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AVALIAÇÃO DE ESTRESSE E DO
POTENCIAL FERMENTATIVO DE
ISOLADOS DE Saccharomyces NA
MICROVINIFICAÇÃO DA JABUTICABA
DÉBORA PEREIRA GUIMARÃES
2006
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DÉBORA PEREIRA GUIMARÃES
AVALIAÇÃO DE ESTRESSE E DO POTENCIAL FERMENTATIVO DE
ISOLADOS DE Saccharomyces NA MICROVINIFICAÇÃO DA
JABUTICABA
Dissertação apresentada à Universidade Federal
de Lavras como parte das exigências do
Programa de Pós-Graduação em Microbiologia
Agrícola para a obtenção do título de “Mestre”.
Orientadora
Profa. Dra. Rosane Freitas Schwan
LAVRAS
MINAS GERAIS - BRASIL
2006
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Ficha Catalográfica Preparada pela Divisão de Processos Técnicos
da Biblioteca Central da UFLA
Guimarães, Débora Pereira
Avaliação de estresse e do potencial fermentativo de isolados de
Saccharomyces na microvinificação da jabuticaba / Débora Pereira
Guimarães. -- Lavras : UFLA, 2006.
97 p. : il.
Orientadora: Rosane Freitas Schwan
Dissertação (Mestrado) – UFLA.
Bibliografia.
1. Saccharomyces. 2. Estresse. 3. Fermentação. 4. Fermentado. 5. Jabuticaba. I.
Universidade Federal de Lavras. II. Título.
CDD-663.13
DÉBORA PEREIRA GUIMARÃES
AVALIAÇÃO DE ESTRESSE E DO POTENCIAL FERMENTATIVO DE
ISOLADOS DE Saccharomyces NA MICROVINIFICAÇÃO DA
JABUTICABA
Dissertação apresentada à Universidade Federal
de Lavras como parte das exigências do
Programa de Pós-Graduação em Microbiologia
Agrícola para obtenção do título de “Mestre”.
APROVADA em 31 de maio de 2006.
Profa. Dra. Roberta Hilsdorf Piccoli UFLA
Profa. Dra. Vany Perpétua Ferraz UFMG
Profa. Dra. Rosane Freitas Schwan
UFLA
(Orientadora)
LAVRAS
MINAS GERAIS – BRASIL
2006
Aos meus pais,
DEDICO!
OFEREÇO!
Caio
,
João
,
Bruno
,
AGRADECIMENTOS
Ao Grande Arquiteto do Universo: Deus.
Ao meu esposo, João Borges e aos nossos filhos, Caio e Bruno, pelo
amor a mim dedicado.
A meus pais, Dilson e Dalva, pelo apoio e por compreenderem minha
ausência.
A meus irmãos, Marco Aurélio e Paulo Rogério, por compreenderem
minha ausência.
A meu carinhoso sobrinho Gabriel, irmã Jussara e cunhado Paulo, pelo
apoio, conselhos e incentivo, nas horas que mais precisamos.
À cunhada Sônia e sobrinhos, por fazerem parte de minha família.
A minha sogra Maria, cunhada Dalva, cunhado Paulo e sobrinho Paulo
Júnior, pelo carinho e apoio.
Aos queridos Sebastião, João, Djanira e Juvercina, pelo carinho e apoio
espiritual.
À professora Dra. Rosane Freitas Schwan, pela orientação, ensinamentos
e profissionalismo, desde minha chegada à UFLA. Obrigada pela oportunidade
para a realização de um dos meus sonhos.
Ao professor Dr. Eustáquio Souza Dias, pela acolhida, profissionalismo
e ajuda.
À professora Dra. Vany Ferraz, pela disponibilidade, auxílio prestado
nas análises de cromatografia gasosa e pela amizade.
Ao professor Dr. Romildo da Silva, pelos ensinamentos, amizade,
disponibilidade e humildade.
À Universidade Federal de Lavras, pela oportunidade de realização do
mestrado.
À Escola Agrotécnica Federal de Santa Teresa (EAFST), Santa Teresa,
ES, minha instituição de ensino, pela política de qualificação profissional de
seus servidores.
A todos os servidores da EAFST, que torceram pelo meu sucesso no
mestrado.
Aos amigos da EAFST, “Lacy” e Márcia, “Chico” Daleprane e
Marilene, Eduardo Ferreira e Ana Carla, Élio e Marita, e “Colombo”, pela
amizade e incentivos.
Ao casal de Santa Teresa, Dr. Rogério e “Lolô”, pela amizade e apoio.
Ao ex-diretor e ao atual diretor da EAFST, professores Marcus Vinícius
e Luís Marcari, por terem permitido minha saída para a realização do mestrado.
Ao casal amigo e colegas da EAFST, Márcio e Andressa, pelo apoio,
amizade e convivência em Lavras.
Ao cabo Nery e família, pela amizade, apoio e convivência em Lavras.
À amiga Márcia M. Tomizawa, pela amizade, companheirismo e
convivência em Lavras.
À amiga Soraia, pela amizade, carinho e presença nas horas mais
necessárias.
A Ivani, amiga incansável de todas as horas. A amiga Cidinha, pelo
carinho, atenção e ajuda. A amiga Magda, pelo sorriso atencioso e vontade de
sempre ajudar. As funcionárias da Ciência dos Alimentos, Creuza, Sandra e
Tina, pela amizade, disponibilidade e profissionalismo.
Aos colegas e ex-colegas de pós-graduação no DBI: João Borges,
Aramália, Fernanda, Míriam, Márcio, Ana Lúcia, Nina, Evânia, “Val”, Carla,
Félix, Euziclei, Gisele, Thaís, Sandra, Rômulo e Patrícia.
Aos alunos bolsistas de iniciação científica e estagiários do Laboratório
de Microbiologia (ordem alfabética): Ana Paula, Caio, Claudinha, Daniella,
Emerson, Gabriela, Luziane, Milena, Patrícia, Plínio e Whasley, pelo convívio e
amizade.
Aos amigos Rosane e Disney, Eustáquio e Cidinha, e todos os membros
da Igreja Maranata de Lavras, pelo apoio, solidariedade e amizade.
Aos amigos Luciano e Míriam.
Aos amigos Júlio e Rafaela.
A amiga Viviane Matiello, pela contribuição e ajuda prestada.
A vizinha Penha, pela amizade e ajuda.
Aos funcionários do DBI/UFLA, Lamartine, Irondina, Rafaela e Zélia.
A todos que, direta ou indiretamente, contribuíram para a realização
deste trabalho.
A todos, a minha gratidão!
BIOGRAFIA
DÉBORA PEREIRA GUIMARÃES, filha de Dylson Botelho Pereira
e Dalva Garcia Pereira, nasceu em Carangola, MG. Casada com João Borges
Guimarães e mãe de Bruno Pereira Guimarães e de Caio Pereira Guimarães.
Licenciada em Biologia pela Universidade Federal de Viçosa, Viçosa,
MG, em julho de 1985. Professora efetiva concursada do estado de Minas Gerais
(1986), atuando em Viçosa e Patos de Minas, lecionando Ciências e Biologia.
Especialista (lato-sensu) em Supervisão Escolar pela Universidade
Salgado de Oliveira, São Gonçalo, RJ (1996) e em Biologia pela Universidade
Federal de Lavras, Lavras, MG (1999). Em dezembro de 1994, tornou-se
professora efetiva da rede federal, por concurso público realizado pelo
MEC/Escola Agrotécnica Federal de São João Evangelista, MG. Há 11 anos
transferiu-se para a Escola Agrotécnica Federal de Santa Teresa, Santa Teresa,
ES, lecionando Biologia e Microbiologia.
Mestre em Microbiologia Agrícola pela Universidade Federal de Lavras,
com dissertação defendida em maio de 2006.
SUMÁRIO
Página
RESUMO GERAL......................................................................................... i
GENERAL ABSTRACT............................................................................... ii
CAPÍTULO 1................................................................................................. 01
1 Introdução geral.......................................................................................... 02
2 Referencial teórico...................................................................................... 04
2.1 Jabuticaba.................................................................................................
04
2.2 Fermentado de frutas............................................................................... 05
2.3 Fermentação alcoólica............................................................................. 06
2.4 Produtos primários e secundários da fermentação...................................
08
2.5 Importantes metabólitos provenientes do processo fermentativo............ 09
2.5.1 Etanol.................................................................................................... 11
2.5.2 Glicerol................................................................................................. 11
2.5.3 Álcoois superiores.................................................................................
12
2.5.4 Ácidos orgânicos...................................................................................
13
2.5.5 Ésteres.................................................................................................. 14
2.5.6 Aldeídos................................................................................................ 15
2.5.7 Cetonas................................................................................................. 16
2.5.8 Metanol................................................................................................. 16
2.6 Estresses em ambiente fermentativo........................................................ 17
2.7 Estresse osmótico..................................................................................... 19
2.8 Estresse etanólico.................................................................................... 20
2.9 Estresse oxidativo.................................................................................... 21
2.10 Defesas antioxidantes em Saccharomyces cerevisiae............................
22
2.11 Respostas adaptativas ao estresse em leveduras.................................... 25
3 Referências bibliográficas...........................................................................
27
CAPÍTULO 2 – Resistência aos estresses oxidativo, etanólico e osmótico,
por isolados de Saccharomyces.....................................................................
37
1 Resumo........................................................................................................
38
2 Abstract....................................................................................................... 39
3 Introdução................................................................................................... 40
4 Material e métodos......................................................................................
42
4.1 Leveduras................................................................................................. 42
4.2 Preparo da cultura estoque e condições de crescimento celular...............
43
4.3 Preparo do inóculo....................................................................................
43
4.4 Promoção do estresse oxidativo............................................................... 43
4.5 Promoção do estresse alcoólico................................................................
44
4.6 Promoção do estresse osmótico ...............................................................
45
4.7 Viabilidade celular................................................................................... 46
4.8 Análise estatística.....................................................................................
46
5 Resultados e discussão................................................................................ 47
5.1 Resistência ao estresse oxidativo............................................................. 47
5.2 Resistência ao estresse etanólico..............................................................
50
5.3 Resistência ao estresse osmótico............................................................. 54
6 Conclusões.................................................................................................. 58
7 Referências bibliográficas.......................................................................... 59
CAPÍTULO 3 – Potencial fermentativo de treze isolados Saccharomyces
na microvinificação da jabuticaba (Myrciaria jaboticaba).......................... 61
1 Resumo....................................................................................................... 62
2 Abstract....................................................................................................... 63
3 Introdução................................................................................................... 64
4 Material e métodos......................................................................................
66
4.1 Leveduras................................................................................................. 66
4.2 Condições de crescimento das leveduras................................................. 66
4.3 Coleta das frutas ...................................................................................... 66
4.4 Preparo do mosto para a fermentação...................................................... 67
4.5 Padronização do inóculo e sua adaptação................................................ 67
4.6 Inoculação dos frascos para fermentação................................................ 67
4.7 Amostragem............................................................................................ 68
4.8 Análises químicas e físicas...................................................................... 68
4.8.1 Determinação de proteína, umidade, extrato etéreo e cinzas................ 69
4.8.2 Análises cromatográficas: CG e HPLC................................................ 70
5 Resultados e discussão................................................................................ 72
5.1 Proteína, umidade, extrato etéreo e cinzas da jabuticaba.........................
72
5.2 Açúcares totais, açúcares redutores e açúcares não redutores................. 79
6 Conclusões...................................................................................................
94
7 Referências bibliográficas........................................................................... 95
i
RESUMO GERAL
GUIMARÃES, Débora Pereira. Avaliação de estresse e do potencial
fermentativo de isolados de Saccharomyces na microvinificação da
jabuticaba. Lavras: UFLA. 2006. 97p. Dissertação (Mestrado em Microbiologia
Agrícola)*.
Linhagens de levedura Saccharomyces são os principais agentes
responsáveis pela fermentação alcoólica. Essas leveduras adaptadas às condições
do mosto (fermentativas) ou em vias de adaptação (do laboratório) podem se
desenvolver sob vários desafios estressantes durante a vinificação. Os objetivos
deste trabalho foram avaliar o comportamento de treze isolados Saccharomyces
submetidos aos estresses osmóticos, oxidativo e etanólico e também avaliar a
performance desses isolados, durante a microvinificação da jabuticaba. As
leveduras CA 1162, CA 1186, VR-1, PE-2, SA-1 e BG foram menos resistentes
ao estresse oxidativo, na fase exponencial. Após atingir a fase estacionária, as
leveduras foram mais resistentes à atividade de H
2
O
2
. Os isolados CA 116, CA
1186 e SA-1 foram capazes de crescer e tolerar concentrações de 10% e 12% de
etanol, adicionado ao meio de cultura. Os estresses osmóticos foram realizados
com a adição de KCl 0,7M e 1,0M e as linhagens CA 1187, CA 1183, CAT-1,
VR-1, SA-1 e BG apresentaram resistências a ambas as concentrações de KCl.
Os 13 isolados foram capazes de fermentar o mosto de jabuticaba (Myrciaria
jaboticaba). As fermentações mais rápidas ocorreram com as cepas CA 1186 e
CA 1187, que terminaram a fermentação em 72 horas. A maior concentração de
ácido orgânico encontrada foi do ácido cítrico com 1,39g.100mL
-1
. O composto
volátil majoritário foi o etanol, na concentração de 10,07% (v/v), obtido com a
linhagem CA 1162.
*Orientadora: Professora Dra. Rosane Freitas Schwan - UFLA .
ii
GENERAL ABSTRACT
GUIMARÃES, Débora Pereira. Evaluation of stress and of the fermentative
potential of Saccharomyces isolates in the jaboticaba microvinification.
Lavras: UFLA. 2006. 97 p. Dissertation (Master in Agricultural Microbiology)*.
Strains of Saccharomyces yeast are the main agents responsible for
alcoholic fermentation. Those yeasts adapted to the conditions of the must
(fermentative) or to be about to adapting (laboratory ones) can develop under a
number of stressing challenges during vinification. The objectives of this work
were to evaluate the behavior of thirteen isolates Saccharomyces submitted to
the osmotic, oxidative and ethanol stresses and also to evaluate the performance
of those isolates during jaboticaba microvinification. The yeasts CA 1162, CA
1186, VR-1, PE-2, SA-1 and BG were less resistant to oxidative stress in the
exponential, but in the stationary phase all showed a marked resistance to H
2
O
2
.
After they had reached the stationary phase, the yeasts were more resistant to the
activity of H
2
O
2
. The isolates CA 116, CA 1186 and SA-1 were able to grow and
tolerate concentrations of 10% and 12% of ethanol added to the culture medium.
The stresses osmotic were performed with addition of KCl 0.7 M and KCl 1.0 M
and the strains CA 1187, CA 1183, CAT-1, VR-1, SA-1 and BG showed
resistance to both concentrations of KCl. The thirteen isolates were capable of
fermenting the must. The fastest fermentations occurred with CA 1186 and CA
1187 strains, which managed to ended the fermentation in 72 hours. The highest
concentration of organic acid found was that of citric acid with 1.39g.100mL
-1
;
and the major volatile compound was ethanol at the concentration of 10.07%
(v/v) produced by strain CA 1162.
*Adviser: Professor Dr. Rosane Freitas Schwan – UFLA.
1
CAPÍTULO 1
2
1 INTRODUÇÃO GERAL
As bebidas fermentadas apresentam-se como alternativas no
desenvolvimento de tecnologias para a obtenção de produtos derivados com
maior período de vida útil e maior valor agregado (Muniz et al., 2002). As
bebidas fermentadas, de frutas, constituem produtos promissores, devido à
tendência de aceitação em pesquisas de consumo, além de contribuírem para a
redução de perdas pós-colheita de frutos perecíveis (Sandhu & Joshi, 1995).
A jabuticaba (Myrciaria jaboticaba) é um fruto que pode fornecer ao
consumidor vários produtos de qualidade, como geléia, licor e também o
fermentado alcoólico. Na elaboração do vinho, a transformação do açúcar do
mosto em álcool ocorre pela ação metabólica das leveduras, entretanto, o
rendimento e a velocidade do processo dependem, entre outros fatores, da
linhagem de levedura empregada.
Os microrganismos são fundamentais no processo de vinificação. Para
entender a sua contribuição, é necessário conhecer a identificação taxonômica, o
seu comportamento e a cinética de crescimento de cada espécie associada ao
processo. A influência das práticas de vinificação sobre o crescimento e a
atividade dos microrganismos pode afetar a qualidade sensorial e a
aceitabilidade das bebidas fermentadas (Fleet, 1997).
As diferenças entre vinhos obtidos a partir de um mesmo mosto,
fermentados por distintas leveduras, em condições idênticas, devem ser
atribuídas aos produtos secundários formados durante a fermentação alcoólica.
As leveduras mais alcoolígenas, principalmente da espécie Saccharomyces
cerevisiae, produzem os teores mais elevados de álcoois superiores e ésteres,
porém, suas concentrações relativas são variáveis em função das linhagens que
podem imprimir um caráter particular ao aroma de diferentes vinhos (Silva &
Silva, 1987).
3
Importantes variabilidades no metabolismo de Saccharomyces cerevisiae
têm sido descritas e numerosos estudos mostraram que a escolha da linhagem
para conduzir o processo fermentativo pode determinar a qualidade do produto
final (Longo et al., 1992).
As células de leveduras, durante o processo fermentativo, são
submetidas a uma variedade de pressões, como biológicas, químicas e físicas,
usualmente conhecidas por estresse (Pataro et al., 1998). A habilidade para
conduzir a vinificação é largamente influenciada pela resposta das células de
leveduras a estas condições de estresse que as afetam durante a produção de
vinho (Carrasco et al., 2001).
No panorama brasileiro de fabricação de bebidas fermentadas de
jabuticaba, prevalece uma produção empírica e caseira. Por isso, estudos a
respeito da capacidade fermentativa e de tolerância ao estresse de isolados de
Saccharomyces cerevisiae possibilitam o controle do processo fermentativo e da
qualidade do produto, pela existência de um padrão tecnológico. Em vista dessas
considerações, o presente trabalho teve como objetivos:
1. avaliar o comportamento de 13 isolados de Saccharomyces submetidos aos
estresses: osmótico, oxidativo e etanólico;
2. avaliar a performance desses isolados de Saccharomyces durante a
microvinificação da jabuticaba.
