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UNIVERSIDADE DE BRASÍLIA
FACULDADE DE MEDICINA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS MÉDICAS
AVALIAÇÃO HISTOPATOLÓGICA DO PERITÔNIO EXPOSTO A
CHOQUE TÉRMICO. ESTUDO EXPERIMENTAL EM RATOS.
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
JOÃO VIEIRA LOPES
Brasília, 2006.
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ii
JOÃO VIEIRA LOPES
AVALIAÇÃO HISTOPATOLÓGICA DO PERITÔNIO EXPOSTO A
CHOQUE TÉRMICO. ESTUDO EXPERIMENTAL EM RATOS.
Dissertação submetida ao Programa de
Pós-graduação em Ciências Médicas da
Faculdade de Medicina da Universidade
de Brasília como requisito parcial para
obtenção do grau de Mestre.
Área de concentração: Medicina
Orientador:
Prof. Dr. Paulo Gonçalves de Oliveira
BRASÍLIA
2006
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iii
RELATÓRIO DE DEFESA DE DISSERTAÇÃO
iv
D
D
D
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E
E
D
D
D
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I
C
C
C
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A
T
T
T
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Ó
Ó
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R
R
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A
A
A
Dedico este trabalho a minha esposa Helen
e a meus filhos: Alan e André.
v
AGRADECIMENTOS
Participar com aproveitamento do curso de Pós-Graduação em Ciências
Médicas da Faculdade de Medicina da Universidade de Brasília foi um desafio que
enfrentamos graças aos ensinamentos, incentivo, colaboração e cooperação de
professores, familiares, esposa, filhos, colegas, alunos e funcionários.
Agradecemos a todos que contribuíram direta ou indiretamente para a
realização deste estudo e especialmente as seguintes pessoas e instituições a que
pertencem.
Prof. Dr. Paulo Gonçalves de Oliveira, meu professor, orientador e
orientador desta dissertação. Sempre presente e disposto a solver dúvidas com
habilidade de sábio.
Prof. Dr. João Batista de Sousa, professor do Curso de Pós-Graduação em
Ciências Médicas, da Faculdade de Medicina da Universidade de Brasília, ex-colega
de trabalho que me incentivou para realização do curso.
Professores do Programa de Pós-graduação da Faculdade de Medicina da
Universidade de Brasília, em especial ao coordenador Prof. Dr. Leopoldo Luiz dos
Santos Neto e ao ex-coordenador Prof. Dr. Paulo Gonçalves de Oliveira.
Prof.ª Dr.ª Sônia Nair Báo, Diretora do Instituto de Ciências Biológicas da
Universidade de Brasília.
Izabel Irene Rama Leal, médica patologista, assistente do Centro de
Anatomia Patológica do Hospital Universitário de Brasília e da Unidade de Anatomia
Patológica do Hospital Regional da Asa Norte.
vi
Gustavo Henrique Soares Takano, médico patologista, assistente do Centro
de Anatomia Patológica do Hospital Universitário de Brasília.
Luiz Alberto Mendonça de Freitas, médico, amigo e colega do Programa de
Pós-graduação em Ciências Médicas da Faculdade de Medicina da Universidade de
Brasília.
Sandoval Felicíssimo Diniz, médico, amigo e colega do Programa de Pós-
graduação em Ciências Médicas da Faculdade de Medicina da Universidade de
Brasília.
Sr.
as
Shélida Vasconcelos Braz aluna de mestrado do Programa de Patologia
Molecular da Universidade de Brasília e Elaine Paulucio Porfírio aluna de graduação
em Biologia estagiária do laboratório de microscopia eletrônica.
Srs. Gledson Alessandro Ribeiro da Silva, Carolina Kozue Okawachi, Hérika
Menezes, Daniele Gomes de Miranda funcionários da Secretaria do Programa de Pós-
graduação da Faculdade de Medicina da Universidade de Brasília.
Sr.ª Gabriela Mariângela Farias de Oliveira, médica veterinária, funcionária
do Laboratório de Cirurgia Experimental da Faculdade de Medicina da Universidade
de Brasília.
Srs. Olean do Nascimento Oliveira, José Tavares dos Santos e Sr.
as
Renata
Ribeiro de Sousa, Elisabete Joaquim dos Santos Silvestre e Maria da Conceição
Fernandes funcionários do Laboratório de Cirurgia Experimental da Faculdade de
Medicina da Universidade de Brasília.
vii
SUMÁRIO
Relatório de defesa de dissertação ......................................................................................................................... iii
Dedicatória..............................................................................................................................................................iv
Agradecimentos.......................................................................................................................................................v
Sumário................................................................................................................................................................. vii
Lista de abreviaturas, siglas e símbolos............................................................................................................... viii
Lista de figuras .......................................................................................................................................................ix
Lista de gráficos......................................................................................................................................................xi
Lista de tabelas ..................................................................................................................................................... xii
Resumo ................................................................................................................................................................ xiii
Abstract.................................................................................................................................................................xiv
1 – Introdução..........................................................................................................................................................1
2 – Objetivo ...........................................................................................................................................................10
3 – Materiais e métodos.........................................................................................................................................12
3.1 – Animal de experimentação.......................................................................................................................13
3.1.1 – Procedência ......................................................................................................................................14
3.1.2 – Distribuição dos animais em grupos.................................................................................................15
3.2 - Ordenação das etapas experimentais.........................................................................................................15
3.2.1 – Pré-operatório...................................................................................................................................15
3.2.2 – Anestesia ..........................................................................................................................................15
3.2.3 – Técnica operatória............................................................................................................................16
3.2.4 – Procedimentos operatórios por grupo de animais.............................................................................18
3.2.5 – Evolução pós-operatória...................................................................................................................19
3.2.6 – Reoperação e eutanásia. ...................................................................................................................20
3.2.7 – Exame histopatológico em microscopia de luz. ...............................................................................20
3.2.8 – Análise em microscopia eletrônica de transmissão ..........................................................................23
3.3 – Execução..................................................................................................................................................25
3.4 – Estatística .................................................................................................................................................26
4 – Resultados........................................................................................................................................................27
4.1 – Modelo experimental ...............................................................................................................................28
4.2 – Avaliação ponderal...................................................................................................................................28
4.3 – Evolução clínica.......................................................................................................................................29
4.4 – Análise operatória ....................................................................................................................................30
4.5 – Temperatura ambiente..............................................................................................................................31
4.6 – Microscopia de luz. ..................................................................................................................................31
4.6.1 – Edema...............................................................................................................................................33
4.6.2 – Congestão vascular...........................................................................................................................34
4.6.3 – Extravasamento de hemácias............................................................................................................35
4.6.4 – Destruição do mesotélio. ..................................................................................................................36
4.6.5 – Necrose focal....................................................................................................................................37
4.5.6 – Espessura do peritônio......................................................................................................................38
4.6 – Microscopia eletrônica.............................................................................................................................40
4-7 – Análise estatÍstica....................................................................................................................................43
5 – Discussão .........................................................................................................................................................45
6 – Conclusão ........................................................................................................................................................54
Referências bibliográficas......................................................................................................................................56
Apêndices ..............................................................................................................................................................62
Apêndice 1 – Pesos dos animais .......................................................................................................................63
Apêndice 2 – Edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias, destruição de mesotélio e necrose. .65
Apêndice 3 – Espessura do peritônio ................................................................................................................68
Apêndice 4 – Esquemas gráficos dos eventos operatórios................................................................................71
Anexos...................................................................................................................................................................75
Anexo 1 – Parecer do Comitê de Ética de Uso Animal ....................................................................................76
Anexo 2 – Declaração do Prof. Dr. Alcino Lázaro da Silva ............................................................................77
viii
LISTA DE ABREVIATURAS, SIGLAS E SÍMBOLOS.
ABNT - Associação Brasileira de Normas Técnicas
ANOVA -
Analysis of Variance
CEUA - Comitê de Ética de Uso Animal
Et al - e outros
FM - Faculdade de Medicina
HE - Hematoxilina e Eosina
HRAN - Hospital Regional da Asa Norte
HUB - Hospital Universitário de Brasília
IPARDES - Instituto Paranaense de Desenvolvimento Econômico e Social
MET - Microscopia Eletrônica de Transmissão
ML - Microscopia de Luz ou ótica
NaCl - Cloreto de Sódio
UFPR - Universidade Federal do Paraná
UnB - Universidade de Brasília
TM - Tricrômico de Masson
cm - Centímetro
F - Fisher
g - Grama
gl - Grau de liberdade
h - Hora
kg - Quilograma
M - Molar
mg - Miligrama
min - Minuto
mm - Milímetro
mm
3
- Milímetro cúbico
N - Número total de indivíduos
n - Número de indivíduos de cada grupo
nm - Nanômetro, um milionésimo do milímetro.
P - Valor P, significância estatística de um teste.
SPSS -
Statitical Package Social for Sciencs
Sig. - Significância
@ - Arroba
ºC - Grau Celsius
® - Marca registrada
x - Média aritmética
µm - Micrometro
™ - Trade Mark
% - Por cento
ix
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1 – ALOJAMENTO DOS ANIMAIS DO LABORATÓRIO DE CIRURGIA
EXPERIMENTAL DA FM DA UnB....................................................................................14
FIGURA 2 – ANIMAL ANESTESIADO, IMOBILIZADO SOBRE PLACA DE MADEIRA
COM AS PATAS PRESAS COM TIRAS DE ESPARADRAPO E COM
TRICOTOMIA DA FACE VENTRAL DO ABDOME........................................................16
FIGURA 3 – ARMAÇÃO EM ALUMÍNIO CONSTRUÍDA PARA EXPOSIÇÃO DA
CAVIDADE PERITONEAL DE PEQUENOS ANIMAIS SUBMETIDOS A
EXPERIMENTOS CIENTÍFICOS E BOLAS DE CHUMBO PRESAS COM
FIOS DE NÁILON A GANCHOS (A) APLICADOS NAS BORDAS DA
FERIDA OPERATÓRIA QUE APOIADOS NA ARMAÇÃO DE ALUMÍNIO
TRACIONAM E EXPÕE A CAVIDADE PERITONEAL (B) ............................................17
FIGURA 4 – DESENHO ESQUEMÁTICO: CÂMARA DE NEUBAEUR (A), RETÍCULO
COM 9 QUADRADOS COM 1 mm
2
DE ÁREA (B) E DISTÂNCIA (SETA)
CORRESPONDENTE A 1 mm USADA PARA CALIBRAÇÃO DO
SOFTWARE
ZEISS AXIO VISION™
..................................................................................21
FIGURA 5 – CORTE HISTOLÓGICO DE AMOSTRA RETIRADA DA PAREDE
ANTEROLATERAL DA CAVIDADE PERITONEAL DE RATO EXIBINDO
EM MENOR AUMENTO (ML 2,5X) O PERITÔNIO E A CAMADA
MUSCULAR. NO DETALHE EM MAIOR AUMENTO (ML.40X)
OBSERVA-SE O MESOTÉLIO E ZONA SUBMESOTELIAL. OS PONTOS A
E B INDICAM ESQUEMATICAMENTE A ESPESSURA D DO PERITÔNIO.
