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AVALIAÇÃO DE TÉCNICAS PARA ESTUDOS
DE COMPATIBILIDADE DE PRODUTOS
FITOSSANITÁRIOS COM NEMATÓIDES
ENTOMOPATOGÊNICOS (RHABDITIDA:
HETERORHABDITIDAE,
STEINERNEMATIDAE)
ALDOMARIO SANTO NEGRISOLI JUNIOR
2005
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ALDOMARIO SANTO NEGRISOLI JUNIOR
AVALIAÇÃO DE TÉCNICAS PARA ESTUDOS DE
COMPATIBILIDADE DE PRODUTOS FITOSSANITÁRIOS COM
NEMATÓIDES ENTOMOPATOGÊNICOS (RHABDITIDA:
HETERORHABDITIDAE, STEINERNEMATIDAE)
Dissertação apresentada à Universidade Federal de
Lavras como parte das exigências do Programa de Pós-
graduação “stricto sensu” Agronomia/Entomologia,
área de concentração em Entomologia Agrícola, para a
obtenção do título de “Mestre”.
Orientador
Prof. Dr. Alcides Moino Junior
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
2005
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Ficha Catalográfica Preparada pela Divisão de Processos Técnicos da
Biblioteca Central da UFLA
Negrisoli Junior, Aldomario Santo
Avaliação de técnicas para estudos de compatibilidade de produtos
fitossanitários com nematóides entomopatogênicos (Rhabditida:
Heterorhabditidae, Steinernematidae / Aldomario Santo Negrisoli Junior. -- Lavras
: UFLA, 2005.
79 p. : il.
Orientador: Alcides Moino Junior.
Dissertação (Mestrado) – UFLA.
Bibliografia.
1. Heterorhabditis. 2. Steinernema. 3. Seletividade. 4. Controle microbiano. 5.
Metodologia. 6. Defensivo agrícola. I. Universidade Federal de Lavras. II. Título.
CDD-595.182
ALDOMARIO SANTO NEGRISOLI JUNIOR
AVALIAÇÃO DE TÉCNICAS PARA ESTUDOS DE
COMPATIBILIDADE DE PRODUTOS FITOSSANITÁRIOS COM
NEMATÓIDES ENTOMOPATOGÊNICOS (RHABDITIDA:
HETERORHABDITIDAE, STEINERNEMATIDAE)
Dissertação apresentada à Universidade Federal de
Lavras como parte das exigências do Programa de Pós-
graduação “stricto sensu” Agronomia/Entomologia,
área de concentração em Entomologia Agrícola, para a
obtenção do título de “Mestre”.
APROVADA em 10 de fevereiro de 2005
Profa. Dra. Marineide Mendonça Aguillera UFSCar
Dr. Luís Garrigós Leite Instituto Biológico Campinas
Prof. Dr. Alcides Moino Junior
UFLA
(Orientador)
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
2005
DEDICATÓRIA
Não somente este trabalho, mas o meu sucesso,
ao meu pai Aldomario Santo Negrisoli (in
memorian), minha mãe Maria de Lourdes
Negrisoli, minha avó Alice, minhas irmãs
Patrícia e Renata e ao meu sobrinho Gabriel.
Dedico
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela minha existência e pela oportunidade de aprendizado neste
mundo.
À Universidade Federal de Lavras (UFLA), pela oportunidade de
trabalho e conhecimento.
Ao Conselho de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior
(CAPES), pela bolsa de estudos, sem a qual seria impossível a realização deste
trabalho.
Ao Prof. Dr. Alcides Moino Junior, pela amizade e valiosíssima
orientação colocando-se sempre à disposição.
A todo corpo docente do Departamento de Entomologia da UFLA, em
especial aos professores doutores Américo I. Ciociola, Brígida Souza, Geraldo
A. Carvalho, Vanda Helena P. Bueno e Julio Louzada, bem como aos secretários
Fábio P. Carriço e Lisiane O. Orlandi.
Ao Prof. Antonio João dos Reis, do Departamento de Administração da
UFLA pela importante contribuição na análise de custo das metodologias.
Ao Dr. Elifas N. de Alcântara e Dr. Paulo Rebelles Reis, da EPAMIG e
ao Prof. Mário Sobral, do Departamento de Fitopatologia/UFLA, pelo
fornecimento das amostras dos produtos fitossanitários utilizados nos
experimentos.
Aos colegas de turma Leonardo Pierre, Jean Patrick Bonani, Marçal
Pedro Neto, Marcelo Reis, Paulo Henrique da Silva, Fabrícia Zimerman, Ester
Azevedo, Danila Neri e Viviane S. Alves e, principalmente, a Lúcia Mendonça
pelo valioso auxílio nas análises estatísticas.
Aos colegas de Laboratório Vanessa A. de Carvalho, Giselle Souza,
Flaviane de Carvalho e Ricardo Cavalcanti, pela amizade e companheirismo.
Em especial a minha grande amiga Carla Ruth de Carvalho Barbosa,
pela grande contribuição neste trabalho e pela sincera amizade em todos os
momentos.
Aos doutores Luis Garrigós Leite e Marineide Mendonça Aguillera,
sendo esta última a grande responsável pela conclusão dessa etapa de minha
vida.
A todos aqueles que porventura não foram citados aqui, mas que, de
alguma forma, contribuíram para este trabalho.
SUMÁRIO
Página
RESUMO ................................................................................................................ i
ABSTRACT ............................................................................................................ ii
CAPÍTULO 1........................................................................................................... 01
1 Introdução Geral ................................................................................................... 01
2 Referencial Teórico............................................................................................... 03
2.1 Importância dos Nematóides Entomopatogênicos............................................. 03
2.1.1 Principais grupos............................................................................................. 04
2.2 Uso no controle microbiano: vantagens e desvantagens.................................... 06
2.3 Interação entre entomopatógenos e produtos fitossanitários ............................. 07
2.3.1 Interações positivas......................................................................................... 08
2.3.2 Interações negativas........................................................................................ 13
2.4 Métodos de avaliação da compatibilidade de nematóides entomopatogênicos
com produtos fitossanitários .................................................................................... 16
2.4.1 Em laboratório ................................................................................................ 16
2.4.2 Em casa de vegetação e campo....................................................................... 17
3 Referências Bibliográficas.................................................................................... 19
CAPITULO 2........................................................................................................... 24
1 Resumo ................................................................................................................. 24
2 Abstract................................................................................................................. 25
3 Introdução............................................................................................................. 26
4 Material e Métodos ............................................................................................... 28
4.1 Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002) .................................................. 29
4.2 Metodologia de Rovesti et al. (1988)................................................................. 30
4.3 Metodologia de Hara & Kaya (1983) ................................................................ 32
4.4 Protocolo de Vainio (1992)................................................................................ 33
5 Análise de custo das metodologias ....................................................................... 35
5.1 Custo total para a realização das metodologias ................................................. 35
5.1.1 Componentes do custo total............................................................................ 35
5.1.1.1 Custo fixo (CF)............................................................................................ 35
5.1.1.2 Componentes do custo fixo.......................................................................... 36
5.1.1.3 Custo variável (CV)..................................................................................... 38
5.1.2 Dados para analise econômica simplificada ................................................... 39
5.1.2.1 Custo operacional (Cop) .............................................................................. 39
5.1.2.2 Custo total (CT) ........................................................................................... 40
6 Resultados e Discussão......................................................................................... 41
6.1 Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002) .................................................. 41
6.2 Metodologia de Rovesti et al. (1988)................................................................. 45
6.3 Metodologia de Hara & Kaya (1983) ................................................................ 48
6.4 Protocolo de Vainio (1992)................................................................................ 54
7 Análise de custo das metodologias ....................................................................... 56
7.1 Custo fixo (CF).................................................................................................. 56
7.2 Custo variável (CV)........................................................................................... 59
7.3 Custos totais das metodologias.......................................................................... 61
8 Conclusões............................................................................................................ 63
9 Referências Bibliográficas.................................................................................... 64
CAPITULO 3........................................................................................................... 66
1 Resumo ................................................................................................................. 66
2 Abstract................................................................................................................. 67
3 Introdução............................................................................................................. 68
4 Material e Métodos ............................................................................................... 70
5 Resultados e Discussão......................................................................................... 72
6 Conclusões............................................................................................................ 77
7 Referências Bibliográficas.................................................................................... 78
i
RESUMO
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Avaliação de técnicas para estudos
de compatibilidade de produtos fitossanitários com nematóides
entomopatogênicos (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae).
2005. 79p. Dissertação – (Mestrado em Entomologia) - Universidade Federal de
Lavras, Lavras
∗
Nematóides entomopatogênicos são eficientes agentes de controle biológico
utilizados no controle de pragas em todo o mundo, em programas de manejo
integrado. O manejo integrado de pragas preconiza o uso associado de diferentes
estratégias de controle de pragas e, para que isso ocorra a contento, é importante
o conhecimento da interação entre os diferentes produtos fitossanitários e os
entomopatógenos. Assim, objetivou-se, neste trabalho, a avaliação de técnicas
para estudos de compatibilidade de nematóides entomopatogênicos com
produtos fitossanitários para a seleção da melhor metodologia e aplicação desta
com diferentes produtos comumente utilizados no Brasil. Para isso,
compararam-se as metodologias de Krishnayya & Grewal (2002), Rovesti et al.
(1988), Hara & Kaya (1983) e Vainio (1992), utilizando como padrão o
herbicida glifosato e os nematóides H. bacteriophora e S. carpocasae. Com base
nos resultados de viabilidade e infectividade, bem como a análise do custo total
para a realização de cada metodologia, selecionou-se como a melhor técnica o
protocolo de Vainio (1992) modificado. Posteriormente, foram testados 18
produtos fitossanitários, dentre inseticidas, nematicidas, acaricidas, herbicidas e
fungicidas, utilizando-se a metodologia selecionada com os mesmos nematóides.
Os produtos fitossanitários tiofanate metil e aldicarbe foram considerados
incompatíveis com S. carpocapsae, provocando redução de viabilidade e
infectividade. Tiametoxan, tiofanate metil, aldicarbe e carbofuram foram
incompatíveis com H.bacteriophora, provocando redução de viabilidade e
infectividade do mesmo. Os demais produtos fitossanitários foram compatíveis
com H. bacteriophora e S. carpocapsae.
∗
Orientador: Alcides Moino Junior - UFLA
ii
ABSTRACT
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Techniques evaluation for
compatibility studies of agrochemicals with entomopathogenic nematodes
(Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae). 2005. 79p. Dissertation
– (Master in Entomology) – Federal University of Lavras, Lavras
∗
The entomopathogenic nematodes are efficient biological control agents, used to
control pest in the whole world in integrated management programs. The
Integrated Pest Management praises the associated use of different strategies to
pest control and, in order to perform this satisfactorily, it is important to know
the interaction among the different agrochemicals and the entomopathogens.
Thus, it was aimed in this study the techniques evaluation for compatibility
studies of the entomopathogenic nematodes with agrochemicals to choose the
best methodology and its application with different products commonly used in
Brazil. With this objective, Krishnayya & Grewal, (2002), Rovesti et al. (1988);
Hara & Kaya (1983) and Vainio (1992) methodologies were compared, utilizing
as standard the glifosato herbicide and the nematodes H. bacteriophora and S.
carpocasae. Based on the results of viability and infection, as well as the
analysis of the total cost to perform each methodology, the Vainio’s modified
protocol was chosen as the best technique (1992). Later, 18 agrochemicals
among insecticides, nematicides, acaricides, herbicides and fungicides were
tested utilizing the selected methodology with the same nematodes species. The
products tiofanate metil and aldicarbe were considered incompatible with S.
carpocapsae, provoking reduction of viability and infection. Tiametoxan,
tiofanate metil, aldicarbe and carbofuram were incompatible with H.
bacteriophora, provoking reduction of viability and infection. The other
agrochemicals were compatible with H. bacteriophora and S. carpocapsae.
∗
Adviser: Alcides Moino Junior - UFLA
1
CAPÍTULO 1
1 INTRODUÇÃO GERAL
Há algumas décadas, a preocupação decorrente do uso indiscriminado de
produtos químicos, os quais têm ocasionado o aparecimento de insetos
resistentes a tais produtos, bem como problemas de contaminação ambiental,
tem conduzido à crescente busca de agentes de controle biológico que possam
eficazmente substituir os produtos fitossanitários. Dessa forma, vários agentes
de controle biológico, tanto nativos quanto exóticos, têm sido estudados e alguns
utilizados na prática com sucesso (Friedman, 1990; Georgis, 1990; Klein, 1990).
Nematóides entomopatogênicos são eficientes agentes de controle
biológico, com os quais instituições de pesquisa no mundo todo estão
desenvolvendo intensivos estudos. Os gêneros Steinernema e Heterorhabditis
são particularmente interessantes e, como resultado de toda a pesquisa já
desenvolvida, encontram-se disponíveis para a aquisição como produtos
comerciais no exterior, a preços competitivos com os produtos químicos (Smart,
1995).
No manejo integrado de pragas (MIP), em estratégias envolvendo o uso de
nematóides entomopatogênicos (Steinernematidae e Heterorhabditidae) e
produtos fitossanitários químicos é importante conhecer o grau em que estes
nematóides podem ser afetados pelos produtos (Gordon et al., 1996). Assim, o
uso conjunto de produtos fitossanitários químicos e dos agentes de controle
biológico no MIP tem sido alvo de intensa pesquisa. O MIP objetiva maximizar
o efeito dos pesticidas contra o organismo alvo, enquanto minimiza seus efeitos
adversos sobre os agentes de controle biológico e outros organismos não alvo
(Hara & Kaya, 1982).
2
Espécies de nematóides podem ser diferentes quanto à sensibilidade a
diferentes formulações do mesmo produto. Assim, informações que consideram
a compatibilidade entre os nematóides entomopatogênicos e os mais comuns
produtos fitossanitários e suas formulações são necessárias para atingir os
sistemas de culturas (Krishnayya & Grewal, 2002). Várias são as metodologias
para a avaliação da compatibilidade de nematóides entomopatogênicos com
produtos fitossanitários, dificultando a comparação entre os resultados pela falta
de padronização do método.
Dessa forma, os objetivos deste trabalho foram os seguintes:
• comparar diferentes metodologias de avaliação da compatibilidade de
nematóides entomopatogênicos com produtos fitossanitários visando
selecionar o melhor método de avaliação;
• apresentar os custos totais envolvidos em cada metodologia para
auxiliar na seleção do melhor método;
• analisar a compatibilidade de produtos de diferentes classes
(inseticidas, herbicidas, acaricidas, fungicidas e nematicidas) com a
metodologia selecionada.
3
2 REREFENCIAL TEÓRICO
2.1 Importância dos nematóides entomopatogênicos
Nematóides são vermes alongados, mais ou menos cilíndricos ao longo do
comprimento do corpo. Seu corpo é coberto por uma cutícula não celular que
difere quimicamente da cutícula quitinosa dos artrópodes. Embora possuam
estrias transversas ou anulações que freqüentemente ocorrem na cutícula, estas
são superficiais e não segmentações verdadeiras. Estes organismos possuem
sistemas excretor, nervoso, digestivo, reprodutivo e muscular, ausentando-se os
sistemas respiratório e circulatório. O canal alimentar consiste em uma cavidade
bucal, esôfago, intestino e reto com o ânus localizado ventralmente (Tanada &
Kaya, 1993).
São organismos tão diversificados que, depois dos insetos, é o grupo que
possui os hábitats mais variados, sendo encontrados desde o deserto árido até as
regiões mais frias, em água salgada e até no gelo do Ártico (Tanada & Kaya,
1993). Exploram o modo de sobrevivência parasítica de forma mais eficiente
que qualquer outro grupo animal. Algumas ilustrações mostram nematóides
parasitos de animais com mais de um metro de comprimento, enquanto os de
vida livre não excedem um ou dois centímetros (Welch, 1963).
