the sediment of Rasgão reservoir was toxic to the hydras. It was concluded that H.
viridissima is easy to culture in the laboratory, has a good performance in the culture
conditions tested and suffers gradual morphological changes under toxic conditions,
being, therefore, a potential test-organism for ecotoxicological studies.
Key-words: Hydra viridissima, life cycle, ecotoxicology, reservoir pollution.
iii
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Vista geral de indivíduo adulto de Hydra viridissima, coletado nos tanques
de cultivo da Reserva Experimental do DEBE – UFSCar. ......................................14
Figura 2 – Vista geral dos tanques de cultivo da Reserva Experimental do DEBE –
UFSCar.....................................................................................................................14
Figura 3 – Hydra viridissima capturando com seus tentáculos uma neonata do
Cladocera Ceriodaphnia silvestrii............................................................................16
Figura 4 – Hydra viridissima ingerindo uma neonata de Ceriodaphnia silvestrii, em
cultivo de laboratório................................................................................................16
Figura 5 - Recipientes utilizados para a realização do experimento de crescimento
populacional de Hydra viridissima em condições laboratoriais...............................17
Figura 6 – Medida de comprimento total da coluna de Hydra viridissima. ..................19
Figura 7 - Placa de cultivo celular com 12 orifícios utilizada para a realização dos testes
de toxicidade aguda com o organismo-teste Hydra viridissima...............................21
Figura 8 – Curva de crescimento populacional de Hydra viridissima cultivada em água
reconstituída, a uma temperatura de 25 ± 2°C, fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas
escuro, e alimentada com neonatas do Cladocera Ceriodaphnia silvestrii; e os
valores experimentais obtidos em cada repetição ao longo do experimento............27
Figura 9 – Curva de crescimento individual de Hydra viridissima cultivada em água
reconstituída, a uma temperatura de 25 ± 2°C, fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas
escuro, e alimentada com neonatas do Cladocera Ceriodaphnia silvestrii..............28
Figura 10 - (A) Hydra viridissima com um broto começando a nascer, e (B) com um
broto prestes a se destacar. .......................................................................................29
Figura 11 – (A) Aspecto normal de Hydra viridissima e seus estágios morfológicos
quando exposta a substâncias tóxicas: (B) tentáculos com bulbo; (C) tentáculos
encurtados; (D) estado de tulipa; (E) desintegrada...................................................32
iv
Figura 12 – Faixa de sensibilidade de Hydra viridissima ao K
2
Cr
2
O
7,
expressa em
CL
50
-96h (mg/L).......................................................................................................34
Figura 13 - Faixa de sensibilidade de Hydra viridissima ao Na
2
S
,
expressa em CL
50
-96h
(mg/L).......................................................................................................................40
v
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste preliminar de toxicidade
aguda (Teste número 1, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B =
tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D =
desintegradas. ...........................................................................................................30
Tabela 2 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L) em teste preliminar de toxicidade
aguda (Teste número 2, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B =
tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D =
desintegradas. ...........................................................................................................30
Tabela 3 – Valores da Concentração Letal Média (CL
50
-96h, mg/L) de K
2
Cr
2
O
7
e dos
intervalos de confiança (IC – 95%) de cada teste de toxicidade com Hydra
viridissima................................................................................................................33
Tabela 4 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste preliminar de toxicidade aguda
(Teste número 1, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos
com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...35
Tabela 5 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 1, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........36
Tabela 6 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 2, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........36
vi
Tabela 7 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 3, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........37
Tabela 8 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 4, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........37
Tabela 9 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 5, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........38
Tabela 10 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 6, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........38
Tabela 11 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste
número 7, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com
bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas...........39
Tabela 12 – Valores da Concentração Letal Média (CL
50
-96h, mg/L) de Na
2
S e dos
intervalos de confiança (IC – 95%) de cada teste de toxicidade realizado com Hydra
viridissima................................................................................................................40
Tabela 13 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostras de
água e sedimento coletadas em 28/03/05 no reservatório do Lobo, em testes de
toxicidade aguda, com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no
final (F) dos testes. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas................................................41
Tabela 14 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostras de
água e sedimento coletadas em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, em testes
vii
de toxicidade aguda, com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no
final (F) dos testes. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas................................................41
Tabela 15 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostras de
água e sedimento coletadas em 17/03/06 no reservatório de Promissão, em testes de
toxicidade aguda, com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no
final (F) dos testes. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas................................................42
Tabela 16 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostra de
sedimento coletada em março de 2005 no reservatório de Rasgão, em teste de
toxicidade aguda, com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no
final (F) do teste. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas................................................42
Tabela 17 - Valores da taxa intrínseca de crescimento populacional (r) de algumas
espécies cultivadas em condições padronizadas de laboratório................................46
Tabela 18 - Valores da taxa de crescimento individual (k) de algumas espécies
cultivadas em condições padronizadas de laboratório..............................................50
Tabela 19 - Valores de CL
50
para diferentes organismos expostos à substância de
referência dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
).............................................................53
.
1
1. INTRODUÇÃO
É grave e preocupante a crescente redução na disponibilidade de água com
qualidade compatível com as necessidades do ser humano e também com características
que suportem a biodiversidade natural da fauna e flora aquáticas. Dentre os vários
processos poluidores, a entrada e o acúmulo de substâncias tóxicas nos sistemas
aquáticos têm aumentado exponencialmente. Segundo a United States Environmental
Protection Agency (USEPA, 1989), tanto as águas superficiais quanto aquelas
subterrâneas têm sido amplamente degradadas, quer pela adição de produtos químicos,
quer por contaminação biológica.
As alterações na distribuição, quantidade e qualidade das águas representam uma
ameaça estratégica à sobrevivência da humanidade e das demais espécies que habitam o
planeta. É necessário, portanto, um esforço conjunto para aumentar a capacidade de
predição e prognóstico e para integrar continuamente ciência, planejamento e
gerenciamento na área de recursos hídricos (TUNDISI, 2001).
O crescimento urbano e industrial é um dos principais fatores responsáveis pelo
aumento da quantidade e complexidade dos resíduos que são lançados no meio
ambiente, os quais provocam sérios problemas ecológicos e toxicológicos para a
maioria dos países desenvolvidos e em desenvolvimento (BARBOSA, 2000).
Segundo Rand et al. (1995), um tóxico é um agente que produz um efeito
adverso no sistema biológico, alterando sua estrutura ou função, ou pode também
provocar a morte. Podem ser introduzidos deliberadamente ou acidentalmente nos
ecossistemas aquáticos, prejudicando a qualidade da água e tornando-a desfavorável à
preservação da vida aquática e à saúde humana.
Os ambientes naturais de água doce são os principais receptores da maioria das
substâncias tóxicas produzidas por atividades industriais, domésticas e agrícolas; que
são liberadas no meio ambiente. As atividades ligadas à agricultura causam danos à
biota aquática através da introdução de defensivos agrícolas, enquanto que as atividades
industriais contribuem com quantidades consideráveis de compostos químicos tóxicos
persistentes, tais como os metais pesados. Embora os sistemas aquáticos sejam
adaptados com uma variedade de mecanismos físicos, químicos e biológicos, através
dos quais as substâncias tóxicas podem ser assimiladas sem sérias implicações para o
ecossistema, quando os contaminantes químicos atingem níveis superiores à capacidade
2
de assimilação das águas, eles podem afetar a sobrevivência, o desenvolvimento, o
crescimento, a reprodução, ou comportamento (movimento) dos organismos
(ANDERSON e D’APOLLONIA, 1978 apud RAND et al., 1995).
Por outro lado, deve-se considerar também que os problemas decorrentes dos
efeitos tóxicos nesses ecossistemas não se restringem apenas aos desequilíbrios
ecológicos provocados nos corpos de água receptores, mas podem, em última análise,
afetar a saúde humana, em decorrência dos fenômenos de bioacumulação ao longo da
cadeia alimentar e da persistência dos poluentes tóxicos na água que será utilizada para
o consumo humano, fins recreacionais ou irrigação (COMPANHIA DE TECNOLOGIA
E SANEAMENTO AMBIENTAL - CETESB, 1992a).
Muitas vezes as substâncias tóxicas são lançadas no corpo receptor em um curto
período de tempo e em altas concentrações. Tal situação representa um mecanismo de
“pulso” no transporte de substâncias tóxicas afetando diretamente a biota local. Estes
poluentes podem também agir indiretamente alterando os ciclos naturais de matéria e
energia, provocando a desestabilização dos ecossistemas aquáticos, e reduzindo
significativamente a capacidade de reestruturação desses sistemas (RAND e
PETROCELLI, 1985).
Os efeitos tóxicos podem se manifestar imediatamente durante a exposição, após
o término do lançamento do produto, ou podem ainda se manifestar após um
determinado tempo depois da exposição. Isto é determinado pelas propriedades do
produto, pelo modo de ação do tóxico e pela habilidade do organismo em metabolizar
ou biotransformar o produto. Alguns efeitos tóxicos são reversíveis, enquanto outros são
irreversíveis e podem provocar a morte (RAND et al., 1995).
O monitoramento e o controle da poluição são auxiliados por diversas áreas da
ciência, entre elas a Ecotoxicologia Aquática, a qual, segundo Rand e Petrocelli (1985),
compreende o estudo quantitativo e qualitativo do efeito tóxico de substâncias químicas
e outras substâncias antropogênicas nos organismos e ecossistemas aquáticos.
Nesse sentido, a Ecotoxicologia Aquática surgiu como uma forma adequada de
prevenção e controle da qualidade de água, principalmente de ambientes que estão
sujeitos a emissões constantes de contaminantes de difícil identificação (COSTA, 1997),
pois esta ciência utiliza, dentre outras ferramentas, os testes de toxicidade, como uma
maneira de evidenciar o impacto que substâncias químicas puras ou misturas complexas
exercem sobre os organismos vivos, abrangendo todas ou apenas algumas etapas do
ciclo de vida dos mesmos, sob condições controladas (ZAMBONI, 1993).
3
No Brasil, os organismos-teste utilizados são geralmente espécies exóticas, que,
segundo Cairns (1993), são freqüentemente utilizadas para determinar a toxicidade de
efluentes em ambientes aquáticos nos quais elas não possuem nenhuma relevância
ecológica, ou mesmo ocorrência. Assim, este autor afirma que o uso de espécies
autóctones nos testes de toxicidade deverá gradualmente substituir as espécies
atualmente utilizadas nos testes já padronizados.
Neste sentido, um grande esforço tem sido feito recentemente, no intuito de
encontrar espécies nativas, pertencentes a diferentes níveis da cadeia trófica, que
possam ser utilizadas como organismos-teste, tanto para a avaliação da toxicidade de
sedimentos, como da água (BOHRER, 1995; FONSECA, 1991). Dessa forma, são
relevantes os estudos ecotoxicológicos baseados em espécies locais ou autóctones que
sejam representativas de nossos ecossistemas, valendo-se da sua importância ecológica
como ferramenta mais realista para definir critérios de qualidade de água e lançamentos
de efluentes em corpos de água locais (FONSECA, 1991).
4
2. REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Ecotoxicologia Aquática
A Ecotoxicologia foi definida pela primeira vez por Truhaut em 1969, como
sendo “o ramo da Toxicologia que abrange o estudo dos efeitos tóxicos causados por
poluentes naturais ou sintéticos, aos componentes bióticos dos ecossistemas, sejam
animais (incluindo o homem), vegetais ou microrganismos, num contexto integral”. Os
estudos de toxicologia aquática se desenvolveram nos EUA e na Europa há mais de 100
anos, a partir de duas disciplinas, a Biologia da Poluição da Água e a Limnologia.
Assim, os estudos ecotoxicológicos são instrumentos fundamentais para monitorar e
prevenir os crescentes níveis de poluição, constituindo uma base de apoio essencial a
uma política correta de gestão de recursos ambientais.
A toxicidade é uma propriedade relativa de uma substância química que se refere
ao seu potencial de causar danos aos organismos vivos. É uma função da concentração
da substância química e da duração da exposição (RAND e PETROCELLI, 1985). Um
teste de toxicidade aquática é um procedimento, no qual, as respostas dos organismos
são utilizadas para detectar ou medir a presença ou efeito de uma ou mais substâncias,
resíduos ou fatores ambientais, sozinhos ou em combinação (GOLDSTEIN et al., 1983).
Por meio destes testes determinam-se o tempo e a concentração em que o agente é
potencialmente prejudicial. Para qualquer produto, o contato com a membrana celular
ou sistema biológico pode não produzir um efeito adverso se a concentração do produto
for baixa, ou o tempo de contato for insuficiente. Concentração e tempo de exposição
estão diretamente relacionados e, portanto, altas concentrações poderão ter efeitos
prejudiciais em tempos de exposição extremamente curtos (RAND et al.,1995).
Nos estudos ecotoxicológicos, a toxicidade de uma substância ou efluente, bem
como do corpo receptor e sedimento, pode ter efeitos agudos ou crônicos sobre os
organismos. Os efeitos agudos são respostas bruscas e rápidas que os organismos
apresentam quando expostos a um estímulo, sendo normalmente a letalidade ou a
imobilidade os efeitos mais comuns (RAND e PETROCELLI, 1985). Os efeitos
crônicos são aqueles que produzem efeitos deletérios aos organismos como alterações
na reprodução, crescimento, comportamento, longevidade, entre outros (CETESB,
1996). Ambos os efeitos são determinados por meio dos testes de toxicidade, nos quais
5
uma quantidade conhecida de organismos é exposta ao agente estressante por períodos
conhecidos de tempo e, posteriormente, os efeitos são avaliados quanto à sobrevivência
ou mortalidade dos organismos, bem como efeitos comportamentais, morfológicos e
fisiológicos (RAND et al., 1995).
O objetivo dos testes de toxicidade aguda é determinar a concentração de uma
substância-teste, ou de referência que produz efeitos deletérios em um grupo de
organismos-teste por um curto período de exposição, sob condições controladas. Os
organismos geralmente são expostos aos agentes tóxicos por um período de 24 a 96
horas, e o efeito observado é a letalidade ou a imobilidade, ou seja, determina-se a
concentração do agente tóxico que causa 50% de letalidade (CL
50
) ou imobilidade
(CE
50
) à espécie-teste (RAND e PETROCELLI, 1985). Os resultados de um teste de
toxicidade aguda podem ser expressos como: (1) porcentagem de organismos mortos ou
imóveis em cada concentração ou (2) CL
50
ou CE
50
derivados da observação,
interpolação ou cálculo (RAND e PETROCELLI, 1985). O cálculo desses dois
parâmetros pode ser feito por programas estatísticos, como por exemplo, o “Trimmed
Spearman-Karber Method for Estimating Median Lethal Concentrations in Toxicity
Biossays” (HAMILTON et al., 1977).
Os testes de toxicidade crônica permitem avaliar os possíveis efeitos adversos
resultantes de uma exposição prolongada, abrangendo parte ou todo o ciclo de vida do
organismo. Os efeitos crônicos observados em laboratório durante os testes de
toxicidade incluem mudanças no desenvolvimento, crescimento, reprodução,
metabolismo, fisiologia, e comportamento dos organismos-teste, sob concentrações sub-
letais de uma substância tóxica. As doses sub-letais são estimadas baseando-se nos
valores dos testes de toxicidade aguda de máxima exposição, como por exemplo, a
CL
50
-96h, sendo as doses estabelecidas para os testes crônicos, inferiores a esta
concentração (RAND et al., 1995).
Os primeiros testes de toxicidade aguda consistiam na exposição por um curto
período (2 a 4 dias) de um número limitado de espécies a produtos químicos ou
efluentes. Alguns destes testes foram realizados por Penny e Adams (1863); e Weigelt,
Saare e Schwab (1885), os quais analisaram a toxicidade dos produtos contidos nas
águas residuárias industriais. Em 1924, Carpenter publicou os primeiros testes de
toxicidade de chumbo e zinco das minas, em peixes. Isto se estendeu com o trabalho de
Jones (1939) e em várias publicações ao longo dos anos, com uma ampla variedade de
metais e organismos (ADAMS, 1995).
6
Atualmente, existem métodos padronizados de testes de toxicidade para
inúmeras espécies marinhas e de água doce, como por exemplo, peixes, invertebrados e
algas (ADAMS, 1995). As normas para a avaliação de efeitos toxicológicos para
efluentes e corpos receptores, utilizando organismos de água doce como organismos-
teste, têm sido desenvolvidas e implementadas em diversos países e inclusive no Brasil
(CETESB, 1991a, 1991b, 1992b; USEPA, 1989). A adoção de estudos ecotoxicológicos
permite fazer predições sobre riscos de extinção, constituindo-se em ferramenta para a
compreensão da extensão dos impactos, uma vez que os organismos vivos utilizados
nos testes de toxicidade funcionam como verdadeiros biosensores que respondem à
presença de contaminantes (ESPÍNDOLA et al., 2003).
A utilização de testes ecotoxicológicos tem se consolidado como importante
ferramenta para a compreensão dos impactos provocados por agentes químicos nas
comunidades biológicas. Devido a potencial amplitude do uso dos resultados de
toxicidade de um determinado organismo-teste para um grande número de organismos
presentes no meio natural (CAIRNS e PRATT, 1990), esses testes têm sido empregados
no gerenciamento, manejo e monitoração de ambientes aquáticos, planejamento de
política ambiental, criação de legislação referente a emissões de efluentes e cálculo de
riscos ambientais.
Segundo Adams (1995), os testes de toxicidade foram incluídos em várias leis de
controle, tais como, a Ação das Águas Limpas, a Ação de Controle de Substâncias
Tóxicas, Ação Federal dos Inseticidas, Fungicidas e Rodenticidas e Ação Federal de
Alimento, Drogas e Cosméticos. Para cada lei existe uma série de testes os quais devem
ser realizados para verificar que produtos ou substâncias acarretariam danos ambientais
e riscos à saúde humana.
Com o objetivo de atender aos limites estabelecidos para substâncias tóxicas e
manter os padrões de qualidade da água, países como Estados Unidos e Canadá têm
realizado o controle de efluentes líquidos por meio da abordagem integrada entre
análises químicas específicas e testes de toxicidade com organismos aquáticos. Exigido
pela legislação, este controle tem alcançado bons resultados e vem adquirindo
aprovação em vários países da Europa (WHARFE e TINSLEY, 1995).
No Brasil, a resolução 357 do Conselho Nacional do Meio Ambiente
(CONAMA), de 17 de março de 2005, inclui a realização de testes de toxicidade para a
avaliação da qualidade de água dos corpos receptores e para o estabelecimento das
condições e padrões de lançamento de efluentes. Além disso, a resolução 344 do
7
CONAMA, de 25 de março de 2004, inclui a realização de testes de toxicidade com
sedimentos para avaliação do material a ser dragado em águas jurisdicionais brasileiras
e para avaliar os impactos potenciais à vida aquática, no local proposto para a
disposição do material dragado.
A decisão por um programa de testes de toxicidade aquática vem corrigir as
limitações encontradas nas análises químicas de compostos, cujas concentrações são
menores que os limites de detecção dos métodos analíticos. Além disso, fornecem
informações adicionais sobre o perigo potencial de uma substância tóxica nos
organismos aquáticos, tais como carcinogênese, mutagênese, teratogênese, e desordens
comportamentais (BAUDO, 1987).
A extrapolação dos resultados dos testes de toxicidade realizados em laboratório
para prever os reais efeitos no campo pode ser às vezes inadequada, mas isto tem sido
compensado pela facilidade e economia na aplicação destes testes. Através destes testes
tem sido possível avaliar o efeito de um grande número de substâncias tóxicas em
relação a várias espécies. Apesar das limitações, esta prática tem melhorado bastante a
qualidade da água e contribuído para a proteção dos ecossistemas (MOUNT et al., 1982
apud LEVIN et al., 1989).
Os testes de toxicidade podem ser realizados in situ ou em laboratório. Os
ensaios in situ representam a real condição do ambiente, à qual os organismos estão
expostos (CONNELL e MILLER, 1984), entretanto, os ensaios em laboratório são
favorecidos pelo fato das condições experimentais serem controladas e as respostas dos
organismos-teste melhor observadas. Os testes de toxicidade realizados em laboratório
incluem diversas modalidades, tais como os testes de toxicidade aguda, crônica, de
bioacumulação e biodegradação. Os testes sub-letais podem ser reunidos em quatro
grupos básicos: bioquímicos, fisiológicos, comportamentais e histológicos (RAND e
PETROCELLI, 1985).
A característica mais importante no que se refere à escolha de um procedimento
de um teste de toxicidade é justamente a seleção da espécie que deverá ser utilizada
como indicadora dos efeitos contaminantes, pois a resposta deste teste com um pequeno
grupo de organismos, geralmente é usada para representar uma comunidade inteira
(ELDER, 1990). Segundo a CETESB (1992a), para a realização de bioensaios relativos
ao meio aquático são utilizados organismos representantes de vários níveis tróficos da
cadeia alimentar. Geralmente utilizam-se algas, bactérias, invertebrados ou peixes, por
8
serem estes organismos sensíveis e representativos da biota aquática. A seleção da
espécie-teste é normalmente baseada em vários critérios, tais como (ELDER, 1990):
9 sensibilidade: o organismo deverá responder a uma ampla variedade de
contaminantes, em concentrações que podem ser encontradas no ambiente
natural;
9 fácil manutenção em laboratório: o organismo deverá ser adaptável às condições
de cultivo em laboratório;
9 biologia e ecologia: deverá existir informações suficientes em relação à biologia
e à ecologia da espécie;
9 reprodutibilidade dos resultados: a repetição dos experimentos deverá fornecer
resultados uniformes, com limites de erros aceitáveis;
9 relevância: o organismo deverá ter significado ecológico ou econômico, devido
à sua abundância, importância econômica ou importância na cadeia alimentar;
9 ciclo de vida de curta duração: esta característica facilita o tempo de duração do
teste.
