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ALESSANDRA APARECIDA ALÇA ALVARES
INFLUÊNCIA DA ADIÇÃO DE EXTRATO DE Yucca schidigera NOS
PARÂMETROS BIOQUÍMICOS E HEMATOLÓGICOS DE CÃES ADULTOS
CONSUMINDO DUAS RAÇÕES COMERCIAIS
Dissertação apresentada como requisito à
obtenção do grau de Mestre, pelo Curso de
Pós-Graduação em Ciências Veterinárias, do
Setor de Ciências Agrárias da Universidade
Federal do Paraná- área de concentração:
Produção Animal.
Orientador: Profª. Dr
a.
Ana Vitória Fischer da Silva
CURITIBA
2006
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3
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela oportunidade desse estudo e por tudo que realiza em nossas
vidas,
Agradeço a todos que fizeram parte dessa importante etapa de minha
carreira profissional, com o incentivo, compreensão, correções, presença e apoio...
À minha família, pelo amor, paciência, presença muitas vezes silenciosa e
também ao fato do meu pai ter participado com seu bom humor da equipe de
coleta.
À minha orientadora Profª Ana Vitória Fischer da Silva, pela confiança e
orientação docente e científica.
Especial agradecimento ao Prof Metry Bacila, pelas valiosas correções
nesse trabalho e por ser exemplo de dedicação à ciência e às pessoas.
À Profª Rosângela Locatelli Dittrich, pela oportunidade de aperfeiçoamento
no laboratório, pesquisas e docência. E pelo aceite de participar da banca de
qualificação e defesa.
Aos professores Fabiano Dalke e Fabiano Montiani pelos auxílios
estatísticos.
À “madrinha” de mestrado Profª Elizabeth Popazoglo e ao Prof Alexander
Biondo, pelo incentivo e empréstimos de livros.
Ao professor Alex Maiorka, pelo apoio ao longo desse trabalho e por
participar da banca de qualificação.
Ao professor Luiz Cláudio Fernandes por participar da banca de defesa.
Á Pós-Graduação em Ciências Veterinárias da UFPR,
Ao Hospital Veterinário, em nome dos professores Marcos Vinicius Ferrari,
Rogério Lange e Veterinárias Michelle, Paula, Gisele, Thais e Aletheia e ao Grupo
Fowler pela oportunidade de crescimento profissional.
Ao Departamento de Medicina Veterinária, pelo aceite do desenvolvimento
do projeto.
Aos quartéis da Polícia Militar do Paraná e Polícia do Exército da Região
Sul, pelo auxílio à ciência, fornecendo seus cães para esse estudo e disposição de
pessoal na execução do projeto.
A amiga mestranda Nancy Rivera pela rica colaboração.
Aos demais mestrandos de 2004 e 2005 pela amizade e colaboração.
Aos alunos e colegas: Paula Linder, Marcos, Rodrigo Bordignon, Nicolle
Plugge, Daniele Hoffmann, Louise, pelos auxílios nas coletas e processamento das
amostras.
Á amiga Lia Lenati, pelo auxilio nas coletas e correção do abstract.
Aos incentivadores Vamilton Santarém, Cecília Laposy, Marconi Farias e
James por me recomendar à UFPR.
Aos demais amigos que não mencionei aqui, minha alegria pertence a vocês
também, obrigada pela força na hora certa!
E ao Apache, meu beagle de 11 anos que conhece bem um estetoscópio...
A vocês todo meu respeito, amizade e admiração.
Muito obrigada!
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4
SUMÁRIO
LISTA DE FIGURAS...................................................................................................6
LISTA DE TABELAS..................................................................................................6
LISTA DE ABREVIATURAS ......................................................................................6
RESUMO ....................................................................................................................7
ABSTRACT ................................................................................................................8
1 INTRODUÇÃO.........................................................................................................9
2 REVISÃO DE LITERATURA ...................................................................................9
2.1. BIOQUÍMICA DO SANGUE ................................................................................. 9
2.1.1 Proteínas.......................................................................................................... 10
2.1.1.1 Proteínas plasmáticas...................................................................................10
2.1.1.2 Albumina………………….. ............................................................................11
2.1.1.3 Globulina……….. ..........................................................................................11
2.1.2 Bioquímica renal............................................................................................... 11
2.1.2.1 Uréia…………. ..............................................................................................12
2.1.2.2 Creatinina………...........................................................................................12
2.1.3 Outras análises bioquímicas............................................................................ 13
2.1.3.1 Alanina aminotransferase (ALT)....................................................................13
2.1.3.2 Aspartato aminotransferase (AST)................................................................14
2.1.3.3 Fosfatase alcalina .........................................................................................14
2.1.3.4 Colesterol…………........................................................................................14
2.2. HEMATOLOGIA................................................................................................. 15
2.2.1 Eritrograma ...................................................................................................... 15
2.2.2 Leucograma ..................................................................................................... 17
2.2.2.1 Neutrófilos………..........................................................................................17
2.2.2.2 Linfócitos………….........................................................................................18
2.2.2.3 Monócitos………...........................................................................................18
2.2.2.4 Eosinófilos……..............................................................................................18
2.2.2.5 Basófilos……….............................................................................................20
2.2.2.6 Interação basófilos-eosinófilos......................................................................20
2.3 RAÇÃO CANINA................................................................................................. 21
2.4 EXTRATO DE Yucca schidigera......................................................................... 24
2.4.1 Efeito do YSE nos parâmetros hematológicos................................................. 26
2.4.2 Efeito do YSE nos componentes bioquímicos do sangue................................ 26
2.4.3 Toxicidade........................................................................................................ 27
3.1 MATERIAL E MÉTODOS...................................................................................29
3.1 EXPERIMENTO I................................................................................................ 29
3.1.1 Animais ............................................................................................................ 29
3.1.2 Delineamento experimental.............................................................................. 30
3.1.3 Ração experimental ......................................................................................... 30
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5
3.2 EXPERIMENTO II............................................................................................... 31
3.2.1 Animais ............................................................................................................ 31
3.2.2 Delineamento experimental.............................................................................. 32
3.2.3 Ração experimental ......................................................................................... 32
3.3 COLHEITA E ARMAZENAMENTO DAS AMOSTRAS........................................ 33
3.4 LOCAL DE REALIZAÇÃO DOS EXAMES DE SANGUE.................................... 33
3.5 EXAMES LABORATORIAIS ............................................................................... 33
3.5.1 Bioquímica do sangue......................................................................................33
3.5.2 Hemograma………...........................................................................................34
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO.............................................................................35
4.1 EXPERIMENTO I................................................................................................ 35
4.1.1 Conclusões do experimento I........................................................................... 37
4.2 EXPERIMENTO II............................................................................................... 38
4.2.1 Conclusões do experimento II.......................................................................... 40
REFERÊNCIAS ........................................................................................................41
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6
LISTA DE FIGURAS
FIGURA 1- FOTO ILUSTRATIVA DE Yucca schidigera ........................................... 25
FIGURA 2- CANIL DA POLÍCIA MILITAR DE CURITIBA: EDUCANDÁRIO............. 29
FIGURA 3- CANIL DA POLÍCIA DO EXÉRCITO: QUARTEL GENERAL ................ 31
LISTA DE TABELAS
TABELA 1 - NÍVEIS DE GARANTIA PARA ALIMENTOS COMPLETOS PARA CÃES
ADULTOS.......................................................................................................... 23
TABELA 2 - ANÁLISE QUÍMICA DA RAÇÃO DO EXPERIMENTO I (R1)................ 30
TABELA 3 - ANÁLISE QUÍMICA DA RAÇÃO DO EXPERIMENTO II (R2)............... 32
TABELA 4- MÉDIAS DOS PARÂMETROS BIOQUÍMICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R1 ADICIONADA OU NÃO DE YSE .......................... 35
TABELA 5- MÉDIAS DOS PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R1 ADICIONADA OU NÃO DE YSE............................ 36
TABELA 6- MÉDIAS DOS PARÃMETROS BIOQUÍMICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R2 ADICIONADA OU NÃO DE YSE .......................... 38
TABELA 7- MÉDIAS DOS PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R2 ADICIONADA OU NÃO DE YSE .......................... 39
LISTA DE ABREVIATURAS
ALT - Alanina aminotransferase
AST - Aspartato aminotransferase
CHCM - Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média
EDTA - Ácido Etileno-diaminotetracético
FA - Fosfatase Alcalina
MAPA - Ministério de Agricultura, Pecuária e Abastecimento
PT - Proteína Total
PPT - Proteína Plasmática Total
R1 - Ração 1
R2
TGP
TGO
- Ração 2
- Transaminase glutâmico pirúvica
- Transaminase glutâmico oxalacética
VCM - Volume Corpuscular Médio
YSE - Extrato de Yucca schidigera
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7
RESUMO
A composição bioquímica do plasma sangüíneo reflete de modo fiel o metabolismo
animal, de forma a poder avaliar lesões teciduais, transtornos no funcionamento de
órgãos, adaptação do animal diante de desafios nutricionais e fisiológicos e
desequilíbrios metabólicos específicos. O extrato de Yucca schidigera (YSE) possui
alto teor de saponinas e glicocomponentes que têm a propriedade de fixar amônia e
desta forma, reduzir os níveis de gases nocivos no ambiente, sendo muito utilizado
em rações para cães. O objetivo do presente trabalho foi estudar os efeitos da
adição de extrato de Yucca schidigera em duas rações comerciais para cães de
guarda adultos, sobre os parâmetros bioquímicos e hematológicos em dois
experimentos. No experimento I foram utilizados 17 cães que permaneceram em
baias individuais. O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, os dados
foram analisados através do uso da Análise de Variância. Os tratamentos foram
assim distribuídos: ração 1 (R1) sem adição de YSE(n= 9); ração 1 (R1) com adição
de YSE (2g/Kg de ração) (n=8). Os animais foram submetidos a jejum prévio as
coletas. Foram avaliados as concentrações séricas de proteína total, albumina,
globulina, alaninoaminotransferase (ALT), aspartatoaminotransferase (AST),
fosfatase alcalina, uréia, creatinina, colesterol e hemograma. O período experimental
foi de sessenta dias. A adição de extrato de Yucca schidigera na ração (2,0g/Kg) de
cães não afetou (p>0,05) os parâmetros bioquímicos nem os parâmetros do
hemograma, apesar da presença de aumento do VCM sugerir tendência a hemólise.