4
2 REFERENCIAL TEÓRICO
2.1 Jabuticaba
A jabuticaba é nativa do Brasil, originária da região centro-sul, podendo
ser encontrada desde o estado do Pará até o Rio Grande do Sul, mas, é nos
estados de São Paulo, Rio de Janeiro, Minas Gerais e Espírito Santo que
ocorrem as maiores produções. Dentre as espécies conhecidas, destacam-se a
Myrciaria cauliflora (DC) Berg (jabuticaba paulista, jabuticaba-açu) e a
Myrciaria jabuticaba (Vell) Berg (jabuticaba-sabará) que produzem frutos
apropriados tanto para a indústria como para consumo “in natura”, devido às
suas características (Donadio, 1983; Matos, 1983).
As jabuticabeiras pertencem à família Myrtaceae (Donadio, 2000), são
árvores de tamanho médio, de copa globosa, com fruto do tipo baga, de
coloração roxa escura, com polpa esbranquiçada, doce, envolvendo de 1 a 4
sementes (Soares et al., 2001). A jabuticabeira-sabará produz frutos
classificados como bacilo globoso de 20 a 30mm de diâmetro, com polpa macia,
esbranquiçada, suculenta e de sabor subácido (Magalhães et al., 1996).
Segundo Donadio (2000), apesar de ainda ser considerada uma fruta de
pomares domésticos, a jabuticaba vem sendo comercializada na capital de São
Paulo, em cidades do interior daquele estado, bem como no interior de Minas
Gerais e Paraná. Dados obtidos dos boletins Ceagesp, do ano de 2002, atestam
sua comercialização. Naquele ano, de acordo com a Ceagesp, foram
comercializadas 2.250.000kg de jabuticaba (disponível em:
<http://www.todafruta.com.br/todafruta/ mostra_ conteudo.asp?conteudo=4508>
acesso em 07/05/2006). Soares et al. (2001) afirmam que esta fruta é muito
apreciada para a fabricação de geléias, vinhos e licores caseiros.
5
2.2 Fermentado de frutas
Segundo o Ministério da Agricultura, pelo Decreto nº 2.314 de
04/09/1997, o fermentado de frutas é a bebida com graduação alcoólica de
quatro a quatorze por cento em volume, a vinte graus Celsius, obtida da
fermentação alcoólica do mosto de fruta sã, fresca e madura (Brasil, 1997). A
denominação “vinho” é reservada para a bebida proveniente de uva, sendo
vedada sua utilização para produtos obtidos de outras matérias-primas, de
acordo com a Lei nº 7.678 (Brasil, 1988).
Prudêncio (1969) menciona que, teoricamente, qualquer fruto ou
vegetal comestível, que contenha umidade suficiente, açúcar e outros nutrientes
para as leveduras, pode servir como matéria-prima para a produção de bebidas
alcoólicas.
Diversos têm sido os frutos utilizados para a produção de bebidas
fermentadas. Tradicionalmente, são empregadas uvas e maçãs na obtenção de
bebidas fermentadas. Muitos países, principalmente os europeus, produzem
vinhos de frutas pelos mesmos processos de fabricação, sendo a maçã, a pêra, a
groselha, a framboesa e a cereja as mais utilizadas (Muniz et al., 2002). Dias et
al. (2001) mencionaram que a biotecnologia dos processos fermentativos,
principalmente os desenvolvidos para a produção de vinhos, pode ser usada,
analogamente, para a elaboração de fermentados de frutas. Nos países tropicais,
frutas como laranja, goiaba, abricó, abacaxi, manga (Sandhu & Joshi, 1995),
caju (Abreu, 2001), cajá (Dias et al., 2003), banana (Arruda et al., 2003) e kiwi
(Soufleros et al., 2001) fornecem fermentados bastante apreciados e saborosos.
Segundo Amaral (2004), ainda não se tem conhecimento do registro de
bebida fermentada, proveniente de jabuticaba, com controle durante a sua
elaboração e que uma definição tanto de cepas de leveduras apropriadas para a
fermentação, quanto do processo fermentativo, seria de extrema importância
para evitar desperdícios da fruta, gerar lucros e valorizar a fruticultura do nosso
6
país. Tal processo com controle de qualidade ainda não é verificado nos dias
atuais.
2.3 Fermentação alcoólica
A fermentação alcoólica é uma das principais fases durante a produção
de vinho, sendo, na maioria das vezes, conduzida por leveduras da espécie
Saccharomyces cerevisiae (Ivorra et al., 1999). Essa fermentação é um processo
de catabolismo anaeróbico de compostos orgânicos presentes no substrato e
gerador de energia (Stanbury et al., 1995).
O processo fermentativo tem início com a oxidação da glicose a ácido
pirúvico por meio de da via Embden-Meyerhof, em que enzimas glicolíticas
catalisam a quebra da glicose em dois açúcares de três carbonos. Estes açúcares
são convertidos por oxidação, a duas moléculas de piruvato por meio de 10
reações catalisadas por diferentes enzimas (Tortora, 2002).
Nos organismos capazes de realizar fermentação alcoólica, o piruvato
perde dióxido de carbono produzindo acetaldeído, sendo reduzido a etanol
(Campbell, 2003). As leveduras são os microrganismos mais importantes na
obtenção do álcool por via fermentativa (Lima et al., 2001) e a levedura
Saccharomyces cerevisiae é o principal microrganismo utilizado na produção de
bebidas alcoólicas (Reed & Nagodawithana, 1991), devido à sua atividade álcool
desidrogenase (ADH) (Okamura-Matsui et al., 2003).
Saccharomyces cerevisiae produz, além de etanol e gás carbônico,
outros produtos da fermentação alcoólica, como acetaldeído, glicerol, 2,3
butilenoglicol, ácido lático, ácido succínico, ácido cítrico, ésteres e, em
pequenas proporções, álcoois superiores e ácidos carboxílicos (Hashizume,
2001).
7
O etanol e o dióxido de carbono produzidos pelas leveduras, durante o
processo fermentativo, são produtos de excreção, sem utilidade metabólica para
a célula em anaerobiose. O objetivo metabólico da levedura é gerar uma forma
de energia, como adenosina trifosfato (ATP), que será empregada na realização
de diversas atividades fisiológicas, como absorção e excreção, dentre outros e
biossínteses necessárias à manutenção da vida, crescimento e multiplicação,
perpetuando, assim, sua espécie (Lima et al., 2001).
Durante o processo fermentativo, do mosto de fruta, pode-se observar
uma fase tumultuosa ou fase de fermentação vigorosa, caracterizada por
desprendimento de dióxido de carbono e aumento da temperatura. Nesta fase, as
taxas de glicólise são altas (Kunkee & Bisson, 1993) e novas substâncias são
produzidas como álcool etílico, que aparece em maior quantidade (Rosier,
1995). Segundo Kunkee & Bisson (1993), a existência de uma fase lenta da
fermentação, com diminuição da liberação de gás carbônico, é marcada pela
reduzida efervescência.
O processo fermentativo sofre interferência de diversos fatores, como
físicos, químicos e microbiológicos. Esses fatores afetam o rendimento
fermentativo, levando à maior formação de produtos secundários e biomassa
(Lima et al., 2001). Segundo Fleet & Heard (1993), a temperatura constitui um
dos mais importantes parâmetros para o desenvolvimento da fermentação
alcoólica, podendo afetar a cinética do processo, em termos de duração e taxa de
fermentação, bem como a qualidade final do vinho, isto é, a produção de
metabólitos secundários. Vinhos produzidos a baixas temperaturas (10ºC a
15°C) são conhecidos por desenvolver características peculiares de gosto e
aroma (Feuillat et al., 1997) e, quando associadas a uma lenta taxa de
fermentação, favorecem a retenção de compostos voláteis desejáveis (Flett,
1997). Outra interferência é a formação de flocos de leveduras e conseqüente
sedimentação das mesmas, ficando menos disponíveis para o consumo dos
8
açúcares do mosto. A floculação dificulta a conversão do açúcar em etanol
porque, para uma máxima conversão de açúcar em etanol e CO
2
, é essencial que
as leveduras permaneçam suspensas no líquido de fermentação e não floculadas
(Rose, 1980).
Durante o processo fermentativo, a proliferação de espécies de leveduras
reflete na qualidade organoléptica do vinho, devido à produção de diferentes
concentrações de alguns compostos, como glicerol, ésteres, acetoina e álcoois
superiores (Romano et al., 1996). Assim, na ausência de oxigênio, o
metabolismo celular de leveduras pode ser alterado deslocando o processo
fermentativo em favor da produção de compostos do aroma (Valero et al., 2002).
As principais substâncias presentes no aroma dos vinhos são formadas durante a
fermentação de leveduras (Stashenko et al., 1992). Segundo Riponi et al. (1997),
a grande diferença na produção de compostos voláteis é devido às espécies de
leveduras e, dentro de cada espécie, às diferentes linhagens
2.4 Produtos primários e secundários da fermentação
Durante a fermentação para a produção de bebidas alcoólicas, leveduras
rendem não somente etanol, como principal produto, mas também uma
variedade de produtos secundários que contribuem significantemente para as
propriedades sensoriais dos vinhos (Lambrechts & Pretorius, 2000). Essa
possibilidade surge devido à presença de rotas metabólicas alternativas, àquela
da produção de etanol. Propicia a formação de produtos relacionados, direta ou
indiretamente, com a adaptação, a sobrevivência e com a produção de materiais
necessários à produção de biomassa. Como exemplo, têm-se polissacarídeos,
lipídeos, proteínas, ácidos nucléicos e outros (Lima et al., 2001).
Demain (2000) define metabólitos primários como pequenas moléculas
intermediárias ou produtos finais das vias do metabolismo intermediário que
9
atuam como blocos construtores de moléculas essenciais ou são convertidos em
coenzimas. Já os metabólitos secundários, sem função no crescimento, seriam
moléculas essenciais para a sobrevivência dos organismos que as produzem e
estruturalmente derivados dos produtos do metabolismo primário. Segundo
Lambrechts & Pretorius (2000), a produção de metabólitos secundários varia
com as espécies e linhagens de leveduras.
Os metabólitos primários são produzidos durante a fase logarítmica de
crescimento dos microrganismos, ou seja, na fase exponencial de crescimento
celular. Os metabólitos secundários, entretanto, não são produzidos até que o
microrganismo tenha completado toda sua fase de crescimento logarítmico e
tenha iniciado a fase estacionária do ciclo de crescimento (Tortora, 2002).
Os metabólitos secundários não estão diretamente envolvidos com o
suprimento energético da célula nem com seus componentes estruturais e,
freqüentemente, não aparentam valor para os fungos (Moore-Landecker, 1996).
2.5 Importantes metabólitos provenientes do processo fermentativo
O esquema de formação dos principais compostos em processos
fermentativos encontra-se na Figura 1.
A levedura Saccharomyces é um microrganismo de metabolismo
aeróbio facultativo, ou seja, possui a habilidade de se ajustar metabolicamente,
tanto em condições de aerobiose como de anaerobiose (ausência de oxigênio
molecular). Os produtos finais da metabolização do açúcar irão depender das
condições ambientais em que a levedura se encontra. Enquanto uma porção do
açúcar é transformada em biomassa, CO
2
e H
2
O em aerobiose, a maior parte é
convertida em etanol e CO
2
em anaerobiose, processo denominado de
fermentação alcoólica (Lima et al., 2001).
10
FIGURA 1 Esquema simplificado da formação de compostos em processos
fermentativos (Fonte: Dias, 2001).
GLICOSE
ACETIL-CoA
Acetaldeído
LACTATO
PIRUVATO
Fosfoenolpiruvato
2 Fosfoglicerato
3 Fosfoglicerato
1,3 Difosfoglicerato
Gliceraldeído 3-fosfato
Frutose 1,6-bifosfato
Frutose 6-fosfato
Glicose 6-fosfato
ETANOL
ATP
Pi
ATP
ATP
2H
Pi
2H
CO
2
CoA
2H
2H
CoA
ATP
α-Acetolactato
2,3-Diidroxiisovalerato
α-Oxoisovalerato
Valina
α-Cetoisovalerato
Diacetil
Isobutanol
Acetoína
Isoamílico
Amílico
Propanol
Leucina
Isoleucina
2,3-Butenodiol
Treonina
Ácido propiônico
Isocitrato
2-Oxoglutarato
Fumarato
Malato
Oxaloacetato
Citrato
Cis-Aconitato
Succinil-CoA
Succinato
Glicerol 3-fosfato
Diidroxicetona fosfato
GLICEROL
2H
2H
ATP
Pi
α-Cetoisocaproato
α-Ceto β-metilvalerato
α-Cetobutirato
ACETATO
Manose
Frutose
Manose 6-fosfato
TREALOSE
GLICOGÊNIO
Trealose-fofato
UDP-Glicose
Acil-CoA
ÉSTERES
Ciclo de Krebs
GLICOSE
ACETIL-CoA
Acetaldeído
LACTATO
PIRUVATO
Fosfoenolpiruvato
2 Fosfoglicerato
3 Fosfoglicerato
1,3 Difosfoglicerato
Gliceraldeído 3-fosfato
Frutose 1,6-bifosfato
Frutose 6-fosfato
Glicose 6-fosfato
ETANOL
ATP
Pi
ATP
ATP
2H
Pi
2H
CO
2
CoA
2H
2H
CoA
ATP
α-Acetolactato
2,3-Diidroxiisovalerato
α-Oxoisovalerato
Valina
α-Cetoisovalerato
Diacetil
Isobutanol
Acetoína
Isoamílico
Amílico
Propanol
Leucina
Isoleucina
2,3-Butenodiol
Treonina
Ácido propiônico
Isocitrato
2-Oxoglutarato
Fumarato
Malato
Oxaloacetato
Citrato
Cis-Aconitato
Succinil-CoA
Succinato
Glicerol 3-fosfato
Diidroxicetona fosfato
GLICEROL
2H
2H
2H
2H
ATP
Pi
ATP
Pi
α-Cetoisocaproato
α-Ceto β-metilvalerato
α-Cetobutirato
ACETATO
Manose
Frutose
Manose 6-fosfato
TREALOSE
GLICOGÊNIO
Trealose-fofato
UDP-Glicose
Acil-CoA
ÉSTERES
Ciclo de Krebs
11
2.5.1 Etanol
O etanol é um composto formado por meio da via Embden-Parnas
(EMP), ou via glicolítica (Campbell, 2003), a partir da união de ácido pirúvico
com a coenzima tiamina difosfato (TPP) produzindo um complexo denominado
de piruvato ativado que, descarboxilado, origina o complexo acetaldeído
ativado, o qual é quebrado para formar acetaldeído e TPP. O acetaldeído é
reduzido a álcool etílico recebendo íons hidrogênio da nicotinamida adenina
dinucleotídeo fosfato reduzida (NADPH) (Moore-Landecker, 1996).
A concentração de etanol determina a viscosidade dos vinhos e atua
também como um fixador do aroma (Avakyants et al., 1981). Ele é produzido
durante a fermentação alcoólica numa concentração ao redor de 12% a 15%
(v/v) (Aranda et al., 2002).
Segundo Carlile et al. (2001), o etanol é o principal produto do
metabolismo das leveduras e pode ser inibitório de seu crescimento em
concentrações elevadas. A levedura Saccharomyces cerevisiae pode tolerar uma
concentração máxima de álcool de 10% a 12% (v/v). Entretanto, a tolerância ao
etanol varia consideravelmente, de acordo com as linhagens de leveduras
(Kenkee & Bisson, 1993).
2.5.2 Glicerol
O glicerol é um importante constituinte do vinho, sendo produzido na
fermentação alcoólica, na proporção de 5g.L
-1
a 10g.L
-1
(Hashizume, 2001). O
glicerol, formado durante a elaboração de vinhos por leveduras, é conhecido por
causar “off-flavour” em bebidas alcoólicas e por desempenhar um importante
papel no aroma e “bouquet” de vinhos (Brandolini et al., 2002).
Este composto é produzido por redução de diidroxiacetona fosfato a
glicerol-3-fosfato que é, então, desfosforilado para produzir glicerol (Estruch,
12
2000). Segundo Ohmiya et al. (1997), o glicerol é sintetizado no citossol de
leveduras Saccharomyces cerevisiae a partir do intermediário glicolítico
dihidoxiacetona fosfato em duas etapas que são catalisadas por glicerol-3-fosfato
desidrogenase (Gpd) e glicerol-3-fosfatase (Gpp), respectivamente. A formação
do glicerol está acoplada à manutenção do equilíbrio redox celular e se constitui
no mais abundante dos compostos secundários da fermentação (Lima et al.,
2001). Em condições anaeróbicas, o glicerol é formado para reoxidar o
composto nicotinamida adenina dinucleotídeo reduzida (NADH), formado no
anabolismo e sínteses de ácidos orgânicos.
O metabolismo do glicerol em célula de levedura é afetado por fatores
de crescimento, como substrato e concentração inicial do substrato, temperatura,
pH, taxa de inoculação, taxa de aeração e fonte de nitrogênio, dentre outros.
Aumentando a concentração inicial de açúcar, a produção de glicerol também
aumenta, em função do estresse osmótico (Yalçin & Ozbas, 2004).
2.5.3 Álcoois superiores
Os álcoois superiores podem ser produzidos diretamente a partir da
fermentação de açúcar ou pelo catabolismo de aminoácido (Giudici et al., 1990).
Estes compostos, bem como outras substâncias voláteis, influenciam
extremamente as propriedades aromáticas de vinhos (Bertolini et al., 1996). A
combinação de concentrações elevadas de acetato, ésteres e pequenas
concentrações de álcoois superiores aperfeiçoa a qualidade de vinhos,
produzidos a baixas temperaturas (Argirion et al., 1996).
Rapp & Versini (1991) relataram que a concentração total de álcoois
superiores abaixo de 300mg.L
-1
contribuiu para a complexidade de aromas
agradáveis do vinho. Entretanto, quando sua concentração ultrapassou a
400mg.L
-1
, estes compostos foram considerados como um fator negativo para a
13
sua qualidade. A concentração total de álcoois superiores pode ser afetada por
vários fatores, como condições climáticas, composição do mosto, temperatura e
procedimentos fermentativos.
Durante o processo fermentativo, as leveduras produzem, naturalmente,
álcoois de alto peso molecular, como n-propanol, álcool isoamílico, álcool
amílico, álcool isobutílico e 2-fenetil álcool (Bertolini et al., 1996). O 2-fenetil
álcool é citado como uma substância que apresenta agradável odor de rosa e
pode ser considerado como um atributo positivo para o vinho, quando presente
em baixa concentração. Os álcoois isobutílico e isoamílico são considerados
indesejáveis nos vinhos. Segundo Hashizume (2001), os álcoois superiores
sempre encontrados nos vinhos são: 1-propanol, 1-butanol, 2-butanol, 2-
metilpropanol, 2-metil-1-butanol, 1-pentanol e 1-hexanol.
