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HALEY SILVA DE CARVALHO
Estudo anatômico do sistema porta renal e suas implicações no
emprego de agentes anestésicos na contenção de avestruzes
(Struthio camelus)
São Paulo
2006
Departamento:
Cirurgia
Área de Concentração:
Anatomia dos Animais Domésticos e Silvestres
Orientador:
Profa. Dra. Silvia Renata Gaido Cortopassi
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-
graduação em
Anatomia dos Animais
Domésticos e Silvestres
da Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia da
Universidade de São Paulo para obtenção do
título de Mestre em Ciências
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FOLHA DE AVALIAÇÃO
Nome: CARVALHO, Haley Silva de
Título: Estudo anatômico do sistema porta renal e suas implicações no emprego de
agentes anestésicos na contenção de avestruzes (Struthio camelus )
Data ___/___/____.
Banca Examinadora
Prof. Dr. ________________________________ Instituição: __________________
Assinatura:_______________________________ Julgamento:_________________
Prof. Dr. ________________________________ Instituição: __________________
Assinatura:_______________________________ Julgamento:_________________
Prof. Dr. ________________________________ Instituição: __________________
Assinatura:_______________________________ Julgamento:_________________
Dissertação apresentada ao Programa de
Pós-graduação em Ana
tomia dos Animais
Domésticos e Silvestres
da Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia da
Universidade de São Paulo para obtenção do
título de Mestre em Ciências
Dedicatória
A Deus e a todos os anjos que colocou em minha vida, mantendo-me iluminado em
todo meu caminho.
Aos meus pais, Orlando de Carvalho e Alda Reis da Silva Carvalho, pelo amor e
incentivo constante em todas as minhas decisões.
À minha irmã, Izabel Silva de Carvalho, pela amizade, amor e sua presença em
todos os momentos da minha vida.
Agradeço a Deus por ter vocês como a minha FAMÍLIA.
Em memória dos meus avós paternos, Jovino de Carvalho Costa e Adelina Ferreira
da Cunha, e maternos, Henrique Augusto da Silva e Ester Madeira Reis da Silva.
Ao amigo Franklin Espíndola Neto e a seus pais ,Franscisco Espíndola e Maria
Izabel Alves de Abreu Espíndola, que me acolheram em Cuiabá e pela amizade de
vocês.
A professora Dra. Silvia Renata Gaido Cortopassi pela oportunidade de mais uma
vez admirar sua competência profissional e caráter. Agradeço muito por tudo!
“O valor das coisas não está no tempo que elas duram, mas na
intensidade com que acontecem. Por isso existem momentos
inesquecíveis, coisas inexplicáveis e pessoas incomparáveis.”
Fernando Pessoa
AGRADECIMENTOS
Ao meu cunhado Antonio Carlos da Silva (Toninho) pela ajuda, apoio e diversão,
continue sempre tocando com sua banda.
Aos meus tios, Henrique Alberto Reis da Silva e Eunice Martins Veiga da Silva, e
aos meus primos, pelo carinho e apoio de todos vocês.
Aos meus padrinhos, Luis Pio Magalhães e Maria Nazareth S. Magalhães, pela
constante presença e carinho.
Ao Médico Veterinário Rodrigo Ciboto pelo auxílio na anestesia e seus
ensinamentos sobre a criação de avestruzes, pode contar comigo se precisar de
ajuda. Muito Obrigado!
A amiga e Médica Veterinária Celestina M. H. Santos pela ajuda nos contatos com
os estrutiocultores.
Ao Sr. Adair Ribeiro Junior presidente da Associação dos Criadores de Avestruz do
Brasil (ACAB) e proprietário da Fazenda Vereda dos Avestruzes – Corumbataí – SP,
pela doação dos animais e por permitir a realização do procedimento anestésico em
sua propriedade. Muito grato pela sua compreensão e contribuição para com a
pesquisa em avestruzes.
A Médica Veterinária Camila Baitelo, responsável pela Fazenda Vereda dos
Avestruzes – Corumbataí – SP, pelo constante contato que possibilitou a realização
deste experimento. Muito Obrigado!
A Sra. Laura Lara e família, proprietários do Criatório Império do Avestruz – Atibaia-
SP, pela doação dos animais. Muito Obrigado!
Ao Sr. Renato Guerra e família, proprietários do War Ranch – Centro de Incubação e
Criação de Avestruz – Sorocaba - SP, pela doação do animal. Muito Obrigado!
Aos professores Maria Angélica Miglino, Pedro Primo Bombonato, Arani Nanci
Bonfim Mariana, Paula de Carvalho Papa, José Roberto Kfouri Júnior, Francisco
Javier H. Blasquez, Antonio Augusto C. M. Ribeiro, Julia Maria Matera, Denise
Tabacchi Fantoni, Luis Claudio L. C. da Silva, André Luis V. Zoppa, José Manoel dos
Santos. Agradeço muito por todos os ensinamentos transmitidos.
Aos Médicos Veterinários, estagiários e pós-graduandos do setor de anestesia do
HOVET – FMVZ – USP. Sou grato ao convívio com todos vocês.
A professora Dra. Maria Angélica Miglino, por me receber e pela oportunidade
concedida.
Aos funcionários da anatomia, cirurgia, pós-graduação e da biblioteca, enfim a todos
funcionários da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da Universidade de
São Paulo pela boa vontade, paciência, ajuda e convívio que sempre tiveram
comigo.
Ao professor Dr. Ricardo Augusto Dias pelo auxílio com a análise estatística e os
ensinamentos transmitidos.
Aos amigos Gisele Saviani, Roselaine Ponso de Oliveira, Juliana Plácido Guimarães
e Bruno Cogliati que também estão envolvidos com a pesquisa em avestruzes. Muito
obrigado.
A todos os amigos da graduação. Alguns eu consegui rever na confraternização de
dez anos de formatura. Meus parabéns a todos por suas realizações.
A todos os alunos e amigos da pós-graduação. Agradeço a todos pela convivência e
contribuição com suas pesquisas.
RESUMO
CARVALHO, H. S. Estudo anatômico do sistema porta renal e suas implicações
no emprego de agentes anestésicos na contenção de avestruzes (Struthio
camelus). [Anatomical study of the renal portal system and its implications in the use
of anesthetic agents in the restraint of ostriches (Struthio camelus)]. 2006. 106 f.
Dissertação (Mestrado em Ciências) – Faculdade de Medicina Veterinária e
Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2006.
Objetivou-se com este estudo caracterizar a anatomia do sistema porta renal e
verificar sua influência sobre o protocolo anestésico xilazina, tiletamina e zolazepam
na contenção de avestruzes, por comparação da administração dos fármacos nos
músculos da perna ou da asa. Para o estudo anatômico, foi injetado, em cinco
animais, látex nas veias femorais no sentido de drenagem e posteriormente as aves
foram fixadas em formol a 10%, por 72 horas. Em uma ave procedeu-se à
localização, colheita e fixação das valvas portais renais em formol a 10%. Os
exemplares foram dissecados e o sistema porta renal apresentou-se constituído por
duas veias portais renais craniais bem reduzidas, duas veias portais renais caudais e
seis valvas portais renais. A veia porta renal caudal apresentou-se relacionada,
cranialmente, com a veia femoral, a partir da sua união com a veia ilíaca externa, e
caudalmente, com a veia isquiática e ilíaca interna. Na contenção química,
utilizaram-se seis avestruzes distribuídos aleatoriamente em dois grupos. O grupo I
(GI) recebeu o protocolo nos músculos da base das asas e no grupo II (GII) o
protocolo foi administrado nos músculos das pernas. O protocolo anestésico
aplicado nos animais dos grupos constou de xilazina (1,0 mg/kg) e após 10 minutos
administrou-se a tiletamina/zolazepam (6,0 mg/kg). Foram utilizados os mesmos
animais nos dois grupos, respeitando-se um intervalo mínimo de 15 dias entre cada
anestesia. O período de latência foi de 5,63±3,9 (GI) e 3,80±2,07 (GII) minutos
(p>0,05) após a administração da tiletemina/zolazepam. A qualidade da indução foi
razoável e ruim em uma ave (16,67%) do GI e GII, respectivamente. O período hábil
anestésico foi de 35,17±8,13 (GI) e 27,33±9,75 (GII) minutos (p>0,05). A freqüência
cardíaca permaneceu abaixo dos valores basais durante a anestesia (p<0,05) nos
dois grupos. O calor e elevada umidade do ar promoveram aumento da temperatura
cloacal nos grupos, principalmente em GII, levando ao incremento da freqüência
respiratória para facilitar a perda de calor. O relaxamento muscular foi intenso por 20
minutos em dois animais (33,33%) do GI e por 10 a 15 minutos em cinco aves
(83,33%) do GII. O período de recuperação foi de 33,67±10,20 (GI) e 28,83±8,47
(GII) minutos (p>0,05). Nos dois grupos a qualidade de recuperação foi razoável em
uma ave (16,67%) e ruim em outro animal (16,67%). A contenção química foi
adequada para a realização de procedimentos de curta duração a campo nos
avestruzes dos dois grupos, portanto não foi possível evidenciar a influência do
sistema porta renal.
Palavras-chave: Anatomia. Sistema porta renal. Anestesia. Avestruzes.
ABSTRACT
CARVALHO, H. S. Anatomical study of the renal portal system and its
implications in the use of anesthetic agents in the restraint of ostriches
(Struthio camelus). [Estudo anatômico do sistema porta renal e suas implicações
no emprego de agentes anestésicos na contenção de avestruzes (Struthio
camelus)]. 2006. 106 f. Dissertação (Mestrado em Ciências) – Faculdade de
Medicina Veterinária e Zootecnia, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2006.
The aim of this study was to characterize the anatomy of the renal portal system and
to verify its influence on the anesthetic protocol xylazine, tiletamine and zolazepam in
the restraint of ostriches, comparing the drugs administration in the muscles of the
leg or of the wing. For the anatomical study, it was injected, in five animals, latex in
the femoral veins in the drainage direction and afterwards the birds were fixed in
formol to 10%, for 72 hours. In a bird it was proceeded to the location, collected and
fixation of the renal portal valves in formol to 10%. The animals were dissected and
the renal portal system was constituted by two cranial renal portal veins very
reduced, two caudal renal portal veins and six renal portal valves. The caudal renal
portal vein was related, cranially, with the femoral vein, from its union with the
external iliac vein, and caudally, with the ischiatic vein and the internal iliac vein. In
the chemical restraint, it was used six ostriches distributed randomly in two groups.
Group I (GI) received the protocol in the base muscles of the wings and in group II
(GII) the protocol was administered in the muscles of the legs. The anesthetic
protocol used in the animals of the groups consisted of xylazine (1,0 mg/kg) and after
10 minutes it was administered tiletamine/zolazepam (6,0 mg/kg). The same animals
were used in the two groups, respecting a minimum interval of 15 days between each
anesthesia. Latency period was 5,63±3,9 (GI) and 3,80±2,07 (GII) minutes (p>0,05)
after the administration of tiletamine/zolazepam. The induction quality was fair and
poor in a bird (16,67%) of GI and GII, respectively. The duration of action was
35,17±8,13 (GI) and 27,33±9,75 (GII) minutes (p>0,05). The heart rate remained
below the basal values during the anesthesia (p<0,05) in the two groups. The warmth
and elevated air humidity promoted cloacal temperature increase in the groups,
mostly in GII, leading to the increment of the respiratory rate to facilitate the warmth
loss. The muscular relaxation was intense for 20 minutes in two animals (33,33%) of
GI and for 10 to 15 minutes in five birds (83,33%) of GII. The recovery period was
33,67±10,20 (GI) and 28,83±8,47 (GII) minutes (p>0,05). In the two groups the
recovery quality was fair in a bird (16,67%) and poor in other animal (16,67%). The
chemical restraint was adapted for the achievement of procedures of short duration in
field in the ostriches of the two groups, therefore it was not possible to evidence the
renal portal system influence.
Key Words: Anatomy. Renal portal system. Anesthesia. Ostriches.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 -
Avestruz após captura e já encapuzado, aguardando em
repouso a avaliação dos parâmetros vitais. Notar a tranqüilidade
da ave após a retirada dos estímulos visuais................................
55
Figura 2 -
A seta indica o local da administração dos agentes anestésicos
nas pernas dos avestruzes............................................................
56
Figura 3 -
A seta indica o local da administração dos agentes anestésicos
nas asas dos avestruzes................................................................
56
Figura 4 -
Rins e veias de um avestruz, em vista ventral, evidenciando
suas relações topográficas com a pelve. Cr, Cranial; Cd, Caudal;
Le, Lateral esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões renais
craniais direita e esquerda; B, B’, Divisões renais médias direita
e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e esquerda; D,
D’, Púbis direito e esquerdo; (
) Tubérculos pré-acetabulares;
1, Veia cava caudal; 2, 2’, Veias ilíacas comuns direita e
esquerda; 3, 3’, Veias renais caudais direita e esquerda; 4, 4’,
Veias púbicas direita e esquerda; 5’, Veia porta renal caudal
esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e esquerda; 7,
Anastomose entre as veias renais caudais; 8, Veias adrenais; e
9, 9’, Ureteres direito e esquerdo...................................................
62
Figura 5 -
Rins e veias de um avestruz, em vista ventral. Cr, Cranial; Cd,
Caudal; Le, Lateral esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões
renais craniais direita e esquerda; B, B’, Divisões renais médias
direita e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e
esquerda; 1, Veia cava caudal; 2, 2’, Veias ilíacas comuns direita
e esquerda; 3, 3’, Veias renais caudais direita e esquerda; 4’,
Veia púbica esquerda; 5’, Veia porta renal caudal esquerda; 6,
6’, Veias femorais direita e esquerda; 7, Anastomose entre as
veias renais caudais; 8, Veias adrenais; 9, 9’, Ureteres direito e
esquerdo; 10”, Veia isquiática esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas
externas direita e esquerda............................................................
65
Figura 6 -
Rins e veias de um avestruz, em vista dorsal. Cr, Cranial; Cd,
Caudal; Le, Lateral esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões
renais craniais direita e esquerda; B, B’, Divisões renais médias
direita e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e
esquerda; (
) Ponto de entrada das veias portais renais caudais
no parênquima renal; (
) Veias ilíacas internas; 1, Veia cava
caudal; 4, 4’, Veias púbicas direita e esquerda; 5, 5’, Veias
portais renais caudais direita e esquerda; 6, 6’, Veias femorais
direita e esquerda; 9, 9’, Ureteres direito e esquerdo; 10, 10”,
Veias isquiáticas direita e esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas
externas direita e esquerda............................................................
65
Figura 7 -
Representação esquemática dos rins de um avestruz, em vista
ventral, evidenciando o trajeto intraparenquimal dos vasos
portais renais. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le, Lateral esquerda; Ld,
Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e esquerda;
B, B’, Divisões renais médias direita e esquerda; C, C’, Divisões
renais caudais direita e esquerda; (
) Veias portais renais
craniais; (
) Veias ilíacas internas; (
) Valvas portais renais; 1,
Veia cava caudal; 2, 2’, Veias ilíacas comuns direita e esquerda;
3, 3’, Veias renais caudais direita e esquerda; 4, 4’, Veias
púbicas direita e esquerda; 5, 5’, Veias portais renais caudais
direita e esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e esquerda; 9, 9’,
Ureteres direito e esquerdo; 10, 10”, Veias isquiáticas direita e
esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas externas direita e esquerda.
.......
66
Figura 8 -
Valva porta renal cranial (cr), média (md) e caudal (cd), onde se
podem observar os seus óstios (8A) e das suas bases aos
ápices (8B). As setas indicam as extensões das bordas
papiladas dos óstios encontradas em algumas das valvas,
geralmente a cranial (8A e B).........................................................
67
Figura 9 -
Rins e veias de um avestruz, em vista ventral, evidenciando a
disposição anatômica das valvas portais renais nas veias ilíacas
comuns. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le, Lateral esquerda; Ld,
Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e esquerda;
B, B’, Divisões renais médias direita e esquerda; cr, cr’, valvas
renais craniais direita e esquerda; md, md’, valvas renais médias
direita e esquerda; cd, cd’, valvas renais caudais direita e
esquerda; 1, Veia cava caudal; 3, 3’, Veia renais caudais direita
e esquerda; 4, 4’, Veias púbicas direita e esquerda;; 6, 6’, Veias
femorais direita e esquerda............................................................
68
Figura 10 -
Diagrama de caixa comparativo do período de latência, em
minutos, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). A linha interliga as médias dos grupos. Corumbataí – SP,
2005...............................................................................................
70
Figura 11 -
Diagrama de caixa comparativo do período hábil, em minutos,
dos animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II). A linha
interliga as médias dos grupos. Corumbataí – SP, 2005...............
71
Figura 12 -
Diagrama de caixa comparativo do período de recuperação, em
minutos, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). A linha interliga as médias dos grupos. Corumbataí - SP,
2005...............................................................................................
73
Figura 13 -
Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da
freqüência cardíaca (batimentos/minuto) dos animais tratados
com xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da asa
(Grupo I) ou da perna (Grupo II). Corumbataí – SP, 2005.............
76
Figura 14 -
Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da
freqüência respiratória (movimentos respiratórios/minuto) dos
animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II).
Corumbataí – SP, 2005..................................................................
78
Figura 15 -
Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da
temperatura cloacal (Graus Celsius) dos animais tratados com
xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I)
ou da perna (Grupo II). Corumbataí – SP, 2005............................
80
Figura 16 -
Avestruz com relaxamento muscular intenso, após dez minutos
da administração de tiletamina/zolazepam na musculatura da
asa..................................................................................................
82
Figura 17 -
Avestruz com relaxamento muscular intenso, após dez minutos
da administração de tiletamina/zolazepam na musculatura da
perna..............................................................................................
82
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 -
Valores individuais, médias e desvios-padrão do período de
latência (minuto) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). Corumbataí – SP, 2005.............................................................
69
Tabela 2 -
Valores individuais, médias e desvios-padrão do período hábil
(minuto) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). Corumbataí - SP, 2005.............................................................
71
Tabela 3 -
Valores individuais, médias e desvios-padrão do período de
recuperação (minuto) dos animais tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da
perna (Grupo II). Corumbataí - SP, 2005.......................................
72
Tabela 4 -
Qualidade da indução e recuperação individual, de acordo com
escore proposto, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). Corumbataí – SP, 2005.............................................................
74
Tabela 5 -
Avaliação percentual dos avestruzes tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da
perna (Grupo II) em relação à qualidade da indução e
recuperação, de acordo com escore proposto. Corumbataí – SP,
2005
.
.
...........................
...........................................................