Existem vários procedimentos padrão quanto aos testes de toxicidade com
espécies consideradas organismos-teste. Dentre estas espécies, Daphnia similis e
Ceriodaphnia dubia (Crustacea - Cladocera) são amplamente utilizadas pela CETESB
na avaliação das toxicidades aguda e crônica, com efluentes industriais e amostras de
águas superficiais (FONSECA, 1997).
Além destas, outras espécies de invertebrados de água doce são muito utilizadas
em testes de toxicidade, tais como, Daphnia magna, Daphnia pulex, Daphnia pulicaria,
Physa heterostropha, Gammarus lacustris, Gammarus fasciatus, Hyalella azteca,
Hyalella sp., Chironomus tentans, Chironomus attenuatus, Chironomus plumosus, as
quais são espécies padronizadas pelas instituições internacionais (PERSOONE e
JANSSEN, 1995).
Quanto aos cnidários, alguns estudos examinaram os efeitos de contaminantes
tóxicos em algumas espécies de Hydra, incluindo a espécie Hydra vulgaris (BEACH e
PASCOE, 1998; KALAFATIC et al., 1997; KARNTANUT e PASCOE, 2000), também
chamada por alguns autores de Hydra attenuata (BLAISE e KUSUI, 1997; PARDOS et
al., 2000; TROTTIER et al., 1997), a qual também é utilizada como organismo-teste no
Brasil (AGUILAR et al., 2002), embora seja uma espécie alóctone. Também existem
alguns estudos com as espécies Hydra oligactis (HERRING et al., 1988; TAYLOR et
9
al., 1995; ZNIDARIC et al., 1996); Hydra viridissima (KOPJAR et al., 1994;
MITCHELL e HOLDWAY, 2000); e Hydra littoralis (PETERS et al., 1991). Tais
estudos têm demonstrado que estes organismos se constituem em uma ferramenta
bastante útil em estudos ecotoxicológicos.
A importância da utilização de invertebrados em estudos de poluição deve-se ao
fato de que estes constituem 95% do total das espécies animais, são componentes
majoritários de todos os ecossistemas e apresentam abundância populacional, o que faz
com que as coletas de indivíduos para análises e experimentos não afetem
significativamente sua dinâmica populacional (FOSSI et al., 1998).
Para Buikema et al. (1982), existem inúmeras propostas de macro e micro
invertebrados passíveis de serem utilizados em testes de toxicidade, porém, poucas são
adequadas devido à falta de informações biológicas necessárias para o estabelecimento
das culturas.
Ainda que vários estudos ecotoxicológicos venham sendo desenvolvidos no
Estado de São Paulo, a maioria dos testes de toxicidade realizados pela CETESB, e
também por instituições de pesquisa, bem como empresas privadas, ainda são
conduzidos utilizando-se organismos-teste alóctones, padronizados pelas instituições
internacionais (COSTA, 2001). Poucas são as espécies nativas padronizadas e
empregadas em testes de toxicidade aguda e crônica com efluentes industriais,
compostos químicos e amostras ambientais. Atualmente no Brasil, algumas espécies
nativas já são padronizadas como organismos-teste para estudos ecotoxicológicos, tais
como o Cladocera Ceriodaphnia silvestrii (ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE
NORMAS TÉCNICAS - ABNT, 2005) e a espécie de ouriço-do-mar Lytechinus
variegatus (ABNT, 2006).
O grande inconveniente de se utilizar um organismo-teste exótico em estudos
desta natureza é a baixa relevância ecológica que a espécie apresenta para a área de
estudo, sendo, segundo Chapman (1995), ideal usar em testes laboratoriais as mesmas
espécies que são encontradas em campo, já que são esses os organismos que se deseja
proteger. Além disso, a utilização de espécies nativas como organismos-teste evita a
introdução acidental destas espécies exóticas nos ambientes.
10
2.2 Filo Cnidaria – Classe Hydrozoa
Os cnidários são invertebrados aquáticos, coloniais ou solitários,
predominantemente marinhos e com poucas espécies de água doce. Em água doce, há
apenas representação dos Hydrozoa das subclasses Anthomedusae, Limnomedusae e
Narcomedusae, com respectivamente três, dois e um gêneros.
Os Cnidaria de água doce do Estado de São Paulo e do Brasil são relativamente,
pouco conhecidos, quando se compara ao conhecimento desses animais, por exemplo,
nos Estados Unidos da América ou na Europa, embora sejam organismos comuns nos
diferentes habitats de água doce (SILVEIRA e SCHLENZ, 1999).
De acordo com Schlenz (1981), no Estado de São Paulo e no Brasil, foram
registradas, respectivamente, as ocorrências de três e cinco espécies da classe Hydrozoa.
Para São Paulo, foram posteriormente adicionados três registros e, para o Brasil, foram
adicionados apenas dois registros no Estado do Paraná (SILVEIRA e SCHLENZ,
1999).
Dentre os hidrozoários de água doce, o grupo mais representativo e com o maior
número de espécies já descritas é o do gênero Hydra Linnaeus, 1758, com 27 espécies
razoavelmente descritas (GRAYSON, 1971). As hidras são organismos comuns em
corpos de água doce de todos os continentes, exceto na Antártida (HOLSTEIN, 1995).
Entretanto, as espécies de Hydra (Classe Hydrozoa, Subclasse Anthomedusae, Família
Hydridae) conhecidas para o Brasil são apenas quatro, a saber: Hydra viridissima Pallas,
1766 (CORDERO, 1939; WOLLE, 1978), Hydra iheringi Cordero, 1939 (CORDERO,
1939), Hydra intermedia Wolle, 1978 (WOLLE, 1978) e Hydra salmacidis Silveira,
Gomes e Silva, 1997 (SILVEIRA et al., 1997).
Assim como os outros Cnidaria, as hidras possuem simetria radial, o corpo
principal, ou coluna, é um cilindro alongado de 2 a 25 mm de comprimento. A ligação
ao substrato é feita através de um disco pedal localizado na extremidade aboral, o qual
possui células secretoras. A extremidade oral da coluna possui um círculo de tentáculos,
cujos comprimentos variam. Geralmente existem cinco ou seis tentáculos, algumas
vezes quatro, sete, ou oito, e raramente doze. No centro da coroa de tentáculos encontra-
se uma plataforma ou cone chamado de hipóstomo, com a boca no topo (PENNAK,
1953). Embora a alternância dos estágios de medusa e pólipo seja típica dos Hydrozoa
marinhos, as hidras apresentam apenas o estágio de pólipo.
11
Todos os Cnidaria possuem estruturas urticantes chamadas nematocistos,
incrustadas em certas células epidérmicas, as quais funcionam na captura de presas e na
proteção do animal. Os nematocistos são abundantes nos tentáculos e na extremidade
oral da coluna das hidras (RUPPERT e BARNES, 1996).
A parede do corpo das hidras é estruturalmente simples. Externamente ela
consiste de uma camada de epiderme, e internamente existe uma camada de
gastroderme, que reveste a cavidade gastrovascular. Entre estes dois epitélios existe
uma camada extracelular chamada mesogléia, que é uma lâmina basal não-celular fina
(PENNAK, 1953).
Os Hydrozoa são rigorosamente carnívoros e alimentam-se principalmente de
pequenos crustáceos, incluindo cladóceros e copépodos, insetos e anelídeos (PENNAK,
1953). O brotamento assexuado é o meio comum de reprodução durante os meses mais
quentes do ano. Um broto desenvolve-se como uma evaginação simples da parede
corporal e contém uma extensão da cavidade gastrovascular. A boca e os tentáculos
formam-se na extremidade distal, e finalmente, o broto destaca-se da hidra mãe e torna-
se independente (RUPPERT e BARNES, 1996). As hidras são animais sésseis, mas
elas podem se locomover estendendo, contraindo ou curvando a haste corporal e os
tentáculos. Elas conseguem destacar-se e mudar de localização por saltos ou flutuação.
As hidras ocorrem em corpos de água doce, que variam de pouco profundos até
60 metros ou mais de profundidade. Embora não sejam tolerantes a metais pesados, elas
podem crescer mesmo em águas elevadamente eutróficas, com temperaturas que variam
desde próximas ao congelamento até 25 °C (THORP e COVICH, 1991). Águas com
valores de pH entre 7,6 e 8,4 são favoráveis à maioria das espécies. As hidras não
ocorrem em profundidades com ausência de oxigênio. Em geral, qualquer contração
duradoura dos tentáculos é uma indicação de condições ambientais desfavoráveis
(PENNAK, 1953).
Algumas hidras apresentam uma coloração verde ou marrom característica;
outras possuem uma coloração variada, dependendo da idade e do tipo e quantidade de
alimento ingerido (PENNAK, 1953). A espécie Hydra viridissima, estudada neste
trabalho, apresenta uma coloração verde, pois apresenta simbiose com a alga verde da
espécie Chlorella vulgaris. As algas estão presentes nas células gastrodérmicas das
hidras, dentro de vacúolos e protegidas das enzimas digestivas do hospedeiro
(MUSCATINE, 1974), podendo existir até 20 algas em uma mesma célula (DOUGLAS,
1995). Estas algas fornecem nutrientes às hidras na forma de maltose (MUSCATINE,
12
1965) ou glicose-6-fosfato (KELTY e COOK, 1976; LENHOFF e MUSCATINE, 1963;
ROFFMAN e LENHOFF, 1969), possibilitando que esta espécie sobreviva em períodos
sem alimentação.
As hidras são organismos atrativos para estudos ecotoxicológicos devido a
várias razões: (1) apresentam mudanças morfológicas sob condições de progressiva
intoxicação; (2) sua ocorrência em vários ambientes de água doce os torna bons
bioindicadores; (3) são organismos de fácil cultivo e manutenção em laboratório; (4) sua
reprodução é rápida e sua estrutura primária, que sofre mudanças intra e intercelular,
intensifica seu potencial de detectar toxicidade; (5) testes com estes organismos são de
simples realização e de baixo custo (TROTTIER et al., 1997).
13
3. OBJETIVOS
3.1 Objetivo Geral
Obter informações sobre o ciclo de vida e a potencialidade da espécie Hydra
viridissima Pallas, 1766 como organismo-teste para estudos ecotoxicológicos.
3.2 Objetivos Específicos
9 Viabilizar o cultivo da espécie H. viridissima, em condições laboratoriais,
para sua utilização como organismo-teste.
9 Determinar o crescimento populacional e individual de H. viridissima, em
laboratório, assim como o tempo de duplicação da população e o tempo de
geração da mesma.
9 Avaliar a toxicidade das substâncias tóxicas de referência dicromato de
potássio e sulfeto de sódio, às hidras cultivadas, sob condições controladas,
estabelecendo-se as faixas de sensibilidade para esta espécie nativa.
9 Avaliar a toxicidade de amostras ambientais de água e/ou sedimento de
reservatórios do Estado de São Paulo para a espécie estudada.
14
4. MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Coleta dos Organismos
Os indivíduos da espécie H. viridissima (Figura 1) foram coletados nos tanques
de cultivo da Reserva Experimental do Departamento de Ecologia e Biologia Evolutiva
(DEBE), localizada no campus da Universidade Federal de São Carlos (Figura 2).
Figura 1 - Vista geral de indivíduo adulto de Hydra viridissima, coletado nos tanques de cultivo
da Reserva Experimental do DEBE – UFSCar (Foto: Fernanda C. Massaro).
Figura 2 – Vista geral dos tanques de cultivo da Reserva Experimental do DEBE – UFSCar
(Foto: Denise T. Okumura).
15
Para a coleta das hidras utilizou-se uma rede de plâncton de 20 µm de abertura
de malha, na qual foram filtrados aproximadamente 30 L de água dos tanques de
cultivo. A amostra de água coletada foi então colocada em bandejas de plástico branco.
Após alguns dias as hidras fixaram-se nas paredes das bandejas e, com o auxílio
de uma pipeta de boca larga, foram retiradas e transferidas para os recipientes de
cultivo.
4.2 Cultivo e Manutenção
O cultivo em laboratório da espécie H. viridissima foi realizado em
cristalizadores com capacidade para 5 L, os quais foram preenchidos com 3,5 L de meio
de cultivo. Os organismos foram mantidos em sala de cultivo a uma temperatura de 25 ±
2°C, com luminosidade de 1000 lux e fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas escuro.
Como meio de cultivo das hidras foi utilizada uma água reconstituída, a qual é
preparada de acordo com o procedimento descrito na norma da ABNT (2004a). Esta
água reconstituída apresenta dureza total de 40 a 48 mg CaCO
3
/L, pH 7,0 a 7,6 e
condutividade de aproximadamente 160 μS/cm (ANEXO A).
Como alimento para as hidras foram utilizadas neonatas do Cladocera
Ceriodaphnia silvestrii, fornecidas três vezes por semana, na densidade de 3 a 4
neonatas por hidra. Utilizando-se uma pipeta Pasteur, as neonatas foram obtidas de
cultivos pré-estabelecidos do Laboratório de Ecotoxicologia, do Departamento de
Ecologia e Biologia Evolutiva, da Universidade Federal de São Carlos. As Figuras 3 e 4
mostram H. viridissima capturando e ingerindo neonatas de C. silvestrii.
A troca de água e a limpeza do cultivo foram realizadas duas vezes por semana
(aproximadamente a cada três dias). Para isto, os organismos foram desprendidos do
recipiente de cultivo esfregando-se suavemente o fundo do recipiente com o dedo
médio; e transferindo-os a outro recipiente. As impurezas foram eliminadas e o
recipiente vazio foi lavado com água destilada abundante e as hidras colocadas
novamente em água reconstituída recém preparada, com o auxílio de pipetas.
16
Figura 3 – Hydra viridissima capturando com seus tentáculos uma neonata do Cladocera
Ceriodaphnia silvestrii (Foto: Fernanda C. Massaro).
Figura 4 – Hydra viridissima ingerindo uma neonata de Ceriodaphnia silvestrii, em cultivo de
laboratório (Foto: Fernanda C. Massaro).
4.3 Curva de Crescimento Populacional
Para a determinação do crescimento populacional da espécie cultivada em
laboratório, foram realizadas 10 repetições com uma população inicial de três
indivíduos cada. Selecionaram-se organismos que apresentassem praticamente o mesmo
tamanho, aproximadamente 2,5 mm de comprimento. As hidras foram colocadas em
recipientes de plástico transparente com capacidade de 250 mL (Figura 5) contendo 100
17
mL de meio de cultivo (água reconstituída). As réplicas foram mantidas em sala de
cultivo, a uma temperatura de 25 ± 2°C, com luminosidade de 1000 lux e fotoperíodo de
12 horas luz/ 12 horas escuro. Os organismos foram alimentados três vezes por semana,
na densidade de 3 a 4 neonatas de Ceriodaphnia silvestrii por indivíduo, e a troca de
água e limpeza dos recipientes foram realizadas normalmente, duas vezes por semana.
Os organismos foram observados a cada dois ou três dias e enumerados, sob
estereomicroscópio. O experimento teve a duração de 65 dias.
Figura 5 – Recipientes utilizados para a determinação do crescimento populacional de Hydra
viridissima em condições laboratoriais (Foto: Fernanda C. Massaro).
A taxa instantânea de crescimento natural foi calculada de acordo com a seguinte
equação diferencial (ODUM, 1988):
dN/dt = rN
Reescrevendo a equação sob a forma integral tem-se:
Nt = N
0
e
r t
Onde:
Nt = o número de indivíduos no tempo t,
N0 = o número de indivíduos no tempo zero,
t = a duração do experimento,
r = a taxa intrínseca de crescimento populacional,
e = a base do logarítmo neperiano.
18
O parâmetro r pode ser considerado um coeficiente instantâneo de crescimento
populacional (ODUM, 1988), e é calculado por meio da seguinte expressão:
r = ln Nt – ln N0
t
O tempo de duplicação da população foi calculado através da equação (ODUM,
1988):
t = ln2/r
Onde:
t = o tempo de duplicação da população,
r = o coeficiente instantâneo de crescimento populacional.
4.4 Curva de Crescimento Individual
O crescimento se expressa fundamentalmente como a variação de uma dimensão
qualquer do indivíduo, geralmente o comprimento total ou o peso, em função da idade
(MARGALEF, 1974). Neste estudo, considerou-se como dimensão o comprimento da
coluna das hidras.
Foram realizadas 10 repetições, cada uma contendo um organismo com um
broto, a fim de se determinar o crescimento individual médio dos organismos, e o tempo
de geração da espécie. As hidras foram colocadas em recipientes de plástico
transparente com capacidade de 250 mL contendo 100 mL de água reconstituída, e
foram mantidas em sala de cultivo, a uma temperatura de 25 ± 2°C, com luminosidade
de 1000 lux e fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas escuro.
Os organismos foram alimentados três vezes por semana, na densidade de 3 a 4
neonatas de Ceriodaphnia silvestrii por indivíduo; e a troca de água e a limpeza dos
recipientes foram realizadas normalmente, duas vezes por semana.
Os organismos de cada repetição foram observados diariamente e a partir do
momento em que o broto se soltou do hidróide mãe, o comprimento e o diâmetro deste
novo indivíduo foram medidos diariamente, até que ele crescesse e começasse a se
reproduzir, originando um broto. A partir de então, o comprimento e o diâmetro do
broto foram medidos diariamente até o momento em que o mesmo se separou do
19
hidróide mãe. Para isso, diariamente, os organismos foram retirados dos frascos
experimentais e colocados em uma lâmina escavada com uma gota de água, com o
auxilio de uma pipeta, tomando-se o cuidado para não machucá-los. A seguir, as hidras
eram observadas sob estereomicroscópio com lente micrometrada para que as medidas
de comprimento e dos diâmetros fossem realizadas. O comprimento medido foi o da
coluna estendida das hidras, da região oral até a região aboral, como mostra a Figura 6.
Considerou-se o tempo de geração da espécie como sendo o intervalo de tempo desde
que o broto se separa do hidróide mãe, até a produção e separação de um novo broto.
Figura 6 – Dimensão adotada para a medida de comprimento total da coluna de Hydra
viridissima (Foto: Fernanda C. Massaro).
A curva de crescimento em comprimento para H. viridissima foi obtida por meio
da aplicação do modelo de Von Bertalanffy (BERTALANFFY, 1938 apud PERET,
1980), cujos parâmetros foram determinados pela utilização da transformação Ford-
Walford (WALFORD, 1946 apud PERET, 1980). Neste método de estudo de
crescimento plota-se o comprimento do indivíduo no tempo “t + 1” contra o
comprimento no tempo “t”, determinando-se matematicamente os parâmetros da curva
de crescimento de Von Bertalanffy (WALFORD, 1946 apud PERET, 1980).
A expressão de Von Bertalanffy é representada abaixo:
L
t
= L∞[1 – e
–k(t – to)
]
20
Onde:
L
t
= comprimento em um determinado tempo t, expresso em mm,
L∞ = comprimento máximo que, em média, os organismos podem atingir
e para o qual a curva tende assintóticamente,
e = base do logarítmo neperiano,
k = constante relacionada com a taxa de crescimento,
to = parâmetro relacionado com o L total médio dos indivíduos no instante
do nascimento (Lo), expresso em dias.
4.5 Testes de Toxicidade com Dicromato de Potássio e Sulfeto de Sódio
Foram realizados testes de toxicidade aguda com a espécie H. viridissima
utilizando-se como substâncias tóxicas de referência, o dicromato de potássio e o sulfeto
de sódio, com o objetivo de se estabelecerem as faixas de sensibilidade da espécie a
estas substâncias. Foram realizados 20 testes de toxicidade aguda com o dicromato de
potássio e 7 com o sulfeto de sódio.
De acordo com o recomendado por Trottier et al. (1997), os ensaios com as
hidras tiveram a duração de 96 horas. Durante este período os organismos foram
mantidos imersos na amostra a ser testada e diariamente (a cada 24 horas) foram
observados sob microscópio óptico para o registro das mudanças morfológicas. Quando
as hidras são expostas a substâncias tóxicas, elas podem manifestar mudanças graduais
na sua estrutura corporal, cuja expressão permite determinar as doses de efeitos letais e
sub-letais de um contaminante. Para os objetivos deste estudo determinou-se a CL
50
, ou
seja, a concentração letal para 50% dos organismos.
Foram realizados testes de toxicidade aguda, preliminares, com cada substância
de referência a ser testada, com o objetivo de se estabelecer o intervalo de
concentrações conveniente para a determinação da CL
50
. Como controle e como meio
de diluição para a preparação das concentrações da substância tóxica de referência,
utilizou-se a água reconstituída.