2.5.4 Ácidos orgânicos
Nos vinhos, os principais ácidos orgânicos provenientes da uva são o d-
tartárico, l-málico e l-cítrico e os principais provenientes da fermentação são
succínico, lático e acético. A maior parte dos ácidos orgânicos no vinho
encontram-se na forma livre, constituindo a acidez total (Hashizume, 2001).
Os ácidos tartárico e málico são encontrados no mosto em proporções
acima de 90% dos ácidos presentes e em vinhos que não desenvolveram
fermentação malolática, representando, assim, os ácidos de maior contribuição
para a acidez do vinho (Dartiguenave et al., 2000).
A acidez é um dos mais importantes parâmetros organolépticos em
vinhos e deve-se, principalmente, à presença de ácidos orgânicos fracos.
Praticamente todos estes ácidos encontrados em vinho estão presentes na uva e
uma pequena quantidade deles é produzida durante a fermentação alcoólica,
como o ácido succínico e o acético. A concentração desses ácidos depende de
14
fatores como a natureza do mosto, da atividade microbiana desenvolvida pela
linhagem de levedura e das práticas enológicas envolvidas no processo de
produção do vinho (Ramon-Portugal et al., 1999).
Esses ácidos estão em equilíbrio com outros sais, atuando como tampão
e mantendo o pH dos vinhos de 2,9 a 4, justificando seu importante papel
biotecnológico, em fermentações industriais (Dartiguenave et al., 2000). O
crescimento ativo de leveduras acidifica o meio devido à secreção de prótons
durante o transporte de nutrientes, secreção direta de ácidos orgânicos e
desenvolvimento progressivo de CO
2
(Walker, 1998). As alterações no pH do
meio de cultura podem afetar o pH das células de leveduras e seu metabolismo,
durante a fermentação do vinho. Assim, é muito importante a presença dos
ácidos no sistema tamponante do mosto de vinho (Torija et al., 2003).
2.5.5 Ésteres
Os ésteres são produzidos por leveduras durante a fermentação alcoólica
em uma reação entre álcoois e acetil-CoA catalisada por álcool acetil transferase
e outras enzimas (Zohre & Erten, 2002). Eles estão presentes em pequenas
quantidades em uvas, mas, sua formação é paralela à formação do etanol. O
aroma básico dos vinhos tem sido atribuído a: quatro ésteres, como etil acetato,
isoamil acetato, etil caproato e caprilato; a dois álcoois, como o isobutílico e
isoamílico, e acetaldeído. Os demais compostos presentes somente atenuam o
aroma básico (Avakyants et al., 1981).
Para a fermentação de vinhos, acreditava-se que os ésteres produzidos
contribuíam significativamente para o desejado aroma (Rapp & Mandery, 1986).
Segundo Fujii et al. (1994), o “flavour”, característico de frutas em vinhos e de
outras bebidas alcoólicas derivadas de uva, é, primeiramente, devido a uma
mistura de hexil acetato, etil caproato e etil caprilato (aroma semelhante ao da
15
maçã), isoamil acetato (aroma semelhante à banana) e 2-feniletil acetato
(“flavour” de flor e fruta). Em Saccharomyces cerevisiae, a álcool acetil
transferase (AATase), codificada pelo gene ATF1, constitui-se em uma
importante enzima para a formação de ésteres de acetato. Observa-se, também,
que sua atividade é fortemente reprimida, sob condições altamente aeróbicas,
pela adição de ácidos graxos insaturados no meio de cultura (Fujii et al., 1997).
A influência do etil acetato no aroma pode ser negativa, em
concentrações maiores que 150mg.L
-1
, ao passo que, em concentrações menores
de 50mg.L
-1
, ele pode aumentar a complexidade do vinho (Fraile et al., 2000).
Durante a fermentação, as leveduras produzem ésteres de cadeia longa e
curta. As temperaturas mais baixas favorecem a formação de ésteres de cadeia
curta, que apresentam aroma de fruta. As temperaturas mais altas favorecem a
formação dos ésteres de cadeia longa (Ough, 1996).
2.5.6 Aldeídos
O aldeído encontrado em maior quantidade nos vinhos é o acetaldeído,
cuja concentração pode chegar a 300mg.L
-1
(Maarse & Vischer, 1989). Esse
composto é responsável por 90% do total dos aldeídos, sendo formado pela
descarboxilação do piruvato. Representa, assim, um importante produto
secundário da fermentação de vinho (Ciani, 1997).
Segundo Suomalanien & Lehtonen (1979), os aldeídos são considerados
os mais importantes compostos do aroma em vinhos, por causa do seu baixo
valor de concentração mínima (“threshold”). O acetaldeído é altamente volátil e,
quando presente em excesso, produz coloração verde não desejável na bebida e
aroma de maçã. Este composto é usualmente mascarado na bebida pela adição
de dióxido de enxofre (SO
2
) (Osborne et al., 2000).
16
2.5.7 Cetonas
O diacetil (2,3-butanodiona) é produzido durante a fermentação
alcoólica e malolática, representando um importante composto do “flavour”, no
vinho. A sua concentração varia de 0,05mg.L
-1
a 4,1mg.L
-1
(Etievant, 1991).
Esse composto, quando presente na bebida, em alta concentração, pode dar um
aroma de manteiga ao vinho, estando sua presença associada à bactéria ácido
lática, que promove a fermentação malolática (Rankine et al., 1969).
O diacetil é acumulado durante a fermentação alcoólica como um
resultado da descarboxilação da α-acetolactato, um composto sintetizado por S.
cerevisiae e excretado da célula para o meio fermentativo (Suomalainen &
Ronkainen, 1968). Altas concentrações de diacetil são algumas vezes
quantificadas em vinhos não maloláticos (Rankine et al.,1969), devido às
grandes adições de SO
2
e ou à remoção de S. cerevisiae, por centrifugação,
imediatamente após o final da fermentação alcoólica (Martineau et al., 1995).
A acetoina é formada, durante fermentação, pela atividade de bactéria
ácido lática e leveduras. Sua quantidade é variável no vinho e fica próxima de
80mg.L
-1
(Romano & Suzzi, 1996).
2.5.8 Metanol
Concentrações de metanol estão normalmente presentes em vinhos. É
um álcool proveniente da hidrólise da pectina e seu teor varia de 0 a 635mg.L
-1
,
com a média ficando em 100mg.L
-1
. Os vinhos obtidos pela adição de enzima
pectinolítica ao mosto, por fermentação em tinto ou com casca e vinhos obtidos
por maceração prolongada, da casca de uvas, têm o seu teor de metanol
aumentado. A pectina é um composto formado pela associação de centenas de
moléculas de ácido galacturônico, possuindo fragmentos de moléculas de
17
metanol, as quais são liberadas durante o processo fermentativo (Hashizume,
2001).
2.6 Estresses em ambiente fermentativo
Durante a vinificação, as células de leveduras estão sujeitas a diversas
condições de estresse e sua sobrevivência depende de sua habilidade para
adaptar-se, rapidamente, a essas mudanças ambientais. A principal mudança que
as leveduras enfrentam é o progressivo decréscimo na concentração de
nutrientes essenciais. Isso leva a um permanente ajuste da genética e da
maquinaria metabólica celular. Contudo, a vinificação inclui outras condições de
estresse: baixo pH, estresse osmótico (devido ao alto teor de açúcar no mosto),
limitação de nitrogênio, aumento na concentração de etanol e escassez de
carbono no final do processo (Ivorra et al., 1999).
A resposta celular contra condições ameaçadoras, tais como altas
temperaturas, estresse osmótico e estresse oxidativo, inclui diversas linhas de
defesa (Martinez-Pastor et al., 1996). Para lutar contra os efeitos deletérios do
estresse, as células desenvolveram uma rápida resposta molecular para reparar as
mudanças e protegê-las contra posteriores exposições à mesma ou outras formas
de estresse (Estruch, 2000). Essa rápida resposta consiste de componentes
protetores, de baixo peso molecular, como trealose e proteínas reparadoras de
sistemas, os quais são necessários para sobrevivência imediata (Martinez-Pastor
et al., 1996). A seguir, inicia-se a ativação de sistemas de transdução de sinais,
que dispara eventos secundários, como ativação de atividades enzimáticas pré-
existentes e indução de transcrição de genes codificadores de fatores, com
funções protetoras (Martinez-Pastor et al., 1996). Esse mecanismo molecular,
induzido, sobre células expostas a condições adversas, é comumente designado
de mecanismo de resposta ao estresse. O objetivo deste mecanismo é proteger a
18
célula dos efeitos destrutivos provocados pelo estresse e reparar quaisquer
prejuízos moleculares, conduzindo ao ajustamento do metabolismo e outros
processos celulares para um novo estado (Marger & Hohmann, 1997). Segundo
esses mesmos autores, a resposta ao estresse não só resulta em reparo dos danos
que tenham ocorrido, mas também conduzem a uma aquisição de tolerância a
estresse e, dessa maneira, estabelece mecanismos que previnem a ocorrência de
danos. A exposição a um suave estresse provoca melhor resistência a severo
estresse. Assim, como resultado da resposta ao estresse, a célula produz uma
série de proteínas em diferentes quantidades e atividades antes da exposição ao
estresse.
Carrasco et al. (2001) conduziram um estudo de resistência a estresse em
14 linhagens comerciais de S. cerevisiae, analisando sua resistência a estresse
oxidativo, choque térmico, hiperosmótico, etanol e inanição de glicose, e
também examinou a expressão de genes codificadores de proteínas Hsp 12p e
Hsp104p sob estas condições. Os resultados obtidos mostraram que as leveduras
comerciais de vinho foram mais tolerantes a estas condições de estresse, quando
comparadas às linhagens de laboratório.
Segundo Ivorra et al. (1999), as diversas condições de estresse (choque
térmico, etanol, osmótico e estresse por inanição de glicose) analisadas em três
leveduras comerciais de vinho indicaram uma relação entre resistência e vigor
fermentativo, quando as menos resistentes mostraram problemas em conduzir a
fermentação sob condições subótimas. Esses resultados apontam para a
importância de se conhecer o comportamento das leveduras para o processo
fermentativo, pois, inevitavelmente, durante este processo, as células estarão
sujeitas a um ou mais condicionantes de estresse.
Segundo Zuzuarregui & Olmo (2004), o estresse oxidativo, estresse
osmótico e estresse ao etanol são importantes condições durante a produção de
biomassa e fermentação alcoólica. Esses autores analisaram o comportamento
19
fermentativo de 14 linhagens comerciais e não comerciais em diversos meios
sintéticos. De acordo com os dados obtidos, estas linhagens foram classificadas
em três grupos, dependendo da efetivação do processo fermentativo: grupo 1 -
linhagens capazes de completar a fermentação em diversos mostos sintéticos;
grupo 2 - linhagens incapazes de completar a vinificação, o que leva a uma baixa
quantidade de açúcar residual no produto final e grupo 3 - linhagens incapazes
de completar a vinificação e com baixo consumo de açúcar. A resistência dessas
linhagens a diversas condições de estresse também foi determinada, sob
condições de crescimento em laboratório. O estabelecimento de uma correlação
entre os grupos baseados no comportamento fermentativo e resistência a
diversas condições de estresse, especialmente oxidativo e etanólico, foi
determinado indicando uma clara relação entre resistência a estresse e
comportamento fermentativo, trazendo possibilidades do uso desta informação
como um critério de futura seleção de leveduras de vinho.
2.7 Estresse osmótico
O estresse osmótico é uma condição desfavorável para as células de
leveduras, ocorrendo no início da vinificação (Carrasco et al., 2001), devido à
alta concentração de açúcar do mosto (Aranda et al., 2002).
Um controle da quantidade de água é essencial para todo tipo de célula.
Quando as leveduras são expostas a choque hiperosmótico, a perda de água
citoplasmática ocorre e diversos mecanismos são iniciados para contrapor-se a
desidratação da célula, protegendo as estruturas celulares (Estruch, 2000).
Os mais efetivos solutos osmoreguladores em leveduras são poliálcoois,
particularmente o glicerol. As células de leveduras Saccharomyces cerevisiae,
quando tratadas com NaCl, respondem a estas mudanças no potencial osmótico
do meio com aumento intracelular de K
+
, Na
+
, glicerol e trealose. Na presença
20
de reduzido potencial de água, muitas leveduras têm capacidade,
preferencialmente, para reter e ou induzir a síntese de glicerol, a fim de controlar
o potencial intracelular do meio e, assim, controla o efeito deletério da
desidratação da célula. As mudanças na pressão osmótica externa da célula
induzem mudanças correspondentes na expressão de certos genes em levedura,
os quais estão envolvidos no controle dos níveis de solutos como o glicerol
(Walker, 1998). Esse procedimento constitui um indicativo de que o glicerol é
produzido e acumulado na célula de levedura como uma resposta ao estresse
osmótico.
Saccharomyces cerevisiae e outras leveduras têm sido testadas para
produção de glicerol sob estresse osmótico e observou-se que os isolados dessa
levedura exibiram um alto nível de tolerância osmótica e alto rendimento em
glicerol (Petrovska et al., 1999).
Segundo Sharma (1997), o efeito do estresse salino na resistência ao
etanol, em células de Saccharomyces cerevisiae, evidencia que as células
crescidas sob condições hipersalinas apresentam um aumento na concentração
de trealose. Este aumento na concentração de trealose pode contribuir para a
sobrevivência das células sob condições estressantes e, assim, potencializar a
capacidade das leveduras de resistir a concentrações tóxicas de etanol.
2.8 Estresse etanólico
O estresse ao etanol é, provavelmente, uma das mais interessantes
condições para análise, já que um critério tradicional usado para a seleção de
linhagens de leveduras do vinho é a tolerância ao etanol, haja vista as altas
concentrações desse álcool durante a vinificação (Carrasco et al., 2001).
O etanol pode afetar o crescimento microbiano, a viabilidade celular e
os parâmetros da fermentação. Assim, a definição de tolerância ao etanol é
21
depende de saber qual parâmetro está sendo estudado (D’Amore & Stewart,
1987). As medidas de tolerância ao etanol por leveduras têm envolvido também
a determinação do efeito do etanol sobre habilidade fermentativa: a habilidade
para fermentar glicose quando se mede a produção de CO
2
e a capacidade
fermentativa como a quantidade máxima de etanol produzido durante a
fermentação (Mishra & Kaur, 1991).
Um método muito empregado para determinar tolerância ao etanol
envolve a supressão do crescimento celular na presença do álcool (D’ Amore &
Stewart, 1987). Pina et al. (2004) comentaram que, devido à simplicidade desse
método, este se constitui num teste atrativo para separar grande número de
linhagens por sua capacidade de tolerância ao etanol.
As altas concentrações de etanol têm um efeito prejudicial sobre
proteínas, bicamada fosfolipídica e outros componentes celulares (Rose, 1993).
Em conseqüência disso, há uma limitação do crescimento do microrganismo e
de sua atividade metabólica, bem como do rendimento desse álcool (Guerzoni et
al., 1994). Essas influências prejudiciais do etanol sobre o crescimento,
viabilidade e fermentação de S. cerevisiae são largamente explicadas em função
de seus efeitos nos processos associados à membrana (Rose, 1993).
Segundo Alexandre & Charpentier (1998), os efeitos tóxicos do etanol
para as células de Saccharomyces cerevisiae envolvem modificação na
composição lipídica da membrana, redução da atividade metabólica, inibição do
transporte de glicose para o interior da célula, inibição do crescimento,
viabilidade e supressão na formação de produtos.
2.9 Estresse oxidativo
O estresse oxidativo é uma condição desfavorável que afeta leveduras
durante a produção de biomassa (Carrasco et al, 2001), sendo importante
22
também quando células de leveduras são inoculadas no mosto (Zuzuarregui &
Olmo, 2004).
Quando em crescimento aeróbico, as leveduras têm que contrapor com a
geração de espécies reativas de oxigênio (ERO), como peróxido de hidrogênio
H
2
O
2
, radical hidroxila (HO
-
) ou ânions superóxido (O
2
--
). Essas espécies são
geradas por processos metabólicos de respiração ou β-oxidação de ácidos
graxos, bem como por exposição a pro-oxidantes, como H
2
O
2
ou metal pesado
(Estruch, 2000). Gordon et al. (1999), usando gel de eletroforese, identificaram
167 proteínas, cuja expressão muda com o tratamento de H
2
O
2
, incluindo muitas
delas em atividades antioxidantes das leveduras.
Os radicais superóxidos e peróxido de hidrogênio não são muito
reativos, mas eles podem ser convertidos a radicais hidroxilas, que são oxidantes
muito fortes, pela reação Haber-Weiss (H
2
O
2
+ O
2
-
→ OH + OH
--
+ O
2
). Esta
reação é catalisada por transição de metais como ferro e cobre (Soares Netto,
2001).
Devido à natureza destrutiva das EROs, os organismos, crescendo
aerobicamente, têm desenvolvido mecanismos para proteger seus componentes
celulares contra oxidantes, o qual envolve a síntese e a ativação de protetores
enzimáticos ou moleculares (Stephen et al., 1995).
2.10 Defesas antioxidantes em Saccharomyces cerevisiae
A levedura Saccharomyces cerevisiae apresenta uma variedade de
mecanismos de defesa contra danos oxidativos, como atividades enzimáticas,
presença de antioxidantes, seqüestradores de metais e diversos mecanismos de
reparação (Maris et al., 2001).
Caso as espécies reativas de oxigênio escapem dos prévios sistemas de
defesa, estas podem atingir biomoléculas, provocando lesões oxidativas. Tais
23
lesões podem ser reparadas por vários sistemas, em que a maioria age sobre o
DNA, enquanto alguns atuam sobre as proteínas e lipídeos (Soares Netto, 2001).
O ânion superóxido é um produto secundário do metabolismo aeróbico,
o qual é pouco reativo, mas serve como precursor de espécies reativas de
oxigênio. Essas espécies são altamente reativas e deletérias, incluindo o radical
hidroxila (Maris et al., 2001).
O peróxido de hidrogênio pode ser catabolizado pelas catalases e
peroxidases. Em leveduras, a resistência a peróxido tem sido associada a níveis
intracelulares de glutationa (GSH) (Izawa et al., 1995), implicando num
importante papel da glutationa peroxidase (GPx), também nesses organismos. A
utilização de GSH resulta na sua interconversão para formar glutationa oxidada
(GSSG), a qual é reciclada para sua forma reduzida pela GSSG-redutase na
presença de NADPH (Maris, 2000).
Lee et al. (1999) relataram que a superóxido dismutase desempenha
importante papel na proteção de organismos aeróbios contra danos oxidativos.