Nematóides pertencentes a diversos gêneros têm sido encontrados em
associações com insetos, com os quais estabelecem relações dos tipos: forésia,
parasitismo - facultativo ou obrigatório. Em se tratando de forésia, juvenis de
terceiro estádio associam-se aos insetos externamente ou internamente, apenas
com o objetivo de serem transportados e, dessa forma, disseminados. O
parasitismo tem sido citado desde o século XVII. Neste tipo de associação,
podem ser citados nematóides da família Mermithidae, conhecidos parasitos de
Orthoptera, Lepidoptera e de mosquitos (Diptera, Culicidae), bem como da
4
família Neotylenchidae, representado por Beddingia siricidicola, parasito de
Sirex noctilio (Hymenoptera: Siricidae). No entanto, os nematóides
entomopatogênicos mais estudados são os da ordem Rhabditida
(Steinernematidae e Heterorhabditidae), os únicos a manter associação
mutualística com bactérias simbiontes (Ferraz, 1998).
2.1.1 Principais grupos
O grupo com maior potencial de uso como agente de controle biológico e
que tem despertado maior interesse de pesquisadores em várias partes do mundo,
é aquele que reúne nematóides capazes de parasitar insetos, mas que conservam
a habilidade de se desenvolver e reproduzir sob condições de vida livre,
nutrindo-se de fungos e bactérias disponíveis no ambiente (parasitismo
facultativo). No caso da família Neotylenchidae, encontram-se nematóides que
alimentam-se de fungo e que podem, eventualmente, apresentar comportamento
entomopatogênico. Neste caso, tem-se um exemplo de utilização de nematóides
para o controle biológico no Brasil, com a espécie B. siricidicola (Tylenchida:
Allantonematidae), que vem sendo aplicada para o controle da vespa da madeira
(S. noctilio), em plantações de Pinus spp., na região sul do país.
As principais famílias de nematóides entomopatogênicos parasitos
obrigatórios de insetos são as seguintes, segundo Maggenti (1981; 1991):
• Tetradonematidae: representado por Tetradonema plicans, um parasita
obrigatório de Sciaridae spp. (Diptera) que se apresenta como potencial agente
de controle destes insetos em casa de vegetação;
• Mermithidae: tendo como principal espécie Romanomermis culicivorax,
agente de controle de larvas de culicídeos, comercializado na década de 1970,
abandonado por dificuldades na produção, estocagem e transporte dos
nematóides, mas ainda utilizado no controle de larvas de culicídeos, em
pequena escala, em todo o mundo;
5
• Allantonematidae
1
: a espécie mais estudada é Thripinema nicklewoodi,
um potencial agente de controle biológico de tripes (Frankliniella
occidentalis) e Thripinema fusca, podendo ser utilizado no controle de
Frankliniella fusca, importante vetor do tospovirus causador de vira-cabeça
em tomate e amendoim;
• Sphaerulariidae: não representado por nenhuma espécie potencial
agente de controle de pragas, sendo a espécie Sphaerularia bombi patogênica
a insetos do gênero Bombus, conhecidas vulgarmente por mamangavas.
Nematóides entomopatogênicos da ordem Rhabditida, ou seja, aqueles
que atuam em associação com bactérias patogênicas, têm sido estudados
intensivamente desde a sua descoberta quando foram encontrados parasitando
inseto da ordem Diptera, em 1923. Travassos, em 1927, descreveu o gênero
Steinernema (syn. Aplectana; Neoaplectana), que se constitui no gênero mais
estudado em todo o mundo (Poinar, 1979). Atualmente, conhecem-se três
gêneros de nematóides entomopatogênicos, os quais vivem em associação com
bactérias, as quais são os agentes causais da morte dos insetos hospedeiros. O
gênero Steinernema Travassos, 1927, contém 25 espécies e é associado a
bactérias do gênero Xenorhabdus; o gênero Heterorhabditis Poinar, 1976,
contém nove espécies e é associado a bactérias do gênero Photorhabdus e,
finalmente, o gênero Neosteinernema, Nguyen e Smart, 1994, contém, até o
momento, uma única espécie (Nguyen & Smart, 1994; Smart, 1995; Burnell &
Stock, 2000).
Com relação à biologia deste grupo, juvenis infectivos (JIs) de nematóides
entomopatogênicos carregam no interior do trato digestivo bactérias
simbiônticas, as quais são liberadas na hemolinfa do hospedeiro logo após a
1
- Incluindo as famílias Neotylenchidae e Iotonchiidae. Por causa da instabilidade de
várias famílias dentro da superfamília Sphaerularioidea, as espécies destas famílias
são colocadas com os Allantonematidae
6
invasão do corpo do inseto pelos nematóides. Dentro de um período de 24 a 72
horas, ocorre a morte do hospedeiro e os nematóides, alimentando-se de células
da bactéria simbionte e de tecidos do inseto, desenvolvem-se em adultos e
reproduzem-se. No caso de Heterorhabditis, na primeira geração que
desenvolve-se no hospedeiro, há a formação de fêmeas hermafroditas. Da
segunda geração em diante, há a formação de machos e fêmeas que acasalam-se
e dão continuidade ao ciclo de vida. No caso de Steinernema, os machos estão
presentes desde a primeira geração no hospedeiro. Quando a fonte de alimento
começa a se exaurir, ocorrem alterações no terceiro estágio de juvenis, os quais
retêm a cutícula do segundo estágio e encapsulam células da bactéria simbionte
no intestino, enquanto a cavidade bucal e o esôfago entram em colapso,
fechando-se. Forma-se, então, a fase conhecida como juvenil infectivo (JI), que
não se alimenta, resiste a condições adversas e se locomove no solo à procura de
um novo hospedeiro. A invasão do corpo do inseto pode ocorrer através de
aberturas naturais, como em Steinernema, ou também diretamente através da
cutícula, como em Heterorhabditis visto que os juvenis infectivos deste gênero
possuem dentículos, um dorsal, maior e dois ventrais, menores, com os quais
perfuram a cutícula do hospedeiro (Poinar, 1990).
2.2 Uso no controle microbiano: vantagens e desvantagens
O interesse cada vez maior dos pesquisadores brasileiros pelos nematóides
entomopatogênicos advém do fato destes organismos possuírem características
que se tornam vantagens quando comparados com outros agentes de controle
biológico de insetos. Algumas destas características foram evidenciadas por
Ferraz (1998):
• resistem a um grande número de produtos fitossanitários, podendo ser
utilizados em programas de controle integrado;
7
• têm ação sinergística com outros entomopatógenos, como exemplo
Bacillus thuringiensis, aumentando a eficiência e economia do método;
• apresentam alta capacidade de adaptação a novos ambientes, a não ser
em condições adversas extremas;
• possuem capacidade de busca de hospedeiro, com possibilidade de
difusão pelo ambiente;
• são específicos a insetos, não causando dano às plantas cultivadas;
• algumas vezes, a mortalidade da praga é maior com o uso de nematóides
comparando-se com outros entomopatógenos.
A aplicação em escala comercial destes nematóides ainda é restrita pelo
fato de apresentarem algumas limitações quando são aplicados em campo
(Ferraz, 1998). Dentre algumas delas podem-se citar:
• dificuldades na criação massal: principalmente quanto ao custo de
produção que ainda é elevado, ao armazenamento e à formulação, a exemplo de
outros entomopatógenos;
• condições ambientais desfavoráveis: são organismos sensíveis à
dessecação condicionando sua aplicação em dias e locais úmidos e, quando
aplicados em área foliar, misturados com algum agente que diminua a
evaporação;
• mecanismo de defesa do hospedeiro: além das barreiras do ambiente, os
nematóides entomopatogênicos (NEPs) muitas vezes, encontram dificuldade no
estabelecimento do parasitismo do inseto antes ou após a penetração. A baixa
suscetibilidade de alguns insetos geralmente é atribuída aos mecanismos de
defesa, principalmente a encapsulação e melanização.
2.3 Interação entre entomopatógenos e produtos fitossanitários
A ação dos produtos fitossanitários sobre os entomopatógenos pode variar
em função da espécie e linhagem dos patógenos, da natureza química dos
8
produtos e das concentrações utilizadas. Um dos fatores mais limitantes na
produção de importantes culturas no Brasil é o aumento da população de pragas
provocado pelo uso excessivo de produtos fitossanitários, além dos efeitos dos
mesmos sobre o ambiente, o homem e animais de modo geral. Produtos
fitossanitários seletivos aos entomopatógenos são necessários, principalmente
em culturas nas quais o uso destes produtos é indispensável, diminuindo o
impacto entre pragas e seus predadores, parasitos e patógenos, responsáveis pelo
controle biológico natural (Alves et al., 1998). A maioria dos trabalhos que
visam testar o efeito de produtos fitossanitários sintéticos sobre
entomopatógenos foi realizada com fungos entomopatogênicos (Cavalvanti,
2002).
Nematóides entomopatogênicos são freqüentemente aplicados em
conjunto com outros produtos fitossanitários químicos e biológicos, fertilizantes
e corretivos de solo, sendo mais comum e econômica a mistura de tanque dos
nematóides com estes produtos na aplicação (Krishnayya & Grewal, 2002).
Para a obtenção de uma padronização na avaliação da compatibilidade de
produtos fitossanitários com NEPs do gênero Steinernema foi desenvolvido por
Vainio (1992) um protocolo que propõe a realização de testes nos quais são
avaliadas a viabilidade dos nematóides após contato com produtos fitossanitários
por 2, 5 e 7 dias e a sua infectividade, após estes períodos, sobre larvas de
Tenebrio mollitor.
De forma geral, as interações entre produtos e entomopatógenos podem
ser positivas (ação sinérgica, aditiva) ou negativas (ação supressiva,
antagonista).
2.3.1 Interações positivas
Em relação à interação positiva de produtos fitossanitários com fungos e
bactérias entomopatogênicas, citam-se os trabalhos mais recentes com
9
Beauveria bassiana e Metarhizium anisopliae, associados com concentrações
subletais de imidaclopride, que promoveram efeitos sinérgicos na mortalidade de
Diaprepes abbreviatus (Coleoptera: Curculionidae) quando utilizados nas
concentrações de 10
6
e 10
7
conínidios/mL e o inseticida na concentração de 100
ppm, produzindo mortalidade larval de 90% a 100% (Quintela & McCoy, 1998).
Neves & Alves (1999) verificaram, em condições de campo, a eficiência
do controle associado do cupim-de-montículo Cornitermes cumulans (Isoptera:
Termitidae) com fungos B. bassiana e M. anisopliae e os produtos imidaclopride
e fipronil. Os autores constataram sinergismo entre os entomopatógenos e
concentrações subletais do inseticida imidaclopride. Estes mesmos autores em
(2000) observaram que este sinergismo está associado com à inibição do
comportamento de limpeza entre indivíduos do cupim C. cumulans. Neste caso,
o inseticida imidaclopride funciona como inibidor do comportamento de
limpeza, permitindo que os conídios dos fungos germinem, causando a sua
morte.
Alguns inseticidas neonicotinóides foram testados quanto ao efeito
fungitóxico sobre os fungos entomopatogênicos B. bassiana, M. anisopliae e
Paecilomyces sp., avaliando-se a germinação dos conídios, o crescimento
vegetativo e a esporulação dos entomopatógenos. De forma geral, os produtos
acetamipride, imidaclopride e tiametoxam foram compatíveis com os três fungos
avaliados (Neves et al., 2001).
A influência de produtos adjuvantes quanto à sua compatibilidade com os
fungos B. bassiana e M. anisopliae foi estudada por Tanzini et al. (2001). Os
produtos Agrimul, Sulfopon NSS, Surfon 950, Surfon PM, Vixil-S e Vixilex
foram compatíveis com ambos entomopatógenos.
Bhattacharya et al. (2004) avaliaram a compatibilidade de B. bassiana,
Bacillus sublitis e B. thuringiensis com os produtos endossulfam 35 CE,
imidaclopride, Plant Boost (regulador de crescimento de plantas), carbaryl 50
10
WP, mancozeb 75 WP, Tracel-2 (micronutriente), monocrotofós e azadiractina,
pelo método in vitro. Os resultados obtidos sugeriram que monocrotofós,
azadiractina, imidaclopride e carbaryl foram compatíveis com todos os
entomopatógenos, podendo ser utilizados conjuntamente no manejo integrado.
Testes em campo foram realizados por Feng et al. (2003), com a aplicação
da formulação em óleo emulsionável de B. bassiana com diferentes
concentrações de imidaclopride para o controle de Empoasca vitis (Hemiptera:
Cicadellidae) na China. Os resultados indicaram que altas doses do
entomopatógeno em combinação com produto fitossanitário provocaram a maior
mortalidade da população do inseto em campo. Assim, os autores sugerem o uso
da formulação em óleo emulsionável de B. bassiana com imidaclopride a 10%,
na dose de 375 a 480g/ha no manejo integrado dessa praga.
Apesar de poucos trabalhos versarem sobre o efeito de produtos
fitossanitários sobre vírus entomopatogênicos, Gomez & Rumiatto (1989)
avaliaram a possibilidade do controle simultâneo da lagarta da soja, Anticarsia
gemmatalis (Lepidoptera: Noctuidae) e de plantas infestantes da cultura da soja
com a aplicação associada de AgMNPV e herbicidas pós-emergentes. Os
resultados mostraram a não interferência dos herbicidas na ação do vírus sobre
as lagartas de A.gemmatalis.
Em trabalho desenvolvido por Silva (1995), verificou-se a possibilidade
da utilização do AgMNPV conjuntamente com inseticidas em doses subletais
utilizados no controle de A. gemmatalis. Os produtos diflubenzurom, carbaril,
clorpirifós, endossulfam, permetrina, profenofós, tiodicarbe e triclorfom foram
compatíveis com AgMNPV, quando utilizados em concentrações abaixo das
recomendadas em campo.
Em relação aos nematóides entomopatogênicos, juvenis infectivos destes
organismos são tolerantes a curtas exposições (2-6 horas) à maioria dos produtos
11
fitossanitários químicos, incluindo herbicidas, fungicidas, acaricidas e
inseticidas (Rovesti & Deseö, 1990).
Inseticidas carbamatos com diferentes modos de ação (carbofuran e
fenoxicarbe) foram avaliados por Gordon et al. (1996) para compatibilidade com
Steinernema carpocapsae e S. feltiae. Ambos os nematóides foram sensíveis ao
fenoxicarbe, sendo S. feltiae mais afetado pelo carbofuran. A infectividade dos
NEPs não foi afetada pela exposição aos produtos após 24 horas de exposição e
os valores de CL
50
foram iguais em todos os períodos de exposição. Nenhum dos
carbamatos afetou a infectividade dos JIs expostos aos produtos.
Nematóides entomopatogênicos também podem ter efeito sinérgico com
produtos fitossanitários. Koppenhöfer & Kaya (1998) avaliaram a combinação
de imidaclopride, inseticida utilizado no controle de Ciclocephala pasadenae e
C. hirta (Coleoptera: Scarabaeidae), com JIs de Heterorhabditis bacteriophora e
verificaram a possibilidade de aplicação conjunta desses dois agentes de controle
contra a praga. O inseticida foi considerado compatível com o nematóide,
causando entre 0,7% e 0,3% mortalidade do nematóide. A mortalidade larval foi
elevada no uso combinado do inseticida e do nematóide, sendo maior que a
encontrada na testemunha, mostrando um efeito sinérgico entre esta
combinação. Em outro trabalho, Koppenhöfer et al. (2000) avaliaram o
sinergismo de S. glaseri e H. bacteriophora com imidaclopride no controle de C.
pasadenae e Popillia japonica (Coleoptera: Scarabaeidae) e observaram alta
mortalidade na combinação de imidaclopride e nematóides, com possibilidade
de redução do uso do produto fitossanitário em campo.
A interação entre produtos fitossanitários, nematóides entomopatogênicos
e larvas de Diabrotica virgifera (Coleoptera: Chrysomelidae) foi estudada por
Nishimatsu & Jackson (1998), utilizando três inseticidas (terbufós, fonofós e
teflutim) com S. carpocapsae e H. bacteriophora. Houve efeito aditivo e
antagonismo no caso de terbufós e fonofós, respectivamente e efeito sinérgico
12
para teflutim para ambos os nematóides, com resultados promissores no uso
conjunto desses nematóides com o produto fitossanitário considerado como
compatível.
De acordo com Zimmerman & Cranshaw (1990), os fungicidas benomil,
clorotalonil, pentacloronitrobenzeno e o herbicida dicamba foram compatíveis
com os nematóides testados. Já o inseticida organofosforado diazinom não foi
tóxico a Neoaplectana carpocapsae e N. bibionis Bovien (Rhabditida:
Steinernematidae), após 48 horas de exposição, porém, prejudicou
Heterorhabditis sp. neste mesmo tempo de exposição. O produto mais tóxico,
que causou 100% de mortalidade às três espécies, foi o fungicida cloreto de
mercúrio.