(COLORAÇÃO HE) .............................................................................................................22
FIGURA 6 – DUAS MEDIDAS EM µm DA ESPESSURA DO PERITÔNIO REALIZADAS
COM SOFTWARE
ZEISS AXIO VISION
™ 3.0 EM IMAGEM
DIGITALIZADA DOS CINCO CAMPOS FOTOGRAFADOS DE CADA
LÂMINA. COLORAÇÃO HE (ML. 20X)............................................................................23
FIGURA 7 – MATERIAIS UTILIZADOS NA COLETA E PREPARO DAS AMOSTRAS
PARA MICROSCOPIA ELETRÔNICA: EXTRATOR DE BIOPSIAS (A),
EPPENNDORF (B). BLOCO EM RESINA (C) COM MATERIAL JÁ
INCLUIDO E TELA DE COBRE (D)..................................................................................24
FIGURA 8 – CAMADA DE CÉLULAS MESOTELIAIS PLANAS (SETA) NA SUPERFICIE
DO TECIDO CONJUNTIVO, MET 8.000X (A) E UMA CÉLULA
MESOTELIAL DESCOLADA, MET 15.000X (B). Mn: MEMBRANA
NUCLEAR; Nu: NÚCLEO Ci: CITOPLASMA; Re: RETÍCULO
ENDOPLASMÁTICO ..........................................................................................................25
FIGURA 9 – VASOS SUBSEROSOS DE ALÇAS INTESTINAIS DE RATOS ANTES DA
IRRIGAÇÃO DA CAVIDADE PERITONEAL (A), APÓS IRRIGAÇÃO COM
SOLUÇÃO DE NACL A 0,9% NA TEMPERATURA 50ºC (B), APÓS
IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO NA TEMPERATURA ENTRE 0ºC E 2ºC
(C) E APÓS IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO A 50ºC SEGUIDA
IMEDIATAMENTE DE OUTRA IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO NA
TEMPERATURA ENTRE 0ºC E 2ºC (D) ...........................................................................30
FIGURA 10 – ADERÊNCIAS PERITONEAIS (SETA) ENCONTRADAS DURANTE A
REOPERAÇÃO DE UM ANIMAL DO GRUPO TZ...........................................................31
FIGURA 11 – MESOTÉLIO PRESERVADO, ML 100X (A), EDEMA, ML 40X (B),
AUSÊNCIA DO MESOTÉLIO, ML 100X (C), EXTRAVASAMENTO DE
HEMÁCIAS, ML 20X (D), NECROSE, ML 40X (E), E AUMENTO DA
ESPESSURA DO PERITÔNIO, ML 20X (F). (COLORAÇÃO HE). Cm:
CELULA MESOTELIAL, Nu: NÚCLEO, Ed: EDEMA, Po:
POLIMORFONUCLEARES, He: HEMÁCIAS, MI: MIÓCITOS, Mc:
MACROFÁGOS; Me: MÚSCULO ESQUELÉTICO ..........................................................32
FIGURA 12 – CÉLULA MESOTELIAL PRÓXIMA AO TECIDO CONJUNTIVO, MET
15.000X (A), TECIDO MUSCULAR, MET 20.000K (B), COLÁGENO, MET
15.000X (C), CAPILAR, ENDOTÉLIO, HEMÁCIAS E
x
POLIMORFONUCLEARES MET 10.000X (D), CÉLULA MESOTELIAL
ADERIDA AO TECIDO CONJUNTIVO, MET 15.000X (E) E CÉLULA
MESOTELIAL PARCIALMENTE SOLTA DO TECIDO CONJUNTIVO,
MET 6.000X (F). Sa: SUBSTÂNCIA AMORFA; Z: BANDA Z; S:
SARCOMERO; Mt: MITOCÔNDRIA; He: HEMÁCIAS, Po: LEUCÓCITOS;
Ce: CÉLULA ENDOTÉLIAL; Nu: NÚCLEO, Cm: CÉLULA MESOTELIAL;
Mb: MEMBRANA BASAL; Jc: JUNÇÃO CELULAR .......................................................41
FIGURA 13 – CÉLULA MESOTELIAL COM RUPTURA DA MEMBRANA CELULAR E
VAZAMENTO DO CONTEÚDO CITOPLASMATICO, MET 25.000K (A),
HEMÁCIAS DO LADO DE FORA DO CAPILAR, MET 10.000X (B),
MACRÓFAGO FAGOCITANDO UMA BACTÉRIA, MET 20.000K (C),
CÉLULA MESOTELIAL COM FENDAS NA MEMBRANA NUCLEAR,
MET 15.000X (D). Mc: MEMBRANA CELULAR; ASTERÍSCO:
HEMÁCIAS; Co: COLÁGENO; Ba: BACTÉRIA; Ma: MACRÓFAGO; Nu:
NÚCLEO; Mn: MEMBRANA NUCLEAR; In: INVAGINAÇÕES, FENDAS;
Or: ORGANELAS ................................................................................................................42
FIGURA 14 – ALTERAÇÕES HISTOLÓGICAS SUGESTIVAS DE DEGENERAÇÃO E
NECROSE ENCONTRADAS NO GRUPO CT (A), SEMELHANTES ÀS
ENCONTRADAS POR SILVA, A., ET AL., 2001 (B) NÃO OBSERVADAS
NO GRUPO GC (C)..............................................................................................................52
xi
LISTA DE GRÁFICOS
GRÁFICO 1 – PORCENTAGEM DE EDEMA NO GRAU AUSENTE, DISCRETO,
MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA
CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO
CONTROLE (GC) ................................................................................................................33
GRÁFICO 2 – PORCENTAGEM DE CONGESTÃO VASCULAR EM GRAU AUSENTE,
DISCRETO, MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS
CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH)
E GRUPO CONTROLE (GC)...............................................................................................34
GRÁFICO 3 – PORCENTAGEM DE EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS EM GRAU
AUSENTE, DISCRETO, MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS
GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH)
E GRUPO CONTROLE (GC)...............................................................................................35
GRÁFICO 4 – PORCENTAGEM DE DESTRUIÇÃO DO MESOTÉLIO NO GRAU
AUSENTE, DISCRETO, MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS
GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH)
E GRUPO CONTROLE (GC)...............................................................................................36
GRÁFICO 5 – PORCENTAGEM DE NECROSE NO GRAU AUSENTE, DISCRETO,
MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA
CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO
CONTROLE (GC) ................................................................................................................37
GRÁFICO 6 – ESPESSURA DO PERITÔNIO DAS AMOSTRAS RETIRADAS DOS
GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ,) SHAM
(SH) E CONTROLE (GC) ....................................................................................................40
GRÁFICO 7 – ESPESSURA MÉDIA EM µm DO PERITÔNIO DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT),
TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC),
TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)...........................44
GRÁFICO 8 – PERDA DE PESO, EM GRAMAS, DOS ANIMAIS DO DIA DA
OPERAÇÃO ATÉ O DIA DA REOPERAÇÃO POR GRUPO; CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA
CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO
CONTROLE (GC) ................................................................................................................48
GRÁFICO 9 – COMPARAÇÃO DA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO
VASCULAR, EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DO
MESOTÉLIO E NECROSE FOCAL DE CÉLULAS MUSCULARES ENTRE
GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT) E O GRUPO CONTROLE (GC)............................50
GRÁFICO 10 – COMPARAÇÃO NA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO
VASCULAR, EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DO
MESOTÉLIO E NECROSE ENTRE OS GRUPOS TEMPERATURA
ELEVADA (TE) E GRUPO CONTROLE (GC) .................................................................51
GRÁFICO 11 – COMPARAÇÃO NA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO
VASCULAR, EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DO
MESOTÉLIO E NECROSE ENTRE OS GRUPOS TEMPERATURA
ELEVADA (TE) E CHOQUE TÉRMICO (CT) ...................................................................51
xii
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - MÉDIA, DESVIO PADRÃO, ERRO PADRÃO DA MÉDIA, LIMITE
INFERIOR E SUPERIOR DO INTERVALO DE CONFIANÇA DE 95%,
VALOR MÁXIMO E MÍNIMO DO PESO EM GRAMAS DOS ANIMAIS
DOS GRUPOS: CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA
(TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA ENTRE 0ºC E
2ºC (TZ), SHAM (SH) E CONTROLE (GC) NAS DATAS DA OPERAÇÃO E
DA REOPERAÇÃO..............................................................................................................28
TABELA 2 – COMPARAÇÃO DAS VARIÂNCIAS DOS PESOS DOS ANIMAIS
AFERIDOS NO DIA DA OPERAÇÃO E NO DIA DA REOPERAÇÃO ...........................29
TABELA 3 - PROVA DE HOMOCEDASTICIDADE DOS PESOS DOS ANIMAIS NO DIA
DA OPERAÇÃO E NO DIA DA EUTANÁSIA ..................................................................29
TABELA 4 - PORCENTAGEM, CONTAGEM DAS ALTERAÇÕES HISTOPATOLÓGICAS
DISTRIBUIDAS POR GRUPO DE ANIMAIS E SIGNIFICÂNCIA
ESTATÍSTICA DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA
ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC
(TZ) COMPARADOS COM OS GRUPOS SHAM (SH) E CONTROLE (GC)..................38
TABELA 5 – MÉDIA, DESVIO PADRÃO, ERRO PADRÃO DA MÉDIA, LIMITE
INFERIOR E SUPERIOR DO INTERVALO DE CONFIANÇA DE 95%,
VALOR MÁXIMO E MÍNIMO DA ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm
AFERIDA NAS IMAGENS DIGITALIZADAS DOS CORTES
HISTOLÓGICOS..................................................................................................................39
TABELA 6 – ESPESSURA DO PEIRTÔNIO, EM µm AFERIDA NAS IMAGENS
DIGITALIZADAS DOS CORTES HISTOLÓGICOS. ANOVA.........................................39
TABELA 7 - ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm AFERIDA NAS IMAGENS
DIGITALIZADAS DOS CORTES HISTOLÓGICOS. TESTE DE
HOMOCEDASTICIDADE...................................................................................................39
TABELA 8 – PERDA DE PESO E MÉDIAS, EM GRAMAS, DOS PESOS DOS ANIMAIS
NO DIA DA OPERAÇÃO E NO DIA DA REOPERAÇÃO................................................43
xiii
RESUMO
Este estudo foi realizado com o objetivo de avaliar possíveis alterações histopatológicas no
peritônio parietal, mesotélio e zona submesotelial, de ratos expostos a choque térmico
provocado por lavagem peritoneal com solução NaCl a 0,9% na temperatura 50ºC durante 1
min seguida imediatamente de outra irrigação com a solução na temperatura entre 0ºC e 2ºC
durante igual tempo. Sessenta ratos foram distribuídos por sorteio, sem reposição, em seis
grupos com dez animais cada, a saber: Grupo do choque térmico (CT), grupo da temperatura
elevada a 50ºC (TE), grupo da temperatura corporal 37ºC (TC), grupo da temperatura 0ºC
(TZ), grupo sham (SH) grupo controle (GC). Após laparotomia o grupo CT foi tratado com
lavagem peritoneal durante 1 min com solução de NaCl 0,9% aquecida a 50ºC seguida
imediatamente de outra irrigação durante 1 min com a solução de NaCl a 0,9% resfriada entre
2ºC e 0ºC. Após laparotomia o grupo TE foi tratado com lavagem peritoneal durante 1 min
com solução de NaCl a 0,9% aquecida a 50ºC. Após laparotomia o grupo TC foi tratado com
lavagem peritoneal durante 1 min com solução de NaCl a 0,9% na temperatura de 37ºC. Após
laparotomia o grupo TZ foi tratado com lavagem peritoneal durante 1 min com solução de
NaCl a 0,9% resfriada entre 2º e 0ºC. Após laparotomia foram simulados os eventos
operatórios no grupo SH e no GC foi realizada apenas biópsia da parede anterolateral da
cavidade peritoneal. Depois de 24 horas da primeira operação todos os animais, exceto
aqueles do GC, foram reoperados e amostras do tecido da parede anterolateral da cavidade
peritoneal foram retiradas para avaliar possíveis alterações histopatológicas como edema,
congestão vascular, extravasamento de hemácias, destruição de mesotélio, necrose e aumento
da espessura do peritônio. Nas amostras dos animais do grupo CT foi encontrado edema em
80%, congestão vascular 20%, destruição de mesotélio 100%, necrose (30%) e a espessura
média do peritônio foi 29,26 µm. Nas amostras dos animais do grupo TE foram encontrados
edema em 60%, congestão vascular 30%, extravasamento de hemácias 60%, destruição de
mesotélio 100%, necrose 20% e a espessura média do peritônio, foi 37,60 µm. Nas amostras
dos animais do grupo TC foram encontrados edema 30%, congestão vascular 10%, destruição
de mesotélio 100%, necrose 10% e a espessura média do peritônio foi 31,17 µm. Nas
amostras dos animais do grupo TZ foram encontrados edema 70%, congestão vascular 20%,
destruição de mesotélio 100% e a espessura média do peritônio foi 42,26 µm. Nas amostras
dos animais do grupo SH foram encontrados edema 40%, extravasamento de hemácias 10%,
destruição do mesotélio 100% e a espessura média da do peritônio foi 26,42 µm. Nas
amostras dos animais do GC foram encontrados edema em 30%, destruição de mesotélio 90%
e a espessura média do peritônio foi 32,36 µm. O choque térmico provocado pela lavagem
peritoneal nas condições estabelecidas nesta pesquisa não causou morte entre os animais, mas
foram encontradas alterações histopatológicas como edema, congestão vascular, necrose focal
de células musculares e aumento na espessura do peritônio nos espécimes dos tecidos
examinados. Estas alterações foram discretas e na comparação com as ocorridas no GC houve
diferença estatisticamente significante na incidência de edema.
Palavras chave: Choque térmico, lavagem peritoneal, peritonite, cavidade abdominal.
xiv
ABSTRACT
This research was designed to analyze histopathologic alterations of the parietal peritoneum,
mesothelium and submesothelial zone, caused by heat shock provoked by peritoneal cavity
lavage with 0.9% NaCl solution at 50
o
C for 1 min, right after followed by another irrigation
with the solution at a temperature between 0
o
C and 2
o
C for the same amount of time. Sixty
rats were randomly distributed, without repositioning, into 6 groups of 10 animals as follows:
heat shock group (HS); 50
o
C high temperature group (HT); 37
o
C body temperature group
(BT); 0
o
C temperature group (ZT); sham group (SH); and control group (CG). The HS group
was treated with peritoneal lavage for 1 min with 0.9% NaCl solution heated up to 50
o
C,
immediately followed by another round of irrigation of 0.9% NaCl solution cooled back to
0
o
C. the HT group was treated with peritoneal lavage for 1 min with 0.9% NaCl solution
heated up to 37
o
C, immediately followed by another round of irrigation of 0.9% NaCl
solution cooled back to 0
o
C. On the SH group a simulation of the surgery proceedings was
made and on the CG group a biopsy was performed. Twenty four hours afterwards the
animals underwent another surgery where tissue samples of the peritoneal wall were taken so
as to evaluate the presence of histopathologic alterations like edema, blood vessel congestion,
extravasation of erythrocytes, mesothelial destruction, necrosis and increase of peritoneal
thickness. In the samples taken from animals of the HS group were found: edema (80%),
blood vessel congestion (20%), mesothelial destruction (100%), necrosis (30%), and the
peritoneal thickness was 29.26 µm. In the samples taken from animals of the HT group were
found: edema (60%), blood vessel congestion (30%), extravasation of erythrocytes (60%),
mesothelial destruction (100%), necrosis (20%), and the peritoneal thickness was 37.60 µm.
In the samples taken from animals of the BT group were found: edema (30%), blood vessel
congestion (10%), mesothelial destruction (100%), necrosis (10%), and the peritoneal
thickness was 31.17 µm. In the samples taken from animals of the ZT group were found:
edema (70%), blood vessel congestion (20%), mesothelial destruction (100%), and the
peritoneal thickness was 42.26 µm. In the samples taken from animals of the SH group were
found: edema (40%), extravasation of the erythrocytes (10%), mesothelial destruction
(100%), and the peritoneal thickness was 26.42 µm. In the samples taken from the CG were
found: edema (30%), mesothelial destruction (90%), and peritoneal thickness was 32.36 µm.
The heat shock provoked by the peritoneal lavage under the conditions set for this research
did not cause the death of the animals, but histopathologic alterations like edema, blood vessel
congestion, focal muscle fiber necrosis and increase of the thickness of the peritoneum were
found in the tissue samples taken. Such alterations were small and in the comparison between
samples taken in the CG there was a statistically significant different in the occurrence of
edema.
Key words: Heat shock, peritoneal lavage, septic peritonitis, abdominal cavity
1
1 – INTRODUÇÃO
2
1 – INTRODUÇÃO
O choque térmico, fenômeno causado pela modificação brusca da
temperatura, pode ser provocado na cavidade peritoneal por lavagens peritoneais com
solução de NaCl a 0,9% em diferentes temperaturas.
A lavagem peritoneal é a introdução e remoção de líquidos na cavidade
peritoneal com finalidade de pesquisa, diagnóstico ou tratamento. O líquido pode ser
injetado através da parede abdominal e recolhido para exames, sem celiotomia,
utilizando agulhas, seringas e cateteres (CONDON; MALANGONI, 1988;
SRIUSSADAPOM et al., 2002; KLEIN et al., 2003).
A lavagem peritoneal intra-operatória é usada pelos cirurgiões abdominais
no controle operatório da peritonite secundária desde 1905, quando Price defendeu seu
uso para remover secreções purulentas da cavidade peritoneal (NOON et al., 1967;
CONDON; MALANGONI, 1988; SILVA, D. et at., 1996; BRUNDELL et al., 2002;
WHITESIDE, et al., 2005).
Com a finalidade de tratamento a cavidade peritoneal é irrigada através da
incisão operatória com água estéril (PRICE, 1905), solução de Ringer, solução de
NaCl a 0,9% adicionada à glicose a 5%, solução alcoólica ou solução de NaCl a 0,9%
(SILVA, D. et al., 1996).