As superóxido dismutase (SOD) são enzimas que fazem a dismutação do radical
superóxido a peróxido de hidrogênio. A levedura S. cerevisiae contém a Mn-
SOD, produto do gene SOD2, localizada na matriz mitocondrial e CuZn-SOD,
produto do gene SOD1, presente no citoplasma, núcleo e lisossomos (Longo et
al.,1999). Segundo Jamieson et al. (1994), a Cu/ZnSOD é uma enzima envolvida
na remoção dos ânions superóxidos do citoplasma e, possivelmente, também do
peroxissoma, enquanto a função fisiológica da MnSOD parece ser a proteção da
mitocôndria dos superoxidos gerados durante a respiração e a exposição ao
etanol.
Segundo Pelczar (1997), a enzima superóxido dismutase elimina os
radicais superóxidos convertendo-os rapidamente em peróxido de hidrogênio,
como mostrado na equação:
24
2 O
2
-
+ 2H
+
→
2H
2
O
2
+ O
2
O peróxido de hidrogênio produzido por esta reação pode ser
metabolizado por duas outras enzimas: catalase e peroxidase. A catalase protege
as células contra peróxido de hidrogênio, que pode ser gerado pela reação
catalisada pela superóxido dismutase, como visto na reação acima, ou por β-
oxidação de ácidos graxos em peroxissomos, entre outros processos (Soares
Netto, 2001). Segundo Izawa et al. (1996), as catalases são necessárias para a
detoxificação de H
2
O
2
durante fase estacionária. Na reação da catalase, que
inativa o H
2
O
2
, uma das duas moléculas de peróxido de hidrogênio é oxidada a
oxigênio molecular e a segunda é reduzida à água, segundo a reação:
2H
2
O
2
→ 2H
2
O + O
2
A enzima peroxidase converte peróxido de hidrogênio em água.
Além das defesas enzimáticas, como catalase e superóxido dismutase,
todas as células possuem sistemas de defesa não enzimática para proteger seus
componentes celulares contra radicais livres e espécies reativas de oxigênio, e
assim manter o estado redox celular. O mais importante desse sistema é a
glutationa, um tripeptídeo composto de glutamato, cisteína e glicina. As
propriedades antioxidantes da glutationa devem-se ao grupo tiol com resíduo de
cisteína. A glutationa também se liga a metais de transição, especialmente cobre
e age na primeira linha de defesa antioxidante (Soares Netto, 2001). O
importante papel da glutationa na resposta adaptativa de Saccharomyces
cerevisiae a danos oxidativos é sugerido pelo aumento da sensibilidade a H
2
O
2
e
pela supressão da resposta adaptativa a H
2
O
2
causada por esgotamento de
glutationa celular (Izawa et al., 1995). A glutationa pode agir como um varredor
CAT
SOD
25
de radical livre, com o grupo sulfidril com ação redox, reagindo com oxidantes
para produção de glutationa oxidada (GSSG) (Jamieson, 1992).
Stephen et al. (1996) analisaram a importância da glutationa na proteção
de levedura Saccharomyces cerevisiae contra estresse oxidativo, por meio de
mutantes deficientes em glutationa sintetase. Esses autores comprovaram a
importância da glutationa, por meio da hipersensibilidade desenvolvida pelos
mutantes, nas fases exponencial e estacionária da cultura. Também relataram
que, apesar da hipersensibilidade, tais mutantes são capazes de induzir respostas
adaptativas aos oxidantes.
A glutationa e a tioredoxina estão normalmente envolvidas em reações
redoxes celulares, em particular aquelas envolvidas no estabelecimento e
manutenção da estrutura terciária de proteínas (Mager & Hohmann, 1997). A
tioredoxina é uma proteína que participa de várias reações redox por intermédio
de oxidação reversível de seu centro ativo, ditiol para disulfeto. A tioredoxina
disulfeto, dessa maneira formada, é posteriormente reduzida para a forma ditiol,
por ação da tioredoxina redutase. O sistema tioredoxina é composto por
tioredoxina (Trx), tioredoxina redutase (Trr) e NADPH (Pedrajas et al.,1999).
A resistência das células depende, em parte, de sua capacidade para
aumentar os mecanismos de defesa antioxidante, após desafios oxidativos.
Depois do estresse oxidativo ocorre uma regulação do gene da levedura para
glutationa redutase que regenera a glutationa e recompõe sua ação reparadora
(Grant et al., 1996).
2.11 Respostas adaptativas ao estresse em leveduras
A síntese de proteínas relacionadas ao estresse é entendida pelas células
como fator de sobrevivência e adaptação a condições adversas. A tolerância
induzida foi observada a partir de tratamentos leves de estresse em curto período
26
de exposição, resultando, assim, num aumento da tolerância contra uma
subseqüente, normalmente letal, dose de algum estresse. A mais direta
interpretação desses resultados é que a presença de proteínas de estresse,
previamente induzida por suave estresse, aumentou a tolerância celular
(Estruch, 2000).
As células pré-tratadas com concentração subletal de um oxidante
(H
2
O
2
, t-BOOH, paraquat) apresentaram indução de uma resposta protetora,
permitindo sua sobrevivência a um tratamento com concentrações mais altas ou
letais do oxidante (Izawa et al., 1995). Essa resposta adaptativa não é restrita ao
estresse oxidativo; em leveduras, a resposta adaptativa mais conhecida é a do
choque térmico, existindo também respostas similares para o estresse osmótico e
para outros tipos de estresse. O pré-tratamento com um tipo de agente
estressante pode também induzir resistência cruzada contra outro tipo de agente
também estressante (Lee et al., 1999).
Uma exposição prévia ao dióxido de hidrogênio (H
2
O
2
) e menadiona,
substância geradora de superóxido, foi demonstrada em Saccharomyces
cerevisiae. Essa exposição aumentou a resistência a níveis anteriormente tóxicos
destes compostos, por meio da indução de genes e proteínas. Lee et al. (1999)
propuseram a existência de dois reguladores paralelos de resposta ao estresse por
H
2
O
2
, que seriam controlados pelos fatores de transcrição Yap1 e Skn7,
envolvendo a indução de mais de 30 proteínas (Lee et al., 1999). Os genes
controlados por Yap1 codificam produtos essenciais na manutenção do estado
redox da célula.
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37
CAPÍTULO 2
RESISTÊNCIA AOS ESTRESSES OXIDATIVO, ETANÓLICO E
OSMÓTICO, POR ISOLADOS DE Saccharomyces
38
1 RESUMO
GUIMARÃES, Débora Pereira. Resistência aos estresses oxidativo, etanólico
e osmótico, por isolados de Saccharomyces. Lavras: UFLA. 2006. Cap. 2. p.
37-60. Dissertação (Mestrado em Microbiologia Agrícola)*.
O objetivo deste trabalho foi avaliar a resistência das linhagens
Saccharomyces, após os tratamentos de estresses oxidativo, etanólico e
osmótico. Treze linhagens de leveduras foram utilizadas, 5 isolados de S.
cerevisiae pertencentes à coleção do laboratório de Fisiologia de
Microrganismos da UFLA, 2 de S. bayanus, 1 híbrido e 5 isolados das
fermentações da industria alcoólica (SA-1, PE-2, BG, CAT-1 e VR-1). Para
avaliar o estresse oxidativo células em crescimento exponencial e em fase
estacionária foram tratadas com H
2
O
2
na concentração de 33%. Resultados
mostraram que as linhagens na fase estacionária apresentaram resistência mais
elevada ao H
2
O
2
já com células crescidas até a fase exponencial. A concentração
de álcool utilizada para avaliar o estresse etanólico das linhagens foi de 10 a
12% (v/v). Na concentração de etanol a 10%, a viabilidade celular variou entre
49,18% e 89,78% e, na concentração de 12%, variou entre 26,28% e 78,77%. As
linhagens mais resistentes ao estresse etanólico foram CA 116, CA 1186 e SA-1.
A resistência das linhagens ao estresse osmótico foi avaliada com adição de KCl
0,7M e 1,0M. A viabilidade celular com KCl 0,7M foi de 82,36% a 90,24% e
com KCl 1,0 M foi de 60,00% a 78,89%. As linhagens mais resistentes ao
estresses oxidativo foram CA 1187, CA 1183, CAT-1, VR-1, SA-1 e BG. De
modo geral, as linhagens CA 1162, CA 1186 e SA-1 foram as que tiveram
melhor desempenho frente aos estresses, podendo, portanto, ser indicadas para
os processos fermentativos na elaboração de bebidas fermentadas.
*Orientadora: Professora Dra. Rosane Freitas Schwan-UFLA.
39
2 ABSTRACT
GUIMARÃES, Débora Pereira. Resistance to the oxidative, ethanol and
osmotic stresses, by Saccharomyces isolates. Lavras: UFLA. 2006. Chap. 2. p.
37-60. Dissertation (Master in Agricultural Microbiology)*.
The objective of this work was to evaluate the resistance of
Saccharomyces strains submitted to oxidative, ethanol and osmotic stress
treatments. Thirteen strains were utilized in this work, 5 were isolates of S.
cerevisiae belonging to the Microbial Physiology laboratory of UFLA; 2 of S.
bayanus, 1 hybrid and 5 isolates of industrial fermentation (SA-1, PE-2, BG,
CAT-1 and VR-1). To evaluate the oxidative stress, cells in exponential and
stationary phase were treated with 33% of H
2
O
2
. The results showed that cells in
stationary phase showed more resistance than those in exponential phase of
growth. The ethanol stress was observed using 10 and 12% of the product. The
cell viability ranged from 49.18% and 89.78% among strains when 10% of
ethanol was used and cell viability decreased when the ethanol concentration
was of 12%, ranging from 26.28% to 78.77%. The most resistant strains to
ethanol stress were CA 116, CA 1186 and SA-1. The resistance to osmotic stress
was evaluated with addition of KCl 0.7M and 1.0 M KCl, independently, in
YEPG culture medium. Cell viability with 0.7M KCl varied from 82.36% to
90.24% and with 1.0M KCl was from 60.00% to 78.89%. The most resistant
strains to 1.0 M KCl were CA 1187, CA 1183, CAT-1, VR-1, SA-1 and BG. In
general the CA 1162, CA 1186 e SA-1 strains had better performance in relation
to the stress evaluated, therefore it could be suggested that they can be used as
starter to elaborated fermented beverages.
*Adviser: Professor Dr. Rosane Freitas Schwan – UFLA.
40
3 INTRODUÇÃO
A fermentação alcoólica é uma etapa essencial na produção de vinho,
usualmente desempenhada por leveduras, pertencentes à espécie Saccharomyces
cerevisiae. Durante o processo fermentativo, as células de leveduras podem estar
sujeitas a uma variedade de pressões biológicas, químicas e fisiológicas,
usualmente conhecidas como estresse. A sobrevivência das células pode
depender de sua capacidade para adaptar-se rapidamente às mudanças
ambientais (Ivorra et al., 1999). Na luta contra os deletérios efeitos do estresse,
as células têm desenvolvido uma rápida resposta molecular para reparar os
danos e proteger-se contra posteriores exposições à mesma forma de estresse
(Estruch, 2000).
O estresse osmótico é uma condição desfavorável para as células de
leveduras, ocorrendo no início da vinificação (Carrasco et al., 2001), devido à
alta concentração de açúcar do mosto (Aranda et al., 2002). Na presença de
reduzido potencial de água, muitas leveduras têm capacidade, preferencialmente,
para reter e ou induzir a síntese de glicerol, a fim de controlar o potencial
intracelular do meio e, assim, controlar o efeito deletério da desidratação da
célula.
Outra condição desfavorável é o estresse oxidativo que afeta leveduras
durante a produção de biomassa (Carrasco et al, 2001), sendo importante
também quando células de leveduras são inoculadas no mosto (Zuzuarregui &
Olmo, 2004). Quando em crescimento aeróbico, as leveduras têm que contrapor
com a geração de espécies reativas de oxigênio (EROs), como peróxido de
hidrogênio H
2
O
2
, radical hidroxila (HO
-
) ou ânions superóxido (O
2
--
). Essas
espécies são geradas por processos metabólicos de respiração ou β-oxidação de
ácidos graxos (Estruch, 2000). As EROs são moléculas extremamente reativas e
capazes de danificar um grande número de componentes celulares (Maris et al.,
41
2000). Devido à natureza destrutiva das EROs, os organismos, crescendo
aerobicamente, têm desenvolvido mecanismos para proteger seus componentes
celulares contra oxidantes, o qual envolve a síntese e a ativação de protetores
enzimáticos ou moleculares (Stephen et al., 1995).
O etanol é um metabólito progressivamente produzido durante a
fermentação alcoólica. Aumentos na concentração desse metabólito podem
inicialmente ser inibitórios e, posteriormente, letais para as leveduras (Walker,
1998). Esse álcool pode afetar o crescimento microbiano, a viabilidade celular e
os parâmetros da fermentação. (D’Amore & Stewart, 1987).
O conhecimento do comportamento das leveduras em situações de
estresses é muito importante, para que se tenha conhecimento de suas
capacidades fermentativas. Simulando situações encontradas nas vinificações,
podem-se obter parâmetros na seleção de leveduras, que melhorem a eficiência
da fermentação comercial. Ivorra et al. (1999) compartilharam essa idéia, pois
afirmaram que a habilidade das leveduras em resistir ao estresse, durante a
vinificação, pode determinar suas propriedades fermentativas. Segundo
Martinez-Pastor et al. (1996), as células de leveduras expostas a suaves estresses
osmótico, oxidativo e choque térmico desenvolvem tolerância, não somente às
altas concentrações do mesmo agente estressante, mas também contra estresses
causados por outros agentes (resistência cruzada).
Diante da diversidade microbiana existente e da necessidade de um
aproveitamento melhor de suas particularidades de interesse para a vinificação,
geradas pela exploração do seu metabolismo, em processos biotecnológicos, o
estudo do comportamento de linhagens torna-se importante para a otimização do
processo e, conseqüentemente, melhoria na qualidade da bebida. Assim, este
trabalho teve como objetivo avaliar a resistência ao estresse osmótico, etanólico
e oxidativo em 13 linhagens de leveduras do gênero Saccharomyces em dois
estádios de crescimento.
42
4 MATERIAL E MÉTODOS
A metodologia utilizada no presente trabalho, para os tratamentos de
estresse, foi adaptada de Aranda et al. (2002), Carrasco et al. (2001), Ivorra et
al. (1999), Martinez-Pastor et al. (1996), Stephen et al. (1995) e Zuzurregui &
Olmo (2004).
4.1 Leveduras
As 13 linhagens de leveduras utilizadas e suas origens são mostradas na
Tabela 1. Essas linhagens foram isoladas do processo fermentativo de cachaça,
vinho e álcool combustível.
TABELA 1 Linhagens de leveduras utilizadas nos tratamentos de estresses e
da microvinificação de jabuticaba.
S.= Saccharomyces; SO= substrato de origem; álcool*= álcool combustível;
L= linhagem
Linhagem Espécie Origem SO
L1 CA 1183 Sacharomyces cerevisiae
DBI/UFLA cachaça
L2 CA 116 Sacharomyces cerevisiae
DBI/UFLA cachaça
L3 CA 1162 Sacharomyces cerevisiae
DBI/UFLA cachaça
L4 CA 1184 Sacharomyces cerevisiae
DBI/UFLA /Itália
vinho
L5 CA 1185 S.bayanus cryotolerant 12233
DBI/UFLA/Itália vinho
L6 CA 1186 S. 12233x6167.1A DBI/UFLA/Itália híbrida
L7 CA 1187 Saccharomyces bayanus DBI/UFLA vinho
L8 IZ 888 Saccharomyces cerevisiae
ESALQ vinho
L9 SA-1 Saccharomyces cerevisiae ESALQ álcool*
L10
CAT-1 Saccharomyces cerevisiae ESALQ álcool*
L11
VR-1 Saccharomyces cerevisiae
ESALQ álcool*
L12
PE-2 Saccharomyces cerevisiae
ESALQ álcool*
L13
BG Saccharomyces cerevisiae
ESALQ álcool*
43
4.2 Preparo da cultura estoque e condições de crescimento celular
A pureza dos microrganismos utilizados neste trabalho foi verificada
pela análise das características morfológicas e microscópicas de colônias
isoladas, obtidas em estrias compostas, no meio YW (extrato de levedura,
3,0g.L
-1
; extrato de malte, 3,0g.L
-1
; peptona bacteriológica, 5,0g.L
-1
; glicose,
10,0g.L
-1
e ágar, 15,0g.L
-1
). As culturas estoques foram preparadas em tubos e
em frascos para congelar, a partir dessas colônias puras e mantidas sob
refrigeração.
As células de leveduras foram cultivadas em YEPG líquido (extrato de
levedura, 10,0g.L
-1
; peptona bacteriológica, 10,0g.L
-1
e glicose, 20,0g.L
-1
). A
incubação foi conduzida com agitação em incubadora refrigeradora (“Shaker”)
MA 830/A, sob temperatura de 28°C e a 150 rpm.
4.3 Preparo do inóculo
Para a adaptação das células das leveduras foi preparada uma cultura,
em placa, incubada a 28ºC, por 24 horas. Essa cultura foi preparada pela adição
de 100µL da cultura estoque, em placa de Petri. Após o período de 24 horas,
foram transferidas três alçadas, independentes, dessa cultura para três
Erlenmeyers de 125mL, contendo 20mL, por unidade, de YEPG líquido. Esses
frascos foram incubados, em incubadora refrigeradora (“shaker”), por
aproximadamente 18 horas, a 28°C e sob agitação de 150 rpm.
4.4 Promoção do estresse oxidativo
Para a adaptação das células de leveduras em novo meio de cultura foi
preparada uma cultura, conforme descrição no item 4.3 (preparo do inóculo).
44
O tratamento oxidativo foi iniciado após o período de 18 horas de
cultivo, com 10
6
células.mL
-1
na cultura, contadas em câmara de Newbauer.
Uma alíquota de 100µL dessa cultura padronizada foi inoculada em placa de
Petri, com YEPG, e distribuída em toda a placa, por espalhamento. A seguir, foi
colocado, no centro da placa, um disco de papel de filtro, com diâmetro 0,5cm,
que recebeu uma alíquota de 10µL de peróxido de hidrogênio (H
2
O
2
), a 33%.
As placas obtidas, em duplicata, foram incubadas em BOD, a 28ºC, por 24
horas.
A análise da tolerância das células ao peróxido de hidrogênio foi
realizada a partir da medida do diâmetro (mm) da zona de inibição, com auxílio
de um paquímetro.