Gaugler & Campbell (1991) avaliaram a resposta comportamental de S.
carpocapsae e H. bacteriophora, quando expostos ao inseticida oxamil. O
produto em baixa concentração provocou a redução da quantidade de
nematóides em repouso na ordem de 35%, aumentando o movimento sinusoidal.
No entanto, o aumento da atividade dos JIs não resultou na maior busca pelo
hospedeiro. Em altas concentrações, oxamil provocou de alta atividade a
paralisia parcial dos JIs, e, especificamente para H. bacteriophora, uma alta
atividade dos JIs. Os autores concluíram que o produto fitossanitário é
compatível com os NEPs avaliados.
Herbicidas comumente aplicados no solo podem apresentar efeito sobre
NEPs, como foi verificado por Forschler et al. (1990), avaliando os herbicidas
alaclor, setoxidim, 2,4 D e glifosato, em diferentes concentrações e períodos de
exposição. O produto fitossanitário mais tóxico foi alaclor, com até 90% de
redução da atividade dos JIs, e redução da viabilidade de no máximo 30% para
os outros produtos. A infectividade dos NEPs em G. mellonella não foi
significativamente reduzida pelos produtos 2,4 D, glifosato e setoxidim, ao
contrário de alachor, que reduziu a atividade e infectividade dos JIs.
13
Foi observado o impacto de fertilizantes orgânicos e inorgânicos na
infectividade, reprodução e dinâmica populacional de nematóides
entomopatogênicos. A exposição prolongada (10 a 20 dias) a altas concentrações
de fertilizantes inorgânicos inibiu a infectividade e a reprodução dos nematóides
em laboratório, enquanto baixas concentrações aumentaram a infectividade. Os
nematóides do gênero Heterorhabditis mostraram-se mais sensíveis aos efeitos
adversos do que as duas espécies do gênero Steinernema testadas. Em condições
de campo, esterco fresco aumentou a população de S. feltiae, enquanto o
fertilizante NPK suprimiu a densidade desses organismos (Bednarek & Gaugler,
1997).
Há disponível na internet uma tabela de compatibilidade de NEPs com
produtos fitossanitários avaliados pela extinta empresa americana Biosys, sob
responsabilidade de Dunn & Smart (1996), na Universidade da Florida. Estão
listados cinco bioinseticidas, quatro reguladores de crescimento de insetos,
quinze inseticidas, um acaricida, doze fungicidas e três herbicidas considerados
como compatíveis, podendo ser utilizados na mistura de tanque com S.
carpocapsae e S. riobravis.
2.3.2 Interações negativas
Para fungos entomopatogênicos, as interações negativas com produtos
fitossanitários podem ser vistas em muitos trabalhos recentes. Todorova et al.
(1998) avaliaram o efeito in vivo de seis fungicidas (clorotalonil, meneb,
tiofanato-metil, mancozeb, metalaxil+mancozeb e zineb) e dois herbicidas
(diquate e glucosinato-amônio) utilizados na cultura da batata sobre o fungo
entomopatogênico B. bassiana. Os produtos foram utilizados em sua
concentração comercial recomendada, dez vezes menor que a recomendada e
dez vezes mais elevada, medindo-se o crescimento vegetativo e a esporulação.
De forma geral, todos fungicidas causaram inibição do crescimento vegetativo
14
(> 80%). No segundo parâmetro avaliado, todos os produtos testados, exceto
zineb (concentração 10 vezes menor que a recomendada), reduziram a
esporulação de B. bassiana, 14 dias após o tratamento.
Pachamutu et al. (1999) verificaram a virulência de etarhizium anisopliae
linhagem ESC-1 contra Blatella germanica (Dyctioptera: Blattellidae) com
diferentes concentrações de clorpirifós, propetamfós e cyflutrim. Os inseticidas
não afetaram a germinação dos conídios do fungo, mas afetaram adversamente o
crescimento e esporulação de M. anisopliae linhagem ESC-1.
Com relação a nematóides entompatatogênicos, Hara e Kaya (1983)
constataram que JIs de Steinernema (Neoaplectana) carpocapsae foram afetados
adversamente em seu comportamento e infectividade contra Spodoptera exigua
(Lepidoptera: Noctuidae) por organofosforados (mevinfós, fenamifós e
triclorfom) e por carbamatos (oxamil e methomil) em várias concentrações,
havendo diminuição da virulência e movimentação dos JIs.
Rovesti & Deseö (1991) avaliaram a compatibilidade de 24 fungicidas, 25
herbicidas, 18 inseticidas, 5 acaricidas e 2 nematicidas com Heterorhabditis
bacteriophora, sendo considerados incompatíveis os herbicidas alaclor e
paraquate, os inseticidas paration, forate, terbufós, fonofós, isofenfós+foxim,
aldicarbe, carbofuram e metomil, o acaricida flubenzimina e os nematicidas
metam sódio e fenamifós. Os mesmos autores em (1990) avaliaram a
compatibilidade destes produtos (exceto isofenfós + foxim) com S. carpocapsae
e S. feltiae e observaram que paration, aldicarbe, metomil, flubenzimina, metam
sódio e fenamifós foram os mais tóxicos.
O efeito de fungicidas seletivos e duas formulações de Azadiractha indica
(nim), na viabilidade e infectividade de Steinernema feltiae, foi testado por
Krishnayya & Grewal (2002). Extrato de nim e o óleo de nim, ambos misturados
com surfactante causaram a mortalidade de 13% a 25% de S. feltiae, sendo essa
mortalidade causada somente pelo surfactante (24% de mortalidade quando
15
aplicado individualmente). Após 120 horas de exposição, os fungicidas
cinamaldeído e ácido peróxido acético + dióxido de hidrogênio causaram 100%
de mortalidade dos JIs. Azoxitrobim foi considerado compatível, sendo o único
produto possível de ser utilizado na mistura de tanque.
O nematóide S. feltiae foi misturado a inseticidas e aplicado em condições
de laboratório em larvas de G. mellonella e em campo sobre larvas de Liriomyza
huidobrensis (Blanchard) (Diptera: Agromyzidae), com a finalidade de avaliar a
patogenicidade deste nematóide quando associado a inseticidas. Tanto nos
ensaios em laboratório como em campo, mostraram uma redução na
patogenicidade do nematóide quando associado aos produtos fitossanitários,
ocorrendo um alto índice de sobrevivência das larvas (Head et al., 2000).
O efeito de inseticidas e nematicidas no desenvolvimento in vitro de
S.(Neoaplectana) carpocapsae foi avaliado por Hara & Kaya (1982). Os
organofosforados mevinfós, fenamifós e triclorfom, bem como os carbamatos
carbofuram, metomil e oxamil, afetaram negativamente a reprodução e o
desenvolvimento dos JIs. Formamidina inibiu o desenvolvimento e
diflubenzurom, metoxiclor e fenvalerate não reduziram a reprodução
significativamente.
O efeito de fertilizantes orgânicos (fezes bovinas frescas ou
curtidas/compostas e uréia) na virulência de S. carpocapsae sobre lagartas de G.
mellonella foi observado por Shapiro et al. (1996), que constataram a
diminuição da virulência dos JIs com o uso de uréia e fezes bovinas frescas em
laboratório. Tanto em laboratório como em campo, fezes bovinas curtidas não
afetaram a virulência de S. carpocapsae.
16
2.4 Métodos de avaliação da compatibilidade de nematóides
entomopatogênicos com produtos fitossanitários
Os efeitos de produtos fitossanitários sobre nematóides
entomopatogênicos podem ser avaliados de duas formas: diretamente e
indiretamente. Os efeitos diretos são a viabilidade e o comportamento dos JIs
quando são expostos a determinadas concentrações e períodos de exposição a
determinado produto. Os efeitos indiretos dizem respeito à capacidade destes
juvenis serem infectivos a determinado inseto hospedeiro. Assim, os métodos de
avaliação da compatibilidade de NEPs com produtos fitossanitários procuram
medir, de alguma forma, os efeitos diretos e indiretos desses produtos.
2.4.1 Em laboratório
Os juvenis infectivos dos NEPs podem ser expostos de diferentes formas
aos produtos. Hara & Kaya (1982) adicionaram diferentes concentrações de
diversos inseticidas (organofosforados, carbamatos, reguladores de crescimento
de insetos, etc.) no substrato de multiplicação do nematóide S. (Neoaplectana)
carpocapsae baseado em ração de cachorro mais ágar (Dog food medium) em
placas de petri onde posteriormente os JIs (obtidos de cultura monoxênica) eram
inoculados. Passados 14 dias, após separação por decantação, fêmeas e machos
eram contados. Na maior parte dos trabalhos, os JIs são expostos aos produtos
em soluções aquosas em placas de petri (Hara & Kaya, 1983; Rovesti & Deseö,
1990; 1991; Rovesti et al., 1988; Forchler et al., 1990; Zimmerman & Cranshaw,
1990; Gaugler & Campbell, 1991; Ishibashi & Takii, 1993; Gordon et.al., 1996),
em tubos de ensaio (Vainio, 1992), em erlenmeyer (Koppenhöfer et al., 2002) ou
em placas de 24 células utilizadas em cultura de tecidos (Krishnayya & Grewal,
2002; De Nardo & Grewal, 2003).
Os efeitos diretos (viabilidade de JIs) dos produtos sobre os NEPs podem
ser observados por meio do agrupamento dos JIs em categorias de
17
comportamento ou escala de notas (Rovesti & Deseö, 1990; 1991; Rovesti et al.,
1988; Gaugler & Campbell, 1991; Ishibashi & Takii, 1993). Porém, na maioria
das metodologias, a viabilidade dos JIs é medida pela contagem direta dos
mesmos, retirando-se amostras da suspensão aquosa de JIs mais produto, sendo
estes estimulados com a ponta de uma agulha para a confirmação da morte e os
valores expressos em porcentagem de JIs mortos (Hara & Kaya, 1983; Forchler
et al., 1990; Zimmerman & Cranshaw, 1990; Vainio, 1992; Gordon et al., 1996;
Koppenhöfer & Kaya, 1998; Koppenhöfer et al., 2002, Krishnayya & Grewal,
2002; De Nardo & Grewal, 2003).
Os efeitos indiretos, isto é, relativos à infectividade dos JIs após exposição
aos produtos fitossanitários, podem ser realizados em placas de petri com papel
filtro ao qual são adicionados os JIs e o inseto hospedeiro (Hara & Kaya, 1983;
Forchler et al., 1990; Vainio, 1992; Gordon et.al., 1996; Koppenhöfer & Kaya,
1998; Koppenhöfer et al., 2002, Krishnayya & Grewal, 2002; De Nardo &
Grewal, 2003), em placas de 24 células utilizadas em cultura de tecido
(Krishnayya & Grewal, 2002; De Nardo & Grewal, 2003) ou em copos plásticos
com areia esterilizada e inseto hospedeiro (Koppenhöfer & Kaya, 1998;
Koppenhöfer et al., 2002). Os insetos hospedeiros mais utilizados são lagartas de
G. mellonella, mas encontra-se o uso de larvas de Tenebrio mollitor (Coleoptera:
Tenebrionidae) (Vainio, 1992), Spodoptera exigua (Hara & Kaya, 1983), S.
litura (Lepidoptera: Noctuidae) (Ishibashi & Takii, 1993) e Exomala orientalis
(Coleoptera: Scarabaeidae) (Koppenhöfer et al., 2002).
2.4.2 Em casa de vegetação e campo
Poucos são os trabalhos que abordam as interações de NEPs e produtos
fitossanitários em campo e em casa de vegetação. Os experimentos são
direcionados para a avaliação da interação de determinada espécie de NEP e
produto fitossanitário no controle de uma ou mais pragas de interesse
18
econômico. Basicamente, consistem na aplicação de nematóides e produtos no
substrato de plantas hospedeiras, onde estão presentes os insetos-praga,
mantidos sob condições controladas de umidade e temperatura (de casa de
vegetação).
Diferentes tempos de exposição dos JIs aos produtos podem ser utilizados,
como visto no trabalho de Nishimatsu & Jackson (1998), utilizando S.
carpocapsae e H. bacteriophora juntamente com três inseticidas no controle de
Diabrotica virgifera.
Em relação à forma de aplicação dos tratamentos nas plantas atacadas
pelas pragas, Head et al. (2000) utilizaram diferentes combinações de aplicação
em campo entre produtos, água e S. feltiae para cada tipo de inseticida no
controle de Liriomyza huidobrensis.
Tendo em vista a multiplicidade de metodologias para avaliação do efeito
de produtos fitossanitários sobre nematóides entomopatogênicos encontradas na
literatura internacional, este trabalho propõe o estabelecimento de um protocolo
para a realização de testes de compatibilidade in vitro desses organismos, por
meio da comparação de diferentes metodologias com eventuais adaptações,
baseando-se nos resultados observados.
19
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TODOROVA, S.I. et al. Compatibility of Beauveria bassiana with selected
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VAINIO, A. Guideline for laboratory testing of the side-effects of pesticides on
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WELCH, H.E. Nematode infections. In: STEINHAUS, E.A. (Ed.). Insect
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ZIMMERMAN, R.J.; CRANSHAW, W.S. Compatibility of three entomogenous
nematodes (Rhabditida) in aqueous solutions of pesticides used in turfgrass
maintenance. Journal of Economic Entomology, Washington, v.83, n.1, p.97-
100, Feb. 1990.
24
CAPÍTULO 2
1 RESUMO
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Comparação entre metodologias de
avaliação da compatibilidade de produtos fitossanitários com nematóides
entomopatogênicos. In: ______. Avaliação de técnicas para estudos de
compatibilidade de produtos fitossanitários com nematóides
entomopatogênicos (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae).
2005. p.24-65. Dissertação (Mestrado em Entomologia)-Universidade Federal
de Lavras, Lavras.
∗
∗∗
∗
Diferentes metodologias para a avaliação da compatibilidade de produtos
fitossanitários com nematóides entomopatogênicos encontram-se na literatura.
Procurando selecionar o método mais eficiente e ao mesmo tempo simples e
barato de ser aplicado, objetivou-se comparar as diferentes metodologias. Quatro
métodos foram testados: Krishnayya & Grewal, (2002) Rovesti et al. (1988),
Hara & Kaya (1983) e Vainio (1992). Todas as metodologias constituíram-se de
dois parâmetros de avaliação: a viabilidade dos JIs e a infectividade destes em
G. mellonella. Algumas adaptações para cada metodologia foram feitas como
base para comparação entre as mesmas. Como padrão, em todos os métodos foi
utilizado o produto Glifosato 480 CS (Agripec) e os nematóides S. carpocapsae
e H. bacteriophora. O herbicida glifosato foi considerado compatível com JIs de
S carpocapsae e H. bacteriophora. Não existe diferença nos efeitos da
concentração de glifosato e do tempo de exposição sobre JIs de S carpocapsae e
H. bacteriophora. A metodologia de menor custo é a descrita por Rovesti et al.
(1988), seguida pelo protocolo de Vainio (1992), Krishnayya & Grewal (2002) e
Hara & Kaya (1983). A metodologia selecionada foi a de Vainio (1992).
∗
Orientador: Alcides Moino Junior
25
CHAPTER 2
2 ABSTRACT
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Comparison among methodologies of
evaluation of agrochemicals compatibility with entomopathogenic nematodes.
In: ______. Techniques evaluation for compatibility studies of
agrochemicals with entomopathogenic nematodes (Rhabditida:
Heterorhabditidae, Steinernematidae). 2005. p.24-65 Dissertation (Master
in Entomology)- Federal University of Lavras, Lavras.
∗
Different methodologies to evaluate the compatibility of agrochemicals with
entomopathogenic nematodes are found in literature. Seeking to choose the most
efficient method and at the same time, simple and cheap to be utilized, it was
aimed to compare the different methodologies. Four methods were tested:
Krishnayya & Grewal, (2002) Rovesti et al. (1988), Hara & Kaya (1983) and
Vainio (1992). All the methodologies were constituted by two evaluation
parameters: the viability of the IJs and the infection of those in G. mellonella.