Torek, em 1906, publicou resultado de estudo clínico relatando a redução da
taxa de mortalidade geral da peritonite de 40% para 14% adotando a técnica de
lavagem peritoneal com grande volume de solução NaCl a 0,9% defendida por Price.
A peritonite resultante da contaminação e infecção da cavidade peritoneal
continua sendo assunto atual e discutido apesar dos avanços na técnica cirúrgica e dos
cuidados intensivos. Também existe crescente interesse na redução da taxa de
mortalidade da peritonite secundária e terciária, que nos últimos 30 anos diminuiu
apenas de 40% para 30% (HOLZHEIMER; DRALLE, 2001; VAILLANT; LOPEZ,
2001; MALAGONI, 2005; PLATELL, 2005).
3
Em 1987, a Surgical Infection Society propôs a classificação das peritonites
em primárias, secundárias, terciárias e abscessos intraperitoneais associados à
peritonite (WITTMANN, 1990).
Na forma localizada da peritonite secundária a taxa de mortalidade varia de
1% a 3% enquanto na difusa, supurativa e fecal com sepse sistêmica varia de 30% a
85% (MUNSOM, 1991; SILVA, D. et al., 1996; HUTCHINS et al.). Já as peritonites
terciárias associadas à infecção por
Candida albican
podem apresentar taxa de
mortalidade de até 75% (OLIVEIRA, 1995).
O tratamento operatório da peritonite secundária é fundamentado em três
diretrizes (NATHENS; ROTSTEIN, 1994; HERNANDEZ; VALZ, 1995;
MALANGONI, 2005; WHITESIDE et al., 2005):
– Eliminação da fonte de contaminação;
– Redução do grau de contaminação;
– Prevenção da infecção recorrente.
A eliminação da fonte contaminadora é obtida com inventário da cavidade
peritoneal, identificação e remoção da víscera doente como o apêndice cecal roto na
apendicite aguda ou o reparo de uma lesão como na úlcera perfurada. A operação é
completada com debridamento dos tecidos desvitalizados, remoção de sangue, pus,
restos alimentares, fezes e outras impurezas freqüentemente encontradas na cavidade
peritoneal (MALANGONI, 2005).
A redução do grau de contaminação é obtida com lavagens peritoneais
durante a operação (BRUNDELL et al., 2002) vertendo solução de NaCl a 0,9%
dentro da cavidade peritoneal e aspirando até o liquido retornar claro. O volume da
solução é variável a critério do cirurgião (WHITESIDE et al., 2005) e está relacionado
com a quantidade de impurezas encontradas na cavidade, mas evita-se deixar líquido
residual ou mesmo sangue na cavidade o que favorece o crescimento exagerado de
bactérias predispondo a infecção recorrente (SANABRIA, 2003).
Para prevenção de infecção recorrente são indicadas lavagens peritoneais
4
contínuas, relaparotomias programadas e drenos, que são utilizados em situações
especificas (NATHENS; ROTSTEIN, 1994; HERNANDEZ; VALZ, 1995).
Burnett et al., em 1957, preconizaram a lavagem peritoneal intra-operatória
relatando a redução de 2/3 na taxa de mortalidade da peritonite secundária utilizando
a
técnica de irrigar a cavidade peritoneal com grande volume de solução de NaCl a 0,9%
para diluir secreções purulentas e impurezas para serem retiradas por aspiração.
A lavagem peritoneal depois de algum tempo de uso foi questionada como
procedimento de rotina para controle operatório da peritonite secundária por autores
que argumentavam ser a irrigação da cavidade peritoneal fator propagador da
contaminação (THOROUGHMAN et al., 1968; CONDON; MALANGONI, 1988).
Entre esses autores está Maingot que comentou: “Irrigação da cavidade peritoneal com
o propósito de limpeza é, em minha opinião, nunca justificada, até na presença de
contaminação fecal grosseira” (MAINGOT, 1974, p. 1416).
Entretanto, o conceito de propagação da contaminação, embora persista não
foi comprovado clinicamente (CONDON; MALANGONI, 1988) e não se aplica em
caso de peritonite secundária quando a contaminação já compromete todo o peritônio.
O peritônio consiste de uma camada monocelular de células mesoteliais, o
mesotélio, e uma camada de tecido conjuntivo contendo células, vasos sanguíneos,
vasos linfáticos e fibras nervosas, denominada zona submesotelial, (MICHAILOVA et
al., 1999; Di PAOLO; SACCHI, 2000; MARGETTS et al., 2002).
As células mesoteliais do peritônio parietal são alongadas com 2 µm a 3 µm
de espessura, possuem núcleos protuberantes para dentro da cavidade peritoneal
(Figuras 11-A) e o citoplasma forma uma camada contínua e longa que pode medir de
20 µm a 30 µm de comprimento, apresentando organelas, microvilosidades,
invaginações e complexas junções intercelulares (MICHAILOVA et al., 1999; Di
PAOLO; SACCHI, 2000).
Na vigência de peritonite o peritônio pode ser considerado semelhante, física
e biologicamente, à derme
que ao ser ferida e contaminada necessita ser lavada para
5
remoção da secreção purulenta, corpos estranhos, tecidos mortos e outras impurezas
(CONDON; MALANGONI, 1988).
Whiteside et al. (2005) enviou a 153 cirurgiões gerais que trabalhavam em
Oxford e na região sudoeste do rio Tâmisa, Inglaterra, questionários sobre o uso da
lavagem peritoneal intra-operatória e 118 retornaram preenchidos. Ele concluiu que,
embora poucas evidências na literatura sustentam o uso da lavagem peritoneal no
tratamento da peritonite, a maioria dos cirurgiões usa a lavagem intra-operatória (97%)
até retorno claro do líquido (61%), 20% utilizam um litro ou mais de fluido e 47%
preferem a solução de NaCl a 0,9%.
A lavagem peritoneal além de remover as impurezas também retira enzimas
e citocinas envolvidas nas respostas imunológica e inflamatória do peritônio, mesmo
assim as diretrizes do tratamento da peritonite secundária inclui seu uso para remoção
mecânica de impurezas da cavidade peritoneal e para controle e diminuição da carga
bacteriana (ZHU et al., 1996; PLATELL et al., 2000; BRUNDELL et al., 2002, 2003;
SANABRIA, 2003).
Reconhecendo que a lavagem peritoneal com solução NaCl a 0,9% era
importante no tratamento da peritonite secundária (BURNETT, 1957; CONDON;
MALANGONI, 1988; MUNSOM, 1991; NATHENS; ROTSTEIN, 1994; TORRES et
al., 1999; HOLZHEIMÉR, 2001; PLATELL, 2005) pesquisadores adicionaram à
solução substâncias como antibióticos (NOON et al., 1967; NYSTRÖM et al., 1984;
ROCHA et al., 1986; SALDIVIA et al., 2000), anti-sépticos (AYALA, 1989;
BONDAR et al., 2000; WANG et al., 2004), quimioterápicos (SAHA, 1996), glicose
hipertônica a 10% (AGUILAR-NASCIMENTO et al., 1992) e imunoglobulina
(BAREKZI et al., 1999) com o objetivo de aumentar a eficácia do procedimento.
Menores taxas de infecções nas feridas cirúrgicas de operações para
peritonites secundárias ocorriam quando as irrigações finais na lavagem peritoneal
intra-operatória eram feitas com solução de NaCl a 0,9% associada com kanamicina-
bacitracina (NOON et al., 1967) ou ampicilina (NYSTRÖM et al., 1984) comparadas
6
com lavagens peritoneais usando apenas solução de NaCl a 0,9%.
A adição de polivinilpirrolidona-iodo à solução de NaCl a 0,9% usada na
lavagem peritoneal reduziu as complicações infecciosas intra-abdominais em seres
humanos (SINDELAR et al., 1985) e em ratos (AYALA, 1989; WANG et al., 2004),
mas a diferença nos resultados não foi estatisticamente significante.
Aguilar-Nascimento et al. (1992) trabalhando experimentalmente com ratos,
documentaram que a lavagem peritoneal com glicose hipertônica a 10% influencia na
cicatrização por segunda intenção de feridas no cólon em vigência de peritonite fecal.
Concluíram que a cicatrização nos ferimentos ocorria mais rapidamente e com maior
resistência após a lavagem peritoneal com solução glicosada a 10% do que a ocorrida
após a lavagem com solução NaCl a 0,9%.
Embora existam pesquisas clínicas e experimentais sobre lavagem peritoneal
com solução de NaCl a 0,9%, associada ou não a diferentes substâncias (AGUILAR-
NASCIMENTO et al., 1992), são raras as referências sobre possíveis alterações
histopatológicas que a temperatura das soluções poderia causar no peritônio (NAME,
1991; TÖTH et al., 1992; SILVA, D. et al., 1996; MOLLA NETO et al., 2000;
SILVA, A. et al., 2001).
Na prática a temperatura da solução de NaCl a 0,9% usada em lavagens
peritoneais recebe pouca importância (SILVA, A. et al., 2001)
e comumente é referida
como “soro morno” de acordo com a sensibilidade táctil do cirurgião.
A temperatura e sua brusca variação, choque térmico, são utilizadas em
diferentes áreas do conhecimento humano para testes de resistência de materiais, para
esterilização instrumental médico-hospitalar, para pasteurização de alimentos e outras
finalidades.
No entanto, o choque térmico pode causar estresse, danos e morte celular,
(TÖTH et al., 1992; SILVA, D. et al., 1996; SILVA, A. et al., 2001) assim como
produzir efeitos protetores na sepse com expressão de proteínas do choque térmico
(FONSECA et al., 1999; MEYER et al., 1999) e em neoplasias malignas (BUSCH,
7
1866; NOVER, 1989; ARETXABALA et al., 1989; ROSSI et al., 2004).
Nover (1989) pesquisou a história, a origem e os fundamentos do choque
térmico nos últimos 125 anos e cita duas publicações pioneiras na investigação dos
efeitos da temperatura sobre tecidos vivos.
A primeira documenta pesquisa realizada em 1864 pelo botânico alemão
Julius Sachs (1864) que percebeu que aquecendo parte ou uma planta inteira a 45ºC e
51ºC ele observava blocos transitórios de protoplasma e modificações na
permeabilidade da membrana celular. Comparou efeitos entre folhas novas, maduras e
em botão; investigou a reversibilidade dos efeitos do choque térmico interpretando que
a temperatura aumentada supera forças moleculares que mantêm a organização das
estruturas celulares internas. Essas estruturas celulares internas, importantes para a
vida, desmoronam sem significantes modificações externas.
A segunda em 1866 produzida por Buch (1866), outro alemão, documentou a
regressão espontânea de câncer de pele em paciente que foi acometido de vários surtos
de erisipela inaugurando o campo de pesquisa para investigação dos efeitos da
temperatura nas células malignas.
Naquela época Pasteur estudando o processo de fabricação do vinho
percebeu que a deterioração acontecia por ação de microrganismos presentes no
líquido. Posteriormente descobriu que o aquecimento do vinho, em condições
controladas, a temperatura de 55ºC a 60ºC eliminava microrganismos sem alterar suas
propriedades organolépticas conservando-o salubre se mantido resfriado em recipiente
hermeticamente fechado sem contato com oxigênio (BORDENAVE, 2003).
Este processo de esterilização parcial com elevação da temperatura em
condições controladas seguida de resfriamento é atualmente amplamente usado para
conservação de alimentos. Foi nomeado pelo próprio Pasteur de pasteurização e sua
descoberta está documentada no livro
Études Sur
Le Vin Sur Maladies
publicado em
1866 (DEBRÉ, 1995; SUMMERS, 1999; SCHWARTZ, 2001).
O uso da solução de NaCl a 0,9% para irrigação peritoneal em temperatura
8
elevada seguida de lavagens com soluções a baixa temperatura, choque térmico,
também poderia produzir danos aos microrganismos encontrados na peritonite
(NAME, 1991) semelhante ao que ocorre na pasteurização do leite (SERAFINI et al.,
2003), mas por outro lado poderia causar alterações histopatológicas (SILVA, A. et al.,
2001) no peritônio, na camada muscular da parede da abdominal ou na parede do
intestino delgado análogas às observadas em resposta a exposição destes tecidos a
agentes biológicos (MARGETTS et al., 2002; TRAMONTE et al., 2004).
Pesquisa experimental, neste sentido, realizada por Silva, A. et al. (2001)
documentou que a solução de NaCl a 0,9% na temperatura de 60ºC usada para
lavagem peritoneal em ratos quando permanecia na cavidade peritoneal durante 1 min
causava alterações histopatológicas no peritônio e nas fibras musculares da parede
posterior da cavidade peritoneal percebidas à microscopia de luz com taxa de
mortalidade de 66% nas primeiras 24 horas. Porém, quando a solução foi utilizada na
temperatura de 45ºC durante igual tempo não causou alterações histopatológicas na
parede posterior da cavidade peritoneal de ratos percebidas ao mesmo tipo de exame.
Em 1991 foi relatada para tratamento da peritonite secundária em seres
humanos lavagem peritoneal com solução de NaCl 0,9% em diferentes temperaturas.
O processo descrito como choque térmico consiste na irrigação da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% na temperatura entre 48ºC e 50ºC durante 20 min seguida,
imediatamente, durante 5 a 10 min, de lavagem com solução NaCl a 0,9% na
temperatura entre 0ºC e 2ºC (NAME, 1991).
Embora existam publicações documentando efeitos das lavagens peritoneais
com solução de NaCl a 0,9% aquecidas a temperaturas diferentes (NAME, 1991;
TÖTH et al., 1992; SILVA, D. et al., 1996; MOLLA NETO et al., 2000; SILVA, A. et
al., 2001) não foram encontrados relatos sobre investigações sobre possíveis alterações
histopatológicas no peritônio ou muscular da parede anterolateral da cavidade
peritoneal de animais de laboratório ou de seres humanos causadas pelo choque
térmico.
9
A escassez de conhecimentos sobre possíveis alterações histopatológicas
provocadas pelo choque térmico no peritônio parietal, mesotélio e zona submesotelial,
da cavidade peritoneal e da possibilidade de sua aplicação clinica no tratamento da
peritonite secundária motivou esta investigação destinada a avaliar, sob microscopia
de luz (ML) e eletrônica de transmissão (MET), possíveis alterações histopatológicas
no peritônio da parede anterolateral da cavidade peritoneal de ratos submetidos a
choque térmico provocado por lavagens peritoneais com solução de NaCl a 0,9% a
diferentes temperaturas.
10
2 – OBJETIVO
11
2 – OBJETIVO
Avaliar possíveis alterações histopatológicas no peritônio parietal, mesotélio
e zona submesotelial, de ratos expostos a choque térmico provocado por lavagem
peritoneal com solução de NaCl a 0,9% na temperatura de 50ºC seguida
imediatamente por outra irrigação com solução de NaCl a 0,9% na temperatura entre
0ºC e 2ºC.