4.5 Promoção do estresse alcoólico
Para a adaptação das células de leveduras em novo meio de cultura foi
preparada uma cultura conforme descrição no item 4.3 (preparo do inóculo).
Após o período de 18 horas de incubação, as células foram crescidas em sistema
de batelada alimentada por mais 48 horas.
Para determinar a tolerância das linhagens de leveduras ao etanol, foram
preparadas e testadas duas diferentes concentrações de etanol, a 10% e 12%,
ambas volume por volume.
O experimento foi iniciado com 10
7
células.mL
-1
, alcançadas após 48
horas de cultivo. Para cada linhagem, em triplicata, foram adicionados volumes
de 13mL e 15,6mL de etanol, correspondendo às concentrações de 10% e 12%,
respectivamente. Após a adição do álcool, as culturas permaneceram incubadas
por um período de 90 minutos (10% de etanol) e 60 minutos (12% de etanol)
conforme metodologia sugerida por Zuzuarregui & Olmo (2004).
45
Diluições decimais foram preparadas, plaqueadas em YEPG, em
duplicata e incubadas, a 28°C, até o aparecimento das primeiras colônias.
Um plaqueamento foi realizado com células de leveduras, que não
foram expostas à condição de estresse, em YEPG, para ser utilizado como
controle.
4.6 Promoção do estresse osmótico
Para a adaptação das células de leveduras em novo meio de cultura e
manutenção das células de leveduras foi preparada uma cultura, conforme
descrição no item 4.3 (preparo do inóculo).
Como indutor do estresse osmótico, foi utilizado cloreto de potássio
(KCl) nas concentrações finais de 0,7M e de 1,0M (Zuzuarregui & Olmo, 2004).
A concentração de 0,7M representa a atividade de água de 0,977, similar à
encontrada na vinificação e a concentração de 1,0M representa uma baixa
atividade de água (a
w
= 0,967), segundo Chen (1989).
Esse experimento foi iniciado após as 48 horas de cultivo, quando a
cultura em crescimento (item 4.2) atingiu a concentração de, aproximadamente,
10
7
células.mL
-1
.
Para a obtenção da solução final de KCl 0,7M, utilizou-se uma solução
de 25mL de YEPG, acrescida de 6,518g de KCl, adicionada aos 100mL da
cultura, preparada em Erlenmeyer, da cultura em crescimento. Para a obtenção
da solução final de KCl 1,0 M, utilizou-se uma solução de 25mL de YEPG,
acrescida de 9,312g de KCl, que foi adicionada aos 100mL da cultura em
crescimento.
Após os tratamentos com KCl 1,0M e 0,7M, as culturas permaneceram
incubadas por 1 e 2 horas, respectivamente (Zuzuarregui & Olmo, 2004). Após
46
esse período as placas contendo YEPG, em duplicata, foram incubadas, a 28°C,
até o aparecimento das primeiras colônias.
Um plaqueamento foi realizado com células de leveduras, que não
foram expostas à condição de estresse, em YEPG, para ser utilizado como
controle.
4.7 Viabilidade celular
A viabilidade das células, após os tratamentos de estresses etanólico e
osmótico, foi medida pela contagem de colônias em placas contendo YEPG,
obtidas pela técnica de espalhamento. Esse plaqueamento foi realizado em
duplicata e a viabilidade foi expressa pela porcentagem de unidades formadoras
de colônias, por mililitro (UFC.mL
-1
), contadas antes do tratamento de estresse.
4.8 Análise estatística
Os experimentos foram estruturados em delineamento inteiramente
casualizado, com três tratamentos, três repetições e duas parcelas em cada
repetição. Os dados obtidos foram interpretados estatisticamente por meio de
análise de variância e as médias foram comparadas pelo teste de Scott-Knott, a
5% de probabilidade, utilizando o software de estatística SISVAR (Ferreira,
2000).
47
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Resistência ao estresse oxidativo
Os diâmetros de inibição, obtidos pelo tratamento de estresse oxidativo,
sobre as leveduras em fase exponencial podem ser observados na Figura 2.
As linhagens analisadas, após o estresse oxidativo, apresentaram
variações significativas (P < 0,01) de resistência à ação do peróxido de
hidrogênio. As linhagens IZ 888 (diâmetro de 26,82mm) e CA 1187 (diâmetro
de 22,65mm) foram cepas que apresentaram os valores médios mais elevados,
para o diâmetro do anel de inibição. Portanto, essas linhagens mostraram-se
menos resistentes ao estresse pela substância oxidante.
0
5
10
15
20
25
30
35
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Diâmetro (mm)
FIGURA 2 Valores médios dos diâmetros de inibição, com seus respectivos
desvios-padrão, obtidos pelo tratamento de estresse oxidativo, em
leveduras Saccharomyces, na fase exponencial As médias
representadas pela mesma letra não diferem entre si, pelo teste
de Scott-Knott, a 1% de probabilidade. As linhagens utilizadas
foram: A – IZ 888; B – CA 1187; C – CA 1184; D – CA 1183;
E – CA 116; F – CA 1186; G – CA 1185; H – CA 1162;
I – VR-1; J – PE-2; L – SA-1; M – BG; N – CAT-1.
c
b
a
c
c
d
c
c
d
d
d
d
d
48
Os dados obtidos e representados na Figura 2 indicam que todas as
outras linhagens apresentaram halo de inibição de crescimento, numa faixa
compreendida entre 13,73mm e 19,03mm.
Pelos dados obtidos, foi possível visualizar a formação de dois
diferentes grupos, em relação ao estresse oxidativo. O primeiro grupo formado
pelas linhagens CA 1184, CA 1183, CA 116, CA 1185 e CAT-1, apresentaram
valores médios variando de 16,50mm a 19,03mm e outro, formado pelas
linhagens CA 1186, VR-1, PE-2, SA-1, BG e CA 1162, com valores médios de
13,73mm a 15,82mm. O primeiro grupo, com maior halo de inibição,
correspondeu, principalmente, às linhagens de leveduras cultivadas por vários
anos em laboratório, não habituadas à fermentação e, portanto, mais susceptíveis
ao estresse oxidativo. Uma exceção ocorreu para a linhagem CAT-1, que
apresentou menor resistência, mesmo sendo isolada, mais recentemente, da
fermentação industrial durante a produção de álcool combustível. O segundo
grupo, apresentando menor halo de inibição, correspondeu às linhagens de
leveduras fermentativas, da indústria de álcool, portanto menos susceptíveis ao
estresse oxidativo. Exceções ocorreram para as linhagens CA 1162 e CA 1186,
que apresentaram maior resistência ao estresse oxidativo, mesmo estando
depositadas na coleção do DBI/UFLA desde 2000.
Para as linhagens pertencentes ao mesmo grupo, não houve efeito
significativo do tratamento de estresse oxidativo, indicando que essas linhagens
apresentaram resistências similares a esse tratamento de estresse.
Os dados obtidos para o tratamento de estresse oxidativo concordam
com os de Carrasco et al. (2001). Esses autores analisaram a resistência de
leveduras Saccharomyces, isoladas de vinho, sendo 14 comerciais, uma não
comercial e uma amplamente utilizada em laboratório (W303). Esses autores
observaram que as leveduras do vinho são mais resistentes ao estresse oxidativo
que a linhagem de laboratório. Ivorra et al. (1999) também constataram o
49
estresse oxidativo, em Saccharomyces cerevisiae, com as linhagens industriais
LYCC 047, LYCC 082 e T73 e com a linhagem de laboratório W303. Esses
autores adicionaram H
2
O
2,
a 5mM, às linhagens de leveduras e a viabilidade
foi reduzida. As linhagens mais afetadas foram a W303, com redução de 21% e
a LYCC 047, com redução de 57% de viabilidade. Stephen et al. (1996)
pesquisaram linhagens de Saccharomyces cerevisiae, em resposta ao estresse
oxidativo. Eles mostraram que os genes YAP1 e YAP2 foram importantes na
regulação da indução à resposta adaptativa, pelas leveduras.
Os diâmetros de inibição, obtidos pelo tratamento de estresse oxidativo,
sobre as leveduras em fase estacionária estão descritos na Figura 3. O tratamento
foi realizado com as células na concentração de 10
8
UFC.mL
-1
.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
18
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Diâmetro (mm)
FIGURA 3 Valores médios dos diâmetros de inibição, com seus respectivos
desvios-padrão, obtidos pelo tratamento de estresse oxidativo, em
leveduras Saccharomyces, na fase estacionária. As médias
representadas pela mesma letra não diferem entre si, pelo teste
de Scott-Knott a 1% de probabilidade. As linhagens utilizadas
foram: A – IZ 888; B – CA 1187; C – CA 1184; D – CA 1183;
E – CA 116; F – CA 1186; G – CA 1185; H – CA 1162;
I – VR-1; J – PE-2; L – SA-1; M – BG; N – CAT-1.
c
a
d
a
a
b
b
b
b
c
c
d
d
50
Os dados obtidos e representados na Figura 3 indicam que todas as
linhagens apresentaram halo de inibição de crescimento, numa faixa
compreendida entre 7,85mm e 13,70mm.
Com os dados apresentados nas Figuras 2 e 3, foi possível verificar que
as leveduras em fase estacionária foram mais resistentes ao estresse oxidativo.
Essa observação é compartilhada por Izawa et al. (1995), os quais investigaram a
função da glutationa na resposta de Saccharomyces cerevisiae, linhagem S288C,
a H
2
O
2
. Esses autores obtiveram células dessa linhagem na fase estacionária com
alta resistência ao agente oxidativo, com concentração de glutationa intracelular
aproximadamente três vezes maior que na fase exponencial.
A resposta ao estresse oxidativo, na fase estacionária, é promovida pela
glutationa, que sofre acréscimos devido à expressão de alguns genes e maior
biossíntese desse composto, catalisada pelas enzimas glutamilcisteína sintetase e
glutationa sintetase (Izawa et al., 1995). No presente trabalho, as células de
leveduras na fase estacionária também apresentaram maior resistência à ação do
peróxido de hidrogênio.
5.2 Resistência ao estresse etanólico
Elevadas concentrações alcoólicas ocorrem durante, praticamente, toda
a vinificação. Assim, é importante utilizar levedura com alta viabilidade celular
diante das condições de estresse alcoólico, por ser esta uma situação real das
vinificações comerciais.
Os dados da Figura 4 mostram a viabilidade celular das treze linhagens
de leveduras Saccharomyces, após o tratamento de estresse etanólico a 10%. De
acordo com esses dados, as cepas CA 1183, CA 1184, CA 116, CA 1186, SA-1
e BG apresentaram os valores médios mais elevados para a viabilidade celular,
após o tratamento aplicado, variando de 73% a 90%. A viabilidade menos
51
elevada ocorreu para as cepas IZ 888, CA 1187, CA 1185, CAT-1, PE-2, CA
1162 e VR-1, variando de 49% a 61%. Em relação à viabilidade celular, após
estresse etanólico, não houve um predomínio acentuado do grupo de linhagens
do laboratório ou do grupo das linhagens industriais.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Viabilidade (%)
FIGURA 4 Valores médios da viabilidade, com seus respectivos desvios-
padrão, obtidos pelo tratamento de estresse etanólico, a 10% (v/v)
sobre as leveduras Saccharomyces. As médias representadas pela
mesma letra não diferem entre si, pelo teste de Scott-Knott, a
1% de probabilidade. As linhagens utilizadas foram: A – IZ 888;
B – CA 1187; C – CA 1184; D – CA 1183; E – CA 116;
F – CA 1186; G – CA 1185; H – CA 1162; I – VR-1; J – PE-2;
L – SA-1; M – BG; N – CAT-1.
a
a
a
a
a
a
b
b
b
b
b
b
b
52
Os dados obtidos e representados na Figura 4 evidenciam que as cepas
testadas suportaram bem a concentração de etanol a 10%, em volume (v/v). A
linhagem CA 1183 manteve a viabilidade próxima a 90%.
A viabilidade celular das treze linhagens de leveduras Saccharomyces,
após o tratamento de estresse etanólico a 12%, em volume, está representada na
Figura 5.
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Viabilidade (%)
FIGURA 5 Valores médios de viabilidade celular, com seus respectivos
desvios-padrão, obtidos pelo tratamento de estresse etanólico, a
12% (v/v), sobre as leveduras Saccharomyces. As médias
representadas pela mesma letra não diferem entre si, pelo teste
de Scott-Knott, a 1% de probabilidade. As linhagens utilizadas
foram: A – IZ 888; B – CA 1187; C – CA 1184; D – CA 1183;
E – CA 116; F – CA 1186; G – CA 1185; H – CA 1162;
I – VR-1; J – PE-2; L – SA-1; M – BG; N – CAT-1
a
a
d
a
b
b
c
c
c
c
c
c
c
53
O impacto do tratamento a 12% de etanol foi mais acentuado que a 10%
(v/v), reduzindo a viabilidade celular de todas as linhagens analisadas. Várias
cepas tiveram as viabilidades reduzidas, próximas a 50%. Entretanto, as
linhagens CA 116, CA 1186 e SA-1 mantiveram os valores elevados de suas
viabilidades, com uma variação entre 74% a 79%. O valor médio de viabilidade
menor foi encontrado para a linhagem CA 1185, que apresentou viabilidade de
apenas 26%.
Os tratamentos de estresse por etanol a 10% e a 12%, impostos às treze
linhagens de leveduras, não apresentaram efeito significativo (P > 0,05) sobre as
linhagens CA 116, CA 1186 e SA-1, conforme o teste de Scott-Knott, indicando
que essas linhagens foram bem tolerantes às concentrações alcoólicas e
apresentaram resistências similares diante desses tratamentos. Ivorra et al.
(1999) também observaram a resistência das leveduras na concentração de 10%.
Das quatro linhagens que eles analisaram, apenas uma apresentou decréscimos
de viabilidade, quando a concentração de etanol testada foi de 10% (v/v).
Carrasco et al. (2001) testaram a tolerância ao etanol, em leveduras do vinho,
sendo 14 linhagens comerciais de Saccharomyces e uma não comercial. Todas
as leveduras utilizadas por eles foram tolerantes ao etanol a 10% (v/v).
O acúmulo de etanol durante a fermentação dos açúcares diminuiu a
viabilidade celular. Alexandre & Charpentier (1998) relataram os efeitos nocivos
do etanol acumulado na fermentação. Esse álcool inibe o aporte de glicose para a
célula, porque reduz a atividade das enzimas glicolíticas; as variações de 5 a
15% de etanol alteram as atividades das enzimas do sistema de transporte de
glicose. O etanol inibe o fluxo de prótons para as células de leveduras,
diminuindo a atividade da H
+
ATPase da membrana plasmática e, assim,
provocando decréscimos nas concentrações de nutrientes intracelulares. O
etanol, após interagir com a membrana plasmática, altera sua polaridade, permite
o livre trânsito de moléculas polares e altera sua permeabilidade. Assim, as
54
viabilidades das linhagens, em meio alcoólico, ficam na dependência da maior
ou menor interação do etanol com as células de leveduras. Nesta pesquisa, a
maior interação entre o álcool e as Saccharomyces ocorreu com a concentração
alcoólica, a 12%, diminuindo a viabilidade celular.
5.3 Resistência ao estresse osmótico
O estresse osmótico é característico do início da fermentação alcoólica,
devido à alta concentração de açúcar do mosto (Aranda et al., 2002). A
utilização de linhagens que mantêm uma viabilidade alta, no início da
vinificação, pode proporcionar uma fermentação completa do mosto .
Os dados obtidos e representados na Figura 6 mostram o estresse
osmótico provocado pela adição de KCl a 0,7M às treze linhagens de
Saccharomyces. Os valores médios mais elevados, para a viabilidade celular,
apresentaram variação entre 82% a 90%, referentes às linhagens CA 1187, CA
1183, CAT-1 e CA 1162, evidenciando-as como linhagens de elevada
resistência, em meio salino a 0,7M. A menor viabilidade, próxima a 50%, ficou
evidenciada para a linhagem IZ 888.
55
0
10
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30
40
50
60
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80
90
100
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Viabilidade (%)
FIGURA 6 Valores médios com seus respectivos desvios-padrão, do
tratamento de estresse osmótico com KCl 0,7M, em
Saccharomyces. As médias representadas pela mesma letra não
diferem entre si, pelo teste de Scott-Knott, a 1% de
probabilidade. As linhagens utilizadas foram: A – IZ 888;
B – CA 1187; C – CA 1184; D – CA 1183; E – CA 116;
F – CA 1186; G – CA 1185; H – CA 1162; I – VR-1; J – PE-2;
L – SA-1; M – BG; N – CAT-1.
Na Figura 7 são mostrados os dados obtidos do tratamento de estresse
osmótico provocado pela adição de KCl a 1,0M às treze linhagens de
Saccharomyces. Os valores médios mais elevados, para a viabilidade celular,
apresentaram variação entre 68% a 79%, referentes às linhagens CA 1187, CA
1183, CAT-1, VR-1, SA-1 e BG. Assim, essas linhagens apresentaram maior
resistência, em meio salino a 1%.
b
c
a
a
a
a
b
b
b
b
b
b
b
56
0
20
40
60
80
100
A B C D E F G H I J L M N
Linhagens
Viabilidade (%)
FIGURA 7 Valores médios com seus respectivos desvios-padrão, do tratamento
de estresse osmótico com KCl 1,0M, em Saccharomyces. As médias
representadas pela mesma letra não diferem entre si, pelo teste de
Scott-Knott (P > 0,01). Linhagens: A – IZ888; B – CA1187;
C – CA1184 D – CA1183; E – CA116; F – CA1186; G – CA1185;
H – CA 1162; I – VR-1; J – PE; L – SA; M – BG; N – CAT-1.
As Figuras 6 e 7 indicam a resistência das linhagens de leveduras
pesquisadas, frente a um gradiente salino. Mesmo aumentando a concentração
de KCl para 1,0M, pôde-se observar que a maioria das cepas manteve sua
viabilidade acima de 70%. Exceção ocorreu para as linhagens CA 116, CA 1186
e CA 1185, que reduziram suas viabilidades para patamares próximos a 40%.