Some adaptations were done for each methodology as a comparison basis among
them. As a standard, in all methods the Glifosato product 480 CS (Agripec), and
the nematodes S. carpocapsae and H. bacteriophora. The herbicide glifosato
was considered compatible with JIs of S. carpocapsae and H. bacteriophora
were utilized. There is not a difference in the effects of the glifosato
concentration and the time of exposition on the IJs of S carpocapsae and H.
bacteriophora. The methodology of the lower cost is the one described by
Rovesti et al. (1988), followed by Vainio’s protocol (1992), Krishnayya &
Grewal (2002) and Hara & Kaya (1983). The chosen methodology was the
Vainio (1992).
∗
Adviser: Alcides Moino Junior
26
3 INTRODUÇÃO
Nematóides entomopatogênicos das famílias Steinernematidae e
Heterorhabiditidae são alternativas biológicas promissoras ao uso dos produtos
fitossanitários químicos. Esses nematóides podem penetrar e matar muitas
pragas economicamente importantes dentro de 24 a 48 horas. A eficiência no
campo destes organismos é limitada pela vulnerabilidade a condições ambientais
extremas, tais como a baixa umidade ou a radiação solar e também pela
tendência de tornarem-se imóveis após a aplicação. Por outro lado, NEPs são
relativamente insensíveis a muitos dos produtos fitossanitários. A
compatibilidade com tais produtos indica que estes podem ser aplicados em
associação.
O solo, o hábitat natural dos NEPs, varia muito em sua composição
química, biológica e estrutura física. O complexo físico, biológico e químico do
solo dificulta a condução de estudos sobre a dinâmica populacional desses
organismos em campo (Kaya, 1990). Os nematóides entomopatogênicos são
comumente aplicados em locais e ecossistemas que rotineiramente recebem
outros insumos que, por sua vez, podem interagir com os nematóides, incluindo
pesticidas químicos, fertilizantes e corretivos de solo, podendo ser desejável a
aplicação conjunta destes para economizar tempo e dinheiro (Grewal, 2002).
Um grande número de estudos mostra que S. carpocapsae e H.
bacteriophora podem sobreviver quando expostos a vários tipos de pesticidas
químicos. Em alguns casos, o produto pode ter efeito nematostático, mas,
quando removidos por lavagem, os nematóides voltam ao comportamento
“normal” (Kaya, 1990). Muitos são os trabalhos que abordam a interação entre
NEPs e produtos fitossanitários, avaliando aspectos de viabilidade e
comportamento dos JIs, bem como a infectividade, quer seja em um inseto
27
padrão, sendo mais comum G. mellonella ou especificamente para determinada
praga agrícola de interesse. Porém, as metodologias para essas avaliações não
seguem uma padronização, o que dificulta a comparação entre os resultados.
O objetivo deste trabalho foi comparar diferentes metodologias de
avaliação da compatibilidade de nematóides entomopatogênicos com produtos
fitossanitários, avaliando também os custos totais de cada metodologia, visando
selecionar o melhor método.
28
4 MATERIAL E MÉTODOS+
O produto utilizado foi Glifosato 480 Agripec CS (i.a. glifosato, 6L/ha do
produto comercial), baseando-se nos resultados obtidos por Carvalho (2003) que
avaliou a compatibilidade deste ingrediente ativo e formulação (outro produto
comercial) com S. carpocapsae. Nesse trabalho o produto foi considerado
compatível, apresentando mortalidade dos JIs de até 13,93% e infectividade das
lagartas de até 33,3%, 120 horas após os JIs terem sido expostos ao produto.
As espécies de nematóides entomopatogênicos utilizadas nos
experimentos foram S. carpocapsae e H. bacteriophora, provenientes do
Laboratório de Patologia de Insetos da UFLA, armazenados em suspensões
aquosas, conforme as exigências térmicas de cada espécie. A multiplicação de
ambos os NEPs foi realizada em lagartas de último instar de G. mellonella de
acordo com metodologia descrita por Kaya e Stock (1997). Segundo essa
metodologia, 1,0 mL da suspensão de JIs na concentração de 200 JIs/mL foi
adicionado em uma placa de petri (9 cm de diâmetro) em duas folhas de papel
filtro ao fundo. Dez lagartas de G. mellonella foram colocadas na placa e
mantidas em estufa incubadora (B.O.D) a 25±1º C, 70±10% U.R. Passados
cinco a sete dias, os cadáveres das lagartas foram colocados em armadilha
(White 1927) e a coleta diária dos JIs iniciada com a emergência dos JIs. As
suspensões de JIs de cada espécie foram concentradas em 200 JIs/mL e
armazenadas.
As lagartas de G. mellonella foram obtidas da criação de manutenção do
Departamento de Entomologia da Universidade Federal de Lavras, criadas em
dieta artificial, segundo metodologia descrita por Parra (1998), citando Guerra
(1973).
29
Os bioensaios de infectividade foram realizados em lagartas de último
instar de G. mellonella, para a comparação dos resultados, mesmo que
originalmente os métodos preconizem o uso de outros hospedeiros.
4.1 Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002)
Os JIs dos steinernematídeos permaneceram armazenados em suspensão
aquosa a 5 ±1
o
C e os heterorhabditídeos a 25 ±1º C. A concentração da
suspensão foi mantida em 1.500 JIs/mL em água destilada e utilizada dentro de
um período de quatro a seis semanas após a coleta.
Soluções aquosas do produto fitossanitário foram preparadas com o dobro
das concentrações de 0,2 mL e 0,8 mL do produto por mL de água. A
testemunha constituiu-se de água destilada. Cerca de 750 JIs de cada espécie de
nematóide contidos em 0,5 mL de água foram misturados em outros 0,5 mL de
cada solução química, adicionados em placas de 24 células e mantidos em estufa
incubadora (B.O.D.) a 18 ± 1
o
C e70 ± 10% UR. O delineamento experimental
foi inteiramente casualizado com quatro repetições por tratamento.
A viabilidade dos JIs expostos ao produto foi avaliada 4, 24, 72 e 120
horas após a exposição, removendo-se três subamostras de 100µL (média de 75
JIs/amostra) de cada repetição, observando-se, sob microscópio estereoscópico.
Nematóides que não responderam a estímulo foram considerados mortos.
A infectividade dos nematóides após os diferentes períodos de exposição
às soluções químicas foi avaliada em lagartas de G. mellonella por meio de
bioensaio com areia em placas de 24 células, modificado de Grewal et al.
(1999). Cerca de 50 JIs em 100 µL de água foram colocados em cada célula de
cada placa contendo 1,5 g de areia seca (peneirada; ≤ 1mm de diâmetro e
esterilizada em estufa). Uma lagarta foi adicionada em cada célula de cada placa
e incubada a 22 ± 1
o
C e 70 ± 10% UR. A mortalidade das lagartas de G.
mellonella foi avaliada 72 horas após a inoculação.
30
Os valores de mortalidade de lagartas e nematóides foram submetidos à
análise de variância. A diferença na viabilidade e infectividade das espécies de
NEPs foi determinada utilizando-se o teste de Scott-Knott (P < 0,05). A
interação entre tempo de exposição e concentração do produto foi determinada
pela regressão polinomial em cada espécie de NEP.
4.2 Metodologia de Rovesti et al. (1988)
Os JIs obtidos de lagartas de G. mellonella foram coletados de armadilhas
de White. Os JIs dos steinernematídeos foram armazenados em suspensão
aquosa a 5 ± 1ºC e, no caso dos heterorhabditídeos, a 25 ± 1º C e mantidos
nessas condições até uma semana antes de serem utilizados. Soluções aquosas
do produto fitossanitário foram preparadas com o dobro das seguintes
concentrações: 0 (testemunha), 0,001, 0,01, 0,1 e 0,4 (recomendada pelo
fabricante) mL do produto por mL de água. Cerca de 2,0 mL de suspensão
contendo 1.000 JIs de cada espécie de nematóide foram misturados em outros
2,0 mL de cada concentração de produto, adicionados em tubos de ensaio
cobertos por filme plástico de PVC (Magipack
®
) e mantidos em estufa
incubadora (B.O.D.) a 20 ± 1
o
C e 70 ± 10% UR.
A avaliação da viabilidade foi feita com base no comportamento dos JIs.
Assim, 0,15 mL (média de 70 JIs/amostra) de cada tubo de ensaio (repetição)
foram extraídos e observados os JIs sob microscópio estereoscópico, 24 e 72
horas após exposição dos NEPs aos produtos, classificando-os pela seguinte
escala:
-------- JIs aparentemente mortos (pouco ativos, postura reta, não
respondem a estímulo);
+ + + + JIs imóveis, enrolados, postura reta ou enrolada, geralmente não
respondem a estímulo;
+ + + Menos que 50% dos JIs móveis, geralmente enrolados, com
movimento lento ou limitado;
31
+ + Mais que 50% dos JIs imóveis, no entanto parcialmente
paralisados em postura enrolada com movimentos reduzidos e
lentos;
+ Pouco afetados, com a viabilidade pouco reduzida comparada
com a testemunha;
0 Como o controle (incluindo também aqueles que aparentemente
parecem ser estimulados pelo produto).
A infectividade foi determinada após 72 horas de exposição dos JIs ao
produto, transferindo-se os conteúdos dos tubos de ensaio para copos plásticos
de 25 mL; os copos plásticos foram completados com água destilada e os JIs
decantados por 30 minutos. Os primeiros 20 mL foram descartados
completando-se o copo com outros 20 mL de água destilada. Este procedimento
foi repetido por mais duas vezes. Após a terceira vez, 0,4mL (média de 100
JIs/alíquota) foram pipetados de cada copo plástico e inoculados em placas de
petri (9 cm de diâmetro) contendo duas folhas de papel de filtro. Dez lagartas de
G. mellonella foram adicionadas nas placas e mantidas em estufa incubadora
(B.O.D.) a 23 ± 1
o
C e 70 ± 10% UR.
A primeira avaliação foi feita três dias após a inoculação nas placas. As
lagartas ainda vivas foram mantidas por outros três dias, adicionando-se água
destilada quando necessário. Lagartas mortas, com coloração típica
correspondente ao gênero do nematóide, foram colocadas em armadilhas de
White (1927) para observação da emergência; as lagartas que não apresentaram
sintomatologia foram dissecadas para a constatação da presença de nematóides.
A infectividade foi também observada após 72 horas de exposição dos
NEPs aos produtos. Para isso, areia fina esterilizada foi umedecida com água
destilada (130 mL/kg de areia) e 70 g colocados em recipientes plásticos
cilíndricos (4 cm altura; 6 cm de diâmetro). Duas lagartas de G. mellonella
foram colocadas na superfície do copo com areia, imobilizadas dentro de
armadilhas confeccionadas com tubo ependorff perfurado (1,5 mL) para
32
promover a penetração dos JIs. O conteúdo de cada tubo de ensaio foi removido
com auxílio de uma seringa e 1 mL injetado no fundo de cinco recipientes
(repetições) do lado oposto ao das lagartas. Dessa forma, os nematóides
injetados (1.000 JIs/recipiente) foram inoculados a 4 cm de distância das
lagartas. Os recipientes foram mantidos em estufa incubadora (B.O.D) a 20 ± 1
o
e C 70 ± 10% UR por seis dias. A mortalidade das lagartas foi observada 144
horas após inoculação; os JIs foram considerados infectivos nas repetições em
que pelo menos uma lagarta foi parasitada.
Apesar do método não preconizar análise estatística, os valores de
mortalidade de lagartas foram submetidos à análise de variância. A diferença na
infectividade das espécies de NEPs foi determinada utilizando-se o teste de
Scott-Knott (P < 0,05). A interação entre tempo de exposição e método de
inoculação foi determinada pela regressão polinomial em cada espécie de NEP.
4.3 Metodologia de Hara & Kaya (1983)
Os JIs foram obtidos de lagartas de G. mellonella coletados de armadilhas
de White. Os JIs dos steinernematídeos foram armazenados em suspensão
aquosa a 5 ± 1ºC, a 25 ± 1º C, no caso dos heterorhabditídeos e mantidos em
suspensão aquosa na concentração de 400 JIs por mL por um período de três ou
quatro semanas. Soluções aquosas do produto fitossanitário foram preparadas
com o dobro das seguintes concentrações: 0 (testemunha), 0,001, 0,01, 0,1 e 0,4
(recomendado pelo fabricante) mL do produto por mL de água; 2,0 mL da
suspensão aquosa de JIs foram pipetados em placas de petri (6 cm de diâmetro) e
a quantidade correspondente de produto colocada em cada placa.
A viabilidade e a infectividade foram observadas 24, 72, 120 e 168 horas
após a exposição dos JIs ao produto. Para cada período de exposição, a
suspensão de nematóides foi submetida à centrifugação por duas vezes, a 1.700
rpm por 1 minuto e o sobrenadante removido e reposto com água destilada a fim
33
de remover o produto fitossanitário. Os tubos de ensaio foram divididos em dois
grupos. Com o primeiro, observou-se a viabilidade retirando-se 0,25 mL (cerca
de 100 JIs) de cada placa, submetendo os JIs a estímulo mecânico com um
estilete. Nematóides que responderam ao estímulo foram considerados vivos e
aqueles que não responderam considerados como afetados ou mortos.
A infectividade foi avaliada em lagartas de último instar de G. mellonella.
Dez lagartas foram colocadas em placas de petri (9 cm de diâmetro) contendo
duas folhas de papel filtro, adicionando-se 200 JIs. Após 48 horas, as lagartas
mortas foram lavadas com solução aquosa de hipoclorito de sódio 0,5% e
colocadas em outra placa de petri com papel filtro umedecido. Sete dias após a
inoculação, cada lagarta foi dissecada e verificada a presença dos nematóides.
O experimento foi conduzido em estufa incubadora (B.O.D.) a 25 ± 1ºC e
70 ± 10% UR, com quatro repetições por tratamento. Os valores de mortalidade
de lagartas e nematóides foram submetidos à análise de variância. A diferença
na viabilidade e infectividade das espécies de NEPs foi determinada utilizando-
se o teste de Scott-Knott (P < 0,05). A interação entre tempo de exposição e
concentração do produto foi determinada pela regressão polinomial em cada
espécie de NEP.
4.4 Protocolo de Vainio (1992)
Os nematóides foram obtidos de lagartas de G. mellonella, mantidos em
suspensão aquosa a 5 ± 1ºC, no caso dos steinernematídeos, a 25 ± 1ºC, no caso
dos heterorhabditídeos e estocados por até uma semana antes da utilização no
experimento. O produto fitossanitário foi preparado com o dobro da maior
concentração de ingrediente ativo recomendado pelo fabricante, isto é, 0,8 mL
do produto por mL de água. Desta solução foi retirada uma alíquota de 1 mL e
colocada em cinco tubos de vidro por tratamento, nos quais foram adicionados
34
2.500 JIs em 1 mL de água destilada e agitados. O bioensaio foi conduzido em
estufa incubadora (B.O.D) a 22 ± 1
o
C e UR de 70 ± 10%.
A viabilidade dos nematóides foi avaliada 48, 120 e 168 horas após
exposição aos produtos. Assim, uma alíquota de 0,1 mL da suspensão foi
retirada e observados 100 JIs para a determinação da mortalidade. Foram
considerados mortos aqueles que não responderam a estímulo com estilete.
A infectividade dos nematóides foi testada nos mesmos períodos que a
viabilidade. Os tubos foram completados com água destilada (3 mL) e deixados
para decantar por meia hora na geladeira. O sobrenadante (cerca de 3mL) foi
descartado e a lavagem repetida por três vezes. Após a lavagem, 0,2 mL (cerca
de 100 JIs) foram retirados do fundo de cada tubo e pipetados em cinco placas
de placas de petri (9 cm de diâmetro) com papel filtro por tratamento. Cada
placa recebeu dez lagartas de último instar de G. mellonella e mantida em
câmaras climatizadas nas mesmas condições que o teste anterior, durante cinco
dias. As lagartas mortas foram transferidas para placas de petri (9 cm de
diâmetro) contendo uma folha de papel filtro seco e mantidas no escuro por mais
três dias, sendo submetidas à dissecação para a avaliação da presença de
nematóides.
Os valores de mortalidade de lagartas e nematóides foram submetidos à
análise de variância. A diferença na viabilidade e infectividade das espécies de
NEPs foi determinada usando o teste de Scott-Knott (P < 0,05). A interação
entre tempo de exposição e concentração do produto foi determinada pela
regressão polinomial em cada espécie de NEP.