Os testes de toxicidade foram realizados em placas de cultivo celular (12 x 8 cm)
com 12 orifícios, cobertas com tampa transparente (Figura 7). Foram feitas quatro
repetições, tanto para o controle como para cada diluição da substância de referência,
21
sendo que cada orifício da placa representava uma repetição. O preenchimento da placa
foi iniciado com a solução controle, continuando com as diluições (da maior para a
menor). Adicionou-se um volume de 4 mL a cada orifício, assim como em placas de
Petri de 35 x 10 mm (uma para cada concentração da substância de referência), as quais
são utilizadas para a lavagem prévia dos organismos, antes da montagem do
experimento (TROTTIER et al., 1997).
Figura 7 - Placa de cultivo celular com 12 orifícios utilizada para a realização dos testes de
toxicidade aguda com o organismo-teste Hydra viridissima (Foto: Fernanda C. Massaro).
Selecionou-se uma parcela de organismos com um comprimento de
aproximadamente 2,5 mm, mantidos em jejum por 24 horas e que não apresentassem
brotos. Com a ajuda de uma pipeta Pasteur de boca larga, foram transferidos de 16 a 18
organismos a cada placa de Petri. Essa transferência permite reduzir o efeito de diluição
do meio de cultivo sobre a concentração da substância tóxica. Em seguida, foram
distribuídas quatro hidras em cada orifício, de igual diluição. Durante a realização dos
testes os organismos não foram alimentados e as placas foram mantidas em incubadora,
com uma temperatura de 25
o
C e luz controlada.
As mudanças morfológicas das hidras são classificadas em: tentáculos com
bulbos (B) e tentáculos encurtados (C), como sendo expressões de sub-letalidade, e
estado de tulipa (T) e desintegração (D) dos organismos como sendo expressões de
letalidade. As expressões sub-letais são reversíveis, enquanto que a fase de tulipa
conduz de modo irreversível à morte (TROTTIER et al., 1997). Para seu registro,
22
anotou-se o número de organismos que apresentavam os diferentes estados
morfológicos, acompanhados da letra correspondente ao mesmo. Desta forma, somou-se
o número total de hidras que apresentavam o mesmo estado morfológico nos quatro
orifícios de igual diluição. Com estes dados foi calculada a CL
50
–96h para cada teste
utilizando-se o programa estatístico “Trimmed Spearman-Karber Method for Estimating
Median Lethal Concentrations in Toxicity Biossays” (HAMILTON et al., 1977), sendo
que neste cálculo consideraram-se como mortos os organismos em estado de tulipa e os
desintegrados. Foram estabelecidas as faixas de sensibilidade ao dicromato de potássio e
ao sulfeto de sódio, para H. viridissima, utilizando-se, para tanto, o seguinte modelo
desenvolvido pela USEPA (1985): a concentração do limite superior é igual à média das
CL
50
–96h mais dois desvios padrão; e a concentração do limite inferior é igual à média
das CL
50
–96h menos dois desvios padrão, sendo que a tendência central é igual à média.
4.6 Testes de Toxicidade com Amostras de Água e Sedimento
Com o objetivo de se avaliar a sensibilidade de H. viridissima a amostras
ambientais, foram realizados testes de toxicidade com amostras de água e sedimento dos
reservatórios do Lobo, de Barra Bonita e de Promissão, e com amostra de sedimento do
reservatório de Rasgão. Para a realização destes testes de toxicidade, aproveitaram-se
amostras de água e sedimento disponíveis no laboratório e que foram coletadas para a
realização de outros estudos ecotoxicológicos. Existe grande interesse na realização de
testes ecotoxicológicos com amostras destas localidades, pois elas são representativas
de sistemas de diferentes estados tróficos e graus de poluição ambiental.
O reservatório do Lobo (Broa), localizado entre os municípios de Itirapina e
Brotas, SP (22°10’S, 47°54’W), foi construído em 1936, com o objetivo inicial de gerar
energia elétrica (ARGENTON, 2004). Atualmente é utilizado para abastecimento local
de água potável, lazer, pescas esportiva e profissional, e desde 2000, as turbinas
voltaram a produzir energia elétrica, após ficarem desativadas por alguns anos. Às
margens do reservatório estão situados condomínios e clubes (FIGUEIROA, 1996),
pequenas propriedades particulares, o Centro de Recursos Hídricos e Ecologia Aplicada
(CRHEA), pertencente à USP, além do Horto Florestal de Itirapina e uma reserva
florestal pertencente ao município de Brotas. As atividades antrópicas, tais como a
descarga de esgotos residenciais não tratados, desmatamento, mineração, recreação,
23
turismo e intensa pesca esportiva, têm gerado grandes impactos (TUNDISI et al., 2003).
Este reservatório é considerado como mesotrófico (MOTHEO, 2005).
O reservatório de Barra Bonita, localizado entre os municípios de Barra Bonita e
Igaraçu do Tietê, SP (22
o
29’S, 48
o
34’W), é o primeiro e mais antigo da série construída
em cascata na bacia do médio e baixo rio Tietê. Sua construção foi concluída em 1964.
Os rios Tietê e Piracicaba são os principais formadores do reservatório, sendo que 80%
do volume total de água que esse reservatório recebe são provenientes desses rios
(TUNDISI, 2001). Além de populosa, a região é também desenvolvida, com
aproximadamente 1.020 indústrias, sendo 10% delas com potencial expressivo de
poluição às águas, destacando-se indústrias têxteis, alimentícias, de papel e papelão,
abatedouros, engenhos e uma usina de açúcar e álcool. Na área rural encontram-se
culturas de cana-de-açúcar, café, citrus, hortaliças e frutas (CETESB, 2001; 2003).
Além dessas atividades, o restante da área é ocupado por matas, capoeiras,
reflorestamento, granjas e áreas de proteção ambiental. Nessa bacia, a água é utilizada
para abastecimento público e industrial, afastamento de efluentes domésticos e
industriais, recreação, irrigação e geração de energia elétrica (CETESB, 2003; 2005),
além da utilização para navegação. Os rios Tietê e Piracicaba têm grande influência
sobre a qualidade das águas do reservatório de Barra Bonita. De acordo com a CETESB
(2001), esse reservatório possui uma grande capacidade assimilativa devido às suas
características de ambiente lêntico, representando um importante papel na recuperação
da qualidade das águas do rio Tietê. O reservatório de Barra Bonita pode ser
classificado como eutrófico (SURIANI, 2006).
O reservatório de Promissão, localizado no município de Promissão, SP
(21°45’S, 49°47’W), na bacia do baixo rio Tietê, foi construído em 1974 para geração
de energia elétrica. As principais atividades industriais com potencial poluidor são as
usinas de açúcar e álcool, os engenhos, os curtumes e as indústrias alimentícias
(PEREIRA, 2003). Em relação ao uso rural do solo da região em que se localiza o
reservatório de Promissão, existem extensas áreas de pastagens e culturas de café, cana-
de-açúcar e milho, além das áreas de conservação (CETESB, 2005). Quanto ao uso da
água dessa bacia, além da geração de energia elétrica e navegação, também é utilizada
para abastecimento público e industrial, recepção de efluentes domésticos e industriais e
irrigação de culturas agrícolas (CETESB, 2005). O reservatório recebe a contribuição de
vários rios tributários, como os rios Dourado, Cervo Grande, Batalha e Ribeirão dos
Porcos, tendo suas características limnológicas influenciadas localmente por eles
24
(FRACÁCIO, 2001). O nível de poluição deste reservatório é menor do que o dos
reservatórios a montante, devido à depuração e retenção ocorrida nos três reservatórios
acima (COMPANHIA ENERGÉTICA DE SÃO PAULO - CESP, 1998), sendo
classificado como um ambiente meso-eutrófico (FRANÇA, 2006).
O reservatório de Rasgão foi construído em Pirapora do Bom Jesus, SP, e está
localizado na bacia Sorocaba/Médio Tietê, sub-bacia do rio Tietê Médio-superior,
abrangendo a porção da bacia do Tietê que vai da barragem de Pirapora, até o
reservatório de Bariri. Entrou em operação em 1925 e funcionou até 1961, quando a
infiltração de água pelo seu canal provocou a sua desativação. Em 1989, as suas
estruturas foram recuperadas e a usina voltou ao sistema gerador da Empresa
Metropolitana de Águas e Energia (EMAE), contribuindo com sua capacidade instalada
de 22 MW. Sua finalidade, atualmente, é a geração de energia elétrica, controle de
cheias e saneamento
1
. Nesta bacia encontram-se plantações de cana de açúcar, café,
cítricos, hortaliças e frutas, pastagens cultivadas e naturais, matas, capoeiras,
reflorestamento e atividades agro-avícolas. As atividades industriais mais poluentes são:
têxteis, alimentícias, papel e papelão, abatedouros, engenhos e usina de açúcar e álcool
(CETESB, 2001). Este reservatório é classificado como hiper-eutrófico (CETESB,
2006).
As amostras dos reservatórios do Lobo e de Rasgão foram coletadas no mês de
março de 2005, e as amostras dos reservatórios de Barra Bonita e Promissão foram
coletadas em março de 2006, ou seja, na estação chuvosa.
Para a coleta das amostras de água nos reservatórios utilizou-se uma garrafa de
Van Dorn. A amostra de água no reservatório do Lobo foi coletada apenas na superfície
(0,0 m), enquanto que nos reservatórios de Barra Bonita e Promissão, as amostras de
água foram coletadas nas profundidades de 0,0, 10,0 e 25,0 m, e 0,0, 10,0 e 20,0 m,
respectivamente. As amostras de sedimento foram coletadas utilizando-se uma draga
tipo Van Veen (378 cm
2
).
Realizaram-se dois testes de toxicidade com cada amostra de água e sedimento,
exceto com a amostra de sedimento do reservatório de Rasgão, com a qual se realizou
apenas um teste, devido à pequena quantidade de material disponível. Os testes de
toxicidade tiveram a duração de 96 horas, sendo que os organismos foram observados
sob microscópio óptico a cada 24 horas, anotando-se suas modificações morfológicas.
1
Disponível em <http://www.cesp.com.br/site_emae/default.htm>. Acesso em: 12 jun. 2006.
25
Utilizaram-se placas de cultivo celular com 12 orifícios para a realização dos testes.
Foram feitas quatro repetições, tanto para o controle como para cada tratamento. Como
controle utilizou-se a água de cultivo das hidras. Adicionou-se um volume de 4 mL a
cada orifício.
Foram transferidos em cada cavidade, com o auxílio de uma pipeta Pasteur de
boca larga, quatro organismos medindo aproximadamente 2,5 mm de comprimento, em
jejum por 24 horas e que não apresentassem brotos. Os organismos não foram
alimentados durante a realização dos testes, e as placas foram mantidas em incubadora,
com luz controlada e a uma temperatura de 25°C. Foram realizadas medidas de pH no
início e no final dos testes de toxicidade com as amostras ambientais, sendo que não
foram medidas outras variáveis devido ao pequeno volume disponível de solução-teste.
As amostras de água foram testadas no dia seguinte ao da coleta, e estas não
foram diluídas para a realização dos testes de toxicidade. Nos testes com as amostras de
sedimento, volumes adequados de sedimento foram misturados com a água de cultivo
de H. viridissima, na proporção de 1 para 4 (USEPA, 1994), sendo utilizados 10g de
sedimento para 40 mL de água reconstituída, respectivamente. Esse material ficou em
repouso por 24 horas para permitir a decantação do sedimento, e apenas o sobrenadante
foi utilizado para a realização dos testes de toxicidade.
26
5. RESULTADOS
5.1 Crescimento Populacional
O crescimento populacional de H. viridissima em condições laboratoriais foi
quantificado por meio da taxa intrínseca de crescimento populacional (r). Através deste
parâmetro podem ser feitas previsões sobre o tamanho de uma determinada população
num certo período de tempo, sob condições ambientais específicas.
A Figura 8 representa os valores experimentais e a curva ajustada de
crescimento populacional obtida para a espécie H. viridissima. Os diferentes pontos na
figura representam o número de organismos em cada repetição durante o período de 65
dias. Os valores encontrados para a obtenção da curva de crescimento populacional das
hidras estão apresentados no Apêndice A.
A taxa média de crescimento populacional da espécie estudada pode ser descrita
pelo seguinte modelo exponencial, com um coeficiente de determinação (R
2
) igual a
0,9511:
Nt = 5,785e
0,0468t
Ao final do experimento (65 dias), obteve-se em média 109,1 ± 26,44 indivíduos
da espécie H. viridissima, com um coeficiente instantâneo de crescimento populacional
(r) igual a 0,0468 para a curva ajustada. Com estes dados, calculou-se que o tempo de
duplicação da população de H. viridissima, cultivada em laboratório, foi em média de
14,8 ± 2,63 dias.
27
0
20
40
60
80
100
120
140
160
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 70
Tempo (dias)
Número de indivíduos
Réplica 1 Réplica 2 Réplica 3 Réplica 4 Réplica 5
Réplica 6 Réplica 7 Réplica 8 Réplica 9 Réplica 10
N
t
= 5,785e
0,0468t
Figura 8 – Curva de crescimento populacional de Hydra viridissima cultivada em água
reconstituída, a uma temperatura de 25 ± 2°C, fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas escuro,
alimentada com neonatas do Cladocera Ceriodaphnia silvestrii. Os diferentes símbolos
representam o número de indivíduos na população, obtidos em cada repetição, ao longo do
experimento.
5.2 Crescimento Individual
Foram realizadas 10 repetições para se determinar a curva de crescimento
individual da espécie H. viridissima em condições laboratoriais. No entanto, três delas
foram perdidas e, portanto, foram utilizados os dados de sete repetições. O crescimento
individual das hidras foi obtido por meio de medidas diárias do tamanho da coluna dos
organismos.
A equação da reta obtida na transformação de Ford-Walford (WALFORD, 1946
apud PERET, 1980) foi a seguinte:
y = 0,6468x + 0,8945 (R
2
= 0,6295)
28
Abaixo está apresentada a equação de Von Bertalanffy obtida, que descreve o
crescimento individual para H. viridissima no intervalo de tempo desde que o indivíduo
se solta da hidra-mãe até o momento em que o mesmo começa a se reproduzir, ou seja,
a originar um broto:
L
t
= 2,53 [1 – e
-0,43 (t + 1,47)
]
Observa-se que o comprimento máximo, que em média as hidras tendem a
atingir (L∞) até começarem a se reproduzir, foi de 2,53 mm para H. viridissima, e que a
taxa de crescimento diário (k) destes organismos foi de 43%, ou seja, as hidras
cresceram cerca de 40% a cada dia. Assim, pode-se dizer que a espécie H. viridissima
apresentou uma alta taxa de crescimento individual em condições laboratoriais.
A Figura 9 representa a curva ajustada de crescimento individual para H.
viridissima, segundo o modelo de Von Bertalanffy, desde o momento em que os
organismos se soltaram da hidra-mãe até o momento em que começaram a originar um
broto. Todos os pontos mostrados para um mesmo dia são réplicas.
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
024681012
Tempo (dias)
Comprimento (mm)
L
t
= 2,53 [1 – e
-0,43 (t + 1,47)
]
Figura 9 – Curva de crescimento individual de Hydra viridissima cultivada em água
reconstituída, a uma temperatura de 25 ± 2°C, fotoperíodo de 12 horas luz/ 12 horas escuro, e
alimentada com neonatas do Cladocera Ceriodaphnia silvestrii.
29
Assim, observou-se que logo após terem se soltado do hidróide mãe, as hidras
apresentaram comprimento e diâmetro médios iniciais de 1,2 ± 0,37 mm e 0,09 ± 0,018
mm, respectivamente; e após um tempo médio de 5 ± 1,77 dias, elas atingiram o
comprimento médio de 2,22 ± 0,37 mm e diâmetro médio de 0,10 ± 0,03 mm, e
começaram a se reproduzir.
Também foram obtidas medidas de comprimento dos brotos, desde o momento
em que começaram a nascer até o momento em que se separaram da hidra-mãe. Os
brotos apresentaram comprimento e diâmetro médios iniciais de 0,28 ± 0,11 mm e 0,12
± 0,02 mm, respectivamente (Figura 10A). Após um tempo médio de 1,6 ± 0,5 dias, os
brotos atingiram comprimento médio de 0,52 ± 0,2 mm e diâmetro médio de 0,14 ±
0,07 mm, e se destacaram do hidróide mãe (Figura 10B). Portanto, o tempo de geração
médio da espécie H. viridissima em condições laboratoriais, ou seja, o tempo desde que
o broto se separa da hidra-mãe, até a produção e separação de um novo broto, foi de 6,6
± 1,5 dias. Os valores de comprimento e diâmetro obtidos para H. viridissima
encontram-se no Apêndice B.
Figura 10 - (A) Hydra viridissima com um broto começando a surgir, e (B) com um broto
prestes a se destacar (Foto: Fernanda C. Massaro).
30
5.3 Testes de Toxicidade com Dicromato de Potássio
Foram realizados dois testes de toxicidade aguda, preliminares, com a espécie H.
viridissima, testando-se o efeito de cinco concentrações (0,625; 1,25; 2,5; 5,0 e 10,0
mg/L) da substância de referência dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
), e um controle
negativo. A faixa de concentrações testada baseou-se no trabalho de Aguilar et al.
(2002), que estudaram a toxicidade do dicromato de potássio à espécie Hydra attenuata.
Os resultados dos testes de toxicidade aguda, preliminares, com H. viridissima estão
apresentados nas Tabelas 1 e 2.
Tabela 1 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste preliminar de toxicidade aguda (Teste
número 1, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 0,625 mg/L 1,25 mg/L 2,5 mg/L 5,0 mg/L 10,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 1N,13B,2C 16D
48 h 16N 16N 16N 12N,4B 16C 16D
72 h 16N 16N 16N 16B 16T 16D
96 h 16N 16N 16N 15B,1C 16D 16D
Tabela 2 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L) em teste preliminar de toxicidade aguda (Teste
número 2, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 0,625 mg/L 1,25 mg/L 2,5 mg/L 5,0 mg/L 10,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 4N,11B,1C 16D
48 h 16N 16N 16N 9N,6B,1C 16C 16D
72 h 16N 16N 16N 15B,1C 16T 16D
96 h 16N 16N 16N 13B,3C 16D 16D
Nos dois testes de toxicidade, ao final das 96 horas, todas as hidras no controle e
aquelas nas concentrações de 0,625 e 1,25 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
não sofreram
modificações, apresentando-se normais. Na concentração de 2,5 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
as
31
hidras apresentaram tentáculos com bulbos e poucas apresentaram tentáculos curtos
(expressões de sub-letalidade). Já nas concentrações de 5,0 e 10,0 mg/L todas se
desintegraram (expressão de letalidade). As hidras expostas à concentração de 10,0
mg/L de K
2
Cr
2
O
7
morreram já nas primeiras 24 horas, enquanto que as que estavam na
concentração de 5,0 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
apresentaram bulbos nos tentáculos após 24
horas; tiveram seus tentáculos encurtados após 48 horas; passaram pelo estado de tulipa
após 72 horas e finalmente se desintegraram. A CL
50
-96h calculada com estes dados foi
de 3,54 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
. As modificações morfológicas observadas em H. viridissima
nos testes de toxicidade estão apresentadas na Figura 11.
Com a faixa de concentrações que ocasionaram toxicidade, determinada nos
testes de toxicidade aguda preliminares, foram estabelecidas as seis concentrações de
dicromato de potássio a serem utilizadas nos testes de toxicidade definitivos: 2,5; 3,0;
3,5; 4,0; 4,5 e 5,0 mg/L, uma vez que foi no intervalo entre 2,5 e 5,0 mg/L de K
2
Cr
2
O
7,
que as hidras apresentaram modificações morfológicas, as quais são indicadoras dos
efeitos sub-letais e letais. As concentrações foram preparadas a partir de uma solução
estoque na concentração de 10,0 mg/L de dicromato de potássio.
Foram realizados 20 testes de toxicidade definitivos com H. viridissima, os quais
apresentaram resultados muito semelhantes. Em todos os testes, as hidras que estavam
no controle encontravam-se normais após as 96 horas. De um modo geral, os
organismos que estavam na concentração de 2,5 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
apresentavam, na sua
maioria, tentáculos com bulbos, sendo que alguns apresentavam seus tentáculos
encurtados e poucos ainda se encontravam normais. Na concentração de 3,0 mg/L de
K
2
Cr
2
O
7
a maioria dos organismos-teste encontrava-se com os tentáculos com bulbos ou
encurtados, sendo que alguns já estavam no estado de tulipa. Já na concentração de 3,5
mg/L de K
2
Cr
2
O
7
apenas algumas hidras apresentavam tentáculos com bulbos, sendo
que a maioria, ou possuía seus tentáculos curtos ou estavam em estado de tulipa. Dos
indivíduos que se encontravam na concentração de 4,0 mg/L de K
2
Cr
2
O
7,
a maior parte
estava em estado de tulipa, alguns apresentavam seus tentáculos encurtados e poucos
com bulbos nos tentáculos ou estavam desintegrados. Na concentração de 4,5 mg/L de
K
2
Cr
2
O
7
a grande maioria das hidras estava em estado de tulipa, sendo que apenas
algumas apresentavam seus tentáculos encurtados ou estavam desintegradas. Enquanto
que na concentração de 5,0 mg/L de K
2
Cr
2
O
7
todos os organismos estavam em estado
de tulipa ou desintegrados.