.......
74
Tabela 6 -
Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis
da frequência cardíaca (batimentos/minuto) dos animais tratados
com xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (GI)
ou da perna (GII), nos diferentes tempos de avaliação.
Corumbataí
–
SP,
2005
.
.
................................................................
76
Tabela 7 -
Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis
da frequência respiratória (movimentos respiratórios/minuto) dos
animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos diferentes
tempos de avaliação. Corumbataí
–
SP,
2005
..
.
............................
78
Tabela 8 -
Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis
da temperatura cloacal (graus Celsius) dos animais tratados com
xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (GI) ou
da perna (GII), nos diferentes tempos de avaliação. Corumbataí
–
SP,
2005
.
.
....................................................................................
80
Tabela 9 -
Relaxamento muscular individual, de acordo com escore
proposto, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos
diferentes tempos de avaliação após administração da
tiletamina
-
zolazepam. Corumbataí
–
SP,
2005
.
.
............................
83
Tabela 10 -
Avaliação percentual dos avestruzes tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da
perna (Grupo II) em relação ao relaxamento muscular, de acordo
com escore proposto, nos diferentes tempos de avaliação após
a administração d
a
tiletamina
/
zolazepam
.
Corumbataí
–
SP,
.
......
83
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
DNA ácido desoxirribonucléico
GABA ácido gama amino butírico
i.m. intramuscular
i.v. intravenoso
kg kilograma
M momento
mg miligrama
min minuto
ml mililitro
MPA medicação pré-anestésica
TZ tiletamina/zolazepam
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .................................................................................
20
2 OBJETIVOS .....................................................................................
26
3 REVISÃO DA LITERATURA ...........................................................
27
3.1 SISTEMA PORTA RENAL ................................................................
27
3.2 ANESTESIA DISSOCIATIVA E CONTENÇÃO QUÍMICA ................
34
4 MATERIAL E MÉTODO ...................................................................
51
4.1 ESTUDO ANATÔMICO DO SISTEMA PORTA RENAL ..................
51
4.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES .................................
53
4.2.1 Animais ............................................................................................
53
4.2.2 Contenção Física ............................................................................
53
4.2.3 Fármacos .........................................................................................
54
4.2.4 Procedimento Experimental ..........................................................
55
4.2.5 Avaliação dos Períodos de Latência, Hábil e Recuperação .......
57
4.2.6 Avaliação da Qualidade de Indução e Recuperação ...................
57
4.2.7 Avaliação dos Parâmetros Vitais ..................................................
58
4.2.8 Relaxamento Muscular ...................................................................
58
4.2.9 Delineamento Experimental ...........................................................
59
4.2.10
Análise Estatística ..........................................................................
60
5 RESULTADOS .................................................................................
61
5.1 ANATOMIA DO SISTEMA PORTA RENAL .....................................
61
5.1.1 Rins ..................................................................................................
61
5.1.2 Veias ................................................................................................
63
5.1.3 Valvas ..............................................................................................
66
5.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES .................................
68
5.2.1 Período de latência .........................................................................
69
5.2.2 Período hábil ...................................................................................
70
5.2.3 Período de recuperação .................................................................
72
5.2.4 Qualidade da indução e recuperação ...........................................
73
5.2.5 Freqüência cardíaca .......................................................................
75
5.2.6 Freqüência respiratória ..................................................................
77
5.2.7 Temperatura cloacal .......................................................................
79
5.2.8 Relaxamento muscular ..................................................................
81
6 DISCUSSÃO ....................................................................................
84
6.1 ANATOMIA DO SISTEMA PORTA RENAL .....................................
84
6.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES .................................
88
7 CONCLUSÕES ................................................................................
101
REFERÊNCIAS ................................................................................
102
Introdução
20
1 INTRODUÇÃO
O grupo das ratitas (Ratitae) é formado por aves corredoras, incapazes de voar, que
não apresentam calha ou carina no esterno e musculatura do peito e asas pouco
desenvolvidas (ELMÔR et al., 2004; PORTELLA, 2006; HUCHZERMEYER, 1998).
Na atualidade, há quatro ordens e cinco famílias pertencentes a este grupo de
animais e classificados assim: a ema (Rhea americana) e a ema de Darwin
(Pterocnemia pennata), ambas da ordem Rheiformes e família Rheidae; o casuar
(Casuarius casuarius) da ordem Casuariformes e família Casuariidae; o emu
(Dromaius novaehollandiae), também da ordem Casuariformes, mas de uma família
distinta, a Dromaiidae; o quiwi (Apteryx australis) da ordem Apterygiformes e família
Apterygidae; e o avestruz (Struthio camelus) da ordem Struthioniformes e família
Struthionidae (FOWLER, 1991). Ainda existem mais duas espécies de casuares,
Casuarius unappendiculatus e Casuarius bennetti, e de quiwis, Apteryx owenii e
Apteryx haastii (HUCHZERMEYER, 1998; PORTELLA, 2006).
Em literatura mais recente, as ratitas são agrupadas em uma única ordem,
denominada Struthioniformes e nas cinco famílias já citadas anteriormente (ELMÔR
et al., 2004). Algumas espécies foram extintas em tempos mais atuais, o moá da
Nova Zelândia e a ave elefante do Madagascar (CARRER et al., 2004; PORTELLA,
2006) e recentemente, entre 1940 e 1970, uma subespécie ou raça de avestruz, o
Struthio camelus syriacus (DEEMING, 1999; ELMÔR et al., 2004; PORTELLA,
2006).
Introdução
21
A origem dessas aves remonta da época Paleocênica da era Cenozóica, entre 65 e
54 milhões de anos atrás, conforme sugere o registro fóssil do grupo (PORTELLA,
2006). Ainda, é interessante ressaltar que, neste período ocorreu a extinção dos
dinossauros e o surgimento das primeiras aves corredoras (ELMÔR et al., 2004).
Quanto ao surgimento das ratitas e do avestruz há duas teorias em discussão, a
monofilética (um ancestral comum) e a polifilética (com vários ancestrais), no
entanto, a mais aceita é a que agrupa essas aves com um único ancestral comum
(PORTELLA, 2006). Essa teoria baseia-se na existência de um único continente,
denominado Gondwana, que após sua fragmentação separou o ancestral comum
dessas aves, dando origem às espécies que hoje conhecemos, além das registradas
como fósseis (DEEMING, 1999; PORTELLA, 2006). A hipótese polifilética está
centrada na investigação do ácido desoxirribonucléico (DNA), demonstrando que as
espécies de ratitas podem ter ancestrais diferentes, entre as diversas espécies de
antepassados (PORTELLA, 2006).
O período em que ocorreu o surgimento dos avestruzes ainda é controverso, alguns
autores datam a origem na era Mesozóica, de acordo com um estudo comparativo
do crescimento embrionário dos dedos rudimentares das asas (CARRER, 2004),
mas outros relatam que os fósseis mais antigos semelhantes a estas aves são de 12
milhões de anos e se encontravam na África, Europa e na Ásia (PORTELLA, 2006).
Assim, ainda há dúvidas se o surgimento é mais primitivo, no Eoceno (65 a 38
milhões de anos atrás), ou, com grandes evidências, durante um período mais
recente o Mioceno (26 a 7 milhões de anos atrás). Recentemente, ossos do membro
pélvico, datados de 20 milhões de anos atrás e encontrados na Namíbia, sugerem a
Introdução
22
origem do avestruz na África e sua posterior distribuição pela Eurásia, por volta de
10 a 5 milhões de anos atrás (DEEMING, 1999).
Atualmente, são encontradas quatro subespécies ou raças de avestruzes selvagens
no continente africano. Elas estão distribuídas geograficamente ao sul do Saara,
como segue: Struthio camelus camelus, no oeste e sul do Saara; Struthio camelus
molybdophanes, na Etiópia, Somália e Quênia; Struthio camelus massaicus, no sul
do Quênia e na Tanzânia; e, Struthio camelus australis, na África do Sul (DEEMING,
1999; ELMÔR et al., 2004; PORTELLA, 2006).
A exploração comercial do Struthio camelus foi impulsionada pela utilização de suas
plumas nas vestimentas, principalmente nos chapéus das senhoras do continente
europeu. No começo a atividade era extrativista, contudo, com a redução das
populações selvagens, iniciou-se a domesticação e criação desses animais,
principalmente na África do Sul no final do século XIX (ELMÔR et al., 2004;
PORTELLA, 2006).
Hoje, encontramos na estrutiocultura três variedades: “African Black”, “Red Neck” e
“Blue Neck”. A primeira é a mais comum nos criadouros, já que apresenta
características desejáveis para esta finalidade, tais como, um pequeno porte, sua
natureza dócil, uma grande quantidade de plumas de boa qualidade e uma maior
área de pele. Originou-se de três subespécies (S. camelus australis, S. camelus
camelus e S. camelus syriacus) e é denominado de avestruz comercial (Struthio
camelus, variedade domesticus). Os “Blue Neck” apresentam pescoço e a pele do
macho adulto azulada e originaram-se das subespécies S. camelus molybdophanes,
Introdução
23
S. camelus australis e seus híbridos. Já os avestruzes de pescoço e pele, macho
adulto, vermelha, os “Red Neck”, surgiram das subespécies S. camelus camelus, S.
camelus syriacus, S. camelus massaicus e seus híbridos (DEEMING, 1999; ELMÔR
et al., 2004).
No Brasil a estrutiocultura inicia-se em maio de 1995, com a importação de doze
filhotes de avestruzes provenientes da Itália (PORTELLA, 2006). Com o avançar
deste novo empreendimento no país e a instalação de diversas fazendas de criação
no Estado de São Paulo, aumentou intensamente a demanda no atendimento clínico
e cirúrgico destes animais, requerendo do profissional médico veterinário maiores
conhecimentos nesta área em expansão. Contudo, a escassez de literatura é ainda
um grande problema na aquisição de maiores detalhes para a solução dos
problemas na criação, fato este relacionado ao rápido desenvolvimento em um curto
período de tempo. Em 2003, o rebanho nacional de avestruzes era de 120.000
animais no total e destes 45.000 pertencentes ao Estado de São Paulo (CARVALHO
et al., 2004). Já em 2006, o número aumentou para 335.425 animais, sendo que
42% do plantel brasileiro concentram-se na região sudeste, ou seja, 139.995 aves. O
Estado de São Paulo é o principal produtor do sudeste respondendo por 90% do
plantel regional e com cerca de 40% do plantel brasileiro, portanto continua sendo o
celeiro da produção nacional de avestruzes (MUNIZ, 2006).
Além disso, diversos procedimentos são realizados para a manutenção da sanidade
dos animais, assim uma contenção eficaz e segura das aves se faz necessária na
rotina. O uso de agentes anestésicos injetáveis, principalmente os mais empregados
na medicina veterinária, possibilita a imobilização e manipulação dos animais
Introdução
24
diminuindo a ocorrência de estresse e o risco de acidentes. Entretanto, ainda há
poucos relatos de protocolos anestésicos para a contenção desta espécie e
particularidades que possam interferir na administração dos fármacos.
Um aspecto da morfologia das aves muito discutido, porém com grandes
divergências de sua importância, é a presença do sistema porta renal. As aves
domésticas apresentam este sistema, constituído pelas veias portas renais craniais e
caudais, que conduzem sangue para a divisão cranial e para as divisões média e
caudal dos rins, respectivamente (KING, 1986; NICKEL; SCHUMMER; SEIFERLE,
1977).
Na veia ilíaca comum, formada pela confluência das veias ilíaca externa e porta
renal caudal, encontra-se, medialmente, na sua primeira porção, a valva porta renal
(BAUMEL, 1986). Esta valva pode estar aberta ou fechada e este mecanismo parece
depender, respectivamente, da atividade das fibras adrenérgicas ou colinérgicas
presentes na mesma (AKESTER, 1970; AKESTER; MANN, 1969; BENNETT;
MALFORS, 1975; BURROWS; BRAUN; DUCKLES, 1983). Portanto, quando a valva
fecha uma maior parte do fluxo sanguíneo venoso dos membros pélvicos pode ser
direcionado para o parênquima renal (BURROWS; BRAUN; DUCKLES, 1983; CRUZ
et al, 2001; SHIMADA; STURKIE, 1973), modificando a excreção urinária
(BLACKBURM; PRASHAD, 1990). Em papagaios (Amazona aestiva) observou-se
subdose relativa e efeito inadequado da quetamina quando administrada na
musculatura da coxa, o que pode indicar a eliminação renal do fármaco antes de
atingir a circulação sistêmica, provavelmente devido à atuação do sistema porta
renal (CRUZ et al., 2001).
Introdução
25
As avestruzes apresentam o sistema porta renal semelhante às outras aves
(BEZUIDENHOUT, 1999; CORNICK-SEAHORN, 1996; FOWLER, 1991;
HUCHZERMEYER, 1998; OELOFSEN, 1977), mas quase não há relatos que
levam em consideração o local de aplicação dos agentes anestésicos com
relação aos efeitos obtidos pelos mesmos, apesar da citação da circulação porta
renal como um sistema que possivelmente afete os fármacos administrados nos
músculos dos membros pélvicos e da região lombossacra. Portanto, há
necessidade de maiores informações com relação à interferência da via e local de
administração nos efeitos dos fármacos que compõem o protocolo anestésico,
principalmente para melhorar a qualidade no atendimento destes animais.
Objetivo
26
2 OBJETIVOS
• Caracterizar morfologicamente o sistema porta renal e sua relação com as veias
dos membros pélvicos por meio de observações macroscópicas.
• Comparar o protocolo anestésico xilazina, tiletamina e zolazepam na contenção
de avestruzes em relação à indução, recuperação, parâmetros cardiovasculares,
respiratórios e temperatura quando administrado nos músculos da perna ou da
asa.
• Fornecer dados sobre a influência do sistema porta renal quando administrado o
protocolo anestésico xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura dos
membros pélvicos.
Revisão da Literatura
27
3 REVISÃO DA LITERATURA
Os dados compilados da literatura, relativos às diferentes espécies de aves, com
destaque para o grupo das ratitas, serão aqui apresentados em subcapítulos, os
quais abordam respectivamente os aspectos morfológicos e funcionais da circulação
porta renal e os agentes anestésicos dissociativos e associações para a contenção
química.
3.1 SISTEMA PORTA RENAL
Nas aves domésticas, os rins estão dispostos simetricamente aos lados da coluna
vertebral e dorsalmente em contato com a pelve e o sinsacro (KING, 1986; NICKEL;
SCHUMMER; SEIFERLE, 1977). Cada rim apresenta uma divisão cranial, uma
divisão média e uma divisão caudal (BAUMEL et al., 1993; KING, 1986). Alguns
autores empregam uma nomenclatura inadequada e os dividem em lobos cranial,
médio e caudal (AKESTER, 1967; MAGRAS; ASTERIADIS, 1989; NICKEL;
SCHUMMER; SEIFERLE, 1977) e também em divisão anterior, média e posterior
(SILLER; HINDLE, 1969). A artéria e veia ilíaca externa delimitam as divisões cranial
e média do rim, enquanto entre as divisões média e caudal temos a artéria e veia
isquiática (BAUMEL et al., 1993). King (1986) destaca apenas as artérias citadas
para delimitar as divisões renais, já Nickel, Schummer e Seiferle (1977) não relatam
a presença da veia isquiática na delimitação das divisões média e caudal. Para Siller
Revisão da Literatura
28
e Hindle (1969) as veias ilíaca externa e isquiática é que estabelecem a divisão dos
rins em três regiões desiguais.
As ratitas apresentam os rins e ureteres semelhantes aos das outras aves.
(FOWLER, 1991; HUCHZERMEYER, 1998). Os rins estão alojados simetricamente
na depressão óssea ao longo da superfície ventral do sinsacro e são revestidos por
peritônio. Eles possuem aparência granular, coloração marrom avermelhada,
estendem-se da última costela até a pelve e apresentam as divisões cranial, média e
caudal. Da última costela até a pelve encontra-se a divisão cranial dos rins com um
formato mais oval (BEZUIDENHOUT, 1986, 1999). A divisão cranial do rim direito
situa-se dorsolateramente a veia cava caudal, enquanto a do rim esquerdo está
dorsalmente ao proventrículo (BEZUIDENHOUT, 1986). Na linha média do sinsacro
entre os dois acetábulos repousa a delgada divisão média, enquanto, estendendo-se
do acetábulo até região média da pelve temos a maior divisão dos rins, a caudal. Os
ureteres deixam a superfície caudomedial dos rins e abrem-se no urodeo
(BEZUIDENHOUT, 1986, 1999).
Segundo Nickel, Schummer e Seiferle (1977), além da drenagem para a veia cava
do sangue venoso proveniente dos rins, das gônadas, dos ductos deferentes ou
ovidutos e dos ureteres, as aves domésticas apresentam um outro sistema venoso
que drena o sangue das partes caudais do corpo para os rins. Este sistema é
denominado de porta renal e seus constituintes são as veias porta renais (BAUMEL
et al., 1993; KING, 1986; NICKEL, SCHUMMER; SEIFERLE, 1977). A veia femoral
ao deixar a coxa e penetrar na pelve torna-se a veia ilíaca externa e esta, por sua
vez, ao se unir à veia porta renal caudal forma a veia ilíaca comum. Próximo à
Revisão da Literatura
29
junção das veias ilíaca externa e porta renal caudal, a veia porta renal cranial une-se
a veia ilíaca comum. Também é importante ressaltar que a veia isquiática une-se a
veia porta renal caudal após entrar na pelve, mas antes uma grande parte do fluxo
sanguíneo é desviada para a veia femoral por intermédio da anastomose
isquiofemoral (BAUMEL, 1986; BAUMEL et al., 1993).
Desta forma, a porção mais cranial da veia porta renal caudal recebe sangue
proveniente do membro pélvico, pelas veias isquiática e ilíaca externa, já na sua
porção caudal, as veias mesentérica caudal e ilíaca interna (anastomose interilíaca)
drenam o sangue da parede e vísceras pélvicas. Enquanto, cranialmente, a veia
porta renal cranial anastomosa-se com o seio venoso vertebral interno, caudalmente,
ela une-se à veia ilíaca comum (AKESTER, 1967; BAUMEL, 1986; BAUMEL et al.,
1993). Assim estas veias e anastomoses são os componentes, de acordo com
Baumel et al. (1993) e King (1986), do anel venoso que caracteriza o sistema porta
renal.