Os animais deste experimento apresentaram eosinofilia e basofilia tendo como causa
provável o fator alérgeno no ambiente. No experimento II foram utilizados 16 cães,
que permaneceram em baias individuais. O delineamento experimental foi
inteiramente ao acaso, os dados foram analisados através do uso da Análise de
Variância. Os tratamentos foram assim distribuídos: ração 2 (R2) sem adição de YSE
(n= 8); ração 2 (R2) com adição de YSE (2g/Kg de ração) (n=8). Foram avaliados as
concentrações séricas de proteína total, albumina, globulina,
alaninoaminotransferase (ALT), aspartatoaminotransferase (AST), fosfatase alcalina,
uréia, creatinina, colesterol e hemograma. Foi realizado jejum prévio as coletas O
período experimental foi de sessenta dias. A adição de extrato de Yucca schidigera
na ração de cães não afetou (p>0,05) os parâmetros bioquímicos (proteínas
plasmáticas totais, proteína total, albumina, globulina, ALT, AST, fosfatase alcalina,
uréia, creatinina, colesterol) nem as concentrações de hemoglobina e leucograma. A
adição de extrato de Yucca schidigera na ração de cães pode ter ação hemolítica,
pois houve uma tendência de diminuição nos parâmetros sangüíneos de hemácias e
hematócrito, contudo permanecendo dentro dos valores de referência.
Palavras-chave: parâmetros bioquímicos, cão, hemograma, nutrição, saponina.
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8
ABSTRACT
The biochemical blood plasma composition reflects in a faithful manner the animal
metabolism, making it possible to evaluate tissue injuries, organ malfunction, animal
adaptation before nutritional and physiological challenges and specific or nutritional
metabolic unbalance. The Yucca schidigera (YSE) extract displays high levels of
saponins and glycocomponents that have the property of fixating ammonia and
lowering the levels of harmful gases in the environment being for these reasons
widely used in commercial dog food. The present trial aimed to study the effects of
the addition of Yucca schidigera extract in commercial dog food for adult dogs, over
the biochemical and hemogram parameters in two experiments. A total of 17 dogs
were studied in experiment I and they were kept in individual stalls. A completely
randomized experimental design was used and the data were submitted to ANOVA.
The treatments were distributed as follows: diet 1 (R1) without the addition of YSE (n
= 9) and diet 1 (R1) with YSE (2g/Kg of commercial food) (n=8); The animals were
submitted to nutritional restriction previous to the blood sample collections. The blood
serum concentrations of total protein, albumin, globulin, alanine aminotransferase
(ALT), aspartate aminotransferase (AST), alkaline phosphatase, urea, creatinine and
cholesterol were evaluated. The experimental period was sixty days. There were no
significant differences (p>0.05) in the biochemical and hemogram parameters of the
dogs fed with or without addition of the extract of Yucca schidigera, although the
increased VCM value sugested tendency to hemolysis. It was found eosinophilia and
basophilia in the animals from the experiment, wich was probably due to allergens
from the environment. In the experiment II, 16 adult dogs were used and kept in
individual stalls. A completely randomized experimental design was used and the
data were submitted to ANOVA. The treatments were distributed as follows: diet 2
(R2) without the addition of YSE (n = 8) and diet 2 (R2) with YSE (2g/Kg of
commercial food) (n=8). The blood concentrations of total protein, albumin globulin,
alanine aminotransferase (ALT), aspartate aminotransferase (AST), alkaline
phosphatase, urea, creatinina, cholesterol and hemogram were evaluated. The
animals were submitted to nutritional restriction previous to the blood sample
collections. The experimental period was sixty days. There were no significant
differences (p>0.05) in the biochemical parameters of the dogs treated with or without
addition of the extract of Yucca schidigera in the diet. The addition of the extract of
Yucca schidigera in the diet may have a hemolytic action as it diminished (p<0,05)
the sanguineous values of erythrocyte and hematocrit when compared with the
animals that had not received YSE, however it did not affect the others parameters of
the hemogram.
Keywords: biochemical parameters dog, hemogram, nutrition, saponin.
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9
1 INTRODUÇÃO
A relação entre homens e cães foi estabelecida desde muitos séculos,
mas somente nesta última década é que a alimentação industrial passou a ter maior
importância na criação de cães. O consumo de rações industrializadas e equilibradas
nutricionalmente pode melhorar o estado fisiológico e sanitário dos animais. Algumas
investigações têm mostrado que o extrato de Yucca schidigera (YSE), uma planta
que contém glicocomponentes e saponina, auxilia na redução de odores fecais,
especialmente por ligar-se à amônia, sendo utilizado na indústria de rações caninas.
A nutrição é um dos fatores que pode alterar as análises laboratoriais, porém há
poucos dados hematológicos e bioquímicos de referência para a comunidade médica
veterinária. Muitas vezes a utilização de valores de referência de outros países pode
não ser adequada para a interpretação clínica nacional. Portanto, são necessários
estudos que forneçam aos clínicos e às futuras pesquisas subsídios para uma
interpretação adequada dos dados laboratoriais.
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1. BIOQUÍMICA DO SANGUE
A composição bioquímica do plasma sangüíneo reflete de modo fiel a situação
metabólica dos tecidos animais, de forma a poder avaliar lesões teciduais,
transtornos no funcionamento de órgãos, adaptação do animal diante de desafios
nutricionais e fisiológicos e desequilíbrios metabólicos específicos (GONZÁLEZ e
SCHEFFER, 2003). No Brasil, é hábito comum alimentar os cães com alimento de
sobra do consumo humano, rico em amido e carnes bovina e suína, que alteram os
parâmetros bioquímicos do plasma. Esses parâmetros fornecem informações a
respeito do estado clínico, nutricional, bem como tratamentos e prognósticos dos
animais (GONZÁLEZ et al., 2003).
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10
2.1.1 Proteínas
2.1.1.1 Proteínas plasmáticas
As proteínas plasmáticas são sensíveis à influência nutricional (KANEKO et
al., 1997), pois, segundo VAL BICALHO e CARNEIRO (2002) os nutrientes protéicos
são essenciais para a formação da globina e para uma adequada eritropoiese. A
deficiência protéica é uma das causas de anemia nutricional, hipoproteinemia e
hipoalbuminemia (SZARFARE et al., 1995; KANEKO et al., 1997), podendo ser
decorrentes tanto de deficiência quantitativa como qualitativa (MURRAY et al., 1998).
As proteínas plasmáticas são, sem dúvida, as fontes protéicas mais facilmente
disponíveis no organismo. A análise das proteínas plasmáticas pode ser empregada
como avaliação do estado nutricional do animal. Devido à existência de relação
muito estreita entre as proteínas plasmáticas e as tissulares, pode-se obter um
número considerável de informações concernentes ao estado geral do metabolismo
protéico. O fígado é considerado um órgão importante na utilização da proteína da
dieta, sendo, também, o único entre tecidos e órgãos cujo conteúdo absoluto de
proteína se altera continuamente, em função do padrão de consumo alimentar e do
metabolismo (COLES, 1984).
As proteínas plasmáticas são sintetizadas no fígado e são sensíveis às
influências nutricionais, fatores que devem ser interpretados e considerados na
hipoproteinemia e na hipoalbuminemia (LOPES et al., 1996). O nível de síntese
protéica do fígado está diretamente relacionado com o estado nutricional do animal,
especialmente com os níveis de proteína e de vitamina A e com a funcionalidade
hepática (GONZÁLEZ e SCHEFFER, 2003).
Após serem sintetizadas no fígado, exceto as imunoglobulinas, as proteínas
são adicionadas ao sangue através dos capilares hepáticos. Globulinas, albumina e
fibrinogênio são proteínas plasmáticas. As globulinas são importantes na resposta
imune do organismo. O fibrinogênio participa do processo de coagulação. Se o
sangue é removido do organismo e permanece em repouso ocorre coagulação, pela
transformação do fibrinogênio em fibrina e obtém-se o soro que é utilizado para
dosar albumina, globulinas e proteína total. Se adicionar anticoagulante na amostra
de sangue obtém-se plasma e pode ser dosada a proteína plasmática total e o
fibrinogênio (COLES, 1984; LOPES et al, 1996; CUNNINGHAM, 2004).
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11
As exigências dietéticas de proteína para a manutenção do corpo variam de
acordo com a espécie, idade e demandas fisiológicas. Em animais adultos
saudáveis, o balanço de nitrogênio é mantido de modo que a entrada dietética iguale
a perda. Em espécies, como cães, a limitação dietética da proteína pode causar
hipoproteinemia e hipoalbuminemia. A hipoproteinemia também pode ocorrer quando
as exigências nutritivas não são atendidas como em conseqüência das síndromes de
má-absorção ou má-digestão e lactação (THOMAS, 2000).
2.1.1.2 Albumina
A albumina é a proteína plasmática de menor peso molecular e nos animais
sadios constitui 40 a 60% da concentração total das proteínas séricas, variando entre
as espécies, sendo a mais abundante proteína plasmática (COLES, 1984; BACILA,
2003).
A concentração sérica de albumina pode ser indicador do conteúdo de
proteína na dieta, muito embora as mudanças ocorram lentamente. Para detecção
de mudanças significativas na concentração de albumina sérica é necessário um
período mínimo de um mês, devido à baixa velocidade de síntese e de degradação.
A diminuição da concentração de albumina no soro indica deficiência protéica
(GONZÁLEZ e SCHEFFER, 2003). Segundo LATIMER et al., (2003) a
hiperalbuminemia representa aumento relativo de albumina secundaria a
desidratação. O aumento absoluto de albumina é raro, conforme WILLARD et al.,
(1994).