32
Figura 11 – (A) Aspecto normal de Hydra viridissima e seus estágios morfológicos quando
exposta a substâncias tóxicas: (B) tentáculos com bulbo; (C) tentáculos encurtados; (D) estado
de tulipa; (E) desintegrada (Foto: Fernanda C. Massaro).
33
Nota-se que as modificações morfológicas nas hidras foram graduais em função
do aumento da toxicidade do dicromato de potássio durante a realização dos
experimentos. As modificações morfológicas em H. viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio estão apresentadas no Apêndice C.
A CL
50
-96h foi calculada para cada teste, assim como seus intervalos de
confiança, os quais estão apresentados na Tabela 3. A CL
50
-96h variou de 2,97 a 4,21
mg/L de K
2
Cr
2
O
7
. Neste cálculo, consideraram-se como mortos os organismos em
estado de tulipa e os desintegrados, ou seja, os quais apresentavam efeitos letais.
Tabela 3 – Valores da Concentração Letal Média (CL
50
-96h, mg/L) de K
2
Cr
2
O
7
e dos intervalos
de confiança (IC – 95%) de cada teste de toxicidade com Hydra viridissima.
Teste CL
50
-96h (mg/L) IC – 95%
1 3,30
3,22 - 3,38
2 3,14
3,04 - 3,24
3 3,35
3,23 - 3,49
4 3,41
3,28 - 3,56
5 3,72
3,55 - 3,89
6 3,40
3,22 - 3,58
7 4,20
4,08 - 4,33
8 4,03
3,88 - 4,19
9 4,21
4,04 - 4,39
10 3,99
3,81 - 4,18
11 3,51
3,38 - 3,65
12 3,42
3,29 - 3,54
13 4,16
3,99 - 4,33
14 3,75
3,58 - 3,92
15 3,34
3,18 - 3,51
16 3,39
3,27 - 3,50
17 2,97
2,83 - 3,11
18 3,01
2,89 - 3,14
19 3,32
3,20 - 3,45
20 3,47 3,33 - 3,61
Média das CL
50
-96h = 3,55 m
g
/L
Desvio-padrão = 0,3749
Coeficiente de variação = 10,56%
34
Com os dados obtidos, estabeleceu-se, através do modelo desenvolvido pela
USEPA (1985), que a faixa de sensibilidade de H. viridissima ao dicromato de potássio
situa-se entre 2,8 mg/L e 4,3 mg/L, com valor médio de 3,55 mg/L, como demonstrado
na Figura 12.
0
0,5
1
1,5
2
2,5
3
3,5
4
4,5
5
1 2 3 4 5 6 7 8 9 1011121314151617181920
Testes realizados
Concentração de K
2
Cr
2
O
7
(mg/L)
CL50 - 96 h Limite Inferior
Limite superior Tendência central
Figura 12 – Faixa de sensibilidade de Hydra viridissima ao K
2
Cr
2
O
7,
expressa em CL
50
-96h
(mg/L).
Uma vez que 1 g/L de dicromato de potássio contém 0,355 g/L de cromo, pode-
se dizer que a faixa de sensibilidade de H. viridissima ao elemento cromo situa-se entre
1,0 mg/L e 1,52 mg/L, com uma média de 1,26 mg/L de cromo.
35
5.4 Testes de Toxicidade com Sulfeto de Sódio
Realizou-se um teste preliminar de toxicidade aguda com a substância sulfeto de
sódio (Na
2
S), testando-se o efeito de cinco concentrações: 0,05; 0,1; 0,5; 1,0 e 2,0 g/L e
um controle. As hidras morreram em todas as concentrações, já nas primeiras 24 horas.
Até mesmo os organismos que estavam no controle, cujas repetições estavam na mesma
placa de testes que as soluções de sulfeto de sódio, apresentavam tentáculos com bulbos
ou estavam desintegradas (Tabela 4).
Tabela 4 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste preliminar de toxicidade aguda (Teste número 1, n=16),
com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 0,05 g/L 0,1 g/L 0,5 g/L 1,0 g/L 2,0 g/L
24 h 11B, 5D 16D 16D 16D 16D 16D
48 h 11B, 5D 16D 16D 16D 16D 16D
72 h 11B, 5D 16D 16D 16D 16D 16D
96 h 11B, 5D 16D 16D 16D 16D 16D
Posteriormente, foram realizados sete testes definitivos de toxicidade aguda com
Na
2
S, testando-se o efeito de cinco concentrações inferiores a 0,05 g/L (3,125; 6,25;
12,5; 25,0 e 50,0 mg/L) e um controle, o qual foi realizado separadamente destas
concentrações, em uma placa de teste diferente. As concentrações foram preparadas a
partir de uma solução estoque de 1 g/L de Na
2
S. Os resultados dos testes definitivos de
toxicidade aguda com sulfeto de sódio estão apresentados nas Tabelas 5 a 11.
Após 96 horas, em todos os testes, as hidras que estavam no controle
apresentavam-se normais. De um modo geral, nas concentrações de 3,125 e 6,25 mg/L
de Na
2
S, a maioria dos organismos estava normal, sendo que alguns já apresentavam
seus tentáculos com bulbos. Já na concentração de 12,5 mg/L, a maioria dos indivíduos
ainda apresentava-se normal, sendo que alguns estavam com bulbos nos tentáculos e
36
poucos com tentáculos curtos, em estado de tulipa ou desintegrados. Na concentração de
25,0 mg/L de Na
2
S algumas hidras ainda estavam normais, poucas com bulbos nos
tentáculos, com tentáculos curtos ou em estado de tulipa, e a maioria das hidras estava
desintegrada. Na concentração de 50,0 mg/L todos os organismos apresentavam-se
desintegrados.
Tabela 5 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 1, n=16), com leituras a
cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado
de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 13N, 3D 9N, 7D 16D
48 h 16N 16N 16N 12N, 1B, 3D 9N, 7D 16D
72 h 16N 11N, 5B 15N, 1B 12N, 1B, 3D 9N, 7D 16D
96 h 16N 11N, 5B 11N, 5B 6N, 6B, 1C, 3D 1N, 8B, 7D 16D
Tabela 6 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 2, n=16), com leituras a
cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado
de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 13N, 2B, 1C 2N, 2B, 4C, 8D 16D
48 h 16N 16N 16N 12N, 3B, 1C 4B, 4C, 8D 16D
72 h 16N 16N 15N, 1B 14N, 1B, 1C 4N, 4C, 8D 16D
96 h 16N 16N 16N 14N, 1B, 1C 5N, 1B, 2C, 8D 16D
37
Tabela 7 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 3, n=16), com leituras a
cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado
de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N, 1B 4B, 12D 16D
48 h 16N 16N 14N, 2B 15N, 1B 4B, 12D 16D
72 h 16N 16N 15N, 1B 16N 4B, 12D 16D
96 h 16N 16N 16N 16N 1N,2B,1C,12D 16D
Tabela 8 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 4, n=16), com leituras a
cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado
de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 3N, 13B 7N, 9B
1N,9B,3C,2T,
1D
1N,5B,3C,2T,
5D
16D
48 h 16N 11N, 5B 13N, 3B
7N,5B,1C,1T,
2D
7N,1B,1C,1T,
6D
16D
72 h 16N 13N, 3B 15N, 1B 8N,5B,1T,2D 8N,1B,1T,6D 16D
96 h 16N 13N, 3B 16N 8N,5B,1T,2D 8N,1B,1T,6D 16D
38
Tabela 9 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes concentrações
de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 5, n=16), com leituras a
cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado
de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 3N, 13B 4N, 12B 7N,1B,4C,1T,3D 1B,3C,7T,5D 16D
48 h 16N 13N, 3B 12N, 4B 7N,1B,4C,1T,3D 2N,2C,7T,5D 16D
72 h 16N 14N, 2B 12N, 4B 8N,2B,2C,4D 3N,1C,6T,6D 16D
96 h 16N 15N, 1B 10N, 6B 9N,2B,1C,4D 3N,1C,6T,6D 16D
Tabela 10 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 6, n=16),
com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 9N, 7B 10N, 6B 9N, 6B, 1C 2B, 4C, 10D 16D
48 h 16N 8N, 7B, 1C 13N, 3B 11N, 4B, 1C 2N,1B,2C,11D 16D
72 h 16N 9N, 6B, 1C 15N, 1B 12N, 3B, 1C 4N, 1C, 11D 16D
96 h 16N 9N, 7B 15N, 1B 12N, 3B, 1C 5N, 11D 16D
39
Tabela 11 - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de sulfeto de sódio (mg/L), em teste de toxicidade aguda (Teste número 7, n=16),
com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos
encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 3,125 mg/L 6,25 mg/L 12,5 mg/L 25,0 mg/L 50,0 mg/L
24 h 16N 7N, 9B 6N, 7B, 3C 5N, 10B, 1T 3B, 3C, 10D 16D
48 h 16N 9N, 7B 10N, 4B, 2C 8N, 7B, 1T 2N,2B,2C,10D 16D
72 h 16N 11N, 5B 14N, 1B, 1C 9N, 6B, 1T 4N, 2B, 10D 16D
96 h 16N 12N, 4B 15N, 1B 9N, 6B, 1T 5N, 1B, 10D 16D
Nota-se, que a fase de tulipa e a desintegração dos indivíduos, em todas as
concentrações em que foram observadas, ocorreram já nas primeiras 24 horas a partir do
início dos testes, não sendo observado um aumento dos efeitos letais nos organismos no
decorrer dos experimentos, e que, portanto, o sulfeto de sódio não causou uma
toxicidade progressiva nas hidras como ocorreu nos testes com o dicromato de potássio.
Além disso, observou-se que as modificações morfológicas que expressam os efeitos
sub-letais nas hidras, ou seja, tentáculos com bulbos ou encurtados, que ocorreram no
início dos testes (24 horas) diminuíram ou desapareceram ao final das 96 horas. Tais
acontecimentos indicam que ocorreu uma diminuição ou perda de toxicidade da
substância testada ao longo das 96 horas dos testes de toxicidade.
No entanto, calculou-se a CL
50
-96h para cada teste, considerando-se como
mortos os organismos em estado de tulipa e os desintegrados, ou seja, os quais
apresentavam efeitos letais, assim como seus intervalos de confiança, os quais estão
apresentados na Tabela 12. A CL
50
-96h variou de 17,68 a 25,0 mg/L de Na
2
S.
40
Tabela 12 – Valores da Concentração Letal Média (CL
50
-96h, mg/L) de Na
2
S e dos intervalos
de confiança (IC – 95%) de cada teste de toxicidade realizado com Hydra viridissima.
Teste CL
50
-96h (mg/L) IC – 95%
1 22,93
18,42 – 28,53
2 25,0
21,02 – 29,73
3 21,02
18,09 – 24,43
4 22,93
18,42 – 28,53
5 17,68
14,3 – 21,86
6 21,95
18,7 – 25,78
7 21,95
18,2 – 26,48
Média CL
50
-96h = 21,92 m
g
/L
Desvio-padrão = 2,08
Coeficiente de variação = 9,49%
Estabeleceu-se, portanto, através do modelo desenvolvido pela USEPA (1985),
que a faixa de sensibilidade de H. viridissima ao sulfeto de sódio, em teste de toxicidade
aguda estático, situa-se entre 17,76 mg/L e 26,08 mg/L, com valor médio de 21,92
mg/L, como demonstrado na Figura 13.
0
5
10
15
20
25
30
1234567
Testes realizados
Concentração de Na
2
S (mg/L)
Limite superior CL50 - 96h
Limite inferior Tendência central
Figura 13 - Faixa de sensibilidade de Hydra viridissima ao Na
2
S
,
expressa em CL
50
-96h
(mg/L).
41
5.5 Testes de Toxicidade com Amostras de Água e Sedimento
Nos testes de toxicidade realizados com as amostras de água e sedimento dos
reservatórios do Lobo, de Barra Bonita e de Promissão, todas as hidras encontravam-se
normais após as 96 horas do início dos testes; indicando que estas amostras não
apresentavam toxicidade às hidras. Já nos testes de toxicidade realizados com a amostra
de sedimento do reservatório de Rasgão, todas as hidras apresentaram-se desintegradas
já nas primeiras 24 horas de exposição. O pH não variou significativamente entre o
início e o final dos testes de toxicidade, não afetando, portanto, a morfologia e a
sobrevivência dos organismos. Os resultados dos testes de toxicidade com as amostras
ambientais estão apresentados nas Tabelas 13 a 16.
Tabela 13 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostras de água e
sedimento coletadas em 28/03/05 no reservatório do Lobo, em testes de toxicidade aguda, com
leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no final (F) dos testes. N = normal; B =
tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Modificações Morfológicas pH (teste 1) pH (teste 2)
Amostras
24 h 48 h 72 h 96 h I F I F
Controle 16N 16N 16N 16N 7,3 8,0 7,2 7,65
Água 0 m 16N 16N 16N 16N 6,51 7,8 6,8 7,3
Sedimento 16N 16N 16N 16N 6,35 6,65 6,12 6,8
Tabela 14 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a amostras de água e
sedimento coletadas em 14/03/06 no reservatório de Barra Bonita, em testes de toxicidade
aguda, com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no final (F) dos testes. N =
normal; B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D =
desintegradas.
Modificações Morfológicas pH (teste 1) pH (teste 2)
Amostras
24 h 48 h 72 h 96 h I F I F
Controle 16N 16N 16N 16N 7,49 7,91 7,36 7,9
Água 0 m 16N 16N 16N 16N 7,47 7,59 7,35 8,0
Água 10 m 16N 16N 16N 16N 7,26 7,5 7,4 7,92
Água 25 m 16N 16N 16N 16N 7,41 8,4 7,2 7,69
Sedimento 16N 16N 16N 16N 7,06 6,9 7,24 7,6
42
Tabela 15 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta às amostras de água e
sedimento coletadas em 17/03/06 no reservatório de Promissão, em testes de toxicidade aguda,
com leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no final (F) dos testes. N = normal;
B = tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Modificações Morfológicas pH (teste 1) pH (teste 2)
Amostras
24 h 48 h 72 h 96 h I F I F
Controle 16N 16N 16N 16N 7,49 7,91 7,36 7,9
Água 0 m 16N 16N 16N 16N 8,61 7,89 8,23 7,9
Água 10 m 16N 16N 16N 16N 8,45 7,99 8,5 8,21
Água 20 m 16N 16N 16N 16N 7,68 7,86 7,4 7,92
Sedimento 16N 16N 16N 16N 6,67 8,0 7,07 8,5
Tabela 16 – Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta à amostra de sedimento
coletada em março de 2005 no reservatório de Rasgão, em teste de toxicidade aguda, com
leituras a cada 24 horas; e valores do pH no início (I) e no final (F) do teste. N = normal; B =
tentáculos com bulbos; C = tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Modificações Morfológicas pH
Amostras
24 h 48 h 72 h 96 h I F
Controle 16N 16N 16N 16N 7,3 7,8
Sedimento 16D 16D 16D 16D 7,33 7,25
43
6. DISCUSSÃO
6.1 Cultivo e Manutenção
O estabelecimento de um cultivo para qualquer organismo-teste é importante,
uma vez que é necessário um estoque de organismos disponíveis para a realização dos
testes de toxicidade. Além disso, os organismos de cultivo já estão aclimatados às
condições padronizadas de laboratório, evitando o estresse da coleta, transporte,
aclimatação e manuseio.
No presente trabalho, o cultivo em laboratório da espécie nativa H. viridissima,
foi relativamente fácil e de baixo custo. Um dos fatores que contribuiu para a fácil
manutenção destes organismos em cultivo de laboratório foi o tipo de alimento
utilizado, ou seja, neonatas do Cladocera Ceriodaphnia silvestrii. Segundo Pennak
(1953), as hidras são animais estritamente carnívoros e alimentam-se principalmente de
cladóceros, copépodos, insetos e anelídeos. Optou-se pela utilização da espécie C.
silvestrii como alimento, uma vez que esta espécie de Cladocera é nativa e ocorre nos
tanques de cultivo da Reserva Experimental do Departamento de Ecologia e Biologia
Evolutiva (FONSECA e ROCHA, 2004), localizada no campus da Universidade Federal
de São Carlos, local onde os organismos da espécie H. viridissima foram coletados.
Além disso, as neonatas de C. silvestrii são prontamente obtidas no momento da
alimentação a partir de um cultivo estoque em laboratório, sem a necessidade de coleta
e de desinfecção.
Em vários estudos realizados com espécies de Hydra, os organismos mantidos
em laboratório foram alimentados com a espécie de crustáceo marinho, Artemia salina
(AGUILAR et al., 2002; BEACH e PASCOE, 1998; BLAISE e KUSUI, 1997;
HOLDWAY et al., 2001; KALAFATIC et al., 1991; KALAFATIC et al., 2001;
KOVACEVIC et al., 2001; MITCHELL e HOLDWAY, 2000; POLLINO e
HOLDWAY, 1999; TROTTIER et al., 1997).
A obtenção de A. salina para a alimentação das hidras é um procedimento muito
lento e trabalhoso, uma vez que os cistos destes organismos devem ser previamente
colocados em 500 mL de uma solução de NaCl (10 g NaCl/L) com aeração permanente,
iluminação contínua e uma temperatura de 28 ± 2°C, 24 horas antes da alimentação,
para a eclosão dos náuplios. Quando eclodidos, os náuplios de A. salina precisam ser
44
desinfetados com NaCl e iodo, e os cistos não eclodidos devem ser eliminados, para se
evitar o risco de contaminação do cultivo (TROTTIER et al., 1997). Aguilar et al.
(2002) ao cultivarem a espécie Hydra attenuata em laboratório, para sua utilização
como organismo-teste, observaram o aparecimento de fungos de coloração esverdeada
no cultivo, apesar dos cuidados dedicados à assepsia de A. salina, utilizada na
alimentação das hidras. Além disso, segundo estes autores, a compra dos cistos das
artemias também foi uma das dificuldades, pois estes não são encontrados na região
sudeste do Brasil.
Outro fator que contribuiu para tornar mais fácil, simples e de baixo custo a
manutenção das hidras em condições laboratoriais foi a água de cultivo utilizada. Neste
trabalho, utilizou-se uma água reconstituída, a qual é recomendada pela ABNT (2004a,
2004b, 2005) como meio de cultivo para os cladóceros Ceriodaphnia spp. e Daphnia
spp., e para os peixes Danio rerio e Pimephales promelas. Em alguns trabalhos em que
se realizaram o cultivo de hidras em condições padronizadas (BLAISE e KUSUI, 1997;
TROTTIER et al., 1997), os organismos foram mantidos em um meio de cultivo para
hidras, o qual é preparado utilizando-se alguns compostos de alto custo (ANEXO B).
Em outros estudos, utilizou-se como meio de cultivo para as hidras a água natural dos
locais onde os organismos foram coletados (SILVEIRA et al., 1997; WOLLE, 1978).
Assim, como neste trabalho a espécie H. viridissima se desenvolveu e se
reproduziu satisfatoriamente, optou-se pelo uso de neonatas de C. silvestrii para a
alimentação das hidras e da água reconstituída como meio de cultivo, a fim de se
padronizar e tornar mais fácil e de baixo custo a manutenção desta espécie em cultivo
de laboratório.
45
6.2 Crescimento Populacional e Individual
A taxa intrínseca ou taxa instantânea de aumento de uma população pode ser
definida como a sua capacidade potencial de crescimento, em um ambiente ilimitado, ou
seja, sob condições ótimas, em que os efeitos de competição e predação foram
eliminados (BARBOUR et al., 1989).
A capacidade de aumento natural ou a taxa intrínseca de aumento natural
depende do ambiente, sendo considerada uma característica estatística da população
(KREBS, 1986).
Na natureza, observam-se variações positivas ou negativas na taxa de aumento
de uma população (r), em função de fatores intrínsecos (estrutura etária e composição
genética), como também de alterações de fatores ambientais (KREBS, 1986). Em
condições padronizadas de laboratório, onde os fatores adversos que poderiam afetar a
população são eliminados, pode-se determinar a capacidade de aumento natural para
uma condição pré-estabelecida, resultante da combinação de condições particulares do
experimento, tais como temperatura, qualidade e quantidade de alimento, etc. (KREBS,
1986).
No presente estudo, a espécie H. viridissima quando cultivada em água
reconstituída, a uma temperatura 25 ± 2°C, com luminosidade de 1000 lux e fotoperíodo
de 12 horas luz/ 12 horas escuro; e alimentada três vezes por semana com neonatas de
Ceriodaphnia silvestrii (na densidade de 3 a 4 neonatas por hidra), apresentou uma taxa
intrínseca de crescimento populacional (r) igual a 0,0468, com um coeficiente de
determinação (R
2
) igual a 0,9511, sendo que ao final do experimento (65 dias), obteve-
se em média 109,1 ± 26,44 indivíduos. A Tabela 17 apresenta valores da taxa intrínseca
de crescimento populacional (r) obtida para algumas espécies cultivadas em condições
padronizadas de laboratório.