A veia renal caudal estende-se por todos os dois terços caudais do rim e ocupa um
sulco na superfície ventral da divisão média, mas após atingir a divisão caudal
penetra no parênquima renal (KING, 1986). Ela situa-se medial e paralelamente à
veia porta renal caudal e drena a parte caudal da divisão cranial e as divisões média
e caudal do rim. Seu término ocorre ao abrir-se na veia ilíaca comum, medialmente à
valva porta renal. A veia ilíaca comum localiza-se entre as divisões cranial e média
dos rins e drena para a veia cava caudal. O deslocamento da veia cava caudal para
a direita torna a veia ilíaca comum esquerda mais longa do que à direita (BAUMEL,
1986).
Revisão da Literatura
30
Magras e Asteriadis (1989), comparando a anatomia do sistema porta renal de patos
(Anãs platyrhincos) com galos (Gallus domesticus), afirmam que as principais
diferenças encontradas nos patos foram: as veias porta renais craniais rudimentares,
menor distância entre as veias porta renais caudais e na divisão caudal dos rins as
veias porta renais caudais localizam-se mais superficialmente e ventralmente.
Bezuidenhout (1999) cita que no avestruz as veias da parede e vísceras pélvicas
drenam para a veia ilíaca interna que se une à veia porta renal caudal. No entanto,
mais cranialmente, a veia porta renal caudal recebe as veias isquiática e ilíaca
externa do membro pélvico. Após a junção com a veia ilíaca externa, a veia porta
renal caudal continua como ilíaca comum, que se anastomosa com a veia renal
caudal, e então se une à ilíaca comum do lado oposto para formar a veia cava
caudal.
Carretero et al. (1997) relatam a origem dos vasos do sistema porta renal, em
embriões de galinha, a partir da veia cardinal posterior, que inicialmente supre
apenas o tecido mesonéfrico como um vaso porta. No entanto, a região cranial do
rim mesonéfrico apresenta dois vasos independentes: a veia porta mesonéfrica
anterior e a veia porta metanéfrica cranial. A primeira, com origem na veia cardinal
posterior, penetra no parênquima e conseqüentemente degenera-se com os
mesonéfros, já a segunda é exclusivamente um vaso metanéfrico que está
conectada ao seio venoso vertebral. Quando a veia ilíaca externa e a veia isquiática
começam a drenar para a veia cardinal posterior forma-se na região caudal do rim a
veia porta mesonéfrica posterior que, posteriormente, desenvolve-se na veia porta
metanéfrica caudal.
Revisão da Literatura
31
A valva porta renal é uma valva cônica ou cilíndrica e a sua abertura apresenta uma
borda serrilhada, no pato e ganso ela é cônica e possui um óstio com borda
irregularmente papilada (KING, 1986). A valva localiza-se no início da veia ilíaca
comum lateralmente à abertura da veia renal caudal e medialmente a confluência da
veia porta renal caudal na veia ilíaca externa (BAUMEL, 1986; KING, 1986;
MACRAS; ASTERIADIS, 1989; MIRABELLA; ESPOSITO; PELAGALLI, 1996).
Segundo Carretero et al (1997) no décimo quarto dia do desenvolvimento do
embrião da galinha, a valva começa a apresentar uma morfologia típica, com dois
sulcos que representam os dois folhetos de uma valva venosa. Assim, com o
desenvolvimento da valva ocorre a conexão do sistema porta renal (aferente) com o
sistema venoso eferente.
De acordo com Oelofen (1977), há três valvas porta renais, cônicas, em cada rim
dos avestruzes. As veias ilíaca externa, isquiática e porta renal cranial drenam para
uma região mais cranial e dilatada da veia porta renal caudal. Nesta região as valvas
formam uma parede comum delimitada medialmente pela veia renal caudal e
lateralmente pela dilatação cranial da veia porta renal caudal. O autor descreveu as
valvas como anterior (maior tamanho), média e posterior, portanto não respeita a
nomenclatura anatômica atual.
O sistema porta renal das aves pode desviar todo ou parte do fluxo sangüíneo para
o tecido renal via três diferentes trajetos. Estes trajetos podem funcionar
individualmente ou coletivamente e envolvem: a valva porta renal para a veia cava
caudal; a veia porta renal caudal e a veia mesentérica caudal para o fígado; e a veia
porta renal cranial e o seio venoso vertebral para a veia cava cranial. Portanto, há
Revisão da Literatura
32
evidências de atividade vasomotora nas veias do sistema porta renal, além do
funcionamento das valvas (AKESTER, 1967).
Akester e Mann (1969), utilizando técnicas histoquímicas, demonstraram uma
extensa inervação adrenérgica e colinérgica da valva porta renal em aves
domésticas. Enquanto, a microscopia eletrônica da valva revelou a presença de
axônios com vesículas de núcleo denso, presumindo serem de origem
catecolaminérgica, juntamente com axônios sem estas vesículas que podem ser
colinérgicos (AKESTER, 1970).
De acordo com Shimada e Sturkie (1973), a variação no fluxo sanguíneo da veia
porta caudal indica a possível função contrátil da valva porta renal, já que a
acetilcolina reduziu o fluxo de sangue, enquanto a noradrenalina levou a abertura da
valva. Observaram, também, neste estudo, o fluxo sangüíneo bidirecional na veia
mesentérica caudal. Bennett e Malfors (1975) realizaram a estimulação elétrica da
inervação intrínseca da valva porta renal “in vitro” e demonstraram a presença de
fibras inibitórias noradrenérgicas e excitatórias colinérgicas, sendo que estas podem
estar envolvidas no controle do retorno venoso.
Embora, a valva apresente inervação autonômica, estudos em galinhas “in vivo”
indicam que a mesma não pode ser completamente fechada por agentes
colinérgicos (STURKIE; DIRNER; GISTER, 1978) e demonstram que as variações
do fluxo sangüíneo nos vasos do sistema porta renal independem da função da
valva (STURKIE; ABATI, 1975).
Revisão da Literatura
33
Segundo Odlind (1978), as mudanças na distribuição do fluxo sangüíneo do sistema
porta renal é o efeito de reajustes hemodinâmicos, onde se destacam a veia
mesentérica caudal e o sistema porta hepático. Mirabella, Espósito e Pelagalli (1996)
relatam que em patos a circulação porta renal funciona com uma pressão sanguínea
mais elevada do que o sistema venoso sistêmico e que a valva porta regula sua
abertura de forma que mantenha uma pressão constante e fluxo continuo nas veias
porta, conseqüentemente evita-se danos ao parênquima renal causados por
elevação na pressão.
Em perus, Palmore e Ackerman (1985), investigaram o efeito da adrenalina na
circulação porta renal, assim, notou-se aumento do fluxo sangüíneo dos membros
pélvicos para os rins e vísceras abdominais sem o envolvimento funcional das
valvas.
Fowler (1991) cita que apesar da função do sistema porta renal nas ratitas ainda não
ser bem esclarecida, ocorre regulação do fluxo de sangue venoso nos rins pela
inervação autonômica. Nos avestruzes a presença de seis valvas, em vez das duas
encontradas nas outras espécies de aves, parece enfatizar sua possível importância
no controle do fluxo sanguíneo porta renal (BEZUIDENHOUT, 1999;
HUCHZERMEYER, 1998).
Revisão da Literatura
34
3.2 ANESTESIA DISSOCIATIVA E CONTENÇÃO QUÍMICA
Há diversos fármacos empregados como agentes pré-anestésicos e que também
podem ser associados a outros agentes, como os anestésicos dissociativos, para
compor protocolos de indução anestésica e de contenção química em avestruzes.
A xilazina estimula os receptores alfa 2 adrenérgicos pré-sinápticos impedindo a
liberação de noradrenalina tanto no sistema nervoso central como no periférico.
Apresenta rápida distribuição, principalmente para o sistema nervoso central, e
biotransformação, sendo eliminada pela via renal. Em nível central os efeitos
observados são: sedação, hipnose, relaxamento muscular, ataxia, analgesia,
depressão do centro vasomotor e aumento do tono vagal como atividade dos
barorreceptores; enquanto os efeitos periféricos são: bradicardia, bloqueio cardíaco
de segundo grau; inicialmente aumento transitório da pressão arterial, seguida de
queda moderada; aumento da pressão venosa central; redução da freqüência
respiratória e do volume corrente; e relaxamento da musculatura do trato respiratório
superior (SPINOSA; GÓRNIAK, 2002).
As doses de xilazina empregadas para promover sedação e até mesmo na tentativa
de produzir imobilização de ratitas foram descritas por Cornick-Seahorn (1996) e
Tully (1998) como: 0,2 a 1,0 mg/kg, intramuscular (i.m.) (Sedação); 1,0 a 2,2 mg/kg,
i.m. (Imobilização); 0,4 a 0,9 mg/kg, i.m.; e 1500 mg (Dose total administrada em um
adulto). Gisleider (1998) cita a dose de 0,2 a 2 mg/kg pela via intramuscular
dependendo do grau de sedação desejado. Ludders e Mattheus (1996) indicam a
Revisão da Literatura
35
dose de 1 a 2 mg/kg na medicação pré-anestésica, pela via intramuscular, para
ratitas adultas e saudáveis. Esta dose parece facilitar o manejo, a colocação de
cateter e a indução da anestesia, mas em animais doentes pode produzir excessiva
depressão cardiovascular. Cornick-Seahorn (1996) afirma que a xilazina apresenta
um efeito depressor cardiorrespiratório significativo em ratitas sendo contra-indicada
nas aves debilitadas e como agente pré-anestésico nos animais submetidos à
anestesia geral inalatória, já que o efeito depressor pode ser potencializado.
O uso isolado de xilazina na dose média de 1,38 mg/kg pela via intravenosa (i.v.)
promoveu sedação leve e pouca ataxia em sete avestruzes pesando entre 37 e 71
kg (4 a 8 meses de idade). A anestesia foi induzida com alfaxalona/alfadolona (dose
média de 2,15 mg/kg, i.v.) e mantida com isoflurano; inicialmente observou-se
bradicardia em todos os animais apesar dos relatos da ausência deste efeito da
xilazina nas aves (CULLEN et al., 1995).
A detomidina, medetomidina e romifidina também são agonistas dos receptores alfa
2 adrenérgicos, e possuem, assim, efeitos farmacológicos qualitativamente similares
aos da xilazina (SPINOSA; GÓRNIAK, 2002). As doses de 1,5 mg/kg de detomidina
e 0,1 mg/kg de medetomidina pela via intramuscular são relatadas por Cornick-
Seahorn (1996) e Tully (1998) em ratitas. O maior benefício da detomidina é relatado
como sendo a analgesia gastrintestinal, mas seus efeitos sedativos não são bem
conhecidos (CORNICK-SEAHORN, 1996). Segundo Van Heerden e Keffen (1991)
quatro avestruzes jovens que receberam a medetomidina por via intramuscular não
apresentaram sinais de imobilização. O mesmo é relatado por Ostrowski e Ancrenaz
Revisão da Literatura
36
(1995) em dois avestruzes selvagens quase adultos que receberam dardos com
duas gramas deste fármaco e não manifestaram efeitos de sedação.
Seis avestruzes selvagens (Struthio camelus camelus) adultos receberam dardos
contendo a associação de etorfina (8 a 9 mg) e medetomidina (4 a 8 mg), após uma
média de oito minutos da aplicação ocorreu a completa imobilização dos animais. A
sedação apesar de profunda foi de curta duração permitindo manipulações simples e
dentro de oito a dezesseis minutos. O relaxamento muscular foi de boa qualidade e
raramente ocorreram movimentações. A diprenorfina (15 a 25 mg) e atipamazole (5
a 20 mg) aplicados por via intravenosa reverteram à imobilização entre um a cinco
minutos, mas as primeiras tentativas de levantar foram violentas e as aves não
apresentavam coordenação caindo novamente (OSTROWSKI; ANCRENAZ, 1995).
O diazepam e o midazolam são os benzodiazepínicos mais utilizados na Medicina
Veterinária devido aos seus efeitos miorrelaxante, ansiolítico, sedativo/hipnótico e
anticonvulsivante. Estes fármacos ligam-se ao seu sítio no receptor GABA
A
modificando sua conformação o que aumenta a afinidade pelo neurotransmissor
GABA e, conseqüentemente, ocorre a abertura do canal e entrada do íon cloreto
para dentro do neurônio. Esta hiperpolarização da membrana pós-sináptica impede
a passagem do estímulo nervoso (SPINOSA; GÓRNIAK, 2002). O zolazepam é um
potente benzodiazepínico que, comercialmente, está associado a tiletamina
(FANTONI; CORTOPASSI; BERNARDI, 2002). A dose do diazepam em ratitas é de
0,1 a 0,3 mg/kg, i.v., 0,22 a 0,44 mg/kg, i.m., e de 0,5 a 1 mg/kg, i.m. (CORNICK-
SEAHORN, 1996; TULLY, 1998). Gilsleider (1998) relata a dose de 0,3 mg/kg pela
via intravenosa e que sua associação com a xilazina pela via intramuscular promove
Revisão da Literatura
37
sedação de 15 a 30 minutos para pequenos procedimentos. Ludders e Mattheus
(1996) indicam o diazepam (0,4 a 1,0 mg/kg, i.m.) em ratitas doentes ou debilitadas
e que sua associação com xilazina deve ser empregada nas aves saudáveis.
Cornick-Seahorn (1996) e Tully (1998) citam a dose de 0,15 mg/kg de midazolam
pela via intramuscular. De acordo com Cornick-Seahorn (1996) o diazepam e o
midazolam promovem mínimos efeitos sobre o sistema cardiorrespiratório e são
seguros nos animais debilitados, sendo que o segundo fármaco apresenta a
vantagem de ser absorvido mais rapidamente pela via intramuscular. O midazolam
na dose de 0,4 mg/kg pela via intramuscular também é indicado como um agente
pré-anestésico efetivo (LUDDERS; MATTHEUS, 1996), mas não é economicamente
viável sua utilização em avestruzes adultos (CORNICK-SEAHORN, 1996;
LUDDERS; MATTHEUS, 1996).
A captura de vinte avestruzes selvagens utilizando-se para imobilização dardos
contendo uma dose total de 3 mg de carfentanil e 150 mg de xilazina. Em três
animais adultos empregou-se uma dose total de 3,3 mg de carfentanil isolado e
verificou-se uma fase inicial com intensa agitação antes do decúbito, já as aves que
receberam a associação apresentaram uma excitação menos pronunciada e uma
imobilização mais segura e rápida. A administração, por via intravenosa, de
naltrexona (300mg) e ioimbina (0,125 mg/kg) promoveu reversão completa e um
rápido retorno da postura em estação. Os autores sugerem que o aumento na dose
de carfentanil pode reduzir a excitação e produzir uma imobilização mais segura
(RAATH; QUANDT SYBILLA; MALAN, 1992).
Revisão da Literatura
38
O uso de carfentanil (0,3 mg/kg, i.m.) em um avestruz adulto resultou em extrema
agitação por cinco minutos, enquanto uma outra ave que recebeu este opióide (0,15
mg/kg, i.v.) após a administração de xilazina (0,5 mg/kg, i.m.), apresentou uma
indução mais tranqüila. Ambas apresentaram apnéia durante e após a manutenção
da anestesia com isoflurano, assim optou-se pela administração de antagonistas
opióides na tentativa de melhorar a qualidade da recuperação do animas
(CORNICK; JENSEN, 1992).
A administração de xilazina e butorfanol promoveu redução na freqüência cardíaca
das ratitas. Este efeito pode ser atribuído ao mecanismo de ação da xilazina, mas o
autor ressalta como um efeito sinérgico entre os dois fármacos. Duas aves
apresentaram bradicardia intensa (16 e 18 batimentos/minuto) durante a
manutenção da anestesia com isoflurano e a administração de atropina foi efetiva
em apenas uma. A depressão cardíaca parece estar relacionada ao uso da xilazina,
ou a sua combinação com o butorfanol, como medicação pré-anestésica, mas
devem-se considerar as condições preexistentes nos animais, uma ave apresentava
prolongada retenção de ovo e a outra laceração no pescoço (LIN et al., 1997).
A atropina (0,035 mg/kg, i.m.) e o glicopirrolato (0,011 mg/kg, i.v.) são indicados
quando a freqüência cardíaca diminui abaixo de 30 a 35 batimentos por minuto ou
se ocorre uma queda brusca. A administração dos anticolinérgicos também deve ser
baseada na qualidade de pulso e coloração das mucosas (CORNICK-SEAHORN,
1996).
Revisão da Literatura
39
Os antagonistas são relatados para a reversão dos efeitos dos opióides, agonistas
alfa 2 adrenérgicos e benzodiazepínicos. Os fármacos empregados em ratitas como
antagonistas são para os opióides a diprenorfina, a naloxona e a naltrexona; já para
os agonistas α
2
adrenérgicos temos a ioimbina e o atipamazole (CORNICK-
SEAHORN, 1996; HUCHZERMEYER, 1998). O flumazenil é menos utilizado por seu
custo e também pelos mínimos efeitos colaterais provocados pelos
benzodiazepínicos (CORNICK-SEAHORN, 1996).
A anestesia dissociativa é representada por dois derivados da fenciclidina, a
quetamina e a tiletamina. São fármacos amplamente empregados por possuírem
elevada margem de segurança; podem ser administrados por outras vias além da
intravenosa e podem ser utilizados em diversas espécies de animais domésticos e
silvestres. No tipo de anestesia conferida por estes fármacos observa-se:
permanência dos reflexos protetores e olhos abertos; pupilas midriáticas; ausência
de relaxamento muscular e hipertonia muscular; sialorréia; taquicardia; aumento do
débito cardíaco; elevação da pressão arterial e intracraniana; aumento da pressão
intra-ocular; depressão dose-dependente do sistema respiratório; diminuição da
freqüência respiratória e volume minuto, tornando a respiração arrítmica e
caracterizada como apnêustica; analgesia intensa no sistema músculo esquelético; e
podem ocorrer movimentos involuntários bruscos durante o ato operatório, sem a
presença de dor. A recuperação da anestesia pode ocorrer de forma súbita e
acompanhada de excitação com manifestações de delírio e alucinações (FANTONI;
CORTOPASSI; BERNARDI, 2002).