12
3 – MATERIAIS E MÉTODOS
13
3 – MATERIAIS E MÉTODOS
Este estudo e os procedimentos experimentais foram realizados de acordo
com os princípios éticos emanados do Colégio Brasileiro de Experimentação Animal
(COBEA), foram aprovados pelo Comitê de Ética no Uso Animal (CEUA), do
Instituto de Ciências Biológicas (ICB) (Anexo 1) e pela Área de Clinica Cirúrgica da
Faculdade de Medicina (FM) da Universidade de Brasília (UnB).
Os procedimentos operatórios e a confecção das lâminas foram realizados no
Laboratório de Cirurgia Experimental da FM da UnB.
O exame e as fotografias digitais das lâminas foram realizados no laboratório
do Centro de Anatomia Patologia do Hospital Universitário (HUB) da UnB. Coloração
especial e reexame das lâminas foram realizadas na Unidade de Anatomia Patológica
do Hospital Regional da Asa Norte (HRAN) da Secretaria de Estado de Saúde do
Distrito Federal.
O preparo das amostras e a análise em microscopia eletrônica de transmissão
(MET) foram realizados no Laboratório de Microscopia Eletrônica do Departamento
de Biologia Celular da UnB usando o
Jeol Jem-1011™. Eletron Miscroscopy.
Na redação do trabalho foram adotadas as Normas para Apresentação de
Documentos Científicos do Instituto Paranaense de Desenvolvimento Econômico e
Social (IPARDES) da Universidade Federal do Paraná e da Associação Brasileira de
Normas Técnicas (ABNT).
Na editoração foram utilizados os softwares IPARDES.DOT e o Microsoft
Word®.
3.1 – ANIMAL DE EXPERIMENTAÇÃO
Foram utilizados 60
Rattus norvergicus
, linhagem Wistar machos, sadios,
adultos, com peso entre 340 g a 400 g que permaneceram alojados durante uma
semana para aclimatização no alojamento de animais do Laboratório de Cirurgia
14
Experimental da FM da UnB sob supervisão de médico-veterinário sendo alimentados
com ração padrão para roedores de pequeno porte e água
ad libitum
(Figura 1).
FIGURA 1 – ALOJAMENTO DOS ANIMAIS DO LABORATÓRIO DE
CIRURGIA EXPERIMENTAL DA FM DA UnB
3.1.1 – Procedência
Os animais foram fornecidos pela Bioagri Laboratórios Ltda., Planaltina, DF
e confinados em gaiolas com seis ratos cada.
15
3.1.2 – Distribuição dos animais em grupos.
Os ratos foram distribuídos em seis grupos com dez animais sendo quatro
grupos para o experimento, um grupo Sham e um grupo controle. Em cada dia de
operação foram operados dois animais de cada grupo.
As operações foram realizadas em lotes de seis animais alocados nos grupos
por sorteio simples sem reposição, a saber: Grupo 1, Choque Térmico (CT); Grupo 2,
Temperatura Elevada (TE); Grupo 3, Temperatura Corporal (TC); Grupo 4,
Temperatura 0ºC (TZ); Grupo 5, Sham (SH) e Grupo 6, Controle (GC).
3.2 - ORDENAÇÃO DAS ETAPAS EXPERIMENTAIS.
Os animais foram submetidos às seguintes etapas experimentais:
3.2.1 – Pré-operatório.
Após o período aclimatização os ratos foram examinados e tiveram seus
pesos aferidos e registrados. Sessenta animais clinicamente sadios e com pesos entre
340 e 400 g com 100 a 120 dias de nascidos foram submetidos a laparotomia e suas
caudas marcadas com quantidade de listas pretas correspondente ao número do grupo
ao qual pertenciam.
3.2.2 – Anestesia
A anestesia foi realizada com cloridrato de cetamina na dose de 90 mg/kg
associada a xilazina, dose de 5 mg/kg, ambos por aplicação intramuscular na face
medial da coxa direita do animal.
16
3.2.3 – Técnica operatória
Os materiais e instrumentos cirúrgicos foram desinfectados com solução
glutaraldeído (
C
5
H
8
O
2
) a 2% antes da sessão operatória.
Após anestesia e tricotomia da superfície ventral do abdome o animal foi
imobilizado em decúbito dorsal pela fixação de suas patas dianteiras e traseiras com
tiras de esparadrapo sobre placa de madeira revestida com Fórmica® (Figura 2).
FIGURA 2 – ANIMAL ANESTESIADO, IMOBILIZADO SOBRE PLACA DE MADEIRA COM AS PATAS
PRESAS COM TIRAS DE ESPARADRAPO E COM TRICOTOMIA DA FACE VENTRAL DO
ABDOME.
Não foi realizada anti-sepsia da face ventral do abdome para evitar o risco de
contaminar a cavidade peritoneal durante a laparotomia com a solução anti-séptica que
poderia provocar reação histológica no peritônio.
Laparotomia mediana de 4 cm, com extremo caudal a 2 cm da genitália
externa.
17
Nas bordas da ferida operatória a meia distância dos extremos da incisão
foram aplicados ganchos presos a bolas de chumbo com fios de náilon de 20 cm de
comprimento um de cada lado. Os fios apoiados em armação de alumínio (Figura 3A)
tracionavam as bordas da ferida operatória pela ação da gravidade na direção oblíqua e
em sentido oposto de modo que a cavidade peritoneal ficava exposta semelhante a uma
bolsa aberta facilitando a irrigação (Figura 3B).
FIGURA 3 – ARMAÇÃO EM ALUMÍNIO CONSTRUÍDA PARA EXPOSIÇÃO DA CAVIDADE
PERITONEAL DE PEQUENOS ANIMAIS SUBMETIDOS A EXPERIMENTOS
CIENTÍFICOS E BOLAS DE CHUMBO PRESAS COM FIOS DE NÁILON A GANCHOS
(A) APLICADOS NAS BORDAS DA FERIDA OPERATÓRIA QUE APOIADOS NA
ARMAÇÃO DE ALUMÍNIO TRACIONAM E EXPÕE A CAVIDADE PERITONEAL (B)
A cavidade peritoneal exposta desta forma foi preenchida e esvaziada com
solução de NaCl a 0,9% de acordo com o programado para cada rato exceto aqueles do
grupo Controle que foram submetidos a laparotomia e biópsias e os do grupo Sham
que foram submetidos à simulação do experimento.
A síntese da parede abdominal foi realizada em dois planos, o primeiro
músculo aponeurótico e o segundo pele, utilizando fios de náilon 4-0 com agulha
cortante de 1,5 cm.
18
3.2.4 – Procedimentos operatórios por grupo de animais.
Os procedimentos operatórios realizados nos animais dos diferentes grupos
descritos a seguir estão representados em esquemas gráficos no Apêndice 4.
3.2.4.1 – Grupo 1 – CT:
Após laparotomia a cavidade peritoneal de cada animal deste grupo foi
preenchida com solução de NaCl a 0,9% a 50ºC e mantida cheia durante 1 min. Depois
deste tempo foi esvaziada e imediatamente preenchida com solução NaCl 0,9% na
temperatura entre 2ºC e 0ºC e esvaziada após 1 min. A seguir foi realizada a síntese da
parede abdominal.
3.2.4.2 – Grupo 2 – TE:
Após laparotomia a cavidade peritoneal de cada animal deste grupo foi
preenchida com solução de NaCl a 0,9% a 50ºC e mantida cheia durante 1 min. Depois
deste tempo foi esvaziada e imediatamente simulado o preenchimento e depois de 1
min procedeu-se à simulação de esvaziamento. A seguir foi realizada a síntese da
parede abdominal.
3.2.4.3 – Grupo 3 – TC:
Após laparotomia a cavidade peritoneal de cada animal deste grupo foi
preenchida com solução de NaCl 0,9% a 37ºC e mantida cheia durante 1 min. Depois
deste tempo foi esvaziada e imediatamente preenchida com solução de NaCl a 0,9% na
mesma temperatura e após 1 min esvaziada. A seguir realizou-se a síntese da parede
abdominal.
19
3.2.4.4 – Grupo 4 – TZ:
Após laparotomia foi simulado o preenchimento da cavidade peritoneal de
cada animal deste grupo e depois de 1 min procedeu-se à simulação do esvaziamento.
A seguir a cavidade peritoneal foi preenchida com solução de NaCl 0,9% na
temperatura entre 0ºC e 2ºC e mantida cheia durante 1 min. Depois deste tempo foi
esvaziada e realizada a síntese da parede abdominal.
3.2.4.5 – Grupo 5 – SH:
Após laparotomia foi simulado o preenchimento da cavidade peritoneal de
cada animal deste grupo com solução de NaCl a 0,9% e depois de 1 min procedeu-se à
simulação do esvaziamento. Depois deste tempo foi imediatamente simulado novo
preenchimento e após 1 min foi simulado o esvaziamento. A seguir foi realizada a
síntese da parede abdominal.
3.2.4.6 – Grupo 6 – GC:
Os animais deste grupo foram submetidos a laparotomia seguida de eutanásia
após coleta de amostras da parede anterolateral do lado esquerdo da cavidade
peritoneal para exame histopatológico e a morfometria. No quinto animal deste grupo
também foi realizada biopsia do lado direito para análise sob microscopia eletrônica de
transmissão.
3.2.5 – Evolução pós-operatória
Os animais depois de operados foram confinados em gaiolas em lotes de seis
20
e observados clinicamente. Após recuperação anestésica receberam ração padrão para
roedores de pequeno porte e água
ad libitum
.
3.2.6 – Reoperação e eutanásia.
Vinte e quatro horas após a laparotomia todos os animais foram anestesiados
e reoperados para realização de biópsias exceto os do grupo controle que já tinham
sido submetidos à biópsias.
Na reoperação foram retiradas amostras da parede anterolateral do lado
esquerdo da cavidade peritoneal para exame histopatológico sob microscopia de luz
(ML) e no quinto animal de cada grupo, também foi realizado biopsia do lado direito
para análise sob microscopia eletrônica em seguida, após síntese da parede abdominal
os animais receberam dose letal intracardíaca de tiopental sódico a 2,5%.
3.2.7 – Exame histopatológico em microscopia de luz.
As amostras, fragmentos de 1,0 cm por 0,5 cm, constituídas de peritônio e
camada muscular da parede anterolateral esquerda da cavidade peritoneal foram
fixadas em formol a 10%, desidratadas em etanol, incluídas em parafina, cortadas no
micrótomo Leica RM2125RT em secções de 6 µm de espessura, montadas em lâminas
e coradas com hematoxilina e eosina (HE) de acordo com o protocolo do Laboratório
de Cirurgia Experimental da FM da UnB.
Coloração em Tricrômico de Masson (TM) foi realizada no Laboratório da
Unidade de Anatomia Patológica do HRAN.
Para exame das lâminas foi utilizado o microscópio
Zeiss oxicop 2
™ com
objetiva de 40x e ocular de 10x23 mm do Laboratório de Patologia Clínica do HUB.
Foram fotografados cinco campos diferentes de cada lâmina e realizadas
21
duas medidas da espessura do peritônio em dois locais diferentes de cada 1 dos 5
campos com câmara digital (objetiva 20x) utilizando o software
Zeiss Axio Vision™
3.0
calibrado com a imagem digitalizada da câmara de Neubauer fotografada com os
mesmos parâmetros adotados nas fotografias das lâminas (Figura 4).
FIGURA 4 – DESENHO ESQUEMÁTICO: CÂMARA DE NEUBAEUR (A), RETÍCULO COM 9
QUADRADOS COM 1 mm
2
DE ÁREA (B) E DISTÂNCIA (SETA) CORRESPONDENTE A
1 mm USADA PARA CALIBRAÇÃO DO SOFTWARE
ZEISS AXIO VISION™
Para medir a espessura do peritônio nas imagens digitalizadas das lâminas foi
considerado o mesotélio como limite superficial e a primeira célula muscular como
limite profundo do segmento que incluiu o mesotélio e tecido conjuntivo frouxo
(Figura 5).
22
FIGURA 5 – CORTE HISTOLÓGICO DE AMOSTRA RETIRADA DA PAREDE ANTEROLATERAL DA
CAVIDADE PERITONEAL DE RATO EXIBINDO EM MENOR AUMENTO (ML 2,5X) O
PERITÔNIO E A CAMADA MUSCULAR. NO DETALHE EM MAIOR AUMENTO (ML.40X)
OBSERVA-SE O MESOTÉLIO E ZONA SUBMESOTELIAL. OS PONTOS A E B INDICAM
ESQUEMATICAMENTE A ESPESSURA D DO PERITÔNIO. (COLORAÇÃO HE)
3.2.7.1 – Parâmetros do exame sob microscopia de luz
As lâminas foram examinadas por médico patologista que desconhecia a qual
grupo de animais pertencia o espécime. Investigou-se a presença de edema, congestão
vascular, extravasamento de hemácias, destruição do mesotélio e necrose focal
utilizando o critério subjetivo dos graus de ausente, discreto, moderado e intenso.
Outro parâmetro utilizado na avaliação histopatológica foi a espessura do
peritônio aferida em dois locais diferentes de cada 1 dos 5 campos fotografados das
lâminas (Figura 6).
23
FIGURA 6 – DUAS MEDIDAS EM µm DA ESPESSURA DO PERITÔNIO REALIZADAS COM
SOFTWARE
ZEISS AXIO VISION
™ 3.0 EM IMAGEM DIGITALIZADA DOS CINCO
CAMPOS FOTOGRAFADOS DE CADA LÂMINA. COLORAÇÃO HE (M.L. 20X)
3.2.8 – Análise em microscopia eletrônica de transmissão
As amostras da parede anterolateral direita da cavidade peritoneal para
análise sob microscopia eletrônica de transmissão foram produzidas em fragmentos de
1 mm
3
usando
biopsy punch
, extrator de biópsia, (Figura 7-A) e colocadas em
eppenndorf
(Figura 7-B), previamente identificados, contendo solução fixadora
constituída de 2% paraformolaldeído, 2% glutaraldeído em tampão cacodilato de sódio
0,1 M, pH. 7,2. A fixação ocorre por um período de 24 horas. Após a fixação o tecido
foi lavado por três vezes no mesmo tampão por um período de uma hora.
A pós-fixação foi realizada em solução tetróxido de ósmio e ferricianeto de
potássio por 1 hora no escuro.
24
A desidratação foi realizada em acetona (30% a 100%) e a inclusão em
resina Spurr (Figura 7-C).