46
Tabela 17 – Valores da taxa intrínseca de crescimento populacional (r) de algumas espécies
cultivadas em condições padronizadas de laboratório.
Espécies
Valores
de r
Temperatura
(ºC)
Autores
Hydra
viridissima
0,0468 25 ± 2 Presente estudo
Hydra
magnipapillata
0,06 a 0,26 18 ± 1 Sugiyama e Fujisawa, 1979
Ceriodaphnia
silvestrii
0,23
0,32
0,28
0,16 a 0,37
0,53
25
25 ± 2
24 ± 3
22 a 25
25 ± 1
Sipaúba-Tavares, 1988
Fonseca, 1991
Rocha e Sipaúba – Tavares, 1994
Fonseca, 1997
Santos et al., 2005
Ceriodaphnia
dubia
0,26 a 0,33 22 a 25 Fonseca, 1997
Daphnia laevis
0,36
0,26
28 ± 2
25 ± 2
Sipaúba-Tavares, 1988
Fonseca, 1991
Daphnia similis
0,15
0,26 a 0,35
25
22 a 25
Sipaúba-Tavares, 1988
Fonseca, 1997
Moina micrura
0,25
0,32
0,65
0,43 a 0,69
27 ± 3
-
25 ± 2
25 ± 1
Sipaúba-Tavares, 1988
Nascimento, 1989
Bohrer, 1995
Sipaúba –Tavares e Bachion, 2002
Diaphanosoma
birgei
0,37 a 0,57 25 ± 1 Sipaúba –Tavares e Bachion, 2002
Argyrodiaptomus
furcatus
0,05 25 ± 4 Sipaúba-Tavares, 1988
Brachionus
falcatus
0,54 27 ± 1 Sipaúba-Tavares, 1988
Poecilia
reticulata
0,009 25 ± 2 Fonseca, 1991
Sugiyama e Fujisawa (1979) cultivaram a espécie Hydra magnipapillata,
coletada em 10 locais diferentes no Japão, sob uma temperatura de 18 ± 1ºC e
utilizando-se Artemia salina como alimento. Os autores observaram uma variação na
47
taxa intrínseca de crescimento populacional para os organismos coletados nos diferentes
locais, obtendo valores de r que variaram de 0,06 a 0,26 para esta espécie.
Sipaúba-Tavares (1988), ao realizar estudos sobre a utilização do plâncton na
alimentação de larvas e alevinos de peixes, estudou o crescimento populacional em
laboratório de algumas espécies zooplanctônicas, obtendo-se os seguintes valores de r:
0,15 para Daphnia similis, 0,36 para Daphnia laevis, 0,23 para Ceriodaphnia silvestrii,
0,25 para Moina micrura, 0,05 para Argyrodiaptomus furcatus, sendo que o maior valor
foi obtido para o rotífero Brachionus falcatus, de 0,54.
Fonseca (1991), ao estudar a biologia e o comportamento em testes de
toxicidade das espécies de Cladocera, Ceriodaphnia silvestrii e Daphnia laevis, as quais
foram cultivadas em laboratório a uma temperatura de 25 ± 2ºC e alimentadas com a
alga Monoraphidium dybowskii (10
5
céls./mL), observou o maior valor da taxa
intrínseca de crescimento populacional para a espécie C. silvestrii (r = 0,32), sendo que
para D. laevis o valor de r foi de 0,26. Esta mesma autora também estudou o
crescimento populacional da espécie de peixe Poecilia reticulata, cultivada em
condições padronizadas e alimentada com organismos zooplanctônicos, encontrando um
valor de r igual a 0,009.
Fonseca (1997), ao realizar testes de toxicidade crônica com amostras de água,
determinou a taxa intrínseca de crescimento populacional de espécies de cladóceros
cultivados em água coletada de alguns pontos da bacia do Rio Piracicaba e mantidos a
uma temperatura de 20 a 25ºC. A autora observou valores da taxa intrínseca de aumento
natural que variaram de 0,26 a 0,35 para Daphnia similis, 0,16 a 0,37 para
Ceriodaphnia silvestrii e 0,26 a 0,33 para Ceriodaphnia dubia.
A espécie Ceriodaphnia silvestrii também foi estudada por Rocha e Sipaúba –
Tavares (1994) e por Santos et al. (2005). As primeiras autoras encontraram um valor de
r igual a 0,28, em culturas mantidas a 24 ± 3ºC, enquanto que Santos et al. (2005)
encontraram um valor de r para esta espécie de 0,53, para organismos mantidos a 25 ±
1ºC.
Bohrer (1995) determinou a taxa intrínseca de crescimento populacional da
espécie Moina micrura, a qual foi cultivada a 25 ± 2ºC, pH 7,2 e alimentada com
Monoraphidium dybowskii (5 x 10
5
céls./mL), para sua utilização em testes de
toxicidade, obtendo-se um valor estimado de r igual a 0,65. Nascimento (1989), ao
estabelecer a taxa de crescimento para esta mesma espécie, cuja alimentação foi
realizada com Monoraphidium densus, obteve o valor de r igual a 0,32.
48
Sipaúba –Tavares e Bachion (2002) estudaram a influência de quatro dietas
alimentares sobre o crescimento populacional das espécies zooplanctônicas Moina
micrura e Diaphanosoma birgei, mantidas a 25 ± 1ºC, com os seguintes tratamentos
alimentares: somente alga, alga e vitaminas, alga e ração, e alga, ração e vitaminas. Os
valores de r variaram de 0,43 a 0,69 e de 0,37 a 0,57 para M. micrura e D. birgei,
respectivamente, sendo que a maior taxa intrínseca de aumento natural para as duas
espécies foi obtida para o tratamento alimentar com alga e vitaminas.
Observa-se que uma mesma espécie pode apresentar diferentes valores para a
taxa intrínseca de crescimento populacional, uma vez que as condições de cultivo e
manutenção são geralmente diferentes, tais como as condições de temperatura e
alimentação. Como o processo de crescimento é especifico para cada tipo de organismo,
torna-se importante o estabelecimento de padrões de crescimento para as espécies, com
o objetivo de se procurar explicar a relação entre o crescimento dos indivíduos e o
ambiente onde vivem (NIKOLSKI, 1963).
No presente estudo a taxa intrínseca de aumento natural de H. viridissima
(0,0468) foi próxima ao menor valor encontrado para Hydra magnipapillata (0,06) por
Sugiyama e Fujisawa (1979). Apenas para comparação entre grupos taxonômicos e
níveis tróficos diferenciados, observa-se que a taxa intrínseca de crescimento
populacional de H. viridissima é próxima daquela observada para o copépodo Calanoida
Argyrodiaptomus furcatus (0,05) por Sipaúba-Tavares (1988), e maior que aquela
obtida por Fonseca (1991) para o peixe Poecilia reticulata (0,009), sendo que o valor de
r encontrado para esta espécie de hidra foi menor que aqueles encontrados para as
espécies de cladóceros Ceriodaphnia silvestrii, Ceriodaphnia dubia, Daphnia laevis,
Daphnia similis, Moina micrura e Diaphanosoma birgei, e que a espécie de rotífero
Brachionus falcatus. Tais diferenças entre as taxas de crescimento populacional das
espécies, podem ser explicadas devido ao fato de que, além dos organismos serem
mantidos sob distintas condições de cultivo, trata-se de espécies diferentes, e espera-se,
portanto, que seus potenciais para aumento populacional sejam diferentes, em função de
ciclos de vida diferentes, geneticamente determinados.
Conhecendo-se o valor de r, pode-se determinar o tempo de duplicação de uma
população, uma vez que o tempo de duplicação pode ser calculado dividindo-se o ln 2
pelo valor de r (ODUM, 1988). Assim, neste estudo, calculou-se que o tempo de
duplicação da população de H. viridissima, cultivada em laboratório, foi em média de
14,8 ± 2,63 dias.
49
Sugiyama e Fujisawa (1979) encontraram para a espécie Hydra magnipapillata
tempos de duplicação da população que variaram de 3 a 10 dias quando cultivada em
condições padronizadas. Habetha et al. (2003) estudaram o crescimento populacional de
Hydra viridissima cultivada com três tratamentos alimentares diferentes: alimentadas
diariamente, uma vez por semana e uma vez a cada 14 dias, com Artemia salina. Eles
obtiveram que o tempo de duplicação da população para os organismos alimentados
todos os dias foi de aproximadamente 3 dias, para os organismos alimentados uma vez
por semana foi de cerca de 14 dias, e para os organismos alimentados a cada 14 dias foi
de 31 dias. Assim, o tempo de duplicação da população de H. viridissima obtido no
presente estudo, foi próximo daquele determinado para esta espécie quando alimentada
apenas uma vez por semana com A. salina.
De acordo com Bosh e David (1984), a taxa de crescimento de Hydra está
estritamente relacionada com as condições de alimentação destes organismos.
Possivelmente, o tempo de duplicação encontrado para a população de H. viridissima,
neste trabalho, poderia ser menor se os organismos fossem alimentados diariamente.
Portanto, apesar desta espécie ter apresentado um bom desempenho nas condições
testadas, disponibilizando quantidades suficientes de organismos para a realização dos
testes de toxicidade, testes com diferentes tipos e quantidades de alimento podem ser
realizados para se verificar a preferência alimentar desta espécie e também qual
tratamento alimentar possibilitará as melhores condições de cultivo para os organismos
e, portanto, as maiores taxas de crescimento populacional.
Já para o estabelecimento da curva de crescimento individual de H. viridissima
utilizou-se o modelo de Von Bertalanffy (BERTALANFFY, 1938 apud PERET, 1980),
o qual é fundamentado no princípio de que o crescimento é resultante do balanceamento
entre o anabolismo (síntese) e o catabolismo (degradação).
Os modelos de crescimento têm como objetivo fornecer subsídios que propiciem
o estabelecimento da influência de fatores que afetam direta ou indiretamente a
fisiologia do crescimento dos animais. A curva de crescimento individual não é uma
característica da espécie e sim da população, sendo tão variável como a curva de
sobrevivência (MARGALEF, 1974).
Utilizando-se o modelo de Von Bertalanffy determinou-se, neste trabalho, que a
constante relacionada com a taxa de crescimento individual (k) para esta espécie foi de
0,43, e que o comprimento máximo (L∞), que em média, H. viridissima atingiria após
começar a se reproduzir é de 2,53 mm. A Tabela 18 mostra alguns valores da taxa de
50
crescimento individual (k) diária, obtida para espécies cultivadas em condições
laboratoriais.
Tabela 18 - Valores da taxa de crescimento individual (k) de algumas espécies cultivadas em
condições padronizadas de laboratório.
Espécies Valores de k
Temperatura
(ºC)
Autores
Hydra viridissima
0,43 25 ± 2 Presente estudo
Ceriodaphnia silvestrii
0,2950
0,16 a 0,37
0,12 a 0,28
25 ± 2
22 a 25
22 a 25
Fonseca, 1991
Fonseca, 1997
Fonseca, 1997
Ceriodaphnia dubia
0,15 a 0,42 22 a 25 Fonseca, 1997
Daphnia similis
0,04 a 0,26
0,05 a 0,18
22 a 25
22 a 25
Fonseca, 1997
Fonseca, 1997
Daphnia laevis
0,122 25 ± 2 Fonseca, 1991
Moina micrura
0,10 a 0,39 25 ± 2 Bohrer, 1995
Leptodora kindtii
0,077
0,074
0,076
0,110
15
17,5
20
25
Vijverberg e
Koelewinj, 2004
Poecilia reticulata
0,088 (fêmeas)
0,1869 (machos)
25 ± 2 Fonseca, 1991
Fonseca (1991) ao cultivar as espécies Ceriodaphnia silvestrii, Daphnia laevis e
Poecilia reticulata, a uma temperatura de 25 ± 2ºC, determinou as taxas de crescimento
individual para estas espécies. Ela observou um valor de k igual a 0,2950 para C.
silvestrii, sendo que para D. laevis o valor de k foi de 0,122 e para a espécie P.
reticulata o valor de k foi de 0,088 para as fêmeas e a de 0,1869 para os machos.
Bohrer (1995) encontrou valores de k para Moina micrura que variaram de 0,10
a 0,39, quando cultivada a 25 ± 2ºC. A autora procurou verificar a influência da
concentração de alimento (Monoraphidium dybowskii), da dureza e do pH sobre o
crescimento individual desta espécie.
Ao estudar a toxicidade crônica de amostras de água e sedimento de alguns
pontos da bacia do Rio Piracicaba, sobre espécies de cladóceros mantidos a uma
51
temperatura de 22 a 25 ºC, Fonseca (1997) determinou valores da taxa de crescimento
individual que variaram de 0,04 a 0,26 para Daphnia similis e de 0,16 a 0,37 para
Ceriodaphnia silvestrii, em testes de toxicidade crônica com amostras de sedimento. Já
para os testes crônicos com amostras de água, a autora encontrou valores de k variando
de 0,05 a 0,18 para Daphnia similis, 0,12 a 0,28 para Ceriodaphnia silvestrii e 0,15 a
0,42 para Ceriodaphnia dubia.
Vijverberg e Koelewinj (2004) cultivaram a espécie de Cladocera Leptodora
kindtii sob quatro diferentes temperaturas, determinando-se os valores de k. Os autores
obtiveram valores de k iguais a 0,077, 0,074 e 0,076 para a espécie cultivada sob 15,
17,5 e 20 ºC, respectivamente, e a maior taxa de crescimento na temperatura de 25ºC,
com um k igual a 0,110.
Assim como no crescimento populacional, as diferentes condições de cultivo e
manutenção também podem afetar o crescimento individual de uma mesma espécie. No
presente estudo, observou-se uma alta taxa de crescimento individual para a espécie H.
viridissima (0,43), uma vez que esta espécie cresceu cerca de 40% ao dia, sob as
condições de laboratório a que foi submetida.
Obteve-se que logo após terem se soltado do hidróide mãe, as hidras
apresentaram comprimento médio inicial de 1,2 ± 0,37 mm e ao começarem a se
reproduzir apresentaram comprimento médio de 2,22 ± 0,37 mm, sendo que o
comprimento máximo que elas tendem a atingir é de 2,53 mm (L∞). Os brotos
apresentaram ao nascer comprimento médio de 0,28 ± 0,11 mm e atingiram
comprimento médio de 0,52 ± 0,2 mm antes de se destacarem. Observou-se que os
diâmetros das hidras não variaram no decorrer do tempo. O tempo de geração obtido
para esta espécie foi de 6,6 ± 1,5 dias, ou seja, o tempo desde que o broto se separa da
hidra-mãe, até a produção e separação de um novo broto.
O tempo de geração da espécie Hydra magnipapillata, estudada por Sugiyama e
Fujisawa (1979), foi em média de 8,3 ± 3,22 dias, quando mantida a uma temperatura
de 18 ± 1ºC e alimentada com náuplios de Artemia salina. Assim, observa-se que a
espécie H. viridissima apresentou, neste trabalho, um tempo de geração mais curto que
aquele encontrado por estes autores para H. magnipapillata.
Segundo Slobodkin et al. (1991) o tamanho da coluna das hidras varia dentro de
uma mesma espécie, dependendo das condições de cultivo, tais como alimentação e
temperatura, mas também depende de um componente genético. Bossert e Dunn (1986)
52
observaram que hidras de uma mesma espécie, mas coletadas em locais diferentes,
quando mantidas em laboratório sob as mesmas condições de temperatura, luz e
alimentação, apresentaram variações no tamanho do corpo. Os autores coletaram
indivíduos da espécie H. viridissima em três locais diferentes e os cultivaram sob as
mesmas condições laboratoriais (temperatura de 20ºC e alimentadas com A. salina). Os
organismos de cada local apresentaram comprimentos diferentes: 3,75 ± 0,25 mm, 3,06
± 0,13 mm e 2,29 ± 0,11 mm.
Pode-se dizer que a taxa de crescimento individual encontrada para H.
viridissima, no presente estudo, foi relativamente alta (43%) e que esta espécie
apresentou um curto tempo de geração, uma característica importante para sua
utilização como organismo-teste para estudos ecotoxicológicos.
6.3 Sensibilidade de Hydra viridissima
Os testes de toxicidade são efetuados rotineiramente em laboratório, não só para
avaliar a sensibilidade relativa dos organismos, mas também para permitir comparações
intra e interlaboratoriais, com o objetivo de se verificar a precisão e confiabilidade dos
resultados (LEE, 1980).
Optou-se por utilizar o dicromato de potássio, nos testes de toxicidade aguda
com H. viridissima, por se tratar de uma substância bastante utilizada na avaliação da
sensibilidade de invertebrados (AGUILAR et al., 2002; BOHRER, 1995; CETESB,
1991a; JARDIM, 2004; ZAGATTO, 1988), além de o cromo ser representativo de
outros metais pesados (LEE, 1980), sendo uma substância recomendada em
procedimentos internacionais (ENVIRONMENT CANADA, 1990).
Apesar de ser um micronutriente importante para o metabolismo de animais e
plantas, o cromo, em concentrações mais elevadas, causa efeitos tóxicos e sua
toxicidade para a biota aquática é função de sua especiação química (Cr
3+
/ Cr
6+
), como
também da temperatura, dureza, salinidade e pH (MÜLLER, 1980).
No presente trabalho, a faixa de sensibilidade estabelecida para H. viridissima ao
dicromato de potássio situou-se entre 2,8 e 4,3 mg/L, com uma CL
50
-96h média de 3,55
mg/L, o que representa uma faixa de sensibilidade ao cromo entre 1,0 mg/L e 1,52
mg/L, com um valor médio de 1,26 mg/L de cromo.
53
Aguilar et al. (2002) obteve para a espécie Hydra attenuata uma faixa de
sensibilidade ao dicromato de potássio entre 5,22 e 7,26 mg/L, com uma CL
50
-96h
média de 6,25 mg/L de dicromato de potássio. A mesma espécie foi estudada por Jardim
(2004), que obteve um valor médio da CL
50
-96h de 6,5 mg/L de dicromato de potássio,
como observado na Tabela 19. Assim, a espécie nativa H. viridissima é mais sensível ao
dicromato de potássio do que a espécie européia H. attenuata, a qual já é amplamente
utilizada como organismo-teste em estudos ecotoxicológicos (BEACH e PASCOE,
1998; BLAISE e KUSUI, 1997; KALAFATIC et al., 1997; KARNTANUT e PASCOE,
2000; PARDOS et al., 2000; TROTTIER et al., 1997). A Tabela 19 apresenta valores de
CL
50
para diferentes organismos-teste quando expostos à substância dicromato de
potássio.
Tabela 19 – Valores de CL
50
para diferentes organismos expostos à substância de referência
dicromato de potássio (K
2
Cr
2
O
7
).
Organismo-teste
CL
50
(mg/L de
K
2
Cr
2
O
7
)
Autores
Hydra viridissima (Hydrozoa) 3,55 Presente estudo
Hydra attenuata (Hydrozoa)
6,25
6,50
Aguilar et al., 2002
Jardim, 2004
Chironomus tentans (Diptera) 61,00 USEPA, 1984
Chironomus xanthus (Diptera) 7,12 Almeida, 2002
Tanytarsus dissimilis (Diptera) 57,30 USEPA, 1984
Physa heterostropha (Gastropoda) 16,80 USEPA, 1984
Philodina acuticornis (Rotifera) 42,00 Buikema et al., 1974
Ceriodaphnia silvestrii (Cladocera) 0,046 Oliveira-Neto, 2000
Daphnia pulex (Cladocera) 0,76 USEPA, 1984
Daphnia magna (Cladocera) 0,90 USEPA, 1984
Daphnia similis (Cladocera) 0,105 Zagatto, 1988
Moina micrura (Cladocera) 0,176 Bohrer, 1995
Hyalella azteca (Amphipoda) 0,63 USEPA, 1984
Danio rerio (Pisces) 107,8 Meletti, 2003
Serrapinnus notomelas (Pisces) 112,2 Meletti, 2003
54
Levando-se em consideração a faixa de sensibilidade estabelecida para a espécie
H. viridissima ao dicromato de potássio (2,8 a 4,3 mg/L), com valor médio de 3,55
mg/L, observa-se que esta espécie nativa é mais sensível ao dicromato de potássio do
que as espécies de Diptera, que são muito utilizadas como organismos-teste na
realização de testes de toxicidade, como Chironomus tentans (USEPA, 1984),
Chironomus xanthus (ALMEIDA, 2002) e Tanytarsus dissimilis (USEPA, 1984), as
quais apresentam valores médios da CL
50
iguais a 61,00 mg/L, 7,12 mg/L e 57,30 mg/L,
respectivamente.
Além disso, H. viridissima apresentou, neste estudo, uma CL
50
menor que a do
gastrópodo Physa heterostropha (CL
50
16,80 mg/L), o qual já é uma espécie
padronizada pela USEPA (1984), e que a espécie de rotífero Philodina acuticornis, a
qual foi testada por Buikema et al. (1974), que observaram um valor médio da CL
50
igual a 42 mg/L de dicromato de potássio para esta espécie.
Meletti (2003), ao estudar a sensibilidade das espécies de peixes Danio rerio e
Serrapinnus notomelas ao dicromato de potássio, obteve valores médios da CL
50
iguais
a 107,8 mg/L e 112,2 mg/L para as duas espécies, respectivamente, ou seja, estas
espécies de peixe são muito mais resistentes ao cromo que a espécie H. viridissima.