2.1.1.3 Globulina
A concentração de globulina não é afetada pela dieta, exceto em casos de
limitação dietética extrema de proteína (THOMAS, 2000).
2.1.2 Bioquímica renal
As provas bioquímicas de função renal incluem a dosagem de uréia e
creatinina, podendo incluir, também, alguns eletrólitos como sódio, potássio, cálcio e
fósforo. Na presença de concentrações séricas ou plasmáticas aumentadas de uréia
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12
e creatinina, mas ainda sem os sinais clínicos característicos desse acúmulo, tem-se
“azotemia” e na presença dos sinais clínicos, “uremia”, ambas tendo como causas
pré-renais - cardiopatias, desidratação, dieta rica em proteínas, febre e inanição,
infecções; renais - nefrite, glomerulonefrite - e pós-renais - obstrução ou ruptura do
trato urinário (LOPES et al., 1996).
2.1.2.1 Uréia
A uréia é sintetizada no fígado a partir da amônia proveniente do catabolismo
dos aminoácidos, sua concentração sanguínea sendo empregada na avaliação da
função renal (COLES, 1984; LOPES et al., 1996; KANEKO et al., 1997; GONZÁLEZ
e SCHEFFER, 2003).
Fisiologicamente, o nível sanguíneo de uréia está aumentada quando a dieta
é muito rica em proteínas, sendo este um fator extra-renal que interfere na
concentração sérica sendo indicador de ingestão protéica. Portanto, em animais com
uremia é recomendado repetir o exame após jejum de 12 horas (COLES, 1984;
LOPES et al., 1996; KANEKO et al., 1997). De modo geral, a uréia é um indicador
sensível e imediato da ingestão de proteína, enquanto que a albumina é um
indicador a longo prazo do estado protéico na alimentação. A determinação da uréia
em fluidos biológicos é um importante parâmetro para diagnósticos clínicos do
funcionamento renal, além de ser um dos indicativos da condição nutricional dos
animais O aumento da uréia sérica sem aumento de creatinina constitui elevação
fisiológica e de origem pré-renal podendo ter como causa a maior ingestão protéica
(OLIVEIRA et al., 2005; LOPES et al., 1996; LUCA e REIS, 2001; GONZÁLEZ e
SCHEFFER, 2003).
2.1.2.2 Creatinina
A biossíntese da creatinina, uma substância formada durante o metabolismo
muscular da creatina, não é influenciada pela dieta e como existem poucos fatores
extra-renais que podem influenciar sua concentração, tem sido reputada como uma
prova de maior especificidade para o diagnóstico e o prognóstico das enfermidades
renais progressivas. Os níveis de concentração de creatinina no sangue tem sido
utilizados para avaliação da filtração glomerular uma vez que sua excreção é
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13
realizada apenas por via renal, não sendo reabsorvida nem reaproveitada pelo
organismo (COLES, 1984; DITTRICH et al., 2003; GONZÁLEZ e SCHEFFER, 2003).
A creatinina plasmática é derivada, praticamente em sua totalidade, do
catabolismo da creatina presente no tecido muscular. A creatina é um metabólito
utilizado para armazenar energia no músculo, na forma de fosfocreatina e sua
degradação para creatinina ocorre de maneira constante. A conversão de
fosfocreatina em creatinina é uma reação não enzimática e irreversível (BRAUN et
al., 2003; GONZÁLEZ e SCHEFFER, 2003).
2.1.3 Outras análises bioquímicas
Os testes bioquímicos podem ser usados para detectar várias anormalidades
hepáticas, incluindo necrose e lesões nos hepatócitos, alterações nas funções
hepáticas e colestase (LATIMER et al., 2003). É indicado utilizar em cães a
determinação da alanina aminotransferase (ALT) e da aspartato aminotransferase
(AST) na lesão hepatocelular aguda e a fosfatase alcalina (FA) na colestase (LOPES
et al., 1996).
As concentrações das enzimas hepáticas aumentam na circulação à medida
que são liberadas pelas células de origem, essas liberações ocorrendo em várias
situações como inflamação, degeneração celular e necrose celular (LOPES et al.,
1996). Segundo DEVLIN (2000) quando há incremento de aporte protéico, apesar de
cada grupo de aminoácidos possuir um caminho metabólico próprio de degradação,
há um mecanismo comum de remoção do nitrogênio da molécula, através da ação
das transaminases (ALT e AST).
2.1.3.1 Alanina aminotransferase (ALT)
A alanina aminotransferase (ALT) ou TGP é utilizada no diagnóstico de
necrose hepática, por estar presente no citoplasma dos hepatócitos. Em primatas,
cães, gatos, coelhos e ratos, a ALT é indicador sensível de lesão no hepatócito
(KANEKO et al., 1997).
Embora a concentração elevada de ALT no soro seja freqüentemente sinal de
doença hepática, estes dados devem ser interpretados conjuntamente com outros
sinais clínicos (SWANSON et al., 2004). Os testes que medem a atividade desta
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14
enzima sérica podem ser considerados como válidos para indicar uma lesão
hepática apenas em cães e gatos e não em ruminantes (LOPES et al., 1996).
2.1.3.2 Aspartato aminotransferase (AST)
A aspartato aminotransferase (AST) ou TGO, enzima localizada nas
mitocôndrias, é utilizada no diagnóstico de doenças hepáticas e musculares dos
animais domésticos (KANEKO et al., 1997).
2.1.3.3 Fosfatase alcalina
A fosfatase alcalina (FA) é uma enzima (glicoproteína) de membrana e
utilizada para diagnóstico de colestase, ou seja, o retardamento ou interrupção do
fluxo nos canais biliares. A FA pode ser encontrada em vários tecidos,
principalmente ósseo, sistema hepato-biliar e mucosa gastrointestinal de cães
(LOPES et al., 1996; KANEKO et al., 1997; BACILA, 2003). Há três isoenzimas de
FA no soro canino, incluindo FA óssea, FA hepática e FA induzida por corticosteróide
(KANEKO et al., 1997).
A elevação da concentração de FA no sangue pode ser devido às patologias
que lesem os ductos hepáticos, como a colestase intra e extra-hepáticas. É bastante
utilizada para confirmar colestase em cães, pois nesta espécie a FA sérica aumenta
consideravelmente em caso de obstrução dos canalículos biliares e tem vida média
de três dias (LOPES et al., 1996).
2.1.3.4 Colesterol
O colesterol é um dos lipídios plasmáticos mensuráveis e é encontrado em
animais, sendo sintetizado e catabolisado no fígado. O colesterol é o precursor dos
hormônios esteróides, da vitamina D e dos ácidos biliares entrando também na
constituição da membrana celular. Hipercolesterolemia pode ser causada por dieta
podendo ocorrer em razão da ingestão de produtos animais (POTTER et al. 1993;
WILLARD et al., 1994; KANEKO et al., 1997; LATIMER et al., 2003).
Fatores que alteram a concentração plasmática de colesterol são: exercícios,
dieta e ciclo reprodutivo O colesterol circula no plasma ligado a lipoproteínas, sendo
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15
que 2/3 dele está esterificado com ácidos graxos. As desordens metabólicas de
colesterol herdadas ou primárias são raras em animais domésticos, com exceção
dos cães Schnauzer miniatura (LATIMER et al., 2003; GONZÁLEZ e SCHEFFER,
2003).
O colesterol é excretado pela bile, na forma de ácidos biliares, ou na urina, na
forma de hormônios esteróides. Em animais monogástricos é recomendável que as
coletas para dosar colesterol sejam feitas após jejum de 12 horas (GONZÁLEZ e
SCHEFFER, 2003).
2.2. HEMATOLOGIA
2.2.1 Eritrograma
O eritrograma de acordo com JAIN (1993) pode ser dividido em contagem do
número de hemácias, concentração de hemoglobina, porcentagem de hematócrito e
determinação dos índices hematimétricos (volume corpuscular médio e concentração
corpuscular média). A diminuição dos parâmetros do eritrograma indica anemia
(LATIMER et al., 2003).
A hemoglobina é uma proteína conjugada, composta por uma proteína
simples, a globina, e um núcleo, o heme, cujo principal componente químico é o ferro
(JAIN, 1993; GARCIA-NAVARRO e PACHALY, 1994). A hemoglobina possui
elevada afinidade pelo oxigênio sendo essencial para manutenção da vida. A medida
da concentração de hemoglobina constitui a avaliação mais comum da situação
nutricional do organismo. A carência protéica pode interferir com a biossíntese de
hemoglobina, resultando no desenvolvimento de anemia. Tais condições podem ser
observadas clinicamente em animais nos quais tenha havido uma perda de proteínas
séricas considerável, ou inadequada ingestão ou digestão protéica (COLES, 1984;
ETTINGER, 1992; JAIN, 1993; SZARFARE et al., 1995).
Hematócrito é a porcentagem de hemácias do sangue, que são as células
transportadoras de hemoglobina (LATIMER et al., 2003).
Os índices eritrocitários VCM (volume corpuscular médio) e CHCM
(concentração de hemoglobina corpuscular média) devem ser interpretados em
conjunto com a morfologia da hemácia. Os índices eritrocitários são utilizados para
avaliar o grau de anemia. O aumento do VCM é um indicador de que a medula óssea
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16
está respondendo à perda de hemácias ou hemólise. O aumento do índice de CHCM
é normalmente resultado de hemólise in vitro ou in vivo. Um verdadeiro aumento de
CHCM não ocorre, pois a elevação da concentração de hemoglobina não existe sem
a célula. A diminuição do CHCM ocorre na diminuição da concentração de
hemoglobina, quando as hemácias se tornam hipocrômicas (COLES, 1984; JAIN,
1993; LATIMER et al., 2003).
Os seguintes fatores podem influenciar a concentração e a composição dos
eritrócitos: espécie, sexo, gestação, lactação, idade, nutrição e devem ser
considerados ao interpretar dados experimentais e clínicos em cães (COLES, 1984;
JAIN, 1993; LATIMER et al., 2003; SWANSON et al., 2004).