Os cortes ultrafinos foram obtidos no ultramicrótomo Leica AG
™
Type
705001 em secções de 70 a 90 nm com a utilização de faca de diamante. As secções
foram recolhidas em tela de cobre de 200
mesh
(Figura 7-D) e contrastadas em solução
de acetato de uranila e citrato de chumbo.
FIGURA 7 – MATERIAIS UTILIZADOS NA COLETA E PREPARO DAS AMOSTRAS PARA
MICROSCOPIA ELETRÔNICA: EXTRATOR DE BIOPSIAS (A), EPPENNDORF (B).
BLOCO EM RESINA (C) COM MATERIAL JÁ INCLUIDO E TELA DE COBRE (D)
As análises foram realizadas em microscópio eletrônico de transmissão (Jeol
JEM-1011C
™
Eletronic Microscopy
), operado a 80 Kv, do Laboratório de Microscopia
Eletrônica do Departamento de Biologia Celular da UnB pesquisando alterações
morfológicas e a ultra-estrutura da célula mesotelial.
3.2.8.1 – Parâmetros para análise em microscopia eletrônica de transmissão.
Em análise na microscopia eletrônica de transmissão, embora a célula
25
mesotelial (Figura 8-A e Figura 8-B) fosse o foco principal, também foram avaliadas
outras células encontradas na zona submesotelial, tecido conjuntivo e muscular da
parede anterolateral da cavidade peritoneal.
FIGURA 8 – CAMADA DE CÉLULAS MESOTELIAIS PLANAS (SETA) NA SUPERFICIE DO TECIDO
CONJUNTIVO, MET 8.000X (A) E UMA CÉLULA MESOTELIAL DESCOLADA, MET
15.000X (B). Mn: MEMBRANA NUCLEAR; Nu: NÚCLEO Ci: CITOPLASMA; Re:
RETÍCULO ENDOPLASMÁTICO
3.3 – Execução
Durante a execução do trabalho experimental a data das operações, o peso e
estado clínico dos animais foram registrados em formulários assim como a
temperatura ambiente e das soluções.
Foram utilizadas soluções de NaCl 0,9% industrializadas destinadas a uso
médico em humanos.
A solução NaCl 0,9% a 50ºC foi aquecida e mantida em aparelho de banho
maria com temperatura controlada pelo termostato do próprio aparelho e conferida por
termômetro digital para fluido.
A solução NaCl 0,9% a 37ºC foi aquecida e mantida em outro aparelho de
26
banho maria com temperatura controlada pelo termostato do próprio aparelho e
conferida por termômetro digital para fluidos.
A solução de NaCl a 0,9% na temperatura entre 0ºC e 2ºC foi esfriada e
mantida no refrigerador com termostato de controle interno conferida por termômetro
digital para fluidos.
3.4 – Estatística
Foram utilizados para análise estatísticas os softwares Excel da Microsoft®
2002,
Statitical Package
Social for Sciencs™
(SPSS) versão 13 com aplicação das
provas de Levene para homocedasticidade,
Analysis of Variance
(ANOVA) e o teste
não paramétrico de Mann-Whitney.
As probabilidades menores que 5% (P < 0,5) foram consideradas
significantes.
27
4 – RESULTADOS
28
4 – RESULTADOS
4.1 – MODELO EXPERIMENTAL
O modelo experimental permitiu a realização do estudo sem atropelos de
acordo com projeto e a utilização da armação de alumínio (Figura 3) facilitou a
abertura e exposição uniforme da ferida operatória.
4.2 – AVALIAÇÃO PONDERAL
A média, desvio padrão, erro padrão da média, limite inferior e superior do
intervalo de confiança de 95% da média, valor máximo e mínimo do peso em gramas
dos animais dos grupos Choque térmico (CT), Temperatura elevada (TE), Temperatura
corporal (TC), Temperatura entre OºC e 2ºC (TZ), Sham (SH) e Controle (GC) na data
da operação e na data da reoperação foram semelhantes, P > 0,05 (Tabela 1)
.
TABELA 1 - MÉDIA, DESVIO PADRÃO, ERRO PADRÃO DA MÉDIA, LIMITE INFERIOR E SUPERIOR
DO INTERVALO DE CONFIANÇA DE 95%, VALOR MÁXIMO E MÍNIMO DO PESO EM
GRAMAS DOS ANIMAIS DOS GRUPOS: CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA
ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA ENTRE 0ºC E 2ºC
(TZ), SHAM (SH) E CONTROLE (GC) NAS DATAS DA OPERAÇÃO E DA REOPERAÇÃO
Intervalo de confiança
para média, 95%
n
Média
Desvio
padrão
Erro
padrão
Limite
inferior
Limite
superior
Mínimo
Máximo
CT
10
383,37
13,98
4,42
373,36
393,36
353,69
401,74
TE
10
388,39
12,73
4,02
379,28
397,49
367,17
406,34
TC
10
377,00
18,10
5,72
364,05
389,94
354,75
400,07
TZ
10
391,13
13,56
4,29
381,42
400,83
360,43
404,22
SH
10
381,62
18,28
5,78
368,54
394,69
355,65
405,57
GC
10
371,38
20,91
6,61
356,42
386,33
340,55
399,21
Peso na
operação
Total N
60
382,14
17,17
2,22
377,71
386,58
340,55
406,34
CT
10
376,91
15,13
4,79
366,08
387,74
343,78
395,60
TE
10
378,53
14,48
4,58
368,17
388,90
349,55
397,92
TC
10
366,87
16,01
5,06
355,42
378,32
344,38
389,13
TZ
10
380,62
15,17
4,80
369,77
391,47
358,71
398,77
SH
10
370,88
18,29
5,78
357,80
383,97
339,77
401,02
GC
10
367,47
20,82
6,58
352,57
382,36
331,29
388,92
Peso na
reoperação
Total N
60
373,55
16,97
2,19
369,16
377,93
331,29
401,02
NOTA: Dados extraídos das tabelas dos pesos dos animais (Apêndice 1).
29
Não ocorreu diferença estatisticamente significante dos pesos dos animais,
intergrupos e intragrupos, aferidos no dia da operação e no dia da reoperação: P > 0,05
(Tabela 2).
TABELA 2 – COMPARAÇÃO DAS VARIÂNCIAS DOS PESOS DOS ANIMAIS AFERIDOS NO DIA DA
OPERAÇÃO E NO DIA DA REOPERAÇÃO
Pesos
Fonte
Soma dos
quadrados
gl
Média
quadrática
F
Sig.
Na operação
Intergrupos
2638,905
5
527,781
1,930
0,104
Intragrupos
14764,023
54
273,408
Total
17402,928
59
Na reoperação
Intergrupos
1748,771
5
349,754
1,239
0,304
Intragrupos
15238,358
54
282,192
Total
16987,129
59
NOTA: Dados extraídos das tabelas dos pesos dos animais (Apêndice 1)
.
A amostra, quanto ao peso, foi homogênea com P = 0,151 no dia da operação
e P = 0,481 no dia da reoperação, em conformidade com a
teste
de
Levene
para
Homocedasticidade (Tabela 3).
TABELA 3 - PROVA DE HOMOCEDASTICIDADE DOS PESOS DOS ANIMAIS NO DIA DA
OPERAÇÃO E NO DIA DA EUTANÁSIA
Pesos
Estatístico Levene
gl1
gl2
Sig.
Peso na operação
1,699
5
54
0,151
Peso na reoperação
0,911
5
54
0,481
NOTA: Dados extraídos das tabelas dos pesos dos animais (Apêndice 1)
.
4.3 – EVOLUÇÃO CLÍNICA
Não houve óbitos.
Dois animais apresentaram diarréia, um do grupo CT e outro do grupo TE.
Um animal do grupo SH evoluiu com distensão abdominal e deiscência da sutura da
ferida operatória, entretanto todos animais depois de restabelecidos da anestesia
permaneceram ativos até o momento da reoperação.
30
4.4 – ANÁLISE OPERATÓRIA
Durante a operação ao irrigar a cavidade peritoneal com solução de NaCl a
50ºC observou-se que vasos sanguíneos subserosos das alças intestinais aumentavam
de calibre, grupo TE, (Figura 9-B) ao contrário do que ocorria quando a temperatura
da solução de NaCl 0,9% foi entre 0ºC e 2ºC, grupo TZ (Figura 9-C) e diferente do
aspecto observado no grupo de animais submetido ao Choque Térmico (Figura 9-D) e
do Controle (Figura 9-A).
FIGURA 9 – VASOS SUBSEROSOS DE ALÇAS INTESTINAIS DE RATOS ANTES DA IRRIGAÇÃO DA
CAVIDADE PERITONEAL (A), APÓS IRRIGAÇÃO COM SOLUÇÃO DE NaCl A 0,9% NA
TEMPERATURA 50ºC (B), APÓS IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO NA TEMPERATURA
ENTRE 0ºC E 2ºC (C) E APÓS IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO A 50ºC SEGUIDA
IMEDIATAMENTE DE OUTRA IRRIGAÇÃO COM A SOLUÇÃO NA TEMPERATURA
ENTRE 0ºC E 2ºC (D)
31
Na reoperação de um animal do grupo TZ foram encontradas aderências de
alças intestinais com a parede abdominal e líquido turvo dentro da cavidade peritoneal.
(Figura 10).
FIGURA 10 – ADERÊNCIAS PERITONEAIS (SETA) ENCONTRADAS DURANTE A
REOPERAÇÃO DE UM ANIMAL DO GRUPO TZ
4.5 – TEMPERATURA AMBIENTE
A temperatura ambiente da sala de operações oscilou entre 22ºC e 26ºC
durante os dias das sessões operatórias.
4.6 – MICROSCOPIA DE LUZ.
No exame das lâminas foram observados mesotélio normal, edema,
congestão vascular, extravasamento de hemácias, destruição do mesotélio, necrose
focal e espessamento do peritônio (Figura 11).
32
FIGURA 11 – MESOTÉLIO PRESERVADO, ML 100X (A), EDEMA, ML 40X (B), AUSÊNCIA DO
MESOTÉLIO, ML 100X (C), EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, ML 20X (D),
NECROSE, ML 40X (E), E AUMENTO DA ESPESSURA DO PERITÔNIO, ML 20X (F).
(COLORAÇÃO HE). Cm: CELULA MESOTELIAL, Nu: NÚCLEO, Ed: EDEMA, Po:
POLIMORFONUCLEARES, He: HEMÁCIAS,
Mi: MIÓCITOS, Mc: MACROFÁGOS; Me:
MÚSCULO ESQUELÉTICO
33
4.6.1 – Edema
Edema em grau discreto foi encontrado em 80% das amostras dos animais do
grupo CT, em 60% do grupo TE, em 20% do grupo TC, em 50% do grupo TZ, em
40% do grupo SH e em 30% do GC.
Edema em grau moderado estava presente em 10% das amostras do grupo
TC e em 20% das do grupo TZ.
Não foi encontrado edema que pudesse ser classificado como intenso
(Gráfico 1).
Na comparação da incidência de edema encontrado nas amostras dos animais
do grupo CT com a observada no GC houve diferença estatística significante (P =
0,028) e na comparação com o grupo SH não houve diferença, P = 0,075 (Tabela 4).
GRÁFICO 1 – PORCENTAGEM DE EDEMA NO GRAU AUSENTE, DISCRETO, MODERADO E
INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA
ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM
(SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Porcentagem
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
Ausente
Discreto
Moderado
Intenso
34
4.6.2 – Congestão vascular.
Congestão vascular em grau discreto foi encontrada em 10% das amostras
dos animais do grupo CT, em 20% do grupo TE, em 10% do grupo TC e em 20% do
grupo TZ. Congestão vascular em grau moderado estava presente em 10% das
amostras do grupo CT e nas do grupo TE.
Não foi encontrada congestão vascular que pudesse ser classificada como
intensa (Gráfico 2).
Na comparação da congestão vascular encontrada no grupo CT com a
observada no GC e no grupo SH não houve diferença estatística significante P > 0,05
(Tabela 4).
GRÁFICO 2 – PORCENTAGEM DE CONGESTÃO VASCULAR EM GRAU AUSENTE, DISCRETO,
MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT),
TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA
0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Porcentagem
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
Ausente
Discreto
Moderado
Intenso
35
4.6.3 – Extravasamento de hemácias.
Extravasamento de hemácias em grau discreto foi encontrado em 60% das
amostras dos animais do grupo TE e em 10% nas do grupo SH.
Não foi encontrado extravasamento de hemácias que pudesse ser classificado
em grau moderado ou intenso (Gráfico 3).
Na comparação do extravasamento de hemácias encontrado no grupo CT
com o observado no GC e no grupo SH não houve diferença estatística significante, P
> 0,05 (Tabela 4).
GRÁFICO 3 – PORCENTAGEM DE EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS EM GRAU AUSENTE,
DISCRETO, MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC),
TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Porcentagem
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
Ausente
Discreto
Moderado
Intenso
36
4.6.4 – Destruição do mesotélio.
Destruição do mesotélio em grau discreto foi encontrada em 40% das
amostras dos animais do grupo CT, em 60% do grupo TE, em 30% do grupo TC, em
60% do grupo TZ, em 40% do grupo SH e em 20% do GC. Destruição do mesotélio
em grau moderado estava presente em 60% das amostras do grupo CT, em 40% do
grupo TE, em 70% do grupo TC, em 40% do grupo TZ, em 60% do SH e em 70% do
GC. Não foi encontrada destruição do mesotélio que pudesse ser classificada como
intensa (Gráfico 4).
Na comparação da destruição do mesotélio encontrada no grupo CT com a
observada no GC e no grupo SH não houve diferença estatística significante, P> 0,05
(Tabela 4).
GRÁFICO 4 – PORCENTAGEM DE DESTRUIÇÃO DO MESOTÉLIO NO GRAU AUSENTE, DISCRETO,
MODERADO E INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT),
TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA
0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Porcentagem
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
Ausente
Discreto
Moderado
Intenso
37
4.6.5 – Necrose focal
Necrose focal no grau discreto em células musculares foi encontrada em
30% das amostras dos animais do grupo CT, em 20% do grupo TE e em 10% do grupo
TC.
Nos demais grupos não foram encontradas alterações compatíveis com
necrose.
Também não foram encontradas alterações que pudessem ser classificadas
como necrose focal moderada ou intensa (Gráfico 5).
Na comparação da necrose focal encontrada grupo CT com o observado no
GC e no grupo SH não houve diferença estatística significante, P > 0,05 (Tabela 4).