Segundo Moore e Ramamoorthy (1984) em espécies de água doce, os efeitos tóxicos do
cromo mostram que os peixes são os organismos mais resistentes.
Assim, observa-se que H. viridissima é mais sensível à substância dicromato de
potássio do que algumas espécies que já são amplamente utilizadas como organismos-
teste para estudos ecotoxicológicos em águas doces, até mesmo mais sensível que a
espécie H. attenuata, a qual é utilizada em testes de toxicidade inclusive no Brasil
(AGUILAR et al., 2002; JARDIM, 2004). Entretanto, o valor médio da CL
50
obtido
neste trabalho para a espécie nativa de hidra foi maior que aqueles encontrados para as
espécies de cladóceros Ceriodaphnia silvestrii (CL
50
0,046), Daphnia pulex (CL
50
0,76),
Daphnia magna (CL
50
0,90), Daphnia similis (CL
50
0,105) e Moina micrura (CL
50
0,176) e para o anfípodo Hyalella azteca (CL
50
0,63).
As espécies de Hydra apresentam modificações morfológicas graduais em seus
tentáculos em condições de progressiva intoxicação (TROTTIER et al, 1997). Tais
modificações se sucedem, sendo que os organismos apresentam tentáculos com bulbos e
tentáculos curtos, as quais são modificações reversíveis, que expressam os efeitos sub-
letais de uma substância tóxica ou amostra ambiental; apresentam o estágio de tulipa,
55
que conduz de modo irreversível à morte, e finalmente se desintegram, sendo que estes
dois últimos estágios são expressões de letalidade (TROTTIER et al., 1997).
Esta característica das hidras, de apresentarem modificações morfológicas em
condições de progressiva intoxicação, fornece subsídios para se evidenciar a toxicidade
de substâncias tóxicas mesmo nas menores concentrações testadas, pois, neste trabalho,
apesar de H. viridissima não morrer na menor concentração testada de dicromato de
potássio, ou seja, na concentração de 2,5 mg/L, ela indica o efeito tóxico desta
substância ao apresentar tentáculos com bulbos ou tentáculos encurtados, ou seja, os
efeitos sub-letais. Segundo Rand et al. (1995), em testes de toxicidade é importante que,
além dos efeitos letais, também seja possível verificar os efeitos sub-letais de uma
substância, os quais indicam o estresse tóxico dos organismos em um estágio antes da
morte, de modo que uma observação antecipada permitirá uma ação rápida para impedir
mortalidades. Além disso, as modificações morfológicas apresentadas pelas hidras em
condições de toxicidade, são facilmente identificadas utilizando-se um
estereomicroscópio, tornando o procedimento de leitura dos testes de toxicidade com
estes organismos, rápido e simples.
Apesar de H. viridissima ser mais resistente ao dicromato de potássio que as
espécies de cladóceros C. silvestrii, D. pulex, D. magna, D. similis e M. micrura e que o
anfípodo H. azteca, esta espécie é atrativa para estudos ecotoxicológicos, pois além de
apresentar modificações morfológicas em concentrações sub-letais de uma substância
tóxica ou amostra ambiental, ela pertence a um nível trófico diferente destes
organismos. Segundo Cairns (1986), é reconhecido que um sistema único de testes não
é suficiente para garantir a detecção de todos os efeitos tóxicos em uma mistura
complexa. Por esta razão, atualmente, baterias de testes utilizando-se organismos de
diversos níveis tróficos são frequentemente realizadas (PARDOS et al.,1999).
Vários estudos utilizando espécies de Hydra em testes de toxicidade têm
demonstrado que estes organismos são sensíveis a vários poluentes ambientais.
Holdway et al. (2001) testaram o efeito tóxico dos metais cádmio e zinco sobre as
espécies H. attenuata (também chamada H. vulgaris) e H. viridissima. Os autores
encontraram valores da CL
50
-96h de cádmio e zinco, respectivamente, iguais a 0,003
mg/L e 0,935 mg/L para H. viridissima, e 0,08 mg/L e 2,3 mg/L para H. attenuata.
Assim, eles observaram que as duas espécies são mais sensíveis ao cádmio, e que a
espécie H. viridissima é mais sensível que H. attenuata aos dois metais testados.
56
Ao estudarem a sensibilidade destas mesmas espécies, Pollino e Holdway (1999)
testaram o efeito tóxico das substâncias 4-clorofenol, endosulfan e cobre. Os autores
encontraram os seguintes valores da CL
50
-96h das três substâncias testadas,
respectivamente: 45 mg/L, 0,67 mg/L e 0,0085 mg/L para H. viridissima, e 32 mg/L,
0,81 mg/L e 0,026 mg/L para H. attenuata. Neste caso, as duas espécies são mais
sensíveis ao cobre e mais resistentes ao 4-clorofenol, sendo que H. viridissima é mais
sensível que H. attenuata ao cobre e ao endosulfan. Estes autores também determinaram
a taxa intrínseca de crescimento populacional (r) destas espécies quando expostas a
diferentes concentrações das três substâncias em testes de toxicidade crônica,
observando que os valores de r diminuíram para as duas espécies. O parâmetro r
também foi determinado por Mitchell e Holdway (2000) para a espécie H. viridissima
em testes de toxicidade crônica com as substâncias Corexit 9527 e Corexit 9500, nos
quais também foi observada uma diminuição da taxa intrínseca de crescimento
populacional para esta espécie de hidra na presença destes contaminantes.
Karntanut e Pascoe (2002) estudaram a sensibilidade das espécies H. vulgaris,
H. oligactis e H. viridissima aos efeitos tóxicos do cobre, do cádmio e do zinco, obtendo
valores da CL
50
-96h, respectivamente iguais a 0,042, 0,52 e 14 mg/L para H. vulgaris,
0,084, 0,32 e 14 mg/L para H. oligactis, e 0,025, 0,21 e 11 mg/L para H. viridissima. Os
autores observaram que das três espécies testadas, H. viridissima é a mais sensível ao
cobre, ao cádmio e ao zinco.
Blaise e Kusui (1997) utilizaram a espécie H. attenuata para determinar a
toxicidade de efluentes industriais do Japão. Eles avaliaram a toxicidade de 10 amostras
de efluentes industriais, sendo que quatro delas apresentaram efeitos letais nas hidras e
oito provocaram efeitos sub-letais nesta espécie. Pardos et al. (1999) utilizaram esta
espécie de hidra e a bactéria Vibrio fisheri (Microtox®) para avaliar a toxicidade de
amostras de água coletadas no sul da Polônia. Eles verificaram que de 14 amostras,
cinco foram letais para H. attenuata e 10 induziram expressões sub-letais, enquanto que
apenas três amostras foram tóxicas para V. fisheri. Assim, observa-se que o
aparecimento de tentáculos com bulbos e encurtados nas espécies de hidras são
importantes para se determinar a toxicidade de substâncias tóxicas e amostras
ambientais em concentrações sub-letais.
Testes de toxicidade com a substância sulfeto de sódio também foram
realizados, no presente trabalho, para H. viridissima. Devido à sua toxicidade,
propriedades corrosivas e odores indesejáveis, o sulfeto torna-se um problema de alto
57
impacto ambiental (BUISMAN et al., 1991). O sulfeto quando dissolvido em água reage
rapidamente com o oxigênio dissolvido (BUISMAN et al., 1991), e é tóxico para a vida
aquática a baixas concentrações, em torno de 0,5 mg/L (HENSHAW et al., 2003).
Segundo Wang e Chapman (1999), o sulfeto, formado pela decomposição
anaeróbia da matéria orgânica, é um contaminante comum e muitas vezes abundante
nos sedimentos aquáticos, desempenhando um papel importante na toxicidade desses
ambientes. Devido à sua importância como contaminante de sedimentos, a USEPA
estabeleceu procedimentos específicos para a identificação de sulfetos nos protocolos de
TIE (Toxicity Identification and Evaluation) para sedimentos (WANG e CHAPMAN,
1999). De acordo com Wang e Chapman (1999) faz-se necessário a determinação de
pontos limiares e de tolerância da toxicidade dos sulfetos para uma ampla escala de
organismos.
Ao estudarem a toxicidade do sulfeto de hidrogênio aos organismos aquáticos,
Svenson et al. (1998) encontraram para a bactéria Vibrio fisheri um valor de CE
50
de 86
mg/L. As espécies de peixe Lepomis macrochirus e Lepomis humilis apresentam uma
CL
50
igual a 61 mg/L de sulfeto de sódio.
2
Estabeleceu-se, no presente estudo, que a faixa de sensibilidade de H.
viridissima ao sulfeto de sódio situa-se entre 17,76 mg/L e 26,08 mg/L, com valor
médio de 21,92 mg/L. Entretanto, observou-se que o sulfeto de sódio não causou uma
toxicidade progressiva nas hidras, ou seja, seus efeitos tóxicos não aumentaram no
decorrer das 96 horas, como ocorreu nos testes com o dicromato de potássio. As
modificações morfológicas que expressam os efeitos sub-letais nas hidras, tais como
bulbos nos tentáculos e tentáculos curtos (modificações reversíveis), que foram
observadas no início dos testes (24 horas), diminuíram ou desapareceram ao final das 96
horas, além disso, a fase de tulipa e desintegração dos organismos que foi observada nos
testes ocorreu logo nas primeiras 24 horas, não havendo um aumento na mortalidade
dos organismos até o final dos experimentos, o que indica uma diminuição ou perda de
toxicidade da solução-teste de sulfeto de sódio.
Em princípio, o sulfeto pode ser oxidado biologicamente a sulfato por meio da
oxidação aeróbia, da oxidação por organismos desnitrificantes e da oxidação por
bactérias fotossintéticas (BUISMAN et al., 1989). O mecanismo de oxidação química
(reação espontânea) de compostos reduzidos de enxofre também pode ser verificado,
2
Disponível em <http://www.cetesb.sp.gov.br>. Acesso em: 03 mai. 2006.
58
desde que o oxigênio molecular esteja disponível (BROCK et al., 1984). O processo
biológico de oxidação de sulfeto foi investigado por Buisman et al. (1989), os quais
utilizaram uma solução de sulfeto de sódio como fonte doadora de elétrons, verificando
que o enxofre elementar e o sulfato foram os principais produtos formados.
Assim, neste trabalho, é possível presumir que durante a realização dos testes de
toxicidade, o sulfeto de sódio tenha sofrido oxidação, sendo transformado em sulfato, o
qual não é tóxico. Tal fato explica a diminuição dos efeitos tóxicos do sulfeto de sódio
sobre as hidras no período de 96 horas dos experimentos, ou seja, os efeitos tóxicos
desta substância sobre H. viridissima poderiam ser maiores do que os observados nos
testes realizados no presente estudo. Se fosse determinado o quanto de sulfeto de sódio
foi oxidado a sulfato, provavelmente o valor médio da CL
50
-96h encontrado para esta
espécie (21,92 mg/L), seria menor. Além disso, a volatilização do sulfeto de sódio
durante a realização dos testes também pode ter contribuído para a diminuição da
toxicidade desta substância sobre as hidras. Uma alternativa a ser testada é a realização
dos testes em sistema de fluxo contínuo.
Em relação aos testes de toxicidade realizados com H. viridissima, utilizando-se
as amostras ambientais de água e sedimento, verificou-se que as amostras dos
reservatórios do Lobo, de Barra Bonita e de Promissão não apresentaram toxicidade
para esta espécie, enquanto que a amostra de sedimento do reservatório de Rasgão foi
muito tóxica às hidras, sendo que todos os organismos se desintegraram já nas primeiras
24 horas de exposição.
Rodgher (2001), ao estudar os reservatórios em cascata do médio e baixo rio
Tiête, analisou a toxicidade aguda e crônica de amostras de água e sedimento para as
espécies Daphnia similis e Ceriodaphnia dubia, respectivamente. Dentre os
reservatórios estudados, a autora obteve que as amostras de água e sedimento do
reservatório de Barra Bonita não apresentaram toxicidade aguda para D. similis,
enquanto que apresentaram toxicidade crônica para C. dubia. Já as amostras de água e
sedimento do reservatório de Promissão apresentaram toxicidade aguda para D. similis e
toxicidade crônica para C. dubia.
Almeida (2002), ao avaliar a toxicidade crônica de amostras de sedimento dos
reservatórios de Rasgão, Billings, Barra Bonita, Bariri, Promissão e Pedro Beicht,
utilizando o organismo-teste Chironomus xanthus, verificou que os testes realizados
com o sedimento do reservatório de Rasgão resultaram nos maiores percentuais de
mortalidade destes organismos, seguidos do sedimento dos demais reservatórios
59
(Billings, Barra Bonita e Bariri), sendo que para os dois últimos (Promissão e Pedro
Beicht) os sedimentos não foram considerados tóxicos para C. xanthus.
Segundo Silvério (2003), em testes de toxicidade realizados com as espécies
Hyalella azteca, Chironomus xanthus e Vibrio fisheri, amostras de sedimento do
reservatório de Barra Bonita não apresentaram toxicidade para C. xanthus, enquanto que
foram tóxicas para H. azteca e V. fisheri. Já as amostras de sedimento do reservatório de
Rasgão foram tóxicas para as três espécies, enquanto que as amostras de sedimento do
reservatório de Promissão, em testes de toxicidade com H. azteca, não apresentaram
toxicidade para esta espécie.
Estudos realizados no âmbito do Projeto QualiSed (Bases Técnicas de Critério
de Qualidade de Sedimentos – CQS – Experimentos de Campo e Laboratório),
utilizando os organismos-teste Hyalella azteca, Ceriodaphnia dubia, Chironomus
xanthus e Vibrio fisheri, mostraram que o sedimento do reservatório de Rasgão também
apresentou toxicidade para estas espécies (BOTTA-PASCHOAL, 2002).
Em resultados obtidos por Botta-Paschoal (2002) em um estudo de TIE
(Toxicity Identification and Evaluation) com amostras de sedimento do reservatório de
Rasgão, confirmou-se que a amônia, juntamente com compostos ácidos voláteis (sulfeto
de hidrogênio) e compostos orgânicos não iônicos, foram os responsáveis pela
toxicidade detectada em testes realizados para Vibrio fisheri e Ceriodaphnia dubia com
o sedimento deste reservatório.
Segundo Mozeto (2001), as principais fontes de contaminação do reservatório de
Rasgão provêm de esgotos domésticos e industriais. De acordo com a CETESB (2006),
a qualidade da água no ponto de monitoramento deste reservatório, permaneceu durante
o ano de 2005, com qualidade variando entre ruim e péssima. A degradação da matéria
orgânica proveniente principalmente dos esgotos domésticos não tratados, ou
inadequadamente tratados, tem contribuído de forma significativa para o aumento das
concentrações de amônia e ácido sulfídrico nos ambientes aquáticos, especialmente nos
sedimentos (BOTTA-PASCHOAL, 2002).
60
7. CONCLUSÕES
O cultivo e a manutenção em laboratório da espécie nativa H. viridissima é
viável e de baixo custo.
A taxa de crescimento populacional desta espécie foi satisfatória, uma vez que
foi obtido um bom desempenho nas condições testadas, as quais viabilizaram a
produção de quantidades suficientes de organismos para a realização dos testes de
toxicidade.
A taxa de crescimento individual encontrada para H. viridissima foi
relativamente alta (43%), sendo que esta espécie apresentou um curto tempo de geração.
H. viridissima é mais sensível ao dicromato de potássio do que algumas espécies
que já são amplamente utilizadas em estudos ecotoxicológicos em águas doces, sendo
inclusive mais sensível que H. attenuata.
Apesar de ser mais resistente ao dicromato de potássio que os cladóceros e
outros microcrustáceos, esta espécie é adequada para estudos ecotoxicológicos, pois
responde por meio de modificações morfológicas graduais sob condições de progressiva
toxicidade, evidenciando concentrações sub-letais de uma substância tóxica ou amostra
ambiental. É também interessante como organismo-teste por pertencer a um nível
trófico diferente daquele da maioria dos organismos-teste rotineiramente utilizados.
Nos testes de toxicidade com sulfeto de sódio observou-se que esta substância
não causou uma toxicidade progressiva nas hidras durante o período de realização dos
testes, indicando a diminuição ou perda de toxicidade da solução-teste.
As amostras de água e de sedimento dos reservatórios do Lobo, de Barra Bonita
e de Promissão, não apresentaram toxicidade para H. viridissima, enquanto que a
amostra de sedimento do reservatório de Rasgão foi muito tóxica às hidras.
61
Conclui-se, portanto, que esta espécie apresenta características importantes para
seu uso em testes de toxicidade, sendo um potencial organismo-teste em estudos
ecotoxicológicos. Sua padronização como organismo-teste dependerá, no entanto, de
seu desempenho em relação a um maior número de substâncias tóxicas e a amostras
ambientais.
62
8. PERSPECTIVAS FUTURAS
9 Apesar de H. viridissima ter apresentado um bom desempenho nas condições
de cultivo testadas no presente estudo, disponibilizando quantidades
suficientes de organismos para a realização dos estudos ecotoxicológicos,
testes com diferentes tipos e quantidades de alimento podem ser realizados
para se verificar a preferência alimentar desta espécie e também qual
tratamento alimentar possibilitará as melhores condições de cultivo para os
organismos e, portanto, as maiores taxas de crescimento populacional.
9 Em relação aos testes de toxicidade realizados com a substância sulfeto de
sódio, uma alternativa seria a realização dos testes de toxicidade em sistema
de fluxo contínuo, a fim de se verificar a real toxicidade desta substância
sobre as hidras, uma vez que nos testes de toxicidade estáticos, realizados no
presente estudo, observou-se uma perda ou diminuição da toxicidade do
sulfeto de sódio sobre H. viridissima.
63
9. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ABNT – ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 12713.
Ecotoxicologia aquática – Toxicidade aguda – Método de ensaio com Daphnia
spp (Cladocera, Crustácea). 2004a.
______. NBR 15088. Ecotoxicologia aquática – Toxicidade aguda – Método de
ensaio com peixes. 2004b.
______. NBR 13373. Ecotoxicologia aquática – Toxicidade crônica – Método de
ensaio com Ceriodaphnia spp (Cladocera, Crustácea). 2005.
______. NBR 15350. Ecotoxicologia aquática - Toxicidade crônica de curta
duração - Método de ensaio com ouriço-do-mar (Echinodermata:
Echinoidea). 2006.
ADAMS, W. J. Aquatic toxicology testing methods, pp. 25-46. In: HOFFMAN, D.J. et
al. (eds.). Handbook of Ecotoxicology. Boca Raton, Lewis Publishers, 1995. p.
25-46.
AGUILAR, J. F. et al. Estratégias para avaliação da toxicidade da água de
abastecimento público do município de Piracicaba através de bioensaios.
Anais 32 ASSEMAE, Rio de Janeiro, Hotel Glória. 2002. p. 38-42.
ALMEIDA, C. A. Estudo ecotoxicológico do sedimento de represas do Rio Tietê
com o organismo-teste bentônico Chironomus xanthus Rempel (Insecta:
Diptera). Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos,
Universidade de São Paulo, 2002. 119 p.
ARGENTON, E. C. Limnologia, balneabilidade e impactos ambientais: uma análise
temporal e espacial na represa do Lobo (Broa), Itirapina/Brotas – SP.
Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de
São Paulo, São Carlos, 2004.
BARBOSA, R. M. Avaliação do impacto de lodos de estações de tratamento de
água à biota aquática através de estudos ecotoxicológicos. Tese (Doutorado),
Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São Carlos,
2000. 200 p.
64
BARBOUR, M. T.; GRAVES, C. G.; MCCULLOCH, W. L. Evaluation of the intrinsic
rate of increase as an endpoint for Ceriodaphnia chronic tests. In: SUTER, G. W.;
LEWIS, M. A. (eds.). Aquatic Toxicology and Environmental Fate.
Philadelphia: ASTM, 1989. p. 273-288.
BAUDO, R. Ecotoxicological testing with Daphnia. In: PETERS, R. H.; DE
BERNARDI, R. (eds). Daphnia. Memorie Dell Instituto Italiano Di
Idrobiologia. Dr. Marco de Marchi, Consiglio Nazionale Delle Ricerche,
Verbania, Pallanza, 1987. v. 45, p. 461-482.
BEACH, M. J.; PASCOE, D. The role of Hydra vulgaris (Pallas) in assessing the
toxicity of freshwater pollutants. Water Res. 1998. v. 32, p. 101–106.
BLAISE, C.; KUSUI, T. Acute toxicity assessment of industrial effluents with a
microplate-based Hydra attenuata assay. Environ. Toxicol. Water. Qual. 1997.
v. 12, p 53-60.
BOHRER, M. B. C. Biomonitoramento das lagoas de tratamento terciário do
Sistema de Tratamentos dos Efluentes Líquidos Industriais (SITEL) do Pólo
Petroquímico do Sul, Triunfo, RS, através da comunidade zooplanctônica.
Tese (Doutorado), Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 1995. 469 p.
BOSCH, T. C.; DAVID, C. N. Growth regulation in Hydra: Relationship between
epithelial cell cycle length and growth rate. Dev. Biol. 1984. v. 104, p. 161-171.