Revisão da Literatura
40
A quetamina é o agente injetável mais utilizado e amplamente proposto como
anestésico para uma grande variedade de espécies de aves (GUIMARÃES;
MORAES, 2000; LUDDERS; MATTHEUS, 1996), dentre elas destaca-se os
avestruzes (BARREIRO et al., 2002; CORNICK; JENSEN, 1992; CORNICK-
SEAHORN, 1996; GANDINI et al., 1986; GILSLEIDER, 1998; GUIMARÃES;
MORAES, 2000; HONNAS et al., 1991; HONNAS et al., 1993; HUCHZERMEYER,
1998; KOMNENOU et al., 2003; LUDDERS; MATTHEUS, 1996; MCCLURE, 1995;
OSTROWSKI; ANCRENAZ, 1995; SAROGLU; YUCEL; AKTAS, 2003),
principalmente para procedimentos de curta duração e que exigem contenção mais
segura dos animais. Contudo, a quetamina é excretada através dos túbulos renais,
assim quando for administrada nos músculos dos membros pélvicos dos avestruzes
pode ocorrer sua eliminação antes de atingir a circulação geral, impedindo o seu
efeito (FOWLER, 1991). De acordo com Ludders e Mattheus (1996), a influência do
sistema porta renal sobre o efeito dos fármacos anestésicos não é provavelmente
importante, já que se a primeira dose não produzir os efeitos desejados, uma dose
menor pode ser repetida até o resultado satisfatório. Cruz et al. (2001) sugerem que
se deve evitar a administração de fármacos, que são excretados por via renal, nos
músculos da coxa das aves, tendo em vista a observação de dois papagaios que
não manifestaram sinais clínicos de anestesia utilizando a quetamina por esta via.
Cornick-Seahorn (1996) afirma que ainda é necessário avaliar a função do sistema
porta renal sobre os fármacos aplicados nos músculos dos membros pélvicos e
região lombossacra. O requerimento de doses elevadas e a curta duração dos
efeitos dos fármacos, tais como, a etorfina em avestruzes, demonstram que a
circulação porta renal e a alta taxa metabólica das ratitas podem ter um efeito
significativo sobre o metabolismo e a excreção dos agentes anestésicos.
Revisão da Literatura
41
Há várias complicações associadas ao uso da quetamina em aves como
relaxamento muscular inadequado, grau de analgesia questionável, recuperação
prolongada, salivação excessiva, tremores, bater de asas, recuperação violenta e
convulsões. Essas ocorrências podem ser amenizadas por meio da associação de
diazepam intravenoso ao protocolo, contenção manual adequada à espécie e
manutenção do animal em ambiente tranqüilo (GUIMARÃES; MORAES, 2000). Em
ratitas, este agente dissociativo levou a excitação durante a indução e recuperação e
comportamento convulsivo na recuperação. O seu uso isolado pela via intramuscular
ou intravenosa é um método inaceitável para induzir anestesia nestes animais
(CORNICK-SEAHORN, 1996). A administração de xilazina (0,5 a 1,0 mg/kg, i.m.)
seguida por quetamina (2 a 10 mg/kg, i.v.) promoveu uma indução dentro de 30
segundos após a injeção e duração da anestesia de 10 a 30 minutos, um resultado
similar é observado com a combinação do diazepam (0,2 a 0,3 mg/kg, i.v.) e da
quetamina (2 a 10 mg/kg, i.v.) (GILSLEIDER, 1998).
Em dois emus adultos (38 e 40 kg) após três a cinco minutos da administração de
quetamina (25mg/kg, i.m.) observaram-se ataxia, tremores e decúbito aos dez
minutos, contudo não promoveu plano anestésico para realização de cirurgia
permitindo apenas procedimentos menores. Assim, os animais receberam mais
quetamina (5 a 8mg/kg) pela via intravenosa até um plano cirúrgico adequado e
reaplicações de 5mg/kg foram realizadas em intervalos de aproximadamente dez
minutos, quando as aves apresentavam movimentos de cabeça e aumento da
freqüência respiratória (GRUBB, 1983).
Revisão da Literatura
42
Há diversos protocolos para contenção e indução de anestesia para ratitas com a
utilização de quetamina associada a outros fármacos como: xilazina (CORNICK;
JENSEN, 1992; CORNICK-SEAHORN, 1996; GANDINI et al., 1986; GILSLEIDER,
1998; GUIMARÃES; MORAES, 2000; HUCHZERMEYER, 1998; LUDDERS;
MATTHEUS, 1996; MATTHEWS; BURBA; CORNICK, 1991), diazepam (BARREIRO
et al., 2002; CORNICK; JENSEN, 1992; CORNICK-SEAHORN, 1996; GILSLEIDER,
1998; HONNAS et al., 1991; HONNAS et al., 1993; KOMNENOU et al., 2003;
LUDDERS; MATTHEUS, 1996; MCCLURE et al., 1995; SAROGLU; YUCEL; AKTAS,
2003), midazolam (BARREIRO et al., 2002; HONNAS et al., 1993; LUDDERS;
MATTHEUS, 1996), azaperone (LUDDERS; MATTHEUS, 1996), xilazina/diazepam
(CORNICK; JENSEN, 1992; HONNAS et al., 1991; LUDDERS; MATTHEUS, 1996),
levomepromazina (BARREIRO et al., 2002), climazolam (KOMNENOU et al., 2003),
etorfina (HUCHZERMEYER, 1998; OSTROWSKI; ANCRENAZ, 1995),
alfaxolona/alfadolona (GANDINI et al., 1986). Estas associações foram realizadas
com o propósito de melhorar a qualidade da indução e recuperação dos animais,
além de evitar as várias complicações relacionadas ao emprego da quetamina.
De acordo com Cornick e Jensen (1992), a administração da quetamina associada
ao diazepam, com ou sem a utilização de xilazina como medicação pré-anestésica
em três avestruzes, resultou em recuperação de boa qualidade, mas duas aves
apresentaram indução inadequada. É importante destacar que o animal que
apresentou a indução suave e segura apresentava-se debilitado, magro e com 6%
de desidratação no momento do procedimento.
Revisão da Literatura
43
Mcclure et al. (1995) relatam a administração do diazepam (0,3 mg/kg, i.v.) como
agente pré-anestésico, após cinco minutos a indução com quetamina (7 mg/kg, i.v.)
e manutenção com isoflurano em um avestruz (9 meses de idade e 49 kg) submetido
a reparação cirúrgica da traquéia pós-trauma. Saroglu, Yucel e Aktas (2003)
descrevem um caso de conjuntivite granulomatosa, em uma ave adulta, tratada com
excisão cirúrgica. Após a administração de diazepam (1 mg/kg, i.v.), a anestesia foi
realizada com quetamina (19 mg/kg, i.v.) e mantida com halotano a 3%. Honnas et
al. (1993) citam a indução anestésica com diazepam ou midazolam (0,4 mg/Kg, i.m.
ou i.v.) seguida por quetamina (4 a 6 mg/kg, i.v.) e manutenção da anestesia geral
com isoflurano para o tratamento cirúrgico de quatro emus com retenção de ovos.
Estes protocolos parecem oferecer uma indução rápida e desprovida de excitação
favorecendo seu uso em animais traumatizados e muito debilitados.
Em avestruzes tratados com a associação levomepromazina (0,25 mg/kg), diazepam
(0,2 mg/kg) e quetamina (2 mg/kg) observou-se um período hábil anestésico maior
que nas aves tratadas com levomepromazina (0,25 mg/kg), midazolam (0,2 mg/kg) e
quetamina (2 mg/kg). Em ambos os protocolos, os fármacos foram associados na
mesma seringa e aplicados pela via intravenosa. Quanto aos períodos de latência e
de recuperação, não houve diferenças significativas entre os tratamentos. A
freqüência cardíaca, freqüência respiratória e temperatura cloacal tiveram o mesmo
comportamento entre os dois protocolos (BARREIRO et al., 2002).
A bradicardia foi observada por Cornick e Jensen (1992) em um avestruz adulto pré-
tratado com xilazina (0,9 mg/kg, i.m.) e indução da anestesia realizada com a
associação de quetamina (4,8 mg/kg, i.v.) e xilazina (0,03 mg/kg, i.v.); mas o mesmo
Revisão da Literatura
44
efeito não ocorreu em uma ave que recebeu a xilazina (0,44 mg/kg, i.m.) e a
anestesia foi induzida com quetamina (2,8 mg/kg, i.v.) e diazepam (0,15 mg/kg, i.v.).
Portanto, a depressão cardíaca no primeiro animal deve-se a elevada dose de
xilazina, mas, segundo os autores, ainda não é possível uma conclusão definitiva
quanto ao efeito deste fármaco nos avestruzes, tendo em vista o pequeno número
de animais e as diversas variáveis associadas com este estudo clínico.
A contenção química de cinco Struthio camelus camelus adultos com dardos da
associação de etorfina (5 a 9 mg/kg, i.m.) e quetamina (120 a 180 mg/kg) mostrou
uma média de doze minutos entre a aplicação e a completa imobilização. A sedação
apesar de profunda foi de curta duração permitindo manipulações simples e dentro
de oito a dezesseis minutos. Houve relaxamento muscular de boa qualidade e
raramente ocorreram movimentações. A administração de diprenorfina (12 a 30
mg/kg, i.v.) promoveu recuperação entre um a cinco minutos, mas as primeiras
tentativas de levantar foram violentas e as aves não apresentavam coordenação
caindo novamente (OSTROWSKI; ANCRENAZ, 1995).
Em quatro avestruzes, pesando entre 7 e 15 kg, administrou-se a associação de
xilazina (1 mg/kg, i.v.) e quetamina (5 mg/kg, i.v.) e em seguida alfaxolona/alfadolona
até atingir o plano de anestesia caracterizado pela perda do reflexo pedal. Ocorreu
aumento da freqüência respiratória e redução da temperatura cloacal. Já a
freqüência cardíaca apresentou inicialmente diminuição com a xilazina/quetamina,
mas após alfaxolona/alfadolona houve aumento progressivo até o final da anestesia.
A recuperação foi suave em dois animais, enquanto os outros apresentaram
opistótono e movimentos de pedalar (GANDINI et al., 1986).
Revisão da Literatura
45
A indução com xilazina e quetamina em um avestruz mostrou-se razoável, mas a
recuperação foi ruim, sendo indicada a administração do diazepam ao final do
procedimento (CORNICK; JENSEN, 1992). Uma ave adulta que recebeu na indução
a associação xilazina (0,45 mg/kg, i.m.) e quetamina (25 mg/kg, i.m.) apresentou no
decorrer da anestesia geral com isoflurano, hipertensão e complexos prematuros
ventriculares, provavelmente devido a dor e ao estresse (MATTHEWS; BURBA;
CORNICK, 1991).
De acordo com Gilsleider (1998) a tiletamina/zolazepam (5 mg/kg, i.m. ou i.v.) é o
agente de escolha para a indução anestésica de ratitas de um ano de idade a
adultos. O decúbito ocorre suave, dentro de 15 a 20 segundos, e a recuperação em
aproximadamente 15 a 20 minutos, mas a administração intramuscular pode resultar
em indução demorada e de qualidade ruim. A reaplicação pode ser realizada para
prolongar a duração da anestesia. Guimarães e Moraes (2000) citam a dose de 2 a 6
mg/kg, i.v., ou 4 a 10 mg/kg, i.m., para as ratitas, enquanto Huchzermeyer (1998)
relata o emprego da tiletamina/zolazepam nas respectivas doses de 2 a 8 mg/kg, i.v.,
3,7 mg/kg, i.v., e 4 a 12 mg/kg, i.m. para induzir anestesia e posterior manutenção
com agentes inalatórios. Perelman (1999) afirma que a tiletamina/zolazepam (2 a 8
mg/kg, i.v.) pode induzir anestesia em 15 segundos com uma duração aproximada
de 30 minutos, mas sugere que a manutenção seja realizada com halotano ou
isoflurano, ambos na concentração de 2 a 4%. Cornick-Seahorn (1996) citam a dose
de tiletamina/zolazepam pela via intramuscular de 2 a 20 mg/kg e pela via
intravenosa de 1 a 3 mg/kg e relata a necessidade de doses mais elevadas para
emus e emas.
Revisão da Literatura
46
Lin et al. (1997) relata que em emus e avestruzes a associação xilazina e butorfanol
promoveu sedação adequada para proceder à indução com isoflurano ou a
administração de tiletamina/zolazepam, mas para as emas não se observou o
mesmo resultado sendo necessário um aumento na dose dos fármacos. Ainda
ressalta que esta medicação pré-anestésica facilitou a manipulação e reduziu o
estresse das aves durante a administração intravenosa da tiletamina/zolazepam.
Segundo Van Heerden e Keffen (1991), avaliando a associação
tiletamina/zolazepam aplicada isolada, pela via intramuscular, em quinze avestruzes
jovens distribuídos em quatro grupos e recebendo as doses de 5, 10, 15 e 20 mg/kg
de peso corpóreo, observaram correlação positiva significativa entre o aumento da
dose e o tempo de imobilização, mas o mesmo não ocorreu entre a dose e o tempo
de latência para imobilização.
A pressão arterial permaneceu baixa nas ratitas sedadas com xilazina e butorfanol e
anestesiadas com isoflurano ou com tiletamina/zolazepam e isoflurano; no entanto,
as aves anestesiadas apenas com isoflurano apresentaram elevação na pressão
arterial e freqüência cardíaca, mas não se observou contrações ventriculares
prematuras (LIN et al., 1997). Hipertensão ocorreu em um avestruz adulto, após a
aplicação de torniquete no membro pélvico para realização de um procedimento
cirúrgico ortopédico. Este animal foi induzido com diazepam (0,1 mg/kg, i.m.) e
tiletamina/zolazepam (4,4 mg/kg, i.m.) e mantido com isoflurano (CORNICK-
SEAHORN et al., 1995).
Revisão da Literatura
47
Lin et al. (1997) afirma que a administração da tiletamina/zolazepam não reduziu a
bradicardia induzida pela associação xilazina e butorfanol, apesar do possível efeito
simpatomimético da tiletamina. Van Heerden e Keffen (1991) observaram aumento
da freqüência cardíaca em um grupo de quatro avestruzes jovens tratadas com
tiletamina/zolazepam isolada na dose de 20 mg/kg de peso corpóreo, pela via
intramuscular.
De acordo com Lin et al. (1997) a tiletamina/zolazepam administrada por via
intravenosa em dez ratitas promoveu anestesia suave e decúbito entre um a dois
minutos. Já em uma ema que recebeu o mesmo anestésico pela via intramuscular,
não ocorreu o decúbito e a reaplicação se fez necessária. . Cornick e Jensen (1992)
relatam que a administração de tiletamina/zolazepam (3,7 mg/kg, i.v.) em uma
avestruz adulta promoveu uma indução suave e decúbito esternal em uma hora, mas
a recuperação foi ruim sendo necessária à sedação com diazepam (0,2 mg/kg, i.m.)
após a cirurgia. Neste caso os autores discutem que a dose administrada foi maior
que a calculada inicialmente (2,2 mg/kg), assim este fato somado a curta duração do
procedimento pode ter ocasionado uma recuperação ruim. Além disso, é possível
que a metabolização do zolazepam ocorra rapidamente nesta espécie o que
justificaria a administração de benzodiazepínicos para melhorar a qualidade da
recuperação. Este fato, conforme relata Fantoni, Cortopassi e Bernardi (2002),
também é verificado em cães onde a meia-vida plasmática da tiletamina é de 1,2
hora, mas apenas de uma hora para o zolazepam. Portanto, na recuperação pode-
se observar excitação com vocalizações, hipertonia muscular e até mesmo
convulsões.
Revisão da Literatura
48
O uso rotineiro do diazepam para suavizar a recuperação das aves que receberam
tiletamina/zolazepam é citado por Cornick e Jensen (1992), Cornick-Seahorn (1996),
Gilsleider (1998) e Lin et al. (1997). Administrou-se diazepam (0,13 a 0,41 mg/kg,
i.v.) em dez de doze ratitas anestesiadas com tiletamina/zolazepam (LIN et al.,
1997). Uma recuperação suave após o uso de agentes injetáveis pode ser obtida
com a administração do diazepam (0,2 a 0.2 mg/kg, i.v.) durante o período de
recuperação, ou a azaperona (1 a 2 mg/kg, i.m.) depois da indução. A manutenção
do animal em posição esternal, a colocação do capuz na cabeça encobrindo os
olhos e a limitação dos seus movimentos também são importantes para melhorar a
recuperação (PERELMAN, 1999).
O aumento da atividade motora e a hipertonicidade muscular observadas após a
utilização da quetamina estão relacionadas à capacidade deste agente derivado da
fenciclidina em aumentar a concentração cerebral de dopamina e serotonina. Esta
observação também é relatada com o emprego da tiletamina/zolazepam, em
cavalos, durante a recuperação da anestesia, onde se verifica rigidez muscular nas
extremidades, principalmente dos membros pélvicos com apoio característico em
pinça. Já em cães e gatos é freqüente uma recuperação acompanhada de excitação
intensa com o emprego deste agente dissociativo (FANTONI; CORTOPASSI;
BERNARDI, 2002).
Lin et al. (1997) relata períodos transitórios de apnéia em uma ave anestesiada com
xilazina, butorfanol, tiletamina/zolazepam e isoflurano e em outra que recebeu
tiletamina/zolazepam e isoflurano. Cornick e Jensen (1992) também observaram
apnéia em uma avestruz adulta após a administração intravenosa de
Revisão da Literatura
49
tiletamina/zolazepam e sua persistência durante a manutenção com isoflurano,
contudo esta ocorrência parece estar relacionada à dose elevada dos fármacos
administrados combinada à anestesia inalatória.
Na literatura relatam-se diversos protocolos para contenção e indução da anestesia
em avestruzes submetidos a tratamento cirúrgico de impactação do pró-ventrículo
e/ou ventrículo, ou seja, a proventriculotomia e/ou ventriculotomia. Entre os agentes
empregados em grande parte estão inclusos os anestésicos dissociativos. Assim é
importante destacar seu uso em afecções cirúrgicas que comprometem a
homeostase do organismo o que pode demonstrar a segurança destes fármacos.
Um avestruz, fêmea, dois anos de idade e pesando 70 kg foi imobilizada com
etorfina (2 mg, i.m.) para avaliação radiográfica, em seguida administrou-se
diprenorfina (4 mg, i.v.) e dentro de três minutos o animal levantou. A
ventriculotomia, para a remoção dos corpos estranhos, foi realizada na manhã
seguinte. O animal recebeu etorfina (1,5 mg, i.m.) e após 20 minutos posicionou-se
em decúbito esternal, sendo induzida e mantida a anestesia cirúrgica com isoflurano.
No término do procedimento administrou-se diprenorfina (3 mg, i.v.) para melhorar a
qualidade da recuperação. A imobilização e sua reversão foram de boa qualidade e
rápidas mesmo com o emprego de doses mais baixas dos fármacos, já que a ave
apresentava-se debilitada (JACOBSON et al., 1986).