Em coiotes (Canis latrans) mantidos em cativeiro, os valores médios da
hemoglobina foram superiores aos valores dos animais de vida livre, sendo
provavelmente reflexo da nutrição (SMITH e RONGSTAD, 1980, DITTRICH et al.,
2003).
Adequada eritropoiese de maneira geral necessita de células precursoras,
microambiente e nutrientes como as vitaminas do complexo B e minerais como o
ferro (JAIN, 1993; LATIMER et al., 2003), proteínas e lipídios (GARCIA-NAVARRO e
PACHALY, 1994).
As deficiências vitamínica ou mineral ou ambas, por qualquer causa, podem
conduzir à anemia (JAIN, 1993), especialmente aquelas causadas por deficiência de
vitamina B12, folato, niacina, vitamina E, selênio, cobre e cobalto (SZARFARE et al.,
1995). Para VAL BICALHO e CARNEIRO (2002), as vitaminas riboflavina (B2),
niacina, piridoxina (B6), folato, tiamina e a vitamina B12 são indispensáveis ao
perfeito desenvolvimento animal, sendo esta última extremamente necessária à
divisão das fases nucleadas das células. Porém, deficiências de niacina, vitamina B6
ou riboflavina não constituem causas de anemia de ocorrência natural em cães
(ETTINGER e FELDMAN, 2004).
O ferro é o mineral mais importante utilizado na síntese do grupamento heme
(KANEKO, 2000; VAL BICALHO e CARNEIRO, 2002). Em torno de 70% do ferro do
organismo do animal se encontra na hemoglobina (ETTINGER, 1992). Segundo
ENGEL et al., (2003) existem duas formas de ferro provenientes da dieta: (1) forma
hemínica, proveniente de alimentos de origem animal, (2) forma não-hemínica,
derivada de alimentos de origem vegetal. Na primeira forma, é a própria molécula
hemínica que é absorvida pela mucosa intestinal, enquanto que na forma não-
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hemínica é absorvido o íon ferroso. A forma hemínica é bem melhor absorvida do
que a forma não-hemínica, além de não sofrer qualquer influência de outras
substâncias alimentares. A absorção do ferro não-hemínico é influenciada pela
composição dos alimentos.
Outros minerais importantes na síntese do heme são o cobalto, que é
necessário para a síntese da vitamina B12 e o cobre que é um co-fator da enzima
ALA-desidrogenase (VAL BICALHO e CARNEIRO, 2002).
A anemia decorrente da deficiência nutricional raramente ocorre como
entidade isolada nos animais domésticos. É mais comumente relacionada com
condições patológicas que resultam em anorexia, debilitação ou alterações
metabólicas afetando a digestão ou a absorção de nutrientes (COLES, 1984).
Recentemente houve crescente melhoria na formulação da alimentação dos
animais domésticos, eliminando a anemia resultante diretamente da deficiência
dietética. Porém a manifestação desse tipo de anemia pode ocorrer nos animais por
erro na preparação dos alimentos ou com a interação com outras desordens, tais
como as gastroenteropatias (WATSON e CANFIELD, 2000).
2.2.2 Leucograma
Os leucócitos dos mamíferos incluem os neutrófilos segmentados, monócitos,
eosinófilos, basófilos e linfócitos. Todos participam da defesa do organismo, mas
cada qual é independente cinética e funcionalmente (DUNCAN e PRASSE, 1982;
LATIMER et al., 2003). Os granulócitos: neutrófilos, eosinófilos e basófilos e
agranulócitos monócitos são produzidos na medula óssea por um processo de
proliferação e de maturação celular. Os agranulócitos linfócitos são produzidos em
órgãos linfóides (JAIN, 1993).
2.2.2.1 Neutrófilos
Os neutrófilos são granulócitos formando a primeira linha de defesa celular
contra infecções microbianas. São produzidos na medula óssea e distribuídos no
sangue na forma madura (neutrófilo segmentado). O neutrófilo bastonete é uma
forma imatura, estando presente na circulação em pequeno número (JAIN, 1993).
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Os neutrófilos constituem a primeira linha de defesa do organismo em razão
de três funções básicas desenvolvidas por essas células: aderência, quimiotaxia e
fagocitose (LOPES et al., 1996).
Existem estudos da influência da nutrição na função neutrofílica em grandes
animais. ANDREASEN e ROTH (2000) descreveram que em ruminantes a
deficiência nutricional incluindo deficiência de cobre, cobalto, selênio, molibdênio,
tiamina e enxofre está relacionada com o aumento de infecções e diminuição da
função dos neutrófilos.
2.2.2.2 Linfócitos
A linfopoiese, ou seja, a produção de linfócitos ocorre na medula óssea e
órgãos linfóides (JAIN, 1993). As células com características morfológicas de
linfócitos apresentam ampla variedade de funções no sistema imunitário
(ETTINGER e FELDMAN, 2004). De acordo com o mecanismo de ação no processo
imunológico os linfócitos são chamados de “linfócito T” (imunidade celular) e “linfócito
B” (imunidade humoral). A diferenciação entre os tipos de linfócitos pode ser feita por
diferentes técnicas dentre as quais estão a imunogenética, a microscopia eletrônica
e a citoquímica (LOPES et al., 1996), não sendo diferenciados pela microscopia
óptica de rotina, porém muitos dos linfócitos no sangue podem ser descritos como
linfócitos T de memória de vida longa, recirculantes e de pequeno diâmetro
(ETTINGER, 1992).
2.2.2.3 Monócitos
O monócito é uma célula que está envolvida na fagocitose e morte de
bactérias, vírus, fungos e protozoários (ETTINGER e FELDMAN, 2004). Os
monócitos derivam da medula óssea, circulam por curto período e transformam-se
em macrófagos nos tecidos (DUNCAN e PRASSE, 1982).
2.2.2.4 Eosinófilos
A produção e a liberação de eosinófilos são reguladas por linfocinas
produzidas por linfócitos T-fator estimulador de colônia eosinofilica (Eos-CSF),
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eosinofilopoietina e fator de liberação de eosinófilos (JAIN, 1993). Tanto em
processos parasitários quanto em alérgicos há interação de linfócitos, mastócitos,
basófilos e eosinófilos, sendo que os linfócitos T e os mastócitos produzem
eosinofilopoietina que age na medula óssea aumentando a formação de eosinófilos
(WILLARD et al., 1994).
Embora os eosinófilos possam viver até duas semanas nos tecidos sob a
influência das citocinas, permanecem somente algumas horas no sangue
(LILLIEHÖÖK e TVEDTEN, 2003).
Os eosinófilos possuem propriedades parasiticidas que dependem de
anticorpo ou complemento (DUNCAN e PRASSE, 1982). São atraídos ao tecido
inflamado por produtos de mastócitos e linfocinas. Mastócitos e linfócitos
reconhecem alérgenos ou parasitas nos tecidos, agindo como uma sentinela para
detectar e responder à sua presença. Os mastócitos atacam especificamente o
parasita ou o alérgeno pela IgE ou IgG dos linfócitos B. Os eosinófilos regulam o
efeito dos mastócitos fagocitando os grânulos dos mastócitos, inibindo a
degranulação e neutralizando mediadores. O eosinófilo destrói o parasita, atacando-
o e formando um vacúolo digestivo entre si e o parasita (WILLARD et al., 1994).
A eosinofilia é de comum ocorrência em cães (SCHULTZE, 2000). A
eosinofilia, em geral, se desenvolve em resposta a estímulos específicos, incluindo
doenças parasitárias, alergias ou outras reações de hipersensibilidade e vários
agressores tissulares. Os eosinófilos contribuem para a defesa do hospedeiro porque
participam da morte de alguns parasitas, melhoram as respostas inflamatórias pela
inativação de mediadores químicos e participam das respostas antitumorais
(ETTINGER e FELDMAN, 2004).
Os processos alérgicos devem ser considerados na interpretação da
eosinofilia (BARGER, 2003). Em algumas áreas, os animais podem apresentar
eosinofilia em certas épocas do ano, devido a alérgenos no ambiente e à carga de
parasitas (MEINKOTH e CLINKENBEARD, 2000).
Além da eosinofilia, outros termos que descrevem elevações quanto ao
número de eosinófilos devem ser considerados, tais como: “hipereosinofilia”, uma
excessiva eosinofilia, valores acima de 5000/µl; “reação leucemóide”, caracterizada
por valores similares às elevações no número de células por neoplasias como
34.000/µl; “leucemia eosinofilica”, isto é, proliferação neoplásica de eosinófilos;
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“síndrome hipereosinofilica”, ou seja, eosinofilia persistente de causa indefinida
(LILLIEHÖÖK e TVEDTEN, 2003).
2.2.2.5 Basófilos
Os basófilos estão presentes em baixo número ou estão ausentes no sangue
dos cães e gatos normais. Os basófilos contém proteoglicanos e histamina e
parecem exercer um papel nas reações imunomediadas, em especial na anafilaxia e
na indução das reações de hipersensibilidade imediata ou respostas de
hipersensibilidade a parasitas ou alérgenos (ETTINGER e FELDMAN, 2004).
A diminuição de basófilos ainda não esta bem esclarecida, mas há evidência
de que estas células realizam resposta de hipersensibilidade tipo 1. Atuam também
na homeostasia (SCOTT e STOCKHAM, 2000). A elevação no número de basófilos
pode ocorrer pelas mesmas causas da eosinofilia, ou associada à lipemia. A
eosinofilia geralmente acompanha a basofilia como parte do processo mediado por
IgE, eosinófilo e basófilo/mastócito (WILLARD et al. 1994).
A formação de basófilos parece ser antígeno-específica e regulada por IL-3 e
por uma linfocina basofilica especifica (basofilopoietina) produzida por linfócitos T
(JAIN, 1993). A basofilia está presente quando essas células excedem 200-300/µL
(SCOTT e STOCKHAM, 2000; LATIMER et al., 2003).
2.2.2.6 Interação basófilos-eosinófilos
O número aumentado de eosinófilos e de basófilos pode ser encontrado em
adultos de várias espécies, provavelmente por mudanças imunológicas,
especialmente depois de estados de parasitismo (JAIN, 1993). Basófilos e
eosinófilos participam juntos da reação inflamatória (SCOTT e STOCKHAM, 2000).