BOSSERT, P.; DUNN, K. W. Regulation of intracellular algae by various strains of the
symbiotic Hydra viridissima. J. Cell. Sci. 1986. v. 85, p. 187-195.
BOTTA-PASCHOAL, C. M. R. Avaliação ecotoxicológica de sedimentos em
reservatórios da Bacia do Rio Tietê, SP, com ênfase na aplicação do estudo
de AIT – Avaliação e Identificação da Toxicidade. Tese (Doutorado), Escola
de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São Carlos, 2002.146
p.
BRASIL. Ministério do Meio Ambiente, Conselho Nacional do Meio Ambiente –
CONAMA. Resolução n
o
. 344, de 25 de março de 2004. Estabelece as diretrizes
gerais e os procedimentos mínimos para a avaliação do material a ser dragado em
águas jurisdicionais brasileiras, e dá outras providências. Diário Oficial da
União, Brasília, DF, 07 de maio de 2004.
65
______. Resolução n
o
. 357, de 17 de março de 2005. Dispõe sobre a classificação dos
corpos de água e diretrizes ambientais para o seu enquadramento, bem como
estabelece as condições e padrões de lançamento de efluentes, e dá outras
providências. Diário Oficial da União, Brasília, DF, 18 de março de 2005.
BROCK, T. D.; SMITH, D. W.; MADIGAN, M. T. Biology of microorganisms. 4
th
edition. Prentice Hall Inc., Englewood Cliffs, New Jersey, 1984. 848 p.
BUIKEMA, A. L. Jr; CAIRNS, J. Jr; SULLIVAN, G. W. Evaluation of Philodina
acuticornis (Rotifera) as a bioassay organism for heavy metals. Water Resources
Bulletin. 1974. v. 10, n. 4, p. 648-661.
BUIKEMA, A. L. Jr; NIEDERLEHNER, B. R.; CAIRNS, J. Jr. Biological monitoring.
Part IV, Toxicity testing. Water Resource. 1982. v. 16, p. 239-262.
BUISMAN, C. et al. Biotechnological process for sulphide removal with sulphur
reclamation. Acta Biotechnologica. 1989. v. 9, n. 3, p. 255-267.
BUISMAN, C. et al. Biotechnological sulphide removal from effluents. Water. Sci.
Technol., for Ind. Wastewater. 1991. v. 24, n. 3/4, p. 347-356.
CAIRNS, J. Jr. The myth of the most sensitive species. Bioscience. 1986. v. 36, p. 670-
672.
CAIRNS, J. Jr.; PRATT, Jr. The scientific basis of bioassays. In: MUNAWAR, M. et al.
(eds.). Environmental Bioassay Techniques and their Application. 1990. p. 5-
20.
CAIRNS, J. Jr. Environmental science and resource management in the 21
st
century:
scientific perspective. Environmental Toxicology and Chemistry. 1993. v. 12,
p. 1321-1329.
CESP - COMPANHIA ENERGÉTICA DE SÃO PAULO. Conservação e manejo nos
reservatórios: limnologia, ictiologia e pesca. 1998. 163 p.
CETESB – COMPANHIA DE TECNOLOGIA E SANEAMENTO AMBIENTAL.
Água – Teste de toxicidade aguda com Daphnia similis Claus, 1876
(Cladocera, Crustacea). São Paulo. Norma técnica L5 018. 1991a. 33 p.
66
______. Avaliação da toxicidade crônica utilizando Ceriodaphnia dubia Richard,
1864 (Cladocera, Crustacea). São Paulo. 1991b.
______. Bioensaios microbianos aplicados no controle de contaminantes tóxicos
ambientais. São Paulo. 1992a. 76 p.
______. Métodos de avaliação de toxicidade de poluentes a organismos aquáticos.
São Paulo. 1992b.
______. Relatório de qualidade das águas interiores do Estado de São Paulo. São
Paulo. 1996. 285 p.
______. Relatório de qualidade das águas interiores do Estado de São Paulo 2000.
São Paulo. 2001. 219 p.
______. Relatório de qualidade das águas interiores do Estado de São Paulo 2002.
São Paulo. 2003. 269 p.
______. Relatório de qualidade das águas interiores do Estado de São Paulo 2004.
São Paulo. 2005. 297 p.
______. Relatório de qualidade das águas interiores do Estado de São Paulo 2005.
São Paulo. 2006. 488 p.
CHAPMAN, P. M. Extrapolating laboratory toxicity results to the field.
Environmental Toxicology and Chemistry. 1995. v. 14, n. 6, p. 929-930.
CONNEL, D. W.; MILLER, G. L. Chemistry and Ecotoxicology of Pollution. John
Wiley & Sons, 1984. 444 p.
CORDERO, E. H. Observaciones sobre algunas especies Sud-Americanas del género
Hydra. I. Hydra en el Nordeste del Brazil. Anais Acad. Bras. Ci. Rio de
Janeiro.1939. v. 11, n. 4, p. 335-340, fig. 1-9.
COSTA, J. B. Avaliação da adequabilidade de Kalliapseudes schubartii Mane-
Garzon, 1922 (Crustacea-Tanaidacea) como organismo-teste para utilização
em ensaios de toxicidade de sedimentos estuarinos. Rio Grande. Monografia,
Fundação Universidade do Rio Grande, 1997. 60 p.
67
______. Avaliação ecotoxicológica da água e sedimento de tributários do
reservatório de Barra Bonita (Médio Tietê Superior – SP). Dissertação
(Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São
Carlos, 2001. 281 p.
DOUGLAS, A. E. Symbiotic Interactions. Oxford University Press, Inc. 1995.
ELDER, J. F. Applicability of ambient toxicity testing to national or regional water-
quality assessment. U.S. Geological Survey Circular: 1049, Denver, 1990. 49 p.
ENVIRONMENT CANADA. Report EPS 1/RM/12. Guidance document on control
of toxicity test precision using reference toxicants. Ottawa. 1990.
ESPÍNDOLA, E. L. G.; BRIGANTE, J; DORNFELD, C. B. Estudos ecotoxicológicos
no rio Mogi-Guaçu. In: ESPÍNDOLA, E. L. G.; BRIGANTE, J. (orgs.).
Limnologia fluvial. São Carlos: Rima. 2003. p. 129-148.
FIGUEIROA, F. E. V. Avaliação econômica de ambientes naturais. O caso das
áreas alagadas. Uma proposta para a represa do Lobo (Broa), Itirapina – SP.
Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de
São Paulo, São Carlos, 1996.
FONSECA, A. L. A biologia das espécies Daphnia laevis, Ceriodaphnia similis,
(Crustacea-Cladocera) e Poecilia reticulata (Pisces, Poeciliidae) e o
comportamento destes em testes de toxicidade aquática com efluentes
industriais. Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos,
Universidade de São Paulo, São Carlos, 1991. 210 p.
______. Avaliação da qualidade da água na bacia do Rio Piracicaba através de
testes de toxicidade com invertebrados. Tese (Doutorado), Escola de
Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São Carlos, 1997. 217 p.
FONSECA, A. L.; ROCHA, O. The life-cycle of Ceriodaphnia silvestrii, Daday, 1902,
a neotropical endemic species (Crustacea, Cladocera, Daphnidae). Acta
Limnologica Brasiliensia. 2004. v. 16, n. 4, p. 319–328.
FOSSI, M. C.; SAVELLI, C.; CASINI, S. Mixed function oxidase induction in
Carcinus aestuarii. Field and experimental studies for the evaluation of
toxicological risk due to mediterranean contaminants. Comp. Biochem. Physiol.
1998. v. 121, p. 321-331.
68
FRACÁCIO, R. Utilização de bioensaios ecotoxicológicos com Danio rerio
(Cypriniformes, Cyprinidae) e análises limnológicas para a avaliação
ambiental dos reservatórios do Médio e Baixo rio Tietê (SP). Dissertação
(Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São
Carlos, 2001. 233 p.
FRANÇA, R. S. A comunidade de invertebrados bentônicos nos reservatórios de
Promissão, Nova Avanhandava e Três Irmãos (Baixo Rio Tietê - SP).
Dissertação (Mestrado), Universidade Federal de São Carlos, São Carlos, 2006.
145 p.
GOLDSTEIN, E. G. et al. Avaliação da toxicidade dos principais despejos industriais
da região de E, R, Q – Suzano, através de ensaios biológicos. Rev. Dae. 1983. v.
132, p. 42-47.
GRAYSON, R. F. The freshwater hydras of Europe, 1: a review of the European
species. Arch. Hydrobiol. 1971. v. 68, n. 3, p. 436-449.
HABETHA, M.; ANTON-ERXLEBEN, F.; NEUMANN, K.; BOSH, T. C. G. The
Hydra viridis/Chlorella simbiosis. Growth and sexual differentiation in polyps
without symbionts. Zoology. 2003. v. 106, p. 101-108.
HAMILTON, M. A.; RUSSO, R. C.; THURFTON, R. B. Trimmed Spearman-Karber
method for estimating median lethal concentration in toxicity bioassays.
Environmental Science and Technology. 1977. v. 11, n. 7, p. 714-719.
HENSHAW, P. F; SYED, M. A. Effect of tube size on performance of a fixed-film
tubular bioreactor for conversion of hydrogen sulfide to elemental sulfur. Water.
Research. 2003. v. 37, n. 8, p. 1932-1938.
HERRING, C. O. et al. Dose response studies using ethylene dibromide (EDB) in
Hydra oligactis. Bull. Environ. Contam. Toxicol. 1988. v. 40, p. 35–40.
HOLDWAY, D. A.; LOK, K.; SEMAAN, M. The acute and chronic toxicity of
cadmium and zinc to two hydra species. Environ. Toxicol. 2001. v. 16, p. 1-9.
HOLSTEIN, T. Cnidaria: Hydrozoa. In: BRAUER, A.; SCHWOERBEL, J.; ZWICK, P.
(coords.). Süsswasserfauna von Mitteleuropa. Gustav Fisher Verlag, Stuttgart,
1995. p. 1-110, fig. 1-53.
69
JARDIM, G. M. Estudos Ecotoxicológicos da água e do sedimento do rio
Corumbataí, SP. Dissertação (Mestrado), Escola Superior de Agricultura “Luiz
de Queiroz”, Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2004. 126 p.
KALAFATIC, M. et al. Effect of insecticides (Dimile WP 25, Torak EC 24 and
Gamacide 20) on hydra (Hydra vulgaris Pallas). Int. J. Dev. Biol. 1991. v. 35, p.
335-340.
KALAFATIC, M.; KOPJAR, N.; ZNIDARIC, D. The effect of chromium upon the
division of interstitial cells and asexual reproduction of Hydra vulgaris Pallas
species. Period. Biol. 1997. v. 99, n. 1, p. 149–150.
KALAFATIC, M. et al. Effects of ciprofloxacin on green hydra and endosymbiotic
alga. Period. Biol. 2001. v. 103, n. 3, p. 267-272.
KARNTANUT, W.; PASCOE, D. A comparison of methods for measuring acute
toxicity to Hydra vulgaris. Chemosphere. 2000. v. 41, p. 1543–1548.
______. The toxicity of copper, cadmium and zinc to four different Hydra (Cnidaria:
Hydrozoa). Chemosphere. 2002. v. 47, p. 1059–1064.
KELTY, M. O.; COOK, C. B. Survival during starvation of symbiotic, aposymbiotic,
and non-symbiotic Hydra. In: MACKIE, G. O. (ed.). Coelenterate Ecology and
Behavior. Plenum Press, New York. 1976. p. 409–414.
KOPJAR, N.; KALAFATIC, M.; ZNIDARIC, D. Combined effect of Gamacide 20 and
UV irradiation on green Hydra (Hydra viridissima Pallas). Biol. (Bratislava).
1994. v. 49, n. 3, p. 371–375.
KOVACEVIC et al. The effect of chloramphenicol on the symbiosis between alga and
hydra. Biologia, Bratislava. 2001. v. 56, n. 6, p. 605-610.
KREBS, C. J. Ecologia. Análisis experimental de la distribuición y abundancia. 3.ed.
Madrid:Ediciones Pirámide. 1986. 172p.
LEE, D. R. Reference toxicants in quality control of aquatic bioassays. In: BUIKEMA,
A. L. Jr.; CAIRNS, J. Jr. (eds.). Aquatic invertebrate bioassays. ASTM STP
715. American Society for Testing and Materials. 1980. p. 188-189.
70
LENHOFF, H. M.; MUSCATINE, L. On the role of algae symbiotic with Hydra.
Science. 1963. v. 142, p. 956–958.
LEVIN, S. A. et al. (eds.). Ecotoxicology: problems and approaches. Springer –
Verlag, New York. 1989.
MARGALEF, R. Ecologia. Barcelona: Editora Ômega. 1974. 951 p.
MELETTI, P. C. Avaliação da degradação ambiental por meio de testes de
toxicidade com sedimento e de análises histopatológicas em peixes. Tese
(Doutorado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo,
São Carlos, 2003. 209 p.
MITCHELL, F. M.; HOLDWAY, D. A. The acute and chronic toxicity of the
dispersants Corexit 9527 and 9500, water accommodation fraction (WAF) of
crude oil, and dispersant enhanced WAF (DEWAF) to Hydra viridissima (Green
Hydra). Water Res. 2000. v. 34, n. 1, p. 343–348.
MOORE, J. W.; RAMAMOORTHY, S. Heavy metals in natural waters applied
monitoring and impact assessment. New York: Springer-Verlag. 1984. 279p.
MOTHEO, D. F. Estudo limnológico na represa Carlos Botelho (Itirapina/Brotas -
SP) : uma reavaliação comparativa do sistema Lobo-Broa. Dissertação
(Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, São
Carlos, 2005. 104 p.
MOZETO, A. A. Bases técnicas de critérios de qualidade de sedimentos (CQS):
Experimentos de campo e laboratório. (Relatório I – FAPESP/Processo nº
98/12177-0). 2001. p. 25-50.
MÜLLER, H. Acute toxicity of potassium dichromate to Daphnia magna as a function
of the water quality. Bull. Environm. Contam. Toxicol. 1980. v. 25, p. 113-117.
MUSCATINE, L. Symbiosis of Hydra and algae. III Extracellular products of the algae.
Comp. Biochem. Physiol. 1965. v. 16, p. 77–92.
______. Endosymbiosis of cnidarians and algae. In: LENHOFF, H. M.; MUSCATINE,
L. (eds.). Coelenterate Biology: Reviews and New Perspectives. Academic
Press, New York, 1974. p. 359–395.
71
NASCIMENTO, V. M. C. Curvas de crescimento de Moina micrura Kurtz, 1874 e
Ceriodaphnia silvestrii criadas em laboratório. B. Téc. CEPTA, Pirassununga.
1989. v. 2, p. 53-59.
NIKOLSKI, G. V. The ecology of fishes. Academic Press. London and New York.
1963. 351p.
ODUM, E. P. Ecologia. Ed. Guanabara Koogan S. A. Rio de Janeiro, 1988. 434 p.
PARDOS, M. et al. Acute toxicity assessment of Polish (waste) water with a
microplate-based Hydra attenuata assay: a comparison with the Microtox® test.
The Science of the Total Environment. 1999. v. 243/244, p. 141-148.
PARDOS, M. et al. Water ecotoxicity studies in Cracow (Poland) using Hydra
attenuata, Selenastrum capricornutum and Microtox® toxicity tests. Lakes &
Reservoirs: Research and Management. 2000. v. 5, n. 2, p 75-81.
PENNAK, R. W. Freshwater Invertebrates of the United States. The Ronald Press
Company, N. Y., 1953. cap. 4, p 98-113.
PEREIRA, R. H. G. Análise da distribuição, densidade e diversidade de Copepoda
Calanoida e Cyclopoida nos reservatórios e tributários do Médio e Baixo rio
Tietê e sua relação com as características limnológicas do sistema. Tese
(Doutorado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo,
São Carlos, 2003. 287 p.
PERET, A. C. Aspectos da influência da densidade populacional em cultivo
intensivo com curimatã-comum Prochilodus cearensis Steindachner
(Characidae, Prochilodinae). Dissertação (Mestrado), Universidade Federal de
São Carlos, São Carlos, 1980. 87 p.
PERSOONE, G.; JANSSEN, C. R. Freshwater invertebrate toxicity tests. In:
CALLOW, P. (ed). Handbook of Ecotoxicology. 1995. cap 4, p. 51-65.
PETERS, G. T. et al. The acute and chronic toxicity of hexahydro-1,3,5-trinitro- 1,3,5
triazine (RDX) to three freshwater invertebrates. Environ. Toxicol. Chem. 1991.
v. 10, p. 1073–1081.
72
POLLINO, C. A.; HOLDWAY, D. A. Potential of two hydra species as standard
toxicity test animals. Ecotoxicology and Environmental Safety. 1999. v. 43, p.
309-316.
RAND, G. M.; PETROCELLI, S. R. (eds.). Fundamentals of aquatic toxicology:
methods and applications. Washington USA, Hemisphere Publishing, 1985. 666
p.
RAND, G. M.; WELL, P. G.; McCARTY, L. S. Introduction to aquatic toxicology. In:
RAND, G. M. (ed.). Fundamentals of aquatic toxicology. 2
nd
. edition, Effects,
environmental fate, and risk assessment. Taylor & Francis. 1995.
ROCHA, O.; SIPAÚBA-TAVARES, L. H. Cultivo em larga escala de organismos
planctônicos para alimentação de larvas e alevinos de peixes: II – organismos
zooplanctônicos. Biotemas. 1994. v. 7, p. 94-109.
RODGHER, S. Estudos ecotoxicológicos e limnológicos nos reservatórios em
cascata do médio e baixo rio Tiête: uma análise espacial e temporal.
Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de
São Paulo, São Carlos, 2001. 213 p.
ROFFMAN, B.; LENHOFF, H. M. Formation of polysaccharides by Hydra from
substrates produced by their endosymbiotic algae. Nature. 1969. v. 221, p. 381–
382.
RUPPERT, E. E.; BARNES, R. D. Zoologia dos Invertebrados. 6
a
ed. São Paulo,
Editora Roca Ltda, 1996.cap.4, p 96-170.
SANTOS, M. A. P. F.; MELÃO, M. G. G.; LOMBARDI, A. T. Life history responses
of Ceriodaphnia silvestrii Daday (Crustacea, Cladocera) to variation in food
source, culture medium, hardness and presence of humic substances. Acta
Limnologica Brasiliensis. 2005. No prelo.
SCHLENZ, E. Coelenterata. In: HURLBERT, S. H.; RODRIGUEZ, G.; SANTOS, N.
D. (eds.). Aquatic biota of Tropical South America, 2: Anarthropoda. San
Diego State University, 1981. p. 96-97.
SILVEIRA, F. L.; SCHLENZ, E. Cnidários. In: ISMAEL, D. et al. (eds.).
Invertebrados de Água Doce. ed. S. Paulo/SP: FAPESP, 1999. v.4, p. 13-15.
73
SILVEIRA, F. L.; GOMES, C. S.; SILVA, Z. de S. New species of Hydra Linnaeus,
1758 (Cnidaria, Hydrozoa) from southeastern Brazil. Boletim do Museu
Nacional, Zoologia. 1997. v. 373, p. 1-15.
SILVÉRIO, P. F. Bases técnico-científicas para a derivação de valores-guias de
qualidade de sedimentos para metais: experimentos de campo e laboratório.
Tese (Doutorado), Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São
Paulo, São Carlos, 2003. 145 p.
SIPAÚBA-TAVARES, L. H. Utilização do plâncton na alimentação de larvas e
alevinos de peixes. Dissertação (Mestrado), Universidade Federal de São Carlos,
São Carlos, 1988. 191 p.
SIPAÚBA-TAVARES, L. H.; BACHION, M. A.. Population growth and development
of two species of Cladocera, Moina micrura and Diaphanosoma birgei, in
laboratory. Braz. J. Biol. 2002. v. 62, p. 701-711.
SLOBODKIN, L. B. et al. A review of some physiological and evolutionary aspects of
body size and bud size of Hydra. Hydrobiologia. 1991. v. 216/217, p. 377-382.
SUGIYAMA, T.; FUJISAWA, T. Genetic analysis of developmental mechanisms in
Hydra VII. Statistical analyses of developmental-morphological characters and
cellular compositions. Develop., Growth and Differ. 1979. v. 21, n. 4, p. 361-
375.
SURIANI, A. L. A estrutura da comunidade de macro-invertebrados bentônicos
em três represas do médio rio Tietê (SP), com ênfase nas espécies exóticas
Melanoides tuberculata (Gastropoda, Thiaridae) e Corbicula fluminea
(Bivalvia, Corbiculidae). Dissertação (Mestrado), Universidade Federal de São
Carlos, São Carlos, 2006. 146 p.
SVENSON, A.; VIKTOR, T.; REMBERGER, M. Toxicity of elemental sulfur in
sediments. Environ. Toxicol. Water. Qual. 1998. v. 13, p. 217-224.
TAYLOR, E. J. et al. Effects of Lindane on the predator–prey interaction between
Hydra oligactis Pallas and Daphnia magna Strauss. Arch. Environ. Contam.
Toxicol. 1995. v. 29, p. 291– 296.