Originalmente, o método preconiza que valores de mortalidade de
nematóides ou redução de infectividade maiores de 50% caracterizam o produto
como incompatível com os nematóides testados. No entanto, para melhor
comparação entre as metodologias, não se utilizou essa classificação.
35
5 Análise de custo das metodologias
Foram estimados os custos envolvidos na realização de cada uma das
metodologias descritas anteriormente para o fornecimento de subsídio para a
seleção da melhor metodologia de avaliação de compatibilidade de produtos
fitossanitários químicos com nematóides entomopatogênicos.
5.1 Custo total para a realização das metodologias
O custo total envolvido em cada metodologia é o resultado da soma do
custo fixo total (CFT) e o custo variável total (CVT). Estes custos referem-se aos
insumos (recursos) e operações (mão-de-obra) utilizados durante todo o
desenrolar da aplicação da metodologia, incluindo o respectivo custo alternativo
ou de oportunidade (Reis, 2004).
5.1.1 Componentes do custo total
5.1.1.1 Custo fixo (CF)
Corresponde aos recursos que têm duração maior a uma aplicação da
metodologia isto é, não são totalmente gastos em uma única aplicação desta. É o
custo de cada recurso fixo calculado, somando-se a depreciação e o custo de
oportunidade.
• Depreciação: é o valor necessário para substituir os bens de capital
quando considerados inutilizados, seja pelo desgaste físico ou econômico. O
cálculo da depreciação é baseado no tempo de vida útil de cada recurso, pela
seguinte equação, segundo Reis (2004):
Depreciação = Valor atual do recurso – Valor residual do recurso
Vida útil do recurso
36
No presente trabalho adotou-se, em todas metodologias, a vida útil de
benfeitorias de vinte anos e de dez anos para máquinas e equipamento (Reis,
2004). Considerou-se o valor final do bem após ser utilizado no caso do valor
residual, conhecido também por “valor de sucata”, isto é, o valor do bem, se
fosse comercializado. Neste caso, todos os equipamentos foram considerados
como novos.
• Custo alternativo ou de oportunidade (CA): é considerado como o
retorno do valor do capital empregado na atividade que seria conseguido
se fosse aplicado em outra alternativa econômica. Para isso foi
considerado como base de retorno o valor anual da caderneta de
poupança (6,00% a.a), calculado para o custo fixo da seguinte forma:
CFAlt = valor atual x taxa de juros
5.1.1.2. Componentes do custo fixo
Equipamentos e instrumentos: todos os equipamentos e instrumentos
utilizados em todas as metodologias, bem como a descrição da finalidade de
cada um, como visto na Tabela 1.
TABELA 1. Equipamentos e instrumentos utilizados nas metodologias.
Equipamentos/
instrumentos
Unidade Quantidade Finalidade
B.O.D unidade 1
Temperatura e umidade constantes do inóculo e
experimentos
Refrigerador unidade 1 Armazenamento de JIs de S. carpocapsae
Microscópio
estereoscópico
unidade 1 Contagem e verificação da viabilidade de JIs
Destilador unidade 1 Água destilada para os experimentos
Estufa unidade 1 Esterilização de material e vidraria
37
Equipamentos e materiais: todos os equipamentos e materiais de cada
uma das metodologias, apresentando a finalidade de cada um, constam nas
Tabelas 2 a 5.
TABELA 2. Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002).
Equipamentos e materiais Unidade Quantidade Finalidade
Placa de 24 células Unidade 64 Testes de viabilidade e infectividade
Armadilha de White Unidade 6 Multiplicação de JIs
Micropipetas Unidade 2 Inoculação e quantificação de JIs
Pipeta, pissetas, pinça,
estiletes
- - Procedimentos diversos
Erlenmeyer (500mL) Unidade 6 Armazenamento de JIs
Contador manual Unidade 1 Contagem de JIs
Mesa com fórmica Unidade 1 Manipulação do experimento
TABELA 3. Metodologia de Rovesti et al. (1988).
Equipamentos e materiais Unidade Quantidade Finalidade
Placa de petri (9 cm Ø) unidade 40 Bioensaio de infectividade
Armadilha de White unidade 6 Multiplicação de JIs
Micropipetas unidade 2 Inoculação e quantificação de JIs
Pipeta, pissetas, pinça, estiletes - - Procedimentos diversos
Erlenmeyer (500mL) unidade 6 Armazenamento de JIs
Contador manual unidade 1 Contagem de JIs
Tubo de ensaio unidade 80 Exposição dos NEPs aos produtos
Grade para tubo ensaio unidade 2 Suporte para os tubos de ensaio
Ependorff unidade 40 Bioensaio de infectividade
Mesa com fórmica unidade 1 Manipulação do bioensaio
TABELA 4. Metodologia de Hara & Kaya (1983).
Equipamentos e materiais Unidade Quantidade Finalidade
Placa de petri (9 cm Ø) unidade 80 Bioensaio de infectividade
Placa de petri (5 cm Ø) unidade 80 Exposição dos NEPs aos produtos
Armadilha de White unidade 6 Multiplicação de JIs
Micropipetas unidade 2 Inoculação e quantificação de JIs
Pipeta, pissetas, pinça, estiletes - - Procedimentos diversos
Erlenmeyer (500mL) unidade 6 Armazenamento de JIs
Contador manual unidade 1 Contagem de JIs
Mesa com fórmica unidade 1 Manipulação do bioensaio
Centrífuga unidade 1 Separação dos NEPs do produto
TABELA 5. Protocolo Vainio (1992).
Equipamentos e materiais Unidade Quantidade Finalidade
Placa de petri (9 cm Ø) unidade 60 Bioensaio de infectividade
Tubo de ensaio unidade 60 Exposição dos NEPs aos produtos
Armadilha de White unidade 6 Multiplicação de JIs
micropipetas unidade 2 Inoculação e quantificação de JIs
Pipeta, pissetas, pinça, estiletes - - Procedimentos diversos
Erlenmeyer (500mL) unidade 6 Armazenamento de JIs
Contador manual unidade 1 Contagem de JIs
Mesa com fórmica unidade 1 Manipulação do experimento
38
5.1.1.3 Custo variável (CV)
São os recursos com duração menor a uma aplicação da metodologia, isto
é, não são reaproveitados em uma nova aplicação da metodologia. Este custo foi
calculado pelos gastos com produtos e serviços, discriminados nas Tabelas 6 a 9.
No caso do custo alternativo variável, temos:
Custo alternativo variável (CVAlt.) = valor do subtotal do custo variável x
taxa de juros
Componentes do custo variável:
• Insumos: são os gastos imediatos com a realização de cada metodologia
e descritos nas Tabelas 6 a 9.
• Mão-de-obra: foi considerada mão-de-obra de um técnico de laboratório
(laboratorista) fazendo-se o cálculo proporcional do tempo gasto para
cada metodologia (h.homem) e o salário médio de um profissional dessa
categoria. Não foram considerados os encargos sociais. Dessa forma
temos:
Custo variável = insumos + mão-de-obra + custos de oportunidade
TABELA 6. Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002).
Recursos Unidade Quantidade Finalidade
Lagartas de G. mellonella Unidade 768 Bioensaio de infectividade
Material limpeza - - Álcool, detergente, papel
absorvente, esponja e afins.
Areia esterilizada Kg 1 Teste de infectividade
Produto fitossanitário - - Avaliar a compatibilidade com
NEPs
39
TABELA 7. Metodologia de Rovesti et al. (1988).
Recursos Unidade Quantidade Finalidade
Lagartas de G. mellonella Unidade 480 Bioensaio de infectividade
Material limpeza - - Álcool, detergente, papel
absorvente, esponja e afins.
Areia esterilizada Kg 4 Bioensaio de infectividade
Produto fitossanitário - - Avaliar a compatibilidade com
NEPs
Filme plástico pvc Unidade 1 Recobrir os tubos de ensaio
Copos plásticos com tampa Unidade 40 Bioensaio de infectividade
Papel filtro (9cm Ø) Unidade 80 Bioensaio de infectividade
TABELA 8. Metodologia de Hara & Kaya (1983).
Recursos Unidade Quantidade Finalidade
Lagartas de G mellonella unidade 800 Bioensaio de infectividade
Material limpeza - - Álcool, detergente, papel
absorvente, esponja e afins.
Produto fitossanitário - - Avaliar a compatibilidade com
NEPs
Papel filtro (9cm Ø) unidade 80 Bioensaio de infectividade
TABELA 9. Protocolo de Vainio (1992).
Recursos Unidade Quantidade Finalidade
Lagartas de G. mellonella unidade 600 Bioensaio de infectividade
Material limpeza - - Álcool, detergente, papel
absorvente, esponja e afins.
Produto fitossanitário - - Avaliar a compatibilidade com
NEPs
Papel filtro (9cm Ø) unidade 80 Teste de infectividade (placas)
5.1.2 Dados para analise econômica simplificada
5.1.2.1 Custo operacional
Considera o custo de todos os recursos para a realização de cada
experimento que exigem desembolso por parte do interessado. Inclui
praticamente todos os recursos fixos que exigem reposição por meio de
aquisições, sem considerar os custos alternativos.
40
5.1.2.2 Custo total (CT)
Foi considerada no custo total (CT), a soma dos custos fixo total (CFT) e
custo variável total (CVT), agora considerando os custos alternativos. O valor do
custo total (CT) auxiliou na escolha da melhor metodologia pela comparação
entre as mesmas, considerando-se ideal aquela que atinge o menor valor.
41
6 RESULTADOS E DISCUSSÃO
6.1 Metodologia de Krishnayya & Grewal (2002)
A viabilidade dos JIs de S. carpocapsae e H. bacteriophora, isto é, a
porcentagem de nematóides mortos foi crescente ao longo do tempo em todos
tratamentos, com maior mortalidade nos períodos de 72 e 120 horas de
exposição, inclusive na testemunha. A viabilidade entre as espécies de NEPs não
diferiu pelo teste de comparação entre médias (Scott-Knott; P < 0,05), como
pode ser visto na Tabela 10, exceto nos períodos de 72 horas, apresentando
maior sobrevivência de H. bacteriophora e 120 horas após exposição ao
produto, com maior sobrevivência de S. carpocapsae nas concentrações de 0,2 e
0,8 do produto.
TABELA 10. Mortalidade de nematóides entomopatogênicos previamente
expostos a diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec
CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
2,81 ± 1,29 A
3
0,00 ± 0,00 A
0,2
1,09 ± 0,39 A 0,00 ± 0,00 A
4
0,8
1,25 ± 0,30 A 0,00 ± 0,00 A
0
9,06 ± 1,29 A 7,19 ± 0,40 A
0,2
7,03 ± 0,39 A 6,06 ± 0,19 A
24
0,8
4,94 ± 0,26 A 10,09 ± 2,23 A
0
53,44 ± 12,88 A 54,06 ± 2,57 A
0,2
10,94 ± 1,43 B 62,66 ± 3,29 A
72
0,8
12,19 ± 1,50 B 72,81 ± 2,41 A
0
75,63 ± 1,80 A 66,88 ± 3,97 A
0,2
81,72 ± 4,29 A 37,25 ± 7,59 B
120
0,8
87,31 ± 3,28 A 31,72 ± 4,52 B
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem de juvenis infectivos mortos
3
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais, pelo teste Scott-Knott (P >
0,05).
42
Em relação à interação entre o tempo e a concentração do produto na
viabilidade dos NEPs, os efeitos de concentração e tempo foram significativos
para ambas as espécies de NEPs (F = 7,16; 24,18; 31,10 e P = 0,01; 0,0; 0;0 para
H. bacteriophora; F = 5,03; 8,25; 6,11 e P = 0,02; 0,006; 0,017 para S.
carpocapsae) (Figuras 1 e 2).
0
20
40
60
80
100
0 24 48 72 96 120
tempo (h)
% mortalidade do nematóide
0,0
0,2
0,8
(0,0) y = 0,41 - 0,19x + 0,02x
2
- 0,0001x
3
(0,2) y = 1,8 + 0,61x + 0,03x
2
- 0,0002x
3
(0,8) y = 1,15 - 0,45x + 0,04x
2
- 0,0002x
3
FIGURA 1. Mortalidade de Heterorhabditis bacteriophora na interação
tempo x concentração, exposto a Glifosato 480 Agripec CS.
0
20
40
60
80
100
0 24 48 72 96 120
tempo (h)
% mortalidade do
nematóide
0
0,2
0,8
(0,0) y = 3,24 - 0,19x + 0,02x
2
- 0,0001x
3
(0,2) y = -1,45 + 0,71x + 0,01x
2
- 0,0001x
3
(0,8) y = -0,44 + 0,47x - 0,04x
2
- 0,0001x
3
FIGURA 2. Mortalidade de Steinernema carpocapsae na interação
tempo x concentração, exposto a Glisfosato 480 Agripec
CS.
43
A infectividade de S. carpocapsae e H. bacteriophora não diferiu no
período de 4 horas de exposição ao produto (Tabela 11), mostrando diferenças
nos períodos de 24 e 72 horas na concentração de 0,8, e em 120 horas na
concentração de 0,2. As testemunhas dos NEPs foram diferentes nos períodos de
72 e 120 horas.
A infectividade de H. bacteriophora na interação tempo e concentração
do produto (Figura 3) foi significativa (F = 11,25; 2,16; 7,29 e P = 0,0015;
0,1478; 0,0095) na testemunha e na concentração de 0,8. Em S. carpocapsae,
houve diferença significativa (F = 1,39; 0,01; 5,01 e P = 0,2425; 0,9209; 0,0298)
somente na concentração de 0,8 (Figura 4).
TABELA 11. Mortalidade de lagartas de G. mellonella inoculadas com
nematóides entomopatogênicos previamente expostos a
diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
78,25 ± 11,23 A
3
94,00 ± 10,33 A
0,2
90,75 ± 10,33 A 100,00 ± 0,00 A
4
0,8
94,00 ± 5,98 A 100,00 ± 0,00 A
0
90,75 ± 11,81 A 69,00 ± 9,38 A
0,2
87,75 ± 6,25 A 69,00 ± 9,38 A
24
0,8
56,25 ± 20,65 B 100,00 ± 0,00 A
0
78,25 ± 10,64 A 31,50 ±27,18 B
0,2
84,50 ± 12,34 A 62,75 ± 35,90 A
72
0,8
66,00 ± 29,69 A 31,25 ± 20,65B
0
90,75 ± 10,33 A 53,50 ± 16,61 B
0,2
94,00 ± 5,98 A 47,00 ± 22,97 B
120
0,8
56,50 ± 15,63 A 59,50 ± 21,40 A
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem de lagartas mortas.
3
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais pelo teste Scott-
Knott (P > 0,05).
44
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 24 48 72 96 120
tempo (h)
% mortalidade do hospedeiro
0,0
0,2
0,8
(0,0) y = 102,61 - 1,79x + 0,01x
2
(0,8)
y = 95,46 + 1,35x - 0,057x
2
- 0,0003x
3
FIGURA 3. Infectividade de Heterorhabditis bacteriophora na interação
tempo x concentração, contra lagartas de G. mellonella
0
20
40
60
80
100
0 24 48 72 96 120
tempo (h)
% mortalidade do hospedeiro
0
0,2
0,8
(0,8) y = 106,58 - 3,38x + 0,06x
2
- 0,0003x
3
FIGURA 4. Infectividade de Steinernema carpocapsae na interação tempo x
concentração, contra lagartas de G. mellonella
45
Os resultados indicam diminuição da viabilidade de S. carpocapsae e H.
bacteriophora quando expostos a diferentes concentrações de glifosato em todos
os períodos de exposição, sem que houvesse diminuição da infectividade dos
juvenis nos diferentes tratamentos. Os resultados desse estudo concordam com
Krishnayya & Grewal (2002), que verificaram a diminuição da viabilidade de S.
feltiae quando exposto à Azadiractha indica e fungicidas seletivos utilizando a
mesma metodologia. A infectividade foi pouco afetada por Azadiractha indica,
sendo considerados como tóxicos os fungicidas cinamaldeído e ácido peróxido
acético + dióxido de hidrogênio causando mortalidade de 100 % dos JIs.
Posteriormente, De Nardo & Grewal (2003), utilizando a mesma metodologia,
verificaram a compatibilidade de S. feltiae com 17 produtos fitossanitários
utilizados em casa de vegetação, observando viabilidade de mais de 80% dos JIs
expostos por 72 horas aos produtos, sendo possível mistura de tanque de todos
os produtos testados, exceto o inseticida terrazole.