A basofilia (aumento no numero de basófilos) é freqüentemente associada
com a eosinofilia, sendo esta descrita como aumento no número de eosinófilos além
do valor de referência (LILLIEHÖÖK e TVEDTEN, 2003; ETTINGER e FELDMAN,
2004).
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21
2.3 RAÇÃO CANINA
A espécie canina é classificada como carnívora, caracterizada por apresentar
digestão principalmente enzimática, orientada para digerir proteínas e gorduras
(CASE et al., 1995). Há dois tipos de alimentação de animais de companhia: a
caseira e a industrializada. Nos Estados Unidos da América 92% dos proprietários
preferem as dietas industrializadas (LEWIS et al., 1994).
Segundo PRIOR (2003) a importância da ração na alimentação de cães no
Brasil, pode ser mostrada em termos numéricos. Em 1994 foram comercializadas
220.000 toneladas de ração e em 2002 este número chegou a 1.234.000 toneladas.
O autor relata que o Brasil é o primeiro mercado produtor de alimentos balanceados
para animais de estimação na América Latina e o terceiro no mundo. No mercado
brasileiro encontram-se muitas rações equilibradas nutricionalmente, porém com
diferentes matérias primas, ingredientes e variações no processo de industrialização,
tudo isto refletindo no preço final, e em sua qualidade. A industrialização de
alimentos para cães e gatos é relativamente recente, pois a partir dos meados da
década de 90 é que o consumo de alimentos industrializados passou a crescer de
forma expressiva. CARNIGLIA (2003) afirma que este crescimento ocorre devido ao
aumento do poder econômico, mudanças dos hábitos da sociedade, importância
adquirida dos animais de estimação, desenvolvimento comercial e marketing. O
Brasil é o país sul americano que possui a maior diversidade e originalidade no
aspecto físico de rações, incluindo ingredientes e processamentos variados, o que
reflete no preço final para o consumidor (LEWIS et al., 1994; PRADA 2002;
CARNIGLIA, 2003; FORTES, 2005).
A indústria de alimentos do animal de estimação procura constantemente por
maneiras de melhorar a saúde e a qualidade de vida, pois a nutrição adequada é
determinante na longevidade (HAMMER e QUIGLEY, 2003). Um cão alimentado
com uma dieta corretamente balanceada possui melhores chances de vencer os
desafios impostos à sua saúde, desfrutando de uma vida mais saudável por mais
tempo. Por isso as rações comerciais devem conter ingredientes adequados
(TAYLOR et al., 1995; MURRAY et al., 1998; SILVA Jr et al., 2005).
Nos EUA e na Europa vários trabalhos com alimentos para animais de
estimação foram realizados, enquanto que no Brasil, os dados são escassos. Os
temas principais das pesquisas estão voltados para o lado da palatabilidade ou
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digestibilidade dos alimentos ou, então, na redução de custos e barateamento do
produto final (PRADA, 2002).
As proteínas são importantes constituintes da alimentação dos cães, sendo
fornecidas através de ingredientes que podem ser de origem vegetal, animal ou uma
combinação de ambos (CASE et al., 1995; PATIL e FAHEY Jr, 1999). Os
ingredientes protéicos em alimentos industrializados para cães representam em
média 30% de sua composição nutricional e acabam por onerar as rações,
especialmente quando se considera aspectos relativos à digestibilidade e ao
equilíbrio de aminoácidos dos ingredientes (CARCIOFI, 2002). Além do aspecto
quantitativo das proteínas deve-se levar em conta o aspecto qualitativo, isto é, o seu
valor nutritivo (FORTES, 2005). Segundo HEGEDUS et al., (1998). O índice de
proteína bruta de amostras de rações para cães, não revela qualquer correlação com
os índices da qualidade de proteína, indicando que a informação da proteína bruta
não é suficiente para julgar a qualidade de proteína de alimentos de cão.
O grão de soja é uma fonte suplementar barata e benéfica de proteína para
alimentos de animais. Por conseqüência, é incluído freqüentemente em alimentos
comerciais caninos (YAMKA et al., 2003). A proteína de soja quando combinada com
outras fontes da proteína que contêm aminoácidos complementares pode fornecer
uma fonte econômica da proteína altamente disponível e de consistente qualidade
(CLAPPER et al., 2001).
As informações nutricionais das rações estão impressas em seus rótulos.
Segundo a legislação brasileira a proteína, o extrato etéreo e o fósforo, compostos
de nutrientes mais caros, devem ser garantidos como quantidades mínimas
enquanto que a umidade, fibra, matéria mineral e o cálcio, que além de ser baratos
poderiam depreciar o valor do alimento, como teores máximos. Desta forma não
são expressas as concentrações nutricionais exatas, mas apenas um panorama
geral da composição centesimal do alimento (CARCIOFI, 2005).
A Instrução Normativa publicada pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento do Brasil (MAPA, 2002) que proporcionou um grande avanço na
regulamentação do mercado Pet Food fixa e identifica as características mínimas de
qualidade a que devem obedecer os alimentos completos e especiais para cães e
gatos. Os níveis de garantia exigidos para os alimentos completos estão descritos na
Tabela 1.
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23
TABELA 1 - NÍVEIS DE GARANTIA PARA ALIMENTOS COMPLETOS PARA
CÃES ADULTOS
Componentes Alimento Seco (%)
Umidade (máximo) 12,0
Proteína bruta (mínimo) 16,0
Extrato etéreo (mínimo) 4,5
Matéria fibrosa (máximo) 6,5
Matéria mineral (máximo) 12,0
Cálcio (máximo) 2,4
Fósforo (mínimo) 0,6
FONTE: Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, 2002.
As proteínas são macromoléculas cujos constituintes são os aminoácidos.
Durante a digestão das proteínas, os aminoácidos são liberados podendo atravessar
a barreira intestinal, sendo utilizados, prioritariamente, no anabolismo: síntese de
proteínas e outras moléculas nitrogenadas. Os aminoácidos circulam no sangue e
são utilizados pelas células, os excedentes são convertidos em outros componentes
ou transformados em uréia pelo fígado, que é excretada pelo rim. As proteínas são
importantes para o crescimento e reparo do tecidos (SWENSON e REECE, 1996).
Os lipídeos alimentares são ésteres de ácidos graxos e de glicerol, um deles
sendo essencial: ácido linoléico. Contribuem para o aumento da palatabilidade do
alimento. A sua função no organismo é fornecer energia e transportar vitaminas
(SWENSON e REECE, 1996).
Os constituintes de base dos carboidratos são as oses, açúcares simples. O
mais importante é a glicose. Os carboidratos são utilizados como fonte de energia
(SWENSON e REECE, 1996). Para digerir o amido, o cão não dispõe de amilase
salivar, mas possui amilase pancreática. O cão necessita de fibras, mesmo não
sendo assimiladas, para efeito regulador do trânsito intestinal, fibras essas que
também são substratos de fermentação bacteriana no intestino grosso e contribuem
para seu equilíbrio. Os oligossacarídeos (não digestíveis) provenientes de vegetais
são fermentados no intestino grosso sendo a origem das flatulências. Os alimentos
formulados com grandes quantidades de matérias-primas de origem vegetal, ricas
em fibras e fitatos, podem levar à carência de elementos essenciais, uma vez que
existem as interações com alguns minerais. O equilíbrio é necessário para evitar
deficiências (ANDRIGUETTO et al,1985).
O excesso de cálcio pode diminuir a biodisponibilidade de micro-elementos
como zinco, fósforo e iodo. O desequilíbrio na formulação da dieta pode causar
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menor aproveitamento dos minerais e deficiências (LEWIS et al.,1994; KANEKO et
al., 1997; FRASER, 1991; CARCIOFI, 2005).
2.4 EXTRATO DE Yucca schidigera
A Yucca schidigera, (Figura 1) é uma planta nativa do deserto do sudoeste
dos Estados Unidos da América e parte do México (HEADON et al., 1991). Possui
alto teor de saponinas e glicocomponentes (RYAN et al., 2003) que têm a
propriedade de fixar e desta forma, reduzir os níveis de amoníaco, nitrogênio
sulfurado e outros gases nocivos nos processos metabólicos animais e no ambiente
(HEADON e DAWSON, 1990; HEADON, 1991).
As saponinas contém, geralmente, carboidratos como glicose, galactose,
ácido glicurônico, xilose, rhamnose, ou metilpentose, ligados à sapogenina. Podem
ser glicosídeos esteróis ou triterpenos tensoativos. Ocorrem em pelo menos 400
espécies de plantas pertencentes a 60 famílias diferentes, mas somente cerca de 28
são usadas como alimento, como por exemplo, soja, grão-de-bico, amendoim e
espinafre. Muitas saponinas diferentes podem ocorrer dentro de uma única espécie
de planta. As saponinas tem grande atividade como surfactantes, ou seja, diminuem
a tensão superficial. Esta propriedade parece ser importante na absorção dos
nutrientes pela mucosa intestinal (BANGHAM e HORNE, 1962; GEORGE, 1965;
GRUNWALD, 1974; OAKENFULL, 1981; RYAN e QUINN, 1999; FRANCIS et al.,
2002).
Devido às suas propriedades emulsificantes as saponinas são usadas na
manufatura de alimentos, bebidas, preparações farmacêuticas, cosméticos e como
agentes agregadores em substâncias flavorizantes de alimentos (GEORGE, 1965).
As saponinas tem ação antimicrobiana, previnindo o crescimento de fungos,
podendo ser consideradas uma parte do sistema da defesa das plantas e indicadas
como “fitoprotetoras” (MORRISSEY e OSBOURN, In: FRANCIS et al., 2002).
Possuem ação antifúngica (MIYAKOSHI et al., 2000). O mecanismo principal
sugerido para esta atividade é a interação com os esteróis da membrana (FRANCIS
et al., 2002). Além destes benefícios tem-se demonstrado também que a adição de
extrato de Yucca schidigera (YSE) na dieta de frangos de corte, vacinados contra
coccidiose, melhora o ganho de peso e de conversão alimentar, reduzindo o impacto
da vacina sobre o desempenho dos animais (SANTIN et al., 2004).