De acordo com Honnas et al. (1991) a anestesia foi induzida em sete avestruzes
(seis adultos e um jovem) submetidos à proventriculotomia, mas cada ave recebeu
uma das seguintes associações: diazepam (0,22 mg/kg, i.v.) e quetamina (4,4
mg/Kg, i.v.); xilazina (0,44 mg/kg, i.m.), diazepam (0,15 mg/kg, i.v.) e quetamina (2,8
Revisão da Literatura
50
mg/kg, i.v.); tiletamina/zolazepam (3,7 mg/kg, i.v.); carfentanil (0,015 mg/kg, i.v.); e
xilazina (0,5 mg/kg, i.v.) e carfentanil (0,015 mg/kg, i.v.). Destes protocolos, apenas a
tiletamina/zolazepam e xilazina-carfentanil promoveram sedação adequada que
permitiu a intubação endotraqueal sem o fornecimento de isoflurano por máscara.
Em uma ave debilitada a indução com diazepam e quetamina possibilitou a
realização da intubação e em outra se procedeu à indução com isoflurano devido ao
seu pequeno porte (7,27 kg).
Shwaluk e Finley (1995) relatam o uso da azaperona (27 mg/kg, i.m.) como
medicação pré-anestésica e o halotano para a indução e manutenção de um
avestruz de dezesseis dias de idade, pesando 1,5 kg, submetido a
proventriculotomia. Enquanto Krautwald-Junghanns et al. (1999) descrevem o caso
de ave adulta, com peso estimado em 100 kg e muito debilitada, que recebeu
diazepam (1 mg/kg, i.m.), resultando em mínima sedação, mas que permitiu sua
manipulação. O posicionamento em decúbito dorsal só tornou-se possível vinte
minutos após o início da indução com isoflurano a 5% em oxigênio. Havia perfuração
na parede do ventrículo devido à presença de pregos entre os corpos estranhos
removidos pelo procedimento cirúrgico.
Komnenou et al. (2003) relatam que em cinco avestruzes (6 a 12 meses de idade),
diazepam (0,2 a 0,5 mg/kg) e quetamina (6 mg/kg) foram associados na mesma
seringa e administrados pela via intravenosa para induzir a anestesia, enquanto em
uma ave adulta (3 anos de idade), usou-se climazolam (1mg/kg) e quetamina
(6mg/kg). A anestesia geral foi mantida com halotano não ocorrendo complicações e
demonstrou ser adequada ao tratamento cirúrgico de impactação gástrica.
Material e Método
51
4 MATERIAL E MÉTODO
Antes do início da descrição metodológica desta pesquisa, é importante ressaltar
que a metodologia empregada encontra-se dentro das normas de bioética de
experimentação animal da Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia da
Universidade de São Paulo, como consta em documento número 487 / 2004. O
experimento foi dividido em duas etapas. Na primeira etapa realizou-se o estudo
anatômico do sistema porta renal e na segunda a contenção química dos
avestruzes.
4.1 ESTUDO ANATÔMICO DO SISTEMA PORTA RENAL
Para a realização do referido estudo, utilizaram-se seis avestruzes (Struthio
camelus, variedade domesticus), três machos e três fêmeas, com sete a 12 meses
de idade, pesando entre 15 e 65 kg. Os animais foram doados pelos criatórios
Vereda dos Avestruzes em Corumbataí, São Paulo; Império dos Avestruzes em
Atibaia, São Paulo; e War Ranch em Sorocaba, São Paulo.
Após o procedimento de eutanásia das aves, com sobredose anestésica de tiopental
sódico
1
, realizou-se, em cinco animais, a identificação, dissecação e canulação das
1
Thiopentax - Cristália
Material e Método
52
veias femorais no sentido de drenagem e procedeu-se à lavagem do sistema venoso
com solução fisiológica aquecida. Em seguida foi injetada solução aquosa corada de
látex
2
, utilizando-se seringa descartável e sob pressão manual moderada até a
visualização dos vasos repletos. Posteriormente as peças foram fixadas, mediante a
aplicação subcutânea, intramuscular e intracavitária de solução aquosa de formol a
10%, sendo, em seguida, imersas em recipientes contendo a mesma solução por no
mínimo 72 horas, quando então puderam ser dissecadas.
Os exemplares foram dissecados, valendo-se de instrumentos cirúrgicos adequados
e, em seguida, retirou-se os rins para visualização dos componentes do sistema
porta renal. Em uma das aves, após a eutanásia, procedeu-se à retirada dos rins
para a localização, colheita e fixação das valvas portais renais em formol a 10%.
Para a padronização dos termos anatômicos utilizados nas descrições dos
resultados, empregou-se a Nômina Anatômica Avium (BAUMEL et al., 1993). As
dissecações e colheita de material foram acompanhadas pela tomada de algumas
imagens fotográficas digitais e elaboração de esquemas representativos, visando à
ilustração e comprovação dos resultados.
2
Látex Altamira LTDA.
Material e Método
53
4.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES
Após o estudo anatômico do sistema porta renal, realizou-se a contenção química
dos avestruzes, com o objetivo de verificar a influência da circulação porta renal
sobre os fármacos empregados no protocolo anestésico.
4.2.1 Animais
Foram utilizados seis avestruzes (Struthio camelus, variedade domesticus), três
machos e três fêmeas, com oito a 12 meses de idade, pesando entre 60 e 85 kg,
média 72,5±9,35 kg. O experimento foi realizado no criatório Vereda dos Avestruzes,
Corumbataí, São Paulo. Os animais foram capturados e posteriormente
encapuzados, utilizando-se de gorros escuros, eliminando os estímulos visuais no
decorrer da manipulação, o que os tornou mais facilmente manipuláveis.
4.2.2 Contenção Física
Os animais, que se encontravam em piquetes, foram capturados com o auxílio de
gancho próprio para a contenção de avestruzes. Na captura, a pessoa responsável
pela manipulação, se aproximava da ave e colocava o gancho no pescoço do
Material e Método
54
animal, próximo a sua cabeça, puxando-o sem torcer. Em seguida, o animal era
seguro pelo bico e encapuzado, diminuindo-se, assim, os estímulos visuais e
facilitando a contenção física das aves.
4.2.3 Fármacos
Os fármacos utilizados no experimento foram:
- Xilazina
3
– frasco-ampola de 10 ml contendo 20 mg/ml do princípio ativo.
- Tiletamina/Zolazepam
4
– frasco-ampola contendo 250 mg do princípio ativo (125
mg de cloridrato de tiletamina e 125 mg de cloridrato de zolazepam) e frasco-ampola
contendo 5 ml de diluente. A diluição foi realizada imediatamente antes do momento
da aplicação e utilizou-se 2,5 ml do diluente, assim a solução apresentava 100
mg/ml do princípio ativo (50 mg de cloridrato de tiletamina e 50 mg de cloridrato de
zolazepam).
3
Anasedan - Vetbrands
4
Zoletil 50 - Virbac
Material e Método
55
4.2.4 Procedimento Experimental
Inicialmente, foi realizado o exame pré-anestésico, que constou da avaliação das
mucosas, auscultação cardiorrespiratória, freqüência cardíaca, freqüência
respiratória e temperatura. Antes da realização do exame aguardou-se o tempo
necessário para cessar os efeitos do estresse da captura, assim os parâmetros
avaliados representaram melhor o estado de repouso das aves (Figura 1).
Figura 1- Avestruz após captura e já encapuzado,
aguardando em repouso a avaliação dos
parâmetros vitais. Notar a tranqüilidade da
ave após a retirada dos estímulos visuais
Os animais foram distribuídos aleatoriamente em dois grupos: Grupo I (n=6) – a
administração do protocolo foi realizada nos músculos da base das asas (Figura 2),
Grupo II (n=6) – a administração do protocolo foi realizada nos músculos das pernas
(Figura 3). O protocolo anestésico utilizado em todos os animais dos grupos constou
Material e Método
56
de xilazina (1,0 mg/kg de peso corpóreo) e após 10 minutos administrou-se a
tiletamina/zolazepam (6,0 mg/kg de peso corpóreo). Foram utilizados os mesmos
animais nos dois grupos, respeitando-se um intervalo mínimo de 15 dias entre cada
anestesia. Na tentativa de reduzir a interferência das variações climáticas realizou-se
o procedimento em três animais de cada grupo no primeiro dia e depois as aves
foram trocadas de grupo para proceder-se à segunda anestesia.
Figura 2 – A seta indica o local da administração dos agentes anestésicos
nas asas dos avestruzes
Figura 3 - A seta indica o local da administração dos agentes anestésicos
nas pernas dos avestruzes
Material e Método
57
4.2.5 Avaliação dos Períodos de Latência, Hábil e Recuperação
O período de latência foi determinado por meio do tempo compreendido entre a
administração dos fármacos e a perda do tônus postural. O período hábil anestésico
foi considerado como o intervalo de tempo em que o animal permaneceu
completamente imobilizado até a primeira tentativa de endireitamento. O período de
recuperação total foi considerado desde a primeira tentativa de endireitamento até o
retorno a posição bipedal.
4.2.6 Avaliação da Qualidade de Indução e Recuperação
Na indução e recuperação foram avaliadas:
• Ocorrência de mioclonias
• Ocorrência de salivação
• Ocorrência de apnéia
• Ocorrência de comportamento alterado e movimentação exacerbada
• Ocorrência de bradicardia
A indução e a recuperação foram ainda classificadas em:
• Boa: quando for suave, rápido e sem riscos para o animal e para os assistentes.
Material e Método
58
• Razoável: sem riscos para o animal e para os assistentes, mas com efeitos
demorados ou período de transição ruim.
• Ruim: perigo para o animal e assistentes. Ocorrência de excessiva agitação e
necessidade de reaplicação do agente.
4.2.7 Avaliação dos Parâmetros Vitais
Os parâmetros analisados foram:
• Freqüência cardíaca: a freqüência, na unidade de tempo minuto, foi avaliada
mediante a auscultação, por estetoscópio, da área cardíaca.
• Freqüência respiratória: obtida por meio da avaliação da movimentação do tórax
das aves.
• Temperatura: a temperatura corpórea foi mensurada por meio do uso de
termômetro clínico introduzido na cloaca do animal, até atingir o valor máximo
estável, sendo seu valor registrado em graus Celsius (°C).
4.2.8 Relaxamento Muscular
O relaxamento muscular foi avaliado subjetivamente por meio da resistência à flexão
de membros e da observação de atividade muscular não induzida, segundo o escore
Material e Método
59
proposto a seguir: 3 = intenso (flacidez muscular total); 2 = regular (discreto tônus
muscular); 1 = leve (importante tônus muscular), e 0 = ausente (contrações durante
manipulações).
4.2.9 Delineamento Experimental
A avaliação pré-anestésica foi realizada imediatamente antes da administração da
medicação pré-anestésica e os parâmetros descritos foram mensurados a cada 10
minutos desde a administração dos fármacos até o início da recuperação.
Os momentos (M) de avaliação foram:
• M0:Valores Basais – Mensuração dos parâmetros após o estresse da captura e
imediatamente antes da administração da medicação pré-anestésica (xilazina).
• M1:10’Pós-MPA – Mensuração dos parâmetros após 10 minutos da
administração da medicação pré-anestésica (xilazina).
• M2:10’Pós-TZ - Mensuração dos parâmetros após 10 minutos da administração
da tiletamina/zolazepam.
• M3:20’Pós-TZ - Mensuração dos parâmetros após 20 minutos da administração
da tiletamina/zolazepam.
• M4:30’Pós-TZ - Mensuração dos parâmetros após 30 minutos da administração
da tiletamina/zolazepam.
Material e Método
60
• M6:40’Pós-TZ - Mensuração dos parâmetros após 40 minutos da administração
da tiletamina/zolazepam.
4.2.10 Análise Estatística
O teste de Anderson-Darling foi utilizado para determinar o tipo de distribuição dos
valores das variáveis nas amostras estudadas. Os períodos de latência, hábil e de
recuperação nas amostras apresentaram distribuição normal, portanto os resultados
obtidos foram confrontados estatisticamente por meio de teste paramétrico,
utilizando-se para comparar os tempos nos dois grupos o teste T de Student para
amostras independentes. Alguns dos resultados das demais variáveis nas amostras
estudadas não apresentarem distribuição normal e nestes casos empregou-se os
testes não paramétricos de Mann-Whitney (Amostras independentes), para
comparar os dois grupos nos diferentes momentos de avaliação, e o de Wilcoxon
(Amostras dependentes), para comparar os diferentes momentos de avaliação no
mesmo grupo. O grau de significância estabelecido foi de 5% (p<0,05). Os testes
estatísticos foram realizados em programa de computador
1
. Os escores obtidos em
relação à qualidade de indução, qualidade de recuperação e relaxamento muscular
foram avaliados por freqüência relativa percentual de aparecimento nos grupos e
também, no caso do relaxamento muscular, nos diferentes momentos de
observação.
1
MINITAB® Release 14.20
Resultados
61
5 RESULTADOS
Para melhor compreensão deste capítulo, dividiram-se os resultados em dois
subcapítulos, os quais abordam respectivamente a descrição da morfologia
macroscópica (Anatomia) dos componentes do sistema porta renal e os parâmetros
avaliados na contenção química dos avestruzes.
5.1 ANATOMIA DO SISTEMA PORTA RENAL
A partir das dissecações, esquemas e fotografias, descreveu-se as relações
anatômicas dos rins, veias renais e estruturas do sistema porta renal dos avestruzes.
5.1.1 Rins
Os rins estendem-se das últimas costelas (Extremidade cranial) à região média da
pelve (Extremidade caudal). A coloração varia de marrom a marrom avermelhada e
possuem aspecto granuloso. A face dorsal se relaciona com o sinsacro e a pelve. Na
face ventral encontram-se vasos e os ureteres. Cada rim apresenta três divisões: a
divisão renal cranial, a divisão renal média e a divisão renal caudal. As divisões
craniais, com forma arredondada, estão dispostas mais lateralmente em relação às
outras divisões e suas margens mediais não estão em contato, já que nesta região
Resultados
62
encontram-se as veias ilíacas comuns e a veia cava caudal. No rim direito a divisão
cranial situa-se dorsolateramente à veia cava caudal (Figura 4). As divisões médias
iniciam-se delgadas e suas margens mediais estão em contato, enquanto
lateralmente são delimitadas pelas veias renais, elas continuam com as divisões
caudais até onde as veias isquiáticas drenam nas veias portais renais caudais
(Figuras 6 e 7). As divisões caudais são maiores, de formato retangular e
medialmente estão em contato. Da última costela até a região mais cranial da pelve
situam-se as divisões craniais dos rins, as médias encontram-se entre os acetábulos
e na região mais cranial da pelve, e as divisões caudais estendem-se dos acetábulos
à região média da pelve. Os ureteres deixam as divisões caudais dos rins
caudomedialmente (Figura 4).
Figura 4 – Rins e veias de um avestruz, em vista ventral, evidenciando suas relações
topográficas com a pelve. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le, Lateral esquerda; Ld, Lateral
direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e esquerda; B, B’, Divisões renais
médias direita e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e esquerda; D, D’,
Púbis direito e esquerdo; (
) Tubérculos pré-acetabulares; 1, Veia cava caudal; 2,
2’, Veias ilíacas comuns direita e esquerda; 3, 3’, Veias renais caudais direita e
esquerda; 4, 4’, Veias púbicas direita e esquerda; 5’, Veia porta renal caudal
esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e esquerda; 7, Anastomose entre as veias
renais caudais; 8, Veias adrenais; e 9, 9’, Ureteres direito e esquerdo
E
Le
Ld
Cr Cd
1
2
2’
3
3’
4’
4’
5’
6’
6
5’
7
8
A’
A
B’
C’
C
B
9
9'
D’
D
B’
B
Resultados
63
Em dois animais observou-se na porção mais caudal da divisão média esquerda
uma delimitação no tecido renal parecendo com mais uma divisão renal de formato
arredondado (Figura 5).
5.1.2 Veias
Nas preparações, a partir da injeção do látex corado na direção de drenagem das
veias femorais, observou-se a repleção das veias renais caudais, veias isquiáticas,
veias portais renais, veias púbicas, veias adrenais, veias ilíacas externas, veias
ilíacas comuns, veia cava caudal e apenas a origem das veias ilíacas internas que
deixam caudodorsalmente a divisão caudal dos rins; assim, segue-se, a descrição
anatômica destes vasos, suas relações com os rins e sistema porta renal.
A veia femoral deixa a coxa e penetra na pelve cranialmente à articulação
coxofemoral, ao passar craniodorsalmente pelo tubérculo pré-acetabular (processo
pectinal) ela torna-se conhecida como veia ilíaca externa. A veia púbica é uma
tributária da veia femoral desembocando próximo à origem da veia ilíaca externa que
acaba por adentrar na pelve (Figura 4). A confluência da veia porta renal caudal com
a veia ilíaca externa originou a veia ilíaca comum e ainda na sua formação
observou-se à drenagem de uma pequena veia da divisão renal cranial, a veia porta
renal cranial (Figura 7). Na formação da veia ilíaca comum evidenciou-se a presença
das valvas portais renais como uma continuação da parede do vaso porta renal
caudal. A veia renal caudal drena para a veia ilíaca comum medialmente as valvas
Resultados
64
(Figuras 7 e 9). As descrições até aqui foram equivalentes para as estruturas
anatômicas dos rins direito e esquerdo, demonstrando, portanto, simetria nos
órgãos. A confluência das veias ilíaca comum direita e esquerda forma a veia cava
caudal que se encontrou deslocada para a lateral direita em todas as preparações,
assim a veia ilíaca comum esquerda mostrou-se mais longa (Figuras 5 e 7).
Na face ventral dos rins observaram-se anastomoses entre as veias renais caudais
na região cranial das divisões renais caudais em quatro das preparações (Figuras 4
e 7). Em uma, a anastomose ocorreu na extremidade caudal das divisões mediais
próximo à extremidade cranial das divisões renais caudais (Figura 5). A veia renal
caudal direita apresentou maior calibre que à esquerda e ambas uniram-se às suas
respectivas veias ilíacas comuns ventralmente entre as divisões craniais e médias
(Figuras 4 e 5). Evidenciou-se ventralmente a veia porta renal caudal esquerda que
percorre lateralmente a veia renal caudal esquerda entre as divisões caudal e cranial
(Figuras 5 e 7).
Na face dorsal dos rins as veias portais renais caudais são visíveis da região onde
se unem as veias ilíacas externas, nas extremidades caudais das divisões craniais,
até o local de drenagem das veias isquiáticas e continuam caudalmente seus
trajetos por dentro do parênquima renal das divisões caudais, quando então deixam
os rins e se continuam como veias ilíacas internas (Figuras 6 e 7). As veias portais
renais craniais apresentaram-se bem reduzidas e localizadas dorsalmente dentro do
parênquima das divisões renais craniais (Figura 7).