GRÁFICO 5 – PORCENTAGEM DE NECROSE NO GRAU AUSENTE, DISCRETO, MODERADO E
INTENSO NAS AMOSTRAS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT),
TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC),
TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Porcentagem
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
Ausente
Discreto
Moderado
Intenso
38
TABELA 4 - PORCENTAGEM, CONTAGEM
1
DAS ALTERAÇÕES HISTOPATOLÓGICAS
DISTRIBUIDAS POR GRUPO DE ANIMAIS E SIGNIFICÂNCIA ESTATÍSTICA DOS
GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ) COMPARADOS COM
OS GRUPOS SHAM (SH) E CONTROLE (GC)
Edema
Congestão
vascular
Extravasamento
de hemácias
Destruição de
Mesotélio
Necrose
Grupos
CT
Contagem
8
2
0
10
3
% no grupo
80%
20%
0%
100%
30%
Sig. SH
0,075
0,147
0,317
1
0,067
Sig. GC
*
0,028
0,147
1
0,786
0,067
TE
Contagem
6
3
6
10
2
% no grupo
60%
30%
60%
100%
20%
Sig. SH
0,386
0,68
*
0,022
0,383
0,146
Sig. GC
0,189
0,68
*
0,004
0,302
0,146
TC
Contagem
3
1
0
10
1
% no grupo
30%
10%
0%
100%
10%
Sig. SH
0,786
0,317
0,317
0,648
0,317
Sig. GC
0,888
0,317
1
0,888
0,317
TZ
Contagem
7
2
0
10
0
% no grupo
70%
20%
0%
100%
0%
Sig. SH
0,112
0,146
0,317
0,383
1
Sig. GC
0,054
0,146
1
0,302
1
SH
Contagem
4
0
1
10
0
% no grupo
40%
0%
10%
100%
0%
GC
Contagem
3
0
0
9
0
% no grupo
30%
0%
0%
90%
0%
* Diferença estatisticamente significante, teste de
Mann-Whitney.
NOTA: Dados extraídos das tabelas edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias e
necrose focal (Apêndice 2).
4.5.6 – Espessura do peritônio.
A média, desvio padrão, erro padrão da média, limite inferior e superior do
intervalo de confiança de 95%, valor máximo e mínimo da espessura do peritônio, em
micra, aferida nas imagens digitalizadas dos cortes histológicos foram semelhantes
(Tabela 5).
1
Nestes cálculos não foram considerados os graus de intensidade das alterações histopatológicas
39
TABELA 5 – MÉDIA, DESVIO PADRÃO, ERRO PADRÃO DA MÉDIA, LIMITE INFERIOR E
SUPERIOR DO INTERVALO DE CONFIANÇA DE 95%, VALOR MÁXIMO E
MÍNIMO DA ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm AFERIDA NAS IMAGENS
DIGITALIZADAS DOS CORTES HISTOLÓGICOS
95% Intervalo de Confiança da
Média
Grupos
n
Média
Desvio
Padrão
Erro
Padrão
Limite superior
Limite inferior
Máximo
Mínimo
CT
10
29,26
10,28
3,25
21,91
36,61
18,72
47,93
TE
10
37,60
18,87
5,97
24,10
51,10
20,48
72,83
TC
10
31,17
23,09
7,30
14,65
47,69
16,39
93,37
TZ
10
42,26
18,19
5,75
29,25
55,28
14,01
77,02
HS
10
27,43
6,16
1,95
23,03
31,84
15,32
36,88
GC
10
26,42
9,90
3,13
19,34
33,50
16,73
47,49
Total N
60
32,36
16,01
2,07
28,22
36,49
14,01
93,37
NOTA: Dados extraídos das tabelas das medidas da espessura do peritônio (Apêndice 3).
Não ocorreu diferença estatisticamente significante na espessura do
peritônio, intergrupos e intragrupos, de acordo com a análise das variâncias (ANOVA)
P = 0,173 (Tabela 6) e houve homogeneidade entre as médias de acordo com o teste de
Levene
para homocedasticidade P = 0,146 (Tabela 7).
TABELA 6 – ESPESSURA DO PEIRTÔNIO, EM µm AFERIDA NAS IMAGENS DIGITALIZADAS DOS
CORTES HISTOLÓGICOS. ANOVA
Soma dos quadrados
gl
Média quadrática
F
Sig.
Intergrupos
1961,490
5
392,298
1,610
0,173
Intragrupos
13155,475
54
243,620
Total
15116,965
59
NOTA: Dados extraídos das tabelas das medidas da espessura peritônio (Apêndice 3)
TABELA 7 - ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm AFERIDA NAS IMAGENS DIGITALIZADAS DOS
CORTES HISTOLÓGICOS. TESTE DE HOMOCEDASTICIDADE
Prova de Levene
Gl
Gl
Sig.
1,719
5
54
0,146
NOTA: Dados extraídos das tabelas das medidas da espessura peritônio (Apêndice 3).
As médias em µm da espessura do peritônio dos animais de cada grupo
agrupados por quartis foram semelhante no grupo CT, TE, TC e GC com maior
dispersão no 3º quartil e concentração no 1º quartil, enquanto no grupo SH a maior
concentração ocorreu no 3º quartil. No grupo TC foi encontrado um valor discrepante
dos demais grupos, 93,37 µm, que foi excluído dos cálculos. Os grupos CT, TE, TC e
40
GC tiveram enviesamento inferior enquanto que os grupos TZ e SH tiveram
enviesamento superior (Gráfico 6).
GRÁFICO 6 – ESPESSURA DO PERITÔNIO DAS AMOSTRAS RETIRADAS DOS GRUPOS CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC),
TEMPERATURA 0ºC (TZ,) SHAM (SH) E CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos das tabelas das medidas da espessura peritônio (Apêndice 3).
4.6 – MICROSCOPIA ELETRÔNICA
A análise foi limitada à morfologia de células mesoteliais (Figura 12-A)
encontradas no tecido conjuntivo, embora as amostras contivessem tecido muscular
(12-B), colágeno (12-C), capilares, hemácias, células inflamatórias (12-D).
Nos espécimes retirados do grupo Sham e do grupo Controle foram
encontradas células mesoteliais aderidas ao tecido conjuntivo subjacente (Figura 12-E)
mais freqüentemente do que nos grupos CT e TE onde elas estavam soltas (Figura 12-
A) ou parcialmente descoladas do tecido conjuntivo (Figura, 12-F).
41
FIGURA 12 – CÉLULA MESOTELIAL PRÓXIMA AO TECIDO CONJUNTIVO, MET 15.000X (A),
TECIDO MUSCULAR, MET 20.000K (B), COLÁGENO, MET 15.000X (C), CAPILAR,
ENDOTÉLIO, HEMÁCIAS E POLIMORFONUCLEARES MET 10.000X (D), CÉLULA
MESOTELIAL ADERIDA AO TECIDO CONJUNTIVO, MET 15.000X (E) E CÉLULA
MESOTELIAL PARCIALMENTE SOLTA DO TECIDO CONJUNTIVO, MET 6.000X (F).
Sa: SUBSTÂNCIA AMORFA; Z: BANDA Z; S: SARCOMERO; Mt: MITOCÔNDRIA; He:
HEMÁCIAS, Po: LEUCÓCITOS; Ce: CÉLULA ENDOTÉLIAL; Nu: NÚCLEO, Cm:
CÉLULA MESOTELIAL; Mb: MEMBRANA BASAL; Jc: JUNÇÃO CELULAR
42
Por outro lado, células com alterações morfológicas e na ultraestrutura como
ruptura da membrana com extravasamento do citoplasma e abundantes vacúolos
(Figura 13-A), hemácias do lado de fora dos capilares (Figura 13-B) e bactéria
fagocitada por macrófago (Figura 13-C) estavam presentes nas amostras do grupo CT,
TE e TZ.
FIGURA 13 – CÉLULA MESOTELIAL COM RUPTURA DA MEMBRANA CELULAR E VAZAMENTO
DO CONTEÚDO CITOPLASMATICO, MET 25.000K (A), HEMÁCIAS DO LADO DE
FORA DO CAPILAR, MET 10.000X (B), MACRÓFAGO FAGOCITANDO UMA
BACTÉRIA, MET 20.000K (C), CÉLULA MESOTELIAL COM FENDAS NA MEMBRANA
NUCLEAR, MET 15.000X (D). Mc: MEMBRANA CELULAR; ASTERÍSCO: HEMÁCIAS;
Co: COLÁGENO; Ba: BACTÉRIA; Ma: MACRÓFAGO; Nu: NÚCLEO; Mn: MEMBRANA
NUCLEAR; In: INVAGINAÇÕES, FENDAS; Or: ORGANELAS
43
Nesta análise do peritônio, constituído pelo mesotélio e tecido conjuntivo da
zona submesotelial, foram encontradas alterações morfológicas como ruptura da
membrana celular e nuclear, extravasamento do citoplasma e hemácias do lado fora
dos vasos mais freqüentemente nos grupos CT e TE do que no grupo Controle.
Também foi observado nos espécimes retirados do animal do Grupo CT
células mesoteliais com fendas e profundos sulcos na membrana nuclear (Figura 13-
D).
4-7 – ANÁLISE ESTATÍSTICA
Os dados quantitativos como o peso dos animais e a espessura do peritônio,
mesotélio e zona submesotelial, com distribuição normal foram submetidos à análise
da variância (Tabela 2 e Tabela 5), cujos resultados não apresentaram diferenças
estatísticas significantes intergrupos (P = 0,104) e intragrupos (P = 0,304), mas
mostraram que os animais perderam de 3,90 g a 10,73 g (média 8,60 g) do peso entre o
dia da operação e o dia da reoperação (Tabela 8).
TABELA 8 – PERDA DE PESO E MÉDIAS, EM GRAMAS, DOS PESOS DOS ANIMAIS NO DIA DA
OPERAÇÃO E NO DIA DA REOPERAÇÃO
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Média
Média do peso na operação
383,37
388,39
377,00
391,13
381,62
371,37
382,14
Média do peso na reoperação
376,91
378,53
366,87
380,62
370,88
367,47
373,55
Perda de peso
6,45
9,85
10,13
10,51
10,73
3,90
8,60
NOTA: Dados extraídos das tabelas dos pesos dos animais (Apêndice 1).
Também ocorreu aumento na espessura do peritônio dos animais dos grupos
CT (29,26 µm), TE (37,60 µm), TC (31,17 µm) e TZ (42,26 µm) em comparação com
espessura média dos grupos SH (27,46) e GC (26,42) (Gráfico 7).
44
GRÁFICO 7 – ESPESSURA MÉDIA EM µm DO PERITÔNIO DAS AMOSTRAS RETIRADAS DOS
ANIMAIS DOS GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO
CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos das tabelas das medidas da espessura do peritônio (Apêndice 3).
As medidas da espessura do peritônio (Tabela 5) das amostras retiradas dos
animais do grupo CT e as do grupo SH e GC submetidas à prova de
t
Student de
contraste de duas médias não apresentaram significância estatística sendo P = 0,637 e
P = 0,538 respectivamente.
Os valores das variáveis categóricas submetidos ao teste não paramétrico de
Mann-Whitney (Tabela 4, vide pág. 38) apresentam diferenças estatisticamente
significantes na ocorrência de edema no grupo CT comparado como o GC e
extravasamento de hemácias no grupo TE comparado com grupo SH e GC com P <
0,05.
0,00
10,00
20,00
30,00
40,00
50,00
Micra
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
45
5 – DISCUSSÃO
46
5 – DISCUSSÃO
A lavagem peritoneal é um procedimento freqüentemente empregado no
tratamento da peritonite secundária, complicação temerosa que apesar de novas
técnicas, melhores conhecimentos da fisiopatologia da doença, uso de antibióticos, de
cuidados intensivos na prevenção e no tratamento ainda apresenta alta taxa de
mortalidade e permanece como tema atual na literatura (HOLZHEIMER; DRALLE,
2001; VAILLANT; LOPEZ, 2001; PLATELL, 2005).
O tratamento operatório para controle da fonte de contaminação da cavidade
peritoneal inclui a lavagem peritoneal, prática adotada pelos cirurgiões abdominais
desde 1905 como procedimento essencial para remoção das impurezas e redução da
carga bacteriana na cavidade peritoneal (BRUNDELL et al., 2002) que continua sendo
utilizada pelos cirurgiões abdominais apesar de poucas evidências clínicas.
A eficácia e os efeitos da utilização em irrigações peritoneais da solução de
NaCl a 0,9% associada ou não a outras substâncias são freqüentemente documentados,
mas foi constatado na revisão bibliográfica que são escassas as pesquisas sobre
possíveis alterações histopatológicas que o choque térmico provocado pela
temperatura dessas soluções produziria no peritônio, mesotélio, zona submesotelial, e
mesmo nas células musculares da parede abdominal
Como não se encontrou na literatura um modelo experimental que
reproduzisse o que se faz na prática clínica e atendesse aos objetivos do presente
estudo foi idealizado este modelo experimental e realizado estudo piloto com ratos que
comprovou ser o experimento viável e exeqüível.
O
Rattus norvergicus
, linhagem Wistar, foi escolhido para animal
experimental por ser resistente, anatomia bem conhecida, ter pequeno porte facilitando
a manipulação e anestesia, e ser modelo experimental utilizado em pesquisas
semelhantes favorecendo a comparação de resultados (AYALA, 1989; OLIVEIRA,
1995; SILVA, D. et al., 1996; MOLLA NETO et al., 2000; SLVA, A. et al., 2001).
47
No estudo piloto 60% dos ratos expostos a lavagens peritoneais com solução
NaCl a 0,9% a temperatura 60ºC morreram nas primeiras 24 horas e não houve óbitos
quando as irrigações foram realizadas com a solução a temperatura menor ou igual a
50ºC. Resultado semelhante ao obtido por Silva, A. et al., (2001) que encontrou taxa
de mortalidade de 66% quando utilizou soluções de NaCl a 0,9% à 60ºC para lavagem
peritoneal durante 1 min e não observou óbito entre os animais quando a temperatura
da solução foi 45ºC.
No presente estudo foi utilizada solução de NaCl a 0,9% na temperatura
máxima de 50ºC para evitar a alta taxa de mortalidade observada quando se utiliza a
solução em temperatura mais alta.
A temperatura mínima da solução de NaCl a 0,9% entre 0°C e 2ºC foi
adotada por ser esta a utilizada na prática cirúrgica para produzir choque térmico,
processo avaliado neste estudo.