6.2 Metodologia de Rovesti et al. (1988)
De acordo com as características atribuídas aos JIs pela escala de notas
proposta pelos autores, os JIs de S. carpocapsae e H. bacteriophora mostraram-
se, de forma geral, medianamente afetados pelo produto comparando-se com a
testemunha, conforme mostra a Tabela 12.
46
TABELA 12. Mortalidade de nematóides entomopatogênicos previamente
expostos a diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec
CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
S.carpocapsae H. bacteriophora
0 0 0
0,001 + +
0,01 ++ +
0,1 + +
24
0,4 ++ +
0 0 0
0,001 ++ +
0,01 ++ ++
0,1 ++ ++
72
0,4 ++ ++
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos segundo escala de notas proposta por Rovesti et al. (1988)
Na interação espécie versus concentração, não houve diferença das
espécies de NEPs nas concentrações em placa de petri. Já em areia, houve
diferença na testemunha e nas concentrações de 0,001 e 0,1 (Tabela 13). Em
contraposição, na interação concentração do produto versus método de
inoculação, houve diferença na concentração de 0,01 e 0,4 para S. carpocapsae e
somente na concentração 0,001 para H. bacteriophora (Tabela 14).
Comparando-se com as outras metodologias, a infectividade nesta foi a menor
para ambas as espécies de nematóides em todos tratamentos (concentrações x
método inoculação).
47
TABELA 13. Mortalidade de lagartas de G. mellonella inoculadas com
nematóides entomopatogênicos previamente expostos a
diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec CS, em dois
métodos de inoculação.
Espécie de nematóide
1
Método Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
4,00 ± 2,45 B
2
14,00 ± 2,45 A**
0,001
0,00 ± 0,00 A 16,00 ± 2,45 A
0,01
8,00 ± 3,74 B 14,00 ± 4,00 A
0,1
4,00 ± 4,00 B 10 ± 0,00 A
areia
0,4
16,00 ± 2,45 A 10 ± 0,00 A
0
9,00 ± 1,38 A 10,00 ± 1,51 A
0,001
9,75 ± 1,96 A 6,75 ± 1,04 A
0,01
10,00 ± 1,25 A 9,00 ± 1,20 A
0,1
10, 00 ± 1,20 A 9,00 ± 1,96 A
placa
0,4
7,00 ± 2,11 A 10,00 ± 1,91
A
1
valores expressos em porcentagem de lagartas mortas
2
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais pelo teste Scott-
Knott (P > 0,05)
TABELA 14. Mortalidade de lagartas de G. mellonella inoculadas com
nematóides entomopatogênicos previamente expostos a
diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec CS.
Método
1
Espécie de NEP Concentração
Areia Placa
0
4,00 ± 2,45 A
2
9,00 ± 1,38 A
0,001
0,00 ± 0,00 B 9,75 ± 1,96 A
0,01
8,00 ± 3,74 A 10,00 ± 1,25 A
0,1
4,00 ± 4,00 A 10, 00 ± 1,20 A
Steinernema
carpocapsae
0,4
16,00 ± 2,45 A 7,00 ± 2,11 B
0
14,00 ± 2,45 A 10,00 ± 1,51 A
0,001
16,00 ± 2,45 A 6,75 ± 1,04 B
0,01
14,00 ± 4,00 A 9,00 ± 1,20 A
0,1
10 ± 0,00 A 9,00 ± 1,96 A
Heterorhabditis
bacteriophora
0,4
10 ± 0,00 A 10,00 ± 1,91
A
1
valores expressos em porcentagem de lagartas mortas
2
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais pelo teste Scott-
Knott (P > 0,05)
48
Os resultados mostram a baixa toxicidade de glifosato sobre a viabilidade
dos JIs de H. bacteriophora e S. carpocapsae. No entanto, a redução da
infectividade foi significativa em alguns períodos de avaliação, fato difícil de ser
explicado, tendo em vista a alta mortalidade de lagartas observadas nas outras
metodologias testadas.
Rovesti et al. (1988), utilizando a mesma metodologia, testaram 25
herbicidas com H. bacteriophora, verificando baixo efeito deletério desses
produtos na viabilidade e infectividade dos JIs em todas as concentrações
testadas, inclusive glifosato. Os mesmos produtos foram testados com S.
carpocapsae apresentando resultados semelhantes (Rovesti & Deseö, 1990).
Estes resultados concordam com o trabalho de Rovesti & Deseö (1991)
que avaliaram a compatibilidade de glifosato e mais quatro herbicidas em JIs de
H. heliothidis, tendo apresentado efeito positivo na viabilidade e infectividade
dos JIs quando expostos nas três concentrações dos produtos (1.000, 5.000 e
2.500 ppm da formulação comercial).
6.3 Metodologia de Hara & Kaya (1983)
Como pode ser visto pelos dados da Tabela 15, não houve diferença
significativa entre a viabilidade dos JIs de ambos os nematóides
entomopatogênicos testados em nenhum dos tratamentos, exceto no período de
72 horas na testemunha e na concentração de 0,01. Em todos os tratamentos
houve aumento da mortalidade em todas as concentrações do produto e
testemunha após o período de 24 horas de exposição.
49
TABELA 15. Mortalidade de nematóides entomopatogênicos previamente
expostos a diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec
CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
21, 00 ± 4,73 A
3
6,00 ± 1,92 A
0,001
9,23 ± 2,30 A 21,00 ± 5,20 A
0,01
25, 00 ± 3,38 A 27, 00 ± 5,32 A
0,1
25,00 ± 8,44 A 33, 00 ± 8,45 A
24
0,4
19 ± 5,16 A 31,00 ± 5,74 A
0
33, 00 ± 4,91 B 8,8 00 ± 3,49 A
0,001
38, 31 ± 16,29 A 27 ± 4,53 A
0,01
20,80 ± 2,75 B 52, 00 ± 6,66 A
0,1
47,00 ± 15,90 A 54, 00 ± 18,20 A
72
0,4
32,00 ± 11,86 A 47, 00 ± 11,22 A
0
15, 00 ± 2,57 A 30, 39 ± 4,04 A
0,001
25,00 ± 5,99 A 33,18 ± 5,04 A
0,01
32, 00 ± 11,41 A 37, 00 ± 6,10 A
0,1
60, 00 ± 7,39 A 52, 00 ± 9,11 A
120
0,4
51, 00 ± 8,29 A 65,15 ± 8,24 A
0
21,00 ± 1,86 A 29, 45 ± 1,32 A
0,001
41, 00 ± 8,64 A 31, 26 ± 3,03 A
0,01
38, 00 ± 9,63 A 48,26 ±8,12 A
0,1
59, 01 ± 11,67 A 67, 07 ± 3,07 A
168
0,4
53,00 ± 10,94 A 38, 07 ± 8,02 A
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem de juvenis infectivos mortos
3
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais pelo teste Scott-
Knott (P > 0,05)
A interação tempo de exposição e concentração do produto não foi
significativa para viabilidade de H. bacteriophora e S. carpocapsae (F = 1,17;
0,03; 3,11; 1,14; 6,46 e P = 0,28; 0,85; 0,8; 0,28; 0,01 para H. bacteriophora; F
= 2,05; 3,47; 0,24; 0,01; 0,42 e P = 0,15; 0,06; 0,62; 0,88; 0,15 para S.
carpocapsae), exceto na maior concentração (0,4) (Figuras 6 e 7).
50
0
20
40
60
80
100
24 48 72 96 120 144 168
tempo (h)
% mortalidade do nematóide
0
0,001
0,01
0,1
0,4
(0,4) y = 8,11 + 0,97x - 0,0046x
2
FIGURA 6. Mortalidade de Heterorhabditis bacteriophora na interação tempo
x concentração, exposto a Glifosato 480 Agripec CS.
0
20
40
60
80
100
24 48 72 96 120 144 168
tempo (h)
% mortalidade do nematóide
0
0,001
0,01
0,1
0,4
(0,4) y = 23,10 - 0,37x - 0,0096x
2
- 0,000037x
3
FIGURA 7. Mortalidade de Steinernema carpocapsae na interação tempo x
concentração, exposto a Glifosato 480 Agripec CS.
Houve redução significativa da infectividade de H. bacteriophora em
relação a S. carpocapsae, nos períodos de 24 e 72 horas, em todas as
concentrações do produto. No período de 120 horas a diferença da infectividade
51
dos NEPs ocorreu na testemunha e na concentração 0,001 e 0,4. Já em 168 horas
de exposição, a infectividade dos NEPs diferiu nas concentrações de 0,01 e 0,4
(Tabela 16).
TABELA 16. Mortalidade de lagartas de G. mellonella inoculadas com
nematóides entomopatogênicos previamente expostos a
diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
67,50 ±12,50 A
3
5,0 ± 5,00 B
0,001
57,5 ± 16,01 A 22,50 ± 6,29 B
0,01
75,0 ± 6,45 A 25,00 ± 18,93 B
0,1
72,5 ± 10,31 A 30,00 ± 12.91 B
24
0,4
70,0 ± 9,13 A 25,00 ± 9,57 B
0
75,00 ± 11,90 A 22,50 ± 8,54 B
0,001
100 ± 0,00 A 45,00 ± 19,36 B
0,01
75,00 ± 15,00 A 42,50 ± 14,93 B
0,1
97,50 ± 2,50 A 55,00 ± 14,43 B
72
0,4
85,00 ± 15,00 A 80,00 ± 7,07 A
0
80,00 ± 9,13 A 22,5 ± 9,46 B
0,001
85,0 ± 5,00 A 30,0 ± 4,08 B
0,01
57,5 ± 17,02 A 57,5 ± 11,09 A
0,1
85,0 ± 8,66 A 60,0 ± 4,08 A
120
0,4
62,5 ± 17,50 A 20,00 ± 7,07 B
0
62,50 ± 17,77 A 55,00 ±10,41 A
0,001
47,50 ± 12,50 A 50,00 ± 12,91 A
0,01
77,50 ± 2,50 A 17,50 ± 4,79 B
0,1
50,00 ± 12,91 A 25,00 ± 10,41 A
168
0,4
95,00 ± 5,00 A 35,0 ± 8,66 B
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem lagartas mortas.
3
Médias seguidas de mesma letra maiúscula na linha são estatisticamente iguais pelo teste Scott-
Knott (P > 0,05).
52
A interação entre tempo de exposição e concentração do produto foi
significativa em H. bacteriophora e S. carpocapsae nas concentrações de 0,1 e
0,4, apresentando a concentração de 0,001 para S. carpocapsae também
significativa (F = 0,98; 2,07; 1,09; 0,15; 14,27 e P = 0,32; 0,15; 0,01; 0,009;
0,003 para H. bacteriophora; F = 0,15; 12,65; 1,19; 7,11; 3,38 e P = 0,69; 0,00;
0,27; 0,00; 0,06 para S. carpocapsae) (Figuras 8 e 9).
0
20
40
60
80
100
24 48 72 96 120 144 168
tempo (h)
% mortalidade do hospedeiro
0
0,001
0,01
0,1
0,4
(0,01) y = 3,25 + 1,22x - 0,0062x
2
(0,4) y = -105 + 7,33x - 0,086x
2
+ 0,00028x
3
FIGURA 8. Infectividade de Heterorhabditis bacteriophora, na interação
tempo x concentração contra lagartas de G. mellonella.
53
0
20
40
60
80
100
24 48 72 96 120 144 168
tempo (h)
% mortalidade do hospedeiro
0
0,001
0,01
0,1
0,4
(0,001) y = 3,25 + 1,22x - 0,0062x
2
(0,01)
y = -105 + 7,33x - 0,086x
2
+ 0,00028x
3
(0,4) y = -105 + 7,33x - 0,086x
2
+ 0,00028x
3
FIGURA 9. Infectividade de Steinernema carpocapsae, na interação tempo
x concentração, contra lagartas de G. mellonella.
Hara & Kaya (1983), utilizando a mesma metodologia, observaram a
diminuição da viabilidade de S. carpocapsae quando exposto a inseticidas e
nematicidas com aumento da concentração e tempo de exposição aos produtos.
Assim, as concentrações de 0,01 e 0,1 mg/mL dos produtos causaram alta
viabilidade e infectividade do NEP em todos os períodos de exposição.
Zimmerman & Crashaw (1990), utilizando a metodologia modificada de
Hara & Kaya (1983), observaram a compatibilidade de S. carpocapsae, S.
bibionis e H. bacteriophora (HP88) com nove pesticidas utilizados em
gramados. Os fungicidas pentacloronitrobenzeno, benomil e clorotalonil e o
herbicida dicamba não reduziram a viabilidade aos NEPs testados no período de
24 e 48 horas de exposição. Carbaril, bendiocarbe e diazinon foram muito
tóxicos a H. bacteriophora (HP88) e menos tóxicos a S. carpocapsae. Calo-clor
e o fungicida mercurial foram altamente tóxicos aos NEPs.
54
6.4 Protocolo de Vainio (1992)
Os resultados evidenciam que houve diferença na viabilidade dos JIs de S.
carpocapsae e H. bacteriophora, nos períodos de 120 e 168 horas, na
testemunha. Na interação tempo versus concentração, para S. carpocapsae
houve diferença no período de 168 horas na concentração de 0,8. No entanto,
para H. bacteriophora, as diferenças ocorreram nas testemunhas de 48 e 168
horas (Tabela 17).Nos resultados de infectividade não apresentaram diferença
entre as espécies de NEPs e entre a interação tempo versus concentração (Tabela
18).
TABELA 17. Mortalidade de nematóides entomopatogênicos previamente
expostos a diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec
CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
10,00 ± 1,61a A
3
0,00 ± 0,00 b A 48
0,8
3,80 ± 1,23 a A 1,40 ± 0,43 a A
0
1,00 ± 0,67 a A 0,40 ± 0,45 a B
120
0,8
0,40 ± 0,45 a A 18,8 ± 5,69 a A
0
12,40 ± 1,28 a A 0,80 ± 0,45 b B
168
0,8
4,6 ± 1,69 b A 22,80 ± 5,19 a A
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem de juvenis infectivos mortos.
3
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha são estatisticamente
iguais pelo teste Scott-Knott (P > 0,05).
55
TABELA 18 Mortalidade de lagartas de G. mellonella inoculadas com
nematóides entomopatogênicos previamente expostos a
diferentes concentrações de Glifosato 480 Agripec CS.
Espécie de nematóide
2
Tempo (horas)
1
Concentração
Steinernema carpocapsae Heterorhabditis bacteriophora
0
60,00 ± 9,92 a A
3
90, 00 ± 5,16 a A 48
0,8
76,00 ± 2,58 a A 82, 00 ± 17,89 a A
0
36,00 ± 19,83 a A 70,00 ± 20,12 a A
120
0,8
74, 00 ± 16,88 a A 27, 00 ± 17,07 a A
0
74, 00 ± 9,22 a A 100 ± 0,00 a A
168
0,8
82,00 ± 17,27 a A 100 ± 0,00 a A
1
Período de exposição dos juvenis infectivos ao produto
2
Valores expressos em porcentagem de lagartas mortas
3
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha são estatisticamente
iguais pelo teste Scott-Knott (P > 0,05)
O produto fitossanitário Glifosato 480 Agripec CS (i.a. glifosato)
apresentou baixo ou nenhum efeito negativo sobre os JIs de S. carpocapsae e H.
bacteriophora em todas as metodologias testadas. Esses dados concordam com
Carvalho (2003), que avaliou a compatibilidade de S. carpocapsae com o
mesmo ingrediente ativo e formulação (outro produto comercial) utilizando o
protocolo proposto por Vainio (1992). A viabilidade de S. carpocapsae foi de
cerca de 13% em todos os períodos de exposição e a redução de infectividade
em relação à testemunha foi de 25% (48 horas de exposição dos JIs ao produto)
e de 33,33% (120 horas), sendo assim o produto considerado como compatível,
conforme estabelecido pela metodologia. Forchler et al. (1990) avaliaram os
efeitos desse produto em JIs de S. feltiae, resultando em valores de cerca de 20%
a 25% de mortalidade de JIs quando expostos a diferentes concentrações do
produto, apresentando uma baixa CL
50
(0.97 nematóides/lagarta) em G.
mellonella.