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25
A Yucca schidigera é a fonte comercial mais comum de saponinas esteróides
que contém em sua formação vários glicosídeos (KANEDA et al., 1987; McCRORY e
HOBBS, 2001; FRANCIS et al., 2002).
FIGURA 1- FOTO ILUSTRATIVA DE Yucca schidigera
Fonte: USDA, NRCS. (2006)
Os extratos e as preparações de Yucca schidigera foram relatados por AMON
et al., (1995) e BAIDOO (2000) como redutores de níveis de amônia gastrointestinal
ou fecal em porcos, aves domésticas e bovinos leiteiros. HEADON et al., (1991)
citaram que o modo de ação do YSE é especialmente por ligar-se à amônia. Os
benefícios do uso de YSE na redução e ou eliminação do odor das fezes de cães,
pode advir da diminuição da produção ou da disponibilidade de amônia e de gás
sulfídrico no intestino grosso. O odor fecal pode ser influenciado pela quantidade
aumentada de proteína na dieta. A concentração de amônia é maior em cães que
consomem dieta à base de proteína animal do que dietas à base de proteína vegetal
(GIFFARD et al., 2001; HESTA et al., 2003; KUZMUK et al., 2005).
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26
A amônia ambiental é um fator de risco para pessoas que trabalham com
grandes populações de animais criados sob condições de confinamento como por
exemplo: suínos e aves e sendo esta fator de doenças também para os próprios
animais. Este risco foi diminuído, quando da adição da YSE à dieta nessas espécies
(HEADON et al., 1991; COLINA et al., 2001).
Para animais de laboratório, o uso de YSE evita problemas respiratórios e de
pele que poderiam interferir nos experimentos (SUAREZ e ALONSO, 1991). Para
LOWE (1991) o YSE pode ser utilizado para redução do odor fecal de cães e gatos
devido a sua proximidade dos seres humanos. Neste sentido LOWE e KERSHAW,
(1997a) observaram uma melhora significativa do odor fecal canino e felino quando
produtos com YSE são incluídos na ração. Além do odor das fezes dos animais de
companhia ser uma característica indesejável para os proprietários dos cães, a
elevada concentração de amônia e de gás sulfídrico causa problemas à saúde de
animais em ambientes fechados, retardando o seu desenvolvimento e aumentando a
susceptibilidade a várias doenças (HEADON, 1991; WHEELER, 1993).
O uso de YSE na formulação das rações pode melhorar o desempenho
animal e a qualidade do ar nos galpões e em outros locais de confinamento,
especialmente devido à redução da concentração da amônia. Segundo HEADON
(1991), o nitrogênio, na forma de amônia, é altamente volátil e muito tóxico para
plantas e animais.
2.4.1 Efeito do YSE nos parâmetros hematológicos
Em alguns trabalhos utilizando cães beagle e gatos LOWE e KERSHAW
(1997 a b), verificaram que a adição de YSE na dosagem de 250 mg/Kg durante 21
dias não alterou as contagens hematológicas e reduziu o odor das fezes. Esses
autores afirmaram em que a utilização de YSE não afeta a condição geral desses
animais.
2.4.2 Efeito do YSE nos componentes bioquímicos do sangue
Não foram encontradas referências do uso de YSE sobre os parâmetros
bioquímicos em cães, entretanto, em codornas, a proteína total sérica não foi afetada
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pela adição de YSE na dieta e a albumina sérica foi reduzida quando 100 ppm de
YSE em pó foi adicionada na dieta (KAYA et al., 2003).
Em ratos PRESTON et al., (1987) e KILLEN e DUFFY (1996) verificaram que
o uso de YSE na ração diminui a concentração de uréia sérica. LOWE e KERSHAW
(1997a) verificaram que o uso de YSE em dietas para gatos pode ser responsável
pelo aumento do teor de uréia sangüínea. Em suínos COLINA et al., (2001) não
observaram diferenças na concentração plasmática de uréia nem no nitrogênio fecal
de animais que receberam YSE na dieta, em comparação com animais de ração sem
a adição de YSE.
As saponinas dietéticas da Yucca tanto isoladas como adicionadas em
alimentos, diminuíram a concentração do colesterol plasmático em diversas espécies
de mamíferos (OAKENFULL, 1981). Saponina é conhecida por seu efeito de redução
do colesterol sanguíneo, pois forma complexos insolúveis com o colesterol,
prevenindo a sua absorção no intestino delgado. Outra causa da redução do
colesterol está associada ao aumento da excreção fecal biliar, uma via indireta de
excreção de colesterol (SIDHU e OAKENFULL, 1986). O conhecimento da natureza
da interação entre saponina e colesterol é essencial para o estabelecimento da dose
dietética eficaz da saponina que poderia ter efeito na redução da concentração de
colesterol no sangue (FRANCIS et al., 2002). Em animais de laboratório alguns
experimentos enfatizaram os resultados sobre os parâmetros bioquímicos
sanguíneos quando da utilização de saponinas, reduzindo a concentração de
colesterol no plasma (BARTHOLOMAI et al., 2000).
As saponinas naturais e sintéticas inibem a absorção de colesterol e reduzem
a concentração do colesterol do plasma em animais de laboratório e são utilizadas
por seu potencial farmacológico no tratamento da hipercolesterolemia (HARWOOD
Jr et al., 1993).
2.4.3 Toxicidade
As saponinas têm ação lítica nas membranas das hemácias. Essa hemólise
provavelmente é o resultado da afinidade com o colesterol da membrana. As
saponinas esteróides (Yucca schidigera) e as triterpenóides monodesmóides
possuem atividade hemolítica forte em comparação com as triterpenóides
bidesmóides (LINDNER, 1995; FRANCIS et al., 2002).
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28
Efeitos tóxicos da Yucca em mamíferos foram relatados por BARTHOLOMAI
et al. (2000) quando utilizada exclusivamente pela via endovenosa, sendo a
toxicidade muito menor por via oral. Segundo estes autores, este fato é devido à sua
dificuldade em ser absorvida pela parede intestinal e penetrar na corrente
sanguínea.
Para RYAN e QUINN (1999) a saponina não é tóxica para cães quando
ingerida, por não ser absorvida pelo trato digestivo devido a sua estrutura química.
Portanto, com o objetivo de avaliar o efeito da adição de extrato de Yucca
schidigera na ração sobre os parâmetros bioquímicos e hematológicos em cães
adultos de raça grande (Fila, Pastor Alemão e Rottweiller) foram conduzidos dois
experimentos.
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29
3.1 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 EXPERIMENTO I
3.1.1 Animais
Foram utilizados 17 cães policiais adultos (2 a 6 anos) de raça grande (Pastor
Alemão, Fila e Rottweiller) sadios, vacinados e desverminados, de ambos sexos e
pesos médio de 40 Kg. Os animais permaneceram em baias individuais,
provenientes do Canil da Polícia Militar de Curitiba, localizado no Educandário São
Francisco de Piraquara (Figura 2).
A atividade física dos animais dos tratamentos foi semelhante, constituído de
trabalho de guarda dos quartéis, rondas e treinamentos. Os animais que constituíram
os tratamentos experimentais foram submetidos a avaliações clínicas no momento
das colheitas de sangue.
Anterior ao início da fase experimental, os animais foram desverminados e
vacinados, conforme programa preventivo interno. A triagem dos cães constou de
exame clinico, parasitológico de fezes e hemogramas prévios.
FIGURA 2- CANIL DA POLÍCIA MILITAR DE CURITIBA: EDUCANDÁRIO
SÃO FRANCISCO DE PIRAQUARA- VISTA DOS RECINTOS
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30
3.1.2 Delineamento experimental
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, os dados foram
submetidos à análise de variância sendo aplicado teste de Tukey para comparação
de médias, utilizando-se o programa STATISTIX for Windows versão 1.0, 1996. Os
Tratamentos do Experimento I foram os seguintes:
Tratamento 1(n=9): ração 1 (R1) sem adição de Extrato de Yucca schidigera
(YSE)
1
Tratamento 2(n=8): ração 1 (R1) com adição de YSE
O período experimental foi de 60 dias, durante a primavera/verão de 2004.
3.1.3 Ração experimental
No experimento I foi utilizada a ração comercial 1 (Tabela 2) a qual foi
analisada quimicamente no Laboratório de Nutrição - Departamento de Zootecnia
UFPR. Vale salientar que os animais já consumiam esta ração sem o YSE por pelo
menos um ano antes do experimento.
A adição de extrato de Yucca schidigera foi realizada da seguinte maneira: foi
retirada uma amostra de 100g de ração a qual foi adicionado 2g de YSE. Esta
mistura (102 g) foi adicionada à quantidade de ração total consumida por dia por
animal, totalizando 1Kg de ração homogeneizada, durante 60 dias. A água foi
fornecida a vontade. Não houve sobras de ração.
TABELA 2 - ANÁLISE QUÍMICA DA RAÇÃO DO EXPERIMENTO I (R1)
2
Componentes Analise laboratório* % Dados da embalagem %
Umidade 7,12 9,0
Proteína Bruta 17,85 22,0
Extrato Etéreo 6,84 8,0
Fibra Bruta 3,44 3,5
Resíduo Mineral 9,29 8,0
Cálcio 2,40 1,2
Fósforo 1,14 0,9
Composição (fornecida na embalagem): farinha de carne de frango, arroz integral, milho integral
moído, gordura de frango, cloreto de sódio, cloreto de colina, carbonato de cálcio, fosfato bicalcico,
hidrolizado de frango, farelo de trigo, DL-metionina, premix mineral, premix vitamínico.