A lavagem peritoneal com solução NaCl 0,9% a 50ºC durante 1 min seguida
de outra lavagem com a solução na temperatura entre 0ºC e 2ºC durante igual tempo é
semelhante ao processo relatado por Name em 1991 para tratamento da peritonite
difusa que consiste na irrigação da cavidade peritoneal com solução de NaCl 0,9% na
temperatura entre 48ºC e 50ºC durante 20 min seguida, imediatamente, durante cinco a
dez min, de lavagem com solução NaCl a 0,9% na temperatura entre 0ºC e 2ºC
(NAME, 1991) e diferente dos processos estudados que não recomendam a realização
do resfriamento imediato com solução de NaCl a 0,9% a temperatura entre 0ºC e 2ºC
(TÖTH et al., 1992; SILVA, D. et al., 1996; MOLLA NETO et al., 2000; SILVA, A.
et al., 2001) para provocar choque térmico na cavidade peritoneal.
Durante o procedimento cirúrgico a exposição da cavidade peritoneal
utilizando a armação de alumínio (Figura 2A) promoveu a abertura e imobilização da
ferida operatória (Figura 2B) permitindo irrigação peritoneal com segurança evitando
posições diferentes dos animais operados. Esta técnica evitou transbordamento da
solução de NaCl a 0,9% como ocorre quando as bordas da ferida são presas com
48
pinças de Halsted e apresentadas pelo auxiliar que dificilmente mantêm-se imóvel
enquanto o cirurgião verte a solução de NaCl a 0,9% dentro da cavidade peritoneal e
principalmente durante os tempos de exposição provocando um viés que poderia
falsear os resultados e causar complicações como ruptura de tecidos por tração
excessiva.
A diminuição do peso médio dos animais do dia da operação para o dia da
reoperação não apresentou diferença estatística significante e correspondeu entre 1% a
3% do peso corporal, mas comparando as perdas de pesos entre os grupos percebeu-se
que os grupos SH e TZ foram os que mais perderam peso, média de 10,73g e 10,51g
respectivamente (Gráfico 8).
GRÁFICO 8 – PERDA DE PESO, EM GRAMAS, DOS ANIMAIS DO DIA DA OPERAÇÃO ATÉ O DIA
DA REOPERAÇÃO POR GRUPO; CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA
ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0º (TZ), SHAM
(SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos das tabelas de pesos dos animais (Apêndice 1).
0,00
2,00
4,00
6,00
8,00
10,00
12,00
Gramas
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
Grupos
49
Complicações no pós-operatório imediato como diarréia, distensão
abdominal, aderências e deiscência da sutura da ferida operatória aconteceram, mas
não comprometeram a realização do estudo.
Foi observado macroscopicamente que ao preencher a cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% à temperatura de 50ºC ocorria dilatação dos vasos
subserosos das alças intestinais e quando foi utilizada solução à temperatura entre 0ºC
e 2ºC ocorreu contração destes vasos diminuindo-lhes os calibres que se tornavam
menores quando comparados com o aspecto macroscópico da vascularização antes das
irrigações.
Resultado semelhante, hiperemia intensa, foi documentado por Silva, D. et
al., (1996) quando utilizou a infusão intraperitoneal de 20 ml NaCl a 0,9% a 38ºC
através de cateter inserido na fossa ilíaca esquerda de ratos que era mantido fechado
durante 5 min.
As alterações histopatológicas edema, congestão vascular, extravasamento
de hemácias, destruição do mesotélio e necrose focal de células musculares observadas
na microscopia de luz caracterizam agressão celular (KUMAR, et al., 2005), porém a
intensidade da agressão foi insuficiente para produzir a morte de animais o que já era
esperado quando se optou por usar de solução de NaCl a 0,9% em temperatura
máxima 50ªC que não causa morte como verificado no projeto piloto e por Silva, A. et
al., (2001).
Quando as alterações histopatológicas encontradas no grupo tratado, CT,
foram comparadas com as observadas nos grupos GC constatou-se diferença
estatisticamente significante quanto a variável edema e diferença não significante para
congestão, para extravasamento de hemácias, para destruição de mesotélio e para
necrose focal de células musculares (Gráfico 9).
50
GRÁFICO 9 – COMPARAÇÃO DA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR,
EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS,
DESTRUIÇÃO DO MESOTÉLIO E NECROSE
FOCAL DE CÉLULAS MUSCULARES ENTRE GRUPOS CHOQUE TÉRMICO (CT) E
O GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
Analisando a incidência de edema, congestão vascular, extravasamento de
hemácias, destruição de mesotélio e necrose focal encontrada nos grupos TE, TC e TZ
juntamente com as observadas nos grupos SH e GC não houve diferença
estatisticamente significante exceto a diferença de incidência de extravasamento de
hemácias no grupo TE que foi significante em relação ao SH e em relação GC.
A destruição ou perda do mesotélio em 100% das amostras de todos os
grupos exceto no GC que foi de 90% semelhante ao que ocorreu com Silva, A. et al
(2001) não pode ser imputada exclusivamente às irrigações da cavidade peritoneal
com solução de NaCl a 0,9% mas também a dificuldade técnica para conservar as
células mesoteliais do peritônio.
Por outro lado comparando as alterações histopatológicas encontradas no
grupo TE com o GC (Gráfico 10) e com o grupo CT (Gráfico 11) estas foram mais
freqüentes no grupo de TE que no grupo do Choque Térmico.
80%
30%
20%
0%
0%
0%
100%
90%
30%
0%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Choque Térmico
Controle
Porcentagem
Edema
Cong. Vascular
Ext. Hemácias
Dest. Mesotélio
Necrose
51
GRÁFICO 10 – COMPARAÇÃO NA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR,
EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DO MESOTÉLIO E NECROSE
ENTRE OS GRUPOS TEMPERATURA ELEVADA (TE) E GRUPO CONTROLE (GC)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
GRÁFICO 11
– COMPARAÇÃO NA OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR,
EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DO MESOTÉLIO E NECROSE
ENTRE OS GRUPOS TEMPERATURA ELEVADA (TE) E CHOQUE TÉRMICO (CT)
NOTA: Dados extraídos da tabela: Ocorrência de edema, congestão vascular, extravasamento de hemácias,
destruição de mesotélio e necrose focal (Apêndice 2).
60%
30%
30%
0%
60%
0%
100%
90%
20%
0%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Tem. Elevada
Controle
Porcentagem
Edema
Cong. Vascular
Ext. Hemácias
Dest. Mesotélio
Necrose
60%
80%
30%
20%
60%
0%
100%
100%
20%
30%
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Tem. Elevada
Choque Térmico
Porcentagem
Edema
Cong. Vascular
Ext. Hemácias
Dest. Mesotélio
Necrose
52
O peritônio consiste de uma camada monocelular de células planas e
alongadas de 2,5 µm a 3 µm sobre uma membrana basal e uma camada de tecido
conjuntivo contendo células, vasos sanguíneos, vasos linfáticos, fibras nervosas
imersas na matriz do tecido conjuntivo (MICHAILOVA, et al., 1999; Di PAOLO;
SACCHI, 2000) e dele se desprende com facilidade mesmo com esmerados cuidados
durante a coleta da amostra.
Normalmente “o peritônio é muito fino, medindo 30 µm a 40 µm no grande
omento e um pouco menos quando diafragmático, parietal e visceral” (Di PAOLO;
SACCHI, 2000) e está sobre a camada muscular mais profundamente sendo, portanto a
primeira barreira anatômica sujeita a alterações morfológicas provocadas por
estímulos nocivos.
Alterações histopatológicas observadas em células musculares da parede
anterolateral da cavidade peritoneal dos animais dos grupos CT, TE e TZ sugestivas de
degeneração e necrose como perda das estriações, vacuolização citoplasmática e
aspecto amorfo do tecido foram semelhantes as encontrados por Silva, A. et al., (2001)
e não foram encontradas nas amostras dos animais do GC (Figura 14).
FIGURA 14 – ALTERAÇÕES HISTOLÓGICAS SUGESTIVAS DE DEGENERAÇÃO E NECROSE
ENCONTRADAS NO GRUPO CT (A), SEMELHANTES ÀS ENCONTRADAS POR
SILVA, A., et al., 2001 (B) NÃO OBSERVADAS NO GRUPO GC (C)
NOTA: Figura 14-B reproduzida com permissão do Prof.º Alcino Lázaro da Silva (Anexo2).
A espessura do peritônio, mesotélio e da zona submesotelial, é de 30 µm a
40 µm (Di PAOLO; SACCHI, 2000) podendo aumentar e ultrapassar a 300 µm após
peritonites secundárias a diálises peritoneais e em ratos quando a cavidade peritoneal é
exposta a agente biológico (MARGETTS, et al., 2002).
53
Embora o estímulo ao peritônio neste estudo tenha sido um agente físico,
Choque Térmico, também ocorreu aumento na média (x) da espessura do peritônio,
mesotélio e zona submesotelial, principalmente no grupo TE, x = 37,60 µm e TZ, x =
42,26 µm, em relação ao GC x = 26,42 µm (Tabela 9).
O aumento da espessura do peritônio foi causado principalmente por edema
e foi menor do que aquele observado quando o peritônio foi exposto a agente biológico
que produz aumento da espessura do peritônio pelo aumento da celularidade, como
aconteceu na pesquisa realizado por Margetts et al., (2002) que injetou AdIL-70
(Adenovirus Interleucina Inócuo – controle) e AdIL-1ß (Adenovirus Interleucina B)
intraperitoneal.
Outra peculariedade observada foi a espessura do peritônio do grupo tratado
CT, x = 29,26 µm, ter sido menor que a dos grupos TE e TZ sugerindo que a
exposição da cavidade peritoneal a solução de NaCl 0,9% a temperatura entre 0ºC e
2ºC imediatamente após irrigação com solução a 50ºC não teve efeito acumulativo na
média da espessura (TE+TZ), mas ao contrário, a média da espessura em micrometros
foi menor que aquela verificada quando a irrigação foi apenas com solução de NaCl a
0,9% a temperatura 50ºC, grupo TE, ou entre 0ºC e 2ºC, grupo TZ.
As alterações morfológicas e a ultraestrutura celular observadas na MET
como ruptura da membrana celular, extravasamento do citoplasma, vacuolização e
degeneração de núcleos celulares nas amostras dos diferentes grupos foram analisadas
e comparadas documentando que no GC a arquitetura celular mesotelial estava mais
preservada que no grupo Choque Térmico corroborando os achados na ML.
54
6 – CONCLUSÃO
55
6 – CONCLUSÃ0
Nas condições em que foi realizado o presente estudo o choque térmico
não causou morte dos animais, porém promoveu maior intensidade de edema sem
alterar outros indicadores histopatológicos.
56
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
57
7 – REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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_____________________
Correspondência.
E-mail: joaolopes@unb.br
Dr. João Vieira Lopes
SQN 202, bloco C, apto 203
70832 030 – Brasília.
55 Brasil
62
APÊNDICES
APÊNDICE 1 – PESOS DOS ANIMAIS
APÊNDICE 2 – EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR, EXTRAVASAMENTO DE HEMÁCIAS,
DESTRUIÇÃO DE MESOTÉLIO E NECROSE
APÊNDICE 3 – ESPESSURAS DO PERITÔNIO
APÊNDICE 4 – ESQUEMAS GRÁFICOS DOS EVENTOS OPERATÓRIOS
63
APÊNDICE 1 – PESOS DOS ANIMAIS
TABELA 1 – PESOS DOS ANIMAIS EM GRAMAS NO DIA DA OPERAÇÃO CONFORME OS
GRUPOS: CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E
GRUPO CONTROLE (GC)
TABELA 2 – PESOS DOS ANIMAIS EM GRAMAS NO DIA DA REOPERAÇÃO CONFORME
OS GRUPOS: CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE),
TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E
GRUPO CONTROLE (GC)
64
TABELA 1 – PESOS DOS ANIMAIS EM GRAMAS NO DIA DA OPERAÇÃO.CONFORME OS GRUPOS:
CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL
(TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
Animal
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
1
353,69
391,09
389,82
388,11
386,67
351,57
2
384,24
367,17
354,75
394,51
381,53
399,00
3
376,64
376,27
400,07
376,34
405,57
359,96
4
378,53
394,29
356,49
360,43
355,65
381,12
5
378,10
384,07
392,10
404,22
390,41
399,21
6
401,74
406,34
366,69
390,01
387,76
387,63
7
378,15
380,29
386,77
399,77
356,46
340,55
8
387,72
401,30
366,85
400,84
405,23
349,35
9
398,76
380,89
358,21
395,13
361,33
378,80
10
396,08
402,15
398,22
401,91
385,54
366,52
TABELA 2 – PESOS DOS ANIMAIS EM GRAMAS NO DIA DA REOPERAÇÃO CONFORME OS
GRUPOS: CHOQUE TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA
CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC)
Animal
CT
TE
TC
TZ
SH
GC
1
343,78
377,75
377,91
362,83
379,33
345,76
2
378,54
349,55
344,38
384,56
372,31
384,56
3
374,30
369,41
387,16
360,33
385,63
353,70
4
395,60
383,33
354,48
358,71
350,58
378,82
5
365,48
380,24
378,76
391,47
375,04
388,25
6
383,24
397,92
362,23
381,31
377,74
383,21
7
368,37
374,33
369,09
397,07
339,77
331,29
8
382,30
397,47
357,90
398,77
401,02
348,62
9
393,85
368,06
347,65
391,87
352,23
371,55
10
383,64
387,28
389,13
379,30
375,19
388,92
65
APÊNDICE 2 – EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR, EXTRAVASAMENTO
DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DE MESOTÉLIO E NECROSE.
TABELA 1 – OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR, EXTRAVASAMENTO
DE HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DE MESOTÉLIO E NECROSE NAS AMOSTRAS
DE CADA ANIMAL SEGUNDO OS GRUPOS A QUE PERTENCE CHOQUE
TÉRMICO (CT), TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA
CORPORAL (TC), TEMPERATURA 0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO
CONTROLE (GC) NOS GRAUS AUSENTE, DISCRETO, MODERADO E
INTENSO.