Dentre as leveduras Saccharomyces analisadas, destacam-se pelo menos
três linhagens: CA 1186, SA-1 e CA 1162. A linhagem CA 1186 foi resistente
ao estresse nas duas fases de crescimento, exponencial e estacionário, manteve-
se viável ao estresse alcoólico nas concentrações de 10 e 12% e foi resistente à
concentração de sais na concentração de 0,7M. A linhagem SA-1 foi resistente
às concentrações de 0,7M e 1,0M de KCl, resistente ao estresse alcoólico a 10 e
c
c
c
a
c
a
b
a
a
a
a
b b
57
12% e resistente ao estresse oxidativo na fase exponencial. Apesar de sua
resistência aos estresses, a SA-1 não é indicada para a fabricação do fermentado
de jabuticaba, pois a maioria dos metabólitos secundários do aroma é produzida
na fase estacionária, onde sua resistência foi menos elevada (Figura 3). A
linhagem CA 1162 apresentou resistência ao estresse oxidativo, em ambas as
fases do crescimento, mostrou-se resistente ao estresse osmótico a 0,7 e 1,0
molar e resistente ao estresse etanólico, a 10%. Com as características
observadas neste trabalho, essa linhagem pode ser indicada para a fabricação do
fermentado de jabuticaba com graduação alcoólica até 10%.
58
6 CONCLUSÕES
Na fase exponencial, as linhagens do laboratório foram menos
resistentes ao estresse oxidativo que as linhagens da indústria do álcool.
Todas as linhagens, na fase estacionária, mostraram-se mais resistentes
ao estresse oxidativo que na fase exponencial.
As linhagens CA 1186, CA 116 e SA-1 foram as mais resistentes ao de
estresse etanólico.
A linhagem CA 1185 apresentou resistência menos elevada ao estresse
etanólico.
Não houve predomínio das linhagens do laboratório ou fermentativas, da
indústria, em relação ao estresse osmótico.
As linhagens CA 1187, CA 1183, CAT-1 e CA 1162 apresentaram
maior viabilidade celular, quando expostas em meio de estresse osmótico.
A linhagem IZ 888 apresentou a menor resistência, quando exposta aos
estresses oxidativo e osmótico a 0,7M.
As linhagens CA 1186, SA-1 e CA 1162 apresentaram melhor
performance, quando submetidas aos estresses oxidativos, etanólico e osmótico.
A linhagem CA 1162 pode ser indicada para a elaboração de
bebida fermentada a partir de frutas, devido à sua resistência aos estresses
submetidos e à sua boa produtividade de etanol.
59
7 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
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sluggish fermentation in grape must. Journal of Industrial Microbiology and
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60
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61
CAPÍTULO 3
POTENCIAL FERMENTATIVO DE TREZE ISOLADOS DE
Saccharomyces NA MICROVINIFICAÇÃO DA JABUTICABA
(Myrciaria jaboticaba)
62
1 RESUMO
GUIMARÃES, Débora Pereira. Potencial fermentativo de treze isolados de
Saccharomyces na microvinificação da jabuticaba (Myrciaria jaboticaba).
Lavras: UFLA. 2006. Cap. 3. p. 61-97. Dissertação (Mestrado em Microbiologia
Agrícola)*.
O objetivo deste trabalho foi caracterizar o processo fermentativo de
linhagens de Saccharomyces, durante a microvinificação da jabuticaba. Os
frutos de jabuticaba-sabará (Myrciaria jaboticaba) foram coletados no
município de Lavras, MG, Brasil. Os frutos, após coleta, foram lavados, secos e
prensados manualmente, obtendo-se a polpa. Treze linhagens de leveduras
Saccharomyces (CA 1184, CA 1162, CA 1183, CA 1185, CA 1186, CA 1187,
CA 116, SA-1, PE-2, BG, CAT-1, VR-1 e IZ 888) foram adicionadas,
separadamente, em triplicata, no mosto de jabuticaba, a 15 ºBrix. Essas
vinificações, em escala de laboratório, foram acompanhadas por análises de pH,
turbidimetria, sólidos solúveis totais, acidez titulável em ácido cítrico, consumo
dos açúcares glicose, frutose e sacarose, por HPLC, quantificação de ácidos
orgânicos, por HPLC e quantificação do composto volátil majoritário, por GC.
O mosto de jabuticaba apresentou pH igual a 3,6, a acidez total titulável de
1,49% e sólidos solúveis totais de 13,5 ºBrix. Os açúcares frutose e glicose
foram consumidos pelas leveduras durante a microvinificação. A variação do
ºBrix se deu em duas fases: nas primeiras 48 horas, houve fermentação
tumultuosa, com rápido consumo de açúcar do mosto e, na segunda fase, ocorreu
com menor atividade dos microrganismos e menos tumulto. Todas as linhagens
de leveduras pesquisadas conseguiram fermentar o mosto de jabuticaba. As
linhagens CA 1186 e CA 1187 chegaram ao final da fermentação, com
estabilização do ºBrix, em 72 horas. As linhagens SA -1, VR-1, CAT-1 e CA
1185 estabilizaram com 96 horas e as demais alcançaram a estabilidade a partir
de 120 horas de fermentação. A maior concentração de ácido orgânico
encontrada foi do ácido cítrico, com 1,39g.100mL
-1
. As concentrações dos
ácidos cítrico, benzóico, málico e malônico diminuíram durante a
microvinificação e a concentração do ácido succínico cresceu. O composto
volátil majoritário, quantificado na microvinificação da jabuticaba, foi o etanol.
A concentração mais elevada, para esse álcool, foi encontrada na fermentação
por CA 1162, sendo de 10,07% (v/v) e a menos elevada foi de 7,68% (v/v), na
fermentação por CA 1186.
*Orientadora: Professora Dra. Rosane Freitas Schwan – UFLA.
63
2 ABSTRACT
GUIMARÃES, Débora Pereira. Fermentative potential of thirteen
Saccharomyces isolates in the jaboticaba microvinification. Lavras: UFLA.
2006. Chap. 3. p. 61-97. Dissertation (Master in Agricultural Microbiology)*.
The aim of this work was to characterize the fermentative process of
Saccharomyces strains during jaboticaba microvinification. The fruits of
jaboticaba (Myrciaria jaboticaba) were collected in the town of Lavras, MG,
Brazil. The fruits after collection, were washed and dried and pressed by hand,
to obtain the pulp. Thirteen strains of Saccharomyces yeasts (CA 1184, CA
1162, CA 1183, CA 1185, CA 1186, CA 1187, CA 116, SA-1, PE-2, BG, CAT-
1, VR-1 and IZ 888) were added, in triplicate, into the jaboticaba must at 15
o
Brix. These vinifications, on a laboratory scale, were accompanied by analyses
of pH, turbidimetry, total soluble solids, acidity titrable in citric acid,
consumption of sugars glucose, fructose and sucrose, by HPLC, quantification
of organic acids by HPLC, quantification of the major volatile compound by
GC. The jaboticaba must presented pH value of 3.6, total titrable acidity of
1.49% and total soluble solids of 13.5 ºBrix. The sugars glucose and fructose
were consumed by yeasts during microvinification. The variation of ºBrix
occurred in two phases: in the first 48 hours, there was tumultuous fermentation
with a fast consumption of sugar and the second phase occurred with less
activity of microorganisms and less tumult. All the strains of yeasts studied
succeeded in fermenting the jaboticaba must. The strains CA 1186 and CA 1187
reached the final of the fermentation showed by stabilization of ºBrix in 72
hours, the strains SA-1, VR-1, CAT-1 and CA 1185 stabilized in 96 hours and
the others reached stability after 120 hours of fermentation. The highest
concentration of organic acid found was of citric acid with 1.39g.100mL
-1
. The
concentrations of citric, benzoic, malic and malonic acid decreased during
microvinification and the concentration of succinic acid increased. The major
volatile compound quantified in the jaboticaba microvinification was ethanol.
The highest concentration for this alcohol was found in the fermentation by CA
1162 reaching 10.07% (v/v) and the smallest ethanol concentration found was of
7.68% (v/v) in the fermentation by CA 1186.
*Adviser
: Professor
Dr
.
Rosane Freita
s
Schwan
–
UFLA.
64
3 INTRODUÇÃO
Os microrganismos têm um importante papel na determinação da
composição química do vinho. Eles podem interferir na qualidade da uva antes
da colheita e, durante a fermentação, metabolizam o açúcar da fruta e outros
componentes em etanol, dióxido de carbono e centenas de produtos secundários
que, coletivamente, contribuem para sutileza e para a individualidade das
características do vinho (Lambrechts & Pretorius, 2000).
Os principais agentes responsáveis pela fermentação alcoólica são as
linhagens de levedura da espécie Saccharomyces cerevisiae. Essas linhagens são
bem adaptadas às condições do mosto e podem crescer sob estas condições para
completar a fermentação alcoólica (Martini & Vaughan-Martini, 1990).
Os processos metabólicos representam o centro da vida de um fungo,
como são para qualquer outro organismo. Os nutrientes absorvidos do meio são
convertidos, por reações anabólicas, em constituintes celulares, enquanto a
energia pode ser derivada de nutrientes por reações catabólicas (Moore-
Landecker, 1996). Os metabólitos primários são aquelas substâncias produzidas
para promover o crescimento do microrganismo, como ácidos nucléicos,
proteínas, carboidratos e lipídios. A produção de metabólitos primários está
associada com a fase de crescimento rápido da levedura, a fase exponencial. Já
os metabólitos secundários são substâncias não essenciais para o crescimento
vegetativo, em cultura pura, ocorrendo quando a taxa de crescimento declina e
durante a fase estacionária (Carlile et al., 2001).
Durante a fermentação alcoólica, as leveduras produzem diversos
metabólitos secundários, como ácidos orgânicos, álcoois, ésteres, aldeídos,
cetonas e polióis (Lambrechts & Pretorius, 2000). A variabilidade nas
concentrações depende das espécies e das linhagens de leveduras presentes na
fermentação (Fleet, 2003).
65
Os componentes não voláteis do vinho estão presentes em elevadas
concentrações e são responsáveis pelo gosto e sensação táctil. Entretanto, a
fração volátil, com compostos bem diversificados, é a mais importante para o
aroma do produto. Como não existe apenas um composto de impacto para essas
características, é importante o equilíbrio de centenas de compostos, em
concentrações variando de 10
-1
g.L
-1
a 10
-10
g.L
-1
(Rapp & Mandery,1986).
Segundo Avakyants et al. (1981), o aroma do vinho deve-se, principalmente, a
quatro ésteres: etil acetato, acetato de isoamila, etil hexanoato e etil octanoato, a
dois álcoois: isobutil e isoamil álcoois, e ao aldeído acetaldeído. As demais
substâncias voláteis atuam como modificadores do aroma primário fornecido por
esses compostos. Parte das substâncias do aroma do vinho vem da uva
(terpenos) e outras desenvolvem-se durante a fermentação.
Segundo Giudici et al. (1993), as leveduras, organismos indutores do
“flavour” fermentativo, são responsáveis por grandes alterações nas
propriedades químicas e sensoriais do vinho.
As jabuticabeiras são originárias do Brasil e apresentam dispersões
naturais, sendo comumente encontradas nos quintais de casas, sítios e fazendas.
Tornar o vinho de jabuticaba, cuja fabricação é extremamente caseira e oriunda
da fermentação espontânea, uma atividade comercial, por meio de adaptações do
processo de fabricação de vinhos, seria de extrema importância para evitar
desperdícios da fruta, gerar lucros e valorizar a fruticultura do nosso país, além
de preservar a espécie (Amaral, 2004).
Da mesma maneira que experimentos são realizados em vinificação de
uva, obtendo-se um bom padrão para o vinho, é necessário ampliar o
conhecimento sobre a vinificação de outras frutas, a fim de se obter um padrão
de qualidade do produto fermentado. Assim, este trabalho teve como objetivo
caracterizar o processo fermentativo de treze isolados de Saccharomyces,
durante a microvinificação da jabuticaba-sabará (Myrciaria jaboticaba).
66
4 MATERIAL E MÉTODOS
4.1 Leveduras
As 13 linhagens de leveduras de Saccharomyces utilizadas para a
vinificação de laboratório foram: CA 1183, CA 116 e CA 1162, isoladas da
fermentação natural de cana-de-açúcar, durante a produção de cachaça; CA
1184, CA 1185 e CA 1186, de vinificação oriundas da Itália; SA-1, CAT-1, VR-
1, PE-2 e BG, isoladas da fermentação alcoólica de cana-de-açúcar, da indústria
do álcool combustível (ESALQ); IZ 888 e CA 1187, linhagens isoladas da
fermentação de uva, no Brasil.
A pureza desses microrganismos foi verificada pela análise das
características morfológicas e microscópicas de colônias isoladas, obtidas em
estrias compostas no meio YW (extrato de levedura, 3,0g.L
-1
; extrato de malte,
3,0g.L
-1
; peptona bacteriológica, 5,0g.L
-1
; glicose, 10,0g.L
-1
e ágar, 15,0g.L
-1
).
As culturas estoques foram mantidas em freezer a -80ºC.
4.2 Condições de crescimento das leveduras
As células de leveduras foram cultivadas em YEPG líquido (extrato de
levedura, 10,0g.L
-1
; peptona bacteriológica, 10,0g.L
-1
e glicose, 20,0g.L
-1
). A
incubação foi conduzida sob agitação de 150 rpm, em incubadora refrigeradora
(“Shaker”) MA 830/A, à temperatura de 28°C.
4.3 Coleta das frutas
Os frutos de jabuticaba-sabará (Myrciaria jaboticaba) foram coletados
no município de Lavras, MG, no mês de novembro de 2005. Os frutos, após
67
coleta, foram lavados, secos e prensados manualmente, obtendo-se uma polpa
que foi congelada até sua utilização, a -18ºC, em sacos plásticos.
4.4 Preparo do mosto para a fermentação
O mosto para a fermentação foi preparado a partir da polpa de
jabuticaba, padronizada a 15 ºBrix e autoclavada por 15 minutos, a 121ºC.
Frascos de 2 litros, contendo 1.800mL dessa polpa, foram utilizados nas
microvinificações. Cada uma das treze fermentações foi realizada em triplicata.
4.5 Padronização do inóculo e sua adaptação
Uma densa suspensão de células foi preparada, a partir das culturas
estoques, para cada uma das linhagens de leveduras utilizadas neste
experimento. Assim, os pré-inóculos foram preparados em frascos Erlenmeyers
de 125mL, contendo 60mL de mosto de jabuticaba, a 5°Brix, acrescidos de 1%
de extrato de levedura. Os frascos foram incubados por, aproximadamente, 18
horas, sob agitação de 150 rpm, à temperatura de 28°C.
4.6 Inoculação dos frascos para fermentação
Alíquotas de 2mL do pré-inóculo foram inseridas em cada um dos três
frascos, contendo 200mL de mosto de jabuticaba e acrescidos de 1% de extrato
de levedura. Os frascos foram incubados a 28°C, sob agitação de 150 rpm, até a
obtenção de uma concentração de 10
9
UFC.mL
-1
. Quando o número de células
desejado foi atingido, inocularam-se, isoladamente, com os 200mL de inóculo
de cada linhagem de levedura, os 1.800mL do mosto de jabuticaba, previamente
autoclavados. Os frascos, em triplicata para cada linhagem, foram incubados a
68
22°C, em câmara de incubação BOD MOD 347 CD, até o final do processo
fermentativo.
4.7 Amostragem
A primeira coleta, após a inoculação do mosto, ocorreu após 24 horas de
fermentação. Novas amostragens aconteceram em intervalos periódicos de 24
horas, até o final da fermentação.
4.8 Análises químicas e físicas
O teor de sólidos solúveis (ºBrix) foi verificado, em refratômetro digital
(PALETE PR-32), para todas as amostras coletadas de cada linhagem.
Para verificar a velocidade de sedimentação das células, foram retiradas
amostras das leveduras em fermentação e analisadas em espectrofotômetro,
Micronal modelo - 442, a 600nm.
O teor de acidez titulável, em ácido cítrico, foi determinado para
amostras “in natura” de polpa de jabuticaba utilizada para a fermentação, por
titulação com hidróxido de sódio, a 0,1N (Instituto Adolfo Lutz, 1997).
O teor de açúcar residual foi determinado pelo método do ácido
dinitrossalicílico (DNS) (Miller, 1959), para todas as linhagens, na amostragem
final das fermentações.
As amostras coletadas tiveram o pH aferido, em pHmetro Micronal B
474.
As amostras para cromatografia foram congeladas a -18ºC, até o
momento de suas análises.
69
4.8.1 Determinação de proteína, umidade, extrato etéreo e cinzas
As determinações de umidade, proteína, extrato etéreo e cinzas foram
realizadas em triplicata.
O teor de umidade foi determinado pela desidratação, em estufa a
105ºC, por 24 horas, de 10 gramas de amostra triturada em cápsula de porcelana.
A umidade foi determinada pelas médias das diferenças de pesos, antes e depois
da secagem e convertidas em porcentagem, de acordo com a AOAC (1990).
As amostras secas na determinação de umidade foram empregadas para
extração dos lipídeos, com éter etílico, em aparelho tipo soxhlet, em refluxo por
oito horas. O teor de extrato etéreo foi calculado pela diferença de peso do
reboiler pesado antes e depois do refluxo, após evaporação do extrator e,
relacionado com o peso da amostra úmida, empregada na determinação da
umidade, seguindo a metodologia da AOAC (1990).
Os valores de proteína foram determinados pela análise do nitrogênio
total, de acordo com o método de Kjeldahl, pela digestão de 0,1 grama de
amostra, em ácido sulfúrico a 350ºC; destilação em presença de ácido bórico e
hidróxido de sódio e posterior titulação com ácido clorídrico 0,1N. O fator de
multiplicação adotado foi 6,25 e a metodologia de acordo com Silva (1981).
A quantidade de resíduo mineral fixo (cinzas) foi determinada pela
incineração de 1,5 grama de amostra, em mufla, a 550ºC, por 12 horas. Antes de
serem incineradas, as amostras foram pesadas em cadinhos, de massa conhecida
e carbonizadas em chama protegida por tela de amianto, até não se verificar mais
o desprendimento de fumaça. A quantidade de cinzas na amostra foi calculada
pela média das diferenças de pesos antes e depois da utilização da mufla,
relacionadas com o peso da amostra. A metodologia utilizada foi conforme as
normas do Instituto Adolfo Lutz (1997).
A fração fibra representa o resíduo das substâncias das paredes
celulares. O processo de Hennemberg consiste em uma digestão ácida, seguida
70
por uma básica. Com estes tratamentos, removem-se as proteínas, os açúcares e
o amido, a hemicelulose e as pectinas, ficando, como resíduo, a celulose e a
lignina insolúvel em ácido, além de material mineral. A diferença entre as duas
etapas fornece o teor de fibra bruta, que varia em alimentos entre 0,5% a 15%
(Silva, 1981).