Resultados
65
Figura 5 - Rins e veias de um avestruz, em vista ventral. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le, Lateral
esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e esquerda; B, B’,
Divisões renais médias direita e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e
esquerda; 1, Veia cava caudal; 2, 2’, Veias ilíacas comuns direita e esquerda; 3, 3’,
Veias renais caudais direita e esquerda; 4’, Veia púbica esquerda; 5’, Veia porta renal
caudal esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e esquerda; 7, Anastomose entre as
veias renais caudais; 8, Veias adrenais; 9, 9’, Ureteres direito e esquerdo; 10”, Veia
isquiática esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas externas direita e esquerda
Figura 6 - Rins e veias de um avestruz, em vista dorsal. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le, Lateral
esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e esquerda; B, B’,
Divisões renais médias direita e esquerda; C, C’, Divisões renais caudais direita e
esquerda; (
) Ponto de entrada das veias portais renais caudais no parênquima renal;
(
) Veias ilíacas internas; 1, Veia cava caudal; 4, 4’, Veias púbicas direita e esquerda;
5, 5’, Veias portais renais caudais direita e esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e
esquerda; 9, 9’, Ureteres direito e esquerdo; 10, 10”, Veias isquiáticas direita e
esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas externas direita e esquerda
5’
E
Le
Ld
Cr Cd
1
2
2’
3
3’
4’
6’
6
7
8
A’
A
B’
C’
C
B
9
9'
B
B’
10’
11
11'
E
Le
Ld
Cr Cd
1
5’
4
6
6'
A
A’
B
C
C’
B’
9'
9
B’
B
10
11'
11
10'
4’
5
5
5’
Resultados
66
Figura 7 – Representação esquemática dos rins de um avestruz, em vista ventral,
evidenciando o trajeto dos vasos portais renais. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le,
Lateral esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e
esquerda; B, B’, Divisões renais médias direita e esquerda; C, C’, Divisões renais
caudais direita e esquerda; (
) Veias portais renais craniais; (
) Veias ilíacas
internas; (
) Valvas portais renais; 1, Veia cava caudal; 2, 2’, Veias ilíacas
comuns direita e esquerda; 3, 3’, Veias renais caudais direita e esquerda; 4, 4’,
Veias púbicas direita e esquerda; 5, 5’, Veias portais renais caudais direita e
esquerda; 6, 6’, Veias femorais direita e esquerda; 9, 9’, Ureteres direito e
esquerdo; 10, 10”, Veias isquiáticas direita e esquerda; e 11, 11’, Veias ilíacas
externas direita e esquerda
5.1.3 Valvas
Encontraram-se três valvas portais renais na formação das veias ilíacas comuns
esquerda e direita. As valvas estão dispostas lado a lado formando uma parede que
parece contínua à do vaso porta renal caudal (Figuras 7 e 9). Desta forma,
lateralmente às valvas observaram-se as veias portais renais craniais, veias ilíacas
3
5’
Le
Ld
Cr Cd
1
5
4’
6’
A’
A
B’
C
B
9
9’
10’
11
11’
10
4
5
5’
6
C’
2’
2
3’
Resultados
67
externas e veias portais renais caudais; medialmente encontrou-se a união das veias
renais caudais às veias ilíacas comuns (Figura 7). De acordo com sua disposição
anatômica foram denominadas de valva porta renal cranial, valva porta renal média e
valva porta renal caudal (Figuras 8 e 9). As valvas craniais e médias apresentaram
formato cônico, enquanto as valvas caudais mostraram-se mais cilíndricas (Figura
8). Em todas, o ápice estava voltado para a veia ilíaca comum e seus óstios eram
irregularmente papilados, em algumas, principalmente as valvas craniais,
observaram-se extensões livres da borda irregular semelhantes às cordas tendíneas
(Figuras 8 e 9). As valvas caudais mostraram-se bem menores quando comparadas
às médias e craniais, já as valvas portais renais médias eram menores ou de
tamanho aproximadamente igual aos das valvas craniais (Figura 8).
Figura 8 – Valva porta renal cranial (cr), média (md) e caudal (cd), onde se podem observar
os seus óstios (8A) e das suas bases aos ápices (8B). As setas indicam as
extensões das bordas papiladas dos óstios encontradas em algumas das valvas,
geralmente a cranial (8A e B)
cd
md
cr
cr
md cd
8A
8B
Resultados
68
Figura 9 - Rins e veias de um avestruz, em vista ventral, evidenciando a disposição anatômica
das valvas portais renais nas veias ilíacas comuns. Cr, Cranial; Cd, Caudal; Le,
Lateral esquerda; Ld, Lateral direita; A, A’, Divisões renais craniais direita e
esquerda; B, B’, Divisões renais médias direita e esquerda; cr, cr’, valvas renais
craniais direita e esquerda; md, md’, valvas renais médias direita e esquerda; cd, cd’,
valvas renais caudais direita e esquerda; 1, Veia cava caudal; 3, 3’, Veias renais
caudais direita e esquerda; 4, 4’, Veias púbicas direita e esquerda;; 6, 6’, Veias
femorais direita e esquerda
5.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES
A partir dos parâmetros avaliados descreveram-se os resultados obtidos durante o
procedimento anestésico para a contenção dos animais a campo.
1
A’
A
4’
3
3’
6
4
6'
B’
B
B’
B
cr'
md' cd'
cr
md
cd
E
Le
Ld
Cd
Cr
Resultados
69
5.2.1 Período de latência
Após a administração da tiletamina/zolazepam, o Grupo I apresentou um período de
latência em média de 5,63 min ± 3,91, sendo maior quando comparado ao Grupo II
com média de 3,80 min ± 2,07, mas não houve diferença significativa entre os
grupos (p>0,05) (Tabela 1 e Figura 10).
TABELA 1 – Valores individuais, médias e desvios-padrão do período de
latência (minuto) dos animais tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou
da perna (Grupo II). Corumbataí – SP, 2005
Animais Nº Grupo I Grupo II
1 10,40 1,20
2 2,70 4,00
3 4,20 2,00
4 10,80 4,30
5 3,50 7,10
6 2,20 4,20
MD 5,63 3,80
DP 3,91 2,07
Nota: MD: média; DP: desvio padrão.
Resultados
70
Figura 10 – Diagrama de caixa comparativo do período de latência, em minutos, dos
animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da
asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II). A linha interliga as médias dos grupos.
Corumbataí – SP, 2005
5.2.2 Período hábil
Em relação ao período hábil anestésico do protocolo xilazina, tiletamina e
zolazepam, observaram-se valores médios de 35,17 min ± 8,13 para o Grupo I e
27,33 min ± 9,75 no Grupo II, contudo não foi estatisticamente significativa a
diferença entre os grupos (p>0,05) (Tabela 2 e Figura 11).
Resultados
71
TABELA 2 – Valores individuais, médias e desvios-padrão do período
hábil (minuto) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna
(Grupo II). Corumbataí - SP, 2005
Animais Nº Grupo I Grupo II
1 29 40
2 26 22
3 37 31
4 30 19
5 43 16
6 46 36
MD 35,17 27,33
DP 8,13 9,75
Nota: MD: média; DP: desvio padrão.
Figura 11 – Diagrama de caixa comparativo do período hábil, em minutos, dos animais
tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo
I) ou da perna (Grupo II). A linha interliga as médias dos grupos. Corumbataí
– SP, 2005
Resultados
72
5.2.3 Período de recuperação
A recuperação demorou em média 33,67 min ± 10,20 no Grupo I e 28,83 min ± 8,47
no Grupo II, sem diferença significativa entre os dois grupos (p>0,05) (Tabela 3 e
Figura 12).
TABELA 3 – Valores individuais, médias e desvios-padrão do período de
recuperação (minuto) dos animais tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou
da perna (Grupo II). Corumbataí - SP, 2005
Animais Nº Grupo I Grupo II
1 49 15
2 35 37
3 39 22
4 24 33
5 34 32
6 21 34
MD 33,67 28,83
DP 10,20 8,47
Nota: MD: média; DP: desvio padrão.
Resultados
73
Figura 12 – Diagrama de caixa comparativo do período de recuperação, em minutos,
dos animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na musculatura
da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II). A linha interliga as médias dos
grupos. Corumbataí - SP, 2005
5.2.4 Qualidade da indução e recuperação
Grupo I: A qualidade da indução anestésica foi boa em cinco animais (83,33%) e
razoável em um animal (16,67%). Em quatro animais (66,66%) houve uma boa
recuperação anestésica e uma ave (16,67%) apresentou qualidade razoável.
Observou-se comportamento alterado e movimentação exacerbada em uma ave
(16,67%) com qualidade de recuperação ruim (Tabelas 4 e 5).
Grupo II: Um animal (16,67%) apresentou qualidade de indução ruim e nos cinco
animais (88,33%) restantes a qualidade foi boa. A qualidade da recuperação foi boa
Resultados
74
em quatro animais (66,66%), razoável em um animal (16,67%) e ruim em uma ave
(16,67%) (Tabelas 4 e 5).
TABELA 4 – Qualidade da indução e recuperação individual, de acordo com
escore proposto, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo
II). Corumbataí – SP, 2005
Qualidade da indução Qualidade da recuperação
Animais Nº
Grupo I Grupo II Grupo I Grupo II
1
Boa Boa Boa Boa
2
Boa Boa Razoável Razoável
3
Boa Boa Boa Boa
4
Razoável Boa Boa Boa
5
Boa Ruim Ruim Ruim
6
Boa Boa Boa Boa
Nota: Qualidade da indução e recuperação: Boa = suave, rápida e sem riscos para o animal e
para os assistentes; Razoável = sem riscos para o animal e para os assistentes, mas com
efeitos demorados ou período de transição ruim; Ruim = perigo para o animal e assistentes,
podendo ocorrer excessiva agitação e necessidade de reaplicação do agente.
TABELA 5 – Avaliação percentual dos avestruzes tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da
perna (Grupo II) em relação à qualidade da indução e
recuperação, de acordo com escore proposto. Corumbataí – SP,
2005
Qualidade Grupos Indução Recuperação
I 83,33% 66,66%
Boa
II 83,33% 66,66%
I 16,67% 16,67%
Razoável
II 0,00% 16,67%
I 0,00% 16,67%
Ruim
II 16,67% 16,67%
Nota: Qualidade da indução e recuperação: Boa = suave, rápida e sem riscos para o animal e
para os assistentes; Razoável = sem riscos para o animal e para os assistentes, mas com
efeitos demorados ou período de transição ruim; Ruim = perigo para o animal e assistentes,
podendo ocorrer excessiva agitação e necessidade de reaplicação do agente.
Resultados
75
5.2.5 Freqüência cardíaca
Grupo I: Os valores basais (M0) foram superiores àqueles avaliados 10 minutos
após a medicação pré-anestésica (M1) e àqueles avaliados 10 (M2), 20 (M3), 30
(M4) e 40 (M5) minutos após a administração da tiletamina/zolazepam, sendo as
diferenças significantes (p<0,05). Os resultados obtidos aos 30 minutos (M4) foram
significativamente inferiores (p<0,05) aos avaliados 10 minutos após a medicação
pré-anestésica (M1) e 40 minutos após a administração da tiletamina/zolazepam
(M5) (Tabela 6 e Figura 13). Nos momentos M4 e M5 uma ave já havia se
recuperado e seus parâmetros não foram avaliados (Tabela 6).
Grupo II: Os valores basais (M0) foram superiores àqueles avaliados 10 minutos
após a medicação pré-anestésica (M1) e àqueles avaliados 10 (M2), 20 (M3) e 30
(M4) minutos após a administração da tiletamina/zolazepam, sendo as diferenças
significantes (p<0,05) (Tabela 6 e Figura 13). No momento M4 apenas três animais
foram avaliados, já que os demais estavam em recuperação. Em M5 foi possível
avaliar a freqüência cardíaca de apenas uma ave, pois o período hábil foi menor
neste grupo e a recuperação mais rápida (Tabela 6).
A avaliação estatística não mostrou diferenças significativas entre os grupos em
relação aos momentos de avaliação (p>0,05) (Tabela 6 e Figura 13).
Resultados
76
TABELA 6 – Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis da frequência
cardíaca (batimentos/minuto) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos diferentes tempos de
avaliação. Corumbataí – SP, 2005
Minutos após Tiletamina/Zolazepam
MO:Valores
Basais
M1:10’Pós-
MPA
M2:10’ M3:20’ M4:30’ M5:40’
Animais
Nº
GI
GII GI GII GI GII GI GII GI GII GI GII
1
84 68 58 42 50 56 52 57 54 60 64 60
2
92 64 56 51 48 46 52 46
3
88 65 56 58 51 54 48 68 51 66 57
4
126 106 82 72 88 56 78 60 81 87
5
76 92 46 56 52 72 56 59 46 60
6
50 80 56 57 60 48 52 44 50 45 54
MD
86,00 79,17 59,00 56,00 58,17 55,33 56,33 55,67 56,40 57,00 64,40
DP
24,65 16,97 12,05 9,82 15,18 9,18 10,91 9,09 14,04 10,82 13,16
Q
1
69,50 64,75 53,50 48,75 49,50 47,50 51,00 45,50 48,00 45,00 55,50
M
86,00 74,00 56,00 56,50 51,50 55,00 52,00 58,00 51,00 60,00 60,00
Q
3
100,5 95,50 64,00 61,50 67,00 60,00 61,50 62,00 67,50 66,00 75,50
Nota: MD: média; DP: desvio padrão; Q
1
: primeiro quartil; M: mediana; Q
3
: terceiro quartil.
0
20
40
60
80
100
120
M0: Valores basais
M1: 10' Pós-MPA
M2: 10' Pós-TZ
M3: 20' Pós-TZ
M4: 30' Pós-TZ
M5: 40' Pós-TZ
Momentos
Freqüência Cardíaca (bat/min)
Grupo I
Grupo II
Figura 13 – Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da freqüência cardíaca
(batimentos/minuto) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II). Corumbataí – SP, 2005
Resultados
77
5.2.6 Freqüência respiratória
Grupo I: Os valores basais (M0) foram inferiores àqueles avaliados 10 minutos após
a medicação pré-anestésica (M1), sendo as diferenças significantes (p<0,05).
(Tabela 7 e Figura 14). Nos momentos M4 e M5 uma ave já havia se recuperado e a
sua freqüência respiratória não foi avaliada (Tabela 7).
Grupo II: Os valores basais (M0) foram inferiores àqueles avaliados 10 minutos após
a medicação pré-anestésica (M1) e àqueles avaliados 10 (M2) e 20 (M3) minutos
após a administração da tiletamina/zolazepam, sendo as diferenças significantes
(p<0,05) (Tabela 7 e Figura 14). Os resultados obtidos aos 30 minutos (M4) foram
significativamente superiores (p<0,05) aos avaliados 10 minutos após a medicação
pré-anestésica (M1) e 20 minutos após a administração da tiletamina/zolazepam
(M3) (Tabela 5 e Figura 2), contudo em M4 apenas três animais foram avaliados, já
que os demais estavam em recuperação. Em M5 foi possível avaliar apenas uma
ave, já que as demais se encontravam em recuperação (Tabela 7).
Em M3 os resultados obtidos no Grupo I foram inferiores aos do Grupo II, sendo as
diferenças significantes (p<0,05) (Tabela 7 e Figura 14).
Resultados
78
TABELA 7 – Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis da frequência
respiratória (movimentos respiratórios/minuto) dos animais tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos
diferentes tempos de avaliação. Corumbataí – SP, 2005
Minutos após Tiletamina/Zolazepam
M0:Valores
Basais
M1:10’Pós-
MPA
M2:10’ M3:20’ M4:30’ M5:40’
Animais
Nº
GI GII GI GII GI GII GI GII GI GII GI GII
1
14 48 16 54 34 58 24 60 20 60 20 60
2
40 20 48 54 66 44 26 58
3
16 56 24 70 42 68 48 70 60 68 69
4
27 40 57 48 22 69 15 66 16 20
5
22 56 20 56 48 54 36 57 40 48
6
16 16 26 40 20 20 22 21 36 21 42
MD
22,50 39,33 31,83 53,67 38,67 52,17 28,50 56,00 34,40 49,67 39,80
DP
9,83 17,60 16,62 9,91 17,28 18,29 11,73 17,83 17,57 25,15 20,67
Q
1
15,50 19,00 19,00 46,00 21,50 38,00 20,25 48,00 18,00 21,00 20,00
M
19,00 44,00 25,00 54,00 38,00 56,00 25,00 61,00 36,00 60,00 42,00
Q
3
30,25 56,00 50,25 59,50 52,50 68,25 39,00 67,00 50,00 68,00 58,50
Nota: MD: média; DP: desvio padrão; Q
1
: primeiro quartil; M: mediana; Q
3
: terceiro quartil.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
M0: Valores basais
M1: 10' Pós-MPA
M2: 10' Pós-TZ
M3: 20' Pós-TZ
M4: 30' Pós-TZ
M5: 40' Pós-TZ
Momentos
Freqüência Respiratória (mov resp/min)
Grupo I
Grupo II
Figura 14 – Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da freqüência
respiratória (movimentos respiratórios/minuto) dos animais tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II).
Corumbataí – SP, 2005
Resultados
79
5.2.7 Temperatura cloacal
Grupo I: Os valores basais (M0) foram inferiores àqueles avaliados 10 minutos após
a medicação pré-anestésica (M1) e àqueles avaliados 10 (M2) e 20 (M3) minutos
após a administração da tiletamina/zolazepam, sendo as diferenças significantes
(p<0,05). Os resultados obtidos aos 20 minutos (M3) foram significativamente
superiores (p<0,05) aos avaliados 10 minutos após a medicação pré-anestésica
(M1) e 10 minutos após a administração da tiletamina/zolazepam (M2) (Tabela 8 e
Figura 15). Em M5 os resultados obtidos foram significativamente superiores
(p<0,05) aos avaliados em M4. Nos momentos M4 e M5 uma ave já havia se
recuperado e a sua temperatura cloacal não foi avaliada (Tabela 8).
Grupo II: Os valores basais (M0) foram inferiores àqueles avaliados 10 minutos após
a medicação pré-anestésica (M1) e àqueles avaliados 10 minutos após a
administração da tiletamina/zolazepam (M2), sendo as diferenças significantes
(p<0,05) (Tabela 8 e Figura 15). Em M2 os resultados obtidos foram
significativamente superiores (p<0,05) aos avaliados em M1. No momento M3, duas
aves, e nos momentos M4 e M5, em uma ave, a temperatura cloacal foi superior a
42 ºC, portanto não foram registrados os valores exatos no termômetro e estes
dados não puderam ser analisados estatisticamente (Tabela 8). Em M4 só foi
possível avaliar a temperatura cloacal de duas aves (Tabela 8).