66
TABELA 1 – OCORRÊNCIA DE EDEMA, CONGESTÃO VASCULAR, EXTRAVASAMENTO DE
HEMÁCIAS, DESTRUIÇÃO DE MESOTÉLIO E NECROSE NAS AMOSTRAS DE CADA
ANIMAL SEGUNDO OS GRUPOS A QUE PERTENCE CHOQUE TÉRMICO (CT),
TEMPERATURA ELEVADA (TE), TEMPERATURA CORPORAL (TC), TEMPERATURA
0ºC (TZ), SHAM (SH) E GRUPO CONTROLE (GC) NOS GRAUS* AUSENTE,
DISCRETO, MODERADO E INTENSO.
continua
Grupo
Código
da lâmina
Animal
Edema
Congestão
vascular
Extravasamento de
Hemácias
Destruição do
Mesotélio
Necrose focal
CT
1
1
1
2
0
1
1
7
2
1
0
0
1
0
13
3
1
0
0
2
0
19
4
1
1
0
2
1
25
5
1
0
0
2
0
31
6
0
0
0
2
0
37
7
1
0
0
1
0
43
8
1
0
0
1
0
49
9
0
0
0
2
1
55
10
1
0
0
2
0
TE
2
1
1
1
1
1
0
8
2
1
1
1
2
0
14
3
1
0
0
2
0
20
4
1
0
1
1
1
26
5
0
0
0
2
0
32
6
1
0
1
1
1
38
7
1
2
1
1
0
44
8
0
0
0
2
0
50
9
0
0
0
1
0
56
10
0
0
1
1
0
TC
4
1
1
1
0
1
1
10
2
1
0
0
2
0
16
3
0
0
0
2
0
22
4
0
0
0
2
0
28
5
2
0
0
2
0
34
6
0
0
0
2
0
40
7
0
0
0
1
0
46
8
0
0
0
1
0
52
9
0
0
0
2
0
58
10
0
0
0
2
0
TZ
3
1
2
1
0
1
0
9
2
0
0
0
2
0
15
3
1
0
0
1
0
21
4
1
0
0
2
0
27
5
1
0
0
1
0
33
6
1
0
0
2
0
39
7
0
0
0
2
0
45
8
2
1
0
1
0
51
9
1
0
0
1
0
57
10
0
0
0
1
0
67
conclusão
Grupo
Código
da lâmina
Animal
Edema
Congestão
vascular
Extravasamento de
Hemácias
Destruição do
Mesotélio
Necrose focal
SH
5
1
0
0
0
2
0
11
2
1
0
1
1
0
17
3
0
0
0
2
0
23
4
0
0
0
2
0
29
5
0
0
0
2
0
35
6
0
0
0
1
0
41
7
1
0
0
1
0
47
8
0
0
0
2
0
53
9
1
0
0
1
0
59
10
1
0
0
2
0
GC
6
1
0
0
0
2
0
12
2
0
0
0
2
0
18
3
1
0
0
1
0
24
4
1
0
0
2
0
30
5
0
0
0
0
0
36
6
0
0
0
2
0
42
7
0
0
0
2
0
48
8
1
0
0
2
0
54
9
0
0
0
1
0
60
10
0
0
0
2
0
•
Graus: Ausente = 0, Discreto = 1, Moderado = 2 e Intenso = 3.
68
APÊNDICE 3 – ESPESSURA DO PERITÔNIO
TABELA 1 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO CT
TABELA 2 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TE
TABELA 3 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TC
TABELA 4 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TZ
TABELA 5 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO SH
TABELA 6 – ESPESSURA DO PERITÔNIO AFERIDA EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS
AMOSTRAS RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO GC
69
TABELA 1 – ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO CHOQUE TÉRMICO (CT)
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
45,80
47,35
48,09
57,31
47,33
31,18
44,27
43,52
51,15
41,98
45,80
2
31,31
29,01
28,41
43,51
38,99
31,33
35,11
54,98
18,32
42,75
35,37
3
16,79
30,35
29,77
22,90
16,03
17,31
19,31
23,57
22,88
32,65
23,16
4
18,34
7,67
19,08
26,73
32,07
14,68
13,07
32,83
16,81
34,35
21,56
5
32,06
50,16
22,91
11,48
12,31
10,85
8,43
7,78
12,31
18,90
18,72
6
20,61
17,56
26,62
42,01
17,74
18,38
25,95
18,32
17,57
20,62
22,54
7
38,42
30,89
14,58
32,82
3,29
25,65
31,31
16,10
26,45
34,44
25,40
8
34,36
37,40
55,73
54,96
31,31
44,27
61,83
48,85
59,54
51,07
47,93
9
14,52
19,10
47,33
35,11
31,31
25,19
12,98
23,66
19,10
20,61
24,89
10
22,15
33,16
17,57
16,05
24,26
18,85
32,82
43,52
24,62
38,96
27,20
TABELA 2 – ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TEMPERATURA ELEVADA (TE)
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
42,75
45,83
119,08
147,33
60,31
33,65
74,05
67,18
35,12
55,53
68,08
2
25,22
22,19
20,74
20,62
21,39
14,52
11,48
26,73
14,58
27,35
20,48
3
72,52
33,59
51,91
62,60
35,89
28,50
43,51
42,75
43,51
51,91
46,67
4
34,36
45,83
77,40
40,72
19,85
27,48
44,27
38,17
13,00
9,95
35,10
5
28,24
37,40
26,00
27,36
74,81
29,78
20,77
16,81
22,91
21,37
30,55
6
38,94
36,65
23,66
25,95
35,46
30,57
20,62
22,19
37,41
26,73
29,82
7
58,78
66,41
75,58
35,15
48,88
71,76
125,19
97,71
70,99
77,86
72,83
8
22,90
29,01
38,81
19,10
9,16
19,85
22,14
37,41
20,61
27,48
24,65
9
19,85
32,06
19,11
19,91
25,21
25,20
28,25
19,80
20,61
25,95
23,60
10
26,72
18,34
14,52
41,98
24,20
30,54
21,22
22,91
19,98
21,86
24,23
TABELA 3 – ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TEMPERATURA CORPORAL (TC)
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
83,98
95,47
45,81
83,21
99,24
100,77
97,71
90,84
121,38
115,27
93,37
2
41,98
59,54
63,38
35,89
30,53
35,11
23,66
26,72
54,20
35,12
40,61
3
16,79
25,19
14,50
10,80
19,08
9,16
16,79
20,62
14,50
16,51
16,39
4
11,48
29,78
20,62
26,73
19,85
24,62
19,98
13,76
20,61
21,39
20,88
5
29,78
11,45
16,79
23,68
64,89
56,51
20,01
35,12
22,90
32,82
31,40
6
20,62
16,79
20,54
14,58
12,98
22,52
22,26
14,66
11,48
22,95
17,94
7
19,40
16,95
26,72
42,78
14,50
21,37
21,39
20,62
19,91
18,32
22,20
8
39,70
30,57
16,79
9,95
16,81
14,50
16,03
9,16
10,71
14,50
17,87
9
26,98
42,71
31,47
36,29
26,72
32,82
19,70
20,08
26,98
23,68
28,74
10
32,02
25,95
36,65
28,25
11,95
18,45
20,67
23,86
9,66
15,57
22,30
70
TABELA 4 – ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO TEMPERATURA 0ºC (TZ)
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
137,40
138,22
33,67
58,04
42,75
41,22
24,43
45,35
47,33
25,95
59,44
2
8,40
19,56
21,37
32,06
26,72
18,34
35,11
26,73
23,58
26,72
23,86
3
36,64
43,51
44,27
74,05
48,85
35,88
97,71
61,83
26,72
35,11
50,46
4
25,22
32,86
14,20
31,00
19,86
25,19
16,03
32,07
46,79
35,55
27,88
5
39,72
39,69
35,12
44,27
34,35
41,23
49,97
24,48
45,81
77,87
43,25
6
34,43
51,15
28,24
31,38
32,07
37,56
44,28
44,12
70,23
58,80
43,23
7
12,31
18,38
16,03
5,34
10,69
9,19
27,49
18,34
16,05
6,29
14,01
8
63,40
65,58
39,69
45,04
150,38
125,95
64,89
68,70
67,18
79,39
77,02
9
65,65
48,15
26,72
15,34
52,69
36,65
30,53
35,91
33,60
16,79
36,20
10
46,62
41,25
74,84
67,96
59,61
47,60
36,72
35,15
31,31
31,85
47,29
TABELA 5 – ESPESSURA DO PERITÔNIO. EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO SHAM (SH)
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
20,61
27,52
19,08
29,02
14,52
10,65
29,22
21,39
27,48
26,73
22,62
2
41,98
28,24
31,31
36,65
35,91
19,91
21,19
13,00
24,43
38,18
29,08
3
16,79
15,27
46,92
45,81
45,04
42,75
18,34
18,32
24,49
47,35
32,11
4
18,34
26,73
35,88
33,60
44,73
32,70
28,24
30,53
32,82
21,37
30,49
5
17,56
25,95
19,85
13,74
21,37
23,66
25,95
26,73
19,85
25,19
21,99
6
13,76
8,43
9,16
13,76
16,86
12,59
14,50
9,16
29,79
25,20
15,32
7
48,85
38,93
16,79
16,61
51,15
32,07
36,64
35,12
18,35
16,05
31,06
8
26,72
14,50
19,86
13,00
13,76
22,14
13,74
31,31
52,67
49,24
25,69
9
45,80
47,35
48,10
39,00
38,17
36,55
29,01
22,19
30,53
32,07
36,88
10
25,29
29,01
29,78
18,34
33,62
22,91
19,10
27,25
39,70
45,86
29,09
TABELA 6 – ESPESSURA DO PERITÔNIO, EM µm, EM DEZ DIFERENTES CAMPOS DAS AMOSTRAS
RETIRADAS DOS ANIMAIS DO GRUPO GC
Campos
Animal
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J
Média
1
14,50
13,83
20,74
19,86
23,66
24,43
14,41
19,91
22,90
11,45
18,57
2
23,68
38,17
35,11
25,95
36,65
44,28
22,90
25,95
37,40
31,30
32,14
3
16,79
19,91
18,71
21,50
34,35
30,53
12,24
16,05
22,14
18,38
21,06
4
36,64
35,11
25,95
25,19
21,37
16,03
18,45
19,08
13,74
28,25
23,98
5
19,83
25,19
15,03
24,48
22,91
23,77
19,24
9,92
20,67
14,58
19,56
6
18,32
15,29
22,14
19,86
9,16
13,76
23,66
18,32
7,63
19,11
16,73
7
9,92
13,00
34,72
22,14
6,87
16,81
60,31
33,15
26,00
17,57
24,05
8
58,02
45,81
58,02
50,38
67,18
61,85
51,20
40,47
19,10
22,91
47,49
9
22,14
25,97
18,32
14,26
13,74
19,86
32,06
17,57
24,43
33,60
22,20
10
32,07
31,31
44,51
38,26
52,69
65,65
50,38
32,83
19,08
17,56
38,43
71
APÊNDICE 4 – ESQUEMAS GRÁFICOS DOS EVENTOS OPERATÓRIOS
FIGURA 1 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO CT
FIGURA 2 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TE
FIGURA 3 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TC
FIGURA 4 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TZ
FIGURA 5 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO SH
FIGURA 6 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO GC
72
FIGURA 1 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS OPERATÓRIOS
REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO CT
FIGURA 2 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE PROCEDIMENTOS
OPERATÓRIOS REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TE
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução NaCl 0,9% a 50ºC
Cavidade peritoneal permanece
cheia durante 1 min
Esvaziamento da cavidade
peritoneal
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% 0ºC
Permanece cheia 1 min 0ºC
Esvaziamento da
cavidade peritoneal
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% 50ºC
Cavidade peritoneal permanece cheia
durante 1 min
Esvaziamento da cavidade
peritoneal
Simulação do Preenchimento
Exposição da cavidade
peritoneal durante 1 min
Simulação do Esvaziamento
73
FIGURA 3 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS OPERATÓRIOS
REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TC
FIGURA 4 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS OPERATÓRIOS
REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO TZ
Simulação do Preenchimento
da cavidade peritoneal
Exposição da cavidade
peritoneal durante 1 min
Simulação do Esvaziamento
da cavidade peritoneal
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% a 0ºC
Permanece cheia durante 1 min
Esvaziamento da cavidade
peritoneal
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% 37ºC
Permanece cheia durante 1 min
Esvaziamento da cavidade
peritoneal
Preenchimento da cavidade peritoneal
com solução de NaCl 0,9% 37ºC
Permanece cheia durante 1 min
Esvaziamento da
cavidade peritoneal
74
FIGURA 5 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS OPERATÓRIOS
REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO SH
FIGURA 6 – ESQUEMA GRÁFICO REPRESENTATIVO DA SEQÜÊNCIA DE EVENTOS OPERATÓRIOS
REALIZADOS NOS ANIMAIS DO GRUPO GC
Laparotomia
Biópsias
Síntese
Eutanásia
Simulação de Preenchimento da
cavidade peritoneal
Exposição durante 1 min
Simulação de esvaziamento da
cavidade peritoneal
Simulação de Preenchimento da
cavidade peritoneal
Exposição durante 1 min
Simulação de Esvaziamento
da cavidade peritoneal
75
ANEXOS
ANEXO 1 - PARECER DO COMITÊ DE ÉTICA DE USO ANIMAL SOBRE O PROJETO
ANEXO 2 - DECLARAÇÃO DO PROF. DR. ALCINO LÁZARO DA SILVA
76
ANEXO 1 – PARECER DO COMITÊ DE ÉTICA DE USO ANIMAL
PARECER DO COMITÊ DE ÉTICA DE USO ANIMAL SOBRE O PROJETO
"Avaliação histopatológica do peritônio parietal de ratos submetidos a choque térmico
produzido por lavagens peritoneais com solução de NaCI a 0,9% em diferentes
temperaturas", submetido pelo Prol. Dr. PAULO GONÇALVES DE OLIVEIRA e
JOÃO VIEIRA LOPES
.
As justificativas em relação ao estudo proposto são detalhadas e esclarecedoras quanto
ao uso de 60 ratos (Rattus novergicus), subdivididos em grupos de dez, para experimentação
de lavados de soro fisiológico em diversas temperaturas, no peritônio e possíveis alterações
histopatológicas.
O número de animais está adequado aos objetivos e não pertencem a espécies com
algum tipo de proteção por dano ambiental. A descrição de manejo e alojamento dos animais
está rigorosamente dentro de padrões técnicos e éticos.
O protocolo anestésico é adequado para uma profunda analgesia em um procedimento
(laparotomia) relativamente de curta duração. A não administração de antiflogísticos pós-
operatórios parece fazer-se necessário devido à possível intervenção destes fármacos no
processo histológico cicatricial ou degenerativo. Adicionalmente os animais serão mortos em
24 horas, com protocolo de eutanásia adequado. Em suma, não há evidências de dor ou
estresse desnecessário. O método de eutanásia está de acordo com as normas cientificamente
aceitas.
O presente estudo do potencial terapêutico ou patológico da lavagem peritoneal com
soro fisiológico em diversas temperaturas pode contribuir para a compreensão dos
mecanismos histopatológicos de procedimentos cirúrgicos abdominais de rotina e que são mal
compreendidos
De acordo com estas breves considerações, do ponto de vista ético, sou plenamente
favorável ao desenvolvimento do projeto.
Brasília, 19 de setembro, de 2005.
77
ANEXO 2 – DECLARAÇÃO DO PROF. DR. ALCINO LÁZARO DA SILVA
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