Em todas as metodologias adotadas não foi evidenciada diferença entre a
viabilidade e infectividade dos JIs, comparando-se os tratamentos (concentração
56
do produto x tempo de exposição) e a testemunha. Esses resultados indicam a
possível baixa interferência da concentração do produto, bem como do tempo de
exposição a esse produto nos resultados.
7 Análise de custo das metodologias
7.1 Custo fixo (CF)
Os custos fixos de cada metodologia encontram-se nas Tabelas 19 a 22,
discriminando, para cada recurso, os parâmetros necessários para o cálculo do
custo total (CT) de cada metodologia.
TABELA 19. Custo fixo discriminado para a metodologia Krishnayya &
Grewal (2002).
Recursos Valor (R$)
Vida útil
(anos)
Valor
residual
1
Depreciação
Custo
alternativo
2
Custo fixo
parcial
B.O.D 3.478,00 10,00 500,00 24,82 69,56 94,38
Refrigerador
644,00 10,00 200,00 3,70 12,88 16,58
Microscópio
estereoscopico 1.125,00 10,00 200,00 7,71 22,50 30,21
Destilador
835,00 10,00 200,00 5,29 16,70 21,99
Estufa
1.978,00 10,00 200,00 14,82 39,56 54,38
Placa de 24
células 352,00 2,00 0,00 14,67 7,04 21,71
Armadilha White
15,00 2,00 0,00 0,63 0,30 0,93
Micropipetas
576,00 5,00 0,00 9,60 11,52 21,12
Pissetas 3,50 2,00 0,00 0,15 0,07 0,22
Pinça 2,00 2,00 0,00 0,08 0,04 0,12
Estilete 4,00 2,00 0,00 0,17 0,08 0,25
Erlenmeyer
(500mL) 53,40 2,00 0,00 2,23 1,07 3,29
Contador manual
10,00 10,00 0,00 0,08 0,20 0,28
Mesa com
fórmica 100,00 10,00 20,00 0,67 2,00 2,67
Total
84,60 183,52 268,11
1
Valor residual – valor de mercado de tais equipamentos
2
Custo alternativo – forma de estimação: valor do novo x a taxa mensal (2%)
57
TABELA 20. Custo fixo discriminado para a metodologia Rovesti et al. (1988).
Recursos Valor (R$)
Vida útil
(anos)
Valor
residual
1
Depreciação
Custo
alternativo
2
Custo
fixo
parcial
B.O.D 3.478,00 10,00 500,00 24,82 69,56 94,38
Refrigerador
644,00 10,00 200,00 3,70 12,88 16,58
Microscópio
estereoscópico 1.125,00 10,00 200,00 7,71 22,50 30,21
Destilador
835,00 10,00 200,00 5,29 16,70 21,99
Estufa
1.978,00 10,00 200,00 14,82 39,56 54,38
Placa de Petri
(9 cm) 148,00 2,00 0,00 6,17 2,96 9,13
Armadilha
White 15,00 2,00 0,00 0,63 0,30 0,93
Micropipetas
576,00 5,00 0,00 9,60 11,52 21,12
Pissetas 3,50 2,00 0,00 0,15 0,07 0,22
Pinça 2,00 2,00 0,00 0,08 0,04 0,12
Estiletes 2,00 2,00 0,00 0,08 0,04 0,12
Erlenmeyer
(500mL)
53,40 2,00 0,00 2,23 1,07 3,29
Tubo de ensaio
40,00 2,00 0,00 1,67 0,80 2,47
Grade para
tubo ensaio 8,40 4,00 0,00 0,18 0,17 0,34
Ependorff
2,68 2,00 0,00 0,11 0,05 0,17
Contador
manual
10,00 10,00 0,00 0,08 0,20 0,28
Mesa com
fórmica 100,00 10,00 20,00 0,67 2,00 2,67
Total
77,97 180,42 258,39
1
Valor residual – valor de mercado de tais equipamentos
2
Custo alternativo – forma de estimação: valor do novo x a taxa mensal (2%)
58
TABELA 21. Custo fixo discriminado para a metodologia de Hara & Kaya
(1983).
Recursos Valor (R$)
Vida útil
(anos)
Valor
residual
1
Depreciação
Custo
alternativo
2
Custo fixo
parcial
B.O.D 3.478,00 10,00 500,00 24,82 69,56 94,38
Refrigerador
644,00 10,00 200,00 3,70 12,88 16,58
Microscópio
estereoscópico
1.125,00 10,00 200,00 7,71 22,50 30,21
Destilador
835,00 10,00 200,00 5,29 16,70 21,99
Centrífuga 4.032,00 10,00 500,00 29,43 80,64 110,07
Estufa
1.978,00 10,00 200,00 14,82 39,56 54,38
Placa de petri (5
cm) 232,00 2,00 0,00 9,67 4,64 14,31
Placa de petri (9
cm)
296,00 2,00 0,00 12,33 5,92 18,25
Placa de petri
plástica 2,50 2,00 0,00 0,10 0,05 0,15
Micropipetas
576,00 5,00 0,00 9,60 11,52 21,12
Pissetas 3,50 2,00 0,00 0,15 0,07 0,22
Pinça 2,00 2,00 0,00 0,08 0,04 0,12
Estiletes 4,00 2,00 0,00 0,17 0,08 0,25
Erlenmeyer
(500mL) 53,40 2,00 0,00 2,23 1,07 3,29
Tubo de ensaio
40,00 2,00 0,00 1,67 0,80 2,47
Grade para tubo
ensaio 8,40 4,00 0,00 0,18 0,17 0,34
Contador
manual 10,00 10,00 0,00 0,08 0,20 0,28
Mesa com
fórmica
100,00 10,00 20,00 0,67 2,00 2,67
Total
122,68 268,40 391,08
1
Valor residual – valor de mercado de tais equipamentos
2
Custo alternativo – forma de estimação: valor do novo x a taxa mensal (2%)
59
TABELA 22. Custo fixo discriminado para a metodologia protocolo de Vainio
(1992).
Recursos Valor (R$)
Vida útil
(anos)
Valor
residual
1
Depreciação
Custo
alternativo
2
Custo fixo
parcial
B.O.D 3.478,00 10,00 500,00 24,82 69,56 94,38
Refrigerador
644,00 10,00 200,00 3,70 12,88 16,58
Microscópio
estereoscópico
1.125,00 10,00 200,00 7,71 22,50 30,21
Destilador
835,00 10,00 200,00 5,29 16,70 21,99
Estufa
1.978,00 10,00 200,00 14,82 39,56 54,38
Placa de petri (9
cm Ø)
222,00 2,00 0,00 9,25 4,44 13,69
Armadilha
White 15,00 2,00 0,00 0,63 0,30 0,93
Micropipetas
576,00 5,00 0,00 9,60 11,52 21,12
Pissetas 3,50 2,00 0,00 0,15 0,07 0,22
Pinça 2,00 2,00 0,00 0,08 0,04 0,12
Estiletes 4,00 2,00 0,00 0,17 0,08 0,25
Erlenmeyer
(500mL) 53,40 2,00 0,00 2,23 1,07 3,29
Tubo de ensaio
30,00 2,00 0,00 1,25 0,60 1,85
Grade para tubo
ensaio 8,40 4,00 0,00 0,18 0,17 0,34
Contador
manual 10,00 10,00 0,00 0,08 0,20 0,28
Mesa com
fórmica
100,00 10,00 20,00 0,67 2,00 2,67
Total
80,60 181,69 262,29
1
Valor residual – valor de mercado de tais equipamentos
2
Custo alternativo – forma de estimação: valor do novo x a taxa mensal (2%)
7.2 Custo variável (CV)
Os custos variáveis correspondentes a cada metodologia encontram-se nas
Tabelas 23 a 26, discriminando, para cada um dos recursos, os parâmetros
necessários para o cálculo dos custos totais (CT) de cada metodologia.
60
TABELA 23. Custo variável discriminado para a metodologia Krishnayya &
Grewal (2002).
Recurso Quantidade Valor (R$)
Mão-de-obra 28h.homem 245,00
Lagartas de G. mellonella 768 23,04
Material limpeza
5,00
Areia esterilizada
0 0,00
Produto fitossanitário
0 0,00
Total 273,04
TABELA 24. Custo variável discriminado para a metodologia Rovesti et al.
(1988).
Recurso Quantidade Valor (R$)
Mão-de-obra
18h.homem 157,5
Lagartas de G. mellonella
480 14,4
Material limpeza
- 5,00
Areia esterilizada
- 0,00
Produto fitossanitário
- 0,00
Copos plásticos com tampa
40 1,40
Papel filtro (9cm Ø)
1,37
Total 179,67
TABELA 25 Custo variável discriminado para a metodologia Hara & Kaya
(1983)
Recurso Quantidade Valor (R$)
Mão-de-obra
33h.homem 288,75
Lagartas de G. mellonella
800 24,00
Material limpeza
- 5,00
Produto fitossanitário
- 0,00
Papel filtro (9cm de diâmetro)
80 1,37
Total 319,12
61
TABELA 26. Custo variável discriminado para a metodologia protocolo de
Vainio (1992).
Recurso Quantidade Valor (R$)
mão-de-obra
22 h.homem 192,5
Lagartas de G. mellonella
600 18,00
Material limpeza
- 5,00
Produto fitossanitário
- 0,00
Papel filtro (9cm Ø)
1,37
Total 216,87
7.3 Custos totais das metodologias
De acordo com a com os cálculos expostos na Tabela 27, a metodologia
que apresentou menor custo de aplicação foi de Rovesti et al. (1988), seguida
pelo protocolo de Vainio (1992).
TABELA 27. Cálculo do custo total de cada metodologia.
Parâmetros
1
Krishnayya & Grewal
Rovesti et al. Hara & Kaya Protocolo Vainio
CopFT 84,60 77,97 122,68 80,60
CaltFT 183,52 180,42 268,39 181,69
CFT 268,11 258,39 391,07 262,29
CopVT 273,04 179,67 319,12 216,87
CaltVT 5,46 3,59 6,38 4,34
CVT 278,50 183,26 325,50 221,21
CopT 357,64 257,64 441,80 297,47
CT 546,61 441,65 716,57 483,50
1
: CopFT (custo operacional fixo total) = ∑ depreciações
CaltFT (custo alternativo fixo total) = ∑ custos alternativos
CFT (cuto fixo total) = CopFT + CaltFT
CopVT (custo operacional variável total) = ∑ recursos
CaltVT(custo alternativo variável total) = ∑ custo variável x taxa de juros
CVT (custo variável total) = CopVT + CaltVT
CopT (custo operacional total) = CopFT + CopVT
CT(custo total) = CFT + CVT
62
A metodologia mais viável economicamente foi a de Rovesti et al. (1988),
apresentando menor custo total e menor tempo de realização do bioensaio
(menor tempo h.homem). No entanto, essa metodologia não foi a melhor
tecnicamente pela subjetividade da escala de notas adotada para a avaliação da
viabilidade dos JIs e pelo fato do teste de infectividade em areia não apresentar
resultados consistentes. Assim, o protocolo de Vainio (1992), pela simplicidade
de sua realização e avaliação, foi selecionado como a melhor técnica. Além
disso, esta metodologia foi a que apresentou o segundo mais baixo custo total. A
baixa diferença da viabilidade de ambos os NEPs e a infectividade na interação
tempo versus concentração do produto no protocolo de Vainio (1992) sugerem a
adoção dessa metodologia modificada como padrão na realização de testes de
compatibilidade de produtos fitossanitários com nematóides entomopatogênicos.
Assim, o período de avaliação da viabilidade e infectividade passa a ser de 48
horas de exposição ao produto, utilizando lagartas de G. mellonella como padrão
de avaliação de infectividade.
63
8 CONCLUSÕES
As metodologias de avaliação da compatibilidade de nematóides
entomopatogênicos apresentam resultados semelhantes.
Os custos totais das metodologias de avaliação da compatibilidade de
nematóides com produtos fitossanitários são diferentes entre si.
A metodologia selecionada é protocolo de Vainio (1992).
64
9 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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100, Feb. 1990.
66
CAPÍTULO 3
1 RESUMO
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Avaliação da compatibilidade de
produtos fitossanitários com nematóides entomopatogênicos utilizando a
metodologia modificada de Vainio (1992) In: ______. Avaliação de técnicas
para estudos de compatibilidade de produtos fitossanitários com nematóides
entomopatogênicos (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae). Lavras:
UFLA, 2005. 66-79p. (Dissertação – Mestrado em Entomologia) )-Universidade
Federal de Lavras, Lavras
∗
O uso de produtos fitossanitários químicos e agentes de controle biológico no
manejo integrado de pragas tem sido alvo de muito trabalhos. Nematóides
entomopatogênicos podem ser utilizados como uma estratégia de controle de
pragas com possibilidade de aplicação conjunta com outros entomopatógenos ou
produtos fitossanitários na chamada mistura de tanque. Assim, o objetivo deste
trabalho foi avaliar a compatibilidade de alguns produtos fitossanitários com
duas espécies de nematóides entomopatogênicos. Foram utilizados 18 produtos,
dentre inseticidas, nematicidas, acaricidas e herbicidas. Os NEPs H.
bacteriophora e S. carpocapsae foram expostos à maior concentração
recomendada pelo fabricante de cada produto por um período de 48 horas em
tubos de ensaio e mantidos em BOD a 22±1º C, com cinco repetições por
tratamento. Passado esse tempo, os JIs foram separados dos produtos,
determinado-se a viabilidade dos JIs sob microscópio estereoscópico. A
infectividade foi avaliada em dez lagartas de G. mellonella, em placas de petri
com papel filtro, onde foram adicionados cerca de 100 JIs. Após cinco dias, as
lagartas foram transferidas para câmara seca. Passados três dias, contabilizou-se
o número de lagartas com sintoma de infecção por NEPs. Os produtos
thiophanate metil, tiametoxan e imidaclopride diminuíram a viabilidade e a
infectividade de S. carpocapsae. Tiametoxan, aldicarbe e carbofuran diminuíram
a viabilidade de H. bacteriophora.
∗
Orientador: Alcides Moino Junior
67
CHAPTER 3
2 ABSTRACT
NEGRISOLI JUNIOR, Aldomario Santo. Compatibility evaluation of
agrochemicals with entomopathogenic nematodes utilizing the Vainio’s
modified methodology (1992) In: ______. Techniques evaluation for
compatibility studies of agrochemicals with entomopathogenic
nematodes (Rhabditida: Heterorhabditidae, Steinernematidae). 2005.
p.66-79p. Dissertation (Master in Entomology)- Federal University of Lavras,
Lavras.
∗
The use of chemicals agrochemicals and biological control agents in integrated
pest management has been the goal of several studies. Entomopathogenic
nematodes can be utilized as a strategy to control pest with possibility of
application together with other entomopathogens and agrochemicals in the
called tank mixture. Thus, the objective of this work was to evaluate the
compatibility of some agrochemicals with two species of entomopathogenic
nematodes. Eighteen products were utilized among insecticides, nematicides,
acaricides and herbicides. The NEPs, H. bacteriophora and S. carpocapsae were
exposed to the highest concentration recommended by the manufacturer of each
product for the period of 48 hours in test tubes and kept in B.O.D. at 22 ±1º C.
After that time, the IJs were separated from the products, and their viability
determined under a stereoscope microscope. The infection was evaluated in ten
caterpillars of G. mellonella, in petri dish with filter paper, where about 100 IJs
were added. After five days the caterpillars were transferred to the drying
chamber. Three days later, the number of caterpillar with infection symptom by
EPNs was counted. The products: thiophanate metil, tiametoxan and
imidaclopride decreased the viability and the infectivity of S. carpocapsae.
Tiametoxan, aldicarbe and carbofuram reduced the viability of H.
bacteriophora.
∗
Adviser: Alcides Moino Junior
68
3 INTRODUÇÃO
O uso de produtos fitossanitários químicos, tais como fungicidas,
inseticidas, nematicidas e acaricidas, entre outros, representa um dos principais
métodos de controle de doenças e pragas agrícolas. A fácil aplicação e
resultados imediatos tornaram esses produtos como os mais difundidos em
diversas culturas, somando-se a isto o baixo conhecimento dos produtores, o que
aumenta sua difusão no sistema agrícola atual. Entretanto, essa prática
representa grandes problemas quando utilizada de forma indiscriminada, já que
pode causar efeitos deletérios ao ambiente, animais e ao homem, bem como aos
inimigos naturais das pragas agrícolas.