4.8.2 Análises cromatográficas: CG e HPLC
O perfil de compostos voláteis foi determinado no cromatógrafo gasoso
(CG-FID), pertencente ao Laboratório de Cromatografia da UFMG, sob
orientação da professora Dra. Vany Ferraz). O cromatógrafo a gás utilizado foi
da marca Varian, modelo CP-3380, equipado com detector de ionização de
chamas. As amostras do fermentado, previamente centrifugadas a 10.000 rpm,
por 10 minutos e a 5.000 rpm, por 20 minutos, foram filtradas, em filtro
milipore, de 0,45µm e diluídas em água Milli-Q. Essas amostras foram injetadas
(1µL) nas seguintes condições de operação: detector FID e injetor operando a
280°C, coluna capilar HP-FFAP de 25m de comprimento, por 0,20mm de
diâmetro interno, da marca Agilent, operando em gradiente de temperatura,
inicialmente, a 60°C e elevação de 8°C.min
-1
até chegar a 240°C. O gás de
arraste utilizado foi o hidrogênio, com fluxo de 2,0mL. min
-1
e o split foi de
1:100.
Os açúcares redutores glicose e frutose, o açúcar não redutor sacarose e
os ácidos orgânicos acético, málico, succínico, cítrico, fórmico, maleico,
malônico, benzóico e oxálico foram determinados no Laboratório de Fisiologia
de Microrganismos do DBI/UFLA, por cromatografia líquida de alta eficiência
(CLAE), utilizando-se o cromatógrafo da marca Shimadzu, com detector de
UV, equipado: a) para açúcares, com coluna Shim-pack NH
2
(Shimadzu), de
4,6 mm ID x 15 cm. A detecção foi por índice de refração e a temperatura do
71
forno, de 40ºC. A fase móvel utilizada foi acetonitrila/H
2
O (80:20), com um
fluxo de 1mL por minuto; b) para ácidos, com coluna Shim-pack SCR
(Shimadzu), de 7,9mm ID x 30cm. A detecção foi por UV (210nm) e a
temperatura utilizada no forno foi de 40ºC. A fase móvel utilizada foi o ácido
ortofosfórico, a 1%, com fluxo de 0,6mL.min.
-1
.
Os experimentos foram estruturados em delineamento inteiramente
casualizado (DIC), com análise das amostras em triplicata e os dados obtidos
foram submetidos à análise estatística pelo programa SISVAR (Ferreira, 2000).
72
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Proteína, umidade, extrato etéreo e cinzas da jabuticaba
Os valores médios dos dados obtidos, em triplicata, da caracterização
físico-química da polpa de jabuticaba-sabará (Myrciaria jaboticaba), “in natura”
e após a autoclavagem a 121ºC, por 15 minutos, encontram-se na Tabela 2.
TABELA 2 Valores médios da composição centesimal da polpa de jabuticaba-
sabará, do município de Lavras, MG, utilizada no presente
trabalho.
O valor médio de 3,67% encontrado para as proteínas da jabuticaba foi
bem superior ao valor médio encontrado por Amaral (2004), que encontrou
0,49%, em jabuticaba do município de Brumadinho, MG. Esta autora também
encontrou valor médio para fibra bruta de 0,095%, inferior ao encontrado neste
trabalho. Esses dados confirmaram a afirmativa de que os frutos Myrciaria
jaboticaba podem apresentar variação na sua composição centesimal,
dependendo das condições de seu cultivo.
A polpa de jabuticaba apresentou o valor de pH 3,6, sendo caracterizada
como fruta ácida. Esse valor é concordante com Amaral (2004), que encontrou
Composição centesimal
%
Umidade 86,72
Matéria seca 13,28
Proteína 3,67
Nitrogênio 0,59
Gordura 0
Resíduo mineral fixo 13,99
Fibra bruta 0,20
73
dado semelhante, ao caracterizar a jabuticaba, o qual foi de 3,7. Outras frutas
também apresentaram pH semelhantes: Corazza et al. (2001), investigando a
microvinificação da laranja, encontraram pH 3,64 para a fruta e Dias et al.
(2003), caracterizando a polpa de cajá, encontraram pH 3,3.
O valor obtido para a acidez total titulável, baseada na concentração de
ácido cítrico, no mosto de jabuticaba, para a microvinificação, foi de 1,49%.
Esse resultado concorda com Oliveira et al. (2003), que caracterizaram diversas
jabuticabas-sabará, provenientes de diferentes regiões de cultivo do estado de
São Paulo, encontrando a acidez total titulável variando de 0,888g a 1,652g, de
ácido cítrico, por 100g de polpa analisada.
Todas as linhagens utilizadas nas fermentações foram capazes de
fermentar a polpa de jabuticaba, de 13,5 ºBrix e padronizada a 15,0 ºBrix, na
vinificação de laboratório. Os dados obtidos e representados nas Figuras 8 e 9
mostram o comportamento das linhagens do laboratório e industriais,
respectivamente, em relação ao consumo dos açúcares (ºBrix), em função do
tempo de fermentação, a 22ºC.
A variação do ºBrix com o tempo de fermentação ocorreu em duas fases
distintas, nos experimentos realizados (Figuras 8 e 9). Nas primeiras 48 horas, a
fermentação foi tumultuosa, com desprendimento de CO
2
e
rápido consumo do
açúcar do mosto, existindo elevada atividade metabólica dos microrganismos.
Numa segunda fase, menos agitada, observou-se menor atividade das leveduras.
Essas variações, descendentes do ºBrix, coincidiram com a diminuição da
intensidade de borbulhamento do dióxido de carbono, no frasco fermentador.
Também foi observado que, no final da fermentação, o valor de ºBrix se
manteve entre os valores de 4 a 6. Esse resíduo, provavelmente, foi devido aos
açúcares não fermentescíveis, no mosto de jabuticaba e de açúcares residuais, da
microvinificação. Corazza et al. (2000), pesquisando a caracterização do vinho
caseiro, de laranja, encontraram o grau Brix final próximo a oito, indicando,
74
assim, a quantidade de açúcares não fermentescíveis da laranja. Segundo os
autores, o final da fermentação somente foi conseguido com 80 horas, ocorrendo
uma fermentação tumultuosa, no início, entre 28 e 30 horas.
O comportamento das linhagens, do laboratório de pesquisa, de
Saccharomyces, em relação ao consumo de sólidos solúveis (ºBrix), durante a
fermentação do mosto de jabuticaba, está representado na Figura 8. A
estabilização da fermentação e o final do consumo de açúcares foram omitidos
para a linhagem CA 1162, que estabilizou com 336 horas.
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 24 48 72 96 120 144 168 192
Tempo de Fermentação (h)
ºBrix
CA1184 CA1162 CA1183 IZ888
CA1185 CA116 CA1186 CA1187
FIGURA 8 Comportamento das linhagens de Saccharomyces, do laboratório, em
relação ao consumo de sólidos solúveis (ºBrix), durante a
fermentação do mosto de jabuticaba. Os dados apresentados são
valores médios de três repetições.
Na Figura 8, pôde-se observar que as linhagens CA 1184 e CA 1183
finalizaram a fermentação com 168 horas, a linhagem CA 1162 apresentou uma
queda gradual de grau Brix, a linhagem CA 1185 apresentou queda de 60% do
75
grau Brix, em 48 horas de fermentação e o final desse processo de fermentação
foi alcançado com 96 horas. A linhagem IZ 888 apresentou o consumo de 50%
do açúcar do mosto em 96 horas e o final dessa fermentação somente ocorreu às
120 horas, a linhagem CA 116 consumiu 49% do açúcar do mosto em,
aproximadamente, 48 horas de fermentação e a estabilização do sistema, com o
final da fermentação, ocorreu com 120 horas. A linhagem CA 1187 consumiu
60% do açúcar do mosto, em 48 horas e o final dessa fermentação foi com 72
horas e a linhagem CA 1186 consumiu 50% do açúcar do mosto, em 24 horas e
estabilizou o sistema de fermentação com 48 horas.
O comportamento das linhagens industriais de Saccharomyces, em
relação ao consumo de sólidos solúveis (ºBrix), durante a fermentação do mosto
de jabuticaba, está descrito na Figura 9. Com a linhagem SA-1 houve a queda de
50% do grau ºBrix, em 72 horas e o final da fermentação ocorreu aos 5 dias. As
linhagens VR-1 e CAT-1 apresentaram comportamentos semelhantes, havendo
queda acentuada do ºBrix, com 48 horas de fermentação e o final do processo
fermentativo ocorreu em 96 horas. O consumo de açúcar apresentado pela
linhagem PE-2 foi lento e o final da fermentação ocorreu às 168 horas. A
levedura BG apresentou consumo de 50% do açúcar do mosto de jabuticaba, em
120 horas de fermentação, com finalização do processo fermentativo somente
aos 6 dias.
76
0
2
4
6
8
10
12
14
16
0 24 48 72 96 120 144 168 192
Tem po de Fermentação (h)
ºBrix
SA-1 CAT-1 VR-1 PE-2 BG
FIGURA 9 Comportamento das linhagens de Saccharomyces, da indústria do
álcool, em relação ao consumo de sólidos solúveis (ºBrix), durante a
fermentação do mosto de jabuticaba. Os dados apresentados são
valores médios de três repetições.
O final do processo fermentativo, mais rápido, indicado pela
estabilização do ºBrix, ocorreu com a linhagem híbrida CA 1186. Com 24 horas,
houve o consumo de 50% dos açúcares e, com 48 horas, o ºBrix já estava
estabilizado, indicando o final da fermentação. Um grupo de linhagens ficou
intermediário na avaliação do período de fermentação, alcançando a
estabilização entre 96 e 120 horas: CA 116, SA-1, VR-1, CAT-1 e CA 1185. A
linhagem CA 1187 alcançou a estabilização com 72 horas de fermentação. As
leveduras que alcançaram o final de fermentação com maior tempo, entre 120 e
168 horas, foram IZ 888 (120h), BG (144h), CA 1184 (168h), CA 1183 (168h),
PE-2 (168h).
Segundo Ough (1992), a estabilização do ºBrix indica o final do
processo fermentativo. A linhagem CA 1162 apresentou o consumo mais lento
de sólidos solúveis dentre todas as linhagens analisadas, indicando um lento
77
metabolismo, prolongando a fermentação por até 336 horas. Amaral (2004),
pesquisando a fermentação da linhagem CA 1162, em mosto de jabuticaba,
também verificou que a levedura foi bastante lenta, sendo necessárias 192 horas
para atingir o final da fermentação.
A Figura 10 ilustra a velocidade de sedimentação de oito linhagens
Saccharomyces testadas. A sedimentação mais rápida, nas primeiras 48 horas,
ocorreu com as linhagens CA 1184, CA 1183 e CA 1162. Para as linhagens CA
1183 e CA 1162, esse comportamento é vantajoso, pois são utilizadas na
fermentação da cachaça, facilitando o processo de fabricação. As linhagens que
permaneceram maior tempo no meio de fermentação, portanto com baixa
velocidade de sedimentação, foram IZ 888 e CA 1185. O comportamento
apresentado pela linhagem IZ 888 é interessante, pois essa levedura é utilizada
na fermentação de uva, na qual não é necessária a floculação. As sedimentações
das linhagens CA 1162, CA 1184 e CA 1183 não estão totalmente representadas
nessa Figura, a linhagem CA 1162 continuou a fermentação até 336 horas, CA
1184 até 240 horas e CA 1183 até 192 horas.
Os dados obtidos e representados na Figura 11 mostram a velocidade de
sedimentação de 5 linhagens, isoladas da fermentação de álcool combustível.
Neste processo de produção de álcool combustível, após a fermentação, as
leveduras são centrifugadas e, depois, reutilizadas. Assim, a característica de
sedimentação rápida não é um fator importante para essas indústrias. Neste
trabalho, a sedimentação mais pronunciada ocorreu depois de 60 horas. A
linhagem com menores velocidades de sedimentação foi PE-2, seguida de BG.
As sedimentações das linhagens PE-2 e BG estão representadas parcialmente na
Figura 11, pois elas continuaram a sedimentação até 192 horas.
78
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
0 24 48 72 96 120 144 168
Tempo de Sedimentação (h)
Abs (600nm)
CA1184 CA1162 CA1183 IZ888
CA1185 CA116 CA1186 CA1187
FIGURA 10 Sedimentação das linhagens Saccharomyces, do laboratório, durante
a fermentação do mosto de jabuticaba. Os dados apresentados são
valores médios de três repetições.
0
0,2
0,4
0,6
0,8
1
1,2
1,4
1,6
0 24 48 72 96 120 144 168
Tem po de Sedim entação (h)
Abs (600nm)
SA-1 CAT-1 VR-1 PE-2 BG
FIGURA 11 Sedimentação das linhagens Saccharomyces, da indústria, durante a
fermentação do mosto de jabuticaba. Os dados apresentados são
valores médios de três repetições.
79
Algumas linhagens testadas neste trabalho permaneceram maior tempo
no meio de fermentação, portanto, com menor velocidade de sedimentação. As
variações entre as linhagens, para os valores obtidos de sedimentação, podem ser
explicadas pela formação de flocos de diferentes tamanhos e conseqüente
sedimentação, com tempos próprios. De acordo com Amoury et al. (1988), o
melhor método para medir floculação seria a medida direta da sua taxa,
entretanto, é difícil, em virtude de ocorrerem os dois fenômenos em conjunto,
floculação e sedimentação. Woof (1962) já havia constatado, pela análise de
curvas de sedimentação de leveduras de cervejaria, sob efeito da floculação, que
a sedimentação é devido à distribuição do tamanho dos flocos em suspensão.
Para o fermentado de jabuticaba é interessante que as leveduras
permaneçam mais tempo no meio fermentativo. Da mesma maneira que ocorre
com o vinho, o fermentado necessita de substâncias do metabolismo secundário,
das leveduras, incorporadas à bebida. A sedimentação mais lenta da levedura
parece propiciar essa maior produção. De acordo com esse parâmetro, as
seguintes linhagens são indicadas para o fermentado de jabuticaba: IZ 888,
CA 1185, CA 1186, CA 1184, PE-2, SA-1, BG, CAT-1 e VR-1.
5.2 Açúcares totais, açúcares redutores e açúcares não redutores
A concentração de açúcar total pesquisada, no mosto inicial, para a
microvinificação da jabuticaba, foi de 16,83 gramas, para 100 gramas de mosto.
Amaral (2004), pesquisando jabuticaba (Myrciaria jaboticaba), de Brumadinho,
MG, encontrou resultado semelhante, na faixa de 17%, evidenciando, em ambos
os casos, o potencial da fruta para a utilização em indústrias alimentícias.
Na presente pesquisa, a concentração analisada de açúcar redutor total,
no mosto inicial para a microvinificação, foi de 13,37 gramas, para 100 gramas
80
de mosto. A concentração analisada de açúcar não redutor total, no mosto inicial
para a microvinificação, foi de 1,87 gramas para 100 gramas de mosto.
Os dados obtidos dos resíduos de açúcares redutores totais são
mostrados na Tabela 3, baseados em glicose, pelo método do ácido
dinitrosalicílico (DNS), após a completa microvinificação, realizada pelas
linhagens de levedura Saccharomyces, no mosto de jabuticaba. A maior
concentração de açúcar residual ocorreu na fermentação realizada pela linhagem
CA 1187 e a menor concentração residual foi detectada nas microvinificações
realizadas pelas linhagens CA 1184, CA 1162 e CA 1183.
De acordo com os parâmetros propostos por Alexandre & Charpentier
(1998), as microvinificações realizadas foram completas, pois o açúcar residual
permaneceu na faixa de 2g.L
-1
a 4g.L
-1
.
O método do DNS, provavelmente, serviu para quantificar todos
açúcares redutores presentes na microvinificação da jabuticaba, pois os valores
médios obtidos aqui superam os valores médios de glicose residual obtidos por
HPLC.
TABELA 3 Valores de açúcares redutores totais, em glicose residual, DNS,
após a microvinificação
Médias seguidas de mesma letra nas colunas não diferem entre si (P > 0,05), pelo teste
de Scott-Knott. A.R. (Gli) = açúcar redutor total, em glicose residual
Levedura A.R. (Gli.)
(g/100g)
Levedura A. R.(Gli.)
(g/100g)
IZ 888 0,27
b
CAT - 1 0,18
c
CA 1187 0,42
a
VR -1 0,20
c
CA 1184 0,09
d
PE-2 0,33
b
CA 1183 0,14
d
SA-1 0,18
c
CA 116 0,30
b
BG 0,32
b
CA 1186 0,23
c
CA 1162 0,15
d
CA 1185 0,24
c
81
A determinação de açúcares e de ácidos orgânicos em alimentos é muito
importante, pois suas presenças e concentrações relativas podem afetar as
características sensoriais do produto da fermentação, fornecendo parâmetros
para a otimização do processo tecnológico.
A análise do mosto, por HPLC, neste trabalho, foi realizada para
quantificar os açúcares sacarose, frutose e glicose, supostamente os principais
açúcares presentes no mosto de jabuticaba. Os três açúcares corresponderam a
91,20 gramas por litro do mosto.
No presente trabalho, a sacarose foi quantificada, no processo
fermentativo, em 1,23 grama, para 100mL de mosto inicial. Os açúcares frutose
e glicose foram quantificados durante toda a microvinificação e os dados obtidos
estão representados nas Tabelas 4 e 5.
Na análise de frutose da Tabela 4, verificou-se efeito significativo
(P < 5) dos tratamentos sobre essa variável. Com 24 horas de fermentação, o
consumo mais elevado de frutose ocorreu com a fermentação do mosto pelas
leveduras CA 1183 e CA 1162. Em média, o consumo ficou próximo a 25%,
para as linhagens analisadas. As leveduras consumiram, aproximadamente, 96%
de frutose, considerando todo o período da microvinificação.
82
TABELA 4 Valores médios, com seus respectivos desvios-padrão, obtidos por
HPLC, das concentrações de frutose (g.100mL
-1
), durante a
microvinificação da jabuticaba.
Médias seguidas de mesma letra, na coluna, não diferem entre si, pelo teste de Scott-
Knottt, a 5% de probabilidade. *
Efeito não significativo (P > 0,05) pelo teste de Scott-
Knott.
Na análise de glicose da Tabela 5, verificou-se efeito significativo
(P < 5) dos tratamentos sobre essa variável. Com 24 horas de fermentação, o
consumo mais elevado de glicose ocorreu com a fermentação do mosto pelas
leveduras CA 1183 e CA 1162. Em média, o consumo ficou em torno de 35%,
para todas as linhagens. As leveduras consumiram praticamente toda a glicose
do meio, aproximadamente 99%, considerando todo o período da
microvinificação.