Os resultados obtidos não demonstraram diferenças significativas entre os grupos
em relação aos momentos de avaliação (p>0,05) (Tabela 8 e Figura 15).
Resultados
80
TABELA 8 – Valores individuais, médias, desvios-padrão, medianas e quartis da temperatura
cloacal (graus Celsius) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos diferentes tempos de avaliação.
Corumbataí – SP, 2005
Minutos após Tiletamina/Zolazepam
M0:Valores
Basais
M1:10’Pós-
MPA
M2:10’ M3:20’ M4:30’ M5:40’
Animais
Nº
GI GII GI GII GI GII GI GII GI GII GI GII
1
39,7 41,2 40,3 41,6 40,2 42 40,3 >42 40,1 >42 40,6 >42
2
40,7 39,5 41 40,1 40,9 40,8 41,1 41
3
39,3 41,3 40,8 41,2 41,2 41,6 41,2 41,6 41,2 41,6 41,7
4
40,5 41,1 40,3 41,5 40,5 41,8 40,7 41,7 40,9 41,1
5
39,4 40,7 40 41 40,5 41,7 40,6 >42 40,8 41,2
6
39,5 38,9 40,6 39,8 40,8 39,8 40,9 39,7 41,6 39,9 41,4
MD
39,85 40,45 40,50 40,87 40,68 41,28 40,80 41,00 40,92 41,17 41,30
DP
0,60 1,01 0,37 0,75 0,35 0,83 0,33 0,92 0,55 1,11 0,51
Q
1
39,37 39,35 40,22 40,02 40,25 40,55 40,52 40,02 40,45 39,90 40,85
M
39,60 40,90 40,45 41,10 40,65 41,65 40,80 41,30 40,90 41,60 41,20
Q
3
40,55 41,22 40,85 41,52 40,97 41,85 41,12 41,67 41,40 42,00 41,80
Nota: MD: média; DP: desvio padrão; Q
1
: primeiro quartil; M: mediana; Q
3
: terceiro quartil.
38
38.5
39
39.5
40
40.5
41
41.5
42
42.5
M0: Valores basais
M1: 10' Pós-MPA
M2: 10' Pós-TZ
M3: 20' Pós-TZ
M4: 30' Pós-TZ
M5: 40' Pós-TZ
Momentos
Temperatura Cloacal (ºC)
Grupo I
Grupo II
Figura 15 – Representação gráfica comparativa da mediana e quartis da temperatura cloacal
(Graus Celsius) dos animais tratados com xilazina, tiletamina e zolazepam na
musculatura da asa (Grupo I) ou da perna (Grupo II). Corumbataí – SP, 2005
Resultados
81
5.2.8 Relaxamento muscular
Grupo I: Apenas dois animais (33,33%) apresentaram relaxamento muscular intenso
aos 10 (M2) e 20 (M3) minutos após a administração da tiletamina/zolazepam
(Figura 16). Em M2 e M3 observaram-se três animais (50%) com relaxamento
muscular regular e um animal (16,67%) foi leve. Aos 30 minutos após a
administração da tiletamina/zolazepam (M4) o miorrelaxamento apresentava-se:
intenso em apenas uma ave (16,67%), regular em três aves (50%), leve em um
animal (16,67%) e já estava ausente em uma ave (16,67%). Em M5 três animais
(50%) já não apresentavam mais relaxamento muscular, mas em duas (33,33%)
ainda era regular e em uma (16,67%) leve (Tabelas 9 e 10).
Grupo II: O relaxamento muscular foi intenso em cinco animais (83,33%) aos 10
minutos após a administração da tiletamina/zolazepam (M2), mas aos 20 minutos
(M3) apenas duas aves mantiveram este grau de miorrelaxamento (Figura 17). Em
M3 verificou-se três aves (50%) com relaxamento regular e uma (16,67%) com leve.
Já em M4 três animais (50%) não apresentavam mais miorrelaxamento e os três
restantes (50%) o relaxamento era regular. Aos 40 minutos após a administração da
tiletamina/zolazepam (M5) o relaxamento muscular apresentava-se leve em um
animal (16,67%) e já estava ausente em cinco aves (83,33%) (Tabelas 9 e 10).
Resultados
69
Figura 16 – Avestruz com relaxamento muscular intenso, após dez minutos da
administração de tiletamina/zolazepam na musculatura da asa
Figura 17 - Avestruz com relaxamento muscular intenso, após dez minutos da
administração de tiletamina/zolazepam na musculatura da perna
Resultados
83
TABELA 9 – Relaxamento muscular individual, de acordo com escore
proposto, dos animais tratados com xilazina, tiletamina e
zolazepam na musculatura da asa (GI) ou da perna (GII), nos
diferentes tempos de avaliação após administração da
tiletamina-zolazepam. Corumbataí – SP, 2005
Minutos após Tiletamina-Zolazepam
M2:10’ M3:20’ M4:30’ M5:40’
Animais
Nº
GI GII GI GII GI GII GI GII
1
1 3 2 3 1 2 0 1
2
3 3 1 3 0 0 0 0
3
3 3 3 2 3 2 1 0
4
2 3 3 2 2 0 0 0
5
2 2 2 1 2 0 2 0
6
2 3 2 2 2 2 2 0
Nota: Relaxamento Muscular: 0 = Ausente; 1 = leve; 2 = regular e 3 = intenso.
TABELA 10 – Avaliação percentual dos avestruzes tratados com xilazina,
tiletamina e zolazepam na musculatura da asa (Grupo I) ou da
perna (Grupo II) em relação ao relaxamento muscular, de acordo
com escore proposto, nos diferentes tempos de avaliação após a
administração de tiletamina/zolazepam. Corumbataí – SP, 2005
Minutos após Tiletamina/Zolazepam
Grupos
Relaxamento
Muscular -
Escore
M2:10’ M3:20’ M4:30’ M5:40’
0 16,66 50,00
1 16,67 16,67 16.67 16,67
2 50,00 50,00 50,00 33,33
I
3 33,33 33,33 16,67
0 50,00 83,33
1 16,67 16,67
2 16,67 50,00 50,00
II
3 83,33 33,33
Nota: Relaxamento Muscular: 0 = Ausente; 1 = leve; 2 = regular e 3 = intenso.
Discussão
84
6 DISCUSSÃO
Para o melhor desenvolvimento deste capítulo, dividiu-se a discussão em dois
subcapítulos, os quais abordam respectivamente a morfologia macroscópica
(Anatomia) dos componentes do sistema porta renal e a contenção química dos
avestruzes.
6.1 ANATOMIA DO SISTEMA PORTA RENAL
A disposição dos rins e suas relações com a pelve e o sinsacro foram semelhantes
às aves domésticas (KING, 1986; NICKEL; SCHUMMER; SEIFERLE, 1977) e
corresponderam as descrições já existentes para a espécie em estudo
(BEZUIDENHOUT,1986, 1999). Na delimitação das divisões renais utilizou-se como
referência apenas as veias ilíaca externa e isquiática (SILLER; HINDLE, 1969), já
que estavam mais evidentes em função da preparação com látex, mas, além destas
veias, também se podem empregar as artérias ilíaca externa e isquiática (BAUMEL
et al., 1993). Assim, notou-se que nos rins dos avestruzes deste estudo, a veia ilíaca
externa delimitou as divisões cranial e média, enquanto a veia isquiática demarcou
as divisões média e caudal. A divisão em lobos cranial, médio e caudal (AKESTER,
1967; MAGRAS; ASTERIADIS, 1989, NICKEL; SCHUMMER; SEIFERLE, 1977) não
parece ser adequada, já que o lobo renal das aves é provavelmente homólogo ao
lobo do rim do tipo multilobar dos mamíferos (BAUMEL, 1993). E, ainda, quando se
Discussão
85
divide em anterior, média e posterior (SILLER; HINDLE, 1969) não está condizente
com a nomenclatura atual (BAUMEL, 1993).
Há muita semelhança entre os rins e ureteres dos avestruzes com as outras aves
conforme relataram Fowler (1991) e Huchzermeyer (1998). Os resultados
encontrados em relação à localização, aparência, coloração e extensão dos rins
corroboraram com os relatos existentes para a espécie (BEZUIDENHOUT,1986,
1999). A aparência granular tem relação com a delimitação dos lobos renais na
superfície renal e a coloração pode variar em decorrência da quantidade de sangue
presente nos órgãos. No presente estudo o local de drenagem da veia isquiática
delimitou as divisões médias e caudais, discordando da referência nos acetábulos
para esta demarcação (BEZUIDENHOUT,1986, 1999). Desta forma, além da porção
mais delgada entre os acetábulos, considerou-se que a primeira porção contínua
com a divisão caudal e cranial a veia isquiática também é parte da divisão média.
Este fato foi evidenciado em dois animais que apresentaram completa delimitação
do tecido renal entre as divisões média e caudal esquerda, assemelhando-se com
outra divisão renal.
Nos resultados encontrados, evidenciou-se a presença dos vasos que constituem o
sistema porta renal conforme foram relatados em aves domésticas (BAUMEL et al.,
1993; KING, 1986; NICKEL; SCHUMMER; SEIFERLE, 1977). Estes vasos drenam o
sangue proveniente das partes caudais do corpo para os rins (NICKEL;
SCHUMMER; SEIFERLE, 1977), sendo o mesmo observado nos avestruzes. As
veias femoral e isquiática drenam o sangue dos membros pélvicos para os vasos
porta renais, mas não foi possível avaliar nas preparações a anastomose
Discussão
86
isquiofemoral (BAUMEL, 1986; BAUMEL et al., 1993). A veia púbica drena parte do
sangue da parede pélvica para a veia femoral, praticamente na origem da veia ilíaca
externa que se une à veia porta renal caudal. A drenagem da veia mesentérica
caudal na anastomose interilíaca e conseqüentemente na porção caudal da veia
porta caudal renal (AKESTER, 1967; BAUMEL, 1986; BAUMEL et al., 1993) não foi
evidenciada, já que apenas a origem das veias ilíacas internas estava visível nas
preparações. No entanto, Bezuidenhout (1999) afirmou que as veias da parede e
vísceras pélvicas drenam para a veia ilíaca interna no avestruz e esta une-se a veia
porta renal caudal. A veia porta renal cranial, assim como descrita em patos por
Magras e Asteriadis (1989), apresentou-se pouco desenvolvida sendo evidente sua
união a veia ilíaca comum, mas, provavelmente devido ao seu tamanho reduzido,
não foi possível visualizar a anastomose com o seio venoso vertebral interno
(AKESTER, 1967; BAUMEL, 1986; BAUMEL et al., 1993). Em galinhas a origem
embriológica da veia porta renal cranial ocorre a partir da veia porta metanéfrica
cranial, que se forma independentemente da veia cardinal posterior e está
conectada ao seio venoso vertebral (CARRETERO et al., 1997), podendo, este fato,
refletir em diferenças anatômicas nas aves. Portanto, nos avestruzes não se
caracterizou o anel venoso do sistema porta renal relatado por Baumel et al. (1993)
e King (1986) em aves domésticas.
A veia renal caudal estende-se pelos dois terços caudais do rim do avestruz e após
deixar o parênquima renal da divisão caudal ela ocupa um sulco na superfície
ventral da divisão caudal e média semelhante ao que ocorre nas aves domésticas
(KING, 1986); contudo ocorreu anastomose entre as veias renais caudais em quatro
das preparações, na região cranial da divisão caudal e, em uma preparação, na
Discussão
87
divisão média. A união da veia porta renal caudal com a veia ilíaca externa forma a
veia ilíaca comum que ainda recebe a veia renal caudal (BAUMEL, 1986; BAUMEL
et al., 1993; BEZUIDENHOUT, 1999) o que também se verificou nas preparações.
Segundo Baumel (1986) a veia cava caudal encontra-se deslocada para a direita o
que torna a veia ilíaca comum esquerda mais longa, o mesmo foi observado nos
avestruzes. O trajeto da veia porta renal caudal foi evidente na face dorsal dos rins
somente entre as divisões craniais e caudais, já que o restante deste ocorre dentro
da divisão caudal até deixar os rins como veia ilíaca interna. A veia cardinal posterior
comporta-se inicialmente como vaso porta dos rins mesonéfricos nos embriões de
galinha, mas posteriormente forma a veia porta metanéfrica caudal e na seqüência
do desenvolvimento a veia porta renal caudal (CARRETERO et al., 1997).
Oelofen (1977) descreveu a presença de três valvas porta renais, cônicas, em cada
rim dos avestruzes o que foi confirmado nos resultados encontrados, mas o autor as
denominou de anterior, média e posterior. Nas observações do presente estudo e
utilizando a nomenclatura anatômica avium atual (BAUMEL et al., 1993) adotou-se
que as valvas seriam porta renal cranial, média e caudal. No pato e ganso elas são
cônicas e possuem um óstio com borda irregularmente papilada (KING, 1986) o que
também foi observado para as valvas craniais e médias dos avestruzes. Já as valvas
caudais são geralmente menores e apresentam um formato mais cilíndrico
semelhante às galinhas (KING, 1986). O ápice está voltado para a veia ilíaca comum
e algumas valvas apresentaram extensões livres da borda do óstio irregular. Quanto
à base, a disposição lado a lado das valvas, forma uma parede contínua com a veia
porta renal caudal. Nas aves domésticas há apenas uma valva em cada rim que se
localiza no início da veia ilíaca comum lateralmente à abertura da veia renal caudal e
Discussão
88
medialmente a confluência da veia porta renal caudal na veia ilíaca externa
(BAUMEL, 1986; KING, 1986; MACRAS; ASTERIADIS, 1989; MIRABELLA;
ESPOSITO; PELAGALLI, 1996). A valva em embriões de galinha revelou a presença
de dois sulcos no décimo quarto dia, representando os dois folhetos de uma valva
venosa e com seu desenvolvimento ocorre à conexão do sistema porta renal
(aferente) com o sistema venoso eferente (CARRETERO et al., 1997). As valvas nos
avestruzes foram localizadas na origem das veias ilíacas comuns, sendo que
lateralmente observaram-se as veias portais renais craniais, veias ilíacas externas e
veias portais renais caudais; enquanto medialmente encontra-se a união das veias
renais caudais as veias ilíacas comuns. Assim, os resultados encontrados não
corroboraram com Oelofen (1977) que descreveu a drenagem da veia isquiática para
a região mais cranial da veia porta renal caudal, juntamente com as veias ilíaca
externa e porta renal cranial. Nas preparações ficou evidente a drenagem da veia
isquiática no local onde a veia porta renal caudal penetra no parênquima renal da
divisão caudal.
6.2 CONTENÇÃO QUÍMICA DOS AVESTRUZES
A utilização da via intramuscular para administração de fármacos anestésicos em
avestruzes é evitada por diversos motivos, dentre eles podem-se citar: o alto valor
comercial da carne e do couro; a necessidade de altas doses para promover
contenção ou anestesia cirúrgica; a possibilidade de lesão e dor muscular no local
da aplicação o que pode incapacitar a locomoção das aves; a demora na indução e
Discussão
89
recuperação com a ocorrência de efeitos indesejáveis; e a atuação do sistema porta
renal levando a excreção renal dos fármacos aplicados nos músculos da perna.
Huchzermeyer (1998) indica a realização das injeções intramusculares nos músculos
da base das asas nessas aves, tendo em vista alguns dos motivos já citados, mas é
importante destacar, principalmente para este estudo, que a indicação do autor
também se baseia na presença da circulação porta renal. Bezuidenhout (1999),
Cornick-Seahorn (1996), Fowler (1991) e Oelofsen (1977) relatam a semelhança do
sistema porta renal dos avestruzes com outras aves, fato que se confirma nos
resultados encontrados no estudo anatômico quando comparados aos achados da
literatura referenciada. Desta forma, há relevância, sob o aspecto anatômico, quanto
à precaução em se aplicar fármacos nos músculos dos membros pélvicos da
espécie estudada.
No presente estudo utilizou-se a musculatura da base da asa para administrar o
protocolo anestésico nos animais do grupo I, conforme a indicação de Huchzermeyer
(1998), e comparou-se com as aves do grupo II que receberam os mesmos
fármacos nos músculos da perna. As diferenças encontradas ainda serão discutidas
com maiores detalhes e seguindo-se os resultados dos parâmetros avaliados, mas é
interessante ressaltar que em todos os animais dos grupos ocorreu uma contenção
química satisfatória para realização de procedimentos rápidos a campo ou até
mesmo pode-se proceder à manutenção com anestesia inalatória.
Em todas as aves, após a administração da xilazina como medicação pré-
anestésica, observou-se maior facilidade no manejo, permitindo a colocação de
algumas em decúbito esternal ou quando em estação, permaneciam quietas e no
Discussão
90
mesmo local. Além disso, a avaliação dos parâmetros vitais e a aplicação do
anestésico dissociativo foram realizadas de maneira tranqüila e com mínima
contenção física. Cornick-Seahorn (1996) e Tully (1998) descrevem a dose de 1,0 a
2,2 mg/kg de xilazina, pela via intramuscular, na tentativa de promover imobilização
em ratitas, contudo não se evidenciou relaxamento muscular nos animais em estudo,
assim a sedação observada está de acordo com Cullen et al. (1995), Gisleider
(1998) e Ludders e Matheus (1996), como também para a dose de 0,2 a 1,0 mg/kg
descrita por Cornick-Seahorn (1996) e Tully (1998). A facilidade na indução da
contenção química com o emprego deste agente pré-anestésico na dose de 1,0
mg/kg confirmou a indicação de Ludders e Matheus (1996).
Nos dois grupos ocorreu redução na freqüência cardíaca após a administração da
xilazina (M1), sendo estatisticamente significativa quando se comparou aos valores
basais (M0) e este efeito também foi relatado por Cornick e Jensen (1992), Cornick-
Seahorn (1996), Cullen et al. (1995), Gandini et al. (1986) e Lin et al. (1997). De
acordo com este efeito observado e a citação de Ludders e Matheus (1996) deve-se
evitar o emprego deste fármaco nas aves debilitadas. E, ainda, esta depressão
cardiovascular pode ser potencializada com a anestesia inalatória (CORNICK-
SEAHORN, 1996; LIN et al., 1997).