O grande sucesso alcançado pelos inseticidas sintéticos a partir da década
de 1940, no controle de pragas agrícolas, relegou as pesquisas sobre inimigos
naturais a um plano secundário. A alta eficiência dos tratamentos e a aparente
incompatibilidade entre os métodos químicos e biológicos dividiram os
entomologistas em dois campos opostos: os defensores do método químico e os
adeptos do controle biológico. Somente a partir da década de 1950, com as
primeiras conseqüências negativas do uso indiscriminado e abusivo dos
inseticidas, a importância dos agentes de controle biológico voltou a ser
reconhecida, culminando no estabelecimento, na década de 1970, dos programas
de manejo integrado de pragas, com o conceito de maximizar os efeitos de
inseticidas sobre pragas, com o mínimo impacto nos inimigos naturais (Foerster,
2002).
Um dos principais aspectos que deve ser abordado é o estudo da
compatibilidade de nematóides entomopatogênicos com produtos fitossanitários
utilizados em diferentes culturas, de forma a possibilitar o uso associado dos
NEPs com determinados produtos que possam apresentar características de
69
sinergismo, ou mesmo visando a conservação desses agentes de controle
biológico em ambientes onde já ocorram, que é uma estratégia de baixo custo e
ambientalmente segura (Alves et al., 1998).
Assim, o objetivo deste trabalho foi avaliar a compatibilidade de produtos
fitossanitários de diferentes classes com S. carpocapsae e H. bacteriophora,
utilizando a metodologia modificada de Vainio (1992).
70
4 MATERIAL E MÉTODOS
Foram realizados dois experimentos para avaliar a compatibilidade de
diferentes produtos fitossanitários com nematóides entomopatogênicos. Para
isso, utilizou-se a metodologia modificada de Vainio (1992), que se mostrou ser
mais adequada e de baixo custo na avaliação da compatibilidade para ser
aplicada a outros produtos fitossanitários de diferentes classes (herbicidas,
inseticidas, etc.). Conforme discutido anteriormente, não houve diferença entre o
tempo de exposição dos produtos com as diferentes espécies de NEPs na
metodologia de Vainio (1992). Assim, a metodologia foi simplificada para
apenas um período de avaliação da viabilidade e infectividade dos JIs (48 horas
de exposição aos produtos).
Os nematóides utilizados foram os seguintes: Steinernema carpocapsae e
Heterorhabditis bacteriophora. Juvenis infectivos destas espécies foram obtidos
de lagartas de último instar de G. mellonella, segundo metodologia de Kaya &
Stock (1997), conforme descrito anteriormente, sendo que as suspensões
utilizadas apresentavam, no máximo, 30 dias de armazenamento, conforme suas
exigências térmicas.
Os produtos foram utilizados com o dobro da maior concentração passível
de ser aplicado em campo, de acordo com a cultura na qual pode-se aplicar a
maior quantidade do produto comercial, conforme consta no compêndio de
defensivos agrícolas (Andrei, 1996). Assim, para efeito de cálculo para a
diluição do produto no laboratório, considerou-se que, em um hectare, são
aplicados 300 litros de calda.
Os produtos fitossanitários utilizados e a maior concentração que pode ser
aplicada em campo estão descritos na Tabela 1.
71
TABELA 1. Produtos fitossanitários utilizados nos experimentos.
Nome
Técnico Comercial
Formulação Uso
1
Grupo químico
Concentração
(ha)
2
Aldicarbe Temik WG I/N 26 kg/ha
Carbofuram Furadan WG I/N
Metilcarbamato de
benzofuralina
40 kg/ha
Tiametoxam Actara WG I Nicotinóide 2 kg/ha
Imidaclopride Premier WG I
Nicotinóide
(nitroguanidinas)
1,3 kg/ha
Imidaclopride Confidor WG I
Nicotinóide
(nitroguanidinas)
360g/ha
Endosulfam Thiodam CE I/A
Ester do ácido
sulforoso e um diol
cíclico
11,5L/ha
Clorpirifós Pyrinex CE I/A organofosforados 1 L/ha
Deltrametrina Decis 25 CE I piretróide 400 mL/ha
Acetochlor Fist CE H Cloroacetanilida 4 L/ha
Oxyfluorfem Goal CE H Éter difenílico 6 L/ha
Tiametoxam+
cyproconazole
Verdadero WG I/F
Neonicotinóide e
triazol
1kg/ha
Simazina+
Ametrina
Topezê SC H Triazina 8 L/ha
Dimetiluréia Karmex 110 WG H Uréias substituídas 4 kg/ha
Oxadiazom
Ronstar SC H oxadiazoles 4 L/ha
Pendimentalim
Herbadox
500
CE H dinitroanilinas 4L/ha
Azafenidim Ranger GRDA H triazolona 4kg/ha
Tiofanate metil
Cercobin
700
PM F Benzimidazoles 100g / L água
Metalaxil+mancozeb
Ridomil
mancozeb
BR
PM F
Alaninatos e
diocarbamatos
4 kg/ ha
1
A = Acaricida; I = Inseticida; F = Fungicida; N = Nematicida
2
Maior concentração recomendada
72
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os testes de compatibilidade foram divididos em dois ensaios. No
primeiro, como pode ser visto na Tabela 2, em relação à viabilidade dos JIs
expostos aos diferentes produtos fitossanitários, todos estes provocaram baixa
mortalidade dos JIs, exceto para Simazina+ametrina (Topezê), que causou 84%
de morte dos JIs de H. bacteriophora. A maior mortalidade registrada para S.
carpocapsae foi com Tiofanate metil (Cercobin), apresentando 50% de
mortalidade dos JIs. Os demais produtos provocaram mortalidade menor que
50% para as duas espécies de NEPs.
A infectividade foi menor em H. bacteriophora em comparação a S.
carpocapsae. Os produtos que mais afetaram H. bacteriophora foram Tiofanate
metil (Cercobin) e Deltrametrina (Decis), provocando 32% e 40% de
mortalidade de lagartas de G. mellonella, respectivamente. Já no caso de S.
carpocapsae, a menor mortalidade registrada foi verificada com o produto
Tiofanate metil (Cercobin), apresentando 4% de morte das lagartas. A baixa
mortalidade na testemunha de S. carpocapsae no primeiro ensaio foi
provavelmente devido a erro experimental, dificultando a comparação com os
tratamentos (produtos fitossanitários).
73
TABELA 2. Mortalidade e infectividade de Heterorhabditis bacteriophora e
Steinernema carpocapsae, após exposição aos produtos
fitossanitários.
Ensaio 1
Viabilidade
1
Infectividade
2
Nome Técnico
H. bacteriophora S. carpocapsae H. bacteriophora S. carpocapsae
Testemunha 0,00± 0,00 Be
3
13,20 ± 3,25 Ac 52,00 ± 13,56 Ab 26,80 ± 8,76 Ab
Acetochlor 10,00 ± 3,32 Bc 41,80 ± 5,94 Aa 54,00 ± 18,87 Bb 100 ± 0,00 Aa
Oxadiazon 4, 00 ± 0,63 Bd 25,60 ± 4,08 Ab 88, 00 ± 4,90 Aa 100 ± 0,00 Aa
Pendimenthalin 12,80 ± 3,71 Bc 31, 00 ± 5,18 Ab 72, 00 ± 10,20 Ba 100 ± 0,00 Aa
Dimetiluréia 14,20 ± 4,49 Ac 7,60 ± 2,62 Ac 92, 00 ± 4,90 Aa 88, 00 ± 8,00 Aa
Simazine+
Ametrine
84 ,00 ± 4,30 Aa 8,00 ± 1,45 Bc 72,00 ± 10,20 Ba 100 ± 0,00 Aa
Thiophanate
metil
32,00 ± 7,52 Bb 50, 00 ± 7,75 Aa 32,00 ± 12,00 Ab 4,00 ± 4,00 Bc
Oxyfluorfen 13,80 ± 4,67 Ac 21,20 ± 4,33 Ab 88, 00 ± 4,90 Aa 100 ± 0,00 Aa
Endosulfan 8,80 ± 1,32 Bc 33,80 ± 3,35 Ab 76,00 ± 4,00 Ba 96, 00 ± 4,00 Aa
Imidaclopride
(Confidor)
5,40 ± 2,06 Bd 19,80 ± 2,65 Ab 64, 00 ± 7,48 Bb 88, 00 ± 4,90 Aa
Deltrametrina 5,60 ± 1,33 Bd 28,40 ± 4,37 Ab 40,00 ± 6,32 Bb 100 ± 0,00 Aa
1
Refere-se à porcentagem de JIs mortos
2
Refere-se à porcentagem de lagartas mortas
3
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha são estatisticamente
iguais pelo teste Scott-Knott (P > 0,05).
No segundo ensaio, como visto na Tabela 3, observou-se alta mortalidade
de JIs, quando expostos aos produtos aldicarbe (Temik) e tiametoxam (Actara),
para as duas espécies de NEPs. O produto carbofuram (Furadan) provocou alta
mortalidade em H. bacteriophora (99%), o que não foi observado para S.
carpocapsae (48%). Imidaclopride (Premier) causou alta mortalidade em S.
carpocapsae (93%), o que não ocorreu com H. bacteriophora (49%).
A exemplo do primeiro ensaio, a infectividade de H. bacteriophora foi
mais afetada em comparação a S. carpocapsae. Carbofuran (2%), aldicarbe (0%)
e clorpirifós (7,6%) diminuíram severamente a infectividade de H.
bacteriophora. Aldicarbe (6%) e clorpirifós (13%) provocaram baixa
infectividade em S. carpocapsae.
74
TABELA 3. Mortalidade e infectividade de Heterorhabditis bacteriophora e
Steinernema carpocapsae após exposição aos produtos
fitossanitários.
Ensaio 2
Viabilidade
1
Infectividade
2
Nome técnico
H bacteriophora S. carpocapsae H. bacteriophora S. carpocapsae
Testemunha 0,80 ± 0,37 Be
3
16,00 ± 6,78 Ae 72, 00 ± 5,83 Ba 100 ± 0,00 Aa
Metalaxil +
mancozeb
37,80 ± 9,97 Ac 23, 00 ± 7,00 Ad 50, 00 ± 15,81 Ba 100 ± 0,00 Aa
Tiametoxan 88,00 ± 2,00 Bb 96, 00 ± 2,45 Aa 10, 00 ± 6,32 Bb 90, 00 ± 5,48 Aa
Imidaclopride
(Premier)
49, 00 ± 8,72 Bc 93, 00 ± 2,00 Aa 18, 00 ± 5,83 Bb 98, 00 ± 2,00 Aa
Tiametoxam+
ciproconazole
29, 00 ± 5,10 Bd 76, 00 ± 2,45 Ab 48, 00 ± 10,20 Ba 98, 00 ± 2,00 Aa
Aldicarbe 100 ± 0,00 Aa 100 ± 0,00 Aa 0,00 ± 0,00 Ab 6, 00 ± 2,45 Ab
Carbofuram 99, 00 ± 0,63 Aa 48,00 ± 7,35 Bc 2, 00 ± 2,00 Bb 88, 00 ± 4,90 Aa
Azafenidim 20, 00 ± 3,16 Bd 58, 00 ± 3,74 Ac 62,00 ± 6,63 Ba 98, 00 ± 2,00 Aa
Clorpirifós 2,80 ± 1,36 Ae 2,20 ± 0,73 Ae 7,60 ± 1,91 Ab 13, 00 ± 4,36 Aa
1
Refere-se a porcentagem de JIs mortos
2
Refere-se a porcentagem de lagartas mortas
3
Médias seguidas de mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha são estatisticamente
iguais pelo teste Scott-Knott (P > 0,05).
Carvalho (2003), avaliando a compatibilidade de produtos fitossanitários
com S. carpocapsae utilizados na cultura do café, verificou que os herbicidas
simazina + ametrina diminuíram a viabilidade do nematóide em 20,57%,
enquanto acetoclor e oxifluorfem diminuíram em 100%; a redução de
infectividade do nematóide em lagartas de G. mellonella foi de 25% (simazina +
ametrina) e 100% para acetoclor e oxifluorfem. Já no presente trabalho, a
viabilidade de S. carpocapsae apresentou valores menores para os produtos
simazina + ametrina, acetoclor e oxifluorfem, com 8%, 41%, 8% e 21,2%,
respectivamente; todos esses produtos apresentaram 100% de infectividade de S.
carpocapsae, diferindo do referido do que foi relatado por aquele autor, em
relação ao produto simazina + ametrina que apresentou infectividade de 25%.
Rovesti & Deseö (1990) e Rovesti et al. (1988) determinaram a
compatibilidade de vários produtos fitossanitários com H. bacteriophora, S.
carpocapsae e S. feltiae, verificando baixa viabilidade de H. bacteriophora e
alta infectividade em lagartas de G. mellonella quando expostos aos fungicidas
75
mancozeb e metalaxil + folpet. Os inseticidas deltametrina e endosulfam não
foram tóxicos aos JIs dos nematóides com elevada infectividade em todas as
concentrações dos produtos, discordando de Head et al. (2000) com diminuição
de infectividade de S. feltiae 0,56% com deltametrina. No entanto, os
nematicidas aldicarbe e carbofuram foram igualmente prejudiciais, causando
diminuição na viabilidade de todos os nematóides, não reduzindo a infectividade
nas menores concentrações dos produtos. O herbicida oxifluorfem não causou
nenhum efeito de redução da viabilidade e infectividade nos nematóides,
considerado como compatível. Os resultados de viabilidade de H. bacteriophora
e S. carpocapsae apresentados estão de acordo com o presente trabalho;
discordando dos referidos autores, para a infectividade, aldicarbe diminuiu
severamente a capacidade infectiva de ambos os nematóides e carbofuram
reduziu somente em H. bacteriophora.
Os efeitos de aplicações combinadas de imidaclopride com H.
bacteriophora e S. glaseri foram observadas em larvas de terceiro instar de C.
pasadenae, C. borealis, P. japonica e E. orientalis, apresentando aumento da
mortalidade no uso do inseticida mais nematóide, mostrando efeito sinérgico
entre esta associação (Koppenhöfer & Kaya, 1998; Koppenhöfer et al., 2000).
Posteriormente, Koppenhöfer et al. (2002) avaliaram o efeito de imidaclopride e
tiametoxam combinado com H. bacteriophora e S. glaseri obtendo os mesmos
efeitos sinérgicos de ambos nematóides com cada um dos produtos nos mesmos
hospedeiros. Não foi observado efeito negativo dos mesmos produtos sobre a
patogenicidade, infectividade e progênie de S. glaseri, S. carpocapsae, S. feltiae,
H. bacteriophora e H. megidis. Além disso, a aplicação combinada pode
aumentar a taxa de infecção nos hospedeiros testados e a persistência desses
nematóides em campo (Koppenhöfer et al., 2003).
Concordando com os autores anteriores, a infectividade de S. carpocapsae
foi alta com imidaclopride (Confidor e Premier) e a de H. bacteriophora foi alta
76
com Premier e baixa com Confidor; a viabilidade foi alta para ambos os
nematóides com o produto Confidor, exceto com o produto Premier, com S.
carpocapsae apresentando elevada mortalidade de JIs.
De maneira geral, houve maior redução de infectividade de H.
bacteriophora em relação a S. carpocapsae. Alguns inseticidas e os nematicidas
foram prejudiciais aos JIs de ambos os NEPs. Os herbicidas, exceto simazina +
ametrina (Topezê), foram compatíveis com H. bacteriophora e S. carpocapsae.
77
6 CONCLUSÕES
Os produtos fitossanitários tiofanate metil (Cercobin) e aldicarbe (Temik)
são incompatíveis com S. carpocapsae, provocando redução de viabilidade e
infectividade do mesmo.
Os produtos fitossanitários tiametoxan (Actara), tiofanate metil
(Cercobin), aldicarbe (Temik) e carbofuram (Furadan) são incompatíveis com
H.bacteriophora, provocando redução de viabilidade e infectividade do mesmo.
Os produtos tiametoxan (Actara) e imidaclopride (Premier) reduzem a
viabilidade de S. carpocapsae. O produto clorpirifós (Pyrinex) reduz a
infectividade e simazina+ametrina reduz a viabilidade de H. bacteriophora.
Os demais produtos fitossanitários são compatíveis com H. bacteriophora
e S. carpocapsae.
78
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