Fermentação
Linhagens
Inicial 24 h Final
*
CA 1184 2,3 1,8
a
0,1
CA 1162 2,3 0,2
c
0,0
CA 1183 2,3 0,2
c
0,1
SA-1 2,3 1,5
a
0,0
CAT – 1 2,3 1,3
a
0,0
VR – 1 2,3 1,7
a
0,1
PE-2 2,3 1,8
a
0,1
BG 2,3 1,8
a
0,1
IZ 888 2,3 1,2
a
0,2
CA 1185 2,3 1,6
a
0,0
CA 116 2,3 1,7
a
0,1
CA 1186 2,3 0,9
b
0,1
CA 1187 2,3 1,5
a
0,1
83
TABELA 5 Valores médios com seus respectivos desvios-padrão, obtidos por
HPLC, das concentrações de glicose (g.100mL
-1
), durante a
microvinificação da jabuticaba.
Médias seguidas de mesma letra na coluna não diferem entre si (P > 0,05), pelo teste de
Scott-Knott . *
Efeito não significativo (P > 0,05) pelo teste de Scott-Knott.
Pela análise dos valores médios obtidos (Tabelas 4 e 5) pôde-se observar
que as leveduras consumiram a glicose preferencialmente, pois, em 24 horas de
fermentação, foram consumidos, aproximadamente, 10% a mais de glicose do
que frutose. Essa co-fermentação foi avalizada por Berthels et al. (2004), que
constataram o consumo concomitante dos dois açúcares, durante a fermentação
de 17 linhagens de levedura Saccharomyces cerevisiae, em mosto de uva.
Os dados obtidos e apresentados nas Tabelas 4 e 5 indicam também a
presença de resíduo de frutose e de glicose. Essa observação foi compartilhada
por Berthels et al. (2004), que obtiveram dados semelhantes em seus
experimentos.
Fermentação
Linhagens
Inicial 24 h Final*
CA 1184 5,6 4,6
a
0,2
CA 1162 5,6 0,7
c
0,1
CA 1183 5,6 0,5
c
0,0
SA-1 5,6 3,2
a
0,0
CAT – 1 5,6 2,3
b
0,0
VR – 1 5,6 3,8
a
0,1
PE-2 5,6 4,4
a
0,2
BG 5,6 4,3
a
0,1
IZ 888 5,6 3,0
a
0,1
CA 1185 5,6 3,6
a
0,0
CA 116 5,6 3,6
a
0,2
CA 1186 5,6 3,4
a
0,0
CA 1187 5,6 3,8
a
0,2
84
A facilidade com que os ácidos orgânicos penetram ou saem da célula
de levedura depende de sua natureza lipofílica, a qual cresce, geralmente, com o
tamanho da cadeia e com o grau de ramificação. Ácidos de cadeias carbônicas
pequenas e com pouca ramificação transitam mais facilmente.
A maior concentração encontrada para ácidos orgânicos, na
microvinificação da jabuticaba, foi a de ácido cítrico (Tabelas 6, 7 e 8). Assim, a
dosagem de acidez total titulável, normalmente, é baseada na concentração de
ácido cítrico. A concentração encontrada nesta microvinificação foi 1,39 grama
de ácido, para 100mL de mosto, com consumo do ácido cítrico durante a
microvinificação. Não houve diferença significativa (P > 0,05) na degradação do
ácido cítrico, nas fermentações pelas 13 linhagens de levedura.
Um cromatograma típico obtido da análise dos ácidos orgânicos, da
microvinificação da jabuticaba, encontra-se na Figura 12.
FIGURA 12 Cromatograma obtido por HPLC, na análise de ácidos orgânicos,
de uma amostra da microvinificação da jabuticaba. Picos em
evidência: 1-ácido benzóico; 2-ácido cítrico; 3-ácido málico;
4-ácido succínico; e 5-ácido acético.
Tempo (minutos)
1
2
3
4
5
85
O ácido ortofosfórico, a 1%, foi o eluente para a separação dos ácidos,
pois proporcionou maior estabilização da linha de base e com baixo ruído. Essa
verificação foi compartilhada por Chinnici et al. (2005), que optaram pelo
mesmo ácido de arraste.
O ácido cítrico foi o ácido predominante nas amostras de jabuticaba,
sendo utilizado como referência na dosagem da acidez total titulável, em
jabuticabas. A concentração desse ácido talvez tenha sido adicionada de ácido
tartárico, se presente na amostra. O tempo de retenção do ácido cítrico e do
ácido tartárico foram próximos e, devido à alta concentração do ácido cítrico na
amostra, o seu pico, no cromatograma, pode ter arrastado com ele o ácido
tartárico. Kotani et al. (2004) analisaram ácidos orgânicos em vinhos de uva e
fermentados de laranja, por HPLC, não conseguindo a separação cromatográfica
entre o ácido cítrico e o tartárico, mesmo otimizando o método de HPLC-UV.
Os ácidos fumárico e lático apresentaram o mesmo tempo de retenção,
na coluna utilizada. Se presentes nas amostras, ficaram desaparecidos, devido à
concentração do ácido succínico , de tempo de retenção semelhante.
Nas Tabelas 6, 7 e 8 são apresentados os dados obtidos das
concentrações ácidas de alguns compostos, das amostras de jabuticaba, que
foram analisadas, por HPLC. Os valores das concentrações iniciais são
apresentados em grama por 100mL de mosto e depois são indicados os valores
médios obtidos para as microvinificações, em triplicata, em grama por 100mL
de fermentado, provenientes das fermentações das treze linhagens de leveduras
de Saccharomyces.
86
TABELA 6 Valores médios obtidos, por HPLC, das concentrações de alguns
ácidos orgânicos (g.100mL
-1
), presentes na microvinificação da
jabuticaba.
Médias seguidas de mesma letra na linha não diferem entre si (P > 0,05), pelo
teste de Scott-Knott, a 5% de probabilidade, considerando as Tabelas 6, 7 e 8.
*
Valores médios sem diferenças significativas (P > 0,05), pelo teste de Scott-
Knott. Ferm: fermentação.
Tf = tempo final de fermentação (CA 1184= 240h, VR-1= 144h, CA 116= 144h,
CA 1162= 336h, PE-2= 192h, CA 1186= 144h, CA 1183= 192h, BG= 192h,
CA 1187= 144h, SA-1= 168h, IZ 888= 168h, CAT-1= 168h, CA 1185= 144h).
Levedura
Ácido Ferm CA 1184 CA 1162 CA 1183 SA-1
Acético Inicial
0,01 0,01 0,01 0,01
24h
0,009b 0,007c 0,007c 0,01a
Tf
*
0,008 0,007 0,007 0,008
Benzóico
Inicial
1,24 1,24 1,24 1,24
24h
*
1,08 0,94 1,05 1,19
Tf 0,21c 0,86b 0,59c 1,01a
Cítrico
Inicial
1,39 1,39 1,39 1,39
24h
*
1,16 1,25 1,07 1,25
Tf
*
0,92 1,23 1,04 1,18
Málico Inicial
0,09 0,09 0,09 0,09
24h
*
0,07 0,06 0,07 0,07
Tf
*
0,05 0,06 0,04 0,06
Malônico Inicial
0,21 0,21 0,21 0,21
24h 0,10
B
0,17
A
0,20
A
0,18
A
Tf 0,05d 0,15b 0,11c 0,04d
Oxálico Inicial
0,02 0,02 0,02 0,02
24h 0,02
B
0,03
A
0,03
A
0,02
B
Tf 0,03b 0,03b 0,03b 0,03b
Succínico
Inicial
0,92 0,92 0,92 0,92
24h
*
0,82 0,65 0,85 0,72
Tf 0,99b 0,93b 0,94b 0,96b
87
TABELA 7 Valores médios obtidos, por HPLC, das concentrações de alguns
ácidos orgânicos (g.100mL
-1
), presentes na microvinificação da
jabuticaba.
Médias seguidas de mesma letra na linha não diferem entre si (P > 0,05), pelo
teste de Scott-Knott, a 5% de probabilidade, considerando as Tabelas 6, 7 e 8.
*
Valores sem diferenças significativas (P > 0,05), pelo teste de Scott-Knott.
Ferm: fermentação.
Tf = tempo final de fermentação (CA 1184= 240h, VR-1= 144h, CA 116= 144h,
CA 1162= 336h, PE-2= 192h, CA 1186= 144h, CA 1183= 192h, BG= 192h,
CA 1187= 144h, SA-1= 168h, IZ 888= 168h, CAT-1= 168h, CA 1185= 144h).
Levedura
Ácido Ferm.
CAT-1 VR-1 PE-2 BG
Acético Inicial
0,01 0,01 0,01 0,01
24h
0,01a 0,01a 0,01b 0,01b
Tf
*
0,008 0,010 0,009 0,009
Benzóico
Inicial
1,24 1,24 1,24 1,24
24h
*
1,22 1,00 1,20 1,22
Tf 1,10a 0,95a 1,15a 1,10a
Cítrico
Inicial
1,39 1,39 1,39 1,39
24h
*
1,27 1,13 1,21 1,18
Tf
*
1,21 1,12 1,06 1,17
Málico Inicial
0,09 0,09 0,09 0,09
24h
*
0,07 0,06 0,06 0,05
Tf
*
0,05 0,06 0,04 0,05
Malônico Inicial
0,21 0,21 0,21 0,21
24h 0,19
A
0,20
A
0,19
A
0,17
A
Tf 0,04d 0,19a 0,05d 0,05d
Oxálico Inicial
0,02 0,02 0,02 0,02
24h 0,03
A
0,03
A
0,03
A
0,04
A
Tf 0,04a 0,03b 0,04a 0,03b
Succínico
Inicial
0,92 0,92 0,92 0,92
24h
*
0,80 0,70 0,77 0,74
Tf 1,26a 0,89b 1,29a 1,02b
88
TABELA 8 Valores médios obtidos, por HPLC, das concentrações de alguns
ácidos orgânicos (g.100mL
-1
), presentes na microvinificação da
jabuticaba.
Médias seguidas de mesma letra na linha não diferem entre si (P > 0,05), pelo
teste de Scott-Knott, a 5% de probabilidade, considerando as Tabelas 6, 7 e 8.
*
Valores médios sem diferenças significativas (P > 0,05), pelo teste de Scott-
Knott. Fer.: fermentação; I: inicial; Benz.: benzóico; Malon: malônico;Succ.:
succínico.
Tf = tempo final de fermentação (CA 1184= 240h, VR-1= 144h, CA 116= 144h,
CA 1162= 336h, PE-2= 192h, CA 1186= 144h, CA 1183= 192h, BG= 192h,
CA 1187= 144h, SA-1= 168h, IZ 888= 168h, CAT-1= 168h, CA 1185= 144h).
Levedura
Ácido Fer. IZ 888 CA 1185 CA 116 CA 1186 CA 1187
Acético I 0,01 0,01 0,01 0,01 0,01
24h
0,009b 0,008b 0,009
b
0,009
b
0,009
b
Tf
*
0,008 0,008 0,008 0,008 0,008
Benz. I 1,24 1,24 1,24 1,24 1,24
24h
*
1,18 1,23 1,22 1,16 1,20
Tf 1,03a 1,22a 1,09a 1,07a 1,04a
Cítrico
I 1,39 1,39 1,39 1,39 1,39
24h
*
1,15 1,23 1,05 1,21 1,28
Tf
*
1,14 1,18 1,05 1,15 1,17
Málico I 0,09 0,09 0,09 0,09 0,09
24h
*
0,06
0,06
0,07
0,07
0,07
Tf
*
0,05 0,06 0,06 0,05 0,06
Malon. I 0,21 0,21 0,21 0,21 0,21
24h 0,19
A
0,19
A
0,19
A
0,20
A
0,19
A
Tf 0,06d 0,18a 0,16b 0,19a 0,14b
Oxálico I 0,02 0,02 0,02 0,02 0,02
24h 0,03
A
0,03
A
0,02
B
0,02
B
0,02
B
Tf 0,03b 0,03b 0,03b 0,03b 0,02b
Succ.
I 0,92 0,92 0,92 0,92 0,92
24h
*
0,74 0,85 0,62 0,87 0,87
Tf 0,89b 1,12a 1,00b 1,16a 0,95b
89
Pela análise dos valores médios obtidos (Tabelas 6, 7 e 8) pôde-se
observar que o ácido succínico foi encontrado na concentração de 0,92 grama
para 100mL de mosto de jabuticaba. Sua concentração foi aumentada, durante a
fermentação do mosto, por todas as leveduras; as linhagens PE-2, CAT-1, CA
1186 e CA 1185 produziram a maior quantidade desses ácidos. O ácido málico,
que estava 0,09 grama para 100mL do mosto de jabuticaba, apresentou
decréscimo de, aproximadamente, 50%, na sua concentração, durante a
fermentação. O ácido benzóico sofreu decréscimo bem menor, com consumo
variável entre as leveduras analisadas. O ácido malônico foi consumido em
quantidades variadas pelas leveduras, durante a fermentação do mosto.
Os perfis dos ácidos foram idênticos para as linhagens do laboratório e
para as linhagens industriais. Assim, foi possível observar as variações nas
concentrações dos ácidos encontrados em quantidades mais elevadas, durante a
microvinificação da jabuticaba. Esse padrão foi, aproximadamente, idêntico em
todas as linhagens investigadas.
As análises da vinificação da jabuticaba são, praticamente, inéditas e a
dosagem dos componentes voláteis é de difícil execução. Ainda não se
desenvolveu um método adequado para as análises, por GC, do mosto ou do
fermentado da jabuticaba. Para o caju, Garruti et al. (2002) afirmam que já ter
sido desenvolvido um método de análise, por GC. Entretanto, para a jabuticaba,
o mosto analisado apresentou vários compostos de baixíssimas concentrações e,
sobrepostos, impediram suas quantificações.
Os compostos voláteis da microvinificação da jabuticaba, de baixo peso
molecular, são os primeiros a serem eluídos no cromatograma (Figuras 13 e 14).
Dentre esses compostos, está o etanol, composto volátil majoritário, da
microvinificação. A alta concentração do etanol, na vinificação da jabuticaba,
arrastou todos os outros compostos, impedindo suas detecções e dosagens. Na
falta de um método, para quantificar os compostos da vinificação da jabuticaba,
90
ou dosa apenas o etanol ou se trabalha com o perfil de alguns compostos. Para
dosar o etanol, com precisão, deve-se diminuir a amostragem e a sensibilidade
do aparelho, desaparecendo todos os outros compostos (Ferraz, 2006 -
comunicação pessoal).
Amaral (2004) também encontrou esse mesmo problema, na dosagem
do fermentado de jabuticaba, por GC. A autora conseguiu dosar apenas um
composto volátil, sendo identificado como álcool isoamílico.
FIGURA 13 Cromatograma obtido, por GC, de compostos presentes na
microvinificação da jabuticaba, após 24 horas de fermentação.
região dos voláteis
etanol
91
FIGURA 14 Cromatograma obtido, por GC, de compostos presentes na
microvinificação da jabuticaba, após a fermentação.
Os valores obtidos e representados na Tabela 9 mostram as
concentrações do etanol, quantificado por GC, durante a microvinificação da
jabuticaba.
A concentração (%) mais elevada do etanol, nas primeiras 24 horas de
fermentação, foi conseguida pela linhagem CA 1185 (2,86%, v/v). A produção
final mais elevada do álcool foi realizada pela linhagem de Saccharomyces
CA 1162, a qual foi de 10,07% (v/v) e a menos elevada foi da microvinificação
por CA 1186, a qual foi de 7,68% (v/v).
etanol
92
TABELA 9 Concentração do etanol, obtida por GC, em % (v/v), produzido
pelas treze Saccharomyces, durante a microvinificação da
jabuticaba.
*Tf = tempo final de fermentação (CA 1184= 240h, VR-1= 144h,
CA 116= 144h, CA 1162= 336h, PE-2= 192h, CA 1186= 144h, CA 1183= 192h,
BG= 192h, CA 1187= 144h, SA-1= 168h, IZ 888= 168h, CAT-1= 168h,
CA 1185= 144h).
As duas linhagens com melhores desempenhos, nas análises de
estresses, não mantiveram a mesma performance, durante a microvinificação da
jabuticaba. A linhagem CA 1186 não foi resistente à concentração de KCl 1,0M
e produziu a menor concentração de álcool durante a fermentação. Essa
linhagem, não é viável, portanto, para a produção do fermentado de jabuticaba.
Entretanto, a linhagem CA 1162 mostrou-se resistente aos vários estresses e foi
a levedura que mais produziu álcool. Sua baixa resistência ao etanol, a 12%, não
afetou sua performance, pois, sua produção alcoólica ficou em torno de 10%. O
maior tempo gasto para finalizar a fermentação, não está em desacordo com os
procedimentos realizados, atualmente, para a produção do fermentado de
Tempo de fermentação
Linhagem
24 h Tf*
CA 1183 0,68 8,90
CA 116 0,98 8,05
CA 1162 0,19 10,07
CA 1184 0,72 8,57
CA 1185 2,86 7,84
CA 1186 2,74 7,68
CA 1187 1,48 8,10
SA-1 2,13 8,72
CAT-1 2,36 9,21
VR-1 2,41 8,61
PE-2 1,44 7,85
BG 1,40 8,26
IZ 888 2,42 8,35
93
jabuticaba. Os dados obtidos dessas análises indicaram a linhagem CA 1162
como a levedura própria para a vinificação em maior escala, acompanhada,
certamente, de testes do aroma da bebida fermentada de jabuticaba (Myrciaria
jaboticaba).
94
6 CONCLUSÕES
Todas as linhagens de leveduras Saccharomyces analisadas foram
capazes de fermentar o mosto de jabuticaba, finalizando a microvinificação com
estabilidade do ºBrix.
Nas primeiras 48 horas, houve fermentação tumultuosa, com bastante
produção de gás e com rápido consumo de açúcar do mosto e, na segunda fase,
entre 48 e 336 horas, dependendo da linhagem, houve menor atividade dos
microrganismos.
Os açúcares frutose e glicose foram consumidos por todas as leveduras,
durante a microvinificação da jabuticaba.
As concentrações dos ácidos cítrico, benzóico, málico e malônico
decresceram com a microvinificação e a concentração do ácido succínico
cresceu.
O composto volátil majoritário, verificado nas análises dos voláteis da
microvinificação da jabuticaba, por GC, foi o etanol, cuja concentração mais
elevada foi de 10,07% (v/v), obtida pela linhagem CA 1162.
A linhagem de Saccharomyces com melhor performance na vinificação
da jabuticaba foi a CA 1162.
95
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