Apesar de não haver diferença significativa no período de latência entre os grupos,
os animais que receberam a tiletamina/zolazepam na musculatura da perna
apresentaram um tempo mais curto até a perda do tônus postural, provavelmente
porque ocorreu uma absorção mais rápida dos fármacos, já que se trata de aves
corredoras e há extensa vascularização nos músculos dos membros pélvicos. Cruz
Discussão
91
et al. (2001) observaram o mesmo fato em papagaios que receberam quetamina nos
músculos do peito. Nas aves do grupo I a indução anestésica demorou mais em
decorrência da lenta absorção da tiletamina/zolazepam. Van Heerden e Keffen
(1991) não observaram redução no tempo para ocorrer a imobilização em
avestruzes jovens ao aumentarem a dose de tiletamina/zolazepam pela via
intramuscular. Gilsleider (1998), apesar da indicação da tiletamina/zolazepam pela
via intramuscular para ratitas, apenas citou que pode ocorrer demora na indução
sem maiores detalhes sobre o período de latência, assim como Cornick-Seahorn
(1996), Guimarães e Morares (2000) e Huchzermeyer (1998) que somente relatam
as doses por esta via. Já o período de latência de 1 a 2 minutos em média foi
relatado em quinzes avestruzes que receberam apenas estes fármacos nos
músculos, mas os animais eram jovens e o mais pesado tinha 16,1 kg (VAN
HEERDEN; KEFFEN, 1991). Algo que deve ser revisto são os relatos na literatura de
doses generalizadas dos anestésicos para o grupo das ratitas, isto baseado nas
observações de Cornick-Seahorn (1996) e Lin et al. (1997) quanto à necessidade de
doses mais elevadas para emus e emas.
Ostrowski e Ancrenaz (1995) ao compararem a administração da associação
etorfina/medetomidina e etorfina/quetamina nos músculos da coxa, via dardo, para
imobilização química de avestruzes, observaram que o decúbito ocorreu mais rápido
com a primeira associação, mas a duração do efeito foi curta. De acordo com
Cornick-Seahorn (1996) a necessidade de doses elevadas de etorfina e a curta
duração dos seus efeitos parece ter relação com o sistema porta renal, excreção
renal do fármaco, e a alta taxa metabólica destas aves, o que também foi
apresentado por Ostrowski e Ancrenaz (1995) que ainda acrescentaram em sua
Discussão
92
discussão a possível ocorrência de uma rápida metabolização da etorfina nestes
animais. Em relação aos resultados obtidos no experimento observou-se período
hábil anestésico mais curto nas aves do grupo II, mas como não ocorreu diferença
significativa quando se comparou ao grupo I, pode-se apenas sugerir que a
influência da circulação porta renal em avestruzes foi de menor importância do que
os relatos na literatura, contudo não se deve descartar que as diferenças no
metabolismo desta espécie possam modificar o efeito anestésico da associação
tiletamina/zolazepam, ou seja, alterar a duração de sua ação. A duração de ação de
15 a 20 minutos, após administração de 5 mg/kg, i.v. de tiletamina/zolazepam foi
descrita por Gilsleider (1998), enquanto a dose de 2 a 8 mg/kg, i.v. dura em torno de
30 minutos segundo Perelman (1999). O aumento da dose de tiletamina/zolazepam,
administrada pela via intramuscular e sem agente pré-anestésico, prolongou o tempo
de imobilização em avestruzes de acordo com os achados de Van Heerden e Keffen
(1991) que empregaram as doses de 5, 10, 15 e 20 mg/kg e os seus respectivos
períodos de imobilização foram de 33,16 ± 9,0, 79,0 ± 33,2, 106,0 e 126,4 ± 48,0
minutos. Desta forma, considerou-se relevante o período hábil anestésico obtido nos
dois grupos deste experimento, já que se trata de animais mais velhos (8 a 12
meses de idade) e maiores (72,5 ± 9,35 kg), quando comparado aos achados de
Van Heerden e Keffen (1991). A maior duração da anestesia no grupo I pode estar
relacionada à lenta absorção dos fármacos, já que os músculos na base das asas
são pouco desenvolvidos e conseqüentemente bem menos vascularizados. Talvez,
essas observações, possam ser esclarecidas com a realização de estudos
farmacocinéticos, principalmente para se avaliar os agentes anestésicos.
Discussão
93
Oelofen (1977) ao descrever a presença das três valvas portais renais nos
avestruzes, o que se confirmou nos resultados deste estudo, pareceu evidente que
desempenham uma função importante na regulação da circulação porta renal
(BEZUIDENHOUT, 1999; FOWLER, 1991; HUCHZERMEYER, 1998). O mecanismo
de abertura e fechamento destas valvas parece ser controlado por fibras nervosas
autonômicas intrínsecas, conforme os achados de Akester (1970), Akester e Mann
(1969), Bennett e Malfors (1975) e Burrows, Braun e Duckles (1983) para aves
domésticas. A ação colinérgica promove o fechamento das valvas o que desvia a
maior parte do fluxo sanguíneo venoso proveniente dos membros pélvicos
diretamente para os túbulos renais, no entanto, quando as valvas estão abertas, sob
efeito adrenérgico, o fluxo sanguíneo direciona-se diretamente para a circulação
sistêmica (BURROWS; BRAUN; DUCKLES, 1983; CRUZ et al., 2001; SHIMADA;
STURKIE, 1973). Nas preparações, evidenciou-se que o arranjo anatômico dos
vasos e das valvas do sistema porta renal dos avestruzes podem desviar o fluxo
sanguíneo da mesma forma como foi descrito para outras aves. Desta forma, deve-
se considerar a interferência deste mecanismo nos períodos de observação dos
grupos e ainda a possibilidade de interação dos fármacos com as fibras autonômicas
das valvas. Embora haja evidências da inervação autonômica, os resultados de
Odlind (1978), Palmore e Ackerman (1985), Sturkie e Abati (1975) e Sturkie, Dirner e
Gister (1978) não atribuem às valvas as variações na distribuição do fluxo sanguíneo
nos vasos porta renais. Esses vasos, juntamente com as valvas, parecem regular os
diferentes trajetos do fluxo sanguíneo no sistema porta renal (AKESTER; 1967), mas
a pressão constante e o fluxo contínuo nas veias porta são mantidos pela regulação
da abertura da valva ao elevar-se a pressão sanguínea no sistema (MIRABELLA;
ESPOSITO; PELAGALLI, 1996). Levando-se em consideração as controvérsias
Discussão
94
expostas e a ausência de maiores detalhes dos aspectos funcionais da circulação
porta renal, na espécie em estudo, não foi possível estabelecer como ocorre a
regulação do fluxo sanguíneo no sistema porta renal, já que a metodologia
empregada no experimento permitiu somente observar seus componentes, verificar
suas relações anatômicas e comparar com a literatura existente.
Na literatura consultada, observa-se que em grande parte dos protocolos
anestésicos onde se empregou a quetamina, ocorreram fenômenos excitatórios
durante a recuperação das ratitas, mesmo quando as associações foram realizadas
na tentativa de minimizar as complicações relacionadas a este agente dissociativo
(CORNICK; JENSEN, 1992; CORNICK-SEAHORN, 1996; GANDINI et al., 1986;
OSTROWSKI; ANCRENAZ, 1995). A recuperação demorou mais no grupo I, mas a
diferença foi pequena e não significativa em relação ao grupo II, assim deve-se
considerar a velocidade de absorção dos fármacos anestésicos nos grupos e talvez
menor interferência do desvio porta renal no grupo II. Em relação à avaliação da
qualidade de recuperação os resultados obtidos foram iguais nos dois grupos e
inclusive o mesmo escore nos animais nas duas anestesias, o que pode sugerir uma
característica individual quanto a farmacocinética do protocolo anestésico
empregado, principalmente na sua metabolização. As aves com recuperação ruim
(16,67%) e razoável (16,67) nos dois grupos apresentaram hipertonia muscular,
movimentos de pedalar e movimentação da cabeça e pescoço, sendo mais
pronunciados no animal número cinco com escore ruim nas duas anestesias. Esses
efeitos podem ser minimizados com o uso do diazepam na recuperação (CORNICK;
JENSEN, 1992; CORNICK-SEAHORN, 1996; GILSLEIDER, 1998; LIN et al., 1997;
PERELMAN, 1999) ou da azaperona no momento da indução (PERELMAN, 1999),
Discussão
95
já que o zolazepam parece ser metabolizado mais rápido que a tiletamina nos
avestruzes (CORNICK; JENSEN, 1992). Fantoni, Cortopassi e Bernardi (2002)
destacam, o mecanismo de ação dos dissociativos e espécies, como o cão, onde a
meia-vida do zolazepam possa ser mais curta que a tiletamina, como os fatores que
podem desencadear uma recuperação com excitação e aumento da atividade
motora, assim como os efeitos observados neste experimento. Assim como
Perelman (1999), notou-se que o decúbito esternal, o capuz e a limitação de
movimentos favoreceram uma recuperação mais tranqüila nos animais dos dois
grupos.
A qualidade de indução foi razoável em uma ave do grupo I (16,67%) e ruim no
animal número cinco (16,67%) do grupo II. É importante destacar que o animal
número cinco apresentou o maior período de latência e menor período hábil do
grupo II, além de uma recuperação ruim. No entanto, quando este animal fez parte
do grupo I observou-se uma latência curta, indução de boa qualidade e o segundo
maior período hábil anestésico (43 minutos), mas sua recuperação foi ruim. Assim,
como Cruz et al. (2001) ao observar dois papagaios que não manifestaram sinais de
anestesia ao receberem quetamina nos músculos da coxa, também pode ter
ocorrido à atuação da circulação porta renal neste animal o que provavelmente
justificaria os resultados obtidos.
A bradicardia foi observada por Cornick e Jensen (1992) e Gandini et al. (1986) após
a associação xilazina e quetamina. Após a administração da xilazina, a freqüência
cardíaca permaneceu abaixo dos valores basais nos dois grupos, permanecendo
nestes patamares mesmo depois da aplicação da tiletamina/zolazepam, conforme
Discussão
96
também foi relatado por Lin et al. (1997) que empregou xilazina e butorfanol na pré-
anestesia. Diferentemente, Van Heerden e Keffer (1991) além de não observarem
bradicardia com o uso isolado da tiletamina/zolazepam, obtiveram incremento da
freqüência cardíaca após a dose de 20 mg/kg, i.m.. Desta forma, parece que a
xilazina promoveu redução da freqüência cardíaca mesmo quando utilizada com
fármacos que apresentam efeitos simpatomiméticos (LIN et al., 1997), ou seja, os
anestésicos dissociativos. Os resultados obtidos mostraram valores menores da
freqüência cardíaca nos animais do grupo I e observaram-se valores
significativamente inferiores em M4 quando comparados a M1 e M5. A duração mais
prolongada da anestesia em função da absorção mais lenta dos fármacos pode ter
proporcionado a maior redução da freqüência cardíaca neste grupo.
Lin et al. (1997) observaram em duas avestruzes anestesiadas com
tiletamina/zolazepam e isoflurano períodos transitórios de apnéia, sendo o mesmo
efeito relatado por Cornick e Jensen (1992) após a administração de
tiletamina/zolazepam, i.v., e durante a manutenção com isoflurano No presente
estudo, houve incremento da freqüência respiratória na maioria dos animais,
principalmente no grupo II. Os dissociativos promovem depressão dose-dependente
do sistema respiratório e uma respiração apnêustica segundo Fantoni, Cortopassi e
Bernardi (2002), o que torna evidente sua ação nos centros respiratórios, já que
podem modificar o padrão ventilatório normal. Talvez a ocorrência de apnéia esteja
relacionada à administração da tiletamina/zolazepam pela via intravenosa no
momento da indução, atingindo um pico elevado de concentração do anestésico
dissociativo no sistema nervoso central em segundos, e conseqüentemente,
depressão mais acentuada dos centros respiratórios. E, ainda, a manutenção da
Discussão
97
anestesia com anestésicos inalatórios pode ter potencializado este efeito depressor.
Os resultados obtidos demonstraram que a via intramuscular permitiu uma indução
anestésica sem a ocorrência de apnéia, provavelmente, em decorrência da absorção
lenta do fármaco dissociativo nos dois grupos. Em M3 alguns animais do grupo I
apresentaram redução da freqüência respiratória, sendo mais evidente na ave
número quatro, justificando, assim, a diferença estatística encontrada ao comparar
com o grupo II. Essa observação parece estar relacionada à absorção mais lenta
dos anestésicos neste grupo e com o maior período de imobilização. A contenção
química mais prolongada pode ter levado a uma maior redução no metabolismo das
aves e, conseqüentemente, menor acúmulo de dióxido de carbono e necessidade de
oxigênio tecidual, mas, também, deve-se considerar um menor efeito depressor nos
centros respiratórios.
O experimento foi realizado a campo e sob as condições climáticas de calor e
elevada umidade do ar, assim observou-se elevação da temperatura nos dois
grupos, sendo que o maior incremento ocorreu nos animais do grupo II. Elmôr et al.
(2004) relataram que a temperatura cloacal dos avestruzes é de aproximadamente
39 ºC, mas os valores basais mensurados nos grupos foram superiores em todos os
animais com uma única exceção. De acordo com Huchzermeyer (1998) as
temperaturas normais registradas em avestruzes variam de 37,8 a 38,9 ºC, atingindo
até mesmo 40,7 ºC. No entanto, dentre os valores basais obtidos no presente
estudo, registrou-se a temperatura de 41,3 ºC. A temperatura corporal nas
avestruzes é regulada pela variação no posicionamento das plumas e o aumento da
freqüência respiratória, ou arquejamento, que possibilita a perda de calor por
evaporação a partir da traquéia, dos sacos aéreos e da faringe (ELMÔR et al., 2004;
Discussão
98
HUCHZERMEYER, 1998). Durante o arquejamento, a hiperventilação é
redirecionada para fora da região de troca parabronquial, assim o avestruz não sofre
de hipocapnia e alcalose respiratória como as outras aves (HUCHZERMEYER,
1998). A perda de calor ocorre a partir das áreas desprovidas de plumas do corpo e
pescoço, sendo facilitada pelo eriçar das plumas e pela abertura e movimentação
das asas (ELMÔR et al., 2004; HUCHZERMEYER, 1998). Desta forma, além da
temperatura ambiental elevada, o decúbito esternal e a imobilização dos animais
dificultaram a perda de calor, o que justifica o incremento da temperatura cloacal nos
grupos. A hipertermia pode ocorrer em ratitas adultas expostas à temperatura e
umidade ambiental elevadas, sendo uma situação comum a campo (CORNICK-
SEAHORN, 1996). O principal mecanismo compensatório foi o arquejamento nas
aves em estudo, sendo evidente a relação entre a elevação da temperatura cloacal e
o aumento da freqüência respiratória nos grupos, principalmente no grupo II onde a
temperatura de dois animais foi superior a 42 ºC. Além disso, procedeu-se à
abertura das asas para facilitar, ainda mais, a perda de calor nos animais do
experimento.
Apenas dois animais (33,33%) do grupo I apresentaram relaxamento muscular
intenso e com duração aproximada de 20 minutos, enquanto no grupo II o mesmo
grau de miorrelaxamento ocorreu em cinco aves (83,33%), mas por 10 a 15 minutos.
Portanto, pode ser necessária uma dose mais elevada da tiletamina/zolazepam,
quando for administrada nos músculos da base da asa, já que a lenta absorção
parece ter disponibilizado menor quantidade dos fármacos para os seus locais de
ação, dificultando o estabelecimento de uma anestesia com completo
miorrelaxamento em quatro animais. No grupo II a absorção mais rápida promoveu
Discussão
99
relaxamento muscular intenso na maioria das aves, apesar da curta duração, o que
pode estar relacionado à metabolização e à excreção de parte dos fármacos em
decorrência do desvio porta renal ou por ambos.
A anestesia em avestruzes, assim como nas ratitas de forma geral, parece restrita,
na sua maioria, aos relatos de casos dos procedimentos cirúrgicos, com pouca
literatura onde o foco central da discussão possa esclarecer perguntas sobre a
atuação dos agentes anestésicos e a realização da conduta anestésica, o que
também torna necessário maiores conhecimentos da morfologia, fisiologia e
farmacologia desta espécie, fornecendo uma base mais sólida para uma ciência
aplicada como a anestesiologia. A revisão de literatura mostrou que a maior parte
das publicações está centrada, praticamente, em um mesmo círculo de autores,
assim não se pode desmerecer esta contribuição, mas há necessidade de pesquisas
em outras áreas do conhecimento para suprir dificuldades encontradas, como por
exemplo, neste trabalho, onde se percebeu a falta de informações da farmacologia
dos agentes anestésicos e também da fisiologia da circulação porta renal na espécie
estudada. Portanto, os resultados obtidos neste experimento demonstraram que sob
o ponto de vista morfológico os vasos e valvas porta renais apresentam um arranjo
anatômico que possibilita o desvio do fluxo sanguíneo para os rins, mas, de acordo
com a metodologia empregada e escassez de literatura, não foi possível determinar
os aspectos funcionais da circulação porta renal. E, ainda, quanto ao local de
aplicação dos fármacos na contenção química dos avestruzes as diferenças
encontradas permitiram apenas supor menor envolvimento do sistema porta renal no
desvio dos fármacos anestésicos aplicados na perna, assim se faz necessário
Discussão
100
estudos farmacocinéticos aliados a fisiologia da circulação porta renal para se
estabelecer uma real preocupação quanto a esta questão.
Conclusões
101
7 CONCLUSÕES
A partir dos resultados obtidos pode-se concluir que:
• O sistema porta renal do Struthio camelus apresentou-se constituído por duas
veias portais renais craniais bem reduzidas, duas veias portais renais caudais e
seis valvas portais renais.
• Cada veia porta renal caudal apresentou-se relacionada, cranialmente, com a veia
femoral, a partir da sua união com a veia ilíaca externa, e caudalmente, com a
veia isquiática e ilíaca interna.
• A disposição da base das valvas porta renal cranial, média e caudal apresentou-
se como uma parede contínua da veia porta renal caudal e seus ápices
encontram-se voltados para a veia ilíaca comum.
• O protocolo anestésico composto por xilazina, tiletamina e zolazepam promoveu
contenção química adequada para a realização de procedimentos de curta
duração a campo nos avestruzes e os parâmetros avaliados apresentaram
comportamento semelhante nos dois grupos, sugerindo que os músculos da base
das asas é um local alternativo para administração de fármacos anestésicos.
• Os parâmetros avaliados não forneceram diferenças nos grupos que possam
evidenciar a influência do sistema porta renal na administração de fármacos
anestésicos nos músculos dos membros pélvicos.
Conclusões
102
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Conclusões
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