*Laboratório de Nutrição - Departamento de Zootecnia UFPR
1
Extrato de Yucca schidigera- De- Odorase® Alltech
2
Ração 1: Jolly Dog® Sagemuller Ltda
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31
3.2 EXPERIMENTO II
3.2.1 Animais
Foram utilizados 16 cães policiais adultos (2 a 6 anos) de raça grande (Pastor
Alemão, Fila e Rottweiller) sadios, vacinados e desverminados, de ambos sexos e
pesos médio de 40 Kg. Os animais permaneceram em baias individuais,
provenientes do Canil da Polícia do Exército, localizado no Quartel General do Sul,
no bairro Pinheirinho (Figura 3).
A atividade física dos animais dos tratamentos foi semelhante, constituído de
trabalho de guarda dos quartéis, rondas e treinamentos. Os animais que constituíram
os tratamentos experimentais foram submetidos a avaliações clínicas (exame clínico)
no momento das colheitas de sangue.
Anterior ao início da fase experimental, os animais foram desverminados e
vacinados, conforme programa preventivo interno. A triagem dos cães constou de
exame clinico, parasitológico de fezes e hemogramas prévios.
FIGURA 3- CANIL DA POLÍCIA DO EXÉRCITO: QUARTEL GENERAL
DO SUL NO BAIRRO PINHEIRINHO- VISTA DOS RECINTOS
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32
3.2.2 Delineamento experimental
O delineamento experimental foi inteiramente ao acaso, os dados foram
submetidos à análise de variância sendo aplicado teste de Tukey para comparação
de médias, utilizando-se o programa STATISTIX for Windows versão 1.0, 1996.
Os animais do experimento foram divididos em dois tratamentos:
Tratamento 1(n=8): ração 2 (R2) sem adição de YSE
Tratamento 2(n=8): ração 2 (R2) com adição de YSE
O período experimental foi de 60 dias, durante a primavera/verão de 2004.
3.2.3 Ração experimental
No experimento II foi utilizada a ração comercial 2 (Tabela 3), que foi
analisada quimicamente no Laboratório de Nutrição - Departamento de Zootecnia
UFPR. Os animais já consumiam a ração por pelo menos um ano antes do
experimento.
A adição de extrato de Yucca schidigera (YSE) foi realizada da mesma
maneira que no experimento I (descrita na página 30).
TABELA 3 - ANÁLISE QUÍMICA DA RAÇÃO DO EXPERIMENTO II (R2)
3
Componentes Analise laboratório* % Dados da embalagem%
Umidade 10,15 12,0
Proteína Bruta 20,40 19,0
Extrato Etéreo 10,50 4,5
Fibra Bruta 3,48 6,0
Resíduo Mineral 13,55 12,0
Cálcio 3,74 2,0
Fósforo 1,75 0,8
Composição (fornecida na embalagem): farinha carne e ossos, farelo de soja, farelo de trigo, milho
integral moído, farelo de germem de milho desengordurado, óleo de aves, óleo de milho, aditivo
aromatizante, cloreto de sódio (sal comum), suplemento vitamínico e mineral.
* Laboratório de Nutrição - Departamento de Zootecnia UFPR
3
Ração 2: Canitos® Kowalski Ltda
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33
3.3 COLHEITA E ARMAZENAMENTO DAS AMOSTRAS
As colheitas de sangue para hematologia e bioquímica foram feitas, com os
animais em jejum, pela manhã, para evitar variações diurnas e lipemia pós-prandial,
por venopunção jugular ou cefálica. Foram realizadas cinco colheitas, no 1°dia e aos
15, 30, 45 e 60 dias de experimentação. Foi colhido em cada animal um volume de
8,0 mL. As amostras de sangue foram acondicionadas em frasco contendo o
anticoagulante ácido etileno-diaminotetracético (3,0 mL de sangue para 1 gota de
EDTA a 10%) e frasco sem anticoagulante.
3.4 LOCAL DE REALIZAÇÃO DOS EXAMES DE SANGUE
As análises laboratoriais foram realizadas no Laboratório de Patologia Clínica
Veterinária do Departamento de Medicina Veterinária do Setor de Ciências Agrárias
da UFPR.
3.5 EXAMES LABORATORIAIS
Foram avaliados os parâmetros bioquímicos do sangue (proteína plasmática
total, proteína sérica, albumina, globulina, ALT, AST, fosfatase alcalina, colesterol,
uréia e creatinina) e hematológicos (número de hemácias, concentração de
hemoglobina, hematócrito, volume corpuscular médio, concentração de hemoglobina
corpuscular média, leucócitos totais, segmentados, bastonetes, linfócitos, monócitos,
eosinófilos e basófilos) em todos os tratamentos.
3.5.1 Bioquímica do sangue
As análises bioquímicas de sangue foram realizadas conforme COLES (1984).
As concentrações bioquímicas foram determinadas seguindo protocolo de kits
4
específicos e medidas em aparelho semi-automático Celm SBA 200 , segundo a
metodologia de cada kit:
4
Bioclin®
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34
Proteína total (PT): método do Biureto
Albumina: método de Verde de Bromocresol
Colesterol: método de Colesterol Esterase
Uréia: método da Urease
Creatinina: método do Picrato Alcalino
Fosfatase alcalina (FA): método cinético
Aspartatoaminotransferase (AST): método cinético
Alaninaminotransferase (ALT): método cinético
A globulina foi calculada segundo LOPES et al., (1996). A proteína plasmática
total foi determinada utilizando o refratômetro.
As amostras de soro foram separadas em alíquotas. Uma foi mantida sob
refrigeração para utilização imediata e as demais foram mantidas sob congelamento
(-20ºC) até a análise.
3.5.2 Hemograma
Para determinação do hemograma foram utilizadas as técnicas de rotina
descritas por JAIN (1993). As contagens totais de eritrócitos e de leucócitos e a
determinação da concentração de hemoglobina foram realizadas com auxílio do
contador automático de células (Celm CC 530/ DA 500®). O hematócrito foi
determinado pelo método do microhematócrito e as concentrações de proteínas
plasmáticas pelo método do refratômetro. A contagem diferencial de leucócitos foi
realizada em esfregaços sanguíneos corados com corante de Wright
5
e média de
200 células.
O volume corpuscular médio (VCM) e a concentração de hemoglobina
corpuscular média (CHCM) foram calculados seguindo as fórmulas descritas por
WINTROBE (1974). As lâminas foram confeccionadas nos momentos de coletas e
no laboratório (sendo duas lâminas para cada hemograma). Os hemogramas foram
determinados no prazo de 10 horas após a coleta de sangue exceto a leitura das
laminas, que foi realizado posteriormente.
5
Laborclin®
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35
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 EXPERIMENTO I
As médias dos resultados dos exames bioquímicos dos cães adultos de raça
grande utilizados no experimento I estão apresentadas na Tabela 4.
TABELA 4- MÉDIAS DOS PARÂMETROS BIOQUÍMICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R1 ADICIONADA OU NÃO DE YSE*
Parâmetro Bioquímico valores de referência**
R1 sem YSE R1 com YSE
Proteína plasmática total
Proteina sérica total
Albumina
Globulinas
ALT
1
AST
2
Fosfatase alcalina
Uréia
Creatinina
Colesterol
6,76 ± 0,61
6,75 ± 0,70
3,28 ± 0,27
3,46 ± 0,66
43,37 ± 12,39
37,12 ± 6,08
101,41 ± 67,96
27,21 ± 4,51
1,42 ± 012
260,41 ± 69,61
7,08 ± 0,39
7,02 ± 0,50
3,26 ± 0,09
3,71 ± 0,52
37,65 ± 10,81
41,77 ± 8,89
124,40 ± 63,19
25,41 ± 4,82
1,35 ± 0,08
304,16 ± 65,37
6,0 - 8,0 g/dL
5,4 - 7,1g/dL
2,6 - 3,3g/dL
2,7 - 4,4g/dL
12,0 – 88UI/L
12,0 – 88UI/L
20,0 – 156UI/L
20,0 -60,0mg/dL
0,5 - 1,5mg/dL
135,0 270mg/dL
* YSE indica extrato de Yucca schidigera
** indica Hospital Veterinário da Universidade Federal do Paraná
1 Alaninoaminotransferase
2 Aspartatoaminotransferase
A adição de YSE na ração não afetou (p>0,05) nenhum dos parâmetros
bioquímicos (proteínas plasmáticas totais, proteína sérica total, albumina, globulina,
ALT, AST, fosfatase alcalina, uréia, creatinina e colesterol). Em outras espécies
animais, como suínos, COLINA et al., (2001) também não observaram diferença na
concentração plasmática de uréia em animais que receberam YSE na dieta, assim
como KAYA et al. (2003) observaram que a proteína total sérica em codornas não foi
afetada pela adição de YSE na dieta. Entretanto, PRESTON et al., (1987) e KILLEN
e DUFFY (1996) verificaram que o uso de YSE na ração de ratos diminui a
concentração de uréia sérica. Da mesma forma, LOWE e KERSHAW (1997a)
verificaram que o uso de YSE em dietas para gatos demonstrou ser responsável pelo
aumento do teor de uréia sangüínea.
Com relação ao colesterol sangüíneo alguns autores OAKENFULL, (1981);
SIDHU e OAKENFULL, (1986); HARWOOD Jr et al., (1993); BARTHOLOMAI et al.,
(2000) e FRANCIS et al., (2002) verificaram diminuição do colesterol sérico com o
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36
uso de saponina na dieta em outras espécies de mamíferos. Entretanto neste
experimento não se observou efeito significativo do uso da YSE sobre a
concentração de colesterol sanguíneo em cães de raça grande adultos.
As médias dos resultados dos hemogramas dos cães adultos de raça grande
utilizados no experimento I estão apresentadas na Tabela 5.