THORP, J. H.; COVICH, A. P. Ecology and Classification of North American
freshwater invertebrates. Academic Press, New York. 1991. 911p.
74
TROTTIER, S. et al. Acute toxicity assessment of aqueous samples using a microplate–
based Hydra attenuata assay. Environm. Toxicol. Water. Qual. 1997. v. 12, p.
265-271.
TUNDISI, J. G. (ed.). Planejamento e gerenciamento de lagos e reservatórios: uma
abordagem integrada ao problema da eutrofização. Série Publicações Técnica
(11P). UNEP- International Environmental Technology Centre, Osaka, Shiga.
Rima editora. 2001. 385 p.
TUNDISI, J. G.; MATSUMURA-TUNDISI, T.; RODRIGUES, S. L. Gerenciamento e
recuperação das bacias hidrográficas dos rios Itaqueri e do Horto/Itaqueri e
da UHE Carlos Botelho (Horto/Itaqueri-Broa). IIE, IIEGA. 2003.
USEPA – UNITED STATES ENVIRONMENTAL PROTECTION AGENCY.
Ambient aquatic life water quality criteria for chromium. Cincinnati, Ohio,
1984. 107 p.
______. USEPA/600/4 – 85/014. Short-term methods for estimating the chronic
toxicity of effluents and receiving waters to freshwater organisms. Cincinnati,
Ohio, 1985. 162 p.
______. USEPA/600/4-89/001. Short-term methods for estimating the cronic
toxicity of effluents and receiving waters to freshwater organisms. 2
nd
. ed.,
Cincinnati, Ohio, 1989.
______. USEPA/600/R-94/024. Methods for measuring the toxicity and
bioaccumulation of sediment associated contaminants with freshwater
invertebrates. Washington, D.C., 1994. 133 p.
VIJVERBERG ,J.; KOELEWIJN, H. P. Effect of temperature on development and
growth of the raptorial cladoceran Leptodora kindtii under laboratory conditions.
Fresh. Biol. 2004. v. 49, p.1415-1422.
WANG, F.; CHAPMAN, P. M. Biological implications of sulfide in sediment – a
review focusing on sediment toxicity. Environmental Toxicology and
Chemistry. 1999. v. 18, n. 11, p. 2526-2532.
WHARFE, J. R.; TINSLEY, D. The toxicity-based consent and the wider application of
direct toxicity assessment to protect aquatic life. J. CIWEM, 1995. v. 9, p. 526-
530.
75
WOLLE, L. C. Hydra intermedia sp. nov. and notes on Chlorohydra viridissima
(Pallas) (Cnidaria). Bolm. Zool. Univ. S. Paulo. 1978. v. 3, p. 143-152, pl. 1-3,
fig 1-11, tab. 1-2.
ZAGATTO, P. A. Sensibilidade de Daphnia similis: controle de qualidade de culturas.
Ambiente. 1988. v. 2, n. 2. p. 79- 83.
ZAMBONI, A. J. Avaliação da qualidade de água e sedimentos do canal de São
Sebastião, por meio de testes de toxicidade com Litechinus variegatus
(Echinodermata-Echinoidea) Dissertação (Mestrado), Escola de Engenharia de
São Carlos, Universidade de São Paulo, São Carlos, 1993. 149 p.
ZNIDARIC, D.; KALAFATIC, M.; KOPJAR, N. The survival of Hydra oligactis Pallas
in unpleasant conditions. Z. Angew. Zool. 1996. v. 81, n. 2, p. 157–163.
76
ANEXO A – Preparação da água reconstituída (ABNT – NBR 12713, 2004).
77
A água reconstituída caracteriza-se por possuir pH entre 7,0 e 7,6, e dureza total
entre 40 mg CaCO
3
/L e 48 mg CaCO
3
/L.
Para o preparo da água reconstituída são utilizadas duas soluções, nas seguintes
proporções:
solução 1 20 mL
solução 2 10 mL
água deionizada ou destilada 970 mL
As soluções 1 e 2 são preparadas da seguinte maneira:
Solução 1: sulfato de cálcio (CaSO
4
. 2H
2
O) 1,5 g
água destilada 1000 mL
Solução 2: cloreto de potássio (KCl) 0,2 g
bicarbonato de sódio (NaHCO
3
) 4,8 g
sulfato de magnésio (MgSO
4
. 7H
2
O) 6,1 g
água destilada 1000 mL
As soluções 1 e 2 devem ser preparadas em balões volumétricos e estocadas ao
abrigo da luz.
Após o preparo da água reconstituída, introduz-se a aeração durante pelo menos
24 horas, para a solubilização total dos sais, saturação do oxigênio dissolvido e
estabilização do pH.
Se o pH estiver abaixo de 7,0 ou acima de 7,6 deverá ser ajustado com
acréscimo de hidróxido de sódio (NaOH) 1N ou ácido clorídrico (HCl) 1N,
respectivamente.
Caso a dureza da água seja inferior a 40 mg CaCO
3
/L, deve-se calcular o volume
da solução 1 e da solução 2 a ser adicionado. Para cada miligrama de dureza a ser
aumentado deve ser acrescentado 0,5 mL da solução 1 e 0,25 mL da solução 2.
Avolumar para 1000 mL. Se a dureza da água for superior a 48 mg CaCO
3
/L deve-se
adicionar água destilada.
78
ANEXO B – Preparação do meio de cultivo para hidras (TROTTIER et al., 1997).
79
Para o preparo do meio de cultivo das hidras, segundo Trottier et al. (1997), são
utilizados os seguintes compostos:
- Cloreto de Cálcio. CaCl
2
. 2H
2
O 2,94 g
- N-tris (hidroximetil) metil 1-2 aminoetanosulfônico. Buffer TES 2,2 g
- Ácido Etilenediamiatetracetico, EDTA 0,080 g
- Água destilada 20 L
Os compostos devem ser dissolvidos em 1 L de água. Deve-se colocar a solução
em um recipiente “Carboy” de Polipropileno e adicionar mais 19 L de água. A solução
deve ser ajustada a um pH de 7,0 ± 0,1 com NaOH 1N e armazenada em temperatura
ambiente (20 ± 2 °C).
80
APÊNDICE A – Valores do crescimento populacional de Hydra viridissima.
81
Crescimento populacional
Tabela 1A – Número de indivíduos da espécie Hydra viridissima, cultivados em condições
laboratoriais, em um período de 65 dias.
Número de indivíduos em cada repetição Tempo
(dias)
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 Média
0
3 3 3 3 3 3 3 3 3 3
3
2
3 4 5 5 5 5 4 5 3 4
4,3
5
3 4 8 9 10 7 9 10 4 5
6,9
7
6 5 13 9 15 8 12 12 5 5
9
9
6 7 20 15 16 8 13 19 6 6
11,6
12
8 8 26 17 21 12 16 23 6 9
14,6
15
13 8 33 18 26 12 19 28 6 12
17,5
21
20 11 33 18 34 12 21 32 8 14
20,3
26
20 13 36 18 34 12 22 32 8 14
20,9
28
19 13 36 18 34 12 22 32 9 14
20,9
30
19 15 38 19 42 12 26 32 9 14
22,6
33
19 21 40 20 45 12 36 33 12 15
25,3
35
19 28 40 23 47 12 36 34 12 16
26,7
37
26 40 41 28 53 19 36 38 20 20
32,1
41
28 70 62 39 60 27 36 56 27 31
43,6
44
30 83 65 46 61 35 37 59 30 39
48,5
47
38 83 71 54 69 46 37 64 40 49
55,1
49
38 88 71 54 69 46 37 64 50 49
56,6
51
38 88 80 57 70 46 37 64 51 51
58,2
55
58 92 99 77 82 53 38 74 83 72
72,8
58
63 104 119 86 90 57 43 76 99 80
81,7
61
76 143 138 106 96 82 55 93 128 108
102,5
64
79 144 138 106 99 89 59 96 137 116
106,3
65
81 145 140 110 102 93 60 99 141 120
109,1
82
APÊNDICE B – Valores do crescimento individual de Hydra viridissima.
83
Crescimento Individual
Tabela 1B - Valores de comprimento (mm) dos indivíduos da espécie Hydra viridissima
cultivados em condições laboratoriais, desde o momento em que se soltaram da hidra-mãe (dia
1) até o momento em que começaram a desenvolver um broto.
Comprimento (mm) dos indivíduos em cada repetição
Tempo
(dias)
1 2 3 4 5 6 7
1
1,2 1,2 1,2 0,8 1,2 2,0 0,8
2
1,2 2,0 2,0 2,4 1,6 2,4
a
1,2
3
1,6 2,0
a
2,0 2,52 1,8 - 1,4
4
1,8 - 2,0 2,8 1,8 - 1,6
5
1,8
a
- 2,0 2,8 2,4 - 2,0
a
6
- - 2,0
a
2,8 2,4 - -
7
- - - 3,0
a
2,4
a
- -
a
Dia em que a hidra começou a desenvolver um broto.
Tabela 2B - Valores dos diâmetros (mm) dos indivíduos da espécie Hydra viridissima
cultivados em condições laboratoriais, desde o momento em que se soltaram da hidra-mãe (dia
1) até o momento em que começaram a desenvolver um broto.
Diâmetro (mm) dos indivíduos em cada repetição
Tempo
(dias)
1 2 3 4 5 6 7
1
0,08 0,12 0,08 0,08 0,08 0,12 0,08
2
0,08 0,12 0,12 0,08 0,08 0,12
a
0,12
3
0,08 0,12
a
0,12 0,08 0,08 - 0,12
4
0,12 - 0,12 0,08 0,08 - 0,16
5
0,12
a
- 0,12 0,08 0,08 - 0,16
a
6
- - 0,12
a
0,12 0,08 - -
7
- - - 0,12
a
0,08
a
- -
a
Dia em que a hidra começou a desenvolver um broto.
84
Tabela 3B - Valores de comprimento (mm) dos brotos da espécie Hydra viridissima cultivados
em condições laboratoriais, desde o momento em que começaram a nascer (dia 1) até o
momento em que se soltaram da hidra-mãe.
Comprimento (mm) dos brotos em cada repetição Tempo
(dias)
1 2 3 4 5 6 7
1
0,12 0,2 0,16 0,4
b
0,4
b
0,4 0,3
b
2
0,8
b
0,4
b
0,6
b
- - 0,8
b
-
b
Dia em que o broto se soltou da hidra-mãe.
Tabela 4B - Valores dos diâmetros (mm) dos brotos da espécie Hydra viridissima cultivados
em condições laboratoriais, desde o momento em que começaram a nascer (dia 1) até o
momento em que se soltaram da hidra-mãe.
Diâmetro (mm) dos brotos em cada repetição
Tempo
(dias)
1 2 3 4 5 6 7
1
0,12 0,08 0,12 0,12
b
0,12
b
0,12 0,16
b
2
0,12
b
0,16
b
0,2
b
- - 0,12
b
-
b
Dia em que o broto se soltou da hidra-mãe.
85
APÊNDICE C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio.
86
Tabela 1C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 1, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 14N,2B 12N,4B 6N,10B 2N,14B 14B,1C,1T
48 h 16N 4N,12B 3N,13B 15B,1C 12B,4C 8B,8C 1B,11C,4T
72 h 16N 16B 16B 8B,8C 2B,12C,2T 1C,15T 1C,15T
96 h 16N 12B,4C 3B,13C 2C,14T 15T,1D 16D 2T,14D
Tabela 2C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 2, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 13N,3B 8N,8B 5N,11B 1N,15B 2N,14B
48 h 16N 6N,10B 1N,15B 15B,1C 15B,1C 7B,8C,1T 1B,14C,1T
72 h 16N 16B 14B,2C 7B,9C 12C,4T 16T 16T
96 h 16N 9B,7C 2B,11C,3T 16T 13T,3D 6T,10D 1T,15D
87
Tabela 3C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 3, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 14N,2B 12N,4B 5N,11B 2N,14B 13B,3C
48 h 16N 5N,11B 1N,14B,1C 1N,15B 16B 15B,1C 15B,1C
72 h 16N 16B 15B,1T 12B,4C 3B,13C 2B,7C,7T 16T
96 h 16N 15B,1C 7B,8C,1T 5C,11T 16T 16T 5T,11D
Tabela 4C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 4, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 10N,6B 7N,9B 4N,12B 12B,4C
48 h 16N 5N,11B 2N,14B 16B 15B,1C 13B,3C 15B,1C
72 h 16N 16B 15B,1C 8B,8C 16C 4C,12T 16T
96 h 16N 13B,3C 2B,13C,1T 7C,9T 16T 14T,2D 1T,15D
88
Tabela 5C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 5, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 16N 16N 10N,6B 9N,7B
48 h 16N 12N,4B 7N,9B 1N,15B 16B 15B,1C 13B,3C
72 h 16N 16B 16B 13B,3C 11B,4C,1T 6B,10C 14C,2T
96 h 16N 13B,3C 10B,6C 4B,7C,5T 1B,3C,12T 1C,14T,1D 16T
Tabela 6C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 6, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 15N,1B 15N,1B 16N 16N 12N,4B 8N,8B
48 h 16N 7N,9B 12N,4B 4N,12B 5N,11B 3N,13B 13B,3C
72 h 16N 16B 15B,1C 15B,1C 10B,6C 4B,12C 13C,3T
96 h 16N 13B,3C 6B,7C,3T 1B,6C,9T 2C,14T 16T 14T,2D
89
Tabela 7C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 7, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 16N 14N,2B 13N,3B 13N,3B
48 h 16N 14N,2B 10N,6B 8N,8B 3N,13B 15B,1T 13B,3C
72 h 16N 14N,2B 1N,13B,2C 16B 14B,2C 7B,8C,1T 4B,11C,1T
96 h 16N 8N,8B 12B,4C 12B,4C 1B,12C,3T 2C,13T,1D 16T
Tabela 8C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 8, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 10N,6B 14N,2B 11N,5B
48 h 16N 15N,1B 13N,3B 9N,7B 3N,13B 16B 15B,1C
72 h 16N 3N,13B 16B 15B,1C 10B,6C 6B,10C 1B,15C
96 h 16N 16B 12B,4C 7B,9C 6C,10T 4C,12T 16T
90
Tabela 9C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 9, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 16N 15N,1B 15N,1B 15N,1B
48 h 16N 16N 14N,2B 16N 8N,8B 4N,11B,1C 16B
72 h 16N 13N,3B 3N,13B 1N,15B 15B,1T 15B,1T 10B,6C
96 h 16N 16B 13B,3C 8B,8C 8C,8T 8C,8T 10T,6D
Tabela 10C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 10, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 15N,1B 14N,2B 15N,1B 15N,1B 11N,5B
48 h 16N 16N 11N,5B 12N,4B 7N,9B 4N,12B 16B
72 h 16N 10N,6B 16B 15B,1C 12B,3C,1T 12B,4C 6B,6C,4T
96 h 16N 4N,12B 12B,4C 8B,6C,2T 7C,9T 4C,12T 14T,2D
91
Tabela 11C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 11, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 14N,2B 15N,1B 12N,4B 11N,5B 3N,12B,1C 2N,14B
48 h 16N 11N,5B 13N,3B 6N,10B 1N,15B 3B,13C 14B,2C
72 h 16N 1N,15B 1N,15B 11B,5C 5B,7C,4T 16T 16T
96 h 16N 11B,5C 5B,11C 1B,7C,8T 1C,15T 10T,6D 16D
Tabela 12C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 12, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 11N,5B 11N,5B 12N,4B 2N,6B,8D 1N,15B
48 h 16N 15N,1B 7N,9B 3N,9B,4C 15B,1C 4B,2C,2T,8D 8C,8T
72 h 16N 1N,15B 13B,3C 9B,3C,4T 11C,5T 1C,7T,8D 16T
96 h 16N 16B 5B,7C,4T 5C,11T 1C,15T 5T,11D 16D
92
Tabela 13C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 13, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 13N,3B 15N,1B 12N,4B 10N,6B 7N,9B 5N,11B
48 h 16N 9N,7B 4N,12B 16B 16B 13B,3C 4B,12C
72 h 16N 16B 16B 15B,1C 9B,7C 12C,4T 3C,13T
96 h 16N 16B 14B,2C 12B,3C,1T 1B,10C,5T 4C,12T 15T,1D
Tabela 14C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 14, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 12N,4B 14N,2B 13N,3B 8N,8B 2N,14B 1N,15B
48 h 16N 7N,9B 1N,15B 16B 15B,1C 7B,9C 9B,7C
72 h 16N 15B,1C 13B,3C 12B,4C 3B,12C,1T 13C,3T 6C,10T
96 h 16N 15B,1C 9B,7C 3B,8C,5T 5C,11T 1C,15T 15T,1D
93
Tabela 15C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 15, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 11N,5B 12N,4B 7N,9B
48 h 16N 16N 15N,1B 12N,4B 6N,9B,1C 1N,12B,3C 8B,8C
72 h 16N 16B 15B,1C 11B,5C 16C 8C,8T 16T
96 h 16N 12B,4C 3B,10C,3T 6C,10T 1C,15T 16T 9T,7D
Tabela 16C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 16, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 14N,2B 14N,2B 14N,2B
48 h 16N 13N,3B 12N,4B 5N,11B 3N,13B 2N,13B,1C 1B,15C
72 h 16N 1N,15B 16B 7B,9C 15C,1T 16T 16T
96 h 16N 10B,6C 5B,11C 4C,12T 1C,15T 16T 7T,9D
94
Tabela 17C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 17, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 14N,2B 14N,2B 16N 7N,9B 3N,13B 4N,12B
48 h 16N 13N,3B 8N,7B,1C 13B,3C 8B,8C 3B,13C 5B,11C
72 h 16N 15B,1C 10B,6C 1B,14C,1T 9C,7T 6C,10T 2C,14T
96 h 16N 4B,12C 6C,10T 2C,14T 16T 16T 13T,3D
Tabela 18C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 18, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 15N,1B 15N,1B 11N,5B 6N,10B 2N,14B 2N,14T
48 h 16N 2N,14B 1N,15B 14B,2C 12B,4C 9B,7C 8B,8C
72 h 16N 11B,5C 1B,13C,2T 1B,11C,4T 5C,11T 1C,15T 3C,13T
96 h 16N 7B,9C 9C,7T 16T 16T 16T 16T
95
Tabela 19C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 19, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 12N,4B 12N,4B 8N,8B
48 h 16N 13N,3B 11N,5B 6N,10B 4N,12B 1N,13B,2C 12B,4C
72 h 16N 16B 13B,3C 7B,9C 3B,13C 7C,9T 2C,14T
96 h 16N 15B,1C 5B,10C,1T 4C,12T 16T 15T,1D 12T,4D
Tabela 20C - Modificações morfológicas em Hydra viridissima exposta a diferentes
concentrações de dicromato de potássio (mg/L), em teste definitivo de toxicidade aguda (Teste
número 20, n=16), com leituras a cada 24 horas. N = normal; B = tentáculos com bulbos; C =
tentáculos encurtados; T = estado de tulipa; D = desintegradas.
Leituras Controle 2,5 mg/L 3,0 mg/L 3,5 mg/L 4,0 mg/L 4,5 mg/L 5,0 mg/L
24 h 16N 16N 16N 15N,1B 10N,6B 13N,3B 7N,9B
48 h 16N 15N,1B 11N,5B 3N,13B 1N,13B,2C 12B,4C 12B,4C
72 h 16N 16B 16B 6B,10C 2B,13C,1T 9C,7T 16T
96 h 16N 12B,4C 1B,15C 6C,10T 1C,15T 1C,15T 13T,3D
Livros Grátis
( http://www.livrosgratis.com.br )
Milhares de Livros para Download:
Baixar livros de Administração
Baixar livros de Agronomia
Baixar livros de Arquitetura
Baixar livros de Artes
Baixar livros de Astronomia
Baixar livros de Biologia Geral
Baixar livros de Ciência da Computação
Baixar livros de Ciência da Informação
Baixar livros de Ciência Política
Baixar livros de Ciências da Saúde
Baixar livros de Comunicação
Baixar livros do Conselho Nacional de Educação - CNE
Baixar livros de Defesa civil
Baixar livros de Direito
Baixar livros de Direitos humanos
Baixar livros de Economia
Baixar livros de Economia Doméstica
Baixar livros de Educação
Baixar livros de Educação - Trânsito
Baixar livros de Educação Física
Baixar livros de Engenharia Aeroespacial
Baixar livros de Farmácia
Baixar livros de Filosofia
Baixar livros de Física
Baixar livros de Geociências
Baixar livros de Geografia
Baixar livros de História
Baixar livros de Línguas
Baixar livros de Literatura
Baixar livros de Literatura de Cordel
Baixar livros de Literatura Infantil
Baixar livros de Matemática
Baixar livros de Medicina
Baixar livros de Medicina Veterinária
Baixar livros de Meio Ambiente
Baixar livros de Meteorologia
Baixar Monografias e TCC
Baixar livros Multidisciplinar
Baixar livros de Música
Baixar livros de Psicologia
Baixar livros de Química
Baixar livros de Saúde Coletiva
Baixar livros de Serviço Social
Baixar livros de Sociologia
Baixar livros de Teologia
Baixar livros de Trabalho
Baixar livros de Turismo