TABELA 5- MÉDIAS DOS PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R1 ADICIONADA OU NÃO DE YSE*
Parâmetro hemograma valores de referencia**
R1 sem YSE R1 com YSE
Hemácias
Hemoglobina
Hematócrito
VCM
1
CHCM
2
Leucócitos
Neutrófilos
Bastonetes
Linfócitos
Monócitos
Eosinófilos
Basófilos
7,88 ± 1,07
18,79 ± 2,18
48,33 ± 4,93
60,67
b
± 4,59
37,98 ± 3,28
12996 ± 3070,7
8009 ± 2219,8
22,28 ± 34,26
2863,5 ±797,03
646,32 ± 302,77
1364,8 ± 588,51
116,34 ± 194,51
7,11 ± 0,52
17,79 ± 1,36
46,95 ± 2,80
66,17
a
±1,87
38,00 ±1,60
12878 ± 2362,6
7868,2 ±1416,2
20,67 ± 19,85
2715,4 ± 665,05
599,88 ± 202,55
1580,4 ± 833,97
100,33 ± 131,42
5,5 – 8,5
x
10
6
/µL
12 – 18g/dL
37 – 55%
60,0 – 77,0fl
32,0 – 38,0
6.000- 17.000/µL
3000-11500/µL
0-300/µL
1000-4800/µL
150- 1350/µL
100-1250/µL
0-300/µL
* YSE indica extrato de Yucca schidigera
** indica Hospital Veterinário da Universidade Federal do Paraná
1 VCM indica Volume Corpuscular Médio
2 CHCM indica Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média
a,b - Médias seguidas de letras minúsculas diferentes na linha diferem entre si a 5% de significância.
A adição de 2g/Kg de extrato de Yucca schidigera (YSE) na ração elevou
(p<0,05) o VCM. Entretanto os seguintes parâmetros: número de hemácias,
concentração de hemoglobina e porcentagem de hematócrito estão de acordo com
os valores de referência. Neste experimento não foram verificados sinais clínicos
nem estatísticos de anemia. Segundo JAIN (1993) o VCM é utilizado para classificar
anemia. Esses resultados concordam com LOWE e KERSHAW (1997b) que não
verificaram alterações nas contagens hematológicas em cães beagle adultos
alimentados 21 dias com rações adicionadas de YSE na dose de 250 mg/kg. O VCM
é um parâmetro importante para avaliações a respeito do tamanho das hemácias,
neste trabalho verificamos um valor aumentado de VCM o que poderia sugerir uma
tendência à hemólise. Assim, para a confirmação desta é necessário que o
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37
fornecimento da saponina seja feito por um período de tempo maior e/ou em doses
crescentes.
No presente experimento nos dois tratamentos há eosinofilia, aumento de
eosinófilos em relação com os valores de referência e presença de basófilos. Os
basófilos são células que raramente são visualizadas no hemograma de cães. A
basofilia, ou seja, aumento de basófilos, é freqüentemente associado com a
eosinofilia (ETTINGER e FELDMAN, 2004). A presença de leve eosinofilia e basofilia
nesse experimento sugere alterações ambientais, uma vez que outras causas foram
descartadas, pois o parasitológico de fezes foi negativo. Os cães do experimento não
apresentaram lesões que determinassem o aparecimento de eosinofilia descrito por
ETTINGER (1992) e BARGER (2003), tais como: inflamação pulmonar, dérmica ou
geniturinário e neoplasias evidentes. Ainda segundo BARGER (2003) os processos
alérgicos devem ser considerados na interpretação dos resultados, pois para
MEINKOTH e CLINKENBEARD (2000) em algumas áreas os animais podem
apresentar eosinofilia em certas épocas do ano, devido a alérgenos no ambiente e
carga de parasitas. Nesse sentido, outros estudos podem ser realizados para
esclarecimento dessa hipótese, com hemogramas realizados em outras estações do
ano como inverno.
4.1.1 Conclusões do experimento I
A adição de extrato de Yucca schidigera na ração (2,0g/Kg) de cães não
afetou os parâmetros bioquímicos (proteínas plasmáticas totais, proteína total,
albumina, globulina, ALT, AST, fosfatase alcalina, uréia e creatinina colesterol) nem
os parâmetros do hemograma, apesar do aumento do VCM sugerir tendência a
hemólise. Os animais deste experimento apresentaram eosinofilia e basofilia como
causa provável o fator alérgeno no ambiente.
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38
4.2 EXPERIMENTO II
As médias dos resultados dos exames bioquímicos dos cães adultos de raça
grande utilizados no experimento II, estão apresentadas na Tabela 6.
TABELA 6- MÉDIAS DOS PARÃMETROS BIOQUÍMICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R2 ADICIONADA OU NÃO DE YSE*
Parâmetro Bioquímico
Valores de
referência**
R2 sem YSE R2 com YSE
Proteína plasmática total
Proteina total
Albumina
Globulinas
ALT
1
AST
2
Fosfatase alcalina
Uréia
Creatinina
Colesterol
6,63 ± 0,44
6,91± 0,47
3,54 ± 0,15
3,36 ± 0,55
35,94 ± 7,07
42,28 ± 5,36
74,30 ± 42,21
37,15 ± 10,31
1,20 ± 0,14
152,18 ± 49,83
6,80 ± 0,67
7,00 ± 0,52
3,43 ± 0,21
3,56 ± 0,62
39,55 ± 6,36
41,93 ± 7,41
101,38 ± 42,40
38,56 ± 6,77
1,28 ± 0,16
171,26 ± 55,97
6,0-8,0 g/dL
5,4 - 7,1g/dL
2,6 - 3,3g/dL
2,7 - 4,4g/dL
12 – 88UI/L
12 – 88UI/L
20 – 156UI/L
20 – 60mg/dL
0,5 - 1,5mg/dL
135- 270mg/dL
* YSE indica extrato de Yucca schidigera
** indica Hospital Veterinário da Universidade Federal do Paraná
1 Alaninoaminotransferase
2 Aspartatoaminotransferase
A adição de YSE na ração não afetou (p>0,05) nenhum dos parâmetros
bioquímicos (proteínas plasmáticas totais, proteína sérica total, albumina, globulina,
ALT, AST, fosfatase alcalina, uréia, creatinina e colesterol). O mesmo resultado foi
encontrado no experimento I conforme descrito anteriormente (Tabela 4, página 35)
As médias dos resultados dos hemogramas dos cães adultos de raça grande
utilizados no experimento II, estão apresentadas na Tabela7.
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39
TABELA 7- MÉDIAS DOS PARÂMETROS HEMATOLÓGICOS EM CÃES ADULTOS
CONSUMINDO RAÇÃO R2 ADICIONADA OU NÃO DE YSE*
Parâmetro hemograma
Valores de
referência**
R2 sem YSE R2 com YSE
Hemáceas
Hemoglobina
Hematócrito
VCM
1
CHCM
2
Leucócitos
Neutrófilos
Bastonetes
Linfócitos
Monócitos
Eosinófilos
Basófilos
7,38
a
± 0,61
17,44 ± 1,27
47,05
a
± 2,90
64,45 ± 3,60
37,16 ± 1,08
12805 ±1791
8624,7 ± 1244,6
41,65 ± 52,94
2434,5 ± 460,05
824,8 ± 335,89
967,85 ± 458,82
2,85 ± 8,06
6,68
b
± 0,41
12,28 ± 1,21
43,92
b
± 2,79
66,02 ± 1,59
37,14 ± 0,86
12805 ± 1875
8617 ±1697,3
13,15 ± 19,81
2431,7 ± 387,53
703,72 ± 260,09
1062 ±446,62
12,75 ± 23,97
5,5 – 8,5
x
10
6
/µL
12 – 18g/dL
37 – 55%
60 – 77fl
32 – 36%
6.000- 17.000/µL
3000-11500/µL
0-300/µL
1000-4800/µL
150- 1350/µL
100-1250/µL
0-300/µL
* YSE indica extrato de Yucca schidigera
** indica Hospital Veterinário da Universidade Federal do Paraná
1 VCM indica Volume Corpuscular Médio
2 CHCM indica Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média
a,b - Médias seguidas de letras minúsculas diferentes na linha diferem entre si a 5% de significância.
A adição de 2g/Kg de extrato de Yucca schidigera (YSE) na ração diminuiu
(p<0,05) os parâmetros sanguíneos de hemácias e hematócrito quando comparados
aos animais que não receberam YSE. Esses resultados demonstram que pode ter
ocorrido perda de hemácias ou hemólise no tratamento com YSE e está de acordo
com COLES (1984). Por outro lado, LOWE e KERSHAW (1997b) não verificaram
alterações nas contagens hematológicas em cães beagles adultos alimentados com
YSE adicionada à ração na dose de 250 mg/kg. As saponinas esteróides, onde a
Yucca schidigera se classifica, têm sido reportadas por terem ação lítica nas
membranas das hemácias (FRANCIS et al., 2002). Porém, alguns autores afirmaram
(BARTHOLOMAI et al., 2000) que os efeitos tóxicos da Yucca em mamíferos ocorre
quando utilizada exclusivamente pela via intravenosa, sendo a toxicidade muito
menor por via oral, eles explicam este fato devido à dificuldade em ser absorvida
pela parede intestinal e penetrar na corrente sanguínea. RYAN e QUINN (1999)
afirmaram que saponina não é tóxica para cães quando ingerida por via oral, devido
à sua estrutura química, não sendo absorvida pelo trato digestivo. Nesse estudo foi
verificado a tendência de diminuição nos parâmetros de hemácia e hematócrito,
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40
porém permaneceram de acordo com os valores de referência, ressaltando a
necessidade de outros ensaios com o YSE nas rações para cães.
4.2.1 Conclusões do experimento II
A adição de extrato de Yucca schidigera na ração de cães não afeta os
parâmetros bioquímicos (proteínas plasmáticas totais, proteína total, albumina,
globulina, ALT, AST, fosfatase alcalina, uréia, creatinina, colesterol) nem as
concentrações de hemoglobina e leucograma.
A adição de extrato de Yucca schidigera na ração de cães pode ter ação
hemolítica, pois há uma tendência de diminuição nos parâmetros sangüíneos de
hemácias e hematócrito, contudo permanecendo dentro dos valores de referência,
quando utilizado a dose de 2g/Kg por 60 dias.
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41
REFERÊNCIAS
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FELDMAN, B. F.; ZINKL, J. G.; JAIN, N. C. , editors. Schalm’s Veterinary
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ANDRIGUETTO, J. M.; PERLY, L.; MINARDI, I.; GEMAEL, A.; FLEMMING, J. S